Guía de Laboratório de Bioquímica

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Guías de laboratorio de bioquímica 
para la carrera de química
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Guías de laboratorio de bioquímica 
para la carrera de química
Elizabeth López Rico y Cecilia Anzola Velasco
Profesoras asociadas 
Departamento de Química, Facultad de Ciencias
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© Universidad Nacional de Colombia
 Facultad de Ciencias
 Departamento de Química
© Elizabeth López Rico
© Cecilia Anzola Velasco
Primera edición, 2005. ISBN 978-958-761-501-0
Segunda edición, 2013. ISBN 978-958-761-556-2
rector
Ignacio Mantilla Prada
decano facultad de ciencias
Jesús Sigifredo Valencia
vicedecano de investigación y extensión
Jaime Aguirre Ceballos
vicedecano académico
Giovanny Garavito
director departamento de química
Mauricio Maldonado
edición
Magdalena Arango
Coordinación de Publicaciones
diseño y armada
Diego Villate González
portada
Andrea Kratzer Moreno
Impreso en Bogotá D. C., Colombia
Derechos reservados. Prohibida la reproducción total o parcial por 
cualquier medio sin la autorización explícita del titular de los derechos 
patrimoniales.
Catalogación en la publicación Universidad Nacional de Colombia
 
 López Rico, María Elizabeth, 1948-
 Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química / Elizabeth López 
 Rico y Cecilia Anzola Velasco. -- Bogotá : Universidad Nacional de Colombia. 
 Facultad de Ciencias. Departamento de Química, 2013
 196 páginas : ilustraciones – (Notas de clase)
 Incluye referencias bibliográficas
 ISBN : 978-958-761-556-2
1. Bioquímica 2. Bioquímica - Manuales de laboratorio 3. Bioquímica - Experimentos 
4. Enzimas - Análisis 5. Lípidos 6. Hidratos de carbono 7. Biomoleculas
 I. Anzola Velasco, Cecilia, 1947- II. Título
 CDD-21 572.078 / 2013
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presentación de la seGunda edición
La segunda edición de las GUIAS DE LABORATORIO DE BIOQUÍ-
MICA PARA LA CARRERA DE QUIMICA surge de la necesidad de 
mejorar, corregir y actualizar el texto, así como del beneficio del año sabá-
tico concedido a la profesora Cecilia Anzola V.
Algunos de los cambios son el resultado de la experiencia en el laboratorio 
y de las sugerencias de estudiantes y profesores que han usado las guías de 
laboratorio.
El propósito de la segunda edición es el mismo que el de la primera, ofrecer 
a los estudiantes de Química una selección de técnicas y experimentos para 
que aborden el aprendizaje de la Bioquímica experimental y el trabajo con 
muestras y moléculas biológicas.
En esta edición se unificó la presentación de cada capítulo de la siguiente 
manera:
Objetivos - en cada experimento se incluyen los objetivos de carácter gene-
ral y específicos que se deben obtener, así como las destrezas y habilidades 
en la experimentación bioquímica que el estudiante debe lograr.
Fundamento teórico - se incluye solamente un resumen de los conceptos 
más importantes, con el fin de limitar el texto solo a lo necesario, para que 
la práctica sea desarrollada adecuadamente. Si el estudiante lo desea podrá 
profundizar o ampliar en un texto de bioquímica.
Procedimiento - esta sección comprende un procedimiento detallado para 
cada una de las actividades a realizar y se acompaña, cuando es pertinente, 
de un diagrama o esquema que permite visualizar la práctica en su con-
junto.
La mayor parte de las prácticas se rediseñaron para disminuir el consumo 
de reactivos, sin que esto signifique pérdida de la calidad de los resultados.
Cálculos y expresión de resultados - en esta sección se le indica al estudiante 
la forma en que debe procesar, presentar y analizar los datos y las gráficas 
que debe elaborar a partir de los datos obtenidos en el experimento.
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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Se hace énfasis en la necesidad de comparar los resultados con los valores 
establecidos en la literatura para moléculas, muestras o fluidos biológicos.
Cuestionario - al final de cada experimento se incluye una serie de pregun-
tas que tienen que ver con el desarrollo de la práctica y otras que pretenden 
ampliar el contexto y aplicación , derivados de los conceptos en los que se 
basa el experimento.
Referencias Bibliográficas - cada experimento termina con una lista de refe-
rencias que amplían el fundamento teórico y/o las técnicas experimentales 
relacionadas. En esta edición se incluyen además algunas direcciones elec-
trónicas pertinentes.
Materiales y reactivos - se presenta una lista completa de los materiales, 
equipos y reactivos necesarios para el desarrollo de cada experimento. Adi-
cionalmente se incluye la preparación de algunos reactivos, con las indica-
ciones sobre las cantidades a preparar y detalles útiles para que el reactivo 
quede bien preparado.
Informe - constituye una guía útil para la presentación del informe, asig-
nando espacios a cada ítem y a cada dato que debe ser consignado. También 
se presenta un modelo para el diseño de las tablas de datos y de resultados.
Es importante destacar que en el informe de laboratorio debe tener mayor 
peso lo atinente al desarrollo de la práctica, el análisis de datos y conclu-
siones y menor énfasis en los aspectos teóricos y que no se deben repetir los 
detalles del procedimiento.
Desde la publicación de la primera edición se realizaron cambios importan-
tes en la estructura curricular de la carrera de Química, con la inclusión 
de un curso de Biología, la incorporación de un Laboratorio Avanzado de 
Bioquímica y las asignaturas optativas: Microbiología, Biología Molecular y 
Bioquímica Analítica. De esta manera los estudiantes llegan al laboratorio de 
bioquímica con conocimientos amplios sobre los seres vivos, aprendidos en 
el curso de biología. Por otra parte, el laboratorio avanzado y las asignaturas 
optativas constituyen un nuevo horizonte para profundizar y avanzar en el 
campo de la Bioquímica, durante su formación profesional en Química.
La Maestría en Bioquímica y el recientemente creado programa de Docto-
rado, ofrecen también a quienes les interese este campo, la ruta y oportu-
nidad para continuar los estudios superiores en la Universidad Nacional. 
Para un país como Colombia, pleno de recursos naturales pero con serios 
problemas en la salud, alimentación, medio ambiente, etc, el conocimiento 
y aprovechamiento racional de esos recursos están a la espera de una masa 
crítica de profesionales e investigadores que contribuyan al desarrollo cien-
tífico y material, en beneficio de los colombianos. 
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Presentación de la segunda edición
En los años recientes, con la vinculación al área de Bioquímica de nuevos 
profesores con doctorado, se han reforzado algunos de los campos de in-
vestigación tradicionales del área y se han abierto otras temáticas. A conti-
nuación se presenta el nombre de los docentes, el año de su vinculación y 
el campo de trabajo: 
Marta Lucía Serrano (2010) – aspectos bioquímicos del cáncer; Harold 
Ardila (2008) - interacción hospedero-patógeno; Pedro Britto (2006) – mi-
crobiología ambiental; Edgar Reyes (2006) - proteínas y bioinformática; 
Maria Helena Ramírez (2005) – Biología molecular y proteínas recombi-
nantes; ; Carlos Yesid Soto (2005) – microbiología y biología molecular; 
Nohora Vega (2005) – bioquímica de proteínas; Adriana Umaña (2004) – 
hormonas; Claudia Rubiano (2003) – biología molecular y bioinformática.
Finalmente debemos registrar con tristeza que, en su dinámica la vida nos 
recordó que somos seres pasajeros y nos privó de la amistad, talento, creati-
vidad, experiencia y aportes de los profesores Gerardo Pérez Gómez y Luis 
Osses Bassaure, quienes fallecieron en los años 2010 y 2011 respectivamen-
te, en el ejercicio pleno de su actividad docentee investigativa y después 
de liderar durante muchos años el trabajo en proteínas y membranas y 
contribuir a la consolidación y progreso del área de Bioquímica en el De-
partamento de Química.
Agradecimientos 
Deseamos expresar nuestra gratitud a los profesores Sixta Tulia Martínez 
P. y Carlos Yesid Soto O. por sus sugerencias y revisión detallada del conte-
nido de la segunda edición. De igual manera, nuestro reconocimiento para 
todos los estudiantes de posgrado que, en calidad de Asistentes Docentes, 
han colaborado a lo largo de estos años en el Laboratorio de Bioquímica.
También agradecemos a la Universidad Nacional de Colombia por brin-
darnos el apoyo y el tiempo para ejercer nuestra actividad docente y desa-
rrollar nuestros intereses en investigación.
Elizabeth López Rico, Cecilia Anzola Velasco
Bogotá, agosto de 2013
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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presentación de la primera edición
La Bioquímica se ocupa de estudiar y explicar el funcionamiento de los 
seres vivos y los procesos biológicos desde el punto de vista de la Química.
