Tesis Emi

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DOCTORADO EN CIENCIA ANIMAL 
 
TESIS 
 
 
Formación de biofilms por cepas Escherichia coli 
verocitotoxigénica (VTEC) y Escherichia coli enteropatogénica 
(EPEC) sobre distintas superficies, sometidas a distintas 
condiciones de estrés. 
 
 
Por: María Emilia Cáceres 
 
Facultad de Ciencias Veterinarias 
U.N.C.P.B.A 
 
 
 
 
 
 
2019
DOCTORADO EN CIENCIA ANIMAL 
 
TESIS 
 
 
“Formación de biofilms por cepas Escherichia coli 
verocitotoxigénica (VTEC) y Escherichia coli enteropatogénica 
(EPEC) sobre distintas superficies, sometidas a distintas 
condiciones de estrés”. 
 
 
Por: María Emilia Cáceres 
 
Facultad de Ciencias Veterinarias 
U.N.C.P.B.A 
 
 
Directora: Dra. PADOLA, Nora Lía 
Co-directora: Dra. ETCHEVERRÍA, Analía Inés 
 
Miembros del jurado: 
Dra. ZORREGUIETA , Ángeles 
Dr. YANTORNO, Osvaldo M. 
Dra. MONTEAVARO, Cristina 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
Al finalizar esta etapa de doctorado quisiera agradecer a Dios en primer lugar, por su 
Providencia con esta experiencia de aprendizaje tanto humana como académica, que me ayudó a 
crecer y madurar como persona y como profesional. A Él también el agradecimiento por mi 
madre y mi padre, por la vida que me han dado y el impulso siempre presente para que crezca y 
avance en la lucha por cumplir mis sueños. 
Agradezco a mis directoras, Nora y Analía, por haberme hecho un lugar en su grupo de 
investigación, por la paciencia y la dedicación en enseñarme y ayudarme con las tareas que 
implican la realización de una Tesis doctoral. No pueden faltar los agradecimientos a todos los 
miembros del Laboratorio de Inmunoquímica y Biotecnología: a María Rosa, la técnica, que 
siempre estaba dispuesta a darme una mano con la preparación de los materiales necesarios para 
los experimentos; al pícaro de Daniel, amigo y confesor de penas y alegrías; a Marcelo, Mauro y 
Guille por estar siempre que los necesitaba; al resto de las investigadoras y jefas de grupo, Paula, 
Ale, Ana y Mariel por el apoyo y la compañía grata en cada momento. 
De un modo particular voy a agradecer a las compañeras que hicieron posible también mi 
desarrollo humano en estos años: a “las pibas” como se dicen ellas, Rocío, Viki, Jimena, y el 
club de las Juli’s (Juli B. -mi compañera de box-, Juli G. y Juli R.), a Celes, a Mariana y a 
Luciana. Con ellas compartimos mates (muchos mates), risas, quejas, experimentos frustrados, 
ensayos exitosos, encuentros, festejos, etc... Me alegra pensar que Dios las pensó a cada una para 
que se cruzaran en mi vida y me ayudaran a ser quien soy... 
Por último, no puedo dejar de mencionar a mi Comunidad parroquial, a los hermanos en la 
Fe que me sostuvieron con la oración y el acompañamiento siempre sostenido, siempre fiel. A 
mis amigas Belu y Eri, por bancarme, soportarme y animarme cuando más lo necesitaba. Y a 
toda mi familia, mis hermanos y a todos los que no alcanzo a nombrar pero que estuvieron de 
alguna manera ligados al proceso. 
Gracias a todos por estar... Gracias a Dios por este hermoso final de un recorrido juntos... 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMEN 
 
Los biofilms son definidos como comunidades complejas de microorganismos que crecen 
embebidos en una matriz extracelular producida por las propias células y adherida a una 
superficie viva o inerte, que presentan un fenotipo alterado comparado al de sus contrapartes 
planctónicas respecto de la tasa de crecimiento y la transcripción genética, y que pueden estar 
compuestos por una única especie microbiana (mono-especie) o por varias especies diferentes 
(multi-especie). 
Uno de los principales problemas para la industria y la salud pública está representado 
por la supervivencia y la capacidad de formar biofilms de microorganismos patógenos o 
alterantes sobre las superficies, utensilios y equipos en contacto con los alimentos y sobre 
dispositivos de uso médico como catéteres, prótesis, entre otros. Los biofilms les permiten a las 
bacterias colonizar gran cantidad y diversidad de ambientes y resistir a condiciones adversas del 
ambiente que constituyen factores de estrés como por ejemplo, la manipulación, higiene, 
conservación y composición de materiales y alimentos. En la industria alimentaria los biofilms 
pueden formarse en superficie tales como plástico, cristal, madera, acero inoxidable y sobre los 
alimentos. Una desinfección insuficiente o inadecuada de las superficies o de los instrumentos en 
contacto con los alimentos, provoca un incremento en la contaminación del producto y el 
desarrollo de toxiinfecciones alimentarias. 
La formación de biofilms desarrollada mediante estudios in vitro, se ve influenciada por 
muchos factores, como por ejemplo, el medio de cultivo (composición de nutrientes, 
temperatura, pH), el inóculo (el microorganismo que se estudia, número de células), la 
hidrodinámica (sistemas de flujo continuo vs. cultivo estático) y la superficie (rugosidad, carga 
superficial). De la combinación de estos factores dependerán en gran medida los resultados que 
se obtengan, e incluso podrían llegar a variar aun utilizando el mismo microorganismo. 
Dentro de los microorganismos que pueden formar biofilm se encuentra Escherichia coli 
verotoxigénica (VTEC) y enteropatogénica (EPEC). VTEC es un patógeno emergente 
relacionado con la Salud Pública que puede causar enfermedades graves en humanos como 
colitis hemorrágica (CH) y síndrome urémico hemolítico (SUH). El principal reservorio es el 
bovino, pudiéndose transmitir al humano por medio de alimentos derivados, el contacto con los 
animales o su ambiente. EPEC son cepas diarreagénicas de E. coli que producen en las células 
intestinales lesiones histopatológicas de "adherencia y borrado" (A/E) del enterocito y que no 
producen toxinas tipo Shiga. Al igual que otras E. coli diarreagénicas, se transmite por vía fecal-
oral a través de manos, agua y alimentos contaminados y su principal reservorio es el humano, 
especialmente los niños con diarrea y niños o adultos portadores asintomáticos. 
VTEC y EPEC poseen factores putativos de virulencia codificados en plásmidos y factores 
de adherencia que le permiten la adherencia y la colonización tanto de tejidos vivos como de 
superficies inertes, con la posibilidad de formar biofilms y persistir en el ambiente donde se 
encuentran. Este trabajo de Tesis tuvo como objetivo principal determinar la capacidad de 
formar biofilms de cepas VTEC y EPEC atípica sobre dos superficies inertes que pueden estar 
presentes en la industria alimentaria y el ambiente doméstico (poliestireno y acero inoxidable) y 
evaluar los efectos que producen distintas condiciones de estrés sobre el desarrollo de los 
biofilms. Además, se estudió la presencia de genes que codifican para adhesinas involucradas en 
la formación de biofilms y otros factores de virulencia. 
Los aislamientos estudiados presentaron una gran variedad de perfiles genéticos que las 
hacen potencialmente patógenas para el ser humano ya que varios de estos genes están 
implicados en daños a nivel celular o molecular en el huésped. Se pudo establecer una asociación 
entre la categoría del animal y los sistemas de producción, con los serotipos y la 
presencia/ausencia de distintos genes putativos de virulencia del megaplásmido y adhesinas 
implicados en la colonización del bovino. Los genes que codifican para fimbrias y factores de 
adherencia implicados en la formación de biofilm, como fimCD y agn43, fueron encontrados 
tanto en VTEC como en aEPEC, los cuales otorgarían a ambos grupos la posibilidad de formar 
biofilm en ambientes con diversidad de nutrientes. En las cepas VTEC provenientes de casos 
clínicos se detectaron la mayoría de los genes implicados en la adherencia y la formación de 
biofilm, siendo lpf uno de los genes que más variación mostró según el serotipo (O157:H7 o no-
O157). 
En esta Tesis se pudo evaluar también, la expresión de la fimbria curli bajo distintas 
condicionesde cultivo y en distintas etapas de la formación de biofilm. Se obtuvieron resultados 
evidentes en cuanto a la expresión de la fimbria curli vinculada a la temperatura y los tiempos de 
incubación. Es así que las cepas presentaron fenotipos curli positivos a temperatura cercanas a 
los 20 °C y con más de 48 h de incubación; sin embargo, la formación de biofilm en esas 
condiciones era generalmente menor a la obtenida a 37 °C. 
Con respecto a la formación de biofilm en distintas condiciones de cultivo y superficies, 
los resultados obtenidos permitieron demostrar que todas las cepas analizadas fueron formadoras 
de biofilm (moderadas o fuertes) en condiciones estándares de cultivo, a 37 °C sobre 
poliestireno. La variable de estrés que mayor afectó el desarrollo de biofilms sobre dicha 
superficie fue la temperatura. Las condiciones del medio de cultivo afectaron en mayor medida 
la formación de biofilm sobre la superficie de acero inoxidable provocando que las cepas sean 
débiles formadoras o no formen biofilm. Tanto VTEC como aEPEC fueron fuertes formadoras 
de biofilm sobre superficie de poliestireno, y no se encontraron diferencias significativas entre 
las distintas condiciones del medio (estándar, acídico y alcohólico). En la mayoría de los casos, 
aEPEC fue mayor formadora de biofilm que VTEC y, dentro de VTEC, las cepas eae- fueron 
mejores formadoras de biofilms que cepas eae+. Esto resalta la importancia de tener en cuenta 
otros patotipos de E. coli y serotipos VTEC eae- a la hora de diagramar buenas prácticas de 
manufactura e higiene y técnicas de diagnóstico para la industria de los alimentos. 
La simulación de condiciones que pueden ser encontradas en la industria alimentaria 
(medio, superficie, temperatura) en el trabajo de Laboratorio, resulta una herramienta útil y 
valiosa para conocer el comportamiento de los microorganismos que puedan transmitirse por 
alimentos y ser perjudiciales para la salud en humanos 
 
