Serie roja y serie blanca clínica

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SERIE ROJA Y SERIE BLANCA.
FASE PRE ANALÍTICA
Información del paciente
FECHA: 09-11-21
PACIENTE: María Luisa Neri Carbajal .
Nombres Apellido Paterno Apellido Materno
FECHA DE NACIMIENTO: 12-06-00 EDAD: 21 SEXO: F X M
EMBARAZO: SI NO X
MÉDICO SOLICITANTE: Maricielo Contreras Reynoso HORA DE ANÁLISIS: 07:00 h
AYUNAS: SI X NO EMAIL: marialu@gmail.com TEL: 722-456-893-4
BIOMETRÍA HEMÁTICA
HEM |x| ERITROCITOS
HGB |x| HEMOGLOBINA
HCT |x| HEMATOCRITO
VCM |x| VOLUMEN CORPUSCULAR MEDIO
RET |x| RETICULOCITOS
LEU |x| LEUCOCITOS
EO |x| EOSINÓFILOS
NEU |x| NEUTRÓFILOS
LINFO |x| LINFOCITOS
BASO |x| BASÓFILOS
MONO |x| MONOCITOS
Condiciones del paciente
Paciente: María Luisa Neri Carbajal
Nombre (s) Apellido Paterno Apellido Materno
Fecha: 09-11-21
Tipo de estudio: Biometría hemática.
● Ayuno mínimo de 4 horas - máximo de 8 horas.
● No realizar actividad física o ejercicio 8 horas previas a la toma de muestra.
● No consumir alimentos ni líquidos con excepción de agua simple.
TOMA DE MUESTRA
1. Recibir al paciente.
2. Llevar al paciente a la zona de toma de muestra.
3. Sentar al paciente en una silla para empezar con el proceso.
4. Pedir permiso al paciente para poder inspeccionar los brazos para determinar cuál
es la mejor vena para sacar la sangre.
5. Una vez identificado el brazo y por ende la vena, limpiar la zona ejerciendo
un poco de presión con una torunda con alcohol.
6. Colocar el torniquete alrededor de la parte superior del brazo con el fin de
aplicar presión en la zona y permitir que la vena se llene de sangre.
7. Introducir la aguja en la vena en un ángulo aproximado de 25°.
8. Colocar los tubos de tapón lila (con EDTA) para empezar a extraer la sangre y retirar
el torniquete inmediatamente. En caso de ser con jeringa, extraer la cantidad de
sangre necesaria y retirar el torniquete.
9. Una vez obtenida la cantidad de muestra necesaria en los tubos, colocar una
torunda en la zona en donde está la aguja y retirar la misma.
10. Pedir al paciente que ejerza un poco de presión con la torunda para que la
sangre deje de salir.
11. Colocar un curita en la zona donde se introdujo la aguja.
12. Agradecer al paciente y guiarlo a la recepción.
13. Llevar la muestra a la zona de análisis.
*NOTA: Es importante verificar que el paciente se sienta bien al momento de estar
realizando la extracción, en caso de que presente mareos detener la toma de muestra,
retirar la aguja, brindarle una torunda con alcohol, esperar a que el paciente se recupere y
proceder a tomar la muestra en otro brazo o en otra vena*
FASE ANALÍTICA
Solicitud del paciente
FECHA DE RECEPCIÓN: 09-11-21
FECHA ESTIMADA DE ENTREGA DE RESULTADOS : 11-11-21
NOMBRE DE QUIEN LA RECEPCIONA: Sabrina Polo Contreras
PACIENTE: María Luisa Neri Carbajal___
Nombres Apellido Paterno Apellido Materno
CONTACTO
EMAIL: marialu@gmail.com TEL: 722-456-893-4
TIPO DE ENSAYO: Biometría hemática.