En sus inicios la Bioquímica se desprendió de la Química orgánica y como 
ciencia independiente ha logrado un desarrollo muy notable, tanto en el 
conocimiento teórico como en los métodos propios para la investigación.
Su relación con la química orgánica se entiende en el hecho de que las 
biomoléculas son moléculas orgánicas; los carbohidratos, los lípidos, las 
proteínas, los ácidos nucleicos y las vitaminas son los constituyentes mas 
importantes desde el punto de vista cuantitativo y funcional de las células y 
los seres vivos. De hecho un químico orgánico y premio nobel, el doctor Li-
nus Pauling hizo contribuciones valiosas en relación con la estructura de las 
proteínas. Un biólogo y un físico, mundialmente conocidos como Watson 
y Crick (James y Francis) sorprendieron en 1953 al mundo científico con 
su estructura del DNA, sobre la cual se basan nuevas disciplinas como la 
biología molecular, la ingeniería genética y las biotecnologías modernas. 
Así, la bioquímica guarda relación con otras ciencias como la fisiología, la 
nutrición, la biología celular y molecular, la genética, la patología y otras 
que se retroalimentan y refuerzan entre sí.
En el departamento de Química de la Universidad Nacional de Colombia, 
la bioquímica se inició con el aporte y trabajo de Frans Y Noella Awauters, 
doctores de la Universidad Católica de Lovaina quienes vinieron a comien-
zos de los años sesenta a desarrollar investigación sobre β-lactoglobulina 
y Hemocianina de caracoles (Limulus polifemus). Los doctores Awauters 
permanecieron en la Universidad Nacional dos años, lo cual sirvió para 
establecer relaciones académicas con el ministerio de cultura belga y con la 
Universidad de Lovaina y para sembrar las primeras semillas y despertar el 
interés de dos químicos jóvenes que viajaron a adelantar su doctorado en 
Bélgica: los profesores Virginia Montes de Gómez y Gerardo Pérez.
De otra parte, la misión de Nebraska que vino a la Universidad Nacional 
a final de la década de los sesenta, puso en contacto a los doctores Don H 
Bushman y Jeannette de Cárdenas con estudiantes de la carrera de quími-
ca, quienes recibieron sus enseñanzas y adelantaron algunos trabajos de 
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IntroduccIón
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grado bajo su orientación. A partir de 1987 la vinculación y apoyo del Se-
minario Internacional de la Universidad de Uppsala, Suecia, ha sido crucial 
para el desarrollo de las investigaciones en hormonas y para la capacitación 
de algunos docentes del área.
Inicialmente los cursos de bioquímica se ofrecieron como electivas y a 
partir de 1968 se incorporaron al plan de estudios de la carrera de química 
dos asignaturas teóricas (bioquímica I y II) y un curso de laboratorio.
A los doctores Bushman y Cárdenas se unió el profesor Arturo Gil, quími-
co farmacéutico de la Universidad Nacional, quien obtuvo su doctorado en 
la Universidad de Gainesville (EEUU). Ellos tuvieron a su cargo la docen-
cia de bioquímica para la carrera de química.
Desde sus inicios los profesores del área de bioquímica se interesaron por 
su capacitación de posgrado: esto permitió que en los pasados 35 años se 
consolidara un grupo dinámico, que ha mantenido una participación acti-
va en la docencia y en la generación y avance del conocimiento bioquímico. 
El progreso y el trabajo del grupo puede reconocerse en las numerosas pu-
blicaciones, y en las tesis y trabajos de grado realizados por estudiantes de 
diversas carreras (química, farmacia, biología, ingeniería química, agrono-
mía, veterinaria y odontología) y de los programas de maestría y doctorado, 
bajo la orientación de los profesores del área.
La investigación en bioquímica, en el Departamento de Química, cubre te-
mas diversos como proteínas, hormonas, interacción hospedero-patógeno, 
biofísica de membranas, enfermedades parasitarias del trópico, tecnología 
de enzimas, alimentos funcionales y fijación biológica de nitrógeno. El gru-
po ha mantenido vínculos con instituciones oficiales y privadas del país ta-
les como Instituto Nacional de Salud, Instituto Colombiano Agropecuario, 
Corpoica, Instituto de Inmunología, Cenicafé, y el Centro Internacional 
de Física, entre otros.
Actualmente, el área es responsable por la docencia en bioquímica para las 
carreras de química, farmacia, biología, zootecnia, medicina veterinaria, 
agronomía, odontología, enfermería y terapia física. También los profesores 
de bioquímica colaboran con los programas de posgrado en ciencia y tecno-
logía de alimentos y en agronomía.
El presente libro, Guía de Laboratorio de bioquímica para la Carrera de 
Química, recoge la experiencia y contribuciones de muchos de los profeso-
res del área. Algunas de las practicas de laboratorio son producto directo 
de las investigaciones en proteínas y de los trabajos de grado; otras se han 
desarrollado a partir de la literatura científica.
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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Este texto presenta de manera organizada una selección de prácticas que 
ilustran los métodos y las técnicas de laboratorio que se emplean en la 
experimentación bioquímica. Las prácticas se han mejorado, organizado y 
adaptado a sesiones de siete horas en el séptimo semestre de la carrera de 
química de la Universidad Nacional. Están diseñadas de tal manera que 
su ejecución le de al estudiante las bases y las habilidades para trabajar, 
purificar y de terminar las actividades biológicas de algunas biomoléculas, 
además las practicas le dan al estudiante la oportunidad de hacer un ejer-
cicio integrador con otras asignaturas como la analítica, la orgánica y la 
fisicoquímica. Así, la bioquímica representa para un químico la posibilidad 
de hacer aportes desde la química en numerosos campos de aplicación e 
investigación, como en estudios del medio ambiente, agrícolas, nutrición, 
medicina, alimentos, biotecnología etc.
Sea esta la oportunidad para rendir un homenaje y reconocimiento al tra-
bajo y dedicación a los profesores de bioquímica que ya no nos acompañan: 
Virginia Montes de Gómez y Evelio Paredes. A quienes se retiraron en 
busca de nuevos horizontes: Guillermo Ramírez y Fernando Acevedo. A 
los pioneros: Arturo Gil, Gerardo Pérez, Norma de Sambuccetti, Myriam 
Sánchez de Gómez, Moisés Wasserman, Ana Silvia Bermúdez, Martha Lu-
cía Pabón y María Inés Silva. A quienes se vincularon un poco más tarde, 
Stella de Rodríguez, Yolanda Navarro, Sixta Tulia Martínez, Guillermo 
Sanabria, Luis Osses, Laura Ortiz y Humberto Zamora. A la profesora 
Patricia Restrepo por su acercamiento y trabajo en bioquímica a pesar de 
pertenecer formalmente a otra área, y finalmente a nuestra profesora mas 
joven Claudia Rubiano.
Gracias a los profesores que tuvieron la paciencia de revisar los manuscritos 
y a todos los estudiantes que son la razón de ser de nuestro trabajodocente.
