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Técnicas de Diagnóstico Citogenético
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TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO 
CITOGENÉTICO 
MODULO 2: INTRODUCCIÓN A LA GENÉTICA MÉDICA 
 
CERTIFICADO DE GENÉTICA MÉDICA 2014 - 2015 
Material didáctico: Modulo 2 – Clase 13 
 
 
 
 
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Material didáctico: Modulo 2 – Clase 13 
 
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ÍNDICE 
MODULO 2: INTRODUCCIÓN A LA GENÉTICA MÉDICA 
 
ASIGNATURA 2.9.- TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO CITOGENÉTICO. Profesor: Dr. José 
Miguel García Sagredo. 
 
1. INTRODUCCIÓN A LA CITOGENÉTICA .................................................................................... 1 
1.1.- Breve historia de la Citogenética. ..................................................................................... 1 
1.2.- Trastornos genéticos Vs Momento Vital. .......................................................................... 2 
2. EVOLUCIÓN DE LAS TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO GENÉTICO ................................................ 3 
2.1.-Primeros trastornos genéticos descubiertos: ANEUPLOIDIAS. .......................................... 3 
2.2.- Técnicas de bandeado. ...................................................................................................... 4 
2.3.- Hibridación in situ fluorescente: FISH. Aplicaciones. ........................................................ 5 
2.4.- Hibridación genómica comparativa: CGH. Aplicaciones. .................................................. 8 
2.5.- Citogenómica. ................................................................................................................... 9 
ANEXO I. Información adicional .................................................................................................. 11 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NOTA: Las diapositivas asociadas al siguiente texto didáctico se encuentran 
disponibles en el Aula Virtual, Recursos/Módulo 2/Carpeta 2.6/PDF. 
 
 
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1. INTRODUCCIÓN A LA CITOGENÉTICA 
La Citogenética es el campo de la genética que comprende el estudio de la estructura, 
función y comportamiento de los cromosomas. Es una ciencia relativamente joven cuyo 
comienzo se atribuye a mediados del siglo XX. 
1.1.- Breve historia de la Citogenética. 
Para tener una idea de la evolución que ha experimentado la Citogenética, a continuación 
se indica de manera breve algunas fechas decisivas en la Historia de esta ciencia: 
 1956: Debido a la ocurrencia de una serendipia, el investigador Joehintijo 
descubrió la estructura del material genético en humanos: 46 cromosomas. Este 
hecho se comprobó al añadir agua a una suspensión de células humanas, lo que 
permitía la rotura de los núcleos y el contaje de los cromosomas. 
 1957: ETAPA DE BLANCO. En esta época los estudios citogenéticos se basaban en 
el contaje de cromosomas de un solo color al microscopio sobre un fondo blanco. 
De esta manera, se descubrieron anomalías cromosómicas como el síndrome de 
Down (47 cromosomas), de Edwards, de Patau, Turner, Klinefelter, mosaicismos, 
etc. 
 1970: ETAPA DEL BLANCO Y NEGRO: Marina Seabright descubrió que añadiendo 
tripsina se digerían parcialmente las proteínas y se conseguían patrones de bandeado “claros” y “oscuros”. Cada cromosoma tenía un bandeado específico lo 
que permitía no sólo el contaje de los mismos sino la distinción entre ellos. 
 1977: ETAPA DEL GRIS: añadiendo acidicolina a los cultivos, se promovía la 
visualización de los cromosomas en prometafase, retrasando su división 
obteniéndose bandas oscuras, claras e intermedias por lo que se aumentaba la 
resolución pudiendo ver anomalías más pequeñas debido al alargamiento de los 
cromosomas. 
 1995: ETAPA EN COLOR: visualización de los cromosomas en color gracias a que 
pueden teñirse aumentando aún más la resolución y la nitidez de su estructura 
para ver diferencias, ganancias y/o pérdidas de material genético. Ya es una etapa 
de citogenética molecular. 
 2010: CITOGENÓMICA: se realizan análisis citogenéticos de cariotipo sin necesidad 
de ver los cromosomas sino que los estudios se basan en análisis moleculares, realizando una caracterización más “fina” del material genético en estudio. El cariotipo en este caso se realiza sobre DNA obtenido de un “pool” de células (no 
célula a célula) por lo que se pierde un poco el punto de vista en términos de diversidad. Hay que tener en cuenta que los humanos somos “mosaicos” debido 
precisamente a esa variabilidad genética. 
Actualmente no se ha logrado automatizar la citogenética debido a la variabilidad 
biológica existente. Cada cromosoma posee su propio “código de barras” y al haber tanta 
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monse
Resaltado
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diversidad, es algo que no se puede unificar y aunque existen cariotipadores 
semiautomáticos, los estudios citogenéticos necesitan de PERSONAS. 
Ahora somos capaces de hacer citogenética de interfase ya que los cromosomas tienen sus 
territorios cromosómicos. No se ven los cromosomas como en metafase, pero sí donde 
están los cromosomas: se pueden distinguir zonas activas e inactivas gracias a los últimos 
avances en tecnología citogenética. 
Los arrays de CGH suponen la forma más refinada de la citogenética, pero aún así se siguen 
necesitando personas que interpreten los resultados que se obtengan. Con esta 
metodología se gana en especificidad pero se pierde la perspectiva. 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 1 a 11: Historia de la citogenética 
 
