tesis-n6245-LagoHuvelle

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Tesis Doctoral
Regulación y tráfico subcelular delRegulación y tráfico subcelular del
receptor de insulina: implicanciasreceptor de insulina: implicancias
durante la diferenciación celulardurante la diferenciación celular
Lago Huvelle, María Amparo
2017
Este documento forma parte de la colección de tesis doctorales y de maestría de la Biblioteca
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Cita tipo APA:
Lago Huvelle, María Amparo. (2017). Regulación y tráfico subcelular del receptor de insulina:
implicancias durante la diferenciación celular. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.
Universidad de Buenos Aires. http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n6245_LagoHuvelle
Cita tipo Chicago:
Lago Huvelle, María Amparo. "Regulación y tráfico subcelular del receptor de insulina:
implicancias durante la diferenciación celular". Facultad de Ciencias Exactas y Naturales.
Universidad de Buenos Aires. 2017.
http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n6245_LagoHuvelle
http://digital.bl.fcen.uba.ar
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http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n6245_LagoHuvelle
http://hdl.handle.net/20.500.12110/tesis_n6245_LagoHuvelle
mailto:digital@bl.fcen.uba.ar
UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES 
Facultad de Ciencias Exactas y Naturales 
Departamento de Química Biológica 
Regulación y tráfico subcelular del receptor de 
insulina: implicancias durante la diferenciación 
celular 
Tesis presentada para optar al Título de Doctor de la Universidad de Buenos Aires 
en el área Química Biológica 
Lic. María Amparo Lago Huvelle 
Director de tesis: Dr. Federico Coluccio Leskow 
Consejera de Estudio: Dra. Elba Vazquez 
Lugar de trabajo: Instituto de Química Biológica de la Facultad de Ciencias Exactas 
y Naturales (IQUIBICEN-UBA-CONICET), Departamento de Química Biológica, 
FCEyN-UBA 
Buenos Aires, 2017 
Fecha de defensa: 4 de mayo de 2017
1 
Regulación y tráfico subcelular del receptor de insulina: implicancias durante 
la diferenciación celular. 
Resumen 
La obesidad y otras disfunciones asociadas al síndrome metabólico tienen una 
prevalencia creciente en la actualidad. El aumento de tejido adiposo resulta principalmente 
de una combinación del aumento del número de adipocitos y el tamaño de los mismos. En 
consecuencia, comprender los mecanismos moleculares que regulan la formación del tejido 
adiposo resulta de gran utilidad para detener el avance de dichas patologías. 
La adipogénesis es el proceso durante el cual un fibroblasto comprometido, o pre-
adipocito, se diferencia a adipocito maduro. En este trabajo nos propusimos estudiar el 
papel que cumple el receptor de insulina (IR) en esta diferenciación. 
Tomamos como modelo la línea celular 3T3-L1, formada por preadipocitos que, en 
las condiciones adecuadas y bajo el estímulo hormonal correcto, son capaces de diferenciar 
a adipocitos. Demostramos que la correcta modulación de las isoformas de IR (IR-A e IR-B) 
resulta clave para el desarrollo exitoso de este proceso. 
Realizamos ensayos de silenciamiento y sobre-expresión de las distintas isoformas 
de IR. Utilizando la técnica de CRISPR/Cas9, generamos líneas estables deletéreas para IR, 
las cuales perdieron su capacidad de diferenciar terminalmente. Encontramos que la re-
expresión del receptor en este contexto permite recuperar algunas características claves 
que poseen las células diferenciadas. 
Por otro lado, efectuamos diversos ensayos de manipulación génica con el fin de 
estudiar la regulación de la localización subcelular de IR. Demostramos que IR puede ser 
detectado en la fracción nuclear, tanto de células indiferenciadas como terminalmente 
diferenciadas. 
Estos resultados refuerzan la importancia de IR en el proceso de diferenciación 
adipocitario y contribuyen a la comprensión de los procesos que llevan a trastornos 
metabólicos relacionados con la falla de la acción de dicho receptor. 
Palabras clave: RECEPTOR DE INSULINA-DIFERENCIACIÓN-ADIPOGÉNESIS-
OBESIDAD-METABOLISMO 
2 
3 
Regulation and subcellular trafficking of insulin receptor: implications in 
cellular differentiation. 
Abstract 
Obesity and other dysfunctions related to metabolic syndrome have a raising 
prevalence. The increase in adiposity results from an upsurge in both adipocyte number and 
size of individual fat cells. Consequently, understanding the molecular mechanisms 
regulating adipose formation should provide valuable information in the fight to combat the 
growing incidence of these pathologies. 
Adipogenesis is the differentiation of fibroblast like preadipocytes into mature 
adipocytes. In this work, we aim to study the role of insulin receptor (IR) in this process. 
We chose 3T3-L1 preadipocytes, a cell line model that, under appropriate hormonal 
control and experimental manipulation, is capable of differentiating into mature adipocytes. 
We showed that appropriate modulation of IR isoforms (IR-A and IR-B) is a key step to 
achieve a successful differentiation process. 
We performed silencing and overexpression of IR mRNA isoforms. Using 
CRISPR/Cas9 technology, we generated stable IR KO cells, which were incapable of 
achieving terminal differentiation. We found that re-expressing IR in this context allowed 
them to recover some crucial characteristics of differentiated cells. 
On the other hand, we performed genetic manipulation assays to study the regulation 
of IR subcellular localization. We showed that IR can be detected in nuclear fraction of both 
preadipocytes and mature adipocytes. 
These results reinforce the importance of IR in the adipocyte differentiation process 
and help understanding the mechanisms which lead to metabolic disorders related to IR 
action failure. 
Key words: INSULIN RECEPTOR–DIFFERENTIATION–ADIPOGENESIS–OBESITY-
METABOLISM 
4 
5 
AGRADECIMIENTOS 
En primer lugar quiero agradecer a mi director, Fede Coluccio Leskow, por confiar en 
mi para hacer un doctorado y darme un espacio de trabajo en el laboratorio. Por ser 
extremadamente abierto en el proceso de discusión de ideas, por aceptar entusiastamente 
las propuestas de experimentos y por motivarme a tomar mis propias decisiones. Por 
ayudarme económicamente para que pudiera realizar el viaje a Alemania y financiar esta 
tesis aún incluso con sus propios recursos. Especialmente por intentar siempre protegernos 
de las situaciones conflictivas que ocurrían a nuestro alrededor. 
Gracias Lu Barcos, por ser una persona fundamental en estos años. Por tu 
generosidad para compartir desde los cajones del freezer hasta una línea de trabajo. Por 
contribuir enormemente a esta tesis, no sólo en la ayuda del día a día, sino también en la 
discusión de experimentos. Por la locura de los viernes, tu sencillez y honestidad. 
Gracias a todas las personas con las que tuve la suerte de trabajar en el laboratorio. 
A Martín Toscani, por ayudarme en mis primeras incursiones en la microscopía, y por las 
veces en las que me socorriste en el microscopio hasta que recordé la existencia de los 
shutters. A Jime Martinez, por tu alegría innata, por los mates, las prácticas de poster pre-
congreso, y el compañerismo de años que se volvió mucho más. A Pako Velazquez Duarte, 
por tus consejos acertados, las muchas veces en las que te sentaste a ayudarme, por tu 
interés en las reuniones de grupo, porque sos una persona que siempre vale la penaescuchar. A Yanina Álvarez, por ser un referente para mí de humildad, dedicación y 
excelencia científica. Gracias Yani, por toda la ayuda y sugerencias, porque siempre que me 
senté a pensar con vos me fui a casa habiendo aprendido algo nuevo. 
Gracias a los chicos con los que compartí mis primeros años y me ayudaron de 
diversas maneras: Fede Fuentes, Fran Guaimas, Jonathan Fauerbach, Guille Menendez, 
Jesica Pellegrotti. Gracias a Lore Sigaut por sus enseñanzas sobre procesamiento de 
imágenes. Poder trabajar en un ambiente interdisciplinario fue para mí una experiencia 
increíble. 
Gracias a Ceci Samaniego y Carla Spagnuolo, por lo agradable y productivo que fue 
trabajar con ellas. 
Gracias también a mis compañeros más recientes. A Oscar Pérez, por la sonrisa de 
los buenos días, por generar un ambiente de trabajo agradable, por colaborar con reactivos 
para este trabajo. A Ceci Prudkin, por las golosinas, pero sobre todo por tu sinceridad, 
compañerismo y rectitud. A Pau Dominguez Rubio, por la gran ayuda con la estadística, por 
agasajarnos con sus creaciones culinarias, por ser solidaria en el trabajo cotidiano. A Flor 
Tarsia y Facu López Sierra, por su entusiasmo y buena onda. 
Agradecimientos 
6 
No quiero dejar de agradecer a Elizabeth Jares Erijman por su legado material y 
humano. 
Gracias a Michael Schupp y todo su grupo de trabajo por recibirme con tanta 
amabilidad en su laboratorio. Siento que el viaje a Alemania marcó un antes y un después 
en mi forma de concebir a la ciencia y mi propio proyecto. Gracias Michael, por tu 
dedicación, motivación y energía de trabajo. Gracias a Matthias, Alex, Ronja, y al resto de 
los chicos, por estar siempre dispuestos a ayudarme en lo que necesitara. 
Gracias a Elba Vazquez, mi consejera, por juntarse conmigo en diversas ocasiones, 
por sus buenas recomendaciones y su excelente predisposición. 
Gracias a todos los grupos del CM1, por su amabilidad para el intercambio de bienes 
y favores. Gracias a los Edreira, los Pecci-Kordon y los Vazquez, si intentara enumerarlos 
seguro olvidaría mencionar a alguno. Un gracias especial a Marquitos Palavecino, por una 
generosidad que nunca podré retribuir. Gracias a Lean Cossio, por ponerle estilo a mi vida, 
pero sobre todo por su alegría que sabe contagiar y el apoyo moral ante la frustración 
cotidiana. Gracias a Matías Gabrielli y su grupo por el generoso intercambio de reactivos. 
Gracias también a las diversas personas con las que tuve la suerte de compartir 
charlas e ideas por fuera del laboratorio. Todos ellos generaron energía y motivación en los 
momentos difíciles, y reafirmaron que la ciencia es mucho más linda si se puede compartir. 
Entre ellas, gracias a los “Doctorandos Anónimos” por las excelentes reuniones de 
discusión. Especialmente gracias Mica, por tu apoyo constante y tus consejos. Tu compañía 
en este tiempo fue fundamental para mí. Por otro lado, gracias también a los “SNOPTS”, por 
su iniciativa para la discusión informal de ideas científicas. Gracias a los chicos del Roffo por 
su apoyo, consejos e interés. Especialmente a Dami, Tefo, Ro y Lili por su tiempo y sabias 
opiniones. 
Gracias al Departamento de Química Biológica, no sólo por darme un lugar para 
realizar mi doctorado sino también un lugar donde desarrollé mi formación docente durante 
estos años, algo que creo fue extremadamente enriquecedor y sinérgico con la actividad 
científica. Gracias a todo su personal de apoyo y administrativo que hace posible nuestra 
tarea, especialmente a Martín Arias por soportar pacientemente mi acoso electrónico ante el 
desperfecto de alguno de nuestros equipos. 
Gracias a la Facultad de Ciencias Exactas y Naturales y a los docentes que tuve en 
estos años, por volverla un sinónimo de excelencia académica. Gracias a la UBA por ser 
una universidad pública, gratuita y con educación de calidad, y a todas las personas que 
pelean diariamente para que lo siga siendo. 
Gracias al CONICET por financiar la beca con el cual pude desarrollar este trabajo. 
Gracias a la Fundación Boehringer Ingelheim por financiar parte de mi viaje a 
Alemania. 
Agradecimientos 
7 
Gracias a Alexandra Elbakyan por contribuir rompiendo barreras que no deberían 
existir en ciencia. 
Gracias a mis amigos por acompañarme durante todos estos años, entendiendo los 
períodos en los que desaparecí del mundo. 
Gracias a mi familia por su apoyo constante, y por confiar en mis decisiones. 
Finalmente, gracias Manu, por ser un gran compañero. Por animarte siempre a 
emprender cosas nuevas, por tu optimismo, por no tener nunca miedo. Por confiar en mí 
más que yo misma, por tus consejos científicos y humanos, por contagiarme un poquito de 
tu magia. 
9 
A la Educación Pública 
10 
11 
ABREVIATURAS 
aa Aminoácidos
ADNc Ácido Desoxirribonucleico copia 
Akt1 Isoforma 1 de Akt 
AMPc Adenosín monofosfato cíclico 
AN Apertura numérica
Anti-p Anticuerpo contra grupo fosfato 
AP1 Activator protein 1 / Proteína activadora 1 
aP2 Adipocyte protein 2 / Proteína de adipocitos 2 
ARNm Ácido ribonucleico mensajero 
ATP Adenosine triphosphate / Trifosfato de adenosina 
BAD Bcl-2-associated death promoter protein / Proteína asociada a BCL-2 promotora de 
muerte 
BAT Brown adipose tissue / Grasa parda 
BCL-2 B-cell lymphoma 2 / Lifoma de células B tipo 2 
bHLH Basic helix-loop-helix/ Motivo básico hélice-vuelta-hélice 
BP Filtro pasabanda
BRET Bioluminescence resonance energy transfer / Transferencia de energía de 
resonancia bioluminiscente 
BSA Bovine serum albumine / Albúmina sérica bovina 
C/EBP CCAAT/enhancer-binding protein / Proteína de unión al enhancer CCAAT 
Chip Chromatin Immunoprecipitation / Inmunoprecipitación de Cromatina 
CHOP CCAAT-enhancer-binding protein homologous protein / Proteína homóloga a 
proteína de unión a enhancer CCAAT 
Cm2 Centímetros cuadrados 
CMS Mesenchymal stem cells / Células madre mesenquimales 
CR Dominio rico en cisteínas 
CREB cAMP response element-binding protein / Proteína de unión a elemento de 
respuesta a AMPc 
CRISPR Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/ Repeticiones 
palindrómicas cortas agrupadas y regularmente interespaciadas 
CT Dominio Carboxi terminal
C-terminal Extremo Carboxi terminal 
CUG-BP1 CUG triplet repeat, RNA binding protein 1/ Proteína de unión al ARN tipo 1 
repetición de triplete CUG 
DAPI 4’,6-diamidino-2-fenilindol 
DE Desvío estándar
DIC Differential interference contrast / Contraste de interferencia diferencial 
DMEM Dubelcco´s modified Eagle medium / Medio basal de Eagle modificado 
Abreviaturas 
12 
DMSO Dimetilsulfóxido 
dNTP Deoxiribonucleotide triphosphate / Desoxirribonucleótido trifosfato 
DTT Ditiotreitol
ED50 Median effective dose / Dosis mediana efectiva 
EDTA Ácido etilendiamin-tetracético 
EGF Epidermal growth factor / Factor de crecimiento epidérmico 
EGFR Epidermal growth factor receptor / Receptor de factor de crecimiento epidérmico 
EGTA Ácido etilenglicol-tetracético 
ER Estrogen receptor / Receptor de estrógeno 
ERAD Endoplasmic-reticulum-associated protein degradation / Degradación de proteínas 
asociadas a Retículo Endoplásmico 
ERK Extracellular signal regulated kinase / Quinasa regulada por señales 
extracelulares 
EV Empty vector / Vector vacío 
FABP4 Fatty acid binding protein 4 / Proteína de unión a ácidos grasos 4 
FACS Fluorescence-activated cell sorting 
FAS Fatty acid synthase / sintetasa de ácidos grados 
FFAS Free fatty acids / Ácidos grasos libres 
FGFR Fibroblast growth factor receptor / Receptor de factor de crecimiento fibroblástico 
Fn Dominio de tipo fibronectina 
FOX Forkhead box protein / Proteína con caja de horquilla 
GATA 2 GATA binding protein 2 / Proteína de unión a GATA 2 
GEMS Gemini of Cajal Bodies/ Cuerpos Germini de Cajal 
GFP Green fluorescent protein / Proteína verde fluorescente 
GLUT-4 Glucose transporter type 4 / Transportador de glucosa tipo 4GRB2 Growth factor receptor-bound protein 2 / Proteína unida a receptor de factor de 
crecimiento tipo 2 
GSK3 Glycogen synthase kinase 3 / Glicógeno sintasa quinasa 3 
GTP Guanosine triphosphate / guanosín trifosfato 
HDAC Histone deacetylases / Desacetilasas de histonas 
HEPES Ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazinetansulfónico 
H3 Histone H3 / Histona H3 
HMG High-mobility group protein / Grupo de proteínas de alta mobilidad. 
HnRNP Heterogeneous nuclear ribonucleoproteins / Ribonucleoproteínas nucleares 
heterogéneas 
HRP Horseradish peroxidase / Peroxidasa de rábano 
hs Horas
HT-FIR Hepatocyte-specific transcription factor of the insulin receptor gene / Factor de 
transcripción del gen de receptor de insulina específico de hepatocitos 