Elizabeth López Rico, Cecilia Anzola Velasco 
Bogotá, junio 28 de 2004
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contenido
recomendaciones generales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15
Seguridad en el laboratorio de Bioquímica 15
1. Elementos de seguridad personal. . . . . . . . . . . . . . . . 15
2. Preparación y manejo de reactivos . . . . . . . . . . . . . . . 15
3. Manipulación de muestras biológicas . . . . . . . . . . . . . 16
4. Manejo de instrumentos y equipos de laboratorio . . . . . . . 16
5. Disposición responsable de desechos y residuos . . . . . . . . 16
Aprovechamiento del trabajo en el laboratorio 17
Práctica n° 1 
extracción e hidrólisis del almidón . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19
Objetivos 19
Fundamento teórico 19
Hidrólisis enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21
Hidrólisis ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 22
Análisis cromatográfico de carbohidratos . . . . . . . . . . . . . 23
Método de Kjeldahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 23
Procedimiento experimental 25
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25
Cálculos y resultados 29
Cuestionario 30
Referencias bibliográficas 30
Materiales y reactivos 32
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 32
Informe 34
Práctica n° 2 
aminoácidos: curvas de titulación y seParación Por intercambio iónico 39
Objetivos 39
Fundamento teórico 39
Cromatografía de intercambio iónico. . . . . . . . . . . . . . . 40
Propiedades generales de las resinas de intercambio iónico . . . . 43
Procedimiento experimental 44
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 44
Cálculos y resultados 45
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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Cuestionario 46
Referencias bibliográficas 46
Materiales y reactivos 47
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 47
Informe 49
Práctica n° 3 
extracción de dna y estudio de algunas ProPiedades . . . . . . . . . . 55
Objetivos 55
Fundamento teórico 55
Propiedades del DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57
Aislamiento del DNA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 58
Procedimiento experimental 59
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 59
Cálculos y resultados 62
Cuestionario 63
Referencias bibliográficas 63
Materiales y reactivos 64
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Informe 65
Práctica n° 4 
estudio cinético de las fosfatasas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
Objetivos 69
Fundamento teórico 69
Generalidades . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
Actividad enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 73
a . fosfatasa alcalina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
Procedimiento experimental 77
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
Cálculos y resultados 83
Cuestionario 85
Referencias bibliográficas 85
Materiales y reactivos 86
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 86
Informe 88
b . fosfatasa ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95
Procedimiento experimental 95
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 95
Cálculos y resultados 101
Cuestionario 102
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IntroduccIón
13
Referencias bibliográficas 103
Materiales y reactivos 104
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Informe 106
Práctica n° 5 
inhibidores de triPsina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .113
Objetivos 113
Fundamento teórico 113
Tripsina. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 114
Procedimiento experimental 115
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 115
Cálculos y resultados 118
Pruebas de inhibición. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118
Estudio cinético de la tripsina . . . . . . . . . . . . . . . . . . 118
Efecto del calentamiento sobre la actividad 
de los inhibidores de tripsina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 119
Cuestionario 119
Referencias bibliográficas 119
Materiales y reactivos 120
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 120
Reactivos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 121
Informe 123
Práctica n° 6 
extracción y caracterización de líPidos Presentes en la yema de huevo .129
Objetivos 129
Fundamento teórico 129
Procedimiento experimental 132
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 134
Cálculos y resultados 137
Cuestionario 137
Referencias bibliográficas 138
Materiales y reactivos 139
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 139
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 139
Informe 141
Práctica n° 7 
técnicas de análisis de Proteínas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .147
Objetivos 147
Fundamento teórico 147
Método de Biuret. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 148
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
14
Método de Kjeldahl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 149
Método de absorción en el UV . . . . . . . . . . . . . . . . . . 150
Método de Bradford . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 151
Procedimiento experimental 152
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 152
Cálculos y resultados 157
Cuestionario 158
Referencias bibliográficas 159
Materiales y reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 160
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 160
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 160
Informe 162
Práctica n° 8 
Purificación de Proteínas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .171
Objetivos 171
Fundamento teórico 171
Separación de las proteínas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 172
Cromatografía de afinidad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 177
Electroforesis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 178
Determinación de proteínas por absorción en el ultravioleta . . . 180
Procedimiento experimental 181
Experimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 181
Cálculos y resultados 185
Cuestionario 186
Referencias bibliográficas 186
Materiales y reactivos 187
Materiales . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 187
Reactivos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 188
Informe 191
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15
recomendaciones Generales 
Seguridad en el laboratorio de Bioquímica 
A continuación se presentan algunas normas básicas que el alumno debe 
conocer y acatar para su seguridad y la de los demás dentro del laboratorio, 
a fin de que tome conciencia de que, con las precauciones debidas, el primer 
beneficiado será él mismo al disminuir considerablemente la posibilidad de 
sufrir y ocasionar accidentes.
1. Elementos de seguridad personal
Para asistir al laboratorio los estudiantes deben utilizar: blusa blanca de la-
boratorio para proteger la ropa; guantes y gafas de seguridad para proteger 
las manos y los ojos durante la realización del experimento, y pera de cau-
cho o pipeteador de cremallera para el manejo de líquidos. Se recomienda 
disponer de una toalla de tela y papel absorbente para limpiar derrames de 
reactivos y soluciones y, en otros casos, para manipular el material de vidrio 
que esté caliente. Está terminantemente prohibido pipetear con la boca: se 
debe usar la pera de caucho o el pipeteador de cremallera.
En el laboratorio no está permitido fumar o consumir alimentos y bebidas 
ni utilizar dispositivos electrónicos (radios, i-pods, celulares) que pueden 
distraer al estudiante, para así evitar al máximo la ocurrencia de acciden-
tes. Se aconseja no usar corbata ni bufandas en el laboratorio y recogerse 
el pelo, si se lleva largo, por ser elementos muy susceptibles de enredarse y 
ocasionar accidentes.
2. Preparación y manejo de reactivos
Muchas de las sustancias químicas que se emplean en el laboratorio tienen 
características indeseables, como corrosividad, toxicidad, inflamabilidad, 
por lo que se deben manejar con cuidado, evitando el contacto con la piel 
y su ingestión accidental por el mal uso de pipetas, así como el uso de me-
cheros y llamas. Es necesario prestar especial atención durante el manejo 
de: ácidos, como clorhídrico, acético, sulfúrico; bases, como hidróxido de 
sodio o de potasio; solventes orgánicos, como cloroformo, éter, acetona, 
y monómeros, como la acrilamida y la bis-acrilamida usadas para la elec-
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
16
troforesis. Es conveniente que estos reactivos se manipulen en cabina de 
seguridad. 
En cada práctica se incluye el procedimiento para la preparación de reacti-
vos y se indican las cantidades a preparar y las formas de almacenamiento, 
para evitar contaminación y desperdicio de reactivos. Es imperativo rotular 
de manera clara y precisa cada una de las soluciones preparadas, para que 
no haya confusiones y pérdidas de reactivos.
3. Manipulación de muestras biológicas
El empleo de muestras biológicas en la experimentación bioquímica im-
pone cuidados adicionales que tienen que ver con lo que se llama genéri-
camente bioseguridad, que en palabras simples significa evitar el contagio 
de enfermedades por el uso o disposición de muestras tales como sangre, 
saliva, órganos y tejidos biológicos. Una precaución básica es la utilización 
de guantes durante su manipulación. Los residuos que se generen de esta 
manipulación se deben colocar en dispositivos adecuados para que poste-
riormente sean recogidos por los transportadores de desechos biológicos. 
Por otra parte, la naturaleza de las muestras biológicas las hace propensas 
a sufrir cambios por acción de enzimas y/o contaminación por microorga-
nismos, lo que se minimiza procesándolas rápidamente en el laboratorio y, 
de ser necesario, almacenándolas por tiempos cortos, bien sea refrigeradas 
o congeladas o bajo atmósferas inertes. 
4. Manejo de instrumentos y equipos de laboratorio
En los laboratorios de docencia e investigación en bioquímica hay una se-
rie de equipos básicos, como micropipetas, balanzas, pHmetros, centrífu-
gas, planchas de calentamiento, termostatos, estufas, espectrofotómetros, 
agitadores magnéticos y mecánicos, que se deben utilizar con las debidas 
precauciones y siguiendo las instrucciones de uso dadas por el manual del 
instrumento opor el profesor. En el laboratorio también se encuentran pi-
petas y material de vidrio que deben manejarse cuidadosamente para evitar 
que se rompan y causen heridas.
5. Disposición responsable de desechos y residuos
Los desechos o residuos que se generen durante el experimento se deben 
disponer de manera segura para el experimentador y para el medio am-
biente, de acuerdo con las normas que para ello ha establecido la Univer-
sidad Nacional de Colombia, a través de la oficina de Gestión ambiental 
(tel. 3165000 ext. 18550). La clasificación adoptada para facilitar el traslado 
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Recomendaciones generales
interno de residuos químicos desde las unidades generadoras hacia el alma-
cenamiento temporal es:
Tipo 1: residuos acuosos sin metales pesados
Tipo 2: residuos orgánicos que no contienen halógenos ni nitrógeno
Tipo 3: residuos orgánicos que contienen halógenos y nitrógeno
Tipo 4: residuos con características especiales: producción en grandes 
volúmenes (más de 100 L), posibilidad de reciclaje, alta toxicidad
Tipo 5: residuos acuosos con metales pesados.
Con este propósito en el laboratorio se encuentran recipientes para la dis-
posición de residuos líquidos, clasificados de acuerdo al tipo de residuo y 
al tratamiento posterior requerido. Las soluciones ácidas o básicas se deben 
neutralizar antes de verterlas en el frasco para su disposición final. Los 
residuos sólidos se deben recoger en su totalidad y depositar en las canecas 
del laboratorio.
Aprovechamiento del trabajo 
en el laboratorio
Para lograr el máximo provecho del laboratorio, en términos de aprendi-
zaje, es indispensable la lectura previa del capítulo correspondiente a la 
práctica que se va a realizar. Con esto se asegura que haya claridad en los 
objetivos y un uso racional del tiempo y de los materiales y las muestras. 
Las actividades se han planificado cuidadosamente, se explican con detalle 
y se deben realizar de acuerdo con la guía y en el orden recomendado. 
El estudiante debe tener un cuaderno de laboratorio para registrar los datos 
y las observaciones que se vayan obteniendo en el curso del experimento; 
estos datos serán la base para la elaboración del informe del laboratorio y 
por tanto el cuidado y la precisión en el registro de los datos es clave para 
evitar confusión y errores. Como norma, al final de la práctica el estudiante 
debe dejar copia de los datos a los profesores. 