 
PALABRAS CLAVES: Biofilms, Escherichia coli verotoxigénica, Escherichia coli 
enteropatogénica, factores putativos de virulencia, factores de adherencia, poliestireno, acero 
inoxidable, condiciones de estrés, medios de cultivo, temperatura. 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
Biofilms are defined as complex communities of microorganisms that grow embedded in 
an extracellular matrix produced by cell themselves. They are adhered to biotic or abiotic 
surfaces and exhibit an altered phenotype compared to their planktonic counterparts regarding 
the growth rate and transcription genetic. Biofilms may be composed of a single microbial 
species (mono-species) or a several different species (multi-species). 
One of the main problems for industry and public health is the survival and the ability to 
form biofilms by pathogenic or altering microorganisms on surfaces, utensils and equipment in 
contact with food and on medical devices such as catheters, prostheses, among others. Biofilms 
allow bacteria to colonize a large number and diversity of environments and resist adverse 
environmental conditions that constitute stress factors such as handling, hygiene, conservation 
and composition of materials and food. In the food industry biofilms can be formed on surfaces 
such as plastic, glass, wood, stainless steel and on food. Insufficient or inadequate disinfection of 
surfaces or instruments in contact with food causes an increase in product contamination and the 
development of food poisoning. 
The biofilm formation developed by in vitro studies is influenced by many factors, for 
example, the culture medium (nutrient composition, temperature, pH), the inoculum (the 
microorganism being studied, number of cells), the hydrodynamics (continuous flow systems vs. 
static culture) and the surface (roughness, surface charge). The results obtained will depend of 
the combination of these factors, and may even vary using the same microorganism. 
Verotoxigenic (VTEC) and enteropathogenic (EPEC) Escherichia coli are microorganisms 
that can form biofilms. VTEC is an emerging pathogen related to public health that cause serious 
diseases in humans, such as hemorrhagic colitis (CH) and hemolytic uremic syndrome (HUS). 
The main reservoir of VTEC is cattle, being able to transmit it to humans through derived foods, 
contact with the animals or their environment. EPEC are diarrheagenic strains of E. coli that 
produce in the intestinal cells histopathological lesions of "attaching and effacement" (A/E) of 
the enterocyte, and that do not produce Shiga toxins. Like other diarrheagenic E. coli, it is 
transmitted by via fecal-oral route, through contaminated hands, water and food. The main 
reservoir of EPEC is the human, especially children with diarrhea or asymptomatic carriers. 
VTEC and EPEC have putative virulence factors encoded in plasmids and adhesion factors 
that allow adherence and colonization of both living tissues and inert surfaces, with the 
possibility of forming biofilms and persisting in the environment where they are found. The main 
objective of this Thesis was to determine the capacity to form biofilms of VTEC and atypical 
EPEC strains on two inert surfaces that may be present in the food industry and the domestic 
environment (polystyrene and stainless steel) and to evaluate the effects produced by different 
stress conditions on the development of biofilms. In addition, the presence of genes coding for 
adhesins involved in the biofilm formation and other virulence factors was studied. 
The isolates presented several genetic profiles that make them potentially pathogenic for 
human since several of these genes are involved in damages at cellular or molecular level in the 
host. An association between the category of the animal and production systems, with the 
serotypes and the presence/absence of different putative virulence genes of megaplasmid and 
adhesins involved in the colonization of cattle could be established. Genes coding for fimbriae 
and adhesion factors involved in the biofilm formation, such as fimCD and agn43, were found in 
both VTEC and aEPEC, which would give to both groups the possibility to form biofilms in 
environments with nutrient diversity. In VTEC strains isolated from clinical cases, most of the 
genes involved in adhesion and biofilm formation were detected, being lpf one of the genes that 
showed more variation according to the serotype (O157:H7 or not-O157). 
In this Thesis we also evaluated the expression of the curli fimbria under different culture 
conditions and at different stages of biofilm formation. The results were conclusive regarding to 
the expression of curli fimbria linked to the temperature and incubation times. Thus, the strains 
showed curli positive phenotypes at temperatures close to 20 °C and with more than 48 h of 
incubation. However, biofilm formation in those conditions was generally lower than that 
obtained at 37 °C. 
Regarding the formation of biofilm in different culture conditions and surfaces, the results 
allowed to demonstrate that all strains analyzed were biofilm formers (moderate or strong) under 
standard culture conditions, at 37 °C on polystyrene. Temperature was the stress variable that 
most affected the development of biofilms on polystyrene surface, but culture medium 
conditions mainly affected the biofilm formation on the stainless steel surface, being the strains 
weak forming or not forming biofilm. 
Both VTEC and aEPEC were strong biofilm formers on polystyrene surface, and no 
significant differences were found between the biofilm formation under different conditions of 
the medium (standard, acidic and alcoholic). In most cases, aEPEC formed more biofilm than 
VTEC and among VTEC strains, eae- strains were better biofilm formers than eae+. This 
highlights the importance of taking into account other E. coli pathotypes and VTEC eae- 
serotypes to diagram good manufacturing and hygiene practices and diagnostictechniques for 
the food industry. 
The simulation of conditions that can be found in the food industry in the laboratory work 
is a useful and valuable tool to know the behavior of microorganisms that can be transmitted by 
food and be damaging to human health. 
 
KEY WORDS: Biofilms, verotoxigenic Escherichia coli, enteropathogenic Escherichia coli, 
putative virulence factors, adherence factors, polystyrene, stainless steel, stress conditions, 
culture medium, temperature. 
ABREVIATURAS 
- Negativo/os/a/as 
+ Positivo/os/a/as 
°C Grados centígrados 
°T Temperatura 
A/E “Attachment and Effacement” lesion 
ARC Agar Rojo Congo 
CH Colitis hemorrágica 
CV Cristal Violeta 
EPEC Escherichia coli enteropatogénica 
gr Gramos 
h Hora 
LAA Locus de Adhesión y Autoagregación 
LB Caldo de cultivo Luria Bertani 
LBglu Caldo de cultivo Luria Bertani suplementado con glucosa al 0,5% 
LEE Locus of Enterocyte Effacement 
mg Miligramos 
min Minuto 
ml Mililitros 
mM Milimolar 
NM No móvil 
pb Pares de bases 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa (polymerase chain reaction). 
rpm Revoluciones por minuto. 
s Segundo 
SF Solución fisiológica 
SUH Síndrome urémico hemolítico 
t Tiempo 
vs. Versus 
VT Verotoxina 
VTEC Escherichia coli verotoxigénica 
μg Microgramos 
μl Microlitros 
μM Micromolar 
 
ÍNDICE 
 
CAPÍTULO I: INTRODUCCIÓN 
1.1 Biofilms……………………………………………………………………………... 2 
 1.1.1 Definición……………………………………………………………………… 2 
 1.1.2 Composición…………………………………………………………………… 3 
 1.1.3 Etapas de formación de biofilms………………………………………………. 4 
 1.1.4 Implicancias de los biofilms en la industria alimentaria y la salud pública…… 5 
 1.1.5 Condiciones que influyen sobre la formación de biofilms…………………….. 6 
1.2 Escherichia coli………………………………………………………………………………. 9 
 1.2.1 E. coli verotoxigénica………………………………………………………….. 10 
 1.2.1.1 Patogenia de VTEC………………………………………………………... 11 
 1.2.1.2 Reservorios y transmisión de VTEC………………………………………. 16 
 1.2.2 E. coli enteropatogénica………………………………………………………... 19 
 1.2.2.1 Patogenia de EPEC………………………………………………………… 20 
 1.2.2.2 Reservorios y transmisión de EPEC……………………………………….. 20 
 1.2.3 Factores de adherencia de VTEC y EPEC para la formación de biofilms…… 22 
 
Hipótesis………………………………………………………………………………… 29 
Objetivo general…………………………………………………………………………. 29 
Objetivos particulares…………………………………………………………………… 29 
 
CAPÍTULO 2: DETECCIÓN DE GENES PUTATIVOS DE VIRULENCIA Y 
FACTORES DE ADHERENCIA Y COLONIZACIÓN 
Objetivo…………………………………………………………………………………. 31 
2.1 Materiales y métodos………………………………………………………………... 32 
 2.1.1 Factores putativos de virulencia presentes en el megaplásmido……………….. 32 
 2.1.1.1 Condiciones de reacción…………………………………………….. 32 
 2.1.1.2 Condiciones de termociclado 32 
 2.1.2 Factores de adherencia, autoagregación y formación de biofilm 33 
 2.1.2.1 Condiciones de reacción 33 
 2.1.2.2 Condiciones de termociclado 33 
 2.1.3 Detección de la fimbria larga polar 34 
 2.1.3.1 Condiciones de reacción 34 
 2.1.3.2 Condiciones de termociclado 34 
 2.1.4 Análisis estadísticos 35 
2.2 Resultados 36 
 2.2.1 Detección de genes presentes en el megaplásmido y aquellos implicados en la 
colonización de bovinos 36 
 2.2.2 Detección de genes relacionados con la autoagregación celular y la formación 
de biofilms 39 
 2.2.2 Detección de la fimbria larga polar (lpf) y otros factores de adherencia en 
VTEC de bovinos y casos clínicos de humanos 43 
2.3 Discusión 46 
Conclusiones del capítulo 51 
 
CAPÍTULO 3: FORMACIÓN DE BIOFILM: 
EFECTOS DE DISTINTAS CONDICIONES DE ESTRÉS 
Objetivo 53 
3.1 Materiales y métodos 54 
 3.1.1 Puesta a punto de la metodología para la formación de biofilm en condiciones 
estándares 54 
 3.1.2 Selección de cepas VTEC y aEPEC para análisis fenotípicos: formación de 
biofilm y expresión de fimbria curli 56 
 3.1.3 Diseño de ensayos comparativos de biofilm en distintas condiciones de estrés 
y distintas superficies inertes 57 
 3.1.3.1 Sección A 58 
 3.1.3.2 Sección B 59 
 3.1.3.3 Sección C 60 
 3.1.4 Análisis estadísticos 62 
3.2 Resultados 63 
 3.2.1 Sección A 63 
 3.2.2 Sección B 67 
 3.2.3 Sección C 73 
3.3 Discusión 78 
Conclusiones del capítulo 82 
 