 
 
 
 
 
1.2.- Trastornos genéticos Vs Momento Vital. 
Con la citogenética se pretende estudiar las anomalías cromosómicas en humanos. La 
frecuencia de estas anomalías en sujetos normales se presenta en la diapositiva 12: 10% 
en espermatozoides, 25% en ovocitos, 50% en abortos espontáneos, 0.5-1% en recién 
nacidos vivos. 
Por tanto desde el momento de la concepción hasta el primer trimestre hay un porcentaje 
muy alto de anomalías cromosómicas; entre el primer y segundo trimestre este porcentaje 
ya disminuye bastante y por último en el momento del nacimiento encontramos ese 1% 
comentado anteriormente. En la pubertad ese porcentaje vuelve a subir porque se afloran 
las anomalías de maduración sexual que se habían quedado por diagnosticar y 
posteriormente cuando se entra en la edad adulta en las parejas infértiles, en las que el 
10% de las mimas se las localiza una anomalía citogenética. 
Así pues, el estudio citogenético depende de: 
- Diagnóstico previo de la persona 
- Edad de la persona 
- No perder la perspectiva 
- Saber escoger la técnica 
- Saber interpretar 
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Normalmente no hay una técnica única si no que será una secuencia de técnicas. Las 
técnicas de citogenética son técnicas sencillas de laboratorio, lo importante es la 
CONSULTA CLÍNICA, manteniendo la perspectiva y por supuesto, la capacidad de saber 
interpretar los resultados que se obtienen de los estudios realizados. 
Conociendo los trastornos genéticos más frecuentes asociados a la edad de la persona. Las 
técnicas de estudio citogenético serán diferentes, por tanto, según la edad: 
Anomalías cromosómicas.La mayor parte en el embarazo. La especie humana es la especie 
de mamífero con menos éxito en fertilidad, el 70% de las concepciones se nos quedan en 
el camino y más de la mitad de ese 70 % son anomalías cromosómicas. La trisomía más 
frecuente en el embrión es la del cromosoma 16. 
Anomalías multifactoriales. Son totalmente distintas a las otras. Mayoritarias en la edad 
adulta. En esta etapa abundan las anomalías constitucionales. 
Enfermedades monogénicas. La mayor parte se diagnostican en la época postnatal. 
En la etapa prenatal, las anomalías cromosómicas mayoritarias son las trisomías y las 
monosomías. En la etapa postnatal temprana, las trisomías son las más abundantes 
mientras que en la edad adulta están presentes en mayor grado las traslocaciones, por lo 
que se suelen realizar estudios de parejas infértiles. 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 12, 13 y 14 
 
 
 
 
 
