Identificación de algunas poblaciones bacterianas en heces de animales de granja

Vista previa del material en texto

Ingrid Elizabeth Rojas 
Instructora Investigadora Centro de 
Biotecnología Agropecuaria SENA. 
Bacterióloga. Licenciada en Ciencias 
Naturales y Educación Ambiental
Álvaro Hugo Jaramillo
Instructor Investigador Centro de 
Biotecnología Agropecuaria SENA. 
Zootecnista y Msc Ciencias Agrarias 
con Énfasis en Producción Animal 
Tropical
Abstract: 
In recent years, it has 
been determined that the 
type, number of intesti-
nal bacterial populations 
and their interaction can 
significantly influence 
the intestinal health of productive ani-
mals and consequently their produc-
tion. The microbial composition of the 
excreta and feces of the animals in 
production, which depends on diffe-
rent factors, involves existing popula-
tions mainly in the cecum and colon. 
Identifying these types of populations 
in excreta is important because their 
significant number produced in lives-
tock production systems annually and 
their possible effects as pollutants. 
With multiple molecular techniques, 
it has been possible to identify and 
characterize some of these intestinal 
bacterial populations in the different 
portions of the digestive system and 
their role in metabolism, but very little 
Artículo de 
Revisión
Identificación de 
algunas poblaciones 
bacterianas en heces 
de animales de 
granja
Identification of some 
bacterial populations in 
farm animal feces
Resumen: 
Se ha determinado en los 
últimos años que el tipo, 
número de poblaciones 
bacterianas intestinales 
y su interacción pue-
den influir notoriamente 
en la salud intestinal de los animales 
productivos y por consiguiente en su 
producción. La composición microbia-
na de las excretas y heces de los ani-
males en producción obedecen a las 
poblaciones existentes principalmente 
en ciego y colon las cuales dependen 
de muchos otros factores. Identificar 
este tipo de poblaciones en las ex-
cretas es importante por las tonela-
das que se producen en los sistemas 
productivos ganaderos anualmente y 
sus posibles efectos como contami-
nantes. Con las diferentes técnicas 
moleculares se han podido identificar 
y caracterizar algunas de estas pobla-
ciones en las diferentes porciones del 
sistema digestivo y su papel en el me-
tabolismo, pero muy poco sobre las 
50
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
is known about the microbial popula-
tions existing in the final feces.
Therefore, this paper reviews some re-
search studies that identified and cha-
racterized some bacteria populations 
in the excreta of pigs, poultry, cattle 
and rabbits. It was found that the va-
riability of these populations depends 
on many factors such as: type of ac-
commodation, food according to their 
productive phase, management, spe-
cies, sex and genetics, among others. 
Additionally, it was possible to deter-
mine that food is the most important 
factor that affects the population and 
type of bacteria. Some populations 
existing in the excreta may be similar 
in some species but they can change 
completely due to the factors mentio-
ned above. In the case of bovine and 
rabbit excreta, the groups of bacteria 
Firmicutes, Bacteroides and Tene-
ricutes were prevailing. The groups 
Bacteroides and Proteobacteria were 
detected in pigs and the groups Firmi-
cutes, Bacteroides and Proteobacteria 
were found in broilers. In general, it is 
shown that there may be, according 
to management, a large proportion of 
pathogenic bacteria in the fresh ex-
creta of these animals, which must be 
inactivated or adequately transformed 
so that they are not a source of conta-
mination and other types that could be 
isolated and used commercially either 
as additives or other commercial uses.
Key words: 
bacteria, faeces, farm animals, micro-
biota
poblaciones microbianas existentes 
en las heces finales.
Por lo tanto, en esta revisión se mues-
tran algunos trabajos de investigación 
donde se identifican y caracterizan 
algunas poblaciones de bacterias en 
las excretas de cerdos, aves, bovinos 
y conejos en las que se encontró que 
la variabilidad de estas poblaciones 
va a depender de muchos factores 
entre los que están: Tipo de aloja-
miento, alimento de acuerdo a su fase 
productiva, manejo, especie, sexo y 
genética entre otras. Dentro de este 
grupo se determinó que el factor más 
importante que incide en la población 
y tipo de bacterias es el alimento. Se 
encontró que algunas de estas pobla-
ciones existentes en las excretas pue-
den ser similares en algunas de estas 
especies, pero pueden cambiar com-
pletamente por los factores comenta-
dos anteriormente. En el caso de las 
excretas de los bovinos y conejos se 
encontró predominancia en los grupos 
de bacterias Firmicutes, Bacteroides y 
Tenericutes. En los cerdos los grupos 
Bacteroides, y Proteobacteria y en los 
pollos de engorde Firmicutes, Bacte-
roides, y Proteobacteria. En general se 
muestra que puede existir de acuerdo 
al manejo, una proporción grande de 
bacterias patógenas presentes en las 
excretas frescas de éstos animales, 
que deben ser inactivadas o transfor-
madas adecuadamente para que no 
sean un foco de contaminación y otros 
tipos que podrían ser aislados y utili-
zados comercialmente ya sea como 
aditivos u otros usos a nivel comercial.
Palabras clave: Animales de produc-
ción, Bacterias, excretas, microbiota
51
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
Introducción
En el proceso digestivo la mayor 
parte de nutrientes se absorben 
en el intestino delgado, los que 
no se pueden absorber, siguen al 
ciego y posteriormente al colon 
donde se forma la materia fecal, 
excretas o heces. Durante este 
proceso interactúan diferentes 
poblaciones de bacterias espe-
cialmente en el ciego y el colon 
para finalmente salir en las excre-
tas. Las heces en el caso de las 
especies productivas o animales 
de granja que se encuentran alo-
jadas en galpones son trasforma-
das principalmente por compos-
tación para ser utilizadas como 
fertilizante. Las excretas de estas 
diferentes especies tienen un alto 
contenido de Nitrógeno, Fósforo 
y Potasio y otros micro-minerales 
para ser utilizados como abono 
en diferentes cultivos. Se encuen-
tran muchos trabajos de investi-
gación donde determinan la com-
posición química de las excretas 
producidas y trasformadas como 
compostaje en la fertilización or-
gánica (Romero et al., 2000; Cer-
vantes et al., 2007), pero hay muy 
pocos donde se identifiquen las 
poblaciones de bacterias.
Se estima que el tracto gastroin-
testinal de los mamíferos esta 
colonizado, por lo menos, por 
10¹⁴ bacterias, lo que represen-
ta unas 2,7 veces más bacterias 
que el número total de células 
del cuerpo humano. Se sabe que 
en el intestino del cerdo se encuen-
tran alrededor de 100 billones de 
bacterias (1000 especies) (Kim y 
Isaacson, 2015). Una comuni-
dad microbiana intestinal nor-
mal tiene beneficios y costos 
para el huésped (Gaskins et al., 
2002; Dibner JJ, 2005). Los prin-
cipales beneficios que brinda el 
microbiota (población de bacte-
rias) comensal son la exclusión 
competitiva de los patógenos o 
microbios no autóctonos (Dib-
ner JJ, 2005), la estimulación y 
programación inmunitarias, y las 
contribuciones a la nutrición del 
huésped. Por otro lado, el micro-
bioma gastrointestinal también 
puede ser una fuente de pató-
genos bacterianos como  Salmo-
nella y Campylobacter, que puede 
diseminarse a los humanos o 
actuar como un grupo de resis-
tencia y transmisión a los an-
tibióticos y, por lo tanto, puede 
representar una grave amenaza 
para la salud pública (Kumar, et 
al., 2018; Mancabelli, et al., 2015; 
Zhou, et al., 2012). Cada uno de 
los segmentos que componen 
el tracto digestivo tienen un cre-
cimiento y tipo de poblaciones 
diferentes de bacterias siendo 
mayor en el caso del ciego y co-
lon en comparación al intestino 
delgado.
El tracto intestinal alberga una 
gran cantidad de microorganis-
52
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
mos que conforman la micro-
biota intestinaly que viven en 
una relación de simbiosis o mu-
tualismo, existiendo bacterias 
comensales y beneficiosas en 
el intestino, además de bacte-
rias patógenas. La mayoría de 
las bacterias comensales y bene-
ficiosas pertenecen a los filos Fir-
micutes y Bacteroidetes. Las bac-
terias patógenas que se suelen 
encontrar son Proteobacterias. Lo 
que se está utilizando en la actua-
lidad son las  OTU  (Operational 
Taxonomic Unit). Estas OTU se 
refieren básicamente al  género 
bacteriano. Se ha conseguido al-
canzar una buena calidad en los 
métodos de diagnóstico, de tal 
forma que ya podemos discernir 
entre géneros. Una vez identifi-
cado el género, es cierto que de-
terminar la especie es cualitati-
vamente muy difícil, aunque no 
imposible. No obstante, se puede 
obtener información taxonómi-
ca  (de forma ascendente)  has-
ta llegar al reino, obteniendo así 
una información más global. Por 
ejemplo, en el caso de un cerdo 
sano, se sabe que los filos más 
prevalentes son Firmicutes y Bac-
teroidetes. Estos dos filos supo-
nen más del 90% de la población. 