TIPO DE
MUESTRA
CÓDIGO
DE
MUESTRA
NO. DE
MUESTRAS
FECHA DE
TOMA DE
MUESTRA
ALMACENAMIENTO T °
Sanguínea HEM-001 2 09-11-21 Tubos con
anticoagulante EDTA
Refrigerar a 4
° C durante un
período
máximo de 24
h.
OBSERVACIONES:
__________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________
__________________________________________________________________________________
BIOMETRÍA HEMÁTICA
La Biometría Hemática o Citometría Hemática es el examen de laboratorio de mayor
utilidad y más frecuentemente solicitado por el clínico. Esto debido a que en un solo
estudio se analizan tres líneas celulares completamente diferentes: serie roja,
blanca y plaquetaria, que no sólo orientan a patología hematológicas, sino también a
enfermedades de diferentes órganos y sistemas.
(López, 2016).
SERIE ROJA
Eritrocitos
Es un análisis para medir la cantidad de glóbulos rojos, o eritrocitos, que hay en la
sangre. Los glóbulos rojos cumplen una función esencial en el transporte de oxígeno
desde los pulmones hacia el resto del cuerpo, así como en llevar a cabo el dióxido
de carbono de regreso a los pulmones para exhalarlo.
(UC San Diego Health, 2020)
Principios generales de medición
1. Escoger un líquido de dilución que no solamente diluya los eritrocitos hasta
cifras legibles, sino también permita identificarlos de una u otra manera o
destruya otros elementos celulares.
2. Emplear una cámara de recuento de glóbulos o un contador electrónico, que
presentan al observador o al aparato de lectura los glóbulos en forma tal que
se pueda establecer el número de ellos por unidad de volumen de líquido.
Fundamento
El recuento manual de eritrocitos incluye la aspiración de una cantidad muy exacta
de sangre anticoagulada en una pipeta de Thoma escrupulosamente limpia,
posteriormente se diluye la sangre hasta la señal de la marca de 101 de la misma
pipeta con un líquido que es isotónico respecto a los eritrocitos. Después de
efectuar una adecuada mezcla, la solución resultante se coloca en una cámara de
recuento muy limpia (hemocitómetro) y se cubre con cubreobjetos estandarizado,
ópticamente plano y limpio. La cantidad de eritrocitos en un volumen dado se cuenta
sobre la platina de un microscopio de luz.
Cálculo
Se calcula mejor el número de eritrocitos por milímetro cúbico de sangre cuando se
tiene en cuenta el área contada, la profundidad de la cámara y la dilución según la
fórmula siguiente:
N= Número de células contadas
Volumen = lado por lado x profundidad = mm3
Dilución = 1:200 ó 1:100
Valores de referencia
Tabla 1. Valores normales de eritrocitos en hombres y mujeres a diferentes edades.
Recuento de eritrocitos x 106 /µL)
Edad Hombres y mujeres
Primera semana de vida 4,50-6,50
2 meses 3,60-5,00
1 año 3,50-5,50
1-3 años 4,00-5,50
3-8 años 4,10-5,50
8-15 años 4,10-5,70
15 años en adelante 5,00-6,30 4,10-5,70
(UNAM, 2020)
Hemoglobina
La hemoglobina es la proteína eritrocitaria intracelular encargada del transporte de
oxígeno desde los pulmones hacia los tejidos y del transporte del dióxido de
carbono desde los tejidos hacia los pulmones.
(UNAM, 2020)
Fundamento del método
La sangre se hemoliza por agregado de un agente tensoactivo. Se emplea una
solución con ferricianuro y cianuro de potasio. El ferricianuro convierte el hierro
ferroso de la hemoglobina en férrico para formar metahemoglobina, que se combina
con el cianuro potásico para formar cianometahemoglobina estable. La solución
clara y estable de la cianometahemoglobina tiene un espectro de absorción con un
pico máximo relativamente plano alrededor de 540 nm. Las mediciones en
absorbancia obtenidas en esta solución, con los espectrofotómetros, sigue
típicamente la Ley de Lambert y Beer a través de un amplio rango de concentración.