2. EVOLUCIÓN DE LAS TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO GENÉTICO 
2.1.-Primeros trastornos genéticos descubiertos: ANEUPLOIDIAS. 
CITOGENÉTICA CLÁSICA 
En los años 60 se podían descubrir y describir, en definitiva, diagnosticar síndromes de 
aneuploidias: 
-Síndromes de Down, Edwards, Patau, Turner, Klinefelter 
-Mosaicos 
-Traslocación Philadelphia asociada a la Leucemia Mieloide Crónica (LMC) aunque 
entonces no se sabía que esta última se trataba de la traslocación del gen 22 del 
cromosoma BCR con el cromosoma 9 del gen ABL. 
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CONSULTAR DIAPOSITIVA 15 Y 16 
 
 
 
 
2.2.- Técnicas de bandeado. 
En los 70 (bandas G) además de contar los cromosomas, con la técnica de bandas se podía 
diferenciar entre ellos. Existe un catálogo con el patrón de bandas. Se empiezan a ver 
anomalías diferentes como pequeñas deleciones, duplicaciones, etc. Surge el comité 
internacional de clasificación de citogenética. 
Se podían ver anomalías estructurales, tales como que habían dos tipos de síndrome de 
Down: el síndrome de Down clásico de trisomía primaria presente en un 95% de los casos 
y el síndrome de Down por mosaicismos relacionado con la edad materna (1%) y el 
síndrome de Down debido a translocaciones (4% de los casos, además éste caso es 
hereditario, no depende de la edad, con lo que se precisa de consejo genético). 
Entonces, con el estudio de las traslocaciones surge una nueva técnica sobre el estudio de 
la meiosis para la observación de translocaciones balanceadas o no. 
Las parejas infértiles (o abortos) tienen traslocaciones, esto es que no hay exceso o defecto 
de información genética, sino que ha habido un cambio de lugar de la misma en el genoma. 
Cuando una pareja va a someterse a tratamientos de reproducción asistida, lo primero que 
hay que hacerle es el cariotipo. Si la mujer sufre de alguna traslocación, el riesgo de tener 
concepciones es del 10% pero en el varón no llega al 5%. Esto es debido a que hay muchos 
millones de espermatozoides y llegan los mejores. Los portadores balanceados de 
traslocación robertsoniana tienen 45 cromosomas y son fenotípicamente normales. 
Existen distintos tipos de traslocación recíproca según la segregación de las cromátidas 
que se produzca (diapositivas 22 a 26). 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 17, a 26: bandeo y translocaciones 
 
 
 
 
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En esta época de bandas, se vieron individuos, en su mayoría varones, con retraso mental 
debido al síndrome del frágil X, segunda causa más importante de retraso mental 
(diapositiva 27). Durante años se hizo el diagnóstico de esta enfermedad por citogenética. 
En estos casos, se realizaba diagnóstico prenatal del X frágil, esto es: diagnóstico de la 
enfermedad si se observaba cromosoma X frágil en un embrión varón. Para los 
citogenetistas, la ocurrencia de dos abortos espontáneos es indicación para realizar 
estudios citogenéticos ya que en el 10 – 15% de las parejas, al menos uno de los dos 
miembros es portador de una anomalía cromosómica balanceada, posible causa del fallo 
en el éxito reproductivo de la pareja. En la “Etapa del Gris” donde se pueden ver los cromosomas con más resolución al estar las 
bandas “alargadas”. Al ver muchas más bandas, en esta etapa se empezaron a describir las 
microdeleciones y microduplicaciones. En síndromes pediátricos de malformaciones 
descritos anteriormente se pudieron relacionar con este tipo de alteraciones. 
Por ejemplo en el síndrome de Prader- Willi (nacen delgados y se vuelven obesos y 
además presentan retraso mental ) se vio que se produce en un 70% de los casos por una 
deleción muy pequeña de la parte proximal del cromosoma 15. En el 30% de los casos 
restantes ocurre por una disomía uniparental paterna. 
Existe otro síndrome, el S. de Angelman totalmente distinto al X frágil, que también curso 
con microdeleción del cromosoma 15 pero en este caso en el cromosoma materno o tiene 
la disomia uniparental paterna. Esta enfermedad se caracteriza porque los niños que la 
sufren presentan retraso mental profundo y una constante apariencia de risas y/o sonrisas (“Happy puppet”). 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVA 27 a 31: Síndrome X frágil y microdelecciones y 
microduplicaciones 
 
 
 
 
 
2.3.- Hibridación in situ fluorescente: FISH. Aplicaciones. 
En los años 90 llega la técnica de FISH (Hibridación in situ fluorescente) que es una 
técnica de mapeo físico de DNA en la que una sonda de DNA, etiquetada con una molécula 
marcadora (fluorocromo) hibrida con los cromosomas en un portaobjetos y se visualiza al 
microscopio de fluorescencia con luz UV. 
 