Abreviaturas 
13 
IBMX 3-isobutyl-1-methylxanthine / 3-isobutil-1-metilxantina 
ID Insert domain / Dominio inserto 
IF Inmunofluorescencia confocal
IGF-I Insulin like growth factor I / Factor de crecimiento similar a insulina I 
IGF-II Insulin like growth factor II / Factor de crecimiento similar a insulina II 
IGF-1R Insulin like growth factor 1 receptor / Receptor del factor de crecimiento similar a 
insulina tipo 1 
IR Receptor de insulina 
IR-A Receptor de insulina, isoforma A 
IR-B Receptor de insulina, isoforma B 
IRNF Insulin receptor nuclear factor / Factor nuclear de IR 
IRR Insulin receptor-related receptor / Receptor relacionado al receptor de 
insulina 
IRS Insulin receptor substrate / Sustrato del receptor de insulina 
JM Juxtamembrane domain / Dominio yuxtamembrana 
kb Kilobases
kDa kilodaltons
L1 Dominio rico en leucinas 1 
L2 Dominio rico en leucinas 2 
LB Medio de cultivo Luria Bertani 
MALDI Matrix-assisted laser desorption ionization / Ionización y desorción 
asistida por la matriz 
MAPK Mitogen-activated protein kinase/ Proteína quinasa activada por mitógenos 
MBNL1 Muscleblind-like protein 1 / Proteína tipo Muscleblind 1 
MEFs Mouse embryonic fibroblasts/ Fibroblastos embrionarios de ratón 
MEK Mitogen-activated protein kinase kinase / quinasa de la proteína quinasa activada 
por mitógenos 
min Minuto
Mk Marcador de peso molecular 
mM Milimolar
mTOR Mammalian target of rapamycin / Blanco de rapamicina en mamíferos 
n Tamaño de la muestra del análisis estadístico 
nM Nanomolar
N-terminal Extremo amino terminal 
PAGE Polyacrylamide gel electrophoresis / Electroforesis en gel de 
poliacrilamida 
PAM Protospacer adjacent motif/ Motivo protoespaciador adyacente 
pb Pares de bases 
PBS Phosphate buffer saline / Solución reguladora fosfato salino 
Abreviaturas 
14 
PcG Polycomb group / Grupos Polycomb 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa 
PDPK1 3-phosphoinositide dependent protein kinase-1 / Quinasa dependiente de 
fosfoinositol 1 
PFA Paraformaldehído
PI3K Phosphoinositide 3 kinase / Fosfatidil inositol 3 quinasa 
PIP2 Phosphatidylinositol-(4,5)-biphosphate / Fosfatidilinositol-(4,5)-bifosfato 
PIP3 Phosphatidylinositol-(3,4,5)-triphosphate / Fosfatidilinositol-(3,4,5)- 
trifosfato 
PIPES Ácido piperazin-N,N’-bis(2-etansulfónico) 
PKC Protein kinase C / Proteina quinasa C 
PM Peso molecular
PML Póromyelocytic leukemia / Leucemia promielocítica 
PPARγ Peroxisome proliferator-activated γ receptor / Receptor γ activado por proliferadores 
perixosomales 
PREF 1 Preadipocyte factor 1 / Factor de preadipocitos 1 
PS-1 Presenilin 1 / Presenilina 1 
PVDF Polyvinylidene fluoride / Fluoruro de polivinilo 
qPCR Reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa 
r Coeficiente de Pearson 
R Coeficiente de Manders 
RanBP2 RAN binding protein 2 / Proteína de unión a RAN tipo 2 
RE Retículo endoplasmático
RRM RNA recognition motive / Motivo de reconocimiento de ARN 
r.p.m. Revoluciones por minuto 
RXR Retinoid X receptor / receptor X retinoide 
SDS Dodecilsulfato de sodio 
Seg Segundos
SFB Suero fetal bovino
SFRP2 Secreted frizzled-related protein 2 / Proteína secretada relacionada a frizzled 2 
SH2 Src homology 2 domains / dominios de homología 2 a Src 
SHC SHC-transforming protein / Proteína transformadora SHC 
siRNA Small interfering RNA / ARN pequeño de interferencia 
SmB Small nuclear ribonucleoprotein-associated protein B/ Proteína B asociada a la 
ribonucleoproteína nuclear pequeña 
SnRNP Small nuclear ribonucleoproteins / Ribonucleoproteínas nucleares pequeñas 
SOB Super optimal broth / Medio de cultivo súper óptimo 
SOS Son of Sevenless 
SRC Proto-oncogene tyrosine-protein kinase / Proteina tirosina-quinasa proto oncogénica 
Abreviaturas 
15 
SREBP-1 Sterol regulatory element-binding 1 protein/ Proteína de unión al elemento regulador 
de esteroles tipo 1 
SRSF Serine /arginine-rich splicing factor/ Factores de splicing ricos en serina/arginina 
SUMO Small ubiquitin-like modifier/ Modificadores pequeños de tipo ubiquitina 
SVF Fracción vascular estromal 
T2DM Diabetes mellitus type 2 / Diabetes Mellitus tipo 2 
TA Temperatura ambiente
TACE Tumor necrosis factor-α-converting enzyme / Enzima convertidora de factor de 
necrosis tumoral α 
TAE Tris acetato-EDTA
TBS Tris buffer saline / Solución salina regulada con Tris-HCl 
TCF/LEF T-cell factor /lymphoid enhancer factor / Factor de células T/Factor activador de 
linfocitos 
TE Tris-EDTA 
TET Tetracycline-Controlled Transcriptional Activation / Activación de la transcripción 
controlada por tetraciclina 
TK Tyrosin kinase domain / Dominio tirosina quinasa 
Tm Melting temperature / Temperatura de hibridación 
TM Transmembrane domain / Dominio transmembrana 
TOF Time of flight/ Tiempo de vuelo 
Tris Tris (hidroximetil) aminometano 
TRKA Tropomyosin receptor kinase A / Receptor quinasa de tropomiosina A 
TTBS Solución reguladora TBS / 0,1 % Tween 
U Unidades ezimáticas
ua Unidades arbitrarias
um Micrómetros
UCP Proteína de desacople 
V Voltios
VEGF Vascular Endothelial Growth Factor / Factor de crecimiento endotelial vascular 
v/v volumen/volumen
WAT White adipose tissue / Tejido adiposo blanco 
YFP Yellow fluorescent protein / Proteína fluorescente amarilla 
17 
Índice 
Introducción ................................................................................................................... 21
1. Ligandos tipo insulina .......................................................................................... 23
2. Familia de receptores de insulina ........................................................................ 23
2.1. Receptor de insulina ...................................................................................... 24 
2.2. Estructura génica ........................................................................................... 25 
2.3. Filogenia de IR ............................................................................................... 25 
2.4. Regulación de la transcripción de IR ............................................................. 26 
2.5. Expresión y papel de IR en condiciones fisiológicas ..................................... 26 
2.6. Consecuencias de la deleción de IR in vivo .................................................. 27 
2.7. Estructura del receptor .................................................................................. 28 
2.8. Unión de insulina a IR ................................................................................... 29 
2.9. Vías de transducción de señales activadas por IR ........................................ 30 
2.10. Especificidad de unión de ligando según la isoforma de IR .......................... 32 
2.11. Heterodimerización de IR .............................................................................. 34 
2.12. Papel de IR en eventos patológicos .............................................................. 34 
2.13. IR e IGF-1R nucleares ................................................................................... 35 
2.13.1. Mecanismos de translocación nuclear propuestos ............................. 36 
2.13.1.1. Translocación nuclear dereceptores intactos .................... 36 
2.13.1.2. Translocación nuclear de receptores clivados ................... 37 
3. Diabetes ............................................................................................................... 38
3.1. Control de la glucosa ..................................................................................... 38 
3.2. Epidemiología ................................................................................................. 39 
3.3. Resistencia a la insulina ................................................................................. 40 
3.4. Sensibilizadores de insulina ........................................................................... 41 
4. Tejido adiposo ...................................................................................................... 41
4.1. Origen del tejido adiposo ................................................................................ 42 
4.2. Modelos celulares para el estudio de la adipogénesis ................................... 44 
4.3. Proteínas involucradas en el proceso de adipogénesis ................................. 45 
4.3.1. C/EBPs ............................................................................................... 45 
4.3.2. PPARγ ................................................................................................ 46 
4.3.3. ADD1/SREBP1 ................................................................................... 46 
4.3.4. FABP4/aP2 ......................................................................................... 47 
4.3.5. IR/IGF-1R ........................................................................................... 48 
4.4. Modificación de la arquitectura nuclear durante la adipogénesis ................... 48 
4.4.1. Sub-estructuras nucleares .................................................................. 48 
Índice 
18 
4.4.2. Speckles nucleares ............................................................................. 50 
4.4.2.1. Estructura y función ............................................................ 50 
4.4.2.2. Proteínas Serina- Arginina .................................................. 50 
4.5. Modificación de la arquitectura nuclear durante el proceso de 
diferenciación .................................................................................................. 51 
Objetivos ............................................................................................... 55 
Materiales y Métodos ........................................................................... 57 
1. Materiales y drogas ............................................................................................... 59
2. Técnicas de cultivo y líneas celulares ................................................................... 59
2.1. Células utilizadas ................................................................................. 59 
2.2. Cultivo y propagación de líneas celulares ........................................... 59 
2.3. Tratamientos ........................................................................................ 60 
2.4. Obtención de células madre mesenquimales (MSC) .......................... 60 
2.5. Diferenciación celular ........................................................................... 61 
3. Tinción con Oil red O ............................................................................................ 61
4. Plásmidos.............................................................................................................. 62
4.1. Plásmidos utilizados ............................................................................ 62 
4.2. Generación de bacterias Escherichia coli ultracompetentes químicas 
por el método de Inoue ................................................................................... 63 
4.3. Transformación de E. coli por choque térmico .................................... 63 
4.4. Digestión con enzimas de restricción .................................................. 63 
4.5. Electroforesis de ADN en geles de agarosa ........................................ 64 
4.6. Purificación de plásmidos .................................................................... 64 
4.6.1. Minipreparación de plásmidos ............................................................. 64 
4.6.2. Maxipreparación de plásmidos ............................................................ 65 
5. Métodos de introducción de material genético foráneo .......................................... 65
5.1. Transfección ........................................................................................ 65 
5.1.1. Transfección de plásmidos SRSF1 y SRSF2 con lipofectamina ......... 65 
5.1.2. Transfección de plásmidos PX_458_INSR_469, PX_458_INSR_763 y 
siRNAs por electroporación ................................................................. 66 
5.2. Infección viral ....................................................................................... 66 
5.2.1. Infección con retrovirus ....................................................................... 66 
5.2.2. Infección con adenovirus ..................................................................... 67 
5.3. Tecnología CrispR/Cas9 ...................................................................... 67 
6. Oligonucleótidos .................................................................................................... 70
7. Reacción en cadena de la polimerasa (PCR) ...................................................... 71
7.1. Reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa (qPCR) ................ 71 
 Índice 
19 
7.2. Reacción en cadena de la polimerasa semi-cuantitativa .................... 72 
8. Secuenciación ..................................................................................................... 72
9. Fraccionamiento subcelular ................................................................................ 72
10. Anticuerpos .......................................................................................................... 73
10.1. Anticuerpos primarios ......................................................................... 73 
10.2. Anticuerpos secundarios ..................................................................... 74 
10.2.1. Anticuerpos secundarios acoplados a peroxidasa de rábano ............ 74 
10.2.2. Anticuerpos secundarios acoplados a fluoróforos .............................. 74 
11. Cuantificación de proteínas: método de Bradford ................................................ 74
12. Electroforesis de proteínas en geles de poliacrilamida con SDS (SDS-PAGE) y
Western blot ......................................................................................................... 75 
13. Microscopía .......................................................................................................... 76
13.1. Inmunofluorescencia ........................................................................... 76 
13.2. Microscopía confocal .......................................................................... 76 
13.3. Análisis de co-localización .................................................................. 77 
14. Análisis bioinformáticos ........................................................................................ 78
15. Análisis de datos .................................................................................................. 78
Resultados ............................................................................................ 81 
1. Capítulo 1 ................................................................................................................... 83
2. Capítulo 2 ................................................................................................................... 88
3. Capítulo 3 ...................................................................................................................96
4. Capítulo 4 ................................................................................................................. 112
Discusión ............................................................................................ 123 
1. Capítulo 1 ................................................................................................................. 125
2. Capítulo 2 ................................................................................................................. 128
3. Capítulo 3 ................................................................................................................. 133
4. Capítulo 4 ................................................................................................................. 137
Bibliografía ......................................................................................... 145 
21 
Introducción 
22 
 Introducción 
23 
 