Cálculo
La siguiente fórmula se emplea para calcular la concentración de hemoglobina en
g/100 mL.
251 = dilución de sangre
Valores de referencia
Tabla 2. Valores normales de Hemoglobina en hombres y mujeres a diferentes edades,
Edad Hombres
Hb (g/dL)
Mujeres
Primera semana de vida 17-21 17-21
1 semana a dos meses 11-17 11-17
2 a 12 meses 11-15 11-15
1-3 años 10-15 10-15
3-8 años 11-15 11-15
8-15 años 11-16 11-16
15 años en adelante 15.5-19.5 12.5-16.6
Hematocrito
La determinación del hematocrito se realiza para medir el volumen que ocupan los
eritrocitos en muestras de sangre capilar o venosa. Otros sinónimos son; volumen
de paquete globular (VGP) o fracción del volumen de eritrocitos.
(MedlinePlus, 2021)
Método
Se mide por medio de centrifugación y se expresa como fracción decimal. Para su
determinación existen dos métodos a escoger: Micrométodo y Macrométodo.
Fundamento
En el macro y micro métodos se centrifuga una columna de sangre dentro de un
tubo uniforme cerrado en uno de los extremos, hastaobtener un paquete de
eritrocitos en el fondo del tubo. La centrifugación se prolonga hasta que el paquete
celular esté tan apretado que al volver a centrifugar en las mismas condiciones se
obtenga la misma columna inalterada.
Procedimiento
Macrométodo
1. Recolectar 5 mL de sangre venosa con anticoagulante.
2. Homogeneizar perfectamente por inversión del tubo.
3. Llenar el tubo Wintrobe de la parte inferior hacia arriba con sangre.
4. La columna de sangre debe quedar en la marca de 100 mm.
5. Centrifugar durante 10 o 60 minutos (de ser necesario).
6.- Retirar los tubos de la centrífuga.
Cálculo
La altura de la columna de eritrocitos es expresada como una fracción de la longitud
original de la columna de sangre (100 mm=100%), se lee la columna excluyendo la
capa de leucocitos y plaquetas.
Micrométodo
1. Mezclar la sangre por inversión del tubo.
2. Los capilares de vidrio se llenan con sangre hasta las dos o tres cuartas partes de
su longitud total.
3. Sellar el extremo seco y opuesto al orificio de llenado con plastilina o mediante el
calor de una flama.
4. Colocar los capilares en los rieles de la microcentrífuga y asegurarlos, registrar el
número de la posición que ocupan los capilares.
5. Centrifugar de 10000 - 15000 g por 5 minutos
6. Sacar los capilares de la microcentrífuga. Los capilares se miden uno por uno.
7. Las mediciones se hacen con respecto a la longitud de la columna de eritrocitos y
pueden hacerse colocando el tubo capilar contra papel milimétrico o contra una
regla. Las capas de plaquetas o leucocitos se excluyen tanto como sea posible.
8. Cuando la prueba se hace por duplicado con fines de control de calidad, los dos
resultados no deben diferir más de 2% (0.02 L/L).
(UNAM, 2020)
Valores de referencia
Tabla 3. Valores normales de Hematocrito a nivel de la ciudad de México en hombres y
mujeres
Valores normales
Mujeres 39-50% (0.39-0.50 L/L)
Hombres 46-56% (0.46-0.56 L/L)
Nota: Los valores del hematocrito dependen del sexo, de la edad y altura del sitio de
residencia.
Figura 1. Interpretación de los resultados del Hematocrito (UNAM, 2020).
Volumen corpuscular medio
La prueba de VCM mide el tamaño promedio de los glóbulos rojos. Los resultados
pueden dar indicios de problemas de anemia, talasemia, deficiencia de vitaminas,
enfermedades del hígado o hipotiroidismo.
(MedlinePlus, 2020).