Los géneros más prevalentes 
de Firmicutes son los  Clostri-
diales  (la mayoría son bacterias 
comensales que no causan 
patogenicidad, como Clostridium 
butyricum) y los Bacilli. En el caso 
de  Bacteroidetes  son  Bacteroi-
des y Prevotella. Existen otros filos 
de especial importancia como 
Proteobacteria, la cual  incluye a 
todas las enterobacterias (E. coli, 
Salmonella…),  Actinobacteria, Spi-
rochaetes y Verrucomicrobia. (Pé-
rez, 2020).
La información sobre la bioma-
sa microbiana en las heces fres-
cas es rara debido a limitacio-
nes metodológicas (Jost., et al., 
2012). En el caso de los rumiantes 
se debe considerar que el rumen 
y el intestino contienen no solo 
numerosas bacterias saprotrófi-
cas, sino también arqueas y hon-
gos (Van Vliet, et al., 2007, Fros-
tegård, et al., 1997, Gattinger, et 
al., 2007), que se transfieren al 
suelo directamente después de 
la defecación (Wachendorf, et al., 
2011, Jost, et al., 2013) o como 
estiércol de corral (Yamamoto, et 
al., 2011, Neher, et al., 2013). Los 
hongos en particular, a menudo 
se descuidan como componen-
te del microbioma intestinal (Van 
Vliet, et al., 2007, Thomas, et al., 
2017), aunque pueden contribuir 
un 30% o más a la biomasa mi-
crobiana fecal (Jost, et al., 2013).  
Se pueden esperar modificacio-
nes en la composición bacteriana 
que pueden ser debidas a varios 
factores como: Protocolo de ex-
tracción de ácido nucleico, ceba-
dores, enfoque de secuenciación, 
factores ambientales, tratamien-
53
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
to / composición dietética, raza 
y condiciones geográficas.  Ade-
más de los tipos de muestra, 
se necesita un tamaño adecua-
do para realizar el estudio.  Una 
mayor variación individual en 
los tipos de muestra (muestras 
de cultivos) da como resultado 
un mayor tamaño de muestra 
en comparación con las cecales 
para encontrar las diferencias po-
tenciales (Lagkouvardos I., et al., 
2017). Por lo tanto, en esta revi-
sión de literatura se muestran al-
gunos trabajos de investigación 
donde se identifican y caracteri-
zan en general algunas poblacio-
nes de bacterias encontradas en 
las excretas de porcinos, aves, 
conejos, bovinos, principales fac-
tores que afectan éstas poblacio-
nes incluyendo los métodos de 
identificación y su importancia 
a nivel productivo y sanitario de 
forma muy resumida por las in-
numerables investigaciones rea-
lizadas.
Porcinos: En el caso de los porci-
nos, como animal monogastrico, 
las excretas, como combinación 
de materia fecal y orina, se distri-
buyen en proporciones aproxima-
das de 60 % heces sólidas y 40 
% orina (Hamilton D., et al., 2014). 
La composición química y micro-
biológica de las excretas, puede 
variar de acuerdo al tipo de dieta 
y su valor nutricional, especial-
mente en cuanto a sus niveles de 
fibra. Cuando se utilizan dietas 
concentradas con alta digestibi-
lidad se espera una baja excre-
ción de las heces, sin embargo, 
cuando el alimento es de baja 
digestibilidad existe mayor pérdi-
da a través de las heces Savón, 
(2005). La mayoría de las bac-
terias cultivables en el colon de 
cerdo son estreptococos anaero-
bios estrictos, grampositivos, lac-
tobacilos, eubacterias, clostridios 
y peptostreptococos (Moore W E 
C, 1987, Russell E G. et al., 1979). 
Los organismos gramnegativos 
comprenden aproximadamente 
el 10% del total de bacterias cul-
tivables. La mayoría de los aisla-
mientos pertenecen a los grupos 
Bacteroides y Prevotella (Russell, 
1979).
En un estudio realizado en cer-
dos se utilizó Levadura de ácido 
láctico probiótico “MKZ” (P1) a 
base de bacterias propiónicas y 
de ácido láctico, prebiótico vete-
rinario “Baliz-V” (P2) que contiene 
ácidos comenicos y otros ácidos 
orgánicos y efecto simbiótico P1 
+ P2 en la microbiocenosis del in-
testino grueso y la productividad 
de cerdos jóvenes que se criaron 
para cerdo orgánico. El examen 
microbiológico de las excretas de 
los cerdos (a la edad de 30, 60, 
180 días) se realizó mediante un 
método de dilución en solución 
salina estéril e inoculación en me-
dio nutricional. En este estudio se 
54
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
encontró que el número de lacto- 
y bifidobacterias en los animales 
de 60 días fueron en orden y mag-
nitud mayor en comparación con 
los animales de un mes y 180 días 
de edad (2 órdenes mayor). Con 
la introducción de P1, P2 y P1 + 
P2 en la dieta, hay un cambio sig-
nificativo en los indicadores de 
microbiota intestinal en la direc-
ción del aumento útil de la flora 
normal, el efecto es más notable 
en el cuarto grupo. El contenido 
de lactobacilos en el intestino de 
los lechones de 30 días de edad 
fue de 8.5, de 60 días de edad–
8.8, y de 180 días de edad–9.0, 
que fue significativamente mayor 
en comparación con el control (p 
menor que 0.001). El contenido 
de bifidobacterias (en log UFC / g) 
en el intestino de los lechones de 
30 días fue de 9.0, de 60 días de 
edad–9.7, y de 180 días–9.8, que 
también fue significativamente 
mayor en comparación con el 
control (p menor que 0.001). El 
uso de P1, P2 y P1 + P2 aumen-
tó la ganancia diaria promedio 
de peso vivo durante todo el pe-
ríodo de crecimiento. Este índice 
de control fue de 723.7 g, y en 
los grupos experimentales 2º a 
4º fue significativamente mayor, 
en 60,9; 69,3 y 77,1 g respectiva-
mente. (Zabashta, et al., 2017).
Cotta, et al., (2003), evaluaron 
el aislamiento, caracterización 
y comparación de bacterias de 
heces porcinas y pozos de alma-
cenamiento de estiércol. Estos 
autores comentan que el alma-
cenamiento de estiércol porcino 
está asociado con la producción 
microbiológica de una variedad 
de productos químicos olorosos 
que incluyen amoníaco, ácidos y 
alcoholes orgánicos y sulfuros. 
Estos investigadores aislaron ce-
pas representativas de microor-
ganismos de las heces y el estiér-
col almacenado, e identificaron 
y caracterizaron fisiológicamen-
te. Para las muestras de purines 
de estiércol porcino, los recuen-
tos totales de colonias de anae-
robios fueron mayores cuando se 
utilizó un medio no selectivo que 
simulara el hábitat que contenía 
purines de purines clarificados, 
mientras que los recuentos más 
altos de anaerobios fecales se 
obtuvieron en un medio que con-
tenía fluido ruminal.  También se 
sembraron muestras de heces y 
de suspensión en el medio apro-
piado que contenía los antibió-
ticos tetraciclina, eritromicina y 
tilosina y se determinaron los re-
cuentos proporcionales de orga-
nismos capaces de crecer en pre-
sencia de estos antibióticos. Los 
aislados seleccionados al azar de 
las diluciones más altas se iden-
tificaron mediante análisis de 
secuencia de rDNA de 16 s y se 
determinaron las características 
fisiológicas seleccionadas.  Los 
resultados de estos exámenes 
55
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
indican que los microorganismos 
cultivables predominantes en 
estos ambientes son bacterias 
Gram positivasG + C de bajo por-
centaje molar (Firmicutes), anae-
robias obligadas, que son miem-
bros de los grupos filogenéticos 
Clostridial, Eubacterial y Lactoba-
cillus / Streptococcus.  También 
se obtuvieron aislamientos 
similares a los grupos de Sporo-
musa y Flexibacter / Cytophaga 
/ Bacteroides (CFB o Bacteroide-
tes). Aunque en general similares, 
las muestras de heces y purines 
diferían en la composición bacte-
riana.  El examen de algunas ca-
racterísticas fisiológicas y de cre-
cimiento de los aislados fecales y 
en suspensión mostró que estos 
eran principalmente fermentado-
res de carbohidratos, aunque al-
gunos podían fermentar lactato y 
aminoácidos. Los resultados pre-
sentados aquí se comparan con 
los obtenidos de bibliotecas de 
clones preparadas a partir de las 
mismas muestras ambientales.