CAPÍTULO 4: EXPRESIÓN DE FIMBRIA CURLI EN LA FORMACIÓN DE 
BIOFILM 
Objetivo 84 
4.1 Materiales y métodos 85 
 4.1.1 Detección de genes relacionados con la fimbria curli (csgA y crl) 85 
 4.1.1.1 Condiciones de reacción 85 
 4.1.1.2 Condiciones de termociclado 85 
 4.1.2 Caracterización fenotípica: expresión de fimbria curli en cepas VTEC y EPEC 86 
 4.1.2.1 Expresión de curli desde cultivo primario 86 
 4.1.2.1 Expresión de curli durante la formación de biofilm 87 
 4.1.2.3 Comparación de formación de biofilm desde ARC a 37 °C y a temperatura 
ambiente (≈ 20 °C) 
87 
 4.1.2.3.1 Puesta a punto 87 
 4.1.2.3.2 Comparación de la formación de biofilm de VTEC y EPEC desde 
ARC a diferentes temperaturas 
87 
 4.1.2.4 Evaluación de la expresión de curli durante la formación de biofilm 
bajo diferentes condiciones de estrés 
88 
 4.1.3 Análisis estadísticos 88 
4.2 Resultados 89 
 4.2.1 Caracterización genética 89 
 4.2.2 Expresión de curli en cepas VETEC y EPEC desde cultivo primario 89 
 4.2.3 Expresión de curli durante la formación de biofilm 90 
 4.2.4 Formación de biofilm en condiciones óptimas de cultivo desde ARC a 
diferentes temperaturas 
92 
 4.2.4.1 Puesta a punto 92 
 4.2.4.2 Comparación de la formación de biofilm de todas las cepas VTEC y 
EPEC desde RC a diferentes temperaturas 
93 
 4.2.5 Evaluación de la expresión de curli durante la formación de biofilm bajo 
diferentes condiciones de estrés 
95 
4.3 Discusión 98 
Conclusiones del capítulo 101 
 
 
CAPÍTULO 5: FORMACIÓN DE BIOFILM DE VTEC O157:H7 DE ORIGEN 
HUMANO Y BOVINO 
Objetivo 103 
5.1 Metodología 104 
5.2 Resultados 106 
5.3 Discusión 109 
Conclusiones del capítulo 112 
 
CAPÍTULO 6: CONCLUSIÓN FINAL 
Conclusión final 114 
 
Referencias bibliográficas 118 
 
PUBLICACIONES CIENTÍFICAS Y 
EN CONGRESOS RELACIONADOS CON ESTE TRABAJO DE TESIS 
 
Publicaciones científicas 139 
Congresos y eventos de intercambio científico 140 
ANEXOS I 144 
ANEXOS II 159 
1 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CAPÍTULO 1 
 
INTRODUCCIÓN 
 
2 
 
1.1 BIOFILMS 
1.1.1 Definición 
Se comenzó a hablar de biopelículas o biofilms en 1978, cuando se describieron las 
bacterias que habitaban en un ecosistema acuático, embebidas en una matriz adheridas a 
cualquier superficie que contuviera nutrientes. De allí que se estima que el 99% de las bacterias 
crecen formando biofilms en cualquier superficie que colonizan y las bacterias sésiles difieren 
sustancialmente de sus contrapartes planctónicas (Donlan y Costerton, 2002). 
Los biofilms fueron definidos entonces como: 
“...comunidades complejas de microorganismos que crecen embebidos en una matriz 
orgánica polimérica producida por las propias células y adherida a una superficie viva o inerte, 
que presentan un fenotipo alterado comparado al de sus contrapartes planctónicas respecto de 
la tasa de crecimiento y la transcripción genética, y que pueden presentar una única especie 
microbiana (biofilms mono-especie) o un abanico de especies diferentes (biofilms multi-
especie)” (Donlan y Costerton, 2002). 
Actualmente, se intenta incluir en esta definición lo que en ese entonces se denominaron 
“no-biofilms”, que comprendían formaciones de biopelículas en la interface (aire-líquido-sólido), 
la formación de conglomerados o flóculos sueltos de bacterias adheridas entre sí y rodeadas de 
matriz extracelular,las colonias crecidas sobre un agar y hasta los fragmentos desprendidos de 
un biofilm formado por ejemplo en un catéter y que ahora circula libremente en los fluidos 
corporales con las mismas características de resistencia que el biofilm de origen. Es así, como 
ciertos estudios plantean un nuevo concepto de biofilm dentro del contexto de las enfermedades 
crónicas, en los cuales se define que los microorganismos que las producen pueden vivir dentro 
del huésped formando conglomerados o agregados bacterianos sin estar adheridos a ninguna 
superficie de tejidos o dispositivo médico y embebidos por una matriz de exopolisacáridos y 
otros compuestos que no necesariamente son producidos por ellos (Bjarnsholt, et al. 2013; Secor, 
et al. 2018). 
La formación de biofilms se puede considerar como una estrategia adaptativa de los 
microorganismos que ofrece algunas ventajas importantes: 
(I) Protege a los microorganismos de la acción de los agentes adversos, 
(II) Incrementa la disponibilidad de nutrientes para su crecimiento, 
(III) Facilita el aprovechamiento del agua, reduciendo la posibilidad de deshidratación y 
(IV) Posibilita la transferencia de material genético (ADN). 
Victoria
Resaltado
Maria Victoria Velez
3 
 
Todas estas circunstancias pueden incrementar sus capacidades de supervivencia y como 
consecuencia, los métodos habituales de desinfección o el uso de antibióticos se muestran a 
menudo ineficaces contra las bacterias que habitan en el biofilm (Costerton et al., 1999; Donlan, 
2002). 
1.1.2 Composición 
Aunque la composición del biofilm es variable, en general el componente mayoritario es el 
agua que puede representar hasta el 97% del contenido total. Las bacterias experimentan un 
cierto grado de refugio y homeostasis cuando se hallan dentro del biofilm, y uno de los 
componentes claves de este microambiente que se genera es la matriz extracelular que las rodea. 
La matriz está formada por una mezcla de compuestos como exopolisacáridos, proteínas, ácidos 
nucleicos y otras moléculas productos de lisis celular o material particular del ambiente 
circundante (Costerton et al., 1999; Purevdorj y Stoodley, 2004). 
Muchas bacterias son capaces de producir polisacáridos ya sea como envoltura de 
polisacáridos (cápsula) o como excreciones hacia el ambiente que las rodea (exopolisacáridos). 
Por ejemplo, en Escherichia coli (E. coli), la composición principal del exopolisacárido es 
celulosa y ácido colánico (Danese, et al. 2000b); en S. aureus el mayor componente de la matrix 
es el poly-(1,6)-N-acetyl-D-glucosamina (PNAG), un polisacárido de superficie que a veces se 
denomina como adhesina intracelular polisacárida (Izano, et al. 2008) y Pseudomonas 
aeruginosa produce tres exopolisacáridos, alginato, Pel y Psl, los cuales están involucrados en la 
formación de biofilms bajo diferentes circunstancias (Ryder, et al. 2007). 
El exopolisacárido de la matriz puede funcionar como una barrera contra el estrés 
ambiental: puede prevenir el acceso de ciertos agentes antimicrobianos dentro del biofilm 
actuando como un intercambiador de iones, lo que restringe la difusión de compuestos desde el 
medio circundante hacia el biofilm (Gilbert, et al. 1997). Estas características dependen en gran 
parte de la naturaleza de ambos agentes, los antibióticos y el exopolisacárido de la matriz, como 
por ejemplo aquellos antibióticos con carga positiva y más hidrofílicos como los 
aminoglucósidos (Nichols, et al. 1989). Por otro lado, también se ha reportado que el 
exopolisacárido puede secuestrar metales, cationes y toxinas (Flemming, 1993). 
El exopolisacárido puede servir como una película que acondicione superficies inertes, 
afectando la adherencia celular funcionando como adhesivo o anti-adhesivo a la superficie e 
influyendo en la formación de la estructura tridimensional del biofilm (Danese, et al. 2000b; 
Ryu, et al. 2004). 
Victoria
Resaltado
Victoria
Resaltado
4 
 
1.1.3 Etapas de la formación de biofilms 
Es posible diferenciar distintas etapas durante el desarrollo de los biofilms (Wang y Zhang, 
2012a): 
a. Acondicionamiento de la superficie: la deposición de partículas orgánicas, la 
presencia de agua y el tipo de superficie generan un ambiente favorable para la fijación 
de las bacterias y el comienzo de la formación de un biofilm. 
b. Adsorción primaria: las células sésiles se adhieren a la superficie. Intervienen 
factores físicos como la rugosidad, la temperatura y la carga superficial, y químicos, 
como la composición del sustrato y del medio, el pH, el oxígeno disuelto, entre otros. 
En bacterias Gram-negativas (Salmonella enteriditis, Escherichia coli, Pseudomonas 
aeruginosa, Vibrio cholerae) se ha visto que los flagelos, las fimbrias tipo I y tipo IV 
son importantes para la adherencia primaria. 
c. Colonización y maduración: las células se unen permanentemente al sustrato y 
comienza la producción de exopolisacárido. El biofilm desarrolla su estructura con 
canales, poros y redistribución celular; se torna multicapa y con una composición 
celular interna heterogénea. El crecimiento de la población bacteriana se produce dentro 
de la matriz extracelular y está limitado por la disponibilidad de nutrientes y la 
capacidad de las células sésiles para eliminar los residuos propios del metabolismo. 
d. Desprendimiento de microorganismos: se puede dar por distintos procesos 
(erosión, abrasión, oleaje, siembra), y se estima que puede producirse por diversos 
factores ambientales tales como, la escasez de nutrientes o por la presencia de 
sustancias tóxicas, permitiendo a las células desprenderse -en grupo o de manera 
individual- y colonizar nuevos ambientes. 
En el biofilm maduro, el desarrollo de gradientes puede crear zonas anóxicas y acídicas 
dentro de los diferentes clústeres del biofilm (Stoodley et al., 2008a). Las zonas con escasez de 
nutrientes producen generaciones de células en fase estacionaria como durmientes que pueden 
ser las responsables de la tolerancia que generalmente tienen los biofilms a los antibióticos y 
otros factores de estrés (Bernier, et al. 2013). Por lo tanto, la penetración limitada de nutrientes, 
más que la difusión restringida de antibióticos, puede contribuir a una resistencia o tolerancia 
generalizada a los antibióticos (Shah, et al. 2006). Aunque la matriz puede no inhibir por 
completo la penetración de los antibióticos en el biofilm, puede retardar la velocidad de 
penetración lo suficiente como para inducir la expresión de genes que median la resistencia 
dentro del biofilm (Jefferson, et al. 2005). 
5 
 
