Resistencia a antimicrobianos en bacterias

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Facultad de Ciencias Veterinarias 
 
-UNCPBA- 
 
 
 
 
Resistencia a antimicrobianos en bacterias 
aisladas de aves y subproductos 
 
 
 
 
 
 
López, Victoria; Recavarren, Mariana; Colello, Rocío; Krüger, Alejandra 
 
 
 
 
 
Noviembre, 2020 
Tandil 
 
 
 
 
 
Resistencia a antimicrobianos en bacterias aisladas de aves y 
subproductos 
 
 
 
 
Tesina de la Orientación de Tecnología de los Alimentos, presentada como par-
te de los requisitos para optar al grado de Veterinario del estudiante: López Vic-
toria. 
 
 
 
 
 
Tutor: Dr. Recavarren Mariana 
 
Directora: Dr. Krüger Alejandra 
 
Codirectora: Dr. Colello Rocío 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Evaluador: Dr. Sergio Sánchez Bruni 
 
 
Agradecimientos 
 
A mi mamá, Claudia Fumagalli y mi papá del corazón, Luis A. Bellezzuoli por 
apoyarme en todo el trayecto de esta hermosa profesión. A la Dr. Mariana 
Recavarren por ser mi tutora de residencia y por proponerme el tema de tesina; 
y a mi directora Alejandra Krüger y co-directora Rocio Colello por guiarme. Al 
laboratorio Fares Taie, en sucursal Puerto, a Sandra Medici y Mónica Espinoza; 
y en sucursal Centro a Lorena Keller, Leonor Guerriero y Victoria Elorza por 
abrirme las puertas y brindarme el espacio necesario para llevar a cabo este 
proyecto. En especial, formando este equipo de trabajo, a Paula Casado y 
Verónica Gómez por aportar sus conocimientos y colaboración, que fueron 
imprescindibles para comenzar este proyecto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Resumen 
La resistencia a los antimicrobianos por parte de las bacterias es un problema 
grave, que representa una preocupación a nivel mundial. Se considera que una 
de las causas de la aceleración en la emergencia y en la diseminación de 
bacterias resistentes es el uso de antimicrobianos como promotores de 
crecimiento en sistemas de crianza intensivos, como el de las aves. Estas 
resistencias pueden dar lugar a fallos terapéuticos en tratamientos veterinarios 
y podría incrementar el riesgo de transmisión de bacterias resistentes al 
hombre. En el presente trabajo se propuso determinar la sensibilidad a 
antimicrobianos en bacterias aisladas de productos cárnicos (aves) destinados 
a consumo humano. Se recolectaron 60 muestras provenientes de las distintas 
etapas del ciclo productivo de las aves (granja, frigorífico y supermercado). El 
estudio se realizó en dos etapas: la primera fue el aislamiento de Escherichia 
coli, Salmonella spp. y Enterococcus spp.; y la segunda fue la detección y 
caracterización de la resistencia individual de estas últimas frente a ciertos 
antimicrobianos. Como resultado de la etapa de aislamiento se observó que un 
80% de las muestras de la granja presentaron cultivos positivos con 
recuentos > 1000 UFC/g para E. coli y un 95% para Enterococcus spp.; un 70% 
de las muestras de frigorífico tuvo recuentos >1000 UFC/g de E. coli mientras 
que un 85% de las muestras de supermercado estaban contaminadas con 
recuentos > 1000 UFC/g de Enterococcus spp., el 15% con E. coli; y una 
muestra (5%) presentó desarrollo de Salmonella. De los 60 aislamientos 
analizados, 11 fueron resistentes uno de los antimicrobianos estudiados y 19 
fueron resistentes a 2 clases de antimicrobianos. Los resultados de este 
estudio revelan la necesidad de intensificar los controles higiénico-sanitarios en 
la cadena de manipulación de las aves, e implementar mejoras para la 
reducción de patógenos en carne de pollo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Palabras claves: Aves y subproductos, Patógenos bacterianos, Resistencia a 
antimicrobianos 
 
Índice General 
1. Introducción 1 
1.1 Objetivos 2 
 
2. Antecedentes del Tema 3 
2.1 Antimicrobianos y sus mecanismos de acción 3 
2.2 Resistencia a antimicrobianos 4 
- Mecanismo de resistencia a antimicrobianos 4 
- Betalactamasas de espectro extendido (BLEE) 5 
- Antecedentes del uso de antimicrobianos en animales y su 
asociación con la resistencia bacteriana a los antimicrobianos 5
 
2.3 Enfermedades Transmitidas por los Alimentos (ETA) 8 
- Bacterias productoras de ETA 8 
- Escherichia coli 8 
- Salmonella spp. 9 
- Enterococcus spp. 9 
 
3. Diseño Experimental 11 
3.1 Detección de Escherichia coli 11 
3.2 Detección de Salmonella spp. 11 
3.3 Detección de Enterococcus spp. 12 
3.4 Conservación de los aislamientos 13 
3.5 Interpretación de los resultados 13 
3.6 Evaluación de la resistencia a los Antimicrobianos 14 
 
4. Resultados 16 
5. Discusión 26 
6. Conclusiones 30 
7. Referencias Bibliográficas 31 
 
 
Índice de tablas 
 
Tabla 1. Acontecimientos relevantes asociados al uso de antimicrobianos 
en animales y a la resistencia bacteriana 6 
Tabla 2. Diámetro de la zona de inhibición de los antimicrobianos utilizados 15 
Tabla 3. Resultados de crecimientos microbianos de las distintas muestras 
en los distintos medios de cultivos utilizados 16 
Tabla 4. Contaminación microbiana según origen de las muestras 23 
Tabla 5. Resultados de análisis de resistencia a antimicrobianos de los 
aislamientos obtenidos a partir de las muestras de aves y subproductos 24 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
1. Introducción 
 
El uso inadecuado de agentes antimicrobianos en los seres humanos y en los 
animales de producción tiene consecuencias importantes para la salud humana 
y animal (Aidara-Kane, 2012). El riesgo más grande para la salud de los 
consumidores de productos de origen animal no está dado solamente por los 
residuos farmacológicos, sino también por el desarrollo de bacterias resistentes 
a antimicrobianos. Esta resistencia es un problema de dimensiones mundiales, 
que requiere el esfuerzo y el trabajo en conjunto de todas las naciones y de 
entes reguladores que involucren a los animales y a los humanos (WHO, 
2018). 
 