Lisanne et al., (2018), evaluaron la 
relación entre la composición mi-
crobiana fecal y la EF (Eficiencia 
alimenticia) en cerdos individua-
les en crecimiento y finalización. 
Además, estudiaron los efectos 
de la composición de la dieta y el 
sexo en el microbioma fecal.  Los 
cerdos con diferentes dietas y 
los machos frente a las hembras 
tenían un microbioma fecal muy 
distinto, necesitando solo 2 OTU 
para la dieta (P = 0.020) y 18 OTU 
para el sexo (P  = 0.040) para 
separar los grupos.  Las 2 OTU 
más importantes para la dieta y la 
OTU más importante para el sexo 
se clasificaron taxonómicamente 
como la misma bacteria.    En 
conclusión, los resultados mos-
traron una relación dependiente 
de la dieta y del sexo entre la EF y 
la composición microbiana fecal 
en el peso de sacrificio en cerdos 
de engorde y finalización.
Joung-Soo, et al., (2018), evalua-
ron el efecto de varias temperatu-
ras y tiempo de almacenamiento 
en las comunidades bacterianas 
de excretas de porcinos, los re-
sultados indicaron que la riqueza 
de la comunidad bacteriana en el 
estiércol se redujo a medida que 
aumentaba la temperatura y el 
tiempo de almacenamiento.  Fir-
micutes  fue el filo dominante en 
todas las muestras examinadas, 
con un rango del 89,3% al 98,8% 
del total de lecturas, seguido 
de Actinobacteria, que representó 
del 0,6% al 7,9%.
Soo-Je Park, et al., (2014), eva-
luaron heces tomadas directa-
mente del recto de cerdos. Se 
utilizó  pirosecuenciación  basa-
da en el gen  16S rRNA de  alto 
rendimiento  para identificar los 
posibles  microorganismos  cen-
trales en el intestino de los grupos 
56
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
porcinos que difieren en la cali-
dad de la carne y los grados de 
peso. Dos  poblaciones bacteria-
nas  (  Bacteroidetes  y  Firmicutes) 
dominaron y fueron compartidas 
entre los dos grupos.  Se encon-
traron diferencias significativas 
entre los grupos a nivel de gé-
nero.  Los géneros  Lactobaci-
llus y Oscillibacter se encontraron 
en proporciones ligeramente 
superiores. Las mayores di-
ferencias se relacionaron con 
los géneros  Clostridium,  Os-
cillibacter  y  Roseburia  como 
microorganismos centrales. En 
conclusión, determinaron que la 
presencia de bacterias centrales 
en el intestino de los cerdos se 
asocia con la calidad de la carne 
con una reducción de la grasa 
corporal en los cerdos.
Jungman Kim, et al., (2015), 
realizaron un estudio para pro-
porcionar conocimiento sobre 
la microbiota fecal porcina me-
diante el análisis de secuencias 
del gen ARNr 16S bacteriano. 
Los  resultados mostraron que 
la composición bacteriana fecal 
porcina variaba en cada etapa 
de crecimiento. Bacteroidetes dis-
minuyó a medida que los cerdos 
aumentaron de peso y los géne-
ros no clasificados aumentaron 
significativamente en las etapas 
posteriores de crecimiento.  El 
análisis de distribución de la uni-
dad taxonómica operativa (OTU) 
mostró que la diferencia de la 
comunidad bacteriana fue más 
significativa entre los producto-
res y los que terminaron, mien-
tras que el análisis de las OTU 
compartidas indicó una mayor 
proporción de especies comunes 
entre los productores y los que 
terminaron.  Aunque aún no se 
han identificado las funciones de 
estas bacterias, comprender las 
diferencias en la microbiota fecal 
entre cada etapa de crecimiento, 
proporcionará información adi-
cional para estudios adicionales 
relacionados con la microbiota 
intestinal porcina.
Cools, et al., (2001). determinaron 
la supervivencia en suelo de E. 
coli y Enterococcus spp. derivado 
de purines de cerdo en tres 
suelos de diferente textura y a 
tres temperaturas de incubación 
diferentes. Ambas especies 
sobrevivieron notablemente 
mejor a 5°C que a 25°C. 
Poblaciones de Enterococcus 
spp. permanecieron constantes 
a 5°C en todas las texturas del 
suelo, mientras que el número de 
E. coli disminuyó gradualmente y 
alcanzó el límite de detección el 
día 68. A 25°C, ambas especies 
disminuyeron rápidamente y 
alcanzaron el límite de detección 
el día 54. Se confirmó el riesgo 
de una mayor dispersión de la 
resistencia a los antibióticos a 
57
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
través de la supervivencia de las 
especies.
Pollos de engorde: Los com-
partimentos gastrointestinales 
de los pollos están densamente 
poblados con comunidades mi-
crobianas complejas (bacterias, 
hongos, arqueas, protozoos y 
virus) que están dominadas por 
bacterias (Wei S. et al., 2013). Las 
interacciones entre el huésped y 
el microbioma bacteriano del po-
llo han sido ampliamente estu-
diadas y revisadas por muchos 
grupos de investigación (Kumar 
S., et al., 2018. Hegde NV., et al., 
2016) y ahora se considera que 
juegan un papel importante en la 
nutrición, fisiología y desarrollo 
intestinal de las aves (Kau Al., et 
al. 2011, Gerritsen J, et al., 2011).
Se debe tener en cuenta que hay 
diferentes tipos de excretas en 
las aves comerciales, la cama de 
pollos es un material proveniente 
de la cría de aves en piso e incluye 
el material utilizado como cama, 
excretas de aves y residuos de 
alimento y plumas, mientras que 
la gallinaza es el material prove-
niente de la cría de aves en jaulas 
y está constituida por excretas de 
aves y residuos de alimento y plu-
mas (Álvarez, et al., 2005). Es im-
portante señalar que las excretas 
de las aves (gallinaza y pollinaza) 
se han utilizado no solo como 
fertilizante sino como suplemen-
to en la alimentación de rumian-
tes debido a su alto contenido 
de Nitrógeno y de otros minera-
les, además del bajo costo, sin 
embargo, actualmente ha sido 
prohibida en muchos países por 
la posibilidad de trasmisión de 
enfermedades por las bacterias 
patógenas y otros compuestos 
que la componen (Boer, 1981). 
Varios organismos patógenos, 
como  Salmonella typhimurium, 
Escherichia coli o Clostridium bo-
tulinum,  pueden estar presentes 
en la gallinaza y pollinaza (Jay., et 
al., 2005).
En una investigación realizada 
por Nasrin, et al., 2007, determi-
naron que las poblaciones en las 
excretas de aves comerciales y 
las bacterias aerobias aisladas 
de las heces de aves de corral 
fueron E. coli, Pasteurella spp, Ba-
cillus spp. y estafilococos aureus. 
Más del 50% de las muestras fe-
cales fueron positivas para E. 
coli y Pasteurella spp. y algunas 
de estas fueron patógenas. La 
presencia de estas bacterias es 
alarmante para la industria aví-
cola, ya que la bacteria puede ser 
capaz de producir enfermedades 
58
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
especialmente cuando las aves 
son inmunológicamente suprimi-
das debido a condiciones de es-
trés severo. Ewers et al., (2003) y 
Songserm (2003) aislaron E. coli 
y Pasteurella spp. y consideraron 
la mayoría de estos organismos 
como flora normal, sin embargo, 
algunos fueron patógenos prima-
rios también.