Durante el desarrollo del experimento se debe mantener el orden en el sitio 
de trabajo, limpiando de inmediato cualquier derrame y retirando el mate-
rial que ya se haya utilizado.
Todo el trabajo realizado en el laboratorio se resume en un informe, en 
el que el estudiante contrasta si se cumplieron los objetivos, procesa los 
datos, elabora las gráficas y analiza y discute el procedimiento seguido y 
los resultados logrados. Se espera además que el estudiante elabore en él las 
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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conclusiones derivadas del experimento. Adicionalmente, y con el fin de 
ampliar, aplicar y consolidar los conocimientos, en cada práctica se incluye 
un cuestionario que debe ser respondido y anexado al informe. El formato 
que se incluye al final de cada práctica es una guía para facilitar la presen-
tación del informe.
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Objetivos
Extraer almidón de una muestra vegetal y comparar los resultados de su 
hidrólisis ácida y enzimática. 
La práctica comprende las siguientes actividades:
•	 Extracción del almidón de harina de trigo
•	 Hidrólisis del almidón con HCl y a-amilasa salival
•	 Determinación del grado de hidrólisis, a través del análisis colorimétri-
co de la glucosa liberada
•	 Caracterización de los productos de hidrólisis por cromatografía en 
sílica gel
•	 Determinación del contenido de gluten por el método de micro- 
Kjeldahl.
Fundamento teórico
El almidón es un homopolisacárido de reserva producido por las plantas. 
Mientras que las plantas verdes producen almidón como producto final 
de la fotosíntesis, los cereales (trigo, arroz, maíz, sorgo) se destacan por 
un alto contenido de almidón en sus semillas. Estos cereales, junto con 
otros cultivos como papa, yuca, en los que el almidón se almacena en un 
tubérculo, proporcionan la mayor parte de las calorías que la humanidad 
consume.
A diferencia de la celulosa, los almidones no son moléculas simples sino 
mezclas de dos polisacáridos estructuralmente diferentes: la amilosa y la 
amilopectina.
La amilosa es un polímero lineal cuyos residuos de glucosa están unidos 
mediante enlaces a-1,4; poseen un extremo no reductor y otro reductor y 
su peso molecular varía entre algunos miles y 150.000 Da. La amilosa da 
una coloración azul en presencia de yodo (prueba de Lugol), por la capa-
cidad del yoduro para ocupar una posición en el interior de una espiral de 
unidades de glucosa, formada cuando la amilosa se suspende en agua.
práctica n° 1 
extracción e hidrólisis del almidón
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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La amilopectina es una molécula ramificada que, además de los enlaces 
glicosídicos a-1,4, presenta enlaces a-1,6. Su peso molecular varía amplia-
mente y puede ser de 500.000 Da o más. La amilopectina da un color 
púrpura o rojo en presencia del yodo.
El almidón puede hidrolizarse por acción de amilasas (producidas en plan-
tas, bacterias y animales) o por ácidos inorgánicos.
Los almidones naturales pueden separarse en dos fracciones al hervir el 
almidón en butanol acuoso y dejar enfriar la suspensión. La porción preci-
pitada se denomina amilosa, o fracción de almidón insoluble. La porción 
suspendida se llama amilopectina, o fracción de almidón soluble.
El almidón soluble se obtiene también tratando previamente el almidón 
con HCl diluido y frío. La solución de almidón soluble tiene un escaso 
poder reductor frente al reactivo de Fehling y da color azul intenso con 
el reactivo de Lugol. El calentamiento con solución de KOH 5% da color 
amarillo fuerte, mientras que el almidón ordinario no produce color y las 
dextrinas dan un color marrón.
Las dextrinas de buena calidad se pueden preparar por calentamiento del 
almidón, previamente embebido en una pequeña cantidad de HNO3 di-
luido y luego secado a 110-115 °C. El producto se conoce como dextrina 
blanca y puede contener 15% de almidón soluble; el resto se compone en 
gran parte de eritrodextrina. Las dextrinas amarillas, obtenidas por ca-
lentamiento del almidón a 150-250 °C sin adición previa de ácido, están 
hidrolizadas de forma más completa y, a diferencia de la variedad blanca, 
contienen cantidades apreciables de maltosa, sustancia que puede detectar-
se y determinarse con la prueba de Fehling.
El almidón se obtiene en especial de cereales, como maíz, trigo, arroz, sor-
go, y de tubérculos, como batata, yuca, papa, a través de procesos que invo-
lucran la separación de la fibra y la proteína. El almidón no modificado, o 
almidón nativo, se comercializa en seco y se elabora en diferentes calidades 
para consumo humano e industrial. 
Los almidones modificados, a los que se les ha alterado una o varias pro-
piedades químicas, pueden obtenerse mediante distintos procesos, como 
gelatinización, fluidización por ácidos, eterificación, esterificación, enlaces 
cruzados y oxidación. Estos almidones modificados presentan más propie-
dades funcionales que los nativos, por lo que en general tienen más usos 
en la industria, como agentes estabilizadores, emulsionantes, humectantes, 
espesantes, etc., en productos con distintos pH, sales, sólidos, lípidos. Es 
decir, que se cuenta con un almidón modificado para cada necesidad. 
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Los almidones, bien sean nativos o modificados, se utilizan ampliamente en 
la industria de alimentos: por ejemplo,la harina de trigo que se obtiene por 
molienda del trigo se emplea para elaborar productos de panificación o para 
obtener sémola y semolina, materias primas en la elaboración de pastas ali-
menticias. La harina de trigo contiene un elevado porcentaje de carbohidra-
tos (75,1%), proteínas (10,4%) y un bajo porcentaje de grasa (0,5%). Además 
tiene minerales, como calcio, fósforo, hierro, y trazas de algunas vitaminas, 
como niacina, riboflavina y tiamina. La producción de almidón de trigo es 
importante en Australia y en la Comunidad Económica Europea.
Las proteínas del trigo se clasifican como: proteínas solubles, que compren-
den las albúminas y las globulinas (6-12% y 5-12% del total de proteínas, 
respectivamente), solubles en agua y en sales diluidas, y las proteínas de 
gluten insolubles, conformadas por gliadinas y gluteninas. Estas proteínas 
son más abundantes que las solubles y muy importantes por su capacidad 
para formar el gluten, que es el complejo elástico y cohesivo que se crea 
cuando la harina de trigo se mezcla con agua y se amasa.
Las ventajas del almidón de trigo para la panificación, si se comparan con 
las del de arroz, maíz y papa, se atribuyen a varios factores, entre ellos el área 
y las características de la superficie del gránulo, que contribuyen durante el 
amasado a la formación de un enlace fuerte con las proteínas del gluten. Las 
propiedades de gelatinización, determinadas por factores como el tamaño 
molecular de la amilosa y de la amilopectina y las proporciones relativas de 
estos dos componentes, también influyen en la calidad de la harina de trigo.
Hidrólisis enzimática
La a-amilasa, presente en el tracto digestivo de los animales (en la saliva y 
el jugo pancreático), hidroliza la cadena lineal de la amilosa atacando los 
enlaces a-1,4 al azar a lo largo de la cadena, produciendo una mezcla de 
maltosa y glucosa. La ß-amilasa, una enzima de origen vegetal presente en 
la malta de cebada, rompe en forma ordenada la cadena, comenzando por 
el extremo no reductor de la amilosa, para producir unidades de maltosa.
La amilopectina también es atacada por estas enzimas, pero los enlaces gli-
cosídicos a-1,4 próximos al punto de ramificación de la amilopectina y el 
mismo enlace a-1,6 no se hidrolizan. Una enzima desramificante individual, 
la a-1,6-glucosidasa, hidroliza el enlace en el punto de ramificación. En con-
secuencia, por la acción combinada de la a-amilasa y la a-1,6-glucosidasa 
se hidroliza la amilopectina hasta obtener una mezcla de glucosa y maltosa.
En las células animales el glucógeno es un polisacárido de reserva, que se acu-
mula en las células hepáticas y musculares. Estructuralmente el glucógeno es 
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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una molécula de poliglucosa ramificada similar a la amilopectina del almidón, 
pero con mayor número de ramificaciones, ya que posee puntos de ramifica-
ción cada 8-10 unidades de glucosa. Esta molécula es degradada dentro de la 
célula por acción de la glucógeno fosforilasa y también puede ser hidrolizada 
por las a- y ß-amilasas, para formar glucosa, maltosa y dextrina límite.