1. Ligandos tipo insulina. 
La insulina, IGF-I e IGF-II son péptidos homólogos pequeños que poseen entre un 40 
y 80% de identidad de secuencia. 
La insulina es una proteína globular (5,8 kDa) compuesta por dos cadenas 
polipeptídicas, la cadena A de 21 aminoácidos (aa) y la cadena B de 30 aa, unidas 
covalentemente por dos puentes disulfuro (Duan & Xu 2005). Ambas provienen de un mismo 
gen que genera un propéptido, que sufre clivaje proteolítico. 
Los IGFs son polipéptidos de una sola cadena (7-8 kDa) derivados de propéptidos de 
forma similar a lo que sucede con la insulina, pero contienen el puente entre las cadenas A y 
B que es clivado en la insulina. Los péptidos IGF-I e IGF-II maduros posen dominios A y B 
homólogos a las cadenas A y B de la insulina (Foulstone et al. 2005). 
2. Familia de receptores de insulina. 
La familia de receptores tipo insulina comprende al receptor de insulina (IR), receptor 
de factor de crecimiento tipo insulina (IGF-1R) y el receptor relacionado al receptor de 
insulina (IRR). Los tres son proteínas homólogas pertenecientes a una superfamilia de 
receptores tirosina-quinasa clase II (Werner et al. 2008). La característica distintiva de estos 
receptores es que son sintetizados como pro-receptores y procesados post-
traduccionalmente por clivaje proteolítico y unión de puentes disulfuro, generando una 
estructura dimérica funcional (De Meyts 2008). 
Los tres receptores tienen los mismos dominios estructurales. Poseen un dominio 
transmembrana, la región N-terminal extracelular y la región C-terminal intracelular. Dentro 
de ésta última se encuentra el dominio catalítico, susceptible de ser fosforilado en tirosinas. 
A su vez, los tres receptores sufren proteólisis, manteniendo las cadenas α –extracelulares- 
y β –transmembranas- unidas por puentes disulfuro (Petrenko et al. 2013). En la Tabla 1 se 
puede observar el número de aminoácidos que componen las cadenas de cada uno de los 
receptores y sus pesos moleculares aparentes al ser corridos en un SDS-PAGE 
desnaturalizante. 
 
