TAREA ANTIBIOGRAMA

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TAREA ANTIBIOGRAMA
1. Buscar y pegar en tablas de diámetros de halos en Infecciones Urinarias e
Infecciones respiratorias
Tabla 1: Patrones estándar del halo de inhibición, puntos de corte equivalente a
la CMI para las enterobacterias y diámetro de halo de inhibición para la cepa
E. Coli ATCC25922 como control de calidad; causantes de infecciones
urinarias.1
BACTERIAS Concentración del
aceite de sunfo
Diámetro del halo
(mm)
C. positivo (mm)
Penicilina Clemizol
1’000.000
C. negativo (mm)
DMSO
5% 9,98 36,64 6
2,50% 12,68 36,57 6
S. Aureus 1,25% 6* 42,28 6
0,60% 6 42,28 6
0,30% 6 41,14 6
0,15% 6 41,14 6
5% 6 40,59 6
2,50% 6 40,59 6
S. Mutans 1,25% 6 44,15 6
0,60% 6 44,15 6
0,30% 8.8 46 6
0,15% 6 46 6
S. Pyogenes
5% 6 41,4 6
2,50% 13,34 41,4 6
1,25% 6 41,4 6
0,60% 6 41,4 6
0,30% 8,48 41,8 6
0,15% 6 41,8 6
5% 6 41,02 6
2,50% 14,6 40,58 6
S. Pneumoniae 1,25% 6 41,08 6
0,60% 6 40,36 6
0,30% 8,44 40 6
0,15% 6 40,02 6
Tabla 2: Promedios en mm de los halos de inhibición de aceite de sunfo
Clinopodium nubigenum Kuntze frente a 4 bacterias causantes de enfermedades
respiratorias.2
2. Describa 5 mecanismos de resistencia del microorganismo que usted considere.
Microorganismo: Pseudomonas aeruginosa
● Escasa difusión o alteración de las porinas: Las porinas son proteínas que
regulan la entrada de elementos. Si hay cambios conformacionales puede llevar
a que no permita su paso. Los β-lactámicos deben penetrar a través de estos
canales; cuando se pierde una porina por mutaciones aumenta la concentración
inhibitoria mínima (CIM) para el antibiótico. En P. aeruginosa, los
carbapenems, como el imipenem y el meropenem, utilizan una porina
específica (OprD) que puede cerrarse durante la terapia con carbapenems, lo
que lleva a una resistencia.3
● Sobreexpresión de bombas de expulsión: Las bombas de salida pueden ser
específicas para un fármaco o inespecíficas. Si se aumenta la expresión puede
generar resistencia cruzada a múltiples fármacos. Uno de los sistemas de salida
encontrado en P. aeruginosa es MexAB-OprM, crucial en la resistencia
intrínseca a antibióticos como los β-lactámicos (excepto imipenem). Otra
bomba importante es MexXY-OprM, responsable de la expulsión de múltiples
antibióticos, en especial de aminoglucósidos.3
● Afinidad reducida Topoisomerasa II: Incluye la resistencia a quinolonas
asociadas a mutaciones de los sitios blanco. La mutación de la topoisomerasa
tipo II, sitio blanco de ciprofloxacina, confiere una resistencia aislada a esta
quinolona. Se considera menos importante, debido a que en el medio
hospitalario el aumento de la resistencia a ciprofloxacina, está asociado con
mayor frecuencia a bombas de expulsión que tienen como sustrato a este
antibiótico.4
● Modificación enzimática del antibiótico: Las β-lactamasas son enzimas que
hidrolizan el anillo β-lactámico de los antibióticos, destruyendo el sitio activo e
impidiendo su actividad. P. aeruginosa tiene 2 clases de β-lactamasas: Amp-C
y β-lactamasas de espectro extendido (BLEE). Las bacterias con Amp-C en
condiciones normales la producen en bajas cantidades, pero pueden ocurrir
mutaciones que lleva producirlas en suficiente cantidad para hidrolizar las
cefalosporinas. Las BLEE se adquieren mediante transporte de ADN
extracromosomal, se manifiestan por resistencia a penicilinas y cefalosporinas.3
● Resistencia por biopelícula: Las comunidades bacterianas se encapsulan en
un polisacárido proteico de matriz desarrollado en tratamientos de irradiación y
terapia, lo que se conoce como biopelícula. Esta matriz forma biopelículas
sobre la superficie del agua, muestra resistencia y mejora su capacidad de
supervivencia. Las bacterias evaden la respuesta inmune del huésped debido a
la formación de biopelículas. P. aeruginosa forma una biopelícula en la
membrana de diálisis y restringe la difusión del antibiótico piperacilina.5
3. Realice el procedimiento para preparar la escala de Mac Farland y el inóculo.
También coloque una tabla donde se hace una relación entre turbidez y UFC.
