Métodos de Separação em Química Analítica

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CAPÍTULOTREINTA
Electroforesis
capilar, electro-
cromatografía
capilar y
fraccionamiento
por flujo y campo
E
n este capítulo se estudian tres métodos de
separación relativamente nuevos. Primero
se tratan los principios de las separaciones
electroforéticas, sobre todo la electroforesis 
capilar y las aplicaciones de esta técnica tan 
polifacética en varios tipos de problemas analíticos.
Se describen la electroforesis capilar de zona, 
la electroforesis capilar en gel, la isotacoforesis
capilar, el enfoque isoeléctrico capilar y la 
cromatografía micelar electrocinética. 
Luego se presenta un breve análisis sobre la 
electrocromatografía. El capítulo concluye con 
un estudio de los principios y aplicaciones de las
técnicas de fraccionamiento por flujo y campo,
que se utilizan en la separación de polímeros,
coloides y otras macromoléculas.
867
En todo el capítulo, este símbolo indica una 
oportunidad para estudiar en línea. Visite el sitio
http:// latinoamerica.cengage.com /skoog, para revisar
clases interactivas, simulaciones y ejercicios.
En la electroforesis capilar y la electrocromatografía las
separaciones se presentan en un tubo capilar lleno con
una solución amortiguadora bajo la influencia de un
campo eléctrico, como se puede ver en la figura 30.1.
En cambio, las separaciones en el fraccionamiento de
flujo de campo se obtienen en un canal de flujo que es
similar a un listón delgado bajo la influencia de un
campo de sedimentación, eléctrico o térmico que se
aplica en forma perpendicular a la dirección del flujo.
30A PANORAMA DE LA ELECTROFORESIS
La electroforesis es un método de separación que se
basa en la diferente velocidad de migración de espe-
cies cargadas dentro de un campo eléctrico de corrien-
te directa. El químico sueco Arne Tiselius investigó
por primera vez esta técnica de separación en los años
treinta para estudiar las proteínas séricas. En 1948 fue
galardonado con el Premio Nobel de Química por es-
tos trabajos.
La electroforesis en macroescala se aplica a una 
diversidad de problemas de separación analítica difíci-
les: aniones y cationes inorgánicos, aminoácidos, cateco-
láminas, fármacos, vitaminas, carbohidratos, péptidos,
proteínas, ácidos nucleicos, nucleótidos, polinucleótidos
y otras numerosas especies.
Una ventaja especial de la electroforesis es su capa-
cidad única de separar macromoléculas cargadas de 
interés en la investigación bioquímica, biológica y bio-
médica y en la industria biotecnológica. Durante mu-
chos años la electroforesis ha sido el método de batalla
para separar proteínas, como enzimas, hormonas, an-
ticuerpos y ácidos nucleicos (ADN, ARN) con una re-
solución incomparable. Por ejemplo, para obtener la
secuencia de ADN es necesario distinguir entre poli-
nucleótidos de cadena larga que poseen entre 200 y
500 bases y que difieren por un solo nucleótido. Nada
más la electroforesis tiene el suficiente poder de reso-
lución para manejar este problema; por ejemplo, sin
ella, el Proyecto del Genoma Humano habría sido casi
imposible porque el ADN humano contiene alrededor
de tres mil millones de nucleótidos.
Una separación electroforética se lleva a cabo me-
diante la inyección de una pequeña banda de la mues-
tra en una solución amortiguadora alojada en un tubo
estrecho o en un medio de soporte poroso y plano, por
ejemplo, papel o un gel semisólido. Se aplica un alto
voltaje a lo largo de la solución amortiguadora me-
diante dos electrodos ubicados en los extremos. El cam-
po impulsa los iones de la muestra a emigrar hacia 
uno u otro de los electrodos. La velocidad de migración
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868 Capítulo 30 Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo
de una especie depende de su carga y también de su ta-
maño. Por consiguiente, las separaciones se basan en
las diferencias de la relación carga-tamaño entre los di-
ferentes analitos presentes en la muestra. Cuanto mayor
es esta relación, más rápido migra un ion en el campo
eléctrico.
30A.1 Tipos de electroforesis
En la actualidad, las separaciones electroforéticas se 
llevan a cabo en dos modalidades distintas: electroforesis
ordinaria y electroforesis capilar. La primera es la me-
todología clásica que se ha utilizado durante muchos
años para separar especies complejas, de elevada masa
molecular, de interés biológico y bioquímico. Las sepa-
raciones ordinarias se efectúan sobre una capa delgada
y plana o sobre una placa hecha de un gel semisólido y
poroso que contiene una solución amortiguadora acuo-
sa en el interior de sus poros. Esta placa tiene dimen-
siones de unos pocos centímetros de lado y, al igual
que las placas de cromatografía en capa fina, es capaz
de separar varias muestras en forma simultánea. Di-
chas muestras se introducen en la forma de manchas o
bandas sobre la placa y se aplica un campo eléctrico de
corriente continua a la placa durante un periodo fijo.
Al completarse las separaciones, se interrumpe el paso
de la corriente y las especies separadas se tiñen para
poder verlas de modo similar a como se describió pa-
ra la cromatografía en capa fina en la sección 28I.2.
Por ahora, la electroforesis ordinaria es la técnica
de separación más ampliamente utilizada en biología y
bioquímica. Un examen detenido de monografías, li-
bros de texto o revistas de los campos de las ciencias 
de la vida proporciona cientos de fotografías de desa-
rrollos electroforéticos ordinarios. La electroforesis
capilar, que es una versión con instrumentos de la elec-
troforesis, surgió a mediados de los años ochenta y se
convirtió en una herramienta importante para una
gran diversidad de problemas de separación analítica.
En muchos casos, esta nueva modalidad para efectuar
separaciones electroforéticas es un sustituto satisfac-
torio de la electroforesis ordinaria, con diversas e im-
portantes ventajas que se explican más adelante.
30A.2 Fundamentos de las separaciones
electroforéticas
La velocidad de migración de un ion, v, en centímetros
por segundo, dentro de un campo eléctrico, es igual 
al producto de la fuerza del campo eléctrico E (V cm�1)
por la movilidad electroforética me (cm
2 V�1 s�1). Es
decir,
v � meE (30.1)
A su vez, la movilidad electroforética es directamente
proporcional a la carga iónica del analito e inversamen-
te proporcional a los factores de retardo por fricción.
El campo eléctrico actúa sólo sobre los iones. Si dos 
especies difieren en la carga o en las fuerzas de fric-
ción, se desplazan por la solución amortiguadora y se
separan entre sí. Las especies neutras no se separan.