Se encuentran microorganismos resistentes a antimicrobianos en humanos, 
animales, alimentos y el medio ambiente, por este motivo es importante la 
colaboración de todos los sectores; que no se prescriban antibióticos sin 
necesidad, que las personas no compartan sus medicamentos ni se 
automediquen y que no se empleen antibióticos en forma innecesaria en la 
producción agroalimentaria. De esta forma se puede evitar que se aceleren los 
procesos que incrementan la resistencia antimicrobiana (CoNaCRA, 2019). 
 
Se considera que bacterias como Escherichia coli y Salmonella spp. 
multirresistentes y Enterococcus vancomicina resistentes habrían emergido, en 
parte, de explotaciones agropecuarias. Como consecuencia de esto, se ha 
generado una permanente discusión sobre el tema de la transferencia de 
bacterias resistentes de los animales al hombre y, particularmente, sobre la 
utilización de antibióticos a dosis subterapéuticas para la prevención de 
enfermedades o simplemente para el aprovechamiento de los efectos 
“productivos” de los antimicrobianos (Errecalde, 2004). 
 
 
 
 
 
2 
 
1.1 Objetivos 
El objetivo general de este proyecto fue aislar bacterias provenientes de 
alimentos de origen animal para consumo humano en granja, frigorífico y en 
supermercado; y estudiar sus perfiles de resistencia a los antimicrobianos. 
Los objetivos específicos fueron: 
 
1) Determinar la presencia de las bacterias frecuentemente aisladas de 
muestras de origen avícola. 
2) Caracterizar la resistencia a los antimicrobianos de los aislamientos 
obtenidos. 
 
 
3 
 
2. Antecedentes del tema 
 
2.1 Antimicrobianos y sus mecanismos de acción 
 
Los antimicrobianos son sustancias químicas producidas por microorganismos 
de diversas especies (bacterias, hongos) capaces de detener el crecimiento o 
destruir una población bacteriana (Quintana, 2013). 
 
Tienen dos tipos de acción (Navarro, 2007): 
 
- Bactericida: produce la destrucción o muertede los microorganismos 
(por ejemplo: penicilinas, cefalosporinas, aminoglucósidos, 
polimixinas). 
- Bacteriostático: inhibe el crecimiento y la multiplicación de los 
microorganismos (por ejemplo: cloranfenicol, tetraciclinas, 
macrólidos, lincomicina, sulfamidas). 
 
Los antimicrobianos poseen sitios de acción muy diferentes entre sí. Estos 
pueden ser (Errecalde, 2004): 
 
- Pared bacteriana: es atacada a través del bloqueo de la síntesis de 
peptidoglicanos, y así se produce la lisis bacteriana. En este grupo se 
encuentran: betalactámicos (amoxicilina, ácido clavulánico, 
cefalotina, cefotaxima, ceftazidima e imipenem), glucopéptidos 
(vancomicina, teicoplanina y avoparcina), bacitracina y 
estreptograminas. 
- Membrana bacteriana: es atacada por péptidos catiónicos que 
disrumpen la porción fosfolipídica de bacterias gram negativas, como 
las polimixinas (polimixina B y colistina). 
- Síntesis de proteínas: es interferida en diferentes zonas del ribosoma 
por diversos agentes, como aminoglucósidos, aminociclitoles y 
tetraciclinas (porción 30 S del ribosoma); cloranfenicol, tianfenicol y 
florfenicol (porción 50 S del ribosoma, inhibición de la transpeptidasa) 
4 
 
y lincosamidas y macrólidos (porción 50 S, inhibición de la 
traslocación). 
- Síntesis de ácidos nucleicos: es inhibida por distintos agentes como 
sulfamidas, trimetoprima, quinolonas (ácido nalidíxico y 
ciprofloxacina), novobiocina, nitroimidazoles y nitrofuranos. 
 
2.2 Resistencia a antimicrobianos 
 
Las infecciones causadas por bacterias resistentes a antimicrobianos son más 
difíciles de tratar. A su vez, se produce un incremento en los costos médicos, se 
prolongan las estancias hospitalarias y aumenta la mortalidad (WHO, 2018). 
Ciertas concentraciones de antimicrobianos seleccionan cepas resistentes. Es 
decir, no inducen la resistencia, sino que interfieren en el proceso de selección 
natural (Errecalde, 2004). 
 
Mecanismo de resistencia a antimicrobianos 
 
La resistencia de un microorganismo frente a determinado fármaco puede ser 
de dos tipos (Baires Várguez, 2012): 
 
A. Resistencia intrínseca: es una propiedad natural de cada grupo 
bacteriano. Un ejemplo, es la resistencia propia de todas las bacterias 
gram negativas frente a la vancomicina. Otro ejemplo son los 
micoplasmas, que carecen de pared celular y por lo tanto, no son 
sensibles a la acción de los β-lactámicos. 
B. Resistencia adquirida: es variable y puede estar presente en una cepa 
bacteriana de una especie determinada. Por ejemplo, algunas cepas de 
Staphylococcus spp. frente a la meticilina. 
 
La resistencia bacteriana a antimicrobianos se puede originar por mutaciones o 
mecanismos de transferencia horizontal. Las mutaciones en las bacterias son 
espontáneas y aleatorias y pueden afectar cualquier gen, ya sea de origen 
cromosómico como plasmídico. Los mecanismos de transferencia se originan 
cuando el microorganismo recibe información genética de otro microorganismo; 
5 
 
esta información genética puede transferirse por conjugación, transformación, 
transducción y transposición (Baires Várguez, 2012). 
 
Betalactamasas de espectro extendido (BLEE) 
 
Uno de los mecanismos más importante en las bacterias gram negativas es la 
producción de betalactamasas, enzimas capaces de hidrolizar el anillo 
betalactámico e inactivar a antimicrobianos betalactámicos. Dentro de este 
grupo, las betalactamasas de espectro extendido (BLEE) tienen capacidad de 
hidrolizar y causar resistencia a penicilinas, oximino-cefalosporinas 
(cefotaxima, ceftriaxona, ceftazidima, cefepima) y monobactámicos 
(aztreonam), entre otros. Pueden ser inhibidas por el ácido clavulánico u otros 
inhibidores de β-lactamasas como el tazobactam y el sulbactam (Oliver y 
Cantón, 2004; Navarro et al., 2011). 
 