El hombre puede digerir el almidón, a diferencia de la celulosa, por la pre-
sencia de a-amilasa salival y pancreática en las secreciones digestivas. Por 
acción combinada con otras enzimas digestivas, tales como maltasa y enzi-
mas desramificantes, el almidón se degrada por completo a D-glucosa, que 
se absorbe y metaboliza.
En años recientes, uno de los usos del almidón con mayor crecimiento es la 
producción de jarabe de fructosa a partir del almidón nativo, empleado como 
edulcorante de las bebidas carbonatadas. Su proceso de manufactura utiliza 
tres enzimas claves: una a-amilasa termoestable que hidroliza el almidón a 
105 °C y produce maltodextrinas, para luego obtener un jarabe de glucosa, 
por acción de la amiloglucosidasa. Con este jarabe, la glucosa isomerasa pro-
duce fructosa, un azúcar con un poder edulcorante superior al de la sacarosa.
En la industria el método preferido para la hidrólisis del almidón es el enzi-
mático, pues produce menos reacciones secundarias que la hidrólisis ácida.
Hidrólisis ácida 
En la hidrólisis ácida del almidón hay un rompimiento al azar de los enla-
ces glicosídicos a la temperatura de ebullición, con la formación intermedia 
de oligosacáridos, que se convierten finalmente en glucosa.
La detección de la glucosa liberada en la hidrólisis ácida o enzimática puede 
llevarse a cabo a través de la reacción colorimétrica con el reactivo 3,5-di-
nitro salicilato, que en presencia de glucosa da origen al 3-amino-5-nitro-
salicilato, compuesto coloreado que absorbe a 540 nm, de acuerdo con la 
reacción siguiente:
COOH
OH
O2N NO2
COOH
OH
O2N NH2
HCHO
CH
HC
HC
HC
H2 C
OH
OH
OH
OH
HO
COOH
CH
HC
HC
HC
H2 C
OH
OH
OH
OH
HO
+ +
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Análisis cromatográfico de carbohidratos
En el análisis cromatográfico de los carbohidratos se deben tener en cuen-
ta sus propiedades, principalmente su solubilidad. Los azúcares, ya que 
tienen muchos grupos hidroxilo, son solubles en agua y su coeficiente 
de reparto está notablemente a favor de la fase acuosa. Esto permite su 
separación por cromatografía de reparto, es decir, a través de una fase 
estacionaria que retenga agua, como la celulosa o el papel, y de eluyentes 
de carácter polar.
Los valores de la relación de frentes (Rf) de los azúcares decrecen con el 
número de hidroxilos y con el peso molecular, de manera que el Rf de las 
pentosas es menor que el de las hexosas y que el de los disacáridos.
En los métodos cromatográficos hay migración del eluyente a través de 
la fase estacionaria; el eluyente asciende por capilaridad, constituyendo 
la fase móvil, la cual al pasar por la muestra la disuelve, y al continuar su 
ascenso efectúa la migración diferencial de los constituyentes de la mez-
cla en la fase estacionaria, de acuerdo a interacciones tales como reparto, 
adsorción, etc.
Las sustancias que pueden interferir en el análisis cromatográfico, como es 
el caso de sales inorgánicas en más del 5% y proteínas en más del 2%, deben 
eliminarse del extracto pues afectan los valores de Rf al producir manchas 
alargadas y, en consecuencia, dificultan o impiden la identificación de los 
carbohidratos a través de la comparación de sus valores de Rf con los de los 
patrones.
Método de Kjeldahl
En 1883 el investigador danés Johann Kjeldahl desarrolló el método más 
usado en la actualidad para el análisis de proteínas. Este método, diseña-
do para la determinación de nitrógeno orgánico total, puede aplicarse al 
análisis de proteína bruta o de proteína verdadera de una muestra sólida 
o líquida. La proteína bruta incluye todos los compuestos nitrogenados 
presentes, proteicos y no proteicos.
Los resultados de los análisis por Kjeldahl se expresan como proteína bru-
ta, multiplicando el porcentaje de nitrógeno en la muestra por 6,25. Esta 
conversión se basa en el hecho de que el contenido promedio de nitrógeno 
de muchas proteínas es 16%. Aunque este promedio puede no ser válido 
para proteínas específicas purificadas, es lo suficientemente exacto para la 
mayoría de proteínas.
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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Para determinar la proteína verdadera en un extracto proteico, hay que 
separarla por precipitación con ácido tricloroacético al 10%; en el sobre-
nadante que queda, se analiza el nitrógeno no proteico. La diferencia entre 
el nitrógeno total y el nitrógeno no proteico es la fracción de nitrógeno 
correspondiente a la proteína verdadera.
Para la determinación de nitrógeno presente en la muestra es necesario rea-
lizar la digestión del compuesto hasta CO2 e iones NH4
+, por tratamiento 
en caliente con ácido sulfúrico concentrado en presencia de mezcla catali-
zadora. Si setrata de determinar el nitrógeno en compuestos con enlaces 
N-N, NO y NO2, se deben tratar previamente con agentes reductores para 
convertirlos en grupos amino.
La concentración del amonio producido se determina agregando un ex-
ceso de álcali a la solución, con lo cual se desplazan los iones de bisulfato 
amónico a la forma de hidróxido de amonio. Este último se arrastra por 
destilación con vapor de agua en un sistema cerrado y se absorbe en una 
solución de ácido bórico. El borato ácido de amonio producido se titula con 
una solución de ácido fuerte (HCl) de concentración conocida.
El método es reproducible y requiere que el contenido de proteína de la 
muestra sea mayor a 3 mg/mL, para muestras líquidas, o mayor a 3 mg/g, 
para muestras sólidas.
El método de Kjeldahl se recomienda para determinar proteína en mezclas 
crudas y relativamente grandes, pero no es aconsejable cuando se trata de 
un número grande de muestras de proteína soluble relativamente pura, ya 
que en general es dispendioso y consumidor de tiempo.
Las reacciones que ocurren durante todo el proceso son:
a. Digestión: 
catalizador
N orgánico + H2SO4 NH4HSO4 + CO2 + SO2 + SO3
 calor 
b. Destilación:
NH4HSO4 + NaOH NH4OH + NaHSO4
c. Absorción:
NH4OH + H3BO3 NH4H2BO3 + H2O
d. Titulación:
NH4H2BO3 + HCl NH4Cl + H3BO3
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Procedimiento experimental
Experimentos
Extracción del almidón
Pese 0,5 g de harina de trigo en un vidrio de reloj o en un vaso pequeño. 
Agregue a la harina 1 o 2 gotas de agua, humecte y amase con la yema de 
los dedos para formar una bolita. Coloque la masa formada en un embudo, 
sin papel de filtro, y con una bureta o una pipeta Pasteur agregue lenta-
mente agua para lavar el almidón; recoja las aguas de lavado en un vaso de 
precipitados y continúe el lavado hasta que no se extraiga más almidón. El 
material residual constituye el gluten, que es de color gris oscuro. Mida el 
volumen de las aguas de lavado que contienen el almidón. Homogenice, 
tome una alícuota de 20 mL y llévela a sequedad a 100 °C. Deje enfriar y 
pese. Calcule el porcentaje de almidón presente en la harina.
A partir de este almidón prepare una solución de concentración 20 mg/mL 
(solución problema), para realizarle hidrólisis ácida y enzimática.
Cuantificación del gluten por el método de Kjeldahl 
(técnica micro)
Existen diferentes métodos para analizar el contenido de proteínas en una 
muestra, sin embargo, como la proteína del gluten es insoluble, su determi-
nación sólo puede hacerse por la técnica de Kjeldahl.
Pase el residuo del gluten a un vidrio de reloj previamente pesado y séquelo 
en la estufa a 100 °C. Determine el peso total del gluten y también, el con-
tenido de proteína total por el método de micro-Kjeldahl, de acuerdo con 
los pasos siguientes:
Digestión
En un balón Kjeldahl coloque en su orden lo siguiente:
1. Muestra de gluten exactamente pesada: 45-50 mg (haga duplicado)
2. Mezcla catalizadora: aproximadamente 100 mg
3. H2SO4 concentrado: 30-40 gotas
4. En otro balón prepare el blanco, colocando la mezcla catalizadora y el 
H2SO4.
5. Lleve los dos balones al digestor, ubicado en la campana de extrac-
ción. Caliente al principio suavemente durante unos 5 min, con el 
fin de eliminar por evaporación la mayor parte de la humedad que 
acompaña a la muestra. Suba gradualmente el calor hasta una tempe-
ratura tal que los vapores de SO3 (vapores irritantes producidos por 
descomposición del H2SO4) no lleguen sino a la mitad del cuello del 
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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balón de digestión. Mantenga estas condiciones aproximadamente 
por 1 h, hasta obtener una solución de color verde esmeralda. Deje 
enfriar los balones. 