La fuerza de retardo por fricción en un analito cargado
se determina a partir del tamaño y de la forma del ion
y de la viscosidad del medio en el cual migra. En el ca-
so de iones del mismo tamaño, cuanto mayor es la car-
ga, mayor es la fuerza impulsora y habrá una velocidad
de migración más rápida. Para los iones que presenten
la misma carga, cuanto menor sea el ion, más pequeña
es la fuerza de fricción y la velocidad de migración será
más rápida. La relación carga-tamaño de los iones com-
bina estos dos efectos. Observe que, a diferencia de la
cromatografía, en una separación electroforética sólo
se requiere una fase.
30B ELECTROFORESIS CAPILAR
La electroforesis ordinaria es de gran utilidad, aunque
también es lenta, laboriosa y difícil de automatizar.
Además no proporciona resultados cuantitativos pre-
cisos. La investigación y la aplicación de la electro-
foresis llevada a cabo en tubos capilares tuvieron un
crecimiento explosivo durante la segunda mitad de la
década de los ochenta y surgieron varios instrumentos
comerciales. La electroforesis capilar (EC), produce se-
paraciones de alta velocidad y alta resolución con vo-
lúmenes de muestra extraordinariamente pequeños
(de 0.1 a 10 nL, en contraste con la electroforesis or-
dinaria, que emplea volúmenes de muestra del orden
de μL). Además, las especies separadas son eluidas
Fuente de alimentación
de alto voltaje
Capilar
Aislamientode seguridad Detector
Recipientes para
la solución amortiguadora
i
FIGURA 30.1 Esquema de un sistema de
electroforesis capilar.
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desde uno de los extremos del capilar, por lo que se
pueden utilizar detectores cuantitativos como los que
se emplean en cromatografía de líquidos de alta reso-
lución, en lugar de las incómodas técnicas de colora-
ción de la electroforesis ordinaria.1
30B.1 Velocidades de migración 
en electroforesis capilar 
Como ya se vio en la ecuación 30.1, la velocidad de mi-
gración de un ion v depende de la fuerza del campo
eléctrico aplicado. A su vez, el campo eléctrico es pro-
porcional a la magnitud del voltaje aplicado V e inver-
samente proporcional a la longitud L sobre la que se
aplica. Entonces
(30.2)
Esta relación indica que es deseable aplicar voltajes 
elevados para obtener migraciones iónicas y separacio-
nes rápidas. Si bien es deseable que las separaciones
sean rápidas, es aún más importante que sean de alta
resolución. Por ello es necesario examinar los factores
que determinan la resolución en la electroforesis.
30B.2 Alturas de plato en electroforesis
capilar
En cromatografía, tanto la difusión longitudinal como
la resistencia a la transferencia de masa contribuyen al
ensanchamiento de banda. Sin embargo, dado que en
la electroforesis sólo hay una fase, en teoría sólo se
tiene que considerar la difusión longitudinal. Pero en
la práctica, el calentamiento de Joule puede sumar dis-
crepancias así como el proceso de inyección. La electro-
foresis ordinaria no es un proceso cromatográfico, pero
las separaciones se describen a menudo de manera si-
milar a la cromatografía. Por ejemplo, en la electrofo-
resis se calcula la cantidad de platos N mediante
(30.3)
donde D es el coeficiente de difusión del soluto, en
cm2 s�1. Debido a que la resolución se incrementa al
aumentar el número de platos, se recomienda aplicar
voltajes elevados con la finalidad de obtener separa-
ciones con una gran resolución. Observe que para la
N �
meV
2D
v � me �
V
L
electroforesis, al contrario de lo que sucede en croma-
tografía, el número de platos no se incrementa con la
longitud de la columna.
En la electroforesis ordinaria en gel, el calentamien-
to por el efecto Joule limita la magnitud del voltaje apli-
cado a un valor de alrededor de 500 V. Es aquí donde
radica una de las ventajas del formato capilar en com-
paración con el formato ordinario. La gran longitud y
la pequeña área de la sección transversal del capilar
hacen que la resistencia de la solución en su interior
sea excepcionalmente elevada. Como la disipación de
energía es inversamente proporcional a la resistencia
(P � I 2/R), se pueden aplicar voltajes muchísimo más
altos a los capilares que a las placas para una misma
cantidad de calor. Además, la alta relación superfi-
cie-volumen del capilar proporciona un enfriamiento
efectivo. Como resultado de estos dos factores, el en-
sanchamiento de banda debido a la convección térmica
no tiene lugar a un grado importante en los capilares.
Por lo regular se usan campos eléctricos de 100 a 
400 V/cm. Las fuentes de potencia de alto voltaje de 10
a 25 kV son normales. Los campos elevados causan
mejoras correspondientes en la velocidad y en la reso-
lución por arriba de las que se obtienen con el formato
de placa. A menudo, las anchuras de pico en la elec-
troforesis capilar alcanzan el límite teórico marcado
por la difusión longitudinal. Por lo regular, la electro-
foresis capilar genera una cantidad de platos compren-
dido entre 100 000 y 200 000, en comparación con los
típicos 5000 a 20 000 platos de la cromatografía de lí-
quidos de alta resolución. También se han dado a co-
nocer cantidades de platos de 3 000 000 en el caso de
separaciones mediante electroforesis capilar de zona
de aminoácidos dansilados2 y de 10 000 000 para las
separaciones de polinucleótidos por electroforesis ca-
pilar en gel.3
30B.3 Flujo electroosmótico
Una característica única de la electroforesis capilar es
el flujo electroosmótico. Cuando se aplica un alto volta-
je a un capilar de sílice fundida que contiene una solu-
ción amortiguadora, se origina por lo regular un flujo
electroosmótico en el cual el líquido migra hacia el cá-
todo. La velocidad de migración puede ser apreciable.
Por ejemplo, una solución amortiguadora 50 mM de
pH 8 migra hacia el cátodo por un capilar de 50 cm a
una velocidad de aproximadamente 5 cm/min cuando
se aplica un voltaje de 25 kV.4
30B Electroforesis capilar 869
1Para mayor información acerca de la electroforesis ordinaria consulte
Analysis and Detection by Capillary Electrophoresis, M. L. Marina, A.
Rios y M. Valcarcel, eds., vol. 45 de Comprehensive Analytical Chemistry,
D. Barcelo, ed., Amsterdam: Elsevier, 2005; Capillary Electrophoresis of
Proteins and Peptides, M. A. Strege y A. L. Lagu, eds., Totowa, NJ: Hu-
mana Press, 2004; Clinical and Forensic Applications of Capillary Elec-
trophoresis, J. R. Petersen y A. A. Mohamad, eds., Totowa, NJ: Humana
Press, 2001; R. Weinberger, Practical Capillary Electrophoresis, 2a. ed.,
Nueva York: Academic Press, 2000; High Performance Capillary Elec-
trophoresis, M. G. Khaledi, ed., Nueva York: Wiley, 1998.