La molécula marcadora es fluorescente por si sola o esta etiquetada con un anticuerpo 
fluorescente. Esta molécula se excitará a una longitud de onda determinada (435 nm) y su 
espectro de emisión se producirá a una longitud de onda diferente, viendo la señal en un 
color diferente. Se trata de una molécula pequeña y dicha señal podrá verse en el 
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microscopio de fluorescencia en un corto periodo de tiempo. Existen diferentes tipos de 
fluorocromos que emiten en diferentes espectros. Hay que teñir el fondo (cromosomas) de 
un color uniforme para poder visualizar los contrastes de color que se produzcan. 
Se basa en la capacidad de hibridación del DNA con su cadena complementaria. Lo que se 
pretende es visualizar regiones cromosómicas invisibles al microscopio óptico. 
Tipos de sonda en fish: 
- Centromérica: veremos centrómeros, secuencias repetitivas…etc. La aplicación de 
este tipo de sonda es la más fácil, siempre sale bien. Se puede diferenciar un 
cromosoma de otro. 
- Telómeros: para ADN repetitivo de los telómeros (extremos de los cromosomas). 
Permite también diferenciar un cromosoma de otro. 
- De secuencias únicas: de un gen o grupo de genes determinados. Es una técnica 
más difícil, la hibridación es leve, por lo que se hace necesario la ejecución precisa 
de esta técnica para su éxito. Se usa una sonda de control para corroborar la 
presencia o ausencia de la región genómica en cuestión. 
- Pintado de cromosomas: usamos una librería de sondas (excluyendo las zonas 
repetitivas) que van a hibridar casi todo el cromosoma teñido de un color 
determinado. Esta técnica es útil en citogenética tumoral y/o en detección de 
traslocaciones muy raras en etapa prenatal. 
 
 COBNSULTAR DIAPOSITIVAS 32 A 42: FISH 
 
 
 
 
El uso de estas sondas también puede ser en interfase para por ejemplo saber el sexode 
un embrión así como algún tipo de anomalía como síndrome de Prader-Willi y 
microdeleciones del cromosoma 22. 
Traslocaciones en el cáncer 
La técnica FISH es muy útil también para la detección de anomalías asociadas al desarrollo 
de distintos tipos de cáncer debidos a traslocaciones. Por ejemplo, el FISH de dos colores 
se emplea para la detección de traslocaciones en cánceres leucémicos como Leucemia 
Mieloide Crónica (CML). Gracias a esta técnica se descubren los genes de fusión 
(generados por aneuoplidías) con carácter oncogénico. El caso más conocido es el del 
Cromosoma Philadelphia, el cual se produce por una traslocación entre los genes ABL del 
cromosomas 9 y el gen BCR del cromosoma 22. 
En definitiva, la técnica de FISH en el ámbito oncológico: 
 Permite visualizar cambios somáticos clonales (no constitucionales). 
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 Es crítico para la localización de tumores asociados a oncogenes. No aparecen 
nuevos genes sino que ocurre una traslocación: oncogen que estaba en una zona 
silenciada pasa a una zona genéticamente activa. 
 El linfoma folicular es otro ejemplo de gen de fusión. Hay otros ejemplos como las 
traslocaciones 14:18 y 15:17. 
Si mediante FISH se diagnostica leucemia y el paciente es tratado, la leucemia remite pero 
si al tiempo se reactiva, se vuelve a estudiar para evitar una posible recaída (tratamiento 
previo a la recaída); esto es lo que llamamos ENFERMEDAD MÍNIMA RESIDUAL que 
detectamos mediante FISH de 2 colores. 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 43 A 46: FISH Y TRANSLOCACIONES ONCOLÓGICAS 
 