Antecedentes del uso de antimicrobianos en animales y su asociación 
con la resistencia bacteriana a los antimicrobianos 
 
En la década del 50, se comenzaron a utilizar los antimicrobianos en 
tratamientos profilácticos en grupos de animales. Al alimentar a cerdos con 
desechos de fermentación de tetraciclinas, se descubrió que estos animales 
crecían más que los que recibían otros alimentos. Así, se inició el uso de 
antimicrobianos como promotores del crecimiento adicionados a los alimentos 
en cantidades subterapéuticas (Errecalde, 2004). 
 
A fines de los años 60, se empezó a relacionar el aumento de la resistencia a 
antimicrobianos con su utilización como promotores de crecimiento, poniendo 
en alerta la existencia de un posible riesgo de transmisión de bacterias 
resistentes de animales al humano (Torres y Zarazaga, 2002). 
 
Un fenómeno particular fue el uso de avoparcina (molécula glucopeptídica 
usada como promotor de crecimiento en granjas de pollos y cerdos) en Europa. 
Debido a su vinculación estructural con la vancomicina, su uso fue prohibido en 
6 
 
animales ante la emergencia de Enterococcus resistentes a vancomicina 
(Errecalde, 2004). 
 
Actualmente, si bien aún es tema de discusión, se considera que la utilización 
de grandes cantidades de agentes antimicrobianos en la producción animal 
proporciona condiciones favorables para la emergencia, el desarrollo, la 
propagación y la persistencia de bacterias resistentes a los antimicrobianos que 
pueden causar infecciones en animales y humanos (Aidara-Kane, 2012). 
 
En nuestro país, se creó en el año 2015 el Programa Nacional de Vigilancia de 
Resistencia a los Antimicrobianos en animales de consumo humano, 
atendiendo a lo dispuesto en la Resolución Conjunta 834 del Ministerio de 
Salud y 391 del Ministerio de Agricultura, Ganadería y Pesca, en la cual se 
establece la Estrategia Argentina para el Control de la Resistencia a los 
Antimicrobianos (Ardoino et al., 2017). El SENASA prohibió, a partir del 2019, la 
comercialización de alimentos para animales con antibióticos, antiparasitarios y 
cocciodiostaticos, siguiendo lo planteado por la Unión Europea (UE) y 
posteriormente por Estados Unidos hace más de una década (SENASA, 2018). 
 
Tabla 1. Acontecimientos relevantes asociados al uso de antimicrobianos en 
animales y a la resistencia bacteriana, extraído de Gutiérrez Ramírez et al. 
2013. 
AÑO ACONTECIMIENTO 
1945-1960 La UE advierte del riesgo de resistencia bacteriana a 
antimicrobianos y demuestra su transmisión vertical y 
horizontal. 
1960 Se empiezan a incluir penicilina, estreptomicina y tetraciclinas 
en piensos. 
1969 Informe Swann. Propuesta de emplear como terapéuticos en 
piensos sólo los antibióticos no empleados en medicina 
humana y veterinaria. 
1970 Reino Unido instaura las recomendaciones del Informe 
Swann. 
7 
 
1975 Se permite el uso de tilosina y espiramicina, a pesar de tener 
análogos en medicina humana. 
1984 Los granjeros suecos piden que se prohíban los antibióticos 
como promotores del crecimiento animal por preocupación de 
los consumidores. 
1986 Prohibición del uso de los antibióticos promotores del 
crecimiento en Suecia. 
1993 Diversos estudios revelan la asociación entre la avoparcina y 
el desarrollo de resistencias a vancomicina en Enterococcus. 
1995 Se prohíbe el uso de la avoparcina en Dinamarca. 
1996 Se prohíbe el uso de la avoparcina en Alemania y 
virginiamicina en Dinamarca 
1997 Se prohíbe el uso de la avoparcina en la UE. La OMS notifica 
que los antibióticos promotores del crecimiento deben ser 
prohibidos. 
1998 Dinamarca prohíbe el uso de los todos antibióticos promotores 
del crecimiento. 
1999 La UE recomienda no utilizar antibióticos que se empleen en 
medicina o veterinaria en las dietas de animales, y que 
puedan generar resistencia cruzada. 
2000 Los laboratorios farmacéuticos se oponen sin éxito a la 
propuesta de la UE 
2001-2004 Se retiran 6 anticoccidiostáticos. 
2006 Se prohíben los antibióticos que aún se podían utilizar: 
avilamicina, flavofosfolipol, monensina y salinomicina.Salinomicina y monensina se pueden utilizar como 
coccidiostáticos en pollos. 
2012 La FDA-CVM aprueba un antimicrobiano nuevo para uso en 
aves y cerdos llamado tilvalosina (macrólido) que se utiliza 
tanto en agua de bebida como en alimento. 
 
 
 
8 
 
2.3. Enfermedades Transmitidas por los Alimentos 
 
Las Enfermedades Transmitidas por Alimentos (ETA) son causadas por 
bacterias, virus, sustancias químicas y/o parásitos que contaminan los 
alimentos en distintos puntos de la producción de éstos y afectan la salud de 
una persona o grupo de personas en forma aguda o crónica. Las 
manifestaciones clínicas más comunes son síntomas gastrointestinales, 
neurológicos, inmunológicos, insuficiencia multiorgánica y hasta la muerte 
(WHO, 2015). 
 
Bacterias productoras de ETA 
 
La contaminación de la carne de aves de corral con bacterias, principalmente 
de origen fecal, a través del procesamiento, manejo, comercialización y 
almacenamiento, puede conducir a enfermedades en humanos. Entre los 
principales agentes bacterianos causantes de infecciones intestinales humanas 
asociadas a productos avícolas se encuentran Salmonella spp. y Escherichia 
coli (Uddin et al., 2019; Adeyanju et al., 2014). 
 