Introducción 
24 
 
IR IGF-1R IRR 
subunidad n° de aa 
PM aparente 
(Kda) n° de aa
PM aparente 
(Kda) n° de aa 
PM aparente 
(Kda)
α 721 130 707 135 716 120 
β 620 95 632 98 554 66 
 
Tabla 1. Número de aminoácidos reportados y peso molecular aparente en SDS-PAGE 
desnaturalizante para las subunidades α y β de IR, IGF-1R e IRR pertenecientes a Mus musculus. 
(Petrenko et al. 2013; Aleksic et al. 2010; Kasuga et al. 2007). 
 
IR e IGF-1R unen insulina, IGF-I e IGF-II con distinta afinidad. La identidad de 
secuencia entre ellos es alta, y varía entre 45-65% en los dominios de unión a ligando, 60-
85% en el dominio tirosina-quinasa y de unión a sustratos (Whittaker et al. 2001; Ullrich et al. 
1986), y más de un 50% de identidad de secuencia general de aminoácidos. IR e IGF-1R 
han evolucionado a partir de un gen ancestral y son parte de un sistema fuertemente 
conservado en vertebrados e invertebrados, que coordina respuestas metabólicas, de 
crecimiento y diferenciación según las condiciones ambientales y disponibilidad de 
nutrientes (Drakas et al. 2004; Brogiolo et al. 2001). 
IRR, por el contrario, no se une a ninguna de las moléculas relacionadas a insulina 
(Zhang & Roths 1992) sino que es activado en condiciones de medio extracelular levemente 
alcalino (Deyev et al. 2011; Deev et al. 2006). Esto llevó a proponer al anión hidroxilo como 
su agonista. Debido a que su deleción en ratones no genera ningún fenotipo evidente en 
condiciones normales de pH se considera que la función de IRR podría ser redundante con 
la de otros miembros de la familia (Petrenko et al. 2013). El dominio tirosina-quinasa de IRR 
comparte un alto grado de identidad en secuencia (~80%) con los de IR e IGF-1R (Ebina Y, 
Edery M, Ellis L, Standring D, Beaudoin J, Roth RA, 1985; Shier & Watt, 1989; Ullrich et al., 
1985, 1986), sugiriendo que éste podría mediar la transducción de señales por mecanismos 
similares a ellos. Sin embargo, posee una baja identidad de secuencia en la región C-
terminal de la subunidad β (sólo un 19% de identidad para la comparación de receptores en 
humanos) y 48 residuos menos que IR (Shier & Watt, 1989). 
2.1. Receptor de insulina. 
En 1985, dos grupos reportaron haber clonado el ADN copia (ADNc) del IR humano. 
Estos ADNc diferían ligeramente en su tamaño (Ebina Y, Edery M, Ellis L, Standring D, 
Beaudoin J, Roth RA 1985; Ullrich et al. 1985). 
 
 
 Introducción 
25 
 
2.2. Estructura génica. 
El IR está codificado por un gen de 22 exones distribuidos en 120 kb localizados en 
el cromosoma 19 en humanos y en el cromosoma 8 en ratones (Belfiore, Frasca, Pandini, 
Sciacca, & Vigneri, 2009). El aislamiento y caracterización del ADNc humano (de 
aproximadamente 5 kb) por los grupos de Axel Ullrich y Bill Rutter predijo tamaños de pro-
receptores de insulina de 1343 y 1355 aminoácidos respectivamente. Posteriormente se 
encontró que la diferencia de tamaño correspondía a la inclusión o exclusión de 12 
aminoácidos en el segmento C-terminal de la subunidad α. Dicha región estaba codificada 
por el exón 11, de 36 pb, el cual podía sufrir corte y empalme (splicing) alternativo, dando 
lugar a dos isoformas. Se denominó IR-A a la isoforma que excluía el exón 11, mientras que 
llamó IR-B a la isoforma que lo incluía. 
2.3. Filogenia de Ir. 
La primera duplicación de un gen ancestral tipo Ir generó al parálogo de Ir y al gen 
antecesor común de Igf-1r e Irr, los cuales se diferenciaron en una segunda ronda de 
duplicación (Figura 1) (Ullrich et al. 1986; P. Shier & Watt 1989; Hernández-Sánchez, C 
Mansilla et al. 2008). 
Sólo un 2% de todo el transcripto de Ir no es compartido con Igf-1r o Irr. Estos sitios 
se encuentran principalmente en la porción extracelular del receptor, sugiriendo que las 
diferencias en la funcionalidad de los parálogos se ha alcanzado evolutivamente 
principalmente a través de cambios en la afinidad de unión a ligando (Brandt et al. 2001). A 
diferencia de Igf-1r, Irr incluye el exón 11, mientras que Ir puede incluirlo o no de forma 
estadio y tejido-específica. Es importante destacar que el exón 11 está presente sólo en 
mamíferos. 
 
Figura 1. Representación esquemática de la filogenia de IR. Extraído de (Belfiore, 
Introducción 
26 
 
Frasca, Pandini, Sciacca, & Vigneri, 2009).
 
2.4. Regulación de la transcripción de IR. 
El promotor de IR, sin cajas TATA ni CAAT, es un promotor rico en GC, inducido 
durante diferentes situaciones fisiológicas. Sin embargo, los elementos regulatorios exactos 
que controlan su expresión no han sido completamente dilucidados. Se ha reportado que IR 
posee múltiples sitios de inicio de la transcripción (Sibley et al. 1989), como también sitios 
de terminación3’ alternativos, probablemente por poliadenilación alternativa (Gene et al. 
1989). 
Se han identificado una serie de factores de transcripción involucrados con la 
expresión de IR en tejidos que son blanco de la acción de la insulina: HT-FIR (Yoshizato et 
al. 2001), los factores nucleares de IR I (IRNF-I) y II (IRNF-II) (Lee et al. 1992), HMGA1 
(Brunetti et al. 2001), SP1 (Webster et al. 1996). También se han encontrado dos elementos 
de respuesta a estrógenos en el promotor de IR, y se ha observado que los receptores de 
estrógeno (ER) unidos a estrógeno también pueden inhibir su actividad (García-Arencibia et 
al. 2005). 
Por otra parte, en relación a la existencia de dos isoformas, se ha reportado que dos 
proteínas moduladoras del splicing alternativo, SRSF3 (SRp20) y SRSF1 (SF2/ASF) se 
unen a regiones dentro del exón 11 y promueven su inclusión (Sen et al. 2009). También se 
hallaron otras regiones dentro del intrón 10, exón 11 e intrón 12 que promueven o inhiben el 
splicing (Kosaki, Nelson, & Webster, 1998; Talukdar et al., 2011). Estudios con un minigen 
humano que codifica los exones 10, 11 y 12 han demostrado que CUG-BP1, hnRNP y 
MBNL1 son capaces de unir secuencias de ARN codificadas por este minigen, pero todavía 
no se conocen los sitios de unión (Paul et al. 2006). 
2.5. Expresión y papel de IR en condiciones fisiológicas. 
A pesar de que los principales tejidos blanco de la insulina son el tejido adiposo, 
hígado, y músculo esquelético, también se ha detectado la expresión del receptor en 
cerebro, corazón, riñón, alvéolos pulmonares, acinos pancreáticos, endotelio placentario, 
monocitos, granulocitos, eritrocitos y fibroblastos (Kaplan 1984). La observación de que la 
expresión de IR no se encuentra restringida a los tejidos blanco de la acción de la insulina 
sugiere que IR estaría vinculado a múltiples sistemas que exceden su función metabólica. 
Efectivamente, se han observado funciones metabólicas y no-metabólicas de IR durante 
desarrollo embrionario, por ejemplo regulando el crecimiento fetal principalmente en 
respuesta al estímulo de IGF-II (Kaplan 1984; Louvi et al. 1997). Ratones deficientes de IR 
 Introducción 
27 
 