1.1.4 Implicancias de los biofilms en la industria alimentaria y la salud pública 
Se pueden encontrar biofilms en todos los medios donde existan bacterias: en el medio 
natural, clínico o industrial. Uno de los principales problemas para la industria y la salud pública 
está representado por la supervivencia y la capacidad de formar biofilms de microorganismos 
patógenos o alterantes sobre las superficies, utensilios y equipos en contacto con los alimentos y 
sobre dispositivos de uso médico como catéteres, prótesis, entre otros (Figura 1). Esto favorece 
el desarrollo de enfermedades crónicas y septicemias en hospitales y es la causa principal de 
contaminación de las materias primas y el producto final en la industria alimentaria, cuyas 
consecuencias abarcan, desde pérdidas económicas hasta el desarrollo de enfermedades (Serra, 
2002-2003). 
Como estrategia de supervivencia empleada por los patógenos, el biofilm no sólo favorece 
la tolerancia a los antibióticos, sino que también resiste los mecanismos del sistema inmune del 
huésped. En infecciones bacterianas que afectan a órganos internos, como Pseudomonas 
aeruginosa en la neumonía por fibrosis quística (Singh, et al. 2000), Escherichia coli en 
infecciones del tracto urinario (Anderson, et al. 2004) y Mycobacterium tuberculosis en la 
tuberculosis humana (Ojha,et al. 2008), los biofilms proporcionan un importante reservorio de 
células que pueden volver a re-infectar los sitios colonizados. Se estima que, en los países 
desarrollados, más del 60% de las enfermedades infecciosas tratadas son causadas por la 
formación de biofilms. 
En la industria alimentaria es muy común la presencia de biofilms en cañerías, equipos y 
materiales ya que pueden formarse en superficie tales como plástico, cristal, madera, acero 
inoxidable y sobre los alimentos (Chia, et al. 2009). Sumado a una desinfección insuficiente o 
inadecuada de las superficies o de los instrumentos en contacto con los alimentos, el resultado 
será un incremento en las probabilidades de contaminación del producto y el desarrollo de 
toxiinfecciones alimentarias (Chmielewsky y Frank, 2003). El mayor problema radica en que 
varios sanitizantes utilizados en la actualidad, como el ozono, el cloro y ácidos orgánicos están 
resultando inefectivos contra los biofilms (Ölmez & Temur, 2010). 
Así mismo, la posibilidad de usar fármacos dirigidos a la formación de biofilms en 
combinación con los antibióticos actuales está surgiendo como un posible enfoque terapéutico 
para tratar las infecciones bacterianas persistentes. Recientemente se han desarrollado nuevas 
estrategias de control contra los biofilms, buscando diferentes blancos, como la anti-adhesión a 
las superficies, la interrupción de la detección del quórum sensing, péptidos antimicrobianos 
dirigidos selectivamente, taninos y otros compuestos químicos extraídos de plantas, como 
alternativas a los antimicrobianos (Nostro, et al. 2012; Silva, et al. 2017). 
6 
 
 
 
 
Figura 1. Imágenes tomadas por microscopía electrónica de biofilms sobre superficie de metal de 
un sistema de agua industrial (a) y de un corte congelado de un catéter bloqueado (b). Tomado y 
adaptado de Donlan y Costerton, (2002). 
 
1.1.5 Condiciones que influyen sobre la formación de biofilms 
Los biofilms se desarrollan en diversidad de ambientes, sobre distintas superficies y 
soportando diferentes condiciones del medio. Las condiciones para su estudio cambiarán 
además, de acuerdo al objetivo que apunta la investigación y el ambiente que se quiera 
representar (industrial, naturaleza, clínico). 
Se ha definido que existen diferencias sustanciales entre aquellos biofilms que se estudian 
in vitro y aquellos que crecen in vivo, y esto es importante cuando se quieren estudiar biofilms 
involucrados en enfermedades crónicas. Los biofilms se han estudiado durante décadas 
utilizando varios modelos in vitro, pero sigue siendo discutible si tales biofilms realmente se 
parecen a aquellos desarrollados in vivo en infecciones crónicas (Bjarnsholt, et al. 2013). 
En esta Tesis, los estudios de formación de biofilm se enmarcarán dentro de los estudios in 
vitro ya que estarán enfocados a lo que pueda desarrollarse dentro de un ambiente relacionado 
con la industria alimentaria. La formación de biofilms desarrollada mediante estudios in vitro, se 
ve influenciada por muchos factores (Donlan, 2002), entre ellos: 
7 
 
 El medio: la composición de nutrientes, temperatura, pH, atmósfera (O2), 
presencia de agentes antimicrobianos. 
 Inóculo: identidad del microorganismo, número de células. 
 Hidrodinámica: tasa de flujo, presencia de fuerzas (shear), sistemas de flujo vs. 
cultivo estático, tiempo de retención. 
 Sustrato (superficie): rugosidad, formulación química (cargas), películas de 
acondicionamiento. 
De la combinación de estos factores dependerán en gran medida los resultados que se 
obtengan, e incluso podrían llegar a variar aun utilizando el mismo microorganismo. Es así, 
como, por ejemplo, se han podido observar distintas habilidades de formar biofilms en 
aislamientos de Escherichia coli verotoxigénica (VTEC) proveniente de distintos orígenes, cuya 
capacidad formadora de biofilm se vio influenciada por la composición del medio de cultivo y 
los tiempos de incubación, aunque se hayan incubado a igual temperatura y en el mismo medio 
(Polifroni, 2012; Etcheverría, et al. 2016). Estudios realizados en Listeria monocytogenes 
mostraron distintos resultados en cuanto a la capacidad formadora de biofilm según la 
temperatura, los métodos (microscópicos, conteo de células viables, tinción con cristal violeta), 
el medio de cultivo utilizado y las superficies donde fueron desarrollados (Carrillo Zeledón, et 
al. 2010; Adetunji y Isola, 2011; Lourenço, 2014). Otros estudios basados en biofilms mono y 
multi-especie de patógenos como Salmonella enterica, Salmonela enteriditis y L. 
monocytogenes, han investigado, a su vez, la formación de biofilm y su resistencia frente a 
desinfectantes químicos bajo distintas condiciones (Kostaki, et al. 2012; Yang, et al. 2016). 
Los efectos de la temperatura, el estrés oxidativo y nitrosativo, el pH, el contenido de sal y 
la actividad de agua (aw), han sido los factores más estudiados que afectan la supervivencia y el 
crecimiento de VTEC (Glass et al., 1992; Palumbo et al., 1995; Foster, 2000; Yura et al., 2000; 
Molina et al., 2003, 2005). Estudios previos sobre el comportamiento de cepas VTEC aisladas de 
bovinos y de alimentos frente al estrés acídico y térmico, fueron realizados sometiendo a los 
cultivos a diferentes ácidos orgánicos e inorgánicos, jugos de fruta y alcohol, y a temperaturas 
extremas. Se pudo evidenciar la mayor resistencia a las altas temperaturas (54ºC) de los serotipos 
VTEC no-O157, frente a O157:H7 que es normalmente utilizada para estandarizar los protocolos 
de inactivación térmica de estos patógenos (Molina, 2005). Otros resultados indicaron que 
ciertos serotipos, tuvieron un mejor comportamiento frente al pH ácido que la extensamente 
estudiada E. coli O157:H7; los aislamientos VTEC analizados pudieron sobrevivir al menos 8 h 
a pH 2,5 lo que da la pauta de la gran resistencia que tendrían ante el proceso de digestión 
Victoria
Resaltado
8 
 
gástrica en el humano. Además, se ha comprobado la capacidad de estas bacterias para 
neutralizar el medio ácido donde se encuentra, permitiendo de esa manera una mayor 
supervivencia (Molina, et al. 2003). 
Algunos autores vincularon las situaciones de estrés celular (actividad de las especies 
reactivas de oxígeno -ROSs- y los intermedios del nitrógeno reactivo -RNI-), con formación de 
biofilms y citotoxicidad de VTEC, y observaron que ciertas cepas provenientes de casos clínicos 
en humanos formaron biofilms e incrementaron tanto, la actividad enzimática antioxidante como 
la producción de altos niveles de verotoxinas (VT) frente a dichas situaciones de estrés (Villegas, 
et al. 2013). 
Por otro lado, estudios realizados mediante diferentes metodologías en Escherichia coli 
enteropatogénica (EPEC), reflejaron la capacidad de estas bacterias de adherirse a líneas 
celulares con diferentes patrones y formar biofilm sobre superficies inertes como poliestireno y 
vidrio (Culler, et al. 2014). En cepas EPEC típicas se ha determinado el rol de la expresión del 
pili BFP y de la adhesina EspA sobre la formación de biofilm sobre superficie de poliestireno 
bajo condiciones de cultivo estáticas y de flujo continuo, a la vez que se comprobó que los 
mecanismos de señalización del quórum sensing son necesarios para la formación de biofilm 
(Moreira, et al. 2006). Sin embargo poco se sabe acerca de la influencia de distintas situaciones 
de estrés o de cambios en la temperatura o pH del medio sobre la formación de biofilms de este 
patotipo de E. coli. 
 