2R. D. Smith, J. A. Olivares, N. T. Nguyen y H. R. Udseth, Anal. Chem.,
1988, 60, p. 436.
3A. Guttman, A. S. Cohen, D. N. Heiger y B. L. Karger, Anal. Chem.,
1990, 62, p. 137.
4J. D. Olechno, J. M. Y. Tso, J. Thayer y A. Wainright, Amer. Lab., 1990,
22 (17), p. 51.
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Como se puede ver en la figura 30.2, la causa del
flujo electroosmótico es la doble capa eléctrica que se
forma en la interfase sílice-solución. A valores de pH
por encima de 3, la pared interna de un capilar de sílice
presenta carga negativa debido a la ionización de los
grupos silanol (Si¬OH) en su superficie. Los cationes
de la solución amortiguadora se agrupan sobre la do-
ble capa eléctrica adyacente a la superficie negativa del
capilar de sílice. Los cationes situados en la capa exte-
rior difusa de la doble capa son atraídos hacia el cáto-
do o electrodo negativo, y dado que los cationes están
solvatados arrastran entonces al solvente con ellos.
Como se ilustra en la figura 30.3, la electroósmosis oca-
siona un flujo de la solución que tiene un perfil plano
en el tubo porque se origina en las paredes del mismo.
Este perfil contrasta con el perfil laminar (parabólico)
que se observa en el flujo generado por la presión que
se encuentra en la cromatografía de líquidos de alta
resolución. Puesto que el perfil es en esencia plano, el
flujo electroosmótico no contribuye de manera impor-
tante al ensanchamiento de banda en la forma en que
el flujo generado por presión lo hace en la cromatogra-
fía de líquidos.
En general, la velocidad del flujo electroosmótico
es mayor que la velocidad de migración electroforética
de los iones individuales y llega a ser, en la práctica, el
mecanismo de bombeo de la fase móvil en la electrofo-
resis capilar. Aun cuando los analitos migran según sus
cargas dentro del capilar, la velocidad del flujo elec-
troosmótico es por lo regular suficiente para arrastrar a
todas las especies, las que tienen carga positiva, las neu-
tras y hasta aquellas con carga negativa hacia el mismo
extremo del capilar, de tal forma que todas pueden ser
detectadas al pasar por un punto común (véase figura
30.4). El electroferograma resultante es similar a un
cromatograma, pero con picos más angostos.
La velocidad del flujo electroosmótico v se expresa
mediante una ecuación similar a la ecuación 30.1. Es
decir,
v � meoE (30.4)
En presencia de la electroósmosis, la velocidad de un
ion es la suma de su velocidad de migración y la velo-
cidad del flujo electroosmótico. Entonces,
v � (me � meo)E (30.5)
Como consecuencia de la electroósmosis, el orden
de elución en una separación electroforética caracte-
rística es: primero, los cationes más rápidos, seguidos
por los cationes sucesivamente más lentos,luego todas
las especies neutras en una zona única y, para finalizar,
los aniones más lentos seguidos por los aniones más
rápidos (véase figura 30.4). En algunos casos, la veloci-
dad de flujo electroosmótico no es lo bastante grande
como para superar la velocidad a la cual se mueven al-
gunos aniones hacia el ánodo, en cuyo caso estas espe-
cies se desplazarán es esa dirección en lugar de ir hacia
el cátodo.
El tiempo de migración tm en la electroforesis capi-
lar es el tiempo que tarda un soluto para migrar desde
el punto en que es introducido hasta el detector. Si se
utiliza un capilar de longitud total L y la longitud al de-
tector es l, el tiempo de migración es
(30.6)tm �
l1me � meo 2E � lL1me � meo 2V
870 Capítulo 30 Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo
Flujo electroosmótico
Superficie del capilar
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FIGURA 30.2 Distribución de cargas 
en la interfase capilar-sílice y flujo
electroosmótico resultante. (Tomado 
de A. G. Ewing, R. A. Wallingford y 
T. M Olefirowicz, Anal. Chem., 1989, 61,
p. 298A. Copyright 1989 American
Chemical Society.)
a)
��
b)
P
FIGURA 30.3 Perfiles de flujo para los líquidos: a) por presión electroosmótica y b) por presión hidrodinámica.
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5Para una revisión de los equipos de electroforesis capilar comerciales
disponibles en la actualidad, véase L. DeFrancesco, Anal. Chem., 2001, 73,
p. 497A.
La cantidad de platos teóricos en presencia de flujo
electroosmótico se puede determinar a partir de una
expresión similar a la ecuación 26.21:
(30.7)
donde W, como en la cromatografía, es la anchura del
pico medida en su base.
Es posible invertir el sentido del flujo electroosmó-
tico normal al añadir un tensoactivo catiónico a la solu-
ción amortiguadora. El tensoactivo se adsorbe sobre la
pared del capilar y hace que ésta quede con carga po-
sitiva. En esta nueva situación, los aniones de la solu-
ción amortiguadora se agrupan en las proximidades de
la pared y son arrastrados hacia el cátodo o electrodo
positivo. Esta estratagema se utiliza a menudo para
acelerar las separaciones de los aniones.
A menudo la electroósmosis es deseable en ciertos
tipos de electroforesis capilar, pero no en otros. El flu-
jo electroosmótico se puede reducir al mínimo al mo-
dificar la pared interna del capilar con la ayuda de un
reactivo como el trimetilclorosilano que se une quími-
N � 16 a tm
W
b 2
camente a la superficie y reduce la cantidad de grupos
silanol en ella (véase sección 28D.1).
30B.4 Instrumentos para la electroforesis
capilar
Como se muestra en la figura 30.1, la instrumentación
para la electrofloresis capilar es sencilla.5 Un capilar de
sílice fundida, que casi siempre tiene de 10 a 100 μm 
de diámetro interno y de 30 a 100 cm de longitud y está
lleno con una solución amortiguadora, conecta entre sí
dos recipientes que contienen la misma solución amor-
tiguadora y también los electrodos de platino. Al igual
que los tubos capilares que se utilizan en la cromato-
grafía de gases, las paredes exteriores del capilar de
sílice fundida están casi siempre cubiertas con poliimi-
da por razones de durabilidad, flexibilidad y estabilidad.
La muestra se introduce por uno de los extremos y la
detección se efectúa en el otro extremo. Se aplica un
voltaje de 5 a 30 kV de corriente directa en los dos
electrodos. La polaridad de esta alta tensión puede ser
la que se indica en la figura 30.1 o se puede invertir para
que haya una separación rápida de los aniones. Los
compartimientos de la electroforesis con alta tensión
están asegurados para proteger al usuario.
Aunque la instrumentación es conceptualmente sen-
cilla, hay dificultades experimentales importantes en 
la introducción de la muestra y en la detección, debido
a que los volúmenes que se usan son muy pequeños.