Mohamed, et al., (2014), encon-
traron una mayor población de 
bacterias en hisopos cloacales 
de pollos (9.98±0.01 log10 cfu/g), 
Escherichia coli (8.33%) y Sal-
monella ( 8 . 3 3 % ) , n o s e 
e n c o n t r a r o n Staphylococ-
cus aureus and Staphylococcus 
albus, en comparación a otras 
muestrasde excretas en las 
plumas, cama de pollos y otras 
áreas para determinar la posible 
contaminación de pollos antes 
del sacrificio. En este estudio, las 
TVC (Conteo promedio viable de 
bacterias) de cama y cloaca fue-
ron más altas que las reportadas 
por Nasrin et al., (2007) y esto 
podría deberse a las diferencias 
de los protocolos de desinfec-
ción practicados. En los hisopos 
cloacales, la TVC media fue de 
9.98 ± 0.01 log10 ufc / g, mien-
tras que Berndtson et al., (1996) 
y Mead et al., (1994) registraron 
que los niveles de colonización 
en los intestinos, especialmente 
ciego y cloaca, oscilaban entre 
10 y 10 ufc / g. En este estudio, el 
resultado de TVC de las plumas 
fue de 9.85 ± 0.15 log¹ ufc / g, que 
es más alto que el informado por 
Morar et al., (2008).
Mohammadi. et al., 2016, eva-
luaron el efecto de Enterococcus 
faecium en la dieta de pollos so-
bre el crecimiento, rendimiento, 
características de la carcasa y 
microbiota fecal, y en este último 
encontraron que las concentra-
ciones crecientes (0 a 0.5%) de 
la dieta Enterococcus faecium dis-
minuyó (P = 0.008) el recuento de 
Salmonella fecal linealmente. Su-
plementando dietas con 0 a 0.5% 
de probióticos que contienen En-
terococcus faecium resultó en una 
disminución lineal (P = 0.008) en 
los recuentos fecales de Salmo-
nella. La inclusión del probiótico 
no tuvo una influencia marcada 
en recuentos fecales de E. coli 
o Lactobacillus. Pajarillo y col. 
(2015), informó que la suplemen-
tación de Enterococcus faecium 
NCIMB 11181 a una dieta porci-
na aumento significativamente 
los recuentos de lactobacilos fe-
cales y reducción el conteo de E. 
coli (Tabla 1).
59
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
Tabla 1. Efecto de la suplementación dietética de probióticos que contienen 
Enterococcus faecium sobre la microbiota fecal en pollos de engorde
Conteo Bacterias (log10 
cfu/g) Probiotico (%) P-val
    0 0,25 0,5  
Lactobacillus 7,65 7,78 7,8 0,22
E. coli 6,56 6,43 6,46 0,25
Salmonella   2,72 2,59 2,57 0,01
Fuente: Mohammadi. et al., 2016.
En otro estudio Díaz, et al., 2019, 
evaluaron cualquier correlación 
entre el microbioma fecal, una 
aproximación del microbioma 
intestinal, y la eficiencia de la ali-
mentación o el aumento de peso 
en pollos con pedigrí (Dos líneas 
genéticas A y B). Debido a que la 
reproducción selectiva se realiza 
a nivel de pedigrí, el objetivo fue 
determinar si los perfiles de mi-
crobioma podrían usarse para 
predecir la conversión alimenticia 
o el aumento de peso para me-
jorar la reproducción selectiva. 
Con respecto a la maduración, 
encontraron que el microbio-
ma fecal es dinámico en la vida 
temprana, pero se estabiliza des-
pués de las 3 semanas de edad, 
independientemente del linaje. 
En los clasificadores de conver-
sión alimenticia, solo dos OTU, 
la familia Clostridiales y el género 
Lactobacillus, de las principales 
OTU predictivas fueron comunes 
en los modelos de la Línea A y la 
Línea B. Los resultados indicaron 
que el perfil de microbioma fecal 
se puede usar para predecir la 
conversión alimenticia, pero no el 
aumento de peso en estas líneas 
de pedigrí.
Kyoung Oh., et al. (2017), evalua-
ron los cambios microbianos re-
sultantes de la suplementación 
de alimento con Bacillus subtilis 
CSL2 en pollos de engorde de-
safiados y no desafiados con 
Salmonella Gallinarum. Para ana-
lizar la composición de la comu-
nidad bacteriana y funcionalidad, 
se llevó a cabo 454 GS-FLX piro-
secuenciación de los amplicones 
del gen de ARNr 16S. Un total de 
718,204 secuencias de pollos de 
engorde se registraron y analiza-
ron. A nivel phylum, Firmicutes, 
Bacteroidetes, y Proteobacteria 
fueron los taxones bacterianos 
predominantes. En los pollos con 
60
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
Salmonella-infectadas (SC), Bac-
teroides fueron más altamente 
abundante en comparación con 
el control (NC) y pollos Bacillus 
tratados (BT). A nivel de género, 
en los grupos NC y BT, los lac-
tobacillus Turicibacter estaban 
presentes en gran abundancia. 
Enterobacteriaceae, y Bacteroides 
aumentaron en pollos de engorde 
con (SC). A nivel de género, se de-
tectaron un total de 124 géneros 
bacterianos en todas las mues-
tras de pollos de engorde, que es 
comparable a otros aviarios (Wai-
te., et al., 2015). Lactobacillus, 
Clostridiaceae sin clasificar, Turi-
cibacter, Bacteroides y Enterobac-
teriaceae sin clasificar fueron los 
principales géneros bacterianos 
en las heces de pollo de engorde.
En otro trabajo de investigación 
realizado por Qiangchuan, et al., 
(2016), evaluaron el genoma de 
la materia fecal de dos líneas 
de pollos de engorde para línea 
magra (LL) y grasa (FL), y encon-
traron diferencias estructurales 
significativas tanto en los meta-
genomas filogénicos como fun-
cionales entre las dos líneas de 
pollo. A nivel de phylum, el grupo 
FL tenía significativamente me-
nos  Bacteroidetes. Se sabe que 
los bacteroidetes están asociados 
con la acumulación de grasa en 
los pollos (Torok, et al., 2011) y 
menos de estas bacterias están 
presentes en individuos huma-
nos obesos (Ley, et al., 2006; De 
Filippo, et al., 2010).   A nivel de 
género, se identificaron catorce 
géneros (incluidos  Subdoligranu-
lum, Butyricicoccus, Eubacterium, 
Bacteroides, Blautia) y un género 
potencialmente patógeno (Ente-
rococcus).  El análisis de redun-
dancia identificó 190 unidades 
taxonómicas operativas (OTU) re-
ceptiva clave, que explicaron las 
diferencias estructurales entre el 
metagenoma filogénico de los dos 
grupos.  El diseño experimental 
permitió  llegar a una conclusión 
concreta sobre si la microbiota 
que reside en el intestino del pollo 
FL o LL contribuyó de manera 
significativa o al menos parcial a 
la obesidad o, alternativamente, 
el metabolismo modificado 
impulsado por la selección de los 
rasgos de gordura del huésped 
resultó en una modulación del 
tracto intestinal y, por lo tanto, 
el cambio de composición de la 
microbiota para adaptarse a la 
obesidad del huésped. Este estu-
dio ha proporcionado una visión 
más profunda de la posible con-
tribución de la microbiota intes-
tinal en la modulación de la obe-
sidad.
Videnska, et al., (2014), en este 
estudio se interesaron por de-
terminar la prevalencia de genes 
seleccionados de resistencia a 
antibióticos y la composición de 
la microbiota en las heces de ga-
61
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
llinas ponedoras y pollos de en-
gorde procedentes de 4 países 
de Europa Central determinados 
por PCR en tiempo real y pirose-
cuenciación del gen 16S rRNA, 
respectivamente. El núcleo de la 
microbiota fecal de pollo estaba 
formado por 26 familias diferen-
tes. De manera bastante inespe-
rada, representantes de Desulfovi-
brionaceae y Campylobacteraceae, 
ambas capaces de utilizar hi-
drógeno en comunidades micro-
bianas complejas, pertenecían a 
las familias de microbiota cen-
tral.  Comprender los roles de 
los miembros individuales de 
la población en el metabolismo 
total de la comunidad comple-
ja puede permitir intervencio-
nes que podrían resultar en el 
reemplazo de Campylobactera-
ceae por Desulfovibrionaceae y 
una reducción de Campylobacter, 
colonización en pollos de 
engorde, canales y en conse-
cuencia, productos cárnicos de 
aves de corral.
Conejos: El conejo es un mono-
gastrico herbívoro que realiza en 
su proceso de digestión la ceco-
trofia en el cual producen dos ti-
pos de heces, unas duras y otras 
blandas que vuelven a reingerir 
para mejorar su proceso diges-
tivo, proceso en el cual pueden 
desarrollarse tipos de bacterias 
en su materia fecal diferentes a 
otros monogastricos no herbívo-
ros como cerdos y aves. Estudios 
anteriores han demostrado las 
diferencias en nutrientes entre 
las heces duras y blandas (Blas, 
1998, Sukemori, et al., 2003). Sin 
embargo, se sabe poco sobre la 
composición de la microbiota de 
las heces blandas y duras (Miche-
lland, et al., 2007). 