nacen con un 10-20% de retardo en el crecimiento sin anomalías metabólicas aparentes, las 
cuales aparecen luego del nacimiento. 
La inclusión del exón 11 está diferencialmente regulada según el tejido. IR-A se 
expresa predominantemente en tejidos fetales y cancerígenos, mientras que IR-B se 
expresa mayoritariamente en la vida adulta y en alta proporción en tejidos blanco de los 
efectos metabólicos de la insulina, como hígado, músculo, tejido adiposo y riñón (Mosthaf et 
al. 1990; Moller et al. 1989). 
IR también se encuentra relacionado a la diferenciación del tejido adiposo. El cambio 
en el splicing de las isoformas se regula durante la diferenciación. La diferenciación de 
preadipocitos a adipocitos maduros correlaciona con un aumento del contenido total de IR y 
a un cambio en la expresión de isoformas de IR-A a IR-B (Entingh et al. 2003). Durante la 
diferenciación de los preadipocitos 3T3-L1, la expresión de IR se incrementa 35 veces, de 
7000 receptores por célula a 250000 receptores en adipocitos maduros (Yamaguchi et al. 
1991; Rubin et al. 1978). Si bien no se conoce el mecanismo por el cual se incrementa la 
expresión del receptor, se han identificado secuencias dentro del primer intrón que unen 
proteínas enriquecidas en extractos nucleares de adipocitos (McKeon, Accili, Chen, Dam, & 
Walker, 1997). 
Por el contrario, IGF-1R se expresa a niveles medianamente constantes (13000 
receptores por célula) independientemente del estadio de diferenciación (Stewart & Rotwein 
1996), aunque dependiendo del modelo el nivel de expresión puede variar ligeramente. 
La expresión excesiva de IR se encuentra asociada con una incapacidad para 
diferenciar, sugiriendo que una alta relación IR/IGF-1R podría estar asociada a una baja 
diferenciación (Entingh et al. 2003). Altos niveles de IR parecen impedir la señalización de 
IGF-1R, probablemente a través de la competencia por los sustratos intracelulares (Maggi et 
al. 1994). En conjunto, la bibliografía sugiere que tanto un aumento en el cociente IR-B/IR-A 
como de IR/IGF-1R se encuentra asociado con la diferenciación adipocitaria. 
2.6. Consecuencias de la deleción de IR in vivo. 
Los ratones con deleción de Ir en todos sus tejidos mueren dentro de los 4 o 5 días 
luego del nacimiento debido a una cetoacidosis severa (D Accili et al., 1996; Joshi et al., 
1996). En consecuencia, la deleción de Ir tejido-específica ha sido una herramienta muy útil 
a la hora de estudiar la funcionalidad del receptor en los distintos tejidos. Los ratones con 
deleción de Ir en músculo esquelético poseen una masa corporal, triglicéridos y ácidos 
grasos libres elevados, pero glucosa en sangre, insulina en suero y tolerancia a la glucosa 
normales (Bruning et al., 1998). Ratones con deleción de Ir en hígado presentan 
Introducción 
28 
 
hiperglicemia de jóvenes y alteraciones en crecimiento y funcionalidad de hígado (Michael et 
al., 2000); aquellos en los que se deleciona Ir en células β pancreáticas muestran defectos 
en la secreción de insulina tales como los que se observan en T2DM, lo que los lleva a una 
intolerancia a la glucosa progresiva (Kulkarni et al., 1999), mientras que ratones deletéreos 
para Ir en cerebro poseen hiperfagia, obesidad moderada y fertilidad reducida (Brüning et 
al., 2000). 
Específicamente en tejido adiposo, ratones que carecen de Ir en su grasa parda 
muestran una pérdida de tejido adiposo pardo interescapular dependiente con la edad, pero 
un aumento en las proteínas de desacople 1 (UCP-1) y 2 (UCP-2). En paralelo, desarrollan 
un defecto en la secreción de insulina y una intolerancia a la glucosa progresiva, sin 
insulino-resistencia (Guerra et al., 2001). En otro modelo donde se introdujo la deleción en 
grasa parda y blanca se observó que los adipocitos presentaban una polarización en dos 
poblaciones, la de tamaño grande (>100 um) y pequeño (<50 um), las cuales diferían en la 
expresión de FAS, C/EBPα y la proteína de unión al elemento regulador del esterol (SREBP-
1) (Blüher et al., 2002). El estudio concluye que la señalización de la insulina en adipocitos 
es vital para el desarrollo de la obesidad y sus complicaciones metabólicas asociadas, y que 
la suspensión de la señalización en tejido adiposo desenmascara una heterogeneidad 
presente en los adipocitos en términos de expresión génica y acumulación de triglicéridos. 
2.7. Estructura del receptor. 
Como se mencionó anteriormente, IR es un heterotetrámero compuesto por dos 
subunidades extracelulares α y dos subunidades transmembrana β unidas por puentes 
disulfuro (Figura 2) (Lawrence et al. 2007; De Meyts 2008). Ambas cadenas α y β se 
sintetizan como un único ARN mensajero (ARNm). Este mensajero codifica para una 
proteína de 1370 aminoácidos. La proteína es clivada por una furina entre las subunidades α 
y β. La subunidad α contiene 723 aa (721 aa en ratón), con un peso molecular de 130 kDa 
(Lawrence et al. 2007; De Meyts 2008). La subunidad β contiene 620 aa, con un peso 
molecular de 95 kDa. Ambas subunidades se encuentran glicosiladas, lo cual da cuenta de 
las diferencias entre peso molecular predicho y observado en varios tejidos y tipos celulares 
(Sparrow et al. 2007) . 
En cuanto al análisis estructural del receptor, se ha evidenciado que está compuesto 
de unidades estructurales repetidas. La mitad N-terminal de cada ectodominio del 
monómero consiste en dos dominios de unión homólogos repetitivos ricos en leucina (L1 y 
L2), separados por una región rica en cisteínas (CR) (Figura 2) (De Meyts 2008). Ésta está 
compuesta por 7 pequeñas repeticiones, con uno o dos puentes disulfuros.La mitad C-
terminal de cada ectodominio del monómero consiste en tres dominios de fibronectina tipo III 
 Introducción 
29 
 
(FnIII-1, FnIII-2, y FnIII-3), relativamente pequeños. Los dominios FnIII-2 de IR contienen un 
fragmento grande de 120 aa, llamado el dominio de inserción y el sitio de clivaje para la 
furina. La secuencia de 12 aa que se incluye en IR-B se encuentra 3 residuos antes del 
extremo C-terminal de la cadena α. 
La región intracelular contiene el dominio tirosina-quinasa flanqueado por dos 
regiones regulatorias donde se encuentran los sitios de unión a fosfotirosinas. En particular, 
la llamada región yuxtamembrana está involucrada en el anclaje de las IRS 1-4 (Cheng et al. 
2006) y SHC, como también en la internalización (Cohen 2006; C. M. Taniguchi et al. 2006; 
Zaid et al. 2008). 
 
Figura 2. Estructura modular de IR. A. Diagrama de la estructura α2β2 de IR. En la 
parte izquierda de la figura se representan los 22 exones que lo componen. Se marca 
en rojo el exón 11, alternativo. En la parte derecha, los módulos proteicos predichos. 
L1, dominio grande 1; CR, dominio rico en cisteínas; L2, dominio grande 2; Fn, 
dominios tipo III fibronectina; TM, dominio transmembrana; JM, dominio 
yuxtamembrana; Tk, dominio tirosina-quinasa; CT, dominio C-terminal. B. Vista 
esquemática lateral de la estructura 3D de la subunidad α (L1, CR, L2, FnIII-1/2) de las 
dos isoformas y una parte de la porción extracelular de la subunidad β (FnIII-3). El 
bucle gris indica el dominio de inserción (ID-α). El fragmento rojo encima del ID-α es 
codificado por el exón 11 y se encuentra presente en IR-B pero no IR-A. Extraído de 
(Belfiore et al., 2009). 
 
 
2.8. Unión de insulina a IR. 
Se ha reportado una unión cooperativa negativa para la insulina a su receptor, lo cual 
implica la existencia de sitios de unión de baja (sitio 1) y alta afinidad (sitio 2) (Lawrence et 
al. 2007; De Meyts 2008; C. M. Taniguchi et al. 2006; Zaid et al. 2008). Estudios 
Introducción 
30 
 
estructurales han indicado que la insulina se une a los sitios compuestos por el dominio L1 y 
la región C-terminal de la subunidad α. Un segundo sitio de unión existe en la región C-
terminal de L2 y el primer dominio FnIII (FN0). La insulina se une primero al sitio 1 de una 
subunidad α y luego al sitio 2 de la otra subunidad α (Figura 3 B). La segunda molécula de 
insulina acerca los sitios 1 y 2 restantes y acelera la disociación de la primera insulina unida 
(De Meyts 2008). Este comportamiento explica el mecanismo de activación, que está 
basado en acercar los dos dominios quinasa permitiendo su trans-fosforilación (Figura 3 A). 
Se ha sugerido que la rápida disociación producto de la cooperatividad negativa sería 
importante para limitar los efectos mitogénicos de la insulina. También se supone que los 12 
aminoácidos codificados por el exón 11 presentes en IR-B podrían contribuir a reducir la 
afinidad de esta isoforma por IGF-II al restringir la disponibilidad del sitio 1 (McKern et al. 
2006). 
Figura 3. Modelo de activación de IR. A. Los dominios tirosina-quinasa del homodímero 
se mantienen en una conformación inactiva junto a los segmentos yuxtamembrana del 
monómero β. Al unirse la insulina se produce un cambio conformacional aún no 
completamente dilucidado en el ectodominio que provoca la liberación de los dominios 
yuxtamembrana de los tirosina-quinasa, permitiendo que éstos se transfosforilen. 
Extraído de (Ward et al. 2013). B. Vista superior de la estructura de IR, donde se coloreó 
un hemidímero en rojo y el otro en azul. Se muestra la localización aproximada de los 
dos sitios de unión a ligando en círculos azules, con disposición antiparalela. Extraído de 
(De Meyts 2008). 
 