 
9 
 
1.2. ESCHERICHIA COLI 
Dentro de los microorganismos que pueden formar biofilm y traer consecuencias adversas 
a nivel industrial y de salud pública se encuentra Escherichia coli. 
E. coli es una bacteria anaerobia facultativa, con un tipo de metabolismo que puede ser 
tanto fermentativo como respiratorio. Generalmente son móviles, por flagelos perítricos, y 
eventualmente son inmóviles. Se encuentracomo microbiota en el tracto intestinal, está 
ampliamente distribuida en el intestino de humanos y animales de sangre caliente manteniendo la 
fisiología del huésped sano (Conway, 1995). 
Aunque la mayoría de las cepas no se consideran patógenas, pueden llegar a ser patógenos 
oportunistas que causan infecciones en hospedadores inmunocomprometidos. Cepas de E. coli 
patógenas surgen a menudo del proceso biológico natural de variabilidad genética (mutación, 
transferencia horizontal de genes, entre otros) y algunas de ellas desarrollan características que 
pueden ser perjudiciales para su huésped. Como patógeno, E. coli es la causa más frecuente de 
infecciones bacterianas, incluidas las infecciones del tracto urinario, enfermedades diarreicas y 
otras infecciones clínicas como meningitis neonatal, neumonía y bacteriemia. Se han identificado 
y caracterizado más al menos seis categorías diferentes de E. coli patógena que causa infecciones 
entéricas (E. coli diarreagénicas) (Torres, et al. 2010): 
1. E. coli enteropatógena (EPEC), 
2. E. coli enterohemorrágica (EHEC), 
3. E. coli enterotoxigénica (ETEC), 
4. E. coli enteroagregativa (EAEC), 
5. E. coli enteroinvasiva (EIEC), 
6. E. coli de adhesión difusa (DAEC) 
E. coli se usa como indicador de contaminación fecal porque es abundante en heces de 
humanos y animales y no se encuentra generalmente en otros nichos. Se utiliza para la detección 
de coliformes fecales porque representa aproximadamente el 10 % de los microorganismos 
intestinales de humanos y animales; en consecuencia, hay mucho más coliformes pertenecientes 
a la microbiota que patógenos. Por lo tanto, E. coli se considera un riesgo contaminante no solo 
en agua, sino también en productos alimenticios, ha provocado un número creciente de retiradas 
de alimentos debido a la contaminación por E. coli (CDC 2004; Erickson y Doyle, 2007). 
 
10 
 
1.2.1 E. COLI VEROTOXIGÉNICA 
Escherichia coli verocitotoxigénica (VTEC) es un patógeno emergente relacionado con la 
Salud Pública. VTEC pueden causar colitis hemorrágica (CH) y síndrome urémico hemolítico 
(SUH). Generalmente, VTEC afecta a niños menores de 5 años, personas mayores y pacientes 
inmuno-comprometidos. 
El SUH se caracteriza por falla renal aguda, trombocitopenia, y anemia hemolítica 
microangiopática, además de ser una causa potencialmente fatal de falla renal aguda en niños 
(Karmali, 2004). La enfermedad no tiene un tratamiento específico y no se ha demostrado que el 
uso de la terapia antimicrobiana tenga algún beneficio, sino más bien, podría inducir la 
producción de toxinas y la diarrea, por lo que los pacientes solo reciben terapia de sostén 
(Banatvala, et al. 2001). El SUH es una enfermedad que está ampliamente distribuida en el 
mundo (Griffin y Tauxe, 1991). Es importante mencionar que además, es un problema endémico 
en América Latina; específicamente la Argentina, tiene una de las tasas de incidencia más altas 
del mundo, unas cinco veces más alta que la de otros países, incluso con características 
geográficas y sociales similares, como Chile y Uruguay (Rivas, et al. 2011). En Argentina, esta 
enfermedad constituye la primera causa pediátrica de insuficiencia renal aguda y la segunda de 
insuficiencia renal crónica, siendo además responsable del 20 % de los trasplantes renales en 
niños y adolescentes. Se producen alrededor de 326 casos nuevos por año (2010-2016) con un 
importante subregistro (Boletín Integrado de Vigiliancia N° 395, Argentina, 2018). 
Entre los más de 100 serotipos de VTEC asociados con infecciones humanas esporádicas y 
epidémicas, E. coli O157:H7 ha recibido hasta la fecha la mayor atención en términos de 
investigación y marco regulatorio (Grant, et al. 2011). Reconocido por primera vez como un 
patógeno transmitido por los alimentos en 1982 (Riley, et al. 1983), sigue siendo el serotipo 
VTEC más común en la actualidad y el más encontrado en pacientes con SUH en la Argentina 
(Rivero, et al. 2010). Sin embargo, el número de infecciones asociadas a VTEC non-O157 se han 
incrementado en los últimos años (Wang, et al. 2013) representando nuevos desafíos para el 
diagnóstico y el control de este patotipo tanto en el ambiente de la salud pública como en la 
industria de los alimentos. 
La gran plasticidad genómica de VTEC determina diferencias en los perfiles de virulencia 
y provoca la emergencia de nuevas cepas; sumado esto, aún no se logran definir con precisión la 
combinación de genes de virulencia y los mecanismos que convierten a una cepa VTEC en una 
cepa patógena para el hombre. 
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Nota adhesiva
Situacion en Argentina
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11 
 
1.2.1.1 Patogenia de VTEC 
 Verotoxinas (VTs, vt) 
El principal factor de virulencia de VTEC es la producción de verotoxinas (VTs), que están 
categorizadas en dos grupos antigénicamente distintos, codificados en genes transportados por 
fagos lisogénicos insertos en el cromosoma bacteriano (Sandvig, 2001). 
Se clasifican en dos grandes familias, VT1 y VT2, con sus respectivas variantes VT1a, 
VT1c, VT1d y VT2a-g. Algunas de estas variantes han sido asociadas a enfermedades severas 
como CH y SUH, y otras, a diarreas poco complejas o a cepas que no producen enfermedad en 
humanos. A este respecto, se ha informado de que cepas VTEC que producen sólo VT2 son más 
patógenas que las que producen VT1 únicamente o las que producen tanto VT1 como VT2 
(Schering, et al. 2008). 
Al igual que con otras infecciones entéricas de E. coli, se considera que el proceso de la 
enfermedad implica la colonización del intestino y el daño debido a las toxinas. La producción 
de Vts es esencial para muchas de las características patológicas y las secuelas de la infección 
por VTEC. Sin embargo, la patogénesis es un proceso de pasos múltiples, que implica una 
interacción compleja entre factores bacterianos y del huésped. La habilidad para colonizar el 
epitelio intestinal del huésped es considerada un paso esencial de la patogénesis. 
Durante la colonización, VTEC supera los mecanismos de defensa del huésped para 
establecerse en el intestino. La acidez gástrica es un importante mecanismo de defensa del 
huésped en el tracto gastrointestinal y barrera natural contra los microorganismos; la resistencia a 
los ácidos es una característica general del VTEC O157 y otros serotipos, que facilita su 
supervivencia a través del bajo pH del estómago. Las bacterias pasan a través del intestino 
delgado y los genes de virulencia se activan mediante señales ambientales en el colon (Spears, et 
al. 2006). 
 Locus LEE 
Ciertas cepas VTEC colonizan la mucosa intestinal, provocando una lesión histopatológica 
característica definida como lesión "adherido y borrado" (A/E) del enterocito, que está 
genéticamente gobernada por una isla de patogenicidad llamada Locus of Enterocyte Effacement 
(LEE). La isla de patogenicidad LEE está organizada en 5 operones policistrónicos principales 
llamados LEE1 a LEE5. Los productos de LEE son un aparato de secreción de tipo III (LEE1 a 
LEE3), un sistema de translocación de proteínas (LEE4) y un sistema de adherencia que consiste 
Victoria
Resaltado
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IMMPORTANTE
12 
 
en una proteína de membrana externa llamada Intimina y su receptor translocado Tir, ambos 
codificados por LEE5. (Kaper, et al. 2004) 
La adherencia a las células epiteliales intestinales es un evento temprano en la infección 
por VTEC y marcadamente diferente entre las cepas que contienen la isla de patogenicidad LEE 
y las cepas que son LEE-negativas. En las cepas LEE-positivas, la adherencia a los enterocitos 
del colon implica cambios ultraestructurales, destrucción localizada de microvellosidades y la 
unión íntima de la bacteria a la superficie apical de la célula. Debajo de las bacterias adheridas, 
se produce una reorganización de los componentes de actina del citoesqueleto de la célula y la 
formación de pedestalesricos en actina (Figura 2) (Nataro y Kaper, 1998) 
LEE se conserva en cepas EPEC y VTEC capaces de inducir lesiones A/E, pero está 
ausente en otros patotipos de E. coli y en E. coli no patógena. Por otro lado, los mecanismos de 
adherencia de las cepas VTEC LEE-negativas se han comenzado a estudiar hace unos años y se 
han propuesto e identificado varias proteínas novedosas como factores adherentes (Guth, et al. 
2010). 
 
 
Figura 2. Obtenida y editada de https://bagginis.blogspot.com/2016/10/enterobacterias-
parte-2.html y de Nature Rewievs (2004) 
 
https://bagginis.blogspot.com/2016/10/enterobacterias-parte-2.html
https://bagginis.blogspot.com/2016/10/enterobacterias-parte-2.html
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13 
 
 Locus LAA 
Las cepas VTEC que carecen de LEE (LEE-negativas) también han sido aisladas de casos 
de enfermedad grave. En los últimos años se ha incrementado el número de reportes de cepas 
VTEC LEE-negativas que pertenecen a los serogrupos O91, O113 y O174 (Bettelheim, 2007; 
Galli, et al. 2010; EFSA J. 12, 2014). Recientemente, el serogrupo O174 se identificó como uno 
de los cuatro serogrupos no-O157 más comúnmente asociados con SUH en Argentina (Cundon, 
et al. 2015). Sin embargo, en ausencia de LEE, los mecanismos moleculares por los cuales estas 
cepas se adhieren al epitelio intestinal del huésped siguen siendo en gran parte desconocidos. En 
este sentido, Montero et al. (2017) identificaron un nuevo antígeno de membrana externa que 
está presente exclusivamente en cepas VTEC LEE-negativas y participa en varios fenotipos 
asociados a la colonización, incluida la hemoaglutinación, adhesión y autoagregación. Debido a 
la similitud genética con otras proteínas de E. coli con funciones parecidas como Hra1 (Heat-
Resistant Agglutinin 1 de E. coli 042) y Hek, se denominó a esta nueva variante Hes (por 
Haemagglutinin from Shiga toxin-producing E. coli). El gen hes está localizado en una estructura 
en mosaico que posteriormente fue identificada como una isla de patogenicidad de 86-kb, a la 
que se denominó Locus de Adhesión y Autoagregación (LAA). 
LAA está compuesta por 80 genes, y está organizada en 4 módulos, pudiendo presentarse 
en algunos serotipos LEE-negativos, en forma completa (los 4 módulos) como individual (< a 4 
módulos) (Montero, et al. 2017). Dentro de LAA se codifican otros genes que participan en 
adhesión, autoagregación y formación de biofilm, tales como iha (Tarr, et al. 2000), una nueva 
variante de la serinproteasa autotransportadora de Enterobacteriaceae (lesP); un gen que 
sintetiza proteínas con un 60% de similitud a la de Salmonella Entérica denominado pagC, tpsA 
que codifica para sistemas de secreción en las bacterias gram-negativas y participan en fenotipos 
virulentos (Jacob-Dubuisson, et al. 2013) y ag43 y/o cah (Van der Woude y Henderson, 2008, 
Montero, et al. 2014). Los resultados obtenidos por Montero et al. (2017) sugieren, que en 
ausencia de LEE, LAA puede ser uno de los mecanismos de adherencia al intestino humano y 
otras superficies, en donde particularmente los genes hes, iha, agn43 y otros factores de 
virulencia sintetizados por este locus podrían participar. 
En estudios recientes de nuestro Laboratorio, se ha encontrado que el 46 % de las cepas 
VTEC LEE-negativas que se encuentran en el cepario, posee la isla LAA completa, asociando la 
presencia de esta isla a las cepas que portan VT2 y a serogrupos como O91, O178, O174, O113 
(Colello, et al. 2018). Hasta la fecha, no hay estudios que vinculen la presencia de LAA, y en 
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Resaltado
14 
 