Zeng, et al., 2015, realizaron una 
investigaciónpara caracterizar y 
comparar la microbiota en heces 
duras y blandas en conejos Rex, 
e identificar taxones bacterianos 
que están asociados con el cre-
cimiento. Todos los conejos Rex 
fueron alimentados con forraje 
individualmente (sin probióticos 
y antibióticos) y criados a la mis-
ma temperatura. Caracterizaron 
la microbiota de heces duras y 
blandas de conejos Rex con alto 
y bajo peso corporal mediante 
el uso de la plataforma Illumina 
MiSeq dirigida a la región V4 del 
ADNr 16S. Los conejos Rex de 
alto peso poseen una microbio-
ta distintiva en las heces duras, 
pero no en las heces blandas, del 
grupo de bajo peso. Detectaron 
aumento de varios géneros como 
YS2 / Cyanobacteria y Bacteroida-
les y la sobre presentación de gé-
neros como Anaeroplasma spp. y 
Clostridiaceae en heces duras de 
alto peso. Entre los tipos fecales, 
varios taxones bacterianos como 
Ruminococcaceae y Akkerman-
sia spp., fueron altos en heces 
62
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
blandas. En las heces duras, 41 
taxones bacterianos fueron sig-
nificativamente más abundantes 
en conejos de alto peso (p. Ej., 
YS2, Bacteroidales, Lactococcus 
spp., Lactobacillus spp., Prevotella 
spp., Sutterella spp., Acinetobacter 
spp. P <0.05), mientras que solo 
6 taxones fueron sobre-represen-
tados en conejos de bajo peso (p. 
ej., Anaeroplasma spp., Clostridia-
ceae, p <0.05). Este estudio pro-
porciona una base para generar 
hipótesis con el objetivo de pro-
bar los roles que juegan los dife-
rentes taxones bacterianos en el 
crecimiento y la cecotrofia de los 
conejos Rex.
Velasco, et al., 2018, caracteriza-
ron las comunidades microbia-
nas cecales y fecales del conejo 
de carne Caldes. Los animales 
involucrados en el estudio se di-
vidieron en dos grupos de acuer-
do con el nivel de ingesta de ali-
mento que recibieron durante el 
período de engorde; ad libitum 
(n = 10) o restringido al 75% de 
la ingesta ad libitum (n = 11). Se 
tomaron muestras de ciego y las 
heces duras internas de anima-
les sacrificados. La evaluación 
de las poblaciones bacterianas y 
arqueológicas se realizaron me-
diante secuenciación Illumina de 
amplicones del gen 16S rRNA en 
una plataforma MiSeq. Se detec-
taron un total de 596 unidades 
taxonómicas operativas (OTU) 
utilizando el software QIIME. La 
asignación taxonómica reveló 
que la diversidad microbiana es-
taba dominada por phyla Firmicu-
tes (76.42%), Tenericutes (7.83%) y 
Bacteroidetes (7.42%), (Tabla 2). El 
reino de Archaea se presentó en 
un porcentaje bajo (0.61%). No se 
detectaron diferencias significati-
vas entre los orígenes de mues-
treo en la diversidad microbiana 
o la riqueza evaluada mediante 
dos índices de diversidad alfa: 
Shannon y el número observado 
de OTU. Sin embargo, el análisis 
de varianza a nivel de género re-
veló una mayor presencia de gé-
neros Clostridium, Anaerofustis, 
Blautia, Akkermansia, rc4-4 y Bac-
teroides en muestras cecales. Por 
el contrario, se descubrió que los 
géneros Oscillospira y Coprococ-
cus estaban sobrerrepresenta-
dos en las heces, lo que sugiere 
que las especies bacterianas de 
estos géneros actuarían como 
fermentadores al final del proce-
so de digestión del alimento. En 
el nivel taxonómico más bajo, 
83 y 97 OTU en heces y ciego, 
respectivamente, estaban repre-
sentadas diferencialmente. La 
evaluación estadística multiva-
riada reveló que el análisis discri-
minante de mínimos cuadrados 
parciales dispersos (sPLS-DA) 
fue el mejor enfoque para este 
propósito. En la tabla 3 se mues-
tra la composición microbiana a 
nivel de phylum en ciego y heces. 
63
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
Curiosamente, se encontró que 
la mayoría de las OTU más dis-
criminatorias seleccionadas por 
sPLS-DA tenían una representa-
ción diferencial entre los orígenes 
de muestreo en el análisis univa-
riante. Este estudio proporciona 
evidencia de que la elección del 
área de muestreo intestinal es 
relevante debido a diferencias 
importantes en la abundancia re-
lativa de algunos taxones que se 
han revelado entre la microbiota 
cecal y fecal de los conejos. Se 
debe elegir un área intestinal de 
muestreo apropiada en cada eva-
luación de la microbiota.
Tabla 2. Composición microbiana a nivel de phylum en ciego y heces de 
conejos.
Phylum Composición relativa 
Composición 
relativa Difference PFDR
 media en el ciego (%) (SD)
media en 
heces (%) (SD)
Ciego-heces 
± SE 
Actinobacteria 0.729 (0.097) 0.617 (0.119) 0.110 ± 0.023 0.000
Bacteroidetes 7.458 (1.243) 7.367 (1.263) 0.092 ± 0.090 0.473
Cyanobacteria 0.873 (0.440) 1.399 (0.670) -0.514 ± 0.072 0.000
Euryarchaeota 0.061 (0.096) 0.062 (0.095) -0.001 ± 0.011 0.928
Firmicutes 76.546 (1.733) 76.276 (1.809) 0.253 ± 0.170 0.215
Proteobacteria 1.613 (0.363) 1.634 (0.312) -0.016 ± 0.043 0.783
Tenericutes 7.484 (0.899) 8.172 (1.057) -0.681 ± 0.169 0.000
Verrucomicro-
bia 1.810 (0.378) 1.651 (0.300) 0.158 ± 0.034 0.000
Unknown 3.427 (0.433) 2.822 (0.674) 0.599 ± 0.092 0.000
Fuente: Velasco, et al. 2018
Michelland, et al., (2009), reali-
zaron una investigación cuyo 
objetivo fue estudiar la estabili-
dad en el tiempo de la comuni-
dad bacteriana en ciego y heces 
del  conejo  (índice de diversidad 
64
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
y estructura) sin perturbación 
experimental y evaluar sus rela-
ciones con parámetros ambien-
tales.  Se  tomaron muestras  de 
las  heces  blandas y  duras  de 
14 conejos durante 5 semanas, 
mientras que el contenido cecal 
se muestreó en la 3ª semana 
(mediante cirugía) y la 5ª semana 
(en el momento del sacrificio).  
Los datos mostraron que las co-
munidades bacterianas de heces 
blandas y duras apenas se dife-
renciaban de las del ciego.  Sin 
alteraciones, las comunidades 
bacterianas de heces se mantu-
vieron estables en el tiempo. Sin 
embargo, las comunidades bac-
terianas del ciego y heces se vie-
ron afectadas por la cirugía.  El 
contenido cecal fue un ambiente 
ácido (pH = 6.03 ± 0.33) y anae-
róbico.   Solo el potencial redox 
se correlacionó con el índice 
de diversidad de la comunidad 
bacteriana del ciego (R2  =  0,35; 
p < 0.05) y ningún parámetro am-
biental se correlacionó con su es-
tructura.
Ganado Bovino: Debido a la enor-
me influencia que la comunidad 
bacteriana fecal del ganado tie-
ne en la industria de la carne y 
los lácteos, la economía y la sa-
lud pública, se ha realizado una 
gran cantidad de investigación 
para caracterizar los efectos de 
la edad animal, el estado de la 
enfermedad, las prácticas de 
alimentación y los antibióticos 
sobre los microrganismos feca-
les del ganado. Muchos de los 
estudios más completos utilizan 
metodologías basadas en el ADN, 
como la secuenciación del gen 
16S rRNA de longitud completa 
(Durso, 2010; McGarvey, et al., 
2010) y la hibridación competiti-
va (Galbraith, et al., 2004; Shanks, 
et al., 2006), para caracterizar las 
comunidades bacterianas. La pi-
rosecuenciación de próxima ge-
neración permite el procesamien-
to rentable de cientos de miles 
de lecturas de secuencia en una 
sola ejecución, lo que permite la 
caracterización de miembros de 
la comunidad que sean escasos 
y raros. La capacidad de producir 
perfiles detallados basados en la 
secuenciación de próxima gene-
ración de amplicones de PCR de 
comunidades microbianas com-
plejas en sistemas de distribu-
ción de agua potable (Hong., et 
al., 2010), sistemas de tratamien-
to de aguas residuales (McLellan, 
et al., 2010; Sanapareddy N., et 
al., 2009), biosólidos de aguas 
residuales (Bibby, et al., 2010) y 
suelos (Lauber, et al., 2009) ha 
resaltado los beneficios de este 
enfoque.