 
 
 
 
Amplificación génica en tumores mediante FISH: 
 La amplificación de regiones cromosómicas (como región homogéneamente teñida 
o dobles minutos) se ha observado frecuentemente en tumores. 
 La amplificación génica es importante en la patogénesis y pronóstico de muchos 
tumores sólidos. 
 FGFRs, MYC, HER-2-neu (responsable del cáncer de mama) 
 Dicha amplificación oncogénica se realiza sólo en algunos tipos de cáncer de 
mama, no en todos (estudio molecular rápido mediante FISH) 
Multiple FISH (M-FISH) 
El ‘’FISH Multicolor’’, ‘’M-FISH’’ o ‘’SKY’’ (Spectral Karyotiping) es una adaptación del 
FISH que permite la visualización de los 23 pares de cromosomas a la vez, teñidos con 
diferentes sondas fluorescentes. Es importante para el estudio de tejidos tumorales. Es 
bueno para investigación ya que sirve también para la detección de anomalías 
cromosómicas como inversiones pequeñas a pesar de que no es una técnica muy utilizada. 
Las librerías de DNA para cada cromosoma se etiquetan directamente con uno o más de 5 
fluorocromos de forma combinatoria por lo que resulta un color único para cada uno de 
los 24 cromosomas. 
CONSULTAR DIAPOSITIAS 47 A 51 
 
 
 
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FISH de interfase en estado prenatal: 
La técnica de FISH se utiliza también en la detección de anomalías en estado prenatal: 
 Las trisomías 13, 18 y 21 y la monosomía X son las aneuplididas más comunes 
relacionadas con la edad materna o con anomalías fetales (extensión amniocitos, biopsia corial…etc.) 
 El análisis cromosómico prenatal tarda de 8 a 14 días. 
 El FISH prenatal suministra una forma rápida (2 días) de cribaje para 
aneuploidias en amniocitos no cultivados (interrupción rápida del embarazo) 
 FISH prenatal rápido: Sondas para los cromosomas 13,18 y 21 en una zona 
del porta, etiquetados con 3 colores diferentes. Sondas para los cromosomas X 
e Y en el mismo porta. 
Microdisección: 
En esta técnica se usa un micromanipulador. 
 Se usa para identificar material cromosómico de origen desconocido. 
 La región de interés se disecciona del cromosoma en 5-10 metafases. 
 Los fragmentos cromosómicos se colocan en: eppendorf- sonicación-PCR con 
primers para Alu-PCR o Dop-PCR-fluorocromo-Hibridación de los fragmentos 
de PCR sobre células normales. 
 Es una técnica obsoleta en investigación. 
 
2.4.- Hibridación genómica comparativa: CGH. Aplicaciones. 
Esta técnica es un método para detectar globalmente ganancias y pérdidas del genoma sin 
necesidad de tener células en división. El protocolo de actuación es: 
 Se extrae ADN del tejido muestra y del control, se etiqueta cada uno con una 
molécula de color diferente (rojo y verde). 
 Se hibridan simultáneamente ambos DNAs sobre metafases de células humanas 
normales. 
 Se compara las intensidades relativas de los 3 fluorocromos a lo largo de cada uno 
de los cromosomas diana. 
De este modo se ha descubierto ganancia de oncogenes (hibridación, zonas amplificadas) 
y genes supresores de tumores (no hibridación, zonas delecionadas -pérdida de 
heterogeneidad). 
Aplicaciones de la CGH: 
 
 Detección de aneuploidias o amplificación génica en tumores. 
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 Identificación de cromosomas marcadores detectados en citogenética clínica 
(alternativa al M-FISH). 
 Detección de aneuploidias en material de abortos espontáneos (tejido que 
habitualmente no crece). 
 La CGH NO detecta reajustes balanceados (traslocaciones), mientras que la técnica 
del M-FISH sí que lo hace). 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 54 A 61: CGH 
 
 
 
 
 
 
 