Los eritrocitos que tienen un tamaño o volumen normal (normal VCM) se denominan
normocitos. Cuando el VCM es elevado, se denominan macrocitos. Cuando el VCM
es bajo, se denominan microcitos.
Cálculo.
Para calcular el VCM, expresado en fentolitros (fl o , se aplica la siguiente10−15𝐿)
fórmula:
𝑉𝐶𝑀 = 𝐻𝑒𝑚𝑎𝑡𝑜𝑐𝑟𝑖𝑡𝑜 (%) 𝑥 10
𝑛° 𝑒𝑟𝑖𝑡𝑟𝑜𝑐𝑖𝑡𝑜𝑠 (𝑚𝑖𝑙𝑙𝑜𝑛𝑒𝑠 /𝑚𝑚3 𝑠𝑎𝑛𝑔𝑟𝑒)
Valores normales.
Tabla 4. Valores normales de Volumen Corpuscular Medio en hombres y mujeres
Valores normales (fl)
Mujeres 80-95
Hombres 80-95
(Universidad de Granada, s.f).
Reticulocitos
Método
Coloración supravital (azul de metileno, azul brillante de cresilo, nuevo azul de
metileno), citometría de flujo.
Significado clínico
Los reticulocitos son células de transición entre los eritroblastos nucleados y los
hematíes maduros. Cuando se someten a coloración supravital se observa el ARN
durante el proceso de maduración de los precursores de los hematíes en la médula
ósea; la reducción del tamaño se asocia con condensación aumentada de la
cromatina nuclear y expulsión final del núcleo picnótico. A la vez, la síntesis de
hemoglobina (Hb) va aumentando.
Las células rojas no nucleadas permanecen en la médula ósea hasta 4 días
pasando por varios estadíos de maduración (tipos I a IV). Debido a que la síntesis
de Hb no es completa, las coloraciones habituales permiten observar a los
reticulocitos como células policromatófilas.
Expresión de resultados
Los reticulocitos se expresan como porcentaje relativo de hematíes y/o en valor
absoluto.
El Índice de reticulocitos corregidos (IRC) se determina cuando el recuento de
hematíes es muy alto o cuando el número de células rojas maduras está disminuido,
realizando la corrección por hematocrito que se requiera.
𝐼𝑅𝐶 = 𝑟𝑒𝑐𝑢𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑑𝑒 𝑟𝑒𝑡𝑖𝑐𝑢𝑙𝑜𝑐𝑖𝑡𝑜𝑠 (%) 𝑥 ℎ𝑒𝑚𝑎𝑡𝑜𝑐𝑟𝑖𝑡𝑜 / 45%
Siendo el 45% el valor normal de hematocrito.
El índice de maduración de reticulocitos (IMR) o índice de producción reticulocitaria
(IPR) es una corrección adicional que considera el estímulo eritrocitario
compensador que se produce en caso de anemias intensas. En estos casos el
número de reticulocitos en sangre periférica es superior al que corresponde al grado
de regeneración eritroblástica.
El periodo de maduración reticulocitario es un factor que se mide en días y está en
relación inversa al hematocrito.
Esta corrección consiste en dividir el valor de reticulocitos corregidos por dicho
factor dado en días que depende del tiempo de maduración:
Factor = 1.0 si el hematocrito es de 45%
Factor = 1.5 si el hematocrito es de 35%
Factor = 2.0 si el hematocrito es de 25%
Factor = 3.0 si el hematocrito es de 15%
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑚𝑎𝑑𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑟𝑒𝑡𝑖𝑐𝑢𝑙𝑜𝑐𝑖𝑡𝑎𝑟𝑖𝑜 (𝐼𝑀𝑅) = 𝐼𝑅𝐶 / 𝑓𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟
Si el índice es mayor o igual de 3 indica aumento de actividad eritropoyética medular
(anemias regenerativas), mientras que un IMR menor de 2 indica escasa actividad
eritropoyética.