Destilación y absorción
En la figura 1.1 se muestra el aparato de destilación. Al balón generador de 
vapor agréguele agua destilada y perlas de vidrio o pedazos de porcelana, 
para regular la ebullición. Opere el generador de vapor hasta alcanzar un 
flujo de vapor constante, lo que se consigue regulando el calor. Entre tanto, 
la llave de doble paso debe conducir el vapor al vertedero.
Al balón de digestión agréguele con cuidado un poco de agua destilada y 
agítelo para disolver la suspensión. Si el balón de digestión no tiene boca 
esmerilada, transfiera cuantitativamente esta mezcla al balón de destila-
ción con boca esmerilada. Lave unas tres veces el balón de digestión, con 
pequeñas porciones de agua destilada, y agregue esta agua de lavado al 
balón de destilación. A continuación abra la llave de entrada de agua al re-
frigerante, para evitar pérdida de amoniaco. En un erlenmeyer de 125 mL, 
adicione 15 mL de ácido bórico al 4% y 3 gotas de indicador de Taschiro: 
la solución se torna rojiza. Coloque el erlenmeyer debajo del refrigerante, 
de modo que la punta del tubo interior quede sumergida en el ácido bórico 
(figura 1.1).
Coloque el balón de destilación que contiene la mezcla digerida, en el ex-
tremo del tubo que conduce el vapor, asegurándose de que quede perfecta-
mente ajustado, para prevenir escapes.
Levante la tapa del embudo que contiene NaOH del 50% para permitir 
el paso lento de aproximadamente 5 mL de la solución. Asegúrese de que 
Figura 1.1 Equipo de destilación para el método de Kjeldahl 
Generador 
de vapor
Llave de 
doble paso
NaOH 
50%
Refrigerante
H3BO3
Balón de 
destilación
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
quede un poco del líquido en el fondo del embudo para que actúe como 
sello. Tape rápidamente el embudo y opere la llave de doble paso para que el 
vapor penetre al balón de destilación, el mismo al que se le acaba de agregar 
la soda concentrada.
Contabilice 5-10 min a partir del momento en que empiecen a condensarse 
los vapores de NH3 en la parte superior del refrigerante, lo que se reconoce 
cuando la solución de ácido bórico vira a azul. Transcurrido este tiempo, 
baje el erlenmeyer de modo que el extremo del tubo interior del refrigerante 
quede por encima del nivel del líquido en el erlenmeyer. Espere 3 min más 
para que el refrigerante escurra y se lave. 
Lave la punta del refrigerante con el frasco lavador y reciba esta agua de 
lavado en el erlenmeyer. Proceda a la titulación.
Adicionalmente, retire el balón de destilación y deje pasar el vapor para 
efectos de lavado. Opere en seguida la llave de doble paso para dirigir el va-
por hacia el vertedero. Lave el extremo del tubo que conduce el vapor al ba-
lón de destilación, con el fin de dejarlo limpio para la próxima destilación.
Titulación
Titule la solución del erlenmeyer correspondiente al blanco con HCl 0,010 N 
valorado, hasta que alcance la misma coloración que tenía antes de recibir 
el destilado. Luego, titule uno a uno los demás erlenmeyers provenientes de 
la destilación hasta que obtenga una coloración final en cada uno igual a la 
alcanzada con el blanco.
Preparación del extracto enzimático
Enjuáguese la boca con agua destilada o suero fisiológico y descarte este 
líquido. Recoja 3 mL de saliva en un vaso de precipitados y adicione 3 mL 
de buffer fosfatos y mezcle. Esta solución es el extracto enzimático (EE). 
Coloque 1 mL de este extracto en un tubo de ensayo y caliéntelo cuidado-
samente hasta que hierva. Esta solución es el extracto enzimático hervido 
(EE hervido).
Realice una prueba preliminar para estimar la actividad del extracto enzi-
mático, de la siguiente manera: coloque 0,5 mL de solución patrón de almi-
dón en un tubo de ensayo y agregue 0,5 mL del extracto enzimático. Mez-
cle bien y deje en reposo a temperatura ambiente 3 min. A continuación 
agregue 2 gotas de reactivo de Lugol (yodo-yoduro de potasio) y observe la 
coloración. Una coloración azul oscura es prueba positiva para almidón, lo 
que indicaría actividad débil de la amilasa en saliva. En este caso es necesa-
rio adicionar mayor cantidadde extracto enzimático o cambiarlo por saliva 
de otro donante y hacerle la prueba preliminar.
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Hidrólisis enzimática
Rotule 10 tubos de ensayo y añada los reactivos en el orden que se indica en 
la tabla siguiente, mezclando bien después de cada adición.
Patrón: almidón soluble 20 mg/mL
Tiempo de hidrólisis (min) - - 2 4 6 8 10 25 25 25
Contabilice el tiempo de hidrólisis desde el momento en que adiciona la 
enzima:
Tubo B 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Solución patrón (mL) - 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 -
Solución problema (mL) - - - - - - - - - 0,5
H2O destilada (mL) 0,5 - - - - - - - - -
3,5-dinitrosalicilato (mL) 1,0 1,0 - - - - - - - -
Extracto enzimático (mL) 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 - 0,5
Extracto enzimático hervido (mL) - - - - - - - - 0,5 -
Deje los tubos a temperatura ambiente. Al completar el tiempo de hidrólisis 
de cada tubo, retire un alícuota de 0,3 mL y recíbala sobre 0,3 mL de ácido 
tricloroacético al 10%, esta muestra se utilizará para la cromatografía. Al 
resto del hidrolizado adiciónele inmediatamente 1 mL de 3,5-dinitrosalici-
lato, para detener la reacción enzimática.
A continuación, coloque los 9 tubos en baño de maría con agua en ebu-
llición durante 5 min con el fin de desarrollar el color. Retírelos, enfríelos 
y llévelos a un volumen de 5 mL con agua destilada. Mezcle y mida la 
absorbancia (Abs) en cada tubo a 540 nm. Si los valores de absorbancia 
son muy altos, diluya con agua las soluciones en todos los tubos hasta un 
volumen final de 10 mL. Lea de nuevo la absorbancia. En caso de que 
algún tubo presente un color amarillo claro, agregue una gota de NaOH 
concentrado.
Hidrólisis ácida
Rotule 9 tubos y agregue en su orden las cantidades de reactivos indicadas 
en la siguiente tabla:
Tubo B 1 2 3 4 5 6 7 8
Solución patrón (mL) - 0,4 0,4 0,4 0,4 0,4 0,4 0,4 -
Solución problema (mL) - - - - - - - - 0,4
Agua destilada (mL) 0,4 - - - - - - - -
NaOH 2,4 N (mL) 1,5 1,5 - - - - - - -
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Al completar el tiempo de hidrólisis a los tubos del N° 2 al N° 8 adicióneles 
inmediatamente 1,5 mL de NaOH 2,4 N para suspender la hidrólisis ácida.
De los 9 tubos neutralizados a los diferentes tiempos, retire 0,3 mL de 
cada uno para la cromatografía y al resto de la solución agregue 1 mL de 
3,5-dinitrosalicilato. Caliente todos los tubos en baño de maría con agua 
en ebullición durante 5 min, para el desarrollo de color. Enfríelos y llévelos 
a un volumen final de 5 mL con agua destilada. Mida la absorbancia de 
cada tubo a 540 nm. Si los valores de absorbancia son muy altos, diluya la 
solución en todos los tubos, con agua, hasta un volumen final de 10 mL. 
Lea nuevamente la absorbancia. En caso de que algún tubo presente un 
color amarillo claro, agregue una gota de NaOH concentrado.
Cromatografía en placa de sílica gel
Antes de iniciar la práctica, sature la cámara de cromatografía con 100 mL 
de mezcla de solventes: n-butanol-ácido acético-agua (4:1:1). Inicialmente 
adicione el n-butanol y el agua, mezcle y espere 15 min; añada entonces el 
ácido acético y mezcle.
Con las diferentes muestras de la hidrólisis ácida y enzimática (de los tiem-
pos de hidrólisis 0, 2, 25 min y la muestra problema) realice una cromato-
grafía en placa, utilizando patrones de carbohidratos (almidón, dextrina, 
maltosa, glucosa al 5% en agua) para comparar. Aplique suficiente mues-
tra, dejando secar entre una aplicación y otra (aproximadamente 10 aplica-
ciones). Una vez corrida la cromatografía, deje secar y revele con solución 
de antrona 0,01% en H2SO4 y lleve la placa a la estufa a 100 °C. Marque 
las manchas reveladas y mida las distancias de migración.
Cálculos y resultados
Presente un informe de sus resultados, según el formato que aparece al final 
de esta práctica.
Calcule el porcentaje de almidón y de proteína en la muestra de harina de 
trigo.