En general, la composición de la 
comunidad bacteriana fecal esta 
correlacionada significativamen-
te con las concentraciones de al-
midón fecal, lo que refleja en gran 
65
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
medida los cambios en las po-
blaciones de Bacteroides, Proteo-
bacterias y Firmicutes. Además, el 
análisis dela red ha demostrado 
que las secuencias anotadas se 
agrupan según la práctica de ma-
nejo y la concentración de almi-
dón fecal, lo que sugiere que las 
estructuras de las comunidades 
bacterianas fecales bovinas pue-
den ser dramáticamente disími-
les en diferentes operaciones 
de alimentación animal, incluso 
a nivel taxonómico familiar y de 
phylum (Orin C., et al., 2011). En 
este trabajo de investigación se 
determinó la secuenciación pro-
funda de 30 muestras fecales 
individuales recolectadas de seis 
poblaciones diferentes de ganado 
que proporciona una vista deta-
llada del microbioma fecal del ga-
nado para las muestras analiza-
das. Detectaron miembros de 10 
filamentos de bacterias (recuento 
de OTU,> 100) en función 
de las asignaciones de OTU 
mediante preclustering de enlace 
único. La mayoría de las pirotags 
pertenecen a Firmicutes (55.2% de 
633,877 pyrotags bacterianos V6 
de alta calidad), Bacteroidetes (2
5.4%),  Tenericutes  (2.9%) Proteo-
bacterias  (2.5%).   Anteriormente 
se demostró que éstas consti-
tuyen la mayoría de los filotipos 
asociados al intestino en una 
variedad de especies de mamí-
feros diferentes (Brulc, 2009; 
Dowd S. E., et al., 2008;  Durso 
L. M., et al., 2010;  Ley, et al., 
2008), lo que sugiere que  Firmi-
cutes  y  Bacteroidetes  (79.6% de 
todos los pyrotags bacterianos 
V6 de alta calidad) en particular 
juegan un papel crítico en la 
ecología microbiana del intestino 
de los mamíferos, incluido el 
intestino bovino.  Otros phylium 
representados fueron actino-
bacterias (0,73%), espiroquetas 
(0,54%), verrucomicrobia (0,19%), 
cianobacterias (0,15%), fibrobac-
teres (0,02%) y lentisphaerae. 
(0,02%). A pesar de que todos los 
filotipos bacterianos contienen 
un rango diverso de taxones, el 
potencial metabólico de algunos 
filotipos probablemente permite 
que algunos dominen en las he-
ces bovinas, mientras que otros 
permanecen menos abundantes.
La microbiota entérica del ga-
nado afecta la salud animal y la 
seguridad alimentaria y se usa 
como un indicador de la contami-
nación fecal, que puede afectar 
los tipos y las concentraciones 
de organismos indicadores en 
las aguas superficiales recrea-
tivas. La presencia de bacterias 
patógenas como Escherichia coli 
O157: H7 en el tracto gastroin-
testinal bovino se ha relacionado 
con brotes de enfermedades de-
bido al consumo de carne conta-
minada, leche y agua potable (Ar-
mstrong G., et al., 1996). El buey 
de engorda promedio produce 
66
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
1.62 kg de heces (materia seca) 
por día (Archibeque, et al., 2006), 
resultando en más de 18 millo-
nes de toneladas métricas de he-
ces (materia seca) por año solo 
en los Estados Unidos. Cuando 
los desechos fecales bovinos se 
trasladan de las operaciones de 
engorda para la aplicación en la 
tierra como fertilizante o se des-
cargan accidentalmente al me-
dio ambiente debido a tormen-
tas severas, eventos peligrosos 
o el fracaso de las prácticas de 
manejo de desechos en el sitio, 
miembros patógenos de esta 
comunidad microbiana, como E. 
coli O157: H7, Campylobacter je-
juni, Salmonella spp., Leptospira 
interrogans y Cryptosporidium 
parvum (Benenson, 1995; Covert, 
1999; Okhuysen, 1999), pueden 
representar un grave riesgo para 
la salud pública.
Vliet, et al., (2007), realizaron un 
estudio para determinar la com-
posición química y microbiota 
de la materia fecal de vacas no 
lactantes con diferentes dietas, 
para mejorar la eficiencia en el 
uso de nutrientes y disminuir las 
emisiones de N al medio ambien-
te. En este experimento, 16 vacas 
fueron alimentadas con 8 dietas, 
que difieren en proteína cruda, 
fibra de detergente neutra, almi-
dón y contenido de energía neta. 
La concentración de biomasa 
bacteriana fecal fue mayor en las 
dietas altas en proteínas y ener-
gía. La fracción de N inorgánico 
en las heces no fue significativa-
mente diferente entre las mues-
tras de heces. La biomasa micro-
biana en las heces varió de 1,200 
a 8,000 μg de C / g de materia 
seca (promedio: 3,700 μg de C / 
g de materia seca). La diversidad 
bacteriana fue similar para todos 
los materiales fecales, pero los 
diferentes niveles de proteína en 
los regímenes de alimentación in-
dujeron cambios en la estructura 
de la comunidad presente en las 
diferentes heces. El número de 
bacterias encontradas en las he-
ces [en promedio 39 × 10⁹ células 
(g de DM) ≈ 6 × 10⁹ células / ml)) 
fue comparable al número encon-
trado por recuentos directos para 
estiércol líquido (1 × 10¹° células / 
ml por Leung y Topp (2001), pero 
inferior al número encontrado por 
Cotta et al., (2003), quienes regis-
traron 2 × 10¹¹ bacterias / g en 
heces porcinas frescas. La canti-
dad de C microbiano en las heces 
se determina mediante síntesis 
microbiana en el rumen y el in-
testino grueso; las simulaciones 
indicaron que la mayor parte del 
C microbiano en las heces es de 
origen ruminal (biomasa micro-
biana ruminal no digerida). Con 
base en estas observaciones, se 
concluyó que la composición de 
la dieta afectaba la composición 
química fecal y la biomasa mi-
crobiana. Estos cambios pueden 
67
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
afectar el uso de nutrientes y la 
eficiencia de la producción de es-
tiércol (Vliet, et al., 2007).
Lester et al., (2007), realizaron 
un estudio de campo para de-
terminar la supervivencia com-
parativa de indicadores bacte-
rianos y patógenos en heces 
bovinas en pasturas durante 
cuatro estaciones. Los indicado-
res seleccionados fueron  E. coli, 
estreptococos fecales y entero-
cocos.  Los estreptococos feca-
les se incluyeron además de los 
enterococos porque una encues-
ta anterior mostró que  Strepto-
coccus bovis (una especie que no 
es  Enterococcus) comprendía 
más de la mitad de los estrep-
tococos fecales en heces lo-
cales de ganado (Sinton, et al., 
1994).  Los patógenos seleccio-
nados fueron  Salmonella enteri-
ca  y  Campylobacter jejuni.  Nueva 
Zelanda ha reportado incidencias 
anuales de salmonelosis y cam-
pilobacteriosis de 39 y 432 por 
100,000, respectivamente (Anon-
ymous, 2006), y esta última tasa 
es muy alta en comparación con 
las tasas de otros países desarro-
llados. Tanto a nivel internacional 
como en Nueva Zelanda, el ga-
nado es ampliamente considera-
do como reservorio importante 
para los  genotipos de  Salmone-
lla  y  Campylobacter  patógenos 
para los humanos (Devane, et al., 
2005;  Jones, K.  2001, Lightfoot, 
D.  2004). La supervivencia de 
las bacterias entéricas se midió 
en heces bovinas en el pasto. En 
cada temporada, se prepararon 
11 porciones de una mezcla de 
heces frescas de ganado lechero 
y se tomaron muestras durante 
un máximo de 150 días. En las 
primeras 1 a 3 semanas, hubo 
aumentos (hasta 1,5 órdenes 
de magnitud) en los recuentos 
de enterococos (en cuatro esta-
ciones),  E. coli  (tres estaciones), 
estreptococos fecales (tres 
estaciones) y  S. entérica (dos 
temporadas), pero no hubo 
un aumento en los recuentos 
de  C. jejuni.  Posteriormente, los 
recuentos disminuyeron, dando 
una clasificación promedio 
de los tiempos necesarios 
para la inactivación del 90% 
de  C. jejuni  (6.2 días desde la 
deposición) <estreptococos 
fecales (35 días) < S. enterica (38 
días) <  E. coli  (48 días) <entero-
cocos (56 días).  La temperatura 
de la muestra probablemente in-
fluyó en el crecimiento bacteria-
no, pero el patrón de aumentos y 
disminuciones se determinó prin-
cipalmente por desecación;  el 
crecimiento ocurrió cuando el 
contenido de agua fue mayor al 
80%, pero a un contenido de agua 
del 70 al 75% disminuyeron los 
recuentos.  El  crecimiento de  E. 