(Bayer HealthCare, s.f)
Figura 2. Fórmula para el ajuste de la cifra de reticulocitos a la masa eritrocitaria real de
cada paciente. (Hernández, 2016).
Figura 3. Reticulocitos vistos al microscopio.
Valores normales.
Tabla 5. Valores normales de reticulocitos
Valores normales
Métodos manuales
Proporción relativa
Niños y adultos 0.5-1.5%
Neonatos 2-6%
Métodos automatizados
Niños y adultos 0.5-2%
(Bayer HealthCare, s.f)
SERIE BLANCA
Los glóbulos blancos (serie blanca de las células de la sangre) son las células
sanguíneas encargadas de la defensa contra la infección, bien como productoras de
anticuerpos (los linfocitos), participando en la destrucción de microorganismos
(neutrófilos, eosinófilos, basófilos y monocitos), así como participando en reacciones
alérgicas (eosinófilos). En los análisis de sangre se refleja la situación de estas
células sanguíneas, con su recuento total y con la fórmula leucocitaria, que expresa
el número absoluto y porcentual de cada uno.
(Fisterra, s.f).
Leucocitos
Los leucocitos son las células conocidas también como glóbulos blancos. Circulan
en sangre y se hallan también en el sistema linfático y tejidos, constituyendo un pilar
esencial de los mecanismos de defensa del organismo. Protegen frente a
infecciones y juegan un papel importante en inflamaciones y en respuestas
alérgicas, además de proteger frente al cáncer.
Se distinguen cinco tipos de leucocitos, cada uno de ellos con funciones
diferenciadas. Los leucocitos se clasifican dentro de la categoría de granulocitos
debido a que presentan gránulos en su citoplasma. Entre los granulocitos se
incluyen neutrófilos (leucocitos que predominan en sangre), eosinófilos y basófilos.
Otros dos tipos restantes de granulocitos son los monocitos y los linfocitos. A su vez
los linfocitos se dividen en tres subtipos: linfocitos B (conocidos como
inmunoglobulinas), linfocitos T y células asesinas o células NK.
(Labtests, 2016)
Recuento de leucocitos
El recuento de leucocitos se realiza en una cámara de Neubauer o similar de
dimensiones conocidas. Este consiste en determinar el número de ellos presentes
en un volumen determinado de sangre diluída. A esta muestra se le lisan los
hematíes para facilitar la visualización y recuento de leucocitos. La muestra de
sangre se diluye lo suficiente para que los leucos estén separados unos de otros y
así poder contarlos.
En el recuento de leucocitos se emplean líquidos de dilución que lisan los hematíes.
El diluyente más utilizado es el líquido de Türk, que contiene ácido acético glacial
con la finalidad de destruir los hematíes. Este líquido está compuesto por ácido
acético glacial, violeta de genciana al 1% y agua destilada.Técnica
1. Con una pipeta echar en un tubo de ensayo 2 ml de líquido de Türk.
2. Con la micropipeta automática de 20 microlitros retirar dicho volumen del tubo
de ensayo.
3. Echar 20 microlitros de sangre anticoagulada homogeneizada en el tubo,
haciendo un factor de dilución de 1/100.
4. Homogeneizar bien la mezcla.
5. Incubar 5 minutos.
6. Poner el cubreobjetos sobre la cámara de Neubauer.
7. Cargar la cámara, por capilaridad, con la micropipeta automática.
8. Incubar 5 minutos con la cámara cargada.
9. Observar al microscopio óptico, realizando un recuento de leucocitos en los 4
cuadrados grandes de las esquinas.
(Rodriguez, 2019)
Figura 4. Recuento de leucocitos.
Figura 5. Vista de leucocitos en la cámara.