2.9. Vías de transducción de señales activadas por IR. 
Estudios cristalográficos de IR en estado fosforilado y sin fosforilar indicaron que la 
autofosforilación activa el dominio tirosina-quinasa del receptor debido a una serie de 
 Introducción 
31 
 
alteraciones en la subunidad β que facilitan la unión de ATP, la fosforilación de la subunidad 
β, el reclutamiento a membrana de su proteínas sustrato citosólicas y su consecuente 
fosforilación (Figura 4). Entre dichas proteínas blanco se encuentran: los sustratos de IR 
(IRS-1,-2,-3 y -4), SHC (Cohen 2006; C. Taniguchi et al. 2006; Taguchi & White 2008). Estas 
proteínas fosforiladas proveen sitios de anclaje específicos para efectores que contienen 
dominios de homología 2 Src (SH2), los cuales reconocen específicamente diferentes 
residuos fosfotirosinas (Boucher et al. 2014) (Figura 4). 
 Dentro de las cascadas bioquímicas, se han reconocido dos vías principales que 
controlan mayoritariamente procesos metabólicos o mitogénicos, originados por la activación 
de PI3K y RAS respectivamente. 
• Vía PI3K: en esta vía, la subunidad regulatoria p85 y la subunidad catalítica 
p110 fosforilan al fosfatidilinositol(4,5)-bifosfato (PIP2), generando 
fosfatidilinositol(3,4,5)trifosfato (PIP3). PIP3 recluta y activa proteínas que 
contienen dominios de homología de pleckstrina, entre los cuales se 
encuentran enzimas, sustratos adaptadores y moléculas del citoesqueleto. 
Entre ellas, la quinasa dependiente de fosfoinositol 1 (PDPK1) fosforila y 
activa a la quinasa serina/treonina AKT y a la proteína quinasa C (PKC) (Mora 
A, Komander D, van Aalten DM 2004). AKT regula fenómenos metabólicos, 
fosforilando enzimas tales como la quinasa glicógeno sintasa 3 (GSK3), e 
induciendo la translocación del transportador de glucosa 4 (GLUT-4) a la 
membrana plasmática (Taguchi & White 2008). AKT también fosforila a 
proteínas de la familia BCL-2 (entre las que se encuentra BAD) y a la caspasa 
9 (Datta et al. 1997), impidiendo sus funciones pro-apoptóticas, y a proteínas 
FoxO, inactivándolas; éstas regulan diversas funciones celulares como 
síntesis de lípidos, promoción de la apoptosis, y gluconeogénesis (Barthel et 
al. 2005). Otra vía regulada por AKT es la proteína asociada a la regulación 
mTOR, que regula el crecimiento celular, traducción de ARNm y el 
metabolismo (C. M. Taniguchi et al. 2006). 
• Vía Ras: GRB2 es un adaptador que une a proteínas IRS fosforiladas 
mediante su dominio SH2. GRB2 activa a SOS, que es un intercambiador de 
nucleótidos de guanina para RAS. RAS, ahora activo unido a GTP, activa a la 
serina/treonina quinasa RAF, la cual a su vez recluta la quinasa dual 
específica de MAPK (MEK1), la que luego fosforila a ERK 1/2. En su forma 
inactiva, ERK 1/2 está ubicada principalmente en el citoplasma, donde se une 
a MEK1 para formar un heterodímero (Taguchi & White 2008; Cohen 2006). 
Al ser fosforilada, ERK 1/2 se disocia de MEK y transloca al núcleo, donde 
Introducción 
32 
 
fosforila numerosos sustratos involucrados en la activación de un complejo 
programa transcripcional relacionado a la proliferación celular (Ceresa & 
Pessin 1998; Roux & Blenis 2004). 
 
Figura 4. Vía de transducción de señales de IR. La unión del ligando provoca el cambio 
conformacional y autofosforilación del receptor, reclutando y fosforilando sustratos 
tales como IRS y SHC. SHC activa la cascada RAS-MAPK, que controla fenómenos 
relacionados a la proliferación celular y transcripción génica. Las proteínas IRS activan 
mayoritariamente la vía PI3K-AKT, llevando a la regulación de eventos metabólicos tales 
como el transporte de glucosa, síntesis de lípidos, gluconeogénesis y síntesis de 
glicógeno. AKT también juega un rol en el control del ciclo celular y la supervivencia. 
Extraído y modificado de (Boucher et al. 2014). 
 
2.10. Especificidad de unión de ligando según la isoforma de IR. 
La inclusión alternativa del exón 11 provoca diferencias estructuralesy funcionales 
entre las dos isoformas. IR-A exhibe una afinidad 1,7 veces más alta por la insulina que IR-B 
(Tabla 2). Más aún, se ha observado que la asociación y disociación de la insulina en IR-A 
es más rápida que en IR-B. Sin embargo, la principal diferencia entre las isoformas reside en 
la afinidad por IGF-I e IGF-II (Belfiore & Malaguarnera 2011). La afinidad de IGF-II por IR-A 
es muy alta (ED50= 2,5 nM) mientras que la afinidad de unión por IR-B es baja (ED50 >100 
nM) (Frasca et al. 1999). De igual manera, la afinidad de IGF-I por IR-A es 
aproximadamente 10 veces mayor a la que tiene IR-B, aunque de 4 a 16 veces menor que 
la de IGF-II (Yamaguchi et al. 1993; Benyoucef et al. 2007). 
 Introducción 
33 
 
En cuanto a la respuesta fisiológica desencadenada por cada isoforma, datos 
obtenidos en el modelo murino de células hematopoyéticas 32D indican que IR-A induce 
preferencialmente señales mitogénicas y antiapoptóticas, mientras que IR-B induce 
predominantemente señales de diferenciación celular (Sciacca et al. 2003). Las diferencias 
podrían residir, basándonos en lo que se describió previamente, en la distinta afinidad por 
los ligandos. Células R-/IR-A proliferan al ser estimuladas con IGF-II, mientras que 
aumentan la incorporación de glucosa al ser estimuladas con insulina (Frasca et al. 1999; 
Morrione et al. 1997). Estos efectos diferentes coinciden con diferencias cuantitativas y 
temporales en la fosforilación de sustratos intracelulares. En particular, IGF-II es menos 
efectivo que la insulina en estimular la vía IRS/PI3K, en lugar de la SHC/ERK (Frasca et al. 
1999), e induce mayores cocientes p70S6K:AKT y ERK1/2:AKT que la insulina (Sciacca et 
al. 2002). 
Se ha sugerido también que las diferentes respuestas de IR-A e IR-B se basan en 
variaciones en los tiempos de internalización, más rápidos en IR-A (Li Calzi et al. 1997; 
Giudice et al. 2013), y en la localización de las isoformas en distintos microdominios de la 
membrana plasmática, permitiendo de esta forma el reclutamiento y activación selectiva de 
proteínas adaptadoras (Uhles et al. 2003). 
 
Tabla 2. Valores IC50 (nM) para la insulina, IGF-II e IGF-II. Las mediciones se realizaron por 
ensayos de competencia de ligando o BRET, usando células intactas o receptores 
inmunopurificados. Extraído de(Belfiore et al., 2009). 
 
 
Introducción 
34 
 
2.11. Heterodimerización de IR. 
Debido a que ambas isoformas de IR son co-expresadas en la mayoría de las 
células, se ha detectado la presencia de homodímeros IR-A/IR-A e IR-B/IR-B y 
heterodímeros IR-A/IR-B. Dos estudios que utilizaron transferencia de energía por 
resonancia luminiscente (BRET) mostraron independientemente que IR-A e IR-B 
heterodimerizan, formando híbridos azarosamente (Benyoucef et al., 2007; Blanquart et al., 
2008). Sin embargo, las relaciones estequeométricas con las que se forman los 
heterodímeros varían según el modelo, y no se ha encontrado una teoría que compatibilice 
todas las observaciones realizadas. 
Por otra parte, en células que expresan IR e IGF-1R, IR también puede 
heterodimerizar con IGF-1R, llevando a la formación de heterodímeros IR/IGF-1R (Moxham, 
Duronio, & Jacobs, 1989; Soos, Field, & Siddle, 1993; Soos & Siddle, 1989; Soos, Whittaker, 
Lammers, Ullrich, & Siddle, 1990; Yamaguchi et al., 1993) De acuerdo con este modelo, en 
un estudio llevado a cabo en células 3T3-L1, el aumento de IR debido a la diferenciación 
provocó que la mayoría de los hemidímeros IGF-1R formaran heterodímeros IR/IGF-1R 
(Modan-Moses, Janicot, McLenithan, Lane, & Casella, 1998). El papel fisiológico de los 
heterodímeros todavía debe ser dilucidado. Los estudios son difíciles de abordar debido a la 
falta de anticuerpos que reconozcan sólo a los heterodímeros (Soos, Navé, & Siddle, 1993; 
Whittaker, Soos, & Siddle, 1990). 
2.12. Papel de IR en eventos patológicos. 
Se ha observado un alto cociente IR-A:IR-B en pacientes que poseen insulino-
resistencia y T2DM (Denley et al. 2003). Sin embargo, éste no sería siempre el caso en un 
evento patológico, ya que se encontró una relación IR-A:IR-B reducida en adipocitos y 
músculo de pacientes con T2DM (Mosthaf et al. 1991). La misma fue confirmada por 
algunos estudios (Sesti et al. 1991; Kellerer et al. 1993; Norgren et al. 1993), pero no por 
todos (Benecke et al. 1992; Hansen et al. 1993). 
Se hipotetiza que en el caso del predominio de IR-A, el desbalance puede 
encontrarse relacionado con que IR-A tiene una ligeramente mayor afinidad de unión por la 
insulina que IR-B pero un menor potencial de señalización (Kellerer et al. 1992; Kosaki et al. 
1995). Más aún, como IR-A e IR-B pueden heterodimerizar, la sobreexpresión de IR-A 
puede causar una reducción significativa de los homodímeros IR-B y un aumento de los 
heterodímeros IR-A/IR-B, los cuales poseen elevada afinidad por IGF-II. Este cambio podría 
derivar en una disponibilidad aumentada de IR para la unión de IGF-II (Huang et al. 1994; 
Blanquart et al. 2008) y una disponibilidad reducida para los efectos metabólicos de la 
insulina. 
 Introducción 
35 
 
