Processamento de Biópsias para Microscopia Eletrônica

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TBU Roxana V. Peralta 
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BIOPSIAS 
 
Aclaración: Lo ideal es coordinar previamente la realización y envío de la biopsia, para que desde el 
Servicio Central de Microscopía Electrónica (SCME) podamos proporcionarles la solución fijadora 
(contacto: Dra. Susana Jurado, sjurado@fcv.unlp.edu.ar). 
En los casos en que las muestras sean remitidas directamente sin previa coordinación, se recibirán si 
estas llegan en condiciones en las que se ha cuidado la conservación de la muestra. 
 
En la práctica diaria en el SCME recibe muestras de diferentes tejidos obtenidos por biopsia percutánea 
con aguja, endoscopía, o cuña de tejido. En todos los casos el espécimen debe manipularse con mucho 
cuidado, evitando comprimirlo. El material para microscopía electrónica (ME) debe colocarse en 
glutaraldehído frío (4°C) tan pronto como sea posible. 
 
Biopsias Renales 
 
1. Cuando se trata de cilindros obtenidos con aguja identificar, con lupa o el microscopio de disección, 
la corteza y la médula, para seleccionar tejido con glomérulos para ME. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A la Izquierda: Con el microscopio de disección, en este cilindro, se identifican, al menos, cuatro glomérulos (flechas). En algunos 
casos, como el de la fotografía, los glomérulos resaltan mucho por estar congestivos, con sangre. En otros casos es más difícil 
identificarlos, principalmente si hay alteraciones severas como glomeruloesclerosis o proliferación extracapilar. Derecha: La 
médula renal se reconoce con relativa facilidad por la presencia de túbulos que le dan un aspecto estriado. En esta 
microfotografía se ven como líneas o ranuras oblicuas que atraviesan el cilindro. Los fragmentos de médula no contienen 
glomérulos y por lo tanto no son adecuados para microscopía electrónica. (Cilindro en fresco observado con microscopio de 
disección, X32). https://kidneypathology.com/Procesamiento_muestras.html 
 
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https://kidneypathology.com/Procesamiento_muestras.html
 
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2. Tomar la biopsia y colocar sobre una placa de corte, con gotas de glutaraldehído al 2-3% preparado 
en buffer fosfato (PB), esto evitará que el material se deshidrate, y a su vez se inicie la fijación de este. 
3. Obtener dos o tres pequeños fragmentos con glomérulos, de varios milímetros (1mm Ø x 4-5 mm 
longitud). 
4. Levantar con mucho cuidado, succionar con una pipeta Pasteur descartable las pequeñas porciones 
de tejido (no emplear pinzas o agujas, laceran el material), colocar en un tubo Eppendorf los trocitos de 
tejido y agregar más solución fijadora. El volumen de solución fijadora a utilizar es 5 veces mayor al 
volumen total de muestra colocado en el tubo. 
5. Colocar en un tubito rotulado y con solución fijadora a 4ºC, registrar hora de inicio de fijación (el 
tiempo mínimo de fijación es de 2 horas). 
 
 
Biopsias con sacabocado, incisional o escisional (piel u otros órganos) 
 
1. Tomar la biopsia y coloca sobre una placa de corte, con gotas de glutaraldehído al 2-3% preparado 
en PB, esto evitará que el material comience a deshidratarse, y a su vez se inicie la fijación de este, 
2. Por lo general son extracciones de tejido que superan el 1mm3 (tamaño ideal a procesar para ME), 
por lo cual se debe fraccionar la biopsia. Realizar cortes nítidos, simultáneos, en sentido opuestos 
empleando dos hojas de corte, hasta obtener trocitos de 0,5 a 1 mm de lado (ver esquema). 
3. Levantar con mucho cuidado, succionar con una pipeta Pasteur descartable las pequeñas porciones 
de tejido (no emplear pinzas o agujas, laceran el material), colocar en un tubo Eppendorf los trocitos de 
tejido (de 6 a 8 porciones de 1 mm3 constituyen la muestra), y agregar más solución fijadora. El 
volumen de solución fijadora a utilizar es 5 veces mayor al volumen total de muestra colocado en el 
tubo. 
4. Colocar en un tubito rotulado y con solución fijadora a 4ºC, registrar hora de inicio de fijación (el 
tiempo mínimo de fijación es de 2 horas). 
 
 
 
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Biopsias endoscópicas 
 
1. Tomar una o dos pequeñas porciones, por lo general son trocitos de 0,5 a 1 mm de lado 
(dimensiones de tejido apropiados para ME). 
2. Colocar en un tubito rotulado y con solución fijadora durante un tiempo mínimo 2 horas a 4 °C. El 
volumen de solución fijadora a utilizar es 5 veces mayor al volumen total de muestra colocado en el 
tubo. 
 