Puesto que el volumen de un capilar normal es de 4 a
5 μL, los volúmenes de inyección y detección deben ser
del orden de unos pocos nanolitros o menos.
Introducción de la muestra
Los métodos más corrientes de introducción de las
muestras son la inyección electrocinética y la inyección
por presión. En el primero se retiran del depósito de la
solución amortiguadora uno de los extremos del capi-
lar y el correspondiente electrodo y se colocan en un
pequeño recipiente donde está situada la muestra. Se
aplica entonces un voltaje durante un tiempo determi-
nado, lo que hace que la muestra penetre en el capilar
debido a la combinación de migración iónica y flujo
electroosmótico. Luego, el extremo del capilar y el elec-
trodo vuelven a introducirse en la solución amortigua-
dora, donde se mantienen mientras dura el proceso de
separación. Esta técnica de inyección tiene la caracte-
rística de que introduce mayor cantidad de los iones
más móviles y menos de los más lentos.
En el método de inyección por presión, el extremo
del capilar por donde se introduce la muestra se colo-
30B Electroforesis capilar 871
velectroosmótica
vtotal � velectroosmótica � velectroforética
velectroforética
�
�
�
�
�
�
�
�
�
�
�
�
FIGURA 30.4 Velocidades en presencia del flujo
electroosmótico. La longitud de la flecha junto al ion
indica la magnitud de su velocidad y el sentido de la
flecha indica la dirección del movimiento. El electrodo
negativo está situado a la derecha y el positivo a la
izquierda para esta solución.
Simulación: aprenda más acerca de la 
electroforesis capilar.
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ca de manera momentánea en un pequeño recipiente
que la contiene y se utiliza una diferencia de presión
para conducirla al interior del capilar. Esta diferencia de
presión se origina al aplicar vacío en el extremo del de-
tector, al aplicar presión en el recipiente que contiene
la muestra o bien, elevando el extremo que contiene la
muestra (inyección hidrodinámica). La inyección por
presión no diferencia los iones de acuerdo con su movi-
lidad y no puede utilizarse en capilares rellenos de gel.
Tanto en el caso de la inyección electrocinética co-
mo en el de la inyección por presión, el volumen se
controla mediante la duración de la inyección. Los vo-
lúmenes de inyección más usuales están comprendidos
entre 5 y 50 nL, pero se han llegado a emplear volú-
menes por debajo de 100 pL. Para una solución amor-
tiguadora de densidad y viscosidad similares a las del
agua, una diferencia de altura de 5 cm durante 10 s in-
yecta aproximadamente 6 nL en un capilar cuyo diá-
metro interno es de 75 μm.
El empleo de puntas de microinyección construidas
a partir de capilares estirados hasta tener diámetros
muy pequeños permite tomar muestras en el orden de
los picolitros, como sucede con las células aisladas y es-
tructuras en el interior de las mismas. Esta técnica se
aplica para estudiar aminoácidos y neurotransmisores
procedentes de una sola célula. En las publicaciones es-
pecializadas se describen otras nuevas técnicas.6 Ya se
dispone de sistemas de electroforesis capilar en el co-
mercio con carruseles con temperatura controlada que
adquieren diversas posiciones con el fin de lograr un
muestreo automático.
Detección
Debido a que en la mayoría de las modalidades de
electroforesis capilar los analitos separados se despla-
zan pasando por un punto común, los detectores son
semejantes en cuanto a diseño y función a los de la cro-
matografía de líquidos de alta resolución que ya se des-
cribieron. En la tabla 30.1 se proporciona una lista de
varios métodos de detección que se han dado a cono-
cer para electroforesis capilar. En la segunda columna
se dan los límites de detección característicos de estos
instrumentos.
Métodos de absorción. Los detectores de fluorescen-
cia y absorción se usan ampliamente en electroforesis
capilar, aunque los últimos son más comunes debido a
que su campo de aplicación es mayor. Para que el volu-
men de detección se mantenga dentro del orden de mag-
nitud delos nanolitros o menos, la detección se lleva a
cabo en la columna. Para ello se elimina el revestimien-
to protector de poliimida de la parte externa de una
pequeña sección del capilar mediante combustión o
ataque de ácido. Este tramo del capilar hace las veces
de celda de detección. Por desgracia, la longitud de la
trayectoria para tales mediciones no es mayor que 50 a
100 μm, lo cual restringe los límites de detección en
términos de la concentración; sin embargo, debido a
los pequeños volúmenes que se usan, los límites de de-
tección de masa son iguales o mejores que los obteni-
dos en HPLC.
Se han propuesto varios diseños de celdas con vis-
tas a incrementar la longitud de la trayectoria de me-
dición para mejorar la sensibilidad de los métodos de
absorción. Tres de éstos se muestran en la figura 30.5.
En el detector comercial que se ilustra en la figura 30.5a,
el extremo del capilar está doblado en forma de Z, lo
que origina una longitud de trayectoria hasta de 10 
veces el diámetro del capilar. Los aumentos en la lon-
gitud de la trayectoria ocasionan disminuciones en la
eficacia del pico y, por consiguiente, en la resolución.
En algunos casos, lentes especiales, como las de globo
esféricas, se insertan entre la fuente y la celda z, y entre
la celda y el detector.7 Estas lentes mejoran la sensibi-
lidad al enfocar la luz en la celda y en el detector.
La figura 30.5b muestra una segunda estrategia para
aumentar la longitud de trayectoria. En este ejemplo
se forma una burbuja cerca del extremo del capilar. En
872 Capítulo 30 Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo
6L. M. Ponton y C. E. Evans, Anal. Chem., 2001, 73, p. 1974; R. Kuldvee y
M. Kaljurand, Crit. Rev. Anal. Chem., 1999, 29, p. 29.
7D. M. Spence, A. M. Sekelsky y S. R. Crouch, Instrum. Sci. Technol.,
1996, 24, p. 103.
TABLA 30.1 Detectores para electroforesis capilar.
Límite de detección* típico 
Tipo de detector (attomoles detectados)
Para espectrometría
Absorción† 1–1000
Fluorescencia 1–0.01
Lentes térmicas† 10
Raman† 1000
Quimioluminiscencia† 1–0.0001
Espectrometría de masas 1–0.01
Para electroquímica
Conductividad† 100
Potenciometría† 1
Amperometría 0.1
Fuentes: B. Huang, J. J. Li, L. Zhang, J. K. Cheng, Anal. Chem., 1996,
68, p. 2366; S. C. Beale, Anal. Chem., 1998, 70, p. 279R. S. N. Krylov
y N. J. Dovichi, Anal. Chem., 2000, 72, p. 111R; S. Hu y N. J. Dovichi,
Anal. Chem., 2002, 74, p. 2833.
*Los límites de detección señalados se determinaron con volúmenes
de inyección que variaron de 18 pL a 10 nL.