En esta tesina, por su asociación con ETA y/o su uso como indicador de 
contaminación fecal, se estudiaron los siguientes organismos: 
 
Escherichia coli 
 
Son bacilos gram negativos. No esporulan, producen indol a partir de triptófano 
y no utilizan citrato como fuente de carbono. Fermentan glucosa y lactosa con 
producción de gas. Poseen una cubierta compuesta por: la membrana 
citoplasmática, la membrana externa y, entre ambas, un espacio periplásmico 
constituido por péptidoglicano. Esta última estructura les confiere su forma y 
rigidez (Canet, 2016). 
 
Sus características de crecimiento (temperatura óptima: 37 ºC, pH óptimo: 7 y 
actividad acuosa: 0,99) destacan la importancia del control de la cadena de frío 
en las industrias alimentarias, pasteurización de ciertos productos, etc. 
9 
 
La mayoría de las cepas de Escherichia coli no son patógenas, aunque hay 
distintos cepas de E. coli que han adquirido factores de virulencia específicos 
que le confieren la habilidad de adaptarse a nuevos nichos ecológicos y que 
causan un amplio espectro de enfermedades. Se ha propuesto un esquema de 
clasificación basado en la presencia de factores de virulencia de acuerdo con la 
enfermedad clínica que producen. Se han identificado al menos seis patotipos 
asociados con infecciones gastrointestinales: E. coli enteropatogénica (EPEC), 
E. coli enterotoxigénica (ETEC), E. coli verocitotoxigénica (VTEC), E. coli 
enteroinvasiva (EIEC), E. coli enteroagregativa (EAggEC) y E. coli de 
adherencia difusa (DAEC) (Nataro y Kaper, 1998). 
 
Salmonella spp. 
 
Son bacterias gram negativas, no esporulan y son mesófilas (35-37 ºC). El 
género Salmonella está constituido por dos especies: S. enterica y S. bongori. 
A su vez, Salmonella spp. se puede clasificar epidemiológicamente en tres 
grupos: a) aquellas que no tienen preferencia por un huésped en especial, b) 
las que infectan sólo al hombre: Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi A y 
Salmonella Paratyphi C y c) las que están adaptadas a distintos animales: S. 
Abortusovis, a los ovinos; S. Abortusequi, a los equinos y S. Gallinarum, a las 
aves (ISP, 2016). 
 
Las aves y sus derivados son las fuentes más comunes de infección de las 
serovariedades zoonóticas. Estas infecciones de origen alimentario producen 
gastroenteritis. Los síntomas (fiebre, diarrea acuosa, dolor abdominal, náuseas, 
cefalea, etc.) dependen de la dosis infectiva, de la sensibilidad de las personas 
afectadas y del serovar. Los cuadros más severos se dan en ancianos, niños, 
inmunodeprimidos y personas hospitalizadas (Rey y Silvestre, 2005). 
 
Enterococcus spp. 
 
Son cocos gram positivos; se presentan en forma de pares o de cadenas 
cortas. Son no móviles, con excepción de las especies E. gallinarum y E. 
casseliflavus. Fermentan varios carbohidratos con producción principalmente 
10 
 
de L (+) ácido láctico, pero no de gas. El crecimiento óptimo es a 37 °C, pH 9,6, 
con 6,5 % de NaCl y 40 % de bilis (Pérez et al., 2010). 
 
Son indicadores de inocuidad de los alimentos porque mueren más lentamente 
que los coliformes, debido a que son muy resistentes a condiciones adversas 
como congelación, desecación, entre otros. A pesar de ser considerados de 
baja virulencia, este género ha cobrado una gran importancia en los últimos 
años por su elevada incidencia en las enfermedades nosocomiales y por su 
resistencia natural a agentes antimicrobianos convencionales, así como su 
habilidad de adquirir resistencia de otros microorganismos (Pérez et al., 2010; 
Sparo et al., 2011). 
11 
 
3. Diseño experimental 
 
Se recolectaron 60 muestras en 3 etapas diferentes de la cadena productiva de 
una misma empresa (granja, frigorífico y supermercado) de la provincia de 
Buenos Aires en el año 2018: 20 muestras en granja (pollos), 20 muestras en 
frigorífico (filet de pechuga, muslo, pata, pechuga con carcaza, carcaza y ala) y 
20 muestras en supermercado (ala, pechuga, muslo, pata y patamuslo). Las 
muestras se recolectaron con guantes y bolsas de cortes. Se transportaron 
rotuladas y refrigeradas hasta el laboratorio para su procesamiento. Los 
análisis microbiológicos se realizaron en Fares Taie de la ciudad de Mar del 
Plata. 
 
3.1 Detección de E. coli 
 
Se siguió la metodología de acuerdo con la norma ISO 16649-1:2018 (ISO, 
2018). 
 
Procedimiento: 
1) Inoculación: se colocaron 25 g de muestra con 225 ml de agua peptonada 
bufferada en una bolsa de cierre hermético desechable y se homogeneizó en 
Stomacher. Esta dilución (10-1) se denominó “-1”. 
2) Se realizaron 5 diluciones sucesivas en base 10 en agua peptonada y se 
dejó reposar durante 15 minutos. Estas diluciones se denominaron “-2” a “-6”. 
3) Se transfirió 1 ml de las respectivas diluciones a placas de Petri vacías y 
estériles. Luego se añadió, a cada placa, 15 ml (aprox.) de medio Triptona Bilis 
X Glucurónido (TBX) previamente enfriado en baño de agua a 42-47 ºC. Se 
incubaron las placas a 44 ºC durante 18-24 h y se contaron las unidades 
formadoras de colonias (UFC) típicas de E. coli. 
 