IMPORTANTE PARA TODOS LOS TIPOS DE BIOPSIAS 
 
La muestra puede permanecer en el fijador y refrigerada a 4ºC por no más de 24 y 48 horas (tiempo 
para remitir las muestras al servicio de microscopía electrónica). Cuanto mayor sea el tiempo que 
transcurre desde la fijación hasta la segunda fijación del material con tetróxido de osmio 1%, mayor es 
la probabilidad de pérdida de detalles y constituyentes celulares por extracción. 
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Biopsias en parafina 
 
En casos de ser necesario, el tejido incluido en parafina puede recuperarse para ME, pero la calidad 
de las imágenes disminuye marcadamente. (Wang NS, Minassian H. The formaldehyde-fixed and paraffin-
embedded tissues for diagnostic transmission electron microscopy: a retrospective and prospective study. 
Hum Pathol 1987;18:715–727 [PubMed Link]; Widehn S, Kindblom LG. A rapid and simple method for 
electron microscopy of paraffin-embedded tissue. Ultrastruct Pathol 1988;12:131–136 [PubMed Link]). 
Este tipo de estudio se realiza por indicación del médico patólogo, ante la imposibilidad de obtener una 
nueva muestra con un procedimiento quirúrgico, o cuando la calidad de la muestra enviada para 
estudio de microscopía electrónica de transmisión no permite un adecuado análisis. 
Coordinar previamente la toma y envío de la muestra, para que desde el SCME podamos recibirla, 
acondicionarla apropiadamente y darle continuidad al procesamiento para ME (contacto con la Dra. 
Susana Jurado: sjurado@fcv.unlp.edu.ar). 
 
Desparafinado 
1. Colocar el tejido a procesar en un frasco de vidrio con tapa rosca, agregar xilol y dejar actuar por 
toda una noche. 
2. A la mañana siguiente, realizar 2 cambios más de xilol por 15 minutos cada uno. Eliminar 
decantando entre cada paso. 
3. Agregar alcohol absoluto por 10 minutos, eliminar decantando y repetir este paso una vez más. 
4. Remitir la muestra en alcohol absoluto minutos después de realizado el último cambio. 
 
Nota: no dejar en etanol absoluto por horas y mucho menos hasta el día siguiente, habría retracción 
del tejido y no se podría recuperar la muestra. 
 
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http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Retrieve&dopt=AbstractPlus&list_uids=3596588&query_hl=30&itool=pubmed_DocSum
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=pubmed&cmd=Retrieve&dopt=AbstractPlus&list_uids=3354071&query_hl=32&itool=pubmed_docsum
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ANEXO 1 
 
Buffer fosfato 0,2 M (pH 7,4) (PB) 
 
11,94 gr. NaHPO4 (Fosfato dibásico de sodio Anhidro) 
2,96 gr. NaH2PO4 (Fosfato ácido de sodio Anhidro) 
500 Agua destilada 
 
1. Disolver las sales en 250 ml de agua destilada. Agitar. 
2. Agregar los 250 ml de agua destilada restante para terminar de disolver las sales. 
3. Medir y ajustar pH a 7,4. 
 
Solución de glutaraldehído al 2% 
 
Glutaraldehído al 25% 8 ml 
Buffer fosfato (PB) 50 ml 
Agua destilada 42 ml 
 
Importante: En esta solución de trabajo la concentración final de glutaraldehído es del 2 % en PB. Se 
puede conservar en heladera a 4ºC hasta su uso (no más de un mes). 
 
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Ejemplos para envío de muestra 
 
Izquierda. Materiales: 
1. Tipo de caja térmica 
2. Modelos para soportes de 
muestras rotuladas. 
3. Refrigerantes 
Abajo. Secuencia con ejemplo de 
armado. Importante: la cantidad de 
refrigerante estará en función del 
volumen de la caja, número de 
muestras y el material del soporte a 
emplear (si aísla un poco el frío o no). 2 
 
 
1 
 
 
3 
 
 
3 
 
 
2 
 
 
ANEXO 2 
 
Acondicionamiento de muestra para envío (biopsias que no provienen de La Plata) 
Aclaración: Antes de enviar la/s muestra/s comunicarse al SCME vía telefónica al (0221) 4236663/64 
Interno 453 o por mail con la Dra. Susana Jurado (sjurado@fcv.unlp.edu.ar), para coordinar la recepción 
de las muestras. 
1. Acondicionar una caja para el envío del material procurando que el mismo llegue refrigerado. 
Importante: emplear refrigerantes para mantener la/s muestras entre 4 a 10 ºC, no para congelar. 
Evitar el exceso de frío y el contacto directo de la/s muestra/s con el refrigerante. Tener presente los 
volúmenes de las muestras, material del soporte y el frío a generar en el interior de la caja (Ver 
imágenes de ejemplo más abajo). 
2. Enviar muestra/s rotulada/s, en lo posible con etiquetas y lápiz negro. 
3. Acompañar la/s muestra/s con detalles e indicaciones que crea conveniente para que el técnico del 
SCME continúe con el procesamiento del material (fecha y hora de fijación, fijador empleado, envía en 
fijador o buffer, etc.). 
4. Comunicar por qué vía llegará la/s muestra/s, fecha estimada de arribo al SCME (envío personal, 
empresa de transporte o correo). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Recepción de la muestra e ingreso al SCME 
 
Una vez recibida la/s muestra/s se constatará el estado y características de ingreso, debiendo esta/s 
cumplir con las condiciones de preparación (adecuada toma de muestra y fijación de esta) y 
acondicionamiento de la/s muestra/s para su envío. Se observará tamaños de los trozos de tejido 
fijados, características de la solución fijadora o buffer en que se encuentra (color, turbidez, pH). 
1. Se aceptará sin objeción la/s muestra/s remitida/s correctamente, que se observe/n bien para 
continuar su procesamiento, dando ingreso y registro a la/s misma/s. 
2. Si la/s muestra/s presentara/n alguna característica particular, que pudiera derivar en un artefacto 
indeseado, se informará al usuario para que determine si desea que se continúe o no con el 
procesamiento de esta/s. 
3. Si la/s muestra/s no cumple/n las condiciones para ser aceptada/s, se informará al usuario las 
razones y se le solicitará que envíe nuevamente la/s muestra/s. 
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