†Límite de detección de masa obtenido a partir del límite de 
detección de concentración con un volumen de inyección de 1 nL.
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la versión comercial de esta técnica la burbuja corres-
pondiente a un capilar de 50 μm tiene un diámetro de
150 μm, lo que consigue un aumento de tres veces di-
cha longitud de trayectoria.
Un tercer método para incrementar la longitud de
trayectoria de la radiación por reflexión se muestra en la
figura 30.5c. En esta técnica se deposita en el extremo
del capilar un revestimiento de plata reflectante. La
fuente de radiación experimenta entonces numerosas
reflexiones durante el camino por el capilar, lo cual au-
menta de manera notable la longitud de la trayectoria.
Hay sistemas comerciales de electroforesis capilar
con detectores con diodos en serie que permiten reco-
lectar espectros en un intervalo de UV-visible en me-
nos de 1 s.
Detección indirecta. Se ha utilizado el método de de-
tección indirecta de absorción en el caso de especies
con baja absortividad molar que resultan difíciles de
detectar sin derivación. Se incorpora un cromóforo ió-
nico en la solución amortiguadora de la electroforesis;
entonces, el detector recibe una señal constante debi-
do a la presencia de esta sustancia. El analito desplaza
algunos de estos iones, como en la cromatografía de in-
tercambio iónico, de manera que la señal detectada
disminuye cuando una banda del analito pasa por el de-
tector. El analito se determina por el descenso en el va-
lor de la absorbancia. El electroferograma de la figura
30B Electroforesis capilar 873
Cuña de
ajuste con
un orificio
de 300 
m
Capilar
de 75 
m
Fuente
Fuente
Fuente
Detector
Detector
Capilar
Burbuja
Detector
Discos de
plástico
a)
b)
c)
Revestimiento de plata
FIGURA 30.5 Tres tipos de celdas para
mejorar la sensibilidad de las mediciones
de absorción en electroforesis capilar: 
a) celda tipo z de 3 mm, b) celda tipo
burbuja de 150 μm y c) celda de
reflexiones múltiples.
2.50 3.00 3.50
1
2
4
5 6
3
4.00
Tiempo de migración, min
A
bs
or
ba
nc
ia
4.50 5.00
FIGURA 30.6 Electroferograma de una mezcla de seis
aniones por detección indirecta a 254 nm con una
solución 4 mM de ion cromato. Picos: 1) bromuro (4 ppm),
2) cloruro (2 ppm), 3) sulfato (4 ppm), 4) nitrato (4 ppm), 
5) fluoruro (1 ppm) y 6) fosfato (6 ppm).
30.6 se obtuvo con el método de detección indirecta de
absorbancia, con ion cromato 4 mM como cromóforo;
este ion absorbe radiación con fuerza a 254 nm en la so-
lución amortiguadora. Aunque los picos obtenidos son
negativos (descenso de A), se ven como positivos en la
figura 30.6 porque se invierte la polaridad del detector.
Detección por fluorescencia. Al igual que en la croma-
tografía de líquidos de alta resolución, la detección por
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fluorescencia incrementa la sensibilidad y la selectividad
para los analitos fluorescentes o los productos deriva-
dos de ellos. Se prefieren los instrumentos que emplean
rayo láser para enfocar la radiación excitadora en el
capilar y lograr los bajos límites de detección inherentes
al empleo de fuentes intensas. Hay accesorios disponi-
bles para la fluorescencia inducida por láser que se
pueden acoplar con los instrumentos comerciales para
electroforesis capilar. La fluorescencia inducida por ra-
yo láser facilita la detección de tan sólo 10 zeptomoles
o 6000 moléculas.8
Detección electroquímica. En la electroforesis capilar
se utilizan dos tipos de detección electroquímica: con-
ductimétrica y amperométrica. Uno de los problemas
con la detección electroquímica ha sido aislar los elec-
trodos del detector de la influencia del alto voltaje
necesario para la separación. Uno de los métodos de
aislamiento consiste en insertar una junta de vidrio po-
roso o grafito entre el extremo del capilar y un segundo
capilar que contiene los electrodos del detector.
Detección por espectrometría de masas. Los flujos vo-
lumétricos en electroforesis capilar son tan pequeños,
de menos de 1 μL/min, que hacen posible el acopla-
miento directo del efluente a la fuente de ionización de
un espectrómetro de masas. En la actualidad, la inter-
fase que más se emplea para el proceso de introducción
de la muestra-ionización es el sistema de electronebuli-
zación (sección 20B.4), aunque también se ha emplea-
do el bombardeo por átomos rápidos, la espectrometría
de desorción y la espectrometría de masas con plas-
ma de acoplamiento inductivo. Como la muestra líqui-
da se tiene que vaporizar antes de entrar en el sistema
de espectrometría de masas, es importante usar solu-
ciones amortiguadoras volátiles. Los sistemas de elec-
troforesis capilar con detector espectrométrico de ma-
sas se han vuelto muy importantes en las ciencias de la
vida para la determinación de biomoléculas grandes
de origen natural, como las proteínas, fragmentos de
ADN y péptidos.9
La figura 30.7 es un esquema de una conexión de
electroaspersión característica acoplada a un espectró-
metro de masas cuadrupolar. Observe que el capilar es-
tá colocado entre la región aislada de alta tensión y la
fuente de electroaspersión. El extremo de alto voltaje
y el capilar están entre 30 y 50 kV respecto al circuito
común. El extremo de baja tensión se mantiene entre
3 y 5 kV y carga las gotitas. En el comercio se pueden
encontrar instrumentos similares de electroaspersión
acopladoscon espectrómetros de masas cuadrupolares
o de trampa de iones.10 Los espectrómetros de masas
de trampa de iones permiten el funcionamiento CE /
MS/MS o CE-MSn.
En la figura 30.8 se muestra el espectro de masas por
electronebulización de la vasotocina, un polipéptido cu-
ya masa molecular es de 1050. Observe la presencia de
874 Capítulo 30 Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo
8S. Wu y N. Dovichi, J. Chromatogr., 1989, 480, p. 141.
9Para mayor información sobre la detección espectrométrica de masas
véase J. C. Severs y R. D. Smith en Handbook of Capillary Electrophore-
sis, 2a. ed., J. P. Landers, ed., cap. 28, Boca Ratón, FL: CRC Press, 1997.
10Agilent Technologies, Wilmington, DE; Beckman Coulter, Inc., Fuller-
ton, CA.