Valores
4500 a 11 000 por microlitro (4,5 a 11 × 109/L)
Neutrófilos
Los neutrófilos son un tipo de leucocito o de célula blanca responsables por la
defensa del organismo, los cuales aumentan en la sangre cuando hay alguna
infección o algún proceso inflamatorio. Los neutrófilos que se encuentran en mayor
cantidad en la sangre son los neutrófilos segmentados, los cuales son responsables
por involucrar a las células infectadas o con lesiones para luego eliminarlas.
(Tuasaúde, 2020)
Figura 6. Neutrófilo.
Fundamento
La tinción de Wright es la más empleada en frotis de sangre periférica o de médula
ósea. Está clasificada como tinción policromática, ya que tiñe compuestos básicos y
ácidos de las células. Está compuesto de eosina y azul de metileno.
Las células se tiñen debido a que el colorante básico, que es el azul de metileno se
une a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en
neutrófilos y proteínas ácidas; mientras que, la eosina, que es el colorante ácido, se
une a la hemoglobina, componentes básicos de las estructuras celulares y los
gránulos de los eosinófilos.
Método
1. Cubrir el frotis sanguíneo con el colorante de Wright por un tiempo de 1 a 3
minutos.
2. Cubrir la preparación con una solución buffer de fosfatos (pH 6.8-7.2) por un
tiempo de 3 minutos o más, mezclar suavemente hasta formarse un brillo
metálico en la superficie de la preparación (“basura” verde).
3. Lavar a chorro de agua (pH neutro) la preparación y dejar secar el frotis al
aire.
4. Observar al microscopio y realizar el conteo.
Figura 7. Visualización de neutrófilos.
Valores
40 a 70% o de 1800 a 7700 por microlitro (1,8 a 7,7 x 109/L)
Linfocitos
Son células del sistema inmunitario. Son un tipo de leucocito que provienen de la
diferenciación linfoide de las células madre hematopoyéticas ubicadas en la médula
ósea. Suelen elevarse sobre todo en infecciones víricas y que producen
anticuerpos. (Cañadas, 2020)
Figura 8. Tipos de linfocitos. Son indistinguibles morfológicamente, pero tienen
funciones distintas y marcadores específicos.
Método
Se utilizan muestras de sangre periférica recolectadas en tubos con EDTA obtenidas
por punción venosa. Se utiliza el método de Citometría de flujo.
Técnica
1. Para la tinción de las muestras se utilizan tres tubos de ensayo, uno para
cada panel. Se colocan 5 µl de cada anticuerpo del panel.
2. Colocar 50 µl de sangre periférica completa con EDTA.
3. Incubar por 15 min a temperatura ambiente en oscuridad.
4. Agregar 2 ml de solución FACS Lysing e incubar por 10 min a temperatura
ambiente en oscuridad.
5. Centrifugar los tubos 5 min a 1800 rpm, decantar y lavar dos veces el botón
celular con 2 ml de FACS Flow.
6. Al finalizar, agregar 350 µl de FACS Flow frío (BD Biosciences®) para
obtener una suspensión celular homogénea.
7. La lectura de las muestras se realiza en el citómetro de flujo siguiendo el
procedimiento que marca el manual de usuario y cumpliendo los estándares
de calidad establecidos en el laboratorio clínico.
Valores de referencia:
Tabla 6. Valores de referencia para linfocitos.
Valores normales
Absoluto 1,000 a 3,000 por /mm3 de sangre
Relativo 20-30%
● 75% de los que circulan son T
(Th, CD4)
● 25% son linfocitos B y NK.
Tamaño:
Puede ser pequeña y medir de 7 a 8 μm, con un núcleo grande que deja visible sólo
una escasa porción del citoplasma. (Vega, 2009)
Monocitos
Son un tipo de leucocitos que una vez activo se convierte en un macrófago, que se
encarga de fagocitar a varios microorganismos extraños al organismo. (NIH, 2020)
Figura 9. Apariencia de un Monocito.