En las últimas décadas se ha publicado creciente evidencia que ha establecido que 
IR está expresado de forma aberrante en células cancerígenas, donde media tanto efectos 
metabólicos como no metabólicos. Particularmente se ha observado que el splicing se 
encuentra afectado, aumentando la relación IR-A/IR-B. 
2.13. IR e IGF-1R nucleares. 
Se ha reportado que diversos receptores tirosina-quinasa son capaces de translocar 
al núcleo y actuar como factores de transcripción, incluyendo al factor de crecimiento 
epidérmico (EGFR), ERbB, factor de crecimiento fibroblástico (FGFR), MET, factor de 
crecimiento vascular endotelial (VEGF) y familias de receptores de factores de crecimiento 
neurales TrkA (Schlessinger & Lemmon 2006; Wang 2011; Carpenter & Liao 2013). 
Respecto a la presencia de IR e IGF-1R en la fracción nuclear, la primera evidencia 
de que la insulina se une a componentes nucleares fue provista por Golfine y Smith en 1976, 
quienes demostraron una unión rápida y reversible de insulina marcada en núcleos aislados 
de hígado de rata, específicamente en la envoltura nuclear (Goldfine & Smith 1976; Goldfine 
et al. 1977; Vigneri et al. 1978; Smith & Jarett 1987). En 1978, Podlecki y colaboradores 
demostraron que IR puede ser detectado en el núcleo luego de la estimulación con insulina 
e internalización (Podlecki et al. 1987). Más tarde, en 1996, inmunofluorescencias 
conducidas por Chen y colaboradores revelaron que IGF-1R también está presente en el 
núcleo, y que su translocación puede ser inducida por ligando (Chen et al. 1996). En 2003, 
el grupo de Sun demostró que IRS-1, IRS-2 e IRS-3 pueden translocar al núcleo luego de la 
activación de IGF-1R (Sun et al. 2003). Finalmente, se reportó que mediadores 
citoplasmáticos involucrados en la vía de señalización de IR/IGF-1R, incluyendo PI3K, AKT 
y MAPKs también pueden translocar al núcleo (Baserga 2013). 
A pesar de la evidencia que indica que IR (Kim & Kahn 1993; Sarfstein et al. 2012; 
Kasuga et al. 2007; Wu et al. 2012) o IGF-1R (Sarfstein et al. 2012; Sehat et al. 2010; 
Aleksic et al. 2010; Deng et al. 2011; Warsito et al. 2016) intactos, o proteolíticamente 
clivados, pueden translocar al núcleo, aún no se conoce el mecanismo responsable para la 
importación nuclear. Hay reportes que indican que IR e IGF-1R están presentes en el núcleo 
en una forma modificada por proteínas modificadoras pequeñas tipo ubiquitina (SUMO). La 
sumoilación de estos receptores se da de una forma ligando dependiente y parece ser un 
requisito esencial para la translocación nuclear ya que la mutaciónde las lisinas que se 
modifican impide la translocación (Sehat et al. 2010; Deng et al. 2011). Un estudio llevado a 
cabo por Sjostrom y colaboradores reveló que RanBP2, una ligasa SUMO E3 localizada en 
el complejo del poro nuclear, se une a IGF-1R, y que la sobre-expresión de RanBP2 
aumenta la sumoilación de IGF-1R y su abundancia nuclear (Sjostrom et al. 2012). 
Introducción 
36 
 
Respecto a la posible función de los receptores como reguladores directos de la 
transcripción, ensayos de movilidad electroforética usando oligonucleótidos sintéticos, en 
combinación con un anticuerpo contra IGF-1R permitieron establecer que IGF-1R interactúa 
físicamente con el ADN doble cadena (Sehat et al. 2010). La capacidad de IGF-1R de 
interactuar, directa o indirectamente, con el ADN fue investigada por ensayos de 
inmunoprecipitación de la cromatina (Chip). Aproximadamente un 80% de las regiones 
enriquecidas fueron intergénicas, mientras que cerca de un 6% se localizaron en intrones y 
un 6% en exones. De aquí se desprende que el IGF-1R nuclear podría unirse a regiones 
enhancer y funcionar como activador transcripcional. Todavía no hay estudios que reporten 
secuencias de unión al ADN para IR. Recientemente se ha demostrado que IGF-1R nuclear 
se une al factor de transcripción LEF-1, un factor clave en la regulación de la cascada Wnt, y 
actúa como coactivador de los genes de la familia LEF-1/TCF (Warsito et al. 2012). 
Adicionalmente, estudios de cromatografía de afinidad al ADN demostraron que el factor de 
transcripción LEF 1/TCF se une a la región promotora de IGF-1R (Sarfstein et al. 2010). La 
habilidad de IR/IGF-1R nucleares para regular la expresión de IGF-1R se estudió en un 
modelo de células mamarias cancerígenas. Sus actividades fueron diametralmente 
opuestas: IGF-1R nuclear estimuló la expresión de su propio gen, mientras que IR nuclear la 
inhibió (Sarfstein et al. 2012). También se ha reportado que IGF-1R nuclear se une y 
fosforila a la histona H3 y se une al promotor de SNAI2 (Warsito et al. 2016). 
2.13.1. Mecanismos de translocación nuclear propuestos. 
Se ha reportado la presencia de receptores tirosina-quinasa en el núcleo en dos 
estados: intactos o clivados (Carpenter 2003). 
2.13.1.1. Translocación nuclear de receptores intactos. 
En muchos casos, como el de ERBb-1, se ha propuesto como mecanismo una 
internalización desde la membrana a través de vesículas recubiertas de clatrina (De Angelis 
Campos, AC Rodrigues et al. 2011), transporte retrógrado desde el Golgi al RE (Wang et al. 
2011) y una participación de la Importina β para la entrada al núcleo (Lo et al. 2006) (Figura 
5). A pesar de que no se conocen sistemas de tráfico endocítico que permitan extraer un 
receptor transmembrana de una bicapa lipídica, se sugirió un mecanismo similar al que 
utiliza Sec 61, translocón ubicado en RE, para mediar la traslocación de proteínas 
transmembrana mal plegadas del RE al citoplasma en la vía de ERAD (Carpenter 2003). 
Efectivamente, se comprobó este mecanismo para ER (Liao & Carpenter 2007). 
Se han detectado las cadenas α y β de IGF-1R en la fracción nuclear, con un 
mecanismo de importación asociado a endocitosis dependiente de clatrina (Aleksic et al. 
2010) y a la Importina β, que co-inmunoprecipitó con IGF-1R. La posibilidad de que IGF-1R 
 Introducción 
37 
 
pueda dirigirse directamente desde el RE/Aparato de Golgi fue descartada por estudios 
realizados por Deng y colaboradores (Deng et al. 2011). Finalmente, el uso de ensayo de 
proximidad de ligasa in situ estableció que IGF-1R co-localiza con α-tubulina, apoyando la 
teoría de que el receptor transloca al núcleo a través de los microtúbulos. 
No hay consenso sobre si el IR nuclear proviene del que fue endocitado desde la 
membrana plasmática, ya que hay reportes que afirman lo contrario (Kim & Kahn 1993). 
 
Figura 5. Mecanismo de importación nuclear propuesto para receptores tirosina-
quinasa intactos. Extraído de (Carpenter & Liao 2013). 
 
2.13.1.2. Translocación nuclear de receptores clivados. 
Se ha reportado para ERBb-4 que la activación por ligando provoca el clivaje por una 
α-secretasa de su ectodominio dejando un fragmento de 80 kDa asociado a membrana 
(Figura 6). Este clivaje requiere actividad de metaloproteasas, entre las cuales figuran TACE 
y otras ADAMS como candidatas. A continuación, este fragmento de 80 kDa es sustrato de 
γ-secretasa 1 (PS-1), liberando un dominio intracelular (ICD) al citosol que sería capaz de 
translocar al núcleo. PS-1 es un complejo de al menos cuatro proteínas transmembrana 
distintas, siendo presenilina la catalítica (Selkoe & Wolfe 2007). 
Existen reportes que indican que IR e IGF-1R pueden ser clivados por acción de 
metaloproteasas y γ-secretasas para producir fragmentos C-terminales unidos a membrana 
Introducción 
38 
 
plasmática (Kasuga et al. 2007; McElroy et al. 2007; Yuasa et al. 2014). Éstos luego podrían 
ser nuevamente proteolizados para dejar un fragmento intracelular capaz de translocar al 
núcleo (Kasuga et al. 2007). 
 
Figura 6. Mecanismo general propuesto para la generación y localización nuclear de 
los fragmentos ICD de los receptores tirosina-quinasa. Extraído y modificado de 
(Carpenter & Liao 2013). 
 