particular de hes (debido a su potencial uso como marcador de la isla) en estas cepas con las 
funciones de adherencia ni formación de biofilm. 
 Megaplásmido 
Los plásmidos son elementos genéticos, no factores de virulencia per se, que pueden 
transmitirse entre bacterias. Los plásmidos codifican los genes para una variedad de factores que 
contribuyen a la patogénesis, incluyendo resistencia a los antibióticos, fimbrias, toxinas, sistemas 
de secreción y factores de invasión. La transmisión de plásmidos desempeña un papel importante 
en el problema creciente de la resistencia a los antibióticos (McGann, et al. 2016). El 
megaplásmido de 60 MDa (pO157) se encuentra presente en E. coli O157 y algunos serotipos 
no-O157. Contiene alrededor de 35 genes, algunos de los cuales codifican para factores de 
virulencia que estarían involucrados en la patogénesis de la infección. Entre ellos: una 
hemolisina enterohemorrágica (ehxA), una catalasa-peroxidasa (katP), una serin-proteasa 
extracelular (espP), una zinc-metaloproteasa (stcE) y una citotoxina subtilasa (subAB) (Brunder 
et al., 1999; Grys et al., 2005; Paton y Paton, 2010). 
i. Enterohemolisina (EhxA) 
EhxA fue el primer factor de virulencia descripto del plásmido pO157 de la cepa 
EDL933 O157:H7, y su secuencia es utilizada para diagnóstico de E. coli O157:H7 y para 
otras VTEC. Es una citolisina formadora de poros, producida tanto por VTEC LEE-
positivas como por LEE-negativas y frecuentemente detectada en cepas asociadas a SUH 
(Melli, et al. 2015). EhxA podría contribuir a la enfermedad mediante la lisis de los 
eritrocitos y la liberación de hemoglobina como fuente potencial de hierro para las 
bacterias. 
ii. Catalasa-Peroxidasa (KatP) 
Las enzimas catalasa forman parte del sistema de defensa de la batería contra el 
estrés oxidativo, el cual incluye 30 proteínas que reaccionarían frente a este estímulo (Farr 
y Kogoma, 1991). Las moléculas de especies reactivas del oxígeno producidas por el 
metabolismo del oxígeno, pueden dañar a la célula bacteriana de muchas maneras (Farr y 
Kogoma, 1991). Las enzimas superóxido dismutasas y catalasas, ayudarían a las bacterias 
patógenas, como E. coli O157:H7, a protegerlas de este daño oxidativo producido por 
fagocitos u otras células durante el proceso infeccioso (Uhlich, 2009) 
 
15 
 
iii. Serin-proteasa (EspP) 
La proteína EspP pertenece a la familia de las serin-proteasas autotransportadas de 
las Enterobacteriaceae (SPATE). Está involucrada en la colonización intestinal de terneros 
(Dziva, et al. 2007); posee además, la capacidad de romper la pepsina A y el factor V de 
coagulación humana, lo cual contribuye a la hemorragia de las mucosas observadas en CH 
(Puttamreddy, et al., 2011). Se ha reportado que esta proteasa es capaz de clivar factores 
del complemento que podría interferir con la respuesta innata del sistema inmunológico del 
huésped (Orth, et al. 2010) 
iv. Zinc-metaloproteasa (StcE) 
StcE contribuye a la íntima adherencia de esta bacteria a las células huésped. Caliezi, 
et al. (2000) demostraron que StcE no es una proteasa general sino que identificaron su 
especificidad al inhibidor de la C1-estearasa como sustrato. StcE une C1-INH a las 
membranas celulares, aumentando la capacidad de C1-INH de regular los efectores del 
sistema de complemento. De este modo, la interacción de StcE con C1-INH potencia la 
actividad de C1-INH para reducir la inflamación y la lisis mediada por complemento en el 
sitio de infección. Esta actividad podría ser especialmente importante cuando las toxinas u 
otros efectores de VTEC comprometen la barrera intestinal, favoreciendo la hemorragia en 
el lumen intestinal (Grys, et al. 2005). 
v. Toxina subtilasa (SubAB) 
La citotoxina Subtilasa (SubAB) es el prototipo de una cuarta familia de toxinas 
AB5, con un mecanismo de acción diferente que las otras familias como, por ejemplo, las 
Shiga-toxinas (Paton y Paton, 2010). SubAB se ha descripto como un factor de virulencia 
importante en cepas VTEC especialmente LEE negativas y muestra una actividad 
citotóxica, aunque menor que la toxina VT2, sobre la líneas celulares del endotelio 
glomerular humano. A raíz de la intervención del cultivo de las células con C-9, un 
inhibidor de la síntesis de Gb3, las células se vieron protegidas de la acción de VT2, pero 
no así de SubA (Amaral, et al.2013). Estos resultados proporcionan evidencia de cómo 
SubA podría cooperar con el desarrollo del daño endotelial característico de la patogénesis 
de SUH. 
vi. Adhesina autoaglutinante (Saa y Sab) 
En cepas VTEC LEE-negativas, el megaplásmido posee una adhesina 
autoaglutinante (Saa) y una nueva proteína propia de VTEC, perteneciente a la familia de 
16 
 
proteínas autotransportadas, que contribuye a la formación de biofilms (Sab) (Paton, et al. 
2001; Herold, et al. 2009). Saa se caracterizó inicialmente en una cepa STEC O113:H21 
aislada durante un brote de SUH en Australia (Paton, et al. 2001). Es una proteína de 
membrana externa codificada de plásmido de aproximadamente 56 kDa, con poca 
homología con otras adhesinas bacterianas conocidas. Debido a que saa se detectó en 
varios aislamientos de VTEC negativos para LEE asociados a SUH, se sugirió que saa 
podría ser un marcador para un subconjunto de cepas de VTEC negativas para LEE 
capaces de causar enfermedades gastrointestinales y sistémicas graves los humanos (Paton, 
et al. 2001). Sin embargo, estudios posteriores demostraron que saa también se encuentra 
ampliamente en los aislamientos de VTEC bovinos (Toma, et al. 2004; Lucchesi, et al. 
2006; Cergole-Novella et al. 2007; Vidal, et al. 2007; Fernández, et al. 2010), a veces con 
mayor frecuencia que en las cepas de VTEC humanas, lo que sugiere que puede tener un 
papel más importante en la adherencia al intestino bovino que el intestino humano y que no 
necesariamente se encuentra asociado a serotipos que causan enfermedad (Toma, et al. 
2008). 
 
1.2.1.2 Reservorios y transmisión de VTEC 
La bacteria se encuentra ampliamente distribuida en el tracto intestinal de una gran 
diversidad de especies, normalmente sin afectarlos, es decir, como huéspedes asintomáticos. 
Varios animales rumiantes, especialmente el ganado bovino de distintos sistemas de producción, 
son considerados como el principal reservorio natural (Parma, et al. 2000; Meichtri, et al. 2004; 
Padola, et al. 2004; Fernández, et al. 2009a); pero otras especies domésticas, mamíferos salvajes, 
aves y peces, se han visto implicados en la transmisión de VTEC (Persad y LeJeune, 2014). 
Como consecuencia, las rutas de transmisión de VTEC a humanos pueden ocurrir por medio de 
la cadena productiva de alimentos -carne, leche y otros subproductos del ganado bovino-, 
contacto directo con el ambiente de los animales, o persona-a-persona. Del mismo modo, las 
infecciones también pueden ser causadas por el consumo o los natatorios con agua contaminada 
(Launders, et al. 2013; Luna-Gierke, et al. 2014). En los últimos años, otros factores de riesgo 
como el consumo de productos frescos y legumbres han emergido como responsables de 
importantes brotes de SUH en varios países (Beutin y Martin, 2012; Rivas, et al. 2015). 
La variedad de alimentos implicados como fuentes de VTEC es muy diversa, sin embargo, 
alrededor del 52 % de los brotes de SUH han sido asociados con productos de origen bovino, por 
lo que la dieta y el consumo de carne vacuna son considerados el principal factor de riesgo 
17 
 