3.2 Detección de Salmonella spp. 
 
El procesamiento de la muestra y el aislamiento de Salmonella spp. se realizó 
según la Norma ISO 6579-1:2017 (ISO, 2017). 
12 
 
Procedimiento: 
1) Pre-enriquecimiento no selectivo: se colocaron 25 g de muestra y 225 ml de 
agua peptonada bufferada y se homogeneizó en Stomacher. Se incubó por 24 
h a 37 ºC. 
2) Enriquecimiento en medio líquido selectivo: 
- se inoculó 0,1 ml de la muestra pre-enriquecida en 10 ml de Caldo Rappaport 
Vassiliadis con Soja (RVS) y se incubó a 42 ºC durante 24 ± 3 h. 
- se inoculó 1 ml de la muestra pre-enriquecida en 10 ml Caldo Muller-
Kauffmann tetrationato/ novobiocina (MKTTn) y se incubó a 37 ºC durante 24 ± 
3 h. 
3) Aislamiento en medio selectivo y diferencial: se tomaron alícuotas de los 
cultivos obtenidos en la etapa anterior y se sembraron con ansa en aro en 
placas conteniendo los respectivos medios sólidos selectivos: 
- Agar xilosa lisina desoxicolato (XLD) 
-Agar Salmonella/Shigella (SS) 
Se incubó a 37 ºC durante 24 ± 3 h. 
4) Confirmación: las colonias presuntivas se resembraron en Agar Tripticasa 
Soya (ATS) y se realizó su confirmación por pruebas bioquímicas (TSI, LIA, 
urea, triptofano y Simmons). 
 
3.3 Detección de Enterococcus spp. 
 
El procesamiento de la muestra y el aislamiento de Enterococcus spp. se 
realizó según la Norma ISO 7899-2: 2000 (ISO, 2000). 
 
Procedimiento: 
1) Inoculación: se colocaron 25 g de muestra y 225 ml de agua peptona 
bufferada en una bolsa de cierre hermético desechable y se homogeneizó en 
Stomacher. 
2) Se realizaron diluciones sucesivas en base 10 en agua peptonaday se dejó 
reposar durante 15 min. 
3) Se colocó 0,1 ml de cada dilución en las respetivas placas conteniendo el 
medio selectivo Agar Azida Bilis Esculina (AABE) y también en placas con 
13 
 
AABE más Vancomicina. Se esparció por la superficie de la placa con una 
espátula en forma de “L”. Las placas se incubaron a 37 ºC durante 24 h. 
 
3.4 Conservación de los aislamientos 
 
En los casos que hubo crecimiento, se levantaron con ansa las colonias 
individuales de la dilución máxima positiva y se colocaron en crioviales 
conteniendo caldo nutritivo con 10 % de glicerol. Todos los aislamientos se 
conservaron en freezer a -70 ºC, rotulados con el microorganismo 
correspondiente, la fecha, la dilución y el número de muestra para su posterior 
caracterización. 
 
3.5 Interpretación de resultados 
 
E. coli 
Teniendo en cuenta los criterios microbiológicos nacionales e internacionales 
recomendados para distintos tipos de muestras de establecimientos procesado-
res y faenadores de aves (SENASA, 1995, USDA, 1996), se estableció como 
criterio de inaceptable todo tipo de muestra con recuentos >1000UFC/g. 
 
Salmonella spp. 
Se consideró inaceptable la presencia de Salmonella en 25 g de muestra si-
guiendo el criterio obligatorio de la Resolución N° 198/95 de SENASA (SENA-
SA, 1995). 
 
Enterococcus spp. 
Considerando que no existen criterios microbiológicos para pollos, se utilizó el 
mismo valor de punto de corte que para E. coli. 
 
 
 
 
 
 
14 
 
3.6 Evaluación de resistencia a antimicrobianos 
 
Los estudios de susceptibilidad a los antimicrobianos se realizaron en forma 
manual utilizando la técnica de difusión con discos en medio sólido según 
normas estandarizadas del CLSI-M100 (CLSI, 2014). 
 
Procedimiento: 
1) Se descongelaron progresivamente los crioviales, de -70 ºC a -20 ºC por 24 
h y luego se colocaron -4 ºC. Se dejaron a temperatura ambiente por 2 h 
aproximadamente previo a su utilización. 
2) Se repicó una cepa de cada criovial en placas de Agar Sangre y se 
colocaron en una estufa a 37 ºC por 24 a 48 h. 
3) Se tomaron colonias con ansa en punta y se suspendieron en solución 
fisiológica para obtener una turbidez equivalente al estándar 0,5 de la escala de 
McFarland. 
4) Se embebió un hisopo estéril y se escurrió sobre las paredes del tubo. Se 
realizó un estriado en placas que contenían Agar Müller-Hinton y se les 
depositó un disco del antibiótico correspondiente: 
- Cefalotina (30 µg), ciprofloxacina (5 µg), ac. nalidíxico (30 µg), imipenem (10 
µg) y colistina (10 µg) para E. coli y Salmonella spp. 
- Vancomicina (30 µg) para Enterococcus spp. 
Luego se incubó en una estufa de 37 ºC por 24 h. Transcurrido este tiempo se 
midieron los halos de inhibición y las lecturas se interpretaron como sensible 
(S), intermedia (I) o resistente (R) según las categorías establecidas por CLSI-
M100. Tabla 2 (CLSI, 2014). 
 
En las cepas que presentaron resistencia a cefalotina (halo ≤ 14 mm) se 
realizó una prueba fenotípica para detección de BLEE: técnica de difusión con 
los discos de ceftazidima (30 µg), amoxicilina + acido clavulánico (AMC 30 µg) 
y cefotaxima (30 µg) que evalúa el efecto sinérgico llamado “efecto huevo” 
entre el AMC y las cefalosporinas de tercera generación. 
 
 
15 
 
Tabla 2. Diámetro de la zona de inhibición de los antimicrobianos utilizados 
 
Antimicrobiano Contenido 
del disco 
Diámetro (mm) de la zona de inhibición 
R I S 
Cefalotina 30 g ≤14 15 a 17 ≥18 
Ciprofloxacina 
(Enterobacteriaceae excepto 
Salmonella) 
5 g ≤15 16-20 ≥21 
Ciprofloxacina 
(Salmonella) 
5 
 g 
≤20 21 a 30 ≥31 
Ac. Nalidíxico 30 g ≤13 14 a 18 ≥19 
Imipenem 10 g ≤19 20 a 22 ≥23 
Colistina 10 g ≤10 - ≥11 
Vancomicina 30 g ≤14 15 a 16 ≥17 
Ceftazidima 30 g ≤17 18 a 20 ≥21 
Amoxicilina + ácido 
Clavulanico 
30 g ≤13 14 a 17 ≥18 
Cefotaxima 30 g ≤22 23 a 25 ≥26 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
4. Resultados 
 
Se analizaron 60 muestras de pollos obtenidas de granja, frigorífico o super-
mercado. En la tabla 3 se indica la procedencia de cada muestra y los aisla-
mientos obtenidos. 
 