Preparación de las escalas de McFarland
1. La preparación de la escala 0.5 McFarland es la siguiente:
2. Preparar una solución de cloruro de bario (BaCl2 ) al 1% peso/vol.
3. Preparar una solución de ácido sulfúrico (H2SO4) al 1% vol/vol.
4. Mezcle 0,05 partes de cloruro de bario al 1% con 99,5 partes de ácido sulfúrico
al 1%.
5. Transfiera la mezcla resultante (sulfato de bario) en alícuotas de 4 a 6 ml en
tubos de tapa de rosca del mismo tamaño que los utilizados para estandarizar
los inóculos bacterianos.
6. Verifique la densidad correcta del estándar de turbidez midiendo la absorbancia
utilizando un espectrofotómetro. La absorbancia a 625 nm debe ser de 0,08 a
0,13 para la escala 0.5 de McFarland.
7. Una escala 0.5 McFarland es equivalente a una suspensión bacteriana que
contiene entre 1 x 108 - 2 x 108 UFC/ml de E. coli.
¿Cómo usar la escala de McFarland?
Las escalas de McFarland se deben agitar antes de usar. La turbidez de la
suspensión bacteriana se ajusta a cualquier escala de McFarland comparando la
claridad de las líneas de una tarjeta Wickerham.
Tarjeta de Wickerham
1. En presencia de buena iluminación, compare visualmente la turbidez
sosteniendo el tubo con la suspensión de la muestra bacteriana y los tubos de la
escala de McFarland contra las barras blancas y negras impresas en la tarjeta
Wickerham.
2. En caso de turbidez intensa, ajuste la turbidez de la suspensión bacteriana con
la adición de solución salina a través de una pipeta estéril para que coincida
con la turbidez de una conocida escala de equivalencia de McFarland.
3. Si la suspensión del tubo de prueba es demasiado ligera, inocular con más
microorganismos adicionales hasta que la turbidez coincida con la de la escala.
4. Los cultivos muy antiguos (> 24 horas) de suspensiones bacterianas pueden no
compararse con los recuentos bacterianos esperados.
Control del inóculo:
Se utiliza un MacFarland 0.5. Para prepararlo se emplea 0.5 ml de 0.048 M de
BaCl2 (1.175% BaCl2+2H2O) en 99.5 ml de 0.18 M H2SO4 (1% v/v) con
agitación constante. La absorción a 625 nm ha de estar entre 0.08 y 0.10
(comprobar cada mes). Alícuotas de 4 a 6 ml se distribuyen en tubos con tapón de
rosca y se guardan en la oscuridad a temperatura ambiente. B.1.4.1. Preparación del
inóculo Método del medio de cultivo líquido: Coger de 3 a 5 colonias iguales de la
placa de cultivo de 18 a 24 horas y sembrarlas en 5 ml de un medio líquido
(Brain-Heart, Todd Hewitt, Tripticasa soja, etc.) e incubar en la estufa a 35ºC
durante 2 a 6 horas hasta conseguir o superar una turbidez del 0.5 de la escala de
MacFarland. Si la turbidez es superior se realiza el ajuste necesario con suero salino
estéril. (Preparación de la suspensión MacFarland ver apartado control de calidad).
Método de suspensión directa de colonias: A partir de una placa de cultivo de 18 a
24 horas coger varias colonias con un asa y ajustar el inóculo a una turbidez
equivalente al 0.5 de la escala de MacFarland 0.5 en suero fisiológico. Agitar en un
agitador "vortex" durante 15-20 segundos. Se recomienda utilizar el primer método
si el cultivo tiene más de 24 horas de incubación. El segundo método es el más
adecuado para microorganismos de crecimiento difícil en medios.6
La escala de McFarland relaciona la turbidez de unos patrones de sulfato de bario
con el número presente en la muestra.
Tabla 1. Escala McFarland: relación entre turbidez y UFC.6
Escala de Mc
Farland (Turbidez) BaCl2 1% (p/v) H2SO4 1% (v/v)
Concentración,
UFC/ml
0.5 0.5 99.5 1,5x108
1 0.1 9.9 3,0x108
2 0.2 9.8 6,0x108
3 0.3 9.7 9,0x108
4 0.4 9.6 1,2x109
5 0.5 9.5 1,5x109
6 0.6 9.4 1,8x109
7 0.7 9.3 2,1x109
8 0.8 9.2 2,4x109
9 0.9 9.1 2,7x109
10 1.0 9.0 3,0x109
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