Muestra
Zona de alto voltaje
(sincronizada con
inyección automática)
�30–50 kV
Solución amortiguadora
Capilar de sílice fundida
de 100 cm de largo y100 �m
de diámetro interno
Fuente de iones
por electroaspersión
Lentes
de iones
Filtro de masa
cuadrupolar
Dínodo de
conversión
Multiplicador
de electrones
Al sistema de
adquisición
de datos
Bomba
(500 L/s)
Bomba criogénica
Sílice fundida
metalizada
Bomba
Cuadrupolo RF
N2
FIGURA 30.7 Equipo para electroforesis capilar-espectrometría de masas. El extremo con alta tensión (ánodo) se mantuvo
a 30-50 kV en una caja cerrada y aislada eléctricamente. El contacto eléctrico en el extremo de baja tensión (cátodo) se
hizo mediante plata depositada en el capilar y una cubierta de acero inoxidable. Este contacto eléctrico estuvo de 3 a 5 kV
respecto al circuito común, el cual también cargó la electroaspersión. El flujo de nitrógeno a �70°C necesario para
producir la desolvatación fue de 3 a 6 L /min. (Tomado de R. D. Smith, J. A. Olivares, N. T. Nguyen, y H. R. Udseth, Anal.
Chem., 1988, 60, p. 436. Con autorización.)
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especies doble y triplemente cargadas. En los casos
de especies de masas moleculares mayores, se encuen-
tran a menudo iones portadores de una docena o más
de cargas positivas. Los iones con cargas tan grandes
facilitan la detección de analitos de masas molecula-
res elevadas con un instrumento cuadrupolar capaz de
detectar un intervalo de valores de masas relativamente
pequeño. Los límites de detección característicos para
CE-MS son de unas pocas decenas de femtomoles pa-
ra moléculas cuya masa molecular es de 100 000 o más.
Sistemas comerciales de electroforesis capilar
En la actualidad menos de diez compañías en todo el
mundo manufacturan instrumentos para electrofore-
sis capilar. Unas 20 compañías ofrecen accesorios para
esta técnica. Los costos iniciales del equipo y los gas-
tos de mantenimiento son casi siempre más bajos que los
que se requieren para los instrumentos de cromatogra-
fía de iones y espectroscopía atómica. Por consiguiente,
los instrumentos comerciales para electroforesis capilar
con detectores normales de absorción o de fluorescen-
cia cuestan de 10 000 a 65 000 dólares.11 Además, la de-
tección mediante espectrometría de masas aumenta el
costo de manera notable.
30C APLICACIONES DE LA
ELECTROFORESIS CAPILAR
Las separaciones por electroforesis capilar se llevan a
cabo de distintas maneras. Entre ellas están la electro-
foresis capilar de zona, la electroforesis capilar en gel,
el enfoque isoeléctrico capilar, la isotacoforesis capilar
y la cromatografía micelar electrocinética. En las pró-
ximas secciones se ilustran las aplicaciones más rele-
vantes de estas técnicas.
30C.1 Electroforesis capilar de zona
En la electroforesis capilar de zona (CZE, por sus si-
glas en inglés), la composición de la solución amor-
tiguadora es constante en toda la zona de separación.
El campo aplicado hace que los diferentes componen-
tes iónicos de la mezcla migren cada uno según su pro-
pia movilidad y se separen en zonas que pueden estar
definidas por completo o parcialmente traslapadas. En-
tre las zonas resueltas del todo hay huecos ocupados
por solución amortiguadora, como se puede ver en la
figura 30.9a. Esta situación es análoga a la que se pre-
senta en la cromatografía de elución en columna, en la
que se observan regiones de fase móvil entre las zo-
nas que contienen los analitos separados.
Separación de iones pequeños
En la mayoría de las separaciones electroforéticas de
iones pequeños se observan tiempos de análisis breves
cuando los iones del analito se mueven en el mismo
sentido que el flujo electroosmótico. Por consiguiente,
en las separaciones de cationes las paredes de los capi-
lares no se tratan, y tanto el flujo electroosmótico como
los cationes se desplazan hacia el cátodo. Por otro la-
do, en las separaciones de aniones, el flujo electroos-
mótico se suele invertir a causa del tratamiento de las
paredes del capilar con una sal de alquilamonio, como
el bromuro de cetil trimetilamonio. Los iones amonio
con carga positiva se enlazan a la superficie de la sílice
y forman una capa superficial, inmóvil, de carga posi-
tiva. Esto, a su vez, crea una capa de solución móvil, de
carga negativa, que es atraída hacia el ánodo, lo que in-
vierte el flujo electroosmótico.
El método que más se utilizaba antes para el análi-
sis de aniones pequeños era la cromatografía de inter-
cambio iónico. Para los cationes, las técnicas favoritas
fueron la espectroscopía de absorción atómica y la es-
pectroscopía de emisión de plasma acoplado por in-
ducción. En la figura 30.10 se ilustra la velocidad y la
resolución de las separaciones electroforéticas de anio-
nes pequeños. En este caso, se separaron con limpieza
30 aniones en poco más de tres minutos. Por lo regular,
una separación de intercambio iónico de sólo tres o 
cuatro aniones se puede lograr en este breve periodo.
En la figura 30.11 se ilustra además la velocidad a la
cual se pueden efectuar las separaciones. En este ejem-
plo fueron separados 19 cationes en menos de dos 
minutos. Alguna vez se pronosticó que los métodos de
la electroforesis capilar reemplazarían los métodos 
30C Aplicaciones de la electroforesis capilar 875
11Véase L. DeFrancesco, Anal. Chem., 2001, 73, p. 497A.
200 400 600 800
m/z
1000
M2H3
3+
MH2
 2+
MH
+
1200
Gly-Arg-Pro-Cis-Asn-Gln-Ile-Tir-Cis
FIGURA 30.8 Espectro de masas de la vasotocina
obtenido mediante ionización por electroaspersión.
(Tomado de R. D. Smith, J. A. Olivares, N. T. Nguyen y H. R.
Udseth, Anal. Chem., 1988, 60, p. 436. Con autorización.)
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pI1 pI2 pI3
Ánodo
Ánodo
b) Isotacoforesis
a) Electroforesis de zona
 1
v1 = 1E
Anión
1
c) Enfoque isoeléctrico
Cátodo
Cátodo
Cátodo Ánodo
OH– H+
+
 2
v2 = 2E
Anión
2
 3
v3 = 3E
Anión
3
 < <
Solución amorti-
guadora de baja
movilidad
Solución amortiguadora
de alta movilidad
Solución
amorti-
guadora
Solución
amorti-
guadora
Solución
amortiguadora
Solución
amorti-
guadora–
+–
+–
Gradiente continuo de pH pH elevadopH bajo
�
� � �
� �
FIGURA 30.9 Tres modos de
separación por electroforesis. En la
electroforesis de zona a), los iones 
se separan en las zonas 1, 2 y 3. 
Las zonas mostradas están resueltas
por completo con solución
amortiguadora entre cada una de
ellas. En la isotacoforesis b), se
inyecta la muestra entre una solución
amortiguadora de vanguardia de
gran movilidad y una solución
amortiguadora a la zaga de baja
movilidad. En el caso del enfoque
isoeléctrico c), existe un gradiente 
de pH continuo a lo largo del capilar.