Tabla 3. Resultados de crecimientos microbianos de las distintas muestras en 
los distintos medios de cultivos utilizados 
 
Nº de 
muestra 
Procedencia Medio de 
cultivo† 
Tipificación Dil. 
máx 
pos# 
Crecimiento¥ 
163168 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -10 
AABE Enterococcus -9 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163169 Granja 
 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163170 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -10 
AABE Enterococcus -9 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163171 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -9 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163172 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -7 
AABE Enterococcus -7 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163173 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -5 
AABE Enterococcus -10 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
 
17 
 
163174 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163175 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -10 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163176 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163177 Granja 
 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163178 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163179 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163180 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163181 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163182 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
18 
 
163183 Granja 
 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus -1 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163184 Granja 
 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163185 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163186 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163187 Granja 
 
 
 
TBX E. coli -6 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163905 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163906 Frigorífico 
(muslo) 
 
 
 
TBX E. coli -4 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163907 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163908 Frigorífico 
(pata) 
 
 
 
TBX E. coli -5 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
19 
 
163909 Frigorífico 
(pechuga 
c/carcaza) 
 
 
TBX E. coli -5 
AABE Enterococcus ND 
AABE + VancomicinaEnterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163910 Frigorífico 
(muslo) 
 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163911 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163912 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -4 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163913 Frigorífico 
(carcaza) 
 
 
 
TBX E. coli -4 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163914 Frigorífico 
(ala) 
 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163915 Frigorífico 
(pata) 
 
 
 
TBX E. coli -5 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163916 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -4 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163917 Frigorífico 
(pechuga 
c/carcaza) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
20 
 
163918 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163919 Frigorífico 
(pata) 
 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163920 Frigorífico 
(pata) 
 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163921 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -4 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163922 Frigorífico 
(ala) 
 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163923 Frigorífico 
(filet pechuga) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163924 Frigorífico 
(pechuga 
c/carcaza) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus ND 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162315 Supermercado 
(Alas) 
 
 
TBX E. coli ND 
 AABE Enterococcus -4 
 AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
 SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162316 Supermercado 
(Pechuga) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
21 
 
162317 Supermercado 
(Alas) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -6 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162318 Supermercado 
(Pata) 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162319 Supermercado 
(Muslo) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162592 Supermercado 
(Muslo) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus -2 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162593 Supermercado 
(Alas) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162594 Supermercado 
(Patas) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162595 Supermercado 
(Pechuga) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162596 Supermercado 
(Muslo) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus -2 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162597 Supermercado 
(Patas) 
 
 
TBX E. coli ND 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
22 
 
162598 Supermercado 
(Pechuga) 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
162599 Supermercado 
(Patamuslo) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus -5 
AABE + Vancomicina Enterococcus -1 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163005 Supermercado 
(Muslo) 
 
 
TBX E. coli -2 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vanco Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163006 Supermercado 
(Patas) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -2 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163007 Supermercado 
(Pechuga) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus -2 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163008 Supermercado 
(Pata) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus -3 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Presencia 
 
163009 Supermercado 
(Muslo) 
 
 
TBX E. coli -3 
AABE Enterococcus -4 
AABE + Vancomicina Enterococcus -2 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163010 Supermercado 
(Pechuga) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -2 
AABE + Vancomicina Enterococcus ND 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
 
163011 Supermercado 
(Patamuslo) 
 
 
TBX E. coli -1 
AABE Enterococcus -2 
AABE + Vancomicina Enterococcus -1 
SS y XLD Salmonella Ausencia 
23 
 
†Los medios de cultivo utilizados fueron: TBX (Triptona Bilis X Glucurónido), AABE (Agar Azida 
Bilis Esculina), AABE + Vancomicina, SS (Agar Salmonella/Shigella) y XLD (Agar xilosa lisina 
desoxicolato). 
# Dil. máx pos: indica la máxima dilución en la que se observó crecimiento. 
* ND: no determinada, indica ausencia de crecimiento en dil -1. ¥ Presencia o Ausencia de Sal-
monella spp. 
 
A partir del análisis de los resultados por origen (Tabla 4), se observó que un 
80% de las muestras obtenidas en granja presentaron cultivos positivos para E. 
coli y un 95% para Enterococcus spp. con recuentos > 1000 UFC/g. 
 
De las muestras obtenidas en frigorífico, 17 (85%) tuvo crecimiento de E. coli, 
pero de esas fueron inaceptables 14 (70%) (recuentos >1000 UFC/g). En nin-
guna muestra se aisló Enterococcus spp. ni Salmonella spp. 
 
De las muestras tomadas en supermercado, el 100 % dieron cultivos positivos 
al menos a uno de los microorganismos buscados. La mayoría de las muestras 
(85%) estaban contaminadas con recuentos inaceptables de Enterococcus spp. 
Tres muestras (15%) presentaron recuentos inaceptables (> 1000 UFC/g) de E. 
coli. Una muestra (5%) presentó desarrollo de Salmonella spp. mostró también 
recuentos inaceptables de E. coli y Enterococcus spp. 
 