(Figura 3). La contaminación de las medias reses con VTEC puede ocurrir cuando los contenidos 
intestinales o la materia fecal entran en contacto con las superficies de la media res, o mediante 
una contaminación cruzada entre las media reses durante el procesamiento (Edwards y Fung, 
2006). 
Se han realizado estudios para detectar la prevalencia de VTEC en heces y medias reses 
vacunas de frigoríficos, carnicerías y distintos puntos de venta, los cuales arrojaron porcentajes 
entre 9 y 36,6 % a lo largo de todo el proceso productivo tanto de serotipos O157 como no-O157 
(Masana, et al. 2010; Etcheverría, et al. 2010; Brusa, et al 2013; Ruiz, et al. 2013). Resulta 
llamativo el hecho de que se lleguen a encontrar mayores prevalencias en subproductos como la 
carne picada que en las medias reses y heces bovinas, lo que muestra la influencia de la 
manipulación y las condiciones de higiene en los puntos de venta en la multiplicación y 
transmisión de VTEC. De la misma manera, se ha investigado a los cerdos y su papel importante 
como portadores y transmisores de cepas VTEC y se han detectado numerosas cepas productoras 
de VT2e, un subtipo relacionado con la enfermedad de los edemas. En granjas productoras de la 
Argentina, se ha detectado una prevalencia que, al igual que en bovinos, fue incrementando 
“desde la granja a la mesa” (Colello, et al. 2016), sugiriendo una transmisión vertical de VTEC a 
lo largo de toda la cadena productiva. 
Si bien es conocido que existen alrededor de 400 serotipos VTEC, estudios 
epidemiológicos llevados a cabo en todo el mundo han demostrado que sólo una proporción de 
ellos se ha visto implicada en enfermedades a humanos. E. coli O157:H7 ha sido identificado 
como el principal agente productor de SUH, sin embargo, otros serogrupos no-O157 como O26, 
O45, O103, O111, O121 y O145, han sido reconocidos como responsables de la mayoría de 
casos severos de infección en humanos (Gould, et al. 2013; Terajima, et al. 2014). 
En Argentina, la calidad microbiológica de la carne vendida en los mercados minoristas se 
basa en los parámetros especificados en el Código Alimentario Argentino. Recientemente, se 
incluyó la detección de los serogrupos O26, O103, O111, O145 y O121 en carne picada, 
alimentos listos para comer, salchichas y verduras (Justicia Md. Resolución Conjunta 4-E/2017 
2017. Disponible en: http://servicios.infoleg.gob.ar/infolegInternet/anexos/270000-
274999/270518/norma.htm.). Sin embargo, otros países han implementado la política de 
tolerancia cero para todos los serogrupos VTEC en carne vacuna refrigerada (Comisión Europea. 
RASFF Portal 2013. Disponible en: https://webgate.ec.europa.eu/rasff-window/portal). Se 
vuelven entonces, imprescindibles, todos los estudios que puedan contribuir a determinar con 
mayor precisión la importancia de la carne como fuente bacteriana de la infección por VTEC y a 
los criterios que reinen en la comercialización de la misma. 
http://servicios.infoleg.gob.ar/infolegInternet/anexos/270000-274999/270518/norma.htm
http://servicios.infoleg.gob.ar/infolegInternet/anexos/270000-274999/270518/norma.htm
https://webgate.ec.europa.eu/rasff-window/portal
18 
 
 
 
Figura 3. Modelo de transmisión de E. coli diarreagénica desde reservorios hasta el humano. 
Tomada de: https://es.slideshare.net/comun_y_silvestre/e-coli-prevencion-y-vacunas 
 
 
https://es.slideshare.net/comun_y_silvestre/e-coli-prevencion-y-vacunas
19 
 
1.2.2 E. COLI ENTEROPATOGÉNICA 
Escherichia coli enteropatogénica (EPEC) es un patotipo importante dentro de las cepas 
diarreagénicas de E. coli, cuyo término fue utilizado por primera vez en 1955 para describir a un 
número de cepas de E. coli que causaron brotes de diarrea infantil entre los años 1940 y 1950 
(Neter, et al. 1955). A partir del Segundo Simposio Internacional sobre EPEC realizado en San 
Pablo en 1995, la definición aceptada por consenso es la siguiente: 
“EPEC son cepas diarreagénicas de E. coli que producen en las células intestinales 
lesiones histopatológicas de tipo A/E y que no producen toxinas tipo Shiga”. 
Las cepas EPEC típicas (tEPEC) de humanos son aquellas que poseen el megaplásmido de 
virulencia conocido como plásmido del factor de adherencia de EPEC (de sus siglas en inglés 
EAF); este plásmido codifica para un pili que media la adherencia localizada sobre células 
epiteliales llamado “bundle-forming pilus” (BFP). Por otro lado, las cepas atípicas de EPEC 
(aEPEC), no poseen este plásmido, pero cuentan con otros patrones de adherencia a las células 
epiteliales (Nataro y Kaper, 1998). 
EPEC estuvo desde el comienzo asociada con grandes brotes de diarrea aguda en niños de 
muchos países del mundo. La prevalencia de las infecciones de EPEC varían entre los estudios 
epidemiológicos según las diferencias en la población,edad, distribución y métodos para la 
detección y el diagnóstico (Ochoa, et al. 2008). En este sentido, la región geográfica y la clase 
socioeconómica pueden también contribuir a la ocurrencia de enfermedades diarreagénicas por 
EPEC (Maranhão, et al. 2008). 
Recientes estudios no han encontrado una significante asociación entre tEPEC y la diarrea 
infantil, como ocurría hasta los años 90’s. Al mismo tiempo, la proporción de cepas aEPEC se ha 
incrementado y hasta ha superado la de tEPEC; y aEPEC ha sido también asociada con diarrea 
aguda en niños en países de distintas realidades socioeconómicas (Ochoa, et al. 2008; Hu y 
Torres, 2015). 
 
20 
 
1.2.2.1 Patogenia de EPEC 
Como se expresa en la definición de EPEC, este conjunto de bacterias tiene la habilidad de 
causar la lesión histopatológica (A/E) sobre los enterocitos, gracias a que el mayor factor de 
virulencia en ambos subgrupos de EPEC es el locus LEE. 
Uno de los fenotipos característicos identificados en las infecciones por tEPEC es la 
habilidad para producir microcolonias compactas sobre la superficie de los enterocitos infectados 
gracias a la producción de BFP; este fenotipo fue definido como “adherencia localizada (LA)” 
(Trabulsi, et al. 2002). Como las cepas aEPEC carecen de producción de BFP, algunas cepas no 
son capaces de producir LA y en experimentos in vitro han tardado más tiempo que las tEPEC en 
adherirse a las células epiteliales mostrando otros fenotipos de adherencia entre los cuales, el 
más común fue denominado como “LA-like”, por ser similar al de las cepas tEPEC (Trabulsi, et 
al. 2002). Otros aislamientos presentaban patrones de adherencia indefinidos o directamente eran 
no-adherentess (Abe, et al. 2009; Scaletsky, et al. 2009; Gomes, et al. 2011). Además, aEPEC 
puede producir patrones de adherencia difusa (DA) o agregativa (AA) como los fenotipos típicos 
de DAEC y EAEC respectivamente (Abe, et al. 2009). Algunas adhesinas que colaboran en la 
colonización e infección de EPEC serán desarrolladas en apartados posteriores. 
1.2.2.2 Reservorios y transmisión de EPEC 
Al igual que otras E. coli diarreagénicas, se transmite por vía fecal-oral a través de manos, 
agua y alimentos contaminados (Levine y Edelman, 1984) (Figura 4). 
El principal reservorio de EPEC es el humano, especialmente los niños con diarrea y niños 
o adultos portadores asintomáticos (Trabulsi, et al. 2002). Es importante señalar que los rasgos 
del huésped y del entorno pueden interferir en la excreción de estos patógenos en sujetos 
asintomáticos. La microbiota intestinal, la capa de mucosidad, la inmunidad de la mucosa, las 
respuestas inmunes innatas y el estado inmunitario del huésped son aspectos importantes que 
deben considerarse para explicar la presencia de aEPEC en estos individuos (Levine y Robins-
Browne, 2012). Aunque muchos estudios han aislado aEPEC de episodios de diarrea aguda, 
algunos estudios han identificado a este patogrupo como causa de diarrea persistente y hasta se 
han asociado algunas cepas de aEPEC con diarrea con sangre (Hernandes, et al. 2009; Hu y 
Torres, 2015). 
Mientras que tEPEC se encuentran raramente en animales y sus reservorios sólo 
contemplan a humanos (Trabulsi, et al. 2002), varias cepas de aEPEC se han aislado de distintas 
especies de animales sanos y con diarrea (Aidar-Ugrinovich, et al. 2007; Hernandes, et al. 2009) 
21 
 
y del medio ambiente. Aunque no hay confirmación de una transmisión directa de animales a 
humanos, se han detectado cepas de aEPEC animales pertenecientes a serogrupos implicados en 
la diarrea humana, por ejemplo, O26, O103, O118, O128, O142 y O157 (Hernandes, et al. 2009; 
Kolenda, et al. 2015). Distintos estudios, sugieren que hay una gran variedad de especies 
animales que pueden ser definidas como importantes reservorios de aEPEC y es plausible 
proponer que algunas cepas podrían ser un potencial patógeno zoonótico. Además, aEPEC ha 
sido detectada en distintos alimentos como: pollos y alimentos derivados en Argentina (Alonso 
et al., 2011, 2012), leche pasteurizada, carne vacuna y vegetales (Comery, et al. 2013; Otero, et 
al. 2013), lo que parece indicar que existe una transmisión de aEPEC al medio ambiente por 
medio de materia fecal de animales y humanos. 
 
 
Figura 4. Reservorios y vías de transmisión de EPEC al humano. 
 
 
22 
 
1.2.3 FACTORES DE ADHERENCIA DE VTEC Y EPEC PARA LA FORMACIÓN 
DE BIOFILMS 
Numerosos estudios sobre formación de biofilms se han realizado con la cepa de 
laboratorio E. coli K12, con la cual se han inferido la mayoría de las funciones de los distintos 
genes involucrados en la formación de biofilm que se han detectado en las cepas prototipo E. coli 
EDL933 y MG1655. Sin embargo dichas inferencias no siempre son apropiadas por la diferencia 
entre los genomas de K12 y EDL933, incluyendo la presencia de islas-O (Chen, et al. 2013). A 
continuación presentamos alguno de los genes involucrados en la adherencia a superficies tanto 
bióticas como abióticas y a la formación de biofilm: 
 Fimbria Curli (crl) 
La fimbria curli está involucrada en la agregación celular, formación de biofilms y también 
media la adhesión e invasión de células eucariotas (Barnhart y Chapman, 2006). Su expresión 
está regulada por diferentes genes que codifican para las subunidades proteicas (dentro del 
operón csgBA), su regulador transcripcional (csgD, dentro del operón csgDEFG) y un regulador 
indirecto de este operón (crl) (Hammar, et al. 1995). La regulación de la expresión de curli es 
compleja y responde a muchas variaciones del ambiente. El factor RpoS y Crl regulan 
cooperativamente genes que se expresan generalmente en la fase estacionaria de crecimiento 
(Barnhart y Chapman, 2006). Crl se propuso como una especie de sensor térmico, cuya proteína 
es más estable a bajas temperaturas; por ello se considera que la máxima expresión de curli se 
produce a menos de 30 °C, aunque puede ser variable dependiendo del aislamiento, su 
patogenicidad y de las condiciones de trabajo (Dyer, et al. 2007). 
La expresión de esta fimbria junto con la producción de celulosa, analizados mediante la 
técnica de Rojo Congo, le confiere a la bacteria un fenotipo llamado “rojo, seco y rugoso” (rdar) 
que está asociado a la producción de biofilms en superficies de vidrio y poliestireno, además de 
promover la formación de una película en la interface aire-líquido. Cuando la bacteria no 
produce la fimbria curli ni celulosa, las colonias aparecen “blancas y lisas” (saw) y si sólo 
producen curli las colonias aparecen “rosadas y lisas” (sar) (Figura 5) (Costerton, et al. 1999). 
En estudios previos de nuestro Laboratorio, se caracterizaron geno-fenotípicamente cepas 
VTEC aisladas del medioambiente y animales de tambo (serotipos VTEC O157:NM y no-O157) 
tomando como referencia del fenotipo “saw” la cepa O157:H7 EDL933, y se encontró que el 
55,88 % de los aislamientos provenientes del ambiente y los animales de tambo presentaron un 
fenotipo “rdar”, mientras que los fenotipos “saw” y “sar” estuvieron presentes en el 11,76 % y 
32, 35 % respectivamente. Además, se observó que el 60,71 % de las cepas analizadas se 
Maria Victoria Velez
23 
 
clasificaron como “No Formadoras de Biofilms” y no se encontraron diferencias significativas 
entre los orígenes ni una relación específica con la expresión de curli (Polifroni, 2012). 
 