Método:
Se utiliza el patrón de reconocimiento hacia células mononucleares de sangre
periférica humana por citometría de flujo, siendo ideal para el estudio de monocitos,
las células se examinan en condiciones cerca de su microambiente fisiológico
proporcionando una visión de su papel en la infección y condiciones inflamatorias.
Valores normales:
Tabla 7. Valores de referencia para monocitos.
Valores normales
Absoluto 200-800 mm3 de sangre
Relativo 0.5%
Tamaño
Es el leucocito de mayor tamaño, llegando a medir 18 μm.
Eosinófilos
Los eosinófilos son uno de los distintos tipos celulares que forman parte del sistema
inmune. Estas células participan en la respuesta inmune ante infecciones, pero
pueden estar implicadas en variedad de patologías, como procesos inflamatorios o
alergias.
Figura 10. Apariencia de un eosinófilo.
(Labo’Life, 2019).
Fundamento
Se utiliza el método de Dunger, el cual utiliza una solución acuosa de eosina o
flexina para lisar los glóbulos rojos y a su vez teñir los gránulos de los eosinófilos. La
solución acuosa hipotónica lisa también los glóbulos blancos, pero los eosinófilos
son más resistentes a esta acción, la adición del 10% de acetona disminuye la
tendencia de estos a romperse.
Generalidades
El conteo de eosinófilos se practica al diluir sangre entera con una solución
colorante, la cual contiene Filoxina B, que tiñe de rojo a los eosinófilos; todos los
otros leucocitos se conservan, pero no se tiñen. La muestra diluida se mezcla bien y
se monta en ambos lados del hemocitómetro y se permite que las células se
asienten. Con el uso del objetivo de bajo aumento se cuentan los eosinófilos en el
área rayada total de ambas cámaras de conteo. Los eosinófilos se presentan de
color rojo naranja brillante y son claramente distinguibles de los otros leucocitos.
Equipo.
- Microscopio
- Agitador mecánico de pipetas
- Contador de células.
Material.
a) Biológico: Sangre obtenida con EDTA.
b) De laboratorio:
i) Portaobjetos
ii) Pipetas de Thoma para glóbulos blancos con boquilla
iii) Cámara de Neubauer con cubreobjetos
iv) Puente de tinción
v) Líquido de Dunger
vi) Colorante de Wright
vii) Solución amortiguadora de fosfatos
viii) Líquido de Turk
Método
1. Aspirar sangre con una pipeta de Thoma para glóbulos blancos hasta la señal
de 0.5 y aspirar líquido de Dunger hasta la señal 11; se obtiene así una
dilución 1:20.
2. Agitar la mezcla diluida en forma habitual, cargar ambos lados de la cámara
de Neubauer y contar las células tan pronto como se hayan sedimentado, de
manera similar al recuento de leucocitos totales y utilizando el objetivo seco
débil. *Es importante diferenciar los eosinófilos de los neutrófilos que no se
hayan lisado, para ello, debe observarse que el citoplasma de la célula esté
teñido con la eosina (color naranja fuerte).
3. Hacer el cálculo de la misma forma que para los leucocitos totales,
multiplicando la suma de los eosinófilos contados en los 4 cuadros grandes
por 50 y se obtiene el número de eosinófilos por . Para obtener𝑚𝑚3
resultados más exactos debe contarse las células de las 2 cuadrículas y
sacar un promedio para el cálculo.
4. Para comprobar los resultados obtenidos en valores absolutos por este
método con los que se obtienen en %, hacer también un hemograma y un
recuento de leucocitos; en el hemograma tendremos directamente el % de
eosinófilos y a partir del recuento de leucocitos obtendremos el valor
absoluto. Para transformar el número de eosinófilos por mm3 , obtenido por
el método de Dunger, a células % hacer el siguiente cálculo:
% 𝑑𝑒 𝐸𝑜𝑠𝑖𝑛ó𝑓𝑖𝑙𝑜𝑠 = 𝑁𝑜. 𝑑𝑒 𝑒𝑜𝑠𝑖𝑛ó𝑓𝑖𝑙𝑜𝑠 𝑝𝑜𝑟 𝑚𝑚
3
𝑁𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑒𝑢𝑐𝑜𝑐𝑖𝑡𝑜𝑠 𝑝𝑜𝑟 𝑚𝑚3
𝑥100
Figura11. Visualización de eosinófilos al microscopio.