Tabla 4. Contaminación microbiana según origen de las muestras 
Procedencia Muestras 
Cultivos 
positivos* 
E. coli 
(> 1000 
UFC/g) 
Enterococcus 
spp. 
(> 1000 UFC/g) 
Salmonella 
spp. 
(presencia) 
 N N % N % N % N % 
GRANJA 
Pollos 
(Total granja) 
20 19 95 16 80 19 95 0 0 
FRIGORÍFICO 
Ala 2 2 100 1 50 0 0 0 0 
Carcaza 1 1 100 1 100 0 0 0 0 
Filet pechuga 8 7 87 5 62 0 0 0 0 
Muslo 2 2 100 2 100 0 0 0 0 
Pata 4 3 75 3 75 0 0 0 0 
Pechuga con 
carcaza 
3 2 67 2 67 0 0 0 0 
Total 20 17 85 14 70 0 0 0 0 
24 
 
SUPERMER-
CADO 
 
Ala 3 3 100 0 0 3 100 0 0 
Muslo 5 5 100 1 20 5 100 0 0 
Pata 5 5 100 1 20 4 80 1 20 
Patamuslo 2 2 100 1 50 1 50 0 0 
Pechuga 5 5 100 0 0 4 80 0 0 
Total 20 20 100 3 15 17 85 1 5 
*Cultivos positivos a alguno de los microorganismos buscados 
N: número de muestras 
 
Los aislamientos obtenidos de las distintas muestras fueron analizados frente a 
distintos antimicrobianos. De un total de 60 aislamientos, 30 mostraron resis-
tencia al menos a uno de los antimicrobianos analizados (Tabla 5). 
 
Tabla 5. Resultados de análisis de resistencia a antimicrobianos de los aisla-mientos obtenidos a partir de las muestras de aves y subproductos. 
 
Muestra Microorganismo 
Aislado 
Resistencia Fenotípica* Mecanismo de 
resistencia R I 
GRANJA 
POLLO E. coli COL-CTN - - 
POLLO E. coli NAL - - 
POLLO E. coli CTN-NAL - - 
POLLO E. coli NAL-COL - - 
POLLO E. coli CTN-NAL - - 
POLLO E. coli NAL - - 
POLLO E. coli CTN-NAL - - 
POLLO E. coli NAL - - 
POLLO E. coli NAL - - 
FRIGORÍFICO 
FILET PECHUGA E. coli CTN-NAL - - 
FILET PECHUGA E. coli CTN- NAL - - 
PATA E. coli CTN - - 
FILET PECHUGA E. coli CTN - - 
MUSLO E. coli CTN - - 
MUSLO E. coli CTN-NAL - BLEE 
ALA E. coli CTN-NAL - - 
PATA E. coli CTN - 
FILET PECHUGA E. coli CTN-NAL - BLEE 
FILET PECHUGA E. coli CTN-NAL - - 
PATA E. coli CTN-NAL - BLEE 
FILET PECHUGA E. coli CTN-NAL - BLEE 
FILET PECHUGA E. coli CTN-NAL - - 
SUPERMERCADO 
ALA E. coli NAL - - 
25 
 
PATA E. coli NAL - - 
PATA E. coli CTN - - 
PECHUGA E. coli CTN-NAL - BLEE 
PECHUGA E. coli CIP-NAL - - 
CUARTO Enterococcus spp. CIP-NAL - - 
CUARTO E. coli CIP-NAL - - 
PATA Salmonella spp. CIP-NAL - - 
 
* R indica Resistencia, I indica susceptibilidad Intermedia a los antimicrobianos según se indica: 
cefalotina (CTN), colistina (COL), ácido nalidíxico (NAL), ciprofloxacina (CIP) 
* BLEE indica detección de Beta-Lactamasas de espectro extendido por efecto sinérgico (“efec-
to huevo”) entre amoxicilina+ácido clavulánico y cefalosporinas de tercera generación 
 
26 
 
5. Discusión 
 
El sector avícola continúa creciendo e industrializándose en muchas partes del 
mundo (FAO, 2020). Sin embargo, algunas prácticas de la producción de carne 
de aves en gran escala han generado problemas sanitarios, entre ellos la 
transmisión de bacterias patógenas al hombre y la selección de bacterias 
resistentes a antimicrobianos (Audisio, 2007). 
 
En este trabajo nos propusimos evaluar la presencia de Escherichia coli, 
Salmonella spp. y Enterococcus spp. en muestras de las distintas etapas de la 
cadena productiva de carne avícola y caracterizar la resistencia a los 
antimicrobianos de los aislamientos obtenidos. 
 
En el análisis de las muestras de granja, se aislaron cepas de E. coli y 
Enterococcus spp. en altos porcentajes (80% y 95%, respectivamente), 
comparables a los detectados en un estudio realizado en Chile en muestras 
cloacales (89 y 87%, respectivamente) (Campos Aguirre, 2005). Por otro lado, y 
a pesar de que estudios en nuestro país estiman una prevalencia en granjas 
del 43-45% (Genta y Bueno, 2013), no se detectó Salmonella spp. en esta 
etapa. 
 
Un alto porcentaje (70%) de muestras de carne obtenidas en frigorífico 
resultaron inaceptables por altos recuentos de E. coli. Se ha sugerido que la 
contaminación cruzada entre aves vivas y canales, temperaturas incorrectas en 
los distintos procesos, entre otros factores, contribuirían a la propagación 
bacteriana en mataderos (Audisio, 2007). También en las muestras de 
supermercado se observó alta contaminación fecal a través de la detección de 
un alto porcentaje (85%) de muestras con altos recuentos de Enterococcus 
spp. y un 15% con recuentos inaceptables de E. coli. Fallas en la cadena de 
manipulación debido a malas prácticas higiénicas de los operarios; en el 
traslado debido a la contaminación de los elementos y variaciones de 
temperatura y también, y en la comercialización podrían ser algunos de los 
factores que contribuyen a la contaminación observada en los productos en 
27 
 
góndola (Huertas Moreno, A. 2018). Se detectó Salmonella spp. en una 
muestra de pata, representando el 5% de aislamiento en las muestras de 
supermercado, cifra menor a la reportada en otros países (López, 2018). Sin 
embargo, la presencia de Salmonella spp. en altos recuentos son indicadores 
de contaminación fecal en dicha muestra implicando un alto riesgo de 
consumo. Esta bacteria causa intoxicación alimentaria con síntomas como 
fiebre, diarrea y dolor abdominal y en el caso que ingrese al torrente 
sanguíneo, puede ser mortal (Mercado et al., 2012). 
 
El desarrollo y utilización de antimicrobianos ha sido de importancia para la 
resolución de muchas infecciones. La presión de selección que estos 
antimicrobianos ejercen sobre las bacterias favorece la aparición y 
diseminación de distintos mecanismos de resistencia a nivel mundial. El 
fenómeno de la resistencia a los antibióticos se ve impulsado por el uso de 
estas drogas en medicina veterinaria y humana y también en la producción de 
alimentos (Sánchez Bruni, 2015). Estas resistencias pueden dar lugar a fallos 
terapéuticos en tratamientos veterinarios y podría incrementar el riesgo de 
transmisión de bacterias resistentes al hombre (WHO, 2018). 
 