3. Diabetes. 
De los tres tipos principales de diabetes- diabetes mellitus tipo 2 (T2DM), diabetes 
mellitus tipo 1 (T1DM), y diabetes gestacional- la T2DM es la más común (90% de los 
casos). Se produce generalmente enmarcada en un cuadro de resistencia a la insulina pre-
existente en músculo esquelético, hígado y tejido adiposo. 
3.1. Control de la glucosa. 
Luego de una comida se estimula la secreción de insulina y se inhibe la secreción de 
glucagón por un proceso combinado de hiperinsulinemia e hiperglicemia. Estos cambios en 
los niveles de glucosa, insulina y glucagón anulan la producción de glucosa hepática, 
estimulan el ingreso de glucosa al músculo e inhiben la lipólisis. En consecuencia, se 
provoca una reducción en la concentración de ácidos grasos libres en sangre. La T2DM está 
asociada con grandes perturbaciones en las respuestas fisiológicas descriptas: se encuentra 
 Introducción 
39 
 
impedida la secreción de insulina, aumentados los niveles de glucagón plasmático, ácidos 
grasos libres en sangre y la producción basal de glucosa hepática en ayuno, los cuales no 
disminuyen luego de la comida. Se impide también el ingreso de glucosa al músculo. Por 
último, se encuentra una importante deficiencia en la secreción de insulina de las células 
pancreáticas β, encargadas de integrar las señales de sustratos, hormonas e impulsos 
nerviosos para controlar la liberación de insulina con el objetivo de mantener constante los 
niveles de glucosa en sangre. 
3.2. Epidemiología. 
La T2DM se ha vuelto un problema grave de salud pública. La Federación 
Internacional de Diabetes estimó que, en 2013, 382 millones de adultos entre 20 y 70 años 
tenían T2DM en el mundo, 80% de los cuales vivían en países con recursos bajos y medios 
(Figura 7) (International Diabetes Federation 2013). Se espera que el número crezca a 592 
millones en 2035 (DeFronzo et al. 2015). La prevalencia de T2DM es ligeramente superior 
en hombres que en mujeres. 
Los estudios epidemiológicos han mejorado nuestro entendimiento de los factores de 
riesgo comportamentales, biológicos y de estilo de vida que llevan a desarrollar T2DM, 
siendo el aumento del tejido adiposo el factor principal. A pesar de que la genética también 
juega un papel importante en el desarrollo de T2DM, la epidemia creciente de diabetes no 
puede ser explicada por nuevas mutaciones genéticas pero sí por la epidemia de obesidad 
(Wang, Y. C., McPherson,K., Marsh, T., Gortmaker, S. L. & Brown 2011). Aun así, la 
genética determina cómo respondemos a cambios en el ambiente y viceversa. 
Introducción 
40 
 
Figura 7. Prevalencia de TD2M. En los recuadros, el número superior corresponde al número 
de personas con TD2M (en millones) en 2013, y el número del medio el número estimado de 
personas que tendrán TD2M para 2035. El último número corresponde al porcentaje de 
incremento de 2013 a 2015. Las cifras provienen del Atlas de la Federación Internacional de 
Diabetes. Extraído de (DeFronzo et al. 2015). 
 
3.3. Resistencia a la insulina. 
La resistencia a la insulina está presente no solamente en músculo e hígado, sino 
también en tejido adiposo (Groop et al. 1989), riñón, tracto gastrointestinal (Honka et al. 
2013), vasculatura (Meijer et al. 2012), cerebro (Blázquez, E., Velázquez, E., Hurtado-
Carneiro, V. & Ruiz-Albusac 2014) y células β (Oliveira, J. M., Rebuffat, S. A., Gasa, R. & 
Gomis 2014). 
La resistencia a la insulina se asocia generalmente con un aumento en la 
fosforilación de serinas y una disminución de la fosforilación en tirosinas de las proteínas 
IRS. Este aumento es multifactorial, y entre las causas se encuentra: acumulación lipídica 
ectópica (Yu et al. 2002; Bezy et al. 2011; Morino et al. 2005), disfunción mitocondrial (Patti 
& Corvera 2010; Choi et al. 2007; Petersen et al. 2003)., inflamación (Romeo et al. 2012; 
Arkan et al. 2005; De Alvaro, C., Teruel, T., Hernandez, R. & Lorenzo 2004) y estrés de RE 
(Boden et al. 2008). 
 
 
 Introducción 
41 
 
3.4. Sensibilizadores de insulina. 
Las thiazolidinedionas (pioglitazona y rosiglitazona) incrementan la acción de la 
insulina en músculo esquelético y cardíaco, hígado y tejido adiposo (Yki-Järvinen 2004; 
Eldor, R., DeFronzo, R. A. & Abdul-Ghani 2013) y ejercen una función potente sobre las 
células β para aumentar y preservar la secreción de insulina. Sus efectos son mediados por 
múltiples mecanismos: aumentan de la señalización de la insulina, estimulan diversos pasos 
intracelulares involucrados con el metabolismo de la glucosa (GLUT4, piruvato 
deshigrogenasa, glicógeno sintasa), estimulan el receptor de peroxisoma γ activado por 
proliferación (PPARγ). La activación del coactivador 1 de PPARγ (PGC1) lleva al aumento 
de la oxidación de grasas, proliferación de adipocitos subcutáneos y activación de genes 
involucrados en lipogénesis; redistribución de grasas desde los depósitos viscerales a los 
subcutáneos; reducción de niveles de ácidos grasos libres; reducción de citoquinas 
inflamatorias circulantes y aumentos en los niveles de adiponectinas (Bays, H., Mandarino, 
L. & DeFronzo 2004). 
4. Tejido adiposo. 
Todas las especies animales, desde C.elegans hasta el H. sapiens, han encontrado 
una forma de acumular el exceso energético en forma de grasa para futuras necesidades 
(Gesta et al. 2007). La mayoría de las especies acumula grasa en el tejido mesodérmico, 
llamado tejido adiposo blanco (WAT), cuya ubicación varía entre especies. En los 
invertebrados, anfibios y muchos reptiles, la mayoría de los depósitos de grasa son intra-
abdominales; en focas y ballenas, es subcutánea, mientras que en mamíferos y aves es 
intra-abdominal y subcutánea. En humanos el WAT se encuentra distribuido por todo el 
cuerpo, siendo la acumulación subcutánea e intra-abdominal los depósitos mayoritarios 
(Figura 8). 
En los mamíferos, el tejido adiposo está compuesto no sólo por grasa blanca, la cual 
es la fuente principal de almacenamiento de triglicéridos/energía, sino también por grasa 
parda (BAT), la cual es relevante tanto en el gasto de energía basal como inducible en la 
forma de termogénesis. Esto ocurre a través de la expresión de UCP-1, que se encuentra en 
la membrana mitocondrial interna y que permite la disipación de la fuerza protón-motriz 
generada por la respiración en forma de calor (Cannon & Nedergaard 2004). La grasa parda 
se desarrolló tardíamente en el curso de la evolución en paralelo con el desarrollo de la 
homotermia y la capacidad de termorregulación. 
La obesidad se desarrolla cuando la ingesta calórica excede el gasto energético. 
Según el estadio en el que se produzca, puede darse por hipertrofia (incremento en el 
Introducción 
42 
 
tamaño de los adipocitos) o hiperplasia (aumento del número de adipocitos) (Hirsch & 
Batchelor 1976). 
 
Figura 8. Distribución de grasa en el cuerpo humano. Los depósitos de grasa blanca 
se encuentran por todo el cuerpo humano, siendo los depósitos de grasa subcutánea 
e intra-abdominal los mayoritarios. La grasa parda es abundante en el recién nacido, y 
se encuentra también en el adulto pero en menores proporciones. Extraído y 
modificado de DeFronzo 2015. 
 
4.1. Origen del tejido adiposo. 
El tejido adiposo, como el músculo y el hueso, posee un origen mesodérmico. La 
formación del mesodermo comienza con la migración de una capa de células entre el 
endodermo y el ectodermo primitivo. Esta capa se distribuye a lo largo de los ejes 
anteroposterior y dorsoventral del embrión en desarrollo, dando lugar al mesodermo axial, 
intermedio, lateral y paraxial. El mesodermo paraxial, luego de su segmentación en somitas, 
da lugar al esqueleto axial y músculos del tronco. El mesodermo lateral genera el esqueleto 
y músculo de los miembros. Contrariamente, los huesos y músculos del cráneo y cara tienen 
un origen ectodérmico -cresta neural- (Bronner-Fraser 1994). Se presume que cada una de 
estas regiones da lugar al tejido adiposo local. 
 Introducción 
43 
 
Las células madre mesenquimales (CMS) fueron identificadas inicialmente en 
médula ósea posnatal humana y han sido usadas como modelo de diferenciación de 
mesodermo. Las CMS son capaces de diferenciarse a adipocitos, osteoblastos, condrocitos, 
mioblastos y tejido conectivo. A pesar de que no se conocen el número de estadios 
intermedios entre una célula madre mesodérmica/mesenquimal y un adipocito maduro, se 
cree que las CMS dan lugar a un precursor común (adipoblasto), el cual a su vez se 
diferencia a preadipocitos blancos y marrones comprometidos (Figura 9). Estos, bajo el 
estímulo apropiado, se diferencian a adipocitos maduros de distintos tipos. No se ha 
dilucidado qué factores controlan la progresión de las CMS hacia estas vías de 
diferenciación, como tampoco se conoce si existen precursores de adipocitos distintos para 
grasa blanca y parda, o si hay distintos tipos de preadipocitos para diferentes depósitos de 
grasa blanca. Esto sucede ya que, a pesar de que se han intentado describir estadios 
celulares intermedios entre células madre y los adipocitos maduros, ha sido difícil 
caracterizar los estadios intermedios a nivel molecular, y en la práctica la mayoría de los 
investigadores del campo reconocen dos estadios (Rosen & MacDougald 2006). La primer 
fase, denominada determinación, involucra el compromiso de una célula madre pluripotente 
a ser preadipocito. Si bien éste no puede ser diferenciado morfológicamente, ha perdido su 
capacidad de diferenciar a otros tipos celulares. En la segunda fase, conocida como 
diferenciación terminal, los preadipocitos adquieren las características de adipocitos 
maduros. 
 
Figura 9 Etiqueta molecular del linaje adipocitario. Los adipocitos se diferencian a 
partir de células madres mesodérmicas en forma secuencial. Los genes o proteínas 
que representan marcas moleculares potenciales poseen un + o – indicando el nivel 
de expresión relativo de estos marcadores. Extraído y modificado de (DeFronzo et al. 
2015). 
 
Introducción 
44 
 
El único marcador de preadipocitos ampliamente aceptado es el factor de 
preadipocitos 1 (Pref-1, también conocido como DLK-1)