ENSAYO Tecnica De Van Someren

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TÉCNICA DE VAN SOMEREN 
 
V. D. VAN SOMEREN 
 
 
FUNDAMENTO: Técnica de Sedimentación. Desarrollado por el zoólogo Van 
Someren. Diseñado en el año de 1947. Con el principal objetivo de crear un aparato 
simple para examinar sedimentos en las heces capa por capa en la búsqueda de 
huevecillos de determinado parásito, tanto con fines de diagnóstico como para hacer 
recuentos exactos de huevos de parásitos en cantidades pesadas de heces. 
 
. 
VENTAJAS: 
- Existe un notable enriquecimiento del número de huevos y quistes. 
- La técnica garantiza que los huevos de los trematodos se hundan más 
rápidamente en el agua que la mayoría de las partículas fecales más finas o 
los huevos de nematodos con los que se mezclan. 
- Se analizan las heces sedimentadas capa por capa para realizar recuentos 
exactos de huevos de trematodos en cantidades pesadas de heces. 
- Mostró ser una solución ante el inconveniente en el que los huevos explotan 
muy fácilmente cuando se colocan en soluciones concentradas usadas en 
otras técnicas. 
- Alternativa necesaria ya que los métodos de flotación normalmente utilizados 
para la recuperación y concentración de huevos en las heces no son 
satisfactorios para los de trematodos, ya que estos no flotaran en soluciones 
concentradas de sal o azúcar. 
- Apreciar de manera precisa los huevos de trematodos, diferenciándolos de los 
residuos de heces fecales u otro elemento extraño, evitando los problemas 
con otras técnicas donde los huevos se observaban tan distorsionados que 
eran irreconocibles. 
- Se pueden recuperar gran número de huevos operculados y no operculados. 
- Las grasas, aceites y otros detritos se eliminan 
- De utilidad para los laboratorios de campo cuando el acceso a la electricidad 
es restringido o no se dispone de centrífuga 
 
 
DESVENTAJAS: 
- La recuperación de los quistes es generalmente pobre y por lo tanto, la 
identificación puede ser más difícil que con otras técnicas por ejemplo la 
técnica de flotación. 
- Poco práctico debido a la lentitud del proceso. 
- El aparato necesario en esta técnica que básicamente es un grifo de diseño 
especial hecho de latón demostró ser complicado de usar, sigue un 
procedimiento exigente y tardado. 
 
PARÁSITOS QUE AYUDA A IDENTIFICAR: 
Huevos de Trematodos, en los que se incluyen los parásitos Fasciola y 
Paramphistomum. 
 
METODOLOGÍA: 
 
1.- Se pesa un gramo de heces y se deshace exhaustivamente con una varilla de 
vidrio en un volumen adecuado de agua. 
 
2.- En este volumen de agua se añaden unas pocas gotas de un agente humectante 
fotográfico. Este agente puede ser el "Wettol" de Burroughs Wellcome o el 326 de 
Johnson, los cuales no tienen ningún efecto sobre los huevos. Estos agentes 
humectantes son importantes ya que los huevos de Fasciola y Paramphistomum se 
adhieren fácilmente a cualquier superficie, como vidrio o metal, incluso si es vertical; 
la reducción de la tensión superficial efectuada por el uso de un agente humectante 
previene esta adherencia, y hace mucho más fácil la filtración posterior y 
sedimentación de los huevos sin pérdida. 
 
NOTA:Si un agente humectante es utilizado, la pequeña gota de sedimento atrapada 
en la copa C de este aparato utilizado, corre fácilmente y suavemente fuera del pico 
cuando se gira el grifo; si solo se usa agua corriente, esta gota se pegará en la copa 
C. 
 
3.- A continuación, se filtran las heces emulsionadas a través de un tamiz de malla 
de 0,25 mm, para eliminar las partículas fecales gruesas. 
 
4.- El filtrado obtenido se debe proceder a centrifugar en una centrífuga manual a un 
volumen adecuado con todo el sedimento recogido en un solo tubo. 
 
5.- Luego, el tubo de vidrio del aparato usado se llena hasta 6 pulgadas de la parte 
superior con agua de la llave que también contiene unas gotas de agente humectante 
y el grifo se gira 3 o 4 veces para asegurarse de que las gotas atrapadas en la copa 
estén corriendo satisfactoriamente fuera del pico. 
 
6.- A continuación, el grifo se gira a la posición de ‘’Listo’’ con la copa debajo del 
extremo del tubo. Las fugas deben ser evitadas. 
 