Diversos estudios demuestran que la situación de resistencia a antimicrobianos 
es alarmante en todo el mundo. En China, Yang et al. (2004), realizaron un 
estudio para caracterizar cepas de E. coli multirresistentes aisladas en pollos. 
En las pruebas de susceptibilidad se observó un 100% de resistencia al ácido 
nalidíxico, 98% a tetraciclina, 84% a sulfametoxazol, 79% a ampicilina, 77% a 
estreptomicina y el 76% a trimetropin con sulfametoxazol. También se detectó 
resistencia a las fluoroquinolonas, tales como levofloxacina, ciprofloxacina, y 
difloxacina. 
 
Así mismo, Camacho et al. (2010) realizaron un estudio en México para 
detectar Salmonella spp. en muestras de pollo, y evaluar la resistencia a 18 
antimicrobianos diferentes. Aquellos frente a los cuales se presentó mayor 
número de aislamientos resistentes fueron cefalotina, amoxicilina, ácido 
clavulánico, cefoxitina, y ampicilina, todos ellos pertenecientes al grupo de los 
betalactámicos. En Venezuela, Briceño et al. (2007) evaluaron la resistencia a 
28 
 
las fluoroquinolonas en Salmonella spp. aisladas en el procesamiento de pollo 
entero. Evidenciaron un alto porcentaje de resistencia para ácido nalidíxico 
(73%) y de baja resistencia (3%) para ciprofloxacina. En nuestro estudio, la 
única cepa de Salmonella spp. fue resistente a CIP-NAL. 
 
De los 60 aislamientos analizados en nuestro trabajo, 11 fueron resistentes a 
uno de los antimicrobianos estudiados y 19 fueron resistentes a 2 clases de 
antimicrobianos. Los perfiles de resistencia más prevalentes fueron CIP- NAL y 
CTN-NAL. Cinco aislamientos, a su vez, fueron resistentes amoxicilina+ácido 
clavulánico y a cefalosporinas de tercera generación, lo que indicaría detección 
de Betalactamasas de espectro extendido (BLEE). Esto es de gran importancia 
ya que las BLEE son enzimas producidas por bacilos gram negativos y le 
confieren resistencia a la mayoría de los antibióticos betalactámicos (Abreu et 
al., 2013). Los aislamientos E. coli con resistencia posiblemente asociada a 
BLEE se encontraron en una prevalencia del 8,3 %. Se aislaron principalmente 
de muestras de frigorífico y no se detectaron en muestras de granjas. Estos 
resultados difieren de otros estudios en granjas en otros países que 
evidenciaron alta prevalencia de E. coli BLEE en pollos (Abreu et al., 2013, Li et 
al., 2010). Por otro lado, la resistencia a colistina se observó en 2 aislamientos 
obtenidos en granja. Es importante destacar que los muestreos de este trabajo 
se realizaron en el 2018, año previo a la prohibición del uso de productos 
veterinarios conteniendo colistina (SENASA, 2019). 
 
Si bien no se pueden asociar los resultados obtenidos en este estudio a 
prácticas particulares de este establecimiento (ya que no fueron incluidas en el 
análisis), se considera que la exposición prolongada a dosis bajas de 
antimicrobianos (por ej. contenido en alimentos) tiene mayor probabilidad de 
dar origen a la aparición de resistencia a dichos antimicrobianos que el 
tratamiento o la prevención de infecciones en animales productores de 
alimentos (WHO, 2008). En este sentido, y en el marco de la lucha contra la 
resistencia antimicrobiana, nuestro país ha dado de baja los registrosy 
certificados de uso y comercialización de alimentos para animales con 
antibióticos desde principios del 2019 (SENASA, 2019). 
 
29 
 
En este trabajo, si bien hubo crecimiento de Enterococcus spp. en algunas 
placas con Vancomicina, no se detectó resistencia por la técnica de difusión 
con discos en medio sólido. Por otro lado, Novais et al. (2005), llevaron cabo un 
estudio prospectivo en pollos entre los años 1999 a 2001 en Portugal 
determinando la presencia de Enterococcus spp. resistentes a diferentes 
antibióticos. Entre ellos hallaron Enterococcus resistentes a vancomicina en un 
48%, y resistencia a otros antimicrobianos tales como gentamicina, 
estreptomicina y kanamicina. 
 
Independientemente de los antimicrobianos utilizados en los estudios 
mencionados anteriormente y en éste, la resistencia a antimicrobianos que 
están generando las bacterias es una preocupación a nivel mundial en la salud 
humana y animal. Es por este motivo que la acción coordinada entre ambos 
sectores es fundamental si queremos preservar la eficacia de los tratamientos 
vitales, y de la misma manera, nuestro futuro (OIE, 2016). 
 
 
 
 
 
30 
 
6. Conclusiones 
 
Se detectaron altos porcentajes de muestras con contaminación bacteriana en 
frigorífico (altos recuentos de E. coli) y de supermercado (principalmente altos 
recuentos de Enterococcus spp.). 
 
Cerca del 50% de los aislamientos de E. coli fueron resistentes a algunos de 
los antimicrobianos estudiados. A su vez, 5 aislamientos presentaron 
resistencia posiblemente asociada a BLEE. 
 
No se detectó resistencia de Enterococcus spp. a vancomicina por la técnica de 
difusión con discos en medio sólido. 
 
La única cepa de Salmonella spp. aislada fue resistente a ciprofloxacina y ácido 
nalidíxico. 
 
La entrada de patógenos en la cadena alimentaria representa un riesgo para 
los consumidores y, desde el punto de vista de la salud pública, esta situación 
se ve agravada por la presencia de cepas resistentes a antimicrobianos. Los 
resultados de este estudio revelan la necesidad de intensificar los controles 
higiénico-sanitarios en la cadena de manipulación de las aves, e implementar 
mejoras para la reducción de patógenos en carne de pollo. 
 
 
 
 
 
31 
 
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