 
Figura 5. Fenotipos observados mediante la técnica de Rojo Congo. Extraída y modificada de 
Bokranz, et al. (2005). 
 
 Fimbria tipo I (fim) 
Tanto cepas comensales como patógenas tienen posibles adhesinas que podrían participar 
en el proceso de adherencia. El ejemplo más estudiado son las fimbrias de tipo 1, que se pueden 
encontrar en la mayoría de las bacterias Gram negativas, incluyendo E. coli, Salmonella spp., 
Klebsiella spp. y Vibrio cholerae (Edwards y Puente, 1998). Las fimbrias de tipo 1 están 
codificadas por un clúster degenes fim, que incluyen al menos 9 genes requeridos para la 
biosíntesis, y están compuestas principalmente por FimA, la principal subunidad estructural. La 
producción de fimbria tipo 1 fue estudiada junto con la producción de curli en el marco de la 
formación de biofilm y la adherencia a superficies bióticas y se encontró que fim fue necesaria 
para la adhesión a estas superficies por parte de VTEC no-O157, mientras que la producción de 
curli se asoció con la adherencia y la formación de biofilm posterior; por otra parte no se observó 
producción de ambas fimbrias en VTEC O157:H7 bajo esas condiciones de laboratorio 
(Cookson et al., 2002). 
 
 
 
24 
 
 Fimbria larga polar (lpf) 
La fimbria larga polar (LP) fue identificada por primera vez en una región cromosomal de 
una cepa E. coli O157:H7 (Torres, et al. 2002a), operón que fue denominado lpfABCC’DE. Este 
primer gen de LP (lpf1) fue localizado en la isla de patogenicidad OI-141 de E. coli O157:H7 y 
tiene una alta similitud con el operón de LP de Salmonella enterica serovar Typhimurium tanto 
en el orden de genes como en la secuencia de aminoácidos. Se observó que la expresión de lpf1 
es inducida durante la fase exponencial y su introducción en una cepa de E. coli K-12 no 
fimbriada dio como resultado la expresión de fimbrias y una mayor adhesión a células de cultivo 
tisular. Resultados de este estudio también sugieren que LP participa en la adherencia de E. coli 
O157:H7 a las células eucariotas y desempeña un papel importante en la formación de 
microcolonias. Un segundo operón de LP fue localizado en la isla de patogenicidad OI-154 se 
denominó lpf2 (Torres, et al. 2004). A diferencia de lpf1, el locus lpf2 contiene 5 genes 
(lpfABCDD'), pero carece de un gen homólogo de lpf1E y en su lugar, lpfD está duplicado. Una 
región homóloga de este gen se ha caracterizado en cepas de E. coli O113:H21, y cuando ambos 
genes han sido mutados se ha observado una disminución en la adherencia a las células 
epiteliales, lo que sugiere que la fimbria LP cumpliría una función como factor de adherencia en 
estos aislamientos (Doughty, et al. 2002). 
En base a los hallazgos anteriores, los autores sugerían que la fimbria LP (lpf2) pueden 
desempeñar un papel en la adhesión en etapas tempranas donde todavía no se requiere que se 
exprese la Intimina para la adherencia inicial o para la formación de la lesión A/E. Por otro lado 
se ha encontrado un gen homólogo de LP en cepas EPEC, en las cuales, las mutaciones de lpf no 
revelaron cambios en la adherencia a células HeLa o células de biopsia intestinal humana, 
comparado con la cepa silvestre, sugiriendo que este operón no es necesario para la adherencia 
de EPEC y la formación de lesión A/E in vitro (Tatsuno, et al. 2006). 
En estudios posteriores, se analizó la secuencia de ADN de distintos genes de las 
subunidades lpfA1 y lpfA2 de diferentes cepas E. coli LEE-positivas y se identificaron algunos 
polimorfismos que permitieron clasificar la principal subunidad fimbrial en distintas variantes 
(Torres, et al. 2009). Utilizando colecciones de aislamientos de E. coli patógena de Europa y 
Latinoamérica, ellos demostraron que los diferentes tipos de lpfA están asociados a la presencia 
de variantes específicas de eae. Sin embargo, en un estudio posterior con una colección de cepas 
VTEC LEE-negativas aisladas de casos de SUH, de diarrea, huéspedes asintomáticos y también 
de ganado vacuno sano, se encontró presente en su mayoría la variante lpfA2-1 y no se pudo 
Maria Victoria Velez
25 
 
establecer ninguna asociación entre alguna variante de lpfA y la gravedad de la enfermedad 
(Galli, et al. 2010). 
 
 Factor de adherencia de EHEC (efa1) 
En orden de poder identificar factores adicionales de adherencia de VTEC se realizaron 
estudios genéticos sobre cepas clínicas O111:NM que presentaban altos niveles de adherencia a 
la células CHO y se logró identificar una nueva proteína de adherencia a la que se denominó 
Efa1 (efa1) por EHEC factor for adherence. Se observó, además, que esta proteína no era 
requerida para el fenotipo A/E y el locus de efa1 no estaba físicamente ligada la isla de 
patogenicidad LEE, que es el responsable de este fenotipo en EPEC y algunas VTEC. También 
se asoció con la capacidad de adherencia de cepas del patotipo AEEC (Nicholls, et al. 2000). 
Se ha observado que efa1 participa en la adherencia al tracto intestinal bovino desde 
temprana edad y que colabora como segundo factor más importante después de la Intimina para 
la íntima adherencia a los enterocitos (Stevens, et al. 2002, 2004). En varios estudios, efa1 se ha 
detectado en cepas aisladas de bovinos -de hasta 8 meses de edad-, humanos y alimentos en su 
mayoría LEE-positivas (Toma, et al. 2004; Wu, et al. 2010; Cáceres, et al. 2017) y no se ha 
detectado en cepas VTEC LEE-negativas (Galli, et al. 2010; Cáceres, et al. 2017), lo que 
reafirma la estrecha correlación entre la presencia de eae y efa1. 
En las cepas EPEC, se encontró que Efa-1 tenía un 97,4% de similitud con la proteína LifA 
(Linfostatina), que inhibe la proliferación de linfocitos y la síntesis de citoquinas pro-
inflamatorias (Abu-Median, et al. 2006). Las cepas E. coli O157:H7 poseen una versión truncada 
del gen cromosomal efa1 y portan un gen homólogo a efa1/lifA denominado toxB en el plásmido 
pO157; algunos estudios sugieren que la proteína Efa-1 truncada y ToxB podrían llegar a tener 
algunas propiedades similares a las observadas para la proteína de tamaño completo influyendo 
en el sistema de secreción tipo III en la expresión de LEE (Stevens, et al. 2004). 
 
 Adhesina homóloga a IrgA (iha) 
Esta adhesina fue encontrada en el genoma de E. coli O157:H7 y descripta por Tarr, et al. 
(2000) el cual la denominó Iha (de las siglas en inglés IrgA homologue adhesin). Está codificada 
en una región cromosomal que se localiza adyacente al loci de resistencia al telurito, le confiere 
una capacidad adherente y se cree que se encuentra dentro de una isla de patogenicidad bien 
conservada (Tarr, et al. 2000). En trabajos posteriores se reveló el papel de Iha en la virulencia 
26 
 
de cepas E. coli uropatógenas (UPEC) a las cuales les confería la capacidad de adherirse al tejido 
epitelial humano; dentro de este estudio se observaron, además, diferencias en la prevalencia de 
iha entre los aislamientos de E. coli fecal, que mostraron prevalencias significativamente más 
bajas (de 14 a 22 %) que los aislamientos de casos clínicos de cistitis o pielonefritis pediátrica, 
pielonefritis adulta, urosepsis o bacteriemia (de 38 a 74 %) (Johnson, et al. 2005). Estudios 
posteriores confirmaron que UPEC comparte ciertas características o factores de virulencia de 
ciertos patotipos de E. coli diarreagénica (Abe, et al. 2008). Iha se ha observado ampliamente 
distribuido entre E. coli de diferentes patotipos -VTEC y EPEC- (Szalo, et al. 2002), en VTEC 
proveniente de distintos orígenes -bovinos, humanos, alimentos- (Toma, et al. 2004), 
independientemente de los serogrupos (Kobayashi, et al. 2013) y de la presencia o ausencia de 
eae, aunque se ha visto más asociado a las cepas LEE-negativas (Cergole-Novella, et al. 2007). 
 
 Antígeno 43 (agn43) 
La principal proteína de la membrana externa de fase-variable Antígeno 43 (Ag43) 
pertenece a la familia de las autotransportadas (AT), una familia de proteínas secretadas por 
bacterias Gram negativas que dirigen su propia secreción a través de la membrana externa 
(denominado como sistema de secreción tipo V), dentro de las cuales ha sido la mejor 
caracterizada. La estructura primaria de estas proteínas está compuesta por tres dominios: la 
secuencia señal, el domino pasajero, y el dominio de translocación (Henderson, et al. 1998). La 
secuencia N-terminal permite orientar la proteína hacia la membrana interna, para ser exportada 
al espacio periplásmico. El dominio pasajero (α) es responsable de