7.- El tubo de centrífuga se llena tres cuartas partes de agua y el sedimento se agita. 
 
8.- Posteriormente se dobla el tubo de goma al final del tubo de vidrio y se coloca el 
tubo de centrífuga. El clip se mantiene cerrado y el tubo de centrífuga se invierte 2-3 
veces para mezclar el contenido. 
9.- Luego el tubo centrífugo se coloca boca abajo y el clip de resorte se abre para 
que el contenido se precipite en el agua del tubo de vidrio. 
10.- Después la materia fecal se deja sedimentar en el tubo durante al menos 1 hora, 
pasado ese tiempo se encontrará que todos los huevos han caído en la copa, mientras 
que la materia fecal más fina todavía está en suspensión en el tubo. 
https://www.linguee.es/espanol-ingles/traduccion/exhaustivamente.html
11.- Para fines de conteo, la gota de sedimento se coloca sobre un portaobjetos de 
vidrio con bordes elevados para evitar que el líquido se desborde. Se rige en 5 cm 
cuadrados, cada uno de los cuales solo llena el campo de la potencia más baja de un 
microscopio de disección binocular. (Este aumento es suficientemente alto para 
contar huevos de Fasciola o Paramphistomum.) 
12.- Debido a que los huevos traslúcidos no son fáciles de ver entre los escombros 
fecales que sedimentan a la misma velocidad, es necesaria la adición de 2 gotas de 
rojo neutro al 1% al sedimento en el portaobjetos. 
13.- Luego se agrega agua hasta que el volumen en el portaobjetos hueco sea 
suficiente para esparcirse uniformemente sin desbordarse. El rojo neutro tiñe todas 
las partículas fecales de un rosa intenso mientras que los huevos permanecen sin 
teñir. 
14.- Posteriormente se examina el portaobjetos bajo iluminación parcial de campo 
oscuro, los huevos se observan como puntos brillantes de luz entre los escombros. 
En un portaobjetos se puede contar fácilmente los huevos en cuestión de uno o dos 
minutos. 
NOTA: “Los huevos de platija presentes en un gramo de heces suelen ser tan pocos 
en número que dificultan el recuento directo.” 
15.- El sedimento se examina gota a gota desde el grifo hasta que no haya más 
huevos. En la práctica, sin embargo, se encontrará que la primera gota examinada 
contendrá una proporción casi constante de los huevos presentes en el gramo entero. 
16.- Finalmente después de su uso, el grifo se gira a la posición de drenaje y el tubo 
de vidrio se lava. 
 
ESPECIFICACIONES DEL APARATO USADO EN LA TÉCNICA: 
 
● El aparato es esencialmente un grifo de diseño especial hecho de latón. 
Permite la extracción de pequeñas cantidades de material sedimentado de 
abajo hacia arriba, depositandose las gotas en un portaobjetos colocado 
debajo del grifo. 
● La materia fecal, se sedimenta en un tubo de vidrio recto de 1 cm. de diámetro 
y al menos 4 pies x 6 pulgadas de largo. En la parte inferior del cual se fija el 
grifo. 
● En el cuerpo del grifo hay un orificio C de 1 cm. de profundidad y 1 cm. de 
ancho, que se llena con cera de parafina hasta un nivel justo debajo del borde 
del agujero, dejando así una pequeña copa poco profunda en la que se 
acumulan las capas basales del sedimento. 
● El grifo se fija a un soporte firme mediante tornillos a través de la placa base, 
y el tubo de vidrio se sostiene sobre el grifo y se conecta a él mediante un collar 
de tubo de goma. 
● En la parte superior del tubo de vidrio hay un tramo corto de tubo de goma, del 
mismo diámetro exterior que el tubo de vidrio, que se puede cerrar con un clip 
de resorte. 
 