Coloque los tubos en baño de maría con agua en ebullición. Agregue:
Controle el tiempo de hidrólisis de cada tubo:
HCl 4 N (mL) 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6
Tiempo de hidrólisis (min) 0 0 2 4 6 8 10 25 25
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
30
Calcule el porcentaje de hidrólisis en cada tubo, tomando como 100% de 
hidrólisis el valor de la absorbancia del tubo N° 7 de la hidrólisis ácida.
Haga las gráficas 1.1a y 1.1b, del porcentaje de hidrólisis vs. tiempo, tanto 
para la hidrólisis ácida (a) como para la enzimática (b), en una misma hoja 
de papel.
Calcule el Rf en cada una de las muestras y en los patrones de carbohidratos.
Interprete sus resultados.
Cuestionario
1. ¿Cómo se lleva a cabo la biosíntesis del almidón? Escriba las reacciones.
2. ¿Qué utilidad tiene el almidón a nivel industrial?
3. ¿Qué es la gelatinización del almidón y qué métodos se utilizan para 
su determinación?
4. ¿En qué consiste la retrogradación del almidón?
5. ¿Qué alteraciones sufre el almidón al calentarlo con agua?
6. ¿Qué se conoce como snowflake y qué aplicaciones tiene?
7. ¿Qué métodos pueden emplearse para analizar el almidón? Explique 
uno de ellos.
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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Materiales y reactivos
Materiales 
Vasos de precipitados
Tubos de ensayo
Pipetas y micropipetas
Plancha de calentamiento
Aspersor para revelado
Embudo
Bureta
Vidrio de reloj
Cámara de cromatografía
Estufa
Equipo de micro-Kjeldahl
Reactivos
Extracción del almidón
•	 NaOH 2,4 N: Pese 9,6 g de NaOH y disuélvalos en 100 mL de agua 
destilada.
•	 HCl 4 N: Mida 33,4 mL de HCl concentrado y llévelos a un volumen 
de 100 mL.
•	 Patrón de almidón soluble, 20 mg/mL: En un balón aforado prepare 
25 mL de la solución patrón. Caliente esta solución evitando que llegue 
a la ebullición.
•	 Buffer fosfatos 0,02 M, CaCl2 5 mM y pH 7,0: Disuelva 0,55 g de 
Na2HPO4.2H2O; 0,12 g de NaH2PO4.2H2O y 55 mg de CaCl2 en 
100 mL de agua destilada. Mida el pH.
•	 Solución de 3,5-dinitrosalicilato: Disuelva 5 g de 3,5-dinitro salicilato 
por calentamiento en 100 mL de NaOH 0,2 N; adicione 250 mL de 
agua y 150 g de tartrato de sodio y potasio y lleve a 500 mL con agua 
destilada.
•	 Eluyente para cromatografía: Butanol-ácido acético-agua 4:1:1. Mezcle 
inicialmente el butanol con el agua y espere 15 min; adicione el ácido 
acético.
•	 Patrones de carbohidratos al 5% en agua: Prepare 5 mL de cada uno 
de los patrones: glucosa, maltosa, dextrina, almidón, y guárdelos en el 
congelador.
•	 Solución reveladora: Prepare una solución de antrona 0,01% en H2SO4. 
Este reactivo puede guardarse en frasco oscuro en la nevera por 2 se-
manas.
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33
Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Método de Kjeldahl
•	 Mezcla catalizadora Sysoev: Mezcle 25 g de K2SO4; 6,25 g de CuSO4; 
1,89 g de KMnO4 y 0,125 g de selenio. Macere completamente hasta 
obtener una mezcla homogénea.
•	 Solución acuosa de ácido bórico al 4%
•	 H2SO4 concentrado
•	 NaOH 50%
•	 HCl 0,010 N valorado
•	 Indicador de Tashiro: Mezcle un volumen de rojo de metilo (0,2% en 
etanol) con 5 volúmenes de verde de bromocresol (0,2% en etanol).
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
34
Universidad Nacional de Colombia
Facultad de Ciencias – Departamento de Química
Curso de Bioquímica para la carrera de Química
Código 2015585
Informe. Práctica N° 1 
Extracción e hidrólisis del almidón
Objetivos
Fundamento teórico y reacciones
Hidrólisis ácida
Hidrólisis enzimática 
Alumnos Código
Código
Fecha de realización de la práctica
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Reacción de glucosa con 3,5-dinitro salicilato
Cromatografía de azúcares
Tabla de datos y resultados
Peso de harina 
Peso del almidón % de almidón 
Peso del gluten % de proteína 
Muestra de cálculos:
Hidrólisis ácida
Anexar gráfica 1.1a (% de hidrólisis vs. tiempo)
Tubo B 1 2 3 4 5 6 7
Tiempo de reacción (min) 0 0 2 4 6 8 10 25
Abs 540 nm
% de hidrólisis
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Muestra de cálculos:
Hidrólisis enzimática
Anexar gráfica 1.1b (% hidrólisis vs. tiempo)
Nombre de la enzima 
Tubo B 1 2 3 4 5 6 7 8
Tiempo de reacción (min) 0 0 2 4 6 8 10 25 25*
Abs 540 nm
% hidrólisis**
*Extracto enzimático calentado a ebullición
**El 100% de hidrólisis corresponde al valor de absorción del tubo N° 7 de hidrólisis ácida 
Muestra de cálculos:
Cromatografía de azúcares
Anexar cromatogramas
Fase estacionaria Fase móvil 
Revelador 
Patrones 
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Práctica N° 1. ExtraccióN E hidrólisis dEl almidóN
Rf calculados Patrones Muestras
Discusión de resultados y conclusiones
Respuestas al cuestionario
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Objetivos
Comprobar el carácter anfotérico de los aminoácidos y determinar los va-
lores de pK de los grupos ionizables, calcular el punto isoeléctrico y separar 
una mezcla de aminoácidos por cromatografía de intercambio iónico.
La práctica comprende las siguientes actividades:
•	 Realización de las curvas de titulación para un aminoácido polar y uno 
no polar
•	 Separación de una mezcla de histidina, ácido aspártico y lisina, sobre 
una resina de intercambio catiónico
•	 Seguimiento de la separación, a través de reacción con ninhidrina, para 
detectar la presencia de los aminoácidos. 
Fundamento teórico
Los veinte aminoácidos (aa) que forman las proteínas son L-aa y a-aa. 
Tienen una estructura común caracterizada por la presencia de un grupo 
amino, un grupo carboxilo y un hidrógeno sobre el mismo átomo de car-
bono, llamado carbono a. A su vez, los veinte aminoácidos se diferencian 
por la naturaleza del cuarto sustituyente, llamado en general R.
práctica n° 2 
aminoácidos: curvas de titulación 
y separación por intercambio iónico
Como los aminoácidos poseen un grupo amino y uno carboxilo, deben 
reaccionar con ácidos y álcalis. Estos compuestos se conocen como sustan-
cias anfotéricas.
En soluciones de pH neutro, los aminoácidos existen como zwitteriones 
(iones dipolares), en los que el grupo carboxilo está disociado y el grupo 
amino está protonado.
H
NH3
+
C COO−R
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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El zwitterión puede actuar como un ácido (donor de protones):
Los aminoácidos tienen curvas de titulación características, y de ellas se 
pueden obtener los valores de pK de cada uno de los grupos ionizables.
El comportamiento anfótero de cada uno de los aminoácidos y sus valores 
de punto isoeléctrico (pI) son consecuencia de su estructura particular, ya 
que también contribuyen a la carga los grupos ionizables de la cadena late-
ral R. Esto se refleja en la curva de titulación.
Para un aminoácido como la alanina, las fórmulas siguientes representan 
las reacciones de ionización que ocurren en el proceso de titulación:
o como una base (aceptor de protones):
Cromatografía de intercambio iónico
Es un método de separación de compuestos sobre una matriz insoluble que 
contiene iones fácilmente intercambiables con los iones del medio que los 
rodea.
Un intercambiador es un material (resina) insoluble que contiene grupos 
cargados unidos químicamente y iones móviles intercambiables (contraio-
nes que mantienen la neutralidad eléctrica).
El intercambio ocurre de manera reversible con otro ión de la misma carga, 
sin que se afecte la matriz, o soporte.
El intercambio se puede representar por la ecuación:
H2OCOO
−COO−N3C N3CH3C CH CHCH
H+
+
NH3
+ NH2
OH−
NH3
+
COOH
H+
H
NH3
C COO−R
H
NH3
+
COOHR C
H+
H
NH3
+
COO−R
H
NH2
COO−R CC
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Práctica N° 2. amiNoácidos: curvas de titulacióN y seParacióN Por iNtercambio ióNico
R−Isólido + A−I*solución R−I*sólido + A−Isolución
donde I es el ión móvil intercambiable, o contraión; A, el anión e I* es el ión 
queva a realizar el intercambio.