coli  y enterococos parece ser 
el resultado de la rehidratación 
de la muestra.  De 20 pérdidas 
68
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
mensuales de lixiviación de  E. 
coli, 16 fueron <10% de los re-
cuentos totales en la muestra, 
y 12 fueron <1%.  Se  detecta-
ron pérdidas de drenaje de C. je-
juni  (generalmente<1%) durante 
solo 1 a 2 meses.  Aunque los 
enterococos exhibieron la 
mejor tasa de supervivencia, 
los recuentos finales más 
altos sugirieron que  E. coli  es 
el indicador más práctico de la 
contaminación fecal bovina.
Lohendy, et al., 2018, realizaron 
un estudio para evaluar la asocia-
ción entre los cambios en las co-
munidades bacterianas y el inicio 
de la eliminación de Salmonella 
en el ganado que se aproxima al 
parto. En un estudio de cohor-
te prospectivo, se recolectaron 
muestras fecales de 98 vacas 
lecheras procedentes de cuatro 
granjas diferentes en cuatro pun-
tos de tiempo en relación con el 
parto (-3 semanas, -1 semana, +1 
semana, +3 semanas). Todas las 
392 muestras fueron cultivadas 
para Salmonella. Los análisis de 
la composición microbiana, la di-
versidad y la estructura se reali-
zaron de acuerdo con los puntos 
de tiempo, la granja y el estado 
de inicio de Salmonella. Los mi-
crobiomas fecales individuales 
de las vacas, predominantes por 
Bacteroidetes, Firmicutes, Spiro-
chaetes y Proteobacteria phyla, 
cambiaron significativamen-
te antes y después del parto. 
Las comunidades bacterianas fe-
cales en general evaluadas desde 
las -3 a +3 semanas en relación 
con el parto fueron dominados 
por el filo Bacteroidetes (48.2%), 
seguido por Firmicutes (42.4%), 
bacterias no clasificadas (4.3%) 
y Spirochaetes (2.4%). Estos cua-
tro filos representaron el 96.7% 
de la población bacteriana de 
las heces. Se observaron varia-
ciones abundantes en bacterias 
menos dominantes, incluidas 
Proteobacterias, Verrumicrobia, Eu-
ryarchaeota y bacterias que no se 
clasificaron en un filo específico 
(bacterias no clasificadas) en to-
das las muestras. Dentro de los 
taxones a nivel de clase, el más 
grande se observó para Clostridia 
(47.5%) y Bacteroidia (32.4%), de 
los phylium Firmicutes y Bacteroi-
detes, respectivamente. En los ta-
xones a nivel de familia, las Bac-
teroidaceae predominaban sobre 
otras bacterias (21.5%), seguidas 
por Ruminococcaceae (16.7%), 
Clostridiaceae (11.88%) y Prevo-
tellaceae (4.75%). Aunque hubo 
diferencias significativas en al-
gunos taxones bacterianos entre 
las muestras positivas y negati-
vas de Salmonella, los resultados 
no identificaron diferencias en la 
diversidad o estructura microbia-
na fecal de las vacas con y sin el 
inicio de Salmonella.
Otros investigadores como Ha-
gey, et al., (2019), realizaron otro 
69
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
estudio para determinar las po-
blaciones microbianas fecales 
de ganado lechero en California. 
Para el estudio, se inscribieron 
10 granjas lecheras en el norte 
y centro de California que repre-
sentan una variedad de sistemas 
de alimentación y manejo.  Las 
granjas representaban tres tipos 
de instalaciones típicas, incluidos 
cinco sistemas de gestión libre, 
dos de lote seco y tres de gestión 
basada en pasturas. Este estudio 
encontró que el tipo de instalacio-
nes, granja individual, y los com-
ponentes de la dieta afectaron 
significativamente la diversidad 
alfa de la microbiota fecal. Mien-
tras que solo una Unidad de Ta-
xonomía Operacional (OTU) era 
común entre todos los individuos 
de la muestra, 15 familias bacte-
rianas y 27 géneros se repartieron 
entre el 95% de las muestras. La 
relación de las familias Coriobac-
teriaceae  a  Bifidobacteriaceae  fue 
significativamente diferente 
entre los tipos de alojamiento 
y las granjas con animales 
alimentados con pastura que 
tienen una mayor abundancia 
relativa de  Coriobacteriaceae.  La 
mayoría de las muestras fueron 
positivas para al menos una OTU 
asignada a  Enterobacteriaceae  y 
el 31% de las muestras contenían 
OTU asignadas a Campylobacter.
Dowd, et al., (2008), evaluaron la 
diversidad bacteriana en las he-
ces de ganado mediante el uso de 
pirosecuenciación de amplicón 
FLX codificado por etiquetas bac-
terianas de ADNr 16S (bTEFAP). 
Este método es capaz de realizar 
análisis de diversidad de pobla-
ciones gastrointestinales.  bTE-
FAP es relativamente económico 
en términos de tiempo y mano 
de obra, debido a la implemen-
tación de un método novedoso 
de cebado de etiquetas y una 
tubería bioinformática eficien-
te.  Se evaluaron el microbioma 
de las heces de 20 vacas leche-
ras comerciales en lactancia. Las 
bacterias ubicuas detectadas en 
las heces del ganado incluye-
ron  Clostridium,  Bacteroides, Por-
pyhyromonas, Ruminococcus, Alis-
tipes, Lachnospiraceae, Prevotella, 
Lachnospira, Enterococcus, Osci-
llospira, Cytophage, Anaerotrun-
cus  y  Acidaminococcus  spp.  Se 
detectaron bacterias patógenas 
transmitidas por los alimentos en 
varios de los bovinos, se encontró 
un total de 4 vacas positivas 
para Salmonella spp (tentativa en-
terica) y 6 vacas fueron positi-
vas para  Campylobacter  spp.  (la-
nienas  provisionales). A medida 
que estos métodos continúen 
madurando, se entenderá mejor 
la ecología de las principales 
poblaciones de bacterias del 
tracto intestinal inferior. Esto a su 
vez, permitirá comprender mejor 
las formas en que el microbioma 
intestinal contribuye a la salud, 
70
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
la productividad y el bienestar de 
los animales.
Conclusiones
De acuerdo a los resultados obte-
nidos, las diferentes poblaciones 
de bacterias encontradas en las 
excretas de estas especies van 
a variar principalmente por la 
dieta, tipo de alojamiento, edad, 
producción, sexo de los animales 
y manejo. En el caso de las aves 
especialmente en los pollos y 
cerdos la composición y tipo de 
bacterias difieren en cuanto a su 
tipo y población, en comparación 
con las vacas y conejos en los 
que su principal alimento es fo-
rraje el cual realiza un proceso de 
fermentación bastante complejo 
por acción de diferentes tipos de 
bacterias en el rumen en el caso 
de los bovinos, y en el ciego de 
los conejos los cuales tienen un 
efecto en la composición final de 
la microbiota de las excretas. Sin 
embargo, tanto en los monogas-
tricos como en los rumiantes se 
han encontrado bacterias pató-
genas como el E. Coli y en algunas 
ocasiones salmonella, las cuales 
pueden disminuir con la inclusión 
de probioticos en la dieta de mo-
nogastricos y aumentar la pobla-
ción de bacterias benéficas como 
los lactobacillus. En el caso de las 
excretas de los bovinos y conejos 
se encontraron predominancia 
en los grupos de bacterias Firmi-
cutes,  Bacteroides y Tenericutes. 
En los cerdos los grupos Bacte-
roides, y Proteobacteria y en los 
pollos de engorde Firmicutes, 
Bacteroides, y Proteobacteria. La 
identificación y caracterización 
más precisa de la microbiota 
de las excretas dependerá tam-
bién del método de recolección, 
tiempo de almacenamiento y 
proceso para la identificación, ca-
racterización y población, entre 
las que se recomiendan las prue-
bas moleculares.