Los iones del analito emigran al pH
correspondiente a sus puntos
isoeléctricos.
1.5 2.0
1
2.5
A
bs
or
ba
nc
ia
, 2
54
 n
m
3.0
Tiempo, min
2
3
4
6 7
8
13
14
15 18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
1617
910
12
11
5
FIGURA 30.10 Electroferograma de la separación de 30 aniones. Diámetro interno del capilar: 
50 μm (sílice fundida). Detección: UV indirecta, 254 nm. Picos 1 � tiosulfato (4 ppm), 2 � bromuro 
(4 ppm), 3 � cloruro (2 ppm), 4 � sulfato (4 ppm), 5 � nitrito (4 ppm),6 � nitrato (4 ppm), 
7 � molibtato (10 ppm), 8 � acida (4 ppm), 9 � tungstenato (10 ppm), 10 � monofluorofosfato 
(4 ppm), 11 � clorato (4 ppm), 12 � citrato (2 ppm), 13 � fluoruro (1 ppm), 14 � formiato (2 ppm), 
15 � fosfato (4 ppm), 16 � fosfito (4 ppm), 17 � clorito (4 ppm), 18 � galactarato (5 ppm), 
19 � carbonato (4 ppm), 20 � acetato (4 ppm), 21 � etanosulfonato (4 ppm), 22 � propionato 
(5 ppm), 23 = propanosulfonato (4 ppm), 24 � butirato (5 ppm), 25 � butanosulfonato (4 ppm), 
26 � valerato (5 ppm), 27 � benzoato (4 ppm), 28 � l-glutamato (5 ppm), 29 � pentanosulfonato 
(4 ppm), 30 � d-gluconato (5 ppm). (Tomado de W. A. Jones y P. Jandik, J. Chromatogr., 1991, 546,
p. 445. Con autorización.) 
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establecidos tiempo atrás debido al bajo costo del equi-
po, las muestras de menor tamaño y el poco tiempo para
el análisis. Sin embargo, a causa de que las variaciones
en los flujos electrosmóticos dificultan la reproducti-
bilidad de las separaciones con electroforesis capilar,
todavía se usan ampliamente los métodos de cromato-
grafía de líquidos y de espectrometría atómica para los
iones inorgánicos pequeños.
Separación de moléculas
Mediante electroforesis capilar de zona es posible sepa-
rar y analizar una gran variedad de moléculas peque-
ñas, como herbicidas sintéticos, plaguicidas y fármacos,
siempre que sean iones o que puedan producirlos. En
la figura 30.12 se ilustra este tipo de aplicación del mé-
todo, en el cual se separan en menos de 15 minutos tres
antiinflamatorios, ácidos carboxílicos y sales carbo-
xiladas.
También proteínas, aminoácidos e hidratos de car-
bono se han separado en tiempos mínimos mediante
electroforesis capilar de zona. En el caso de los hidra-
tos de carbono neutros, las separaciones están prece-
didas por la formación de complejos de borato con
carga negativa. La separación de mezclas de proteínas
se muestra en la figura 30.13. La electroforesis capilar
en gel se utiliza ampliamente para obtener la secuen-
cia de ADN, como se explica en la sección siguiente.
30C.2 Electroforesis capilar en gel
En general, esta técnica se lleva a cabo en una matriz
polimérica con estructura de gel poroso que contiene
30C Aplicaciones de la electroforesis capilar 877
0 0.5
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1112
13 14 15
16 17
18 19
1.0
R
es
pu
es
ta
 d
el
 d
et
ec
to
r
1.5
Tiempo, min
FIGURA 30.11 Separación de alcalinos, alcalinotérreos y lantánidos. Capilar: 36.5 cm � 75 μm, sílice fundida, �30 kV.
Inyección: hidrostática, 20 s en 10 cm. Detección: UV indirecta, 214 nm. Picos 1 � rubidio (2 ppm), 2 � potasio (5 ppm), 
3 � calcio (2 ppm), 4 � sodio (1 ppm), 5 � magnesio (1 ppm), 6 � litio (1 ppm), 7 � lantano (5 ppm), 8 � cerio (5 ppm), 
9 � praseodimio (5 ppm), 10 � neodimio (5 ppm), 11 � samario (5 ppm), 12 � europio (5 ppm), 13 � gadolinio (5 ppm), 
14 � terbio (5 ppm), 15 � disprosio (5 ppm), 16 � holmio (5 ppm), 17 � erbio (5 ppm), 18 � tulio (5 ppm), 19 � iterbio 
(5 ppm). (Tomados de P. Jandik, W. R. Jones, O. Weston y P. R. Brown, LC-GC, 1991, 9, p. 634. Con autorización.)
5 10 15
1
1
3
pH � 8.4
pH � 7.0
3
2
2
R
es
pu
es
ta
 d
el
 d
et
ec
to
r
Tiempo, min
FIGURA 30.12 Separación de antiinflamatorios por
electroforesis capilar de zona. Detección: UV a 215 nm.
Analitos: 1) naproxeno, 2) ibuprofeno, 3) tolmetina.
(Reproducción autorizada de A. Wainright, J. Microcolumn.
Sep., 1990, 2, p. 166.)
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una mezcla de solución amortiguadora que llena los
poros. En los primeros estudios en electroforesis ordi-
naria, el principal objetivo del medio polimérico era
reducir la dispersión del analito causada por la difu-
sión y la convección, así como proporcionar un medio
adecuado para lograr la detección y el barrido. Este
tipo de medio proporcionaba una acción de tamiz mo-
lecular que retrasaba la migración de las especies por
analizar en diferentes grados, en función del tamaño de
poro del polímero y del tamaño de los iones del analito.
Dicho efecto de tamiz es en especial útil en las separa-
ciones de macromoléculas, como proteínas, fragmen-
tos de ADN y oligonucleótidos que tienen en esencia
la misma carga pero distinto tamaño. En la actualidad la
mayor parte de las separaciones a macroescala se lle-
van a cabo mediante la técnica ordinaria en gel, pero
algunas separaciones por electroforesis de especies de
diferente tamaño también se llevan a cabo en tubos
capilares rellenos con gel.