Valores de referencia
Tabla 8. Valores absolutos y relativos para el conteo de eosinófilos.
Valores normales
Absoluto 50-400 por 𝑚𝑚3
Relativo 1-4%
Variaciones de los eosinófilos.
- Eosinofilia.
Ocurre generalmente en enfermedades crónicas de tejidos que contienen
gran cantidad de células cebadas como piel, pulmones, tracto
gastrointestinal, útero, las cuales, por diferentes estímulos, liberan histamina
de sus gránulos. Algunos padecimientos vinculados pueden ser infección
parasitaria, trastornos alérgicos, infecciones, dermatitis, malignidades,
enfermedad de la colágena, síndromes hipereosinofílicos idiopáticos,
leucemia, trastornos gastrointestinales.
- Eosinopenia.
Frecuentemente se presenta en enfermedades agudas y en el estrés no
inflamatorio, asociada a la liberación de corticoides. Ellos actúan
probablemente inhibiendo a la histamina y produciendo lisis celular
intravascular.
(Rivadeneyra, Galán & Zamora, 2020).
Basófilos
Los basófilos son un tipo de leucocito que tienen algún papel en la protección
inmunitaria y la reparación de heridas. Pueden liberar histamina y otros mediadores,
y participan en el inicio de las reacciones alérgicas.
(Territo, 2020).
Fundamento
La tinción de Wright es la más empleada en frotis de sangre periférica o de médula
ósea. Está clasificada como tinción policromática, ya que tiñe compuestos básicos y
ácidos de las células. Está compuesto de eosina y azul de metileno.
Las células se tiñen debido a que el colorante básico, que es el azul de metileno se
une a los componentes ácidos de las células, ácidos nucleicos, gránulos en
neutrófilos y proteínas ácidas; mientras que, la eosina, que es el colorante ácido, se
une a la hemoglobina, componentes básicos de las estructuras celulares y los
gránulos de los eosinófilos.
Método
5. Cubrir el frotis sanguíneo con el colorante de Wright por un tiempo de 1 a 3
minutos.
6. Cubrir la preparación con una solución buffer de fosfatos (pH 6.8-7.2) por un
tiempo de 3 minutos o más, mezclar suavemente hasta formarse un brillo
metálico en la superficie de la preparación (“basura” verde).
7. Lavar a chorro de agua (pH neutro) la preparación y dejar secar el frotis al
aire.
8. Observar al microscopio y realizar el conteo.
Figura 12. Visualización de basófilos al microscopio.
(EduLab, 2019).
Valores de referencia
Tabla 9. Valores absolutos y relativos para el conteo de basófilos.
Valores normales
Absoluto 0-100 por 𝑚𝑚3
Relativo 0-1%
Variaciones en los basófilos.
- Basofilia.
Se refiere a un incremento de los basófilos. Se vincula con reacciones de
hipersensibilidad inmediata. Los basófilos tienen receptores para IgE. Se
vincula generalmente con trastornos mieloproliferativos crónicos, mielofibrosis
con metaplasia mieloide, policitemia vera, leucemia mielógena.
- Basofilopenia.
Se refiere a la disminución de los basófilos. Estas disminuciones se ven en
las leucocitosis por infección, urticaria, inmediatamente después de la
anafilaxia, en los estados inflamatorios, en las reacciones inmunitarias,
neoplasias, hemorragia y terapéutica glucocorticoide.
(Rivadeneyra, Galán & Zamora, 2020).
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