2.5.- Citogenómica. 
La técnica CGH es la “madre” de los arrays de CGH. La técnica de arrays de CGH estudia 
trocitos de secuencia de cada cromosoma y se hibridan en pocillos con el DNA de células 
normales / tumorales. El estudio no se hace sobre cromosomas, sino sobre secuencias 
génicas (barrido). Por tanto es una hibridación genómica. Permite conocer exactamente dónde se localizan por ejemplo las microdeleciones ya que la “resolución” de la técnica es 
de menos de 1Mb. 
La técnica se empezó a aplicar para el diagnóstico de Síndromes de retraso mental 
acompañados de algún tipo de malformación donde se observa un cariotipo normal. 
Con el uso de los microarrays se ha descubierto que en la población normal se dan 
multitud de variaciones de copias genéticas: 
CNV´s 
Variantes en el número de copias. Actualmente se sabe que hay zonas del genoma en las 
que sólo hay una copia y fenotípicamente no es observable al igual que si se tienen 8 
copias tampoco tiene por qué derivar en consecuentes anomalías citogenéticas. Se pueden 
tolerar hasta 10 copias o una sola copia. 
Se hacen comparaciones con bases de datos (DECIPHER) por si se encuentran más cosas. 
Los microarrays no deben usarse en diagnóstico prenatal porque si le informa a la madre 
que al niño le falta o le sobra algo abortará aunque no tenga por qué pasarle nada. 
CGH + SNP´s 
Esta técnica es una variante de la anterior y además se pueden ver: pérdidas de 
heterocigosidad y disomías uniparentales (Síndrome de Prader-Willi…etc.) 
 
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BACS ON BEADS 
Esta técnica es emergente y lo último del mercado. Se trata de bolas magnéticas con 
sondas de DNA conocidas que se pegan con la secuencia complementaria correspondiente; 
la elección d aquellas secuencias que han hibridado con dichas sondas se realiza mediante 
el uso de láser. Esta técnica se está introduciendo en diagnóstico prenatal para anomalías 
muy contrastadascomo microdelecciones patológicas. 
 
CONSULTAR DIAPOSITIVAS 62 a 75: CITOGENÓMICA 
 
 
 
 
Existen consensos y guías para el uso de las técnicas de citogenómica (arrays-CGH; arrays-
SNPs, Bacs on Beads, etc); y las bases de datos DECIPHER a nivel mundia y “the international standards for Cytigenomic Arrays Consortium” a nivel americano. 
 
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ANEXO I. Información adicional 
Cuestiones y preguntas durante la clase: 
P. En la técnica FISH de Secuencia Única, ¿qué tipo de sonda control se utiliza? 
R. El consenso es que normalmente se usa un control que esté en el mismo cromosoma. Lo 
que puede variar es si está en distinto o mismo brazo. Si el cromosoma es pequeño se cree 
que es mejor que esté en distinto brazo; y en un cromosoma grande puede estar en el 
mismo brazo pero suficientemente alejado para que no haya problemas de hibridación cruzada. Las sondas pueden ser comerciales o “caseras”. 
P. en relación al Síndrome de Down, ¿existe alguna indicación fenotípica que permita 
diferenciar entre un S. Down debido a aneuploidía y el S. Down debido a la translocación? 
R. No, no existe entre ambos ninguna diferencia fenotípica que nos permita distinguirlos. 
Por tanto es siempre muy importante hacer una citogenética ante el Sindrome de Down, 
para poder dar consejo genético familiar. 
P. ¿Qué opinión le merece la técnica del ADN fetal (ADN libre circulante en plasma 
materno) para el diagnóstico prenatal? 
R. Hay que diferenciar entre NIPD (Non Invasive Prenatal Diagnosis) y NIPT (Non Invasive 
Prenatal Test). Diagnóstico de trisomías no se puede hacer con ésta técnica en el ADN libre 
fetal (sí un cribado pero no un diagnóstico). Sobre todo porque existen todavía 
discrepancias en el diagnóstico (debidas a los diferentes marcadores que se utilizan); por 
tanto siempre hay que recurrir a técnicas invasivas para confirmar el diagnóstico. En el 
caso de mutaciones puntuales, ésta técnica sí es más fiable. 
 
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