−Isólido + I*solución 
−I*sólido + Isolución
KI
I* = [−I*] [I] / [−I] [I*]
donde KI
I* se define como el coeficiente de selectividad: si es >1, muestra 
preferencia por I* y si es <1, muestra preferencia por I.
Un intercambiador aniónico tiene grupos funcionales positivos y contraio-
nes negativos, por lo tanto es un cambiador de iones negativos (aniones).
Un intercambiador catiónico tiene grupos funcionales negativos y contraio-
nes positivos, por lo tanto es un cambiador de iones positivos (cationes).
La capacidad de un intercambiador se define cuantitativamente por su ha-
bilidad para recibir iones intercambiables. 
La capacidad total es la cantidad de cargas y grupos potencialmente inter-
cambiables por gramo de resina seca. La capacidad aprovechable es la que 
se obtiene bajo condiciones experimentales específicas.
Los intercambiadores son en esencia ácidos o bases insolubles, preferible-
mente de carácter monofuncional. Los más importantes corresponden a 
tres tipos químicos:
1. Resinas aniónicas y catiónicas de poliestireno
2. Resinas catiónicas de ácido poliacrílico
3. Resinas aniónicas y catiónicas basadas en polisacáridos (celulosa, dex-
tranos).
En estos materiales la insolubilidad se logra por entrecruzamiento del po-
límero lineal, y a continuación los grupos básicos o acídicos se introducen 
por reacción química. Los grupos funcionales más comunes y las caracte-
rísticas que confieren a las resinas se resumen así:
Resina Grupos Características
Catiónica
−SO3H, −CH2SO3H Intercambio catiónico fuerte
−COOH, −PO3H2 Intercambio catiónico débil
Aniónica
Amonio cuaternario Intercambio aniónico fuerte
−NH2, −NHR, −NR1R2 Intercambio aniónico débil
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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1. Resinas aniónicas y catiónicas de poliestireno
Es el grupo más importante de resinas de intercambio iónico y se basa 
en la introducción de grupos ácidos o básicos en el copolímero estireno- 
divinilbenceno después de la polimerización. El grado de entrecruzamiento 
puede variar en el copolímero y también, la cantidad de divinilbenceno 
utilizado.
Por sulfonación directa se obtiene un intercambiador catiónico fuerte, un 
producto que es insoluble en solventes comunes, muy estable químicamente 
y contiene un ácido sulfónico por cada residuo aromático, con una capacidad 
promedio de 4,5 meq/g de resina seca, dependiendo del entrecruzamiento.
Los nombres comerciales más comunes para estas resinas son: Dowex 50, 
Amberlita IR-120, Zeo-Carb 225, Duolita C-20. La capacidad de inter-
cambio es más o menos constante a pH superior a 2.
Las resinas catiónicas también pueden obtenerse por introducción de ácido 
fosfórico a la matriz de poliestireno, formando un intercambiador débil, 
con pK aparentes de 2-3 y 7-8. La máxima capacidad de cambio es 6-7 
meq/g. Se comercializan con los nombres de Duolita C-63 y Nalcita X-219.
Con grupos –CH3COO
− también se obtiene un intercambiador catiónico 
débil.
Los intercambiadores aniónicos se logran introduciendo en la matriz de 
poliestireno el grupo (CH3)3–N
+–CH2
−. Pueden tener valores de pK apa-
rente superiores a 13. La capacidad de intercambio está entre 3 y 4 meq/g. 
Los productos comerciales más comunes son: Amberlita IRA-401 y 410, 
Dowex 1 y 2, Duolita A-40 y A-42.
Si se introduce una amina primaria o secundaria, se obtiene un intercam-
biador aniónico débil, con valores de pK aparente de 7-9 y capacidad de 
intercambio de 5-8 meq/g. Se comercializan con los nombres de Dowex 3, 
Amberlita IR-45 y Duolita A-14.
2. Resinas catiónicas de ácido poliacrílico
Se preparan por polimerización de ácido metacrílico con divinilbenceno, 
poseen una acidez carboxílica débil y tienen mayor capacidad de intercam-
bio que las resinas de poliestireno. Su estabilidad química y térmica es muy 
alta.
Los grupos hidroxilo de estas resinas son ionizados parcialmente a pH me-
nor de 8, por lo que su mayor capacidad de intercambio se presenta a va-
lores de pH relativamente altos. Su capacidad de intercambio es 10 meq/g. 
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Práctica N° 2. amiNoácidos: curvas de titulacióN y seParacióN Por iNtercambio ióNico
Algunas denominaciones comerciales para estas resinas de ácido poliacríli-
co son Amberlita IRC-50 y Zeo-Carb 226.
3. Resinas iónicas basadas en polisacáridos
Los más importantes son los intercambiadores a base de celulosa, dextranos 
(Sephadex) y agarosa, disponibles comercialmente en varias formas.
Los grupos que por lo general se introducen a los intercambiadores iónicos 
de celulosa son:
Grupos Resina Tipo de resina
−CH2COOH, carboximetil CM-celulosa Catiónica
(CH3–CH2)2 N–(CH2)
−, dietilaminoetil DEAE-celulosa Aniónica
−CH2−PO3H2, fosfoetil PE-celulosa Catiónica
−CH2–SO3H, sulfoetil SE-celulosa Catiónica
Los grupos que generalmente se introducen sobre el dextrano son:
El Sephadex es más reticulado que la celulosa y se le puede introducir un 
mayor número de grupos. Estas resinas son insolubles en todos los solven-
tes, estables en agua, soluciones salinas, ácidos y bases débiles. Las solucio-
nes ácidas fuertes pueden hidrolizar sus enlaces glicosídicos.
Propiedades generales de las resinas de intercambio 
iónico
•	 Hinchamiento: Depende del entrecruzamiento, la fuerza iónica y el pH.
•	 Capacidad de intercambio: Depende de la porosidad, la fuerza iónica 
y el pH.
•	 Estabilidad: A fuerza iónica alta, la resina se compacta, disminuye de 
tamaño. A fuerza iónica baja, la resina se hincha. La capacidad depende 
del pH y de la carga que tengan los grupos. En cuanto a la estabilidad, es 
mayor para las resinas aniónicas y catiónicas fuertes que para las débiles.
Para seleccionar un intercambiador se debe tener en cuenta:
•	 La matriz, según la carga de las moléculas que se desean separar
•	 La capacidad
Grupos Resina Tipo de resina
(CH3−CH2)2N
+−CH–CH2−, dietilaminoetil DEAE-Sephadex Aniónica
−C2H4 N
+(C2H5)2CH2CH(OH)CH3, 
dietil-2-hidroxipropil-aminoetil
QAE-Sephadex Aniónica
−CH2–COOH, carboximetil CM-Sephadex Catiónica
−C3H6SO3H, sulfopropil SP-Sephadex Catiónica
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Guía de laboratorio de bioquímica para la carrera de química
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•	 La accesibilidad de los grupos
•	 El buffer
•	 Las condiciones de elución: gradientes de pH, gradientes de fuerza iónica
•	 El desplazamiento.
Procedimiento experimental
Experimentos
Curvas de titulación
En un vaso de precipitados de 100 mL adicione 10 mL de la solución 
de aminoácido 0,1 M. Calibre el pHmetro y determine el pH inicial de 
la solución. Con una bureta agregue HCl 0,1 M, adicionando cada vez 
0,5 mL, y determine el pH después de cada adición. Continúe agregando 
ácido hasta pH 1,5, aproximadamente. Registre los valores de pH y de 
ácido adicionado (mL).
Lave el electrodo con agua destilada y titule de la misma manera otros 
10 mL de la solución de aminoácido, agregando NaOH 0,1 M hasta 
pH 12,5.
La titulación se debe hacer con un aminoácido polar y con otro no polar.
 
A partir de las curvas de titulación determine los valores de pK y calcule los 
puntos isoeléctricos (pI).
Separación de aminoácidos por cromatografía 
de intercambio iónico
Preparación de la columna
La resina AG-50W-XB es una resina sulfónica de poliestireno, de intercam-
bio catiónico (BioRad Laboratories). Según disponibilidad, puede usarse 
también Amberlita IRC-50, grado analítico, de 14-52 mallas (Hopkins & 
Williams Ltd.). En un vaso de precipitados suspenda 10 g de la resina en 
HCl 0,1 N, agite por varios minutos y deje sedimentar. Descarte el HCl y 
lave varias veces la resina con agua destilada. Suspenda la resina lavada en 
tres volúmenes de buffer citrato pH 3,5. Agite por varios minutos y deje 
sedimentar. Mida con papel indicador el pH del sobrenadante y si es el 
mismo que el del buffer, la resina está lista para ser usada. Si es necesario, 
repita el lavado con el buffer. 
Empaque la columna con la