Tipos de geles
El tipo de gel que más se utiliza en electroforesis es un
polímero de poliacrilamida, formado por polimerización
de la acrilamida (CH2“CH¬CO¬NH2) en presen-
cia de un agente de entrecruzamiento. El tamaño de
poro del polímero depende de la relación entre monó-
mero y agente de entrecruzamiento, de tal manera que
al incrementar la cantidad de este último hay una dis-
minución del tamaño de poro. Otros geles que se han
empleado en electroforesis capilar en gel son la aga-
rosa, un polisacárido extraído de un alga marina, la
metilcelulosa, varios derivados de la celulosa, alcohol
polivinílico, óxido de polietileno, dextrano, polidimetil-
acrilamida y el polietilenglicol. Debido a la dificultad
para llenar los capilares con geles rígidos, a menudo se
recurre a las redes intrincadas de geles de polímeros.12
Esta estrategia permite llenar y vaciar el capilar con fa-
cilidad. En la figura 30.14 se presenta una separación
característica de una mezcla estándar de proteínas en
un gel de polietilenglicol.
Electroforesis capilar para obtener 
la secuencia del ADN
Uno de los principales objetivos del Proyecto del Geno-
ma Humano fue determinar el orden en que aparecían
las cuatro bases, adenina (A), citosina (C), guanina
(G) y timina (T), en las moléculas de ADN. El orden
define el código genético de un individuo. La necesi-
dad de conocer el orden del ADN produjo abundantes
instrumentos analíticos nuevos. Entre los más atracti-
vos está la electroforesis con arreglos de capilares.13
En esta técnica se utilizan 96 capilares conectados en
paralelo que se llenan con una matriz de separación,
casi siempre un gel lineal de poliacrilamida. Los ca-
pilares poseen un diámetro interior de 35 a 75 μm y mi-
den de 30 a 60 cm de longitud.
Para conseguir el orden de las bases, se extrae ADN
de las células y se fragmenta mediante varios procedi-
mientos. De acuerdo con la base terminal en el frag-
mento, se aplica una de cuatro tinciones fluorescentes
a los diversos fragmentos. La muestra contiene mu-
chos fragmentos de distintos tamaños, cada uno con su
etiqueta fluorescente. Bajo la influencia de un campo
electroforético, los fragmentos de masa molecular baja
se mueven con mayor rapidez y llegan al detector antes
que los fragmentos de masa molecular más alta. El or-
den de las bases en el ADN se determina mediante la
sucesión de colores de los fragmentos eluidos. Se usan
rayos láser para excitar la fluorescencia de la tinción.
878 Capítulo 30 Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo
12M. Zhu, D. L. Hansen, S. Burd y F. Gannon, J. Chromatogr., 1989, 480,
p. 311.
13Para un repaso véase I. Kheterpal y R. A. Mathies, Anal. Chem., 1999,
71, p. 31A.
0 105 15
1
3
4
5
2
R
es
pu
es
ta
 d
el
 d
et
ec
to
r
Tiempo, min
FIGURA 30.13 Separación por electroforesis capilar de
zona de una mezcla modelo de proteínas. Condiciones:
pH de la solución amortiguadora 2.7; detección de
absorbancia a 214 nm; 22 kV, 10 A. Los picos se
identifican en la siguiente tabla.
Proteínas modelo separadas a pH 2.7.
Pico Peso Punto 
núm. Proteína molecular isoeléctrico, pH
1 Citocromo c 12 400 10.7
2 Lisozima 14 100 11.1
3 Tripsina 24 000 10.1
4 Tripsinógeno 23 700 8.7
5 Inhibidor de tripsina 20 100 4.5
SKOOG_CAP_30_4tas 3/25/08 10:16 AM Page 878
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Se han descrito varias técnicas diferentes para detec-
tar la fluorescencia. En un método se utiliza un sistema
de barrido en el cualel conjunto de capilares se des-
plaza en relación con el rayo láser de excitación y un
sistema de detección de cuatro longitudes de onda. En
el sistema de detección que se ilustra en la figura 30.15 se
enfoca un rayo láser en el grupo de capilares mediante
una lente. La región que ilumina el rayo láser se des-
pliega como imagen en un detector de dispositivos de
acoplamiento de carga (véase sección 7E.3). Los filtros
facilitan la selección de longitud de onda para detectar
los cuatro colores. Se ha reportado la separación simul-
tánea de 11 fragmentos de ADN en 100 capilares.14 En
otros diseños se instalan sistemas detectores de flujo
con cubierta y un detector con dos rayos láser de dio-
dos para la excitación. Los instrumentos comerciales
cuestan entre 85 000 y más de 300 000 dólares.15 Los 
instrumentos que dan el orden del ADN o secuencia-
dores y otros analizadores relacionados con la genética
ya se fabrican en miniatura mediante técnicas de labo-
ratorio en un microcircuito.16 Con el tiempo, dichos
30C Aplicaciones de la electroforesis capilar 879
14K. Ueno y E. S. Yeung, Anal. Chem., 1994, 66, p. 1424.
15Una revisión de secuenciadores comerciales se encuentra en J. P. Smith
y V. Hinson-Smith, Anal. Chem., 2001, 73, p. 327A.
16C. A. Emrich, H. Tian, I. L. Medintz y R. A. Mathies, Anal. Chem., 2002,
74, p. 5076; Agilent Technologies, Palo Alto, CA.
5.00 8.00
C
an
al
 A
: 
ab
so
rb
an
ci
a
12.00
Patrón
interno
1 2
4
5
6
3
Tiempo, min
–0.003
0.000
0.010
0.020
16.00 20.00
FIGURA 30.14 Separación capilar en gel de proteínas desnaturalizadas con dodecilsulfato de sodio en una columna de
polietilenglicol. Detección de la absorción UV a 214 nm. Proteínas: 1) a-lactoalbúmina, 2) inhibidor de la tripsina del frijol 
de soya, 3) anhidrasa carbónica, 4) ovoalbúmina, 5) seroalbúmina bovina, 6) fosforilasa B. (Reimpreso de K. Ganzler et al.,
Anal. Chem., 1992, 64, p. 2665. Copyright 1992 American Chemical Society.)
Sistema óptico
de enfoque
Lentes de gran angular
Filtros
– +
Cámara con dispositivos
de acoplamiento
de carga
Rayo láser
FIGURA 30.15 Sistema de detección de fluorescencia
con rayo láser en columna. Un rayo láser se enfoca como
una línea en el grupo de capilares a un ángulo de 45°. La
fluorescencia se filtra y se detecta mediante una cámara
con dispositivos de acoplamiento de carga y un gran
angular. (Tomado de K. Ueno y E. S. Yeung, Anal. Chem.,
1994, 66, p. 1424. Copyright 1994 American Chemical
Society.)
sistemas miniaturizados serán portátiles para que se
puedan utilizar en el campo. La electroforesis capilar
desempeñó un papel muy importante en la identifica-
ción de restos humanos en el desastre del World Trade
Center.
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	Principios de análisis instrumental 
	Sección Cinco. Métodos de separación 
	Capítulo Treinta. Electroforesis capilar, electrocromatografía capilar y fraccionamiento por flujo y campo 
	30A Panorama de la electroforesis
	30B Electroforesis capilar
	30C Aplicaciones de la electroforesis capilar