BIBLIOGRAFÍAS: 
01. A, Marcos L, Maco V, Canales M, Samalvides F, Tello R. Técnica de sedimentación 
en tubo de alta sensibilidad para el diagnóstico de parásitos intestinales. Rev 
Gastroenterol Perú. 2009;29(4):305-310.09958/34 
02. Beltran VES. “Diagnóstico de Toxocara canis por examen coprológico en el criadero 
ENERGY DOG de la ciudad de Juárez, Nuevo León.” Published online June 2008. 
Accessed March 20, 
2021.http://repositorio.uaaan.mx:8080/xmlui/bitstream/handle/123456789/2844/1497_VICTOR%20EDEL%20SEGOVIA%20BELTRAN.pdf?sequence=1&isAllowed=
y 
03. Cawdery MJ, Ruane M. Sedimentation method for the demonstration of the eggs of 
Fasciola hepatica in faeces. Lab Pract. 1971;20(12):935-939. 
04. Dorsman W. A new technique for counting eggs of Fasciola hepatica in cattle faeces. 
J Helminthol. 1956;30(2-3):165-172. 
05. Estrada Raúl Tello Casanova César Náquira Velarde MBF. MANUAL DE 
PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO PARA EL DIAGNÓSTICO DE LOS 
PARÁSITOS INTESTINALES DEL HOMBRE. Instituto Nacional de Salud. 
Published 2003. Accessed March 20, 2021. 
http://bvs.minsa.gob.pe/local/INS/165_NT37.pdf 
06. Hare J. The current list of medical literature. Science. 1971;94(2439):299-300. 
Accessed March 21, 2021 DOI: 10.1126/science.94.2439.299. 
07. Index-Catalogue of Medical and Veterinary Zoology Available On-Line. Washington, 
D.C. May 18, 2017, Accessed March 22, 2021. https://tamu.libguides.com/ICMVZ 
08. L. W. Wamae, J. O. Ongare , M. A. K. Ihiga and M. Magaja. EPIDEMIOLOGY OF 
FASCIOLOSIS ON A RANCH IN THE CENTRAL RIFT VALLEY, KENYA. Bban.top. 
Published 1990. Accessed March 20, 2021. 
https://sci.bban.top/pdf/10.1007/bf02239841.pdf#view=FitH. 
09. Pajuelo-Camacho G. Aplicación de la técnica de sedimentación espontánea. 
Medigraphic.com. Published 2006. Accessed March 22, 2021. 
https://www.medigraphic.com/pdfs/revbio/bio-2006/bio062b.pdf 
10. Parfitt JW, Banks AW. A method for counting Fasciola eggs in cattle faeces in the 
field. Vet Rec. 1970;87(7):180-182. . Accessed March 20, 2021. DOI: 
10.1136/vr.87.7.180 
11. Prepelitch L. Ecoepidemiología de Fasciola hepatica (Trematoda, Digenea) en el 
norte de la provincia de Corrientes destacando aspectos ecológicos de Lymnaea 
columella (Pulmonata, Lymnaeidae) y su rol como hospedador intermediario. 
Published online 2009. Accessed March 22, 2021. 
https://bibliotecadigital.exactas.uba.ar/download/tesis/tesis_n4546_Prepelitchi.pdf. 
12. Ramos JA. Microrganismos del Suelo. Gob.mx. Published 2005. Accessed March 
22, 2021. http://www2.inecc.gob.mx/publicaciones2/libros/429/organismos.pdf. 
13. Sievers G, Concha C, Gádicke P. Prueba de una técnica para recuperar huevos de 
Toxocara canis de muestras de tierra. Parasitol latinoam. 2007;62(1-2):61-66. 
https://scielo.conicyt.cl/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0717-
77122007000100010. 
14. Uribe Delgado N, Sierra Balcárcel RF, Espinosa González CT. Comparación de las 
técnicas Kato-Katz, TSET y TSR en el diagnóstico de infección por Fasciola 
hepatica en humanos. Rev Univ Ind Santander Salud. 2012;44(3):7-12. 
http://www.scielo.org.co/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0121-
08072012000300002. 
15. Van Someren VD. A sedimentation method for the detection and counting of 
Fasciola eggs in faeces. J Comp Pathol Ther. 1947;57(3):240-244. Accessed March 
20, 2021. DOI: 10.1016/s0368-1742(47)80030-x 
16. Whitlock HV. A. Technique for counting trematode eggs in sheep Faeces. J 
Helminthol. 1950;24(1-2):47-52. Accessed March 20, 2021. 
https://www.cambridge.org/core/journals/journal-of 
helminthology/article/abs/technique-for-counting-trematode-eggs-in-sheep-
faeces/021E30E1500AC5EF3819E7F28FCAB013 
17. Wissenschaftliche Betreuung. Validierung ausgewählter koproskopischer 
Untersuchungsmethoden zum direkten Nachweis parasitärer Stadien verschiedener 
Parasitenspezies der Haussäugetiere. Institut für Parasitologie der Tierärztlichen 
Hochschule Hannover. Published 2005. Accessed March 20, 2021. https://d-
nb.info/9782Terashima