También se determinó que las 
poblaciones de bacterias pató-
genas en las excretas pueden ser 
un factor contaminante en sue-
lo y aguas subterráneas cuando 
no se manejan adecuadamente. 
Además, a partir del conocimien-
to de las poblaciones bacterianas 
en las heces se puede determinar 
la salud intestinal del animal y al-
gunos procesos metabólicos que 
pueden interactuar en el mismo 
que hasta ahora se están descu-
briendo. Por lo tanto, es necesario 
realizar más trabajos de investi-
gación que identifiquen y carac-
tericen las poblaciones de bacte-
rias en los animales de granja o 
producción con el fin de determi-
nar la eficiencia de la utilización 
del alimento, contaminación am-
biental a partir de las bacterias 
patógenas u otras benéficas que 
se puedan aislar de las excretas 
y del intestino para la producción 
de aditivos que mejoren la salud 
de los animales y el hombre.
71
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
Referencias bibliográficas
Álvarez, Leyla Ríos, Josefina de 
Combellas y Ramón Álva-
rez Z. (2005). Uso de excre-
tas de aves en la alimenta-
ción de ovinos. Zootecnia 
Trop. v.23 n.2 Maracay.
Anonymous.  2006.  New Zealand 
PublicHealth surveillance 
report, September (2006). 
Institute of Environmental 
Science & Research Ltd., Wel-
lington, New Zealand.
Archibeque S. L., Miller D. N., 
Freetly H. C., Ferrell C. L. 
(2006).  Feeding high-mois-
ture corn instead of dry-rolled 
corn reduces odorous com-
pound production in manure 
of finishing beef cattle with 
decreasing performance.  J. 
Anim. Sci. 84:1767–1777 
Benenson A. S. (1995).  Control of 
communicable diseases 
manual, 16th ed. American 
Public Health Association, 
Washington, DC.
Berndtson, E., Danielsson-Tham, 
M. L. and Engvall, A. (1996). 
Campylobacter incidence 
on a chicken farm and the 
spread of Campylobacter 
during the slaughter process. 
International Journal of Food 
Microbiology, 32: 35-47.
Bibby K., Viau E., Peccia J. (2010). Py-
rosequencing of the 16S rRNA 
gene to reveal bacterial patho-
gen diversity in biosolids. Wa-
ter Res. 44:4252–4260
Blas, C. D. & Wiseman, J. (1998). The 
nutrition of the rabbit, (CABI 
Publishing).
Boer, A.J.D., (1981). Socioeconomic 
aspects of dairying in devel-
oping countries. J. Dairy Sci., 
64: 2453-2462. DOI: 10.3168/
jds. S0022-0302(81)82870-6.
 Brulc J. M., et al. (2009). Gene-cen-
tric metagenomics of the fi-
ber-adherent bovine rumen 
microbiome reveals forage 
specific glycoside hydro-
lases.  Proc. Natl. Acad. Sci. 
U. S. A. 106:1948–1953.
Cervantes, F., Saldívar, C. J., Yescas, 
J. F. (2007). Estrategias para 
el aprovechamiento de dese-
chos porcinos en la agricultu-
ra. Revista Latinoamericana 
de Recursos Naturales. 3: 
3-12.
Cervantes, F. Yescas, L. J. F. (2004). 
Estrategias para el apro-
vechamiento de desechos 
porcinos y su aplicación en 
la agricultura. Memorias del 
XXV Aniversario del progra-
ma en Ganadería, Colegio de 
Postgraduados. pp. 40-52.
Cools, R  Merckx  ,K  Vlassak,J  Ver-
haegen.(2001). Survival of 
E. coli and Enterococcus 
spp. derived from  pig  slurry 
in soils of different texture. 
Applied Soil Ecology. Volume 
17, Issue 1,  Pages 53-62
Cotta M.A. Whitehead T.R. Zelt-
wanger R.L. (2003). Isola-
tion, characterization and 
comparison of bacteria from 
swine faeces and manure 
storage pits. Environ. Microbi-
ol.  5: 737-745
Covert T. C. (1999).  Salmonella, 
p. 107–110  In  Waterborne 
72
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
pathogens: manual of water 
supply practices, M48. Amer-
ican Water Works Associa-
tion, Denver, CO
De Filippo, C. et al. (2010). Impact 
of diet in shaping gut micro-
biota revealed by a compar-
ative study in children from 
Europe and rural Africa. Proc. 
Natl. Acad. Sci. 107, 14691–
14696.
Devane, M., C. Nicol, A. Ball, J. D. 
Klena, P. Scholes, J. A. Hud-
son, M. G. Baker, B. J. Gilpin, 
N. Garrett, and M. G. Sav-
ill. (2005). The occurrence 
of  Campylobacter  subtypes 
in environmental reservoirs 
and potential transmission 
routes.  J. Appl. Microbi-
ol. 98:980-990.
Díaz-Sánchez, Allison R. Perrotta, 
Isaac Rockafellow, Eric J. 
Alm, Ron Okimoto, Rachel 
Hawken. (2019). Using fecal 
microbiota as biomarkers for 
predictions of performance 
in the selective breeding pro-
cess of pedigree broiler breed-
ers. https://doi.org/10.1371/
journal.pone.0216080.
Dowd S. E., et al. (2008). Evaluation 
of the bacterial diversity in 
the feces of cattle using 16S 
rDNA bacterial tag-encoded 
FLX amplicon pyrosequenc-
ing (bTEFAP).  BMC Microbi-
ol. 8:125.
Durso L. M., et al. (2010).  Ani-
mal-to-animal variation in fe-
cal microbial diversity among 
beef cattle. Appl. Environ. Mi-
crobiol. 76:4858–4862 
Ewers, C.; Janssen, T. and Wieler, 
L.H. (2003). Avian pathogenic 
Escherichia coli (APEC). Berl. 
Munch Tierarztl Wochenschr., 
116(9-10): 381-395.
 Galbraith E. A., Antonopoulus D. A., 
White B. A. (2004). Suppres-
sive subtractive hybridiza-
tion as a tool for identifying 
genetic diversity in an envi-
ronmental metagenome: the 
rumen as a model.  Environ. 
Microbiol. 6:928–937 
Gaskins HR, Collier CT, Anderson 
DB. (2002).  Antibiotics as 
growth promotants: Mode 
of action.  Anim Biotech-
nol.  13:29–42. 10.1081/
ABIO-120005768
Gerritsen J, Smidt H, Rijkers GT, de 
Vos WM. (2011).  Microbiota 
intestinal en la salud y las 
enfermedades humanas: 
el impacto de los probióti-
cos.  Genes Nutrit.    6: 209–
40.  10.1007 / s12263-011-
0229-7. 
Hagey JV,  Bhatnagar S,  Heguy 
JM, Karle BM, Price PL, Mey-
er D, Maga EA. (2019). Fecal 
Microbial Communities in a 
Large Representative Cohort 
of California Dairy Cows.
Hamilton D.; Luce, W. y A. Heald. 
(2014). Production and char-
acteristics of swine manure. 
Oklahoma State University, 
Division of Agricultural Sci-
ences and Natural Resourc-
es. Extensión Facts F-1735.
Hegde NV, Kariyawasam S, DebRoy 
C. (2016).   Comparación de 
genes resistentes a los an-
73
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
timicrobianos en el micro-
bioma intestinal de pollo 
cultivado con dieta orgá-
nica y convencional.  Veter 
Anim Sci.  1: 9-16.  10.1016 / 
j.vas.2016.07.001
Hong P., et al. (2010). Pyrosequenc-
ing analysis of bacterial bio-
film communities in water 
meters of a drinking water 
distribution system.  Appl. 
Environ. Microbiol. 76:5631–
5635
Jay Daniel and K.C. Olson. (2005). 
Feeding Poultry Litter to Beef Cat-
tle. Department of Animal Sci-
ences.
  Jones, K.  (2001). Campylobacters 
in water, sewage, and the en-
vironment.  J. Appl. Microbi-
ol. 90:68S-79S.
Jost DI, Indorf C, Joergensen RG, 
Sundrum A (2011) Determi-
nation of microbial biomass 
and fungal and bacterial dis-
tribution in cattle faeces. Soil 
Biol Biochem 43: 1237–1244
Jost DI, Joergensen RG, Sundrum A 
(2013) Effect of cattle faeces 
with different microbial bio-
mass content on soil proper-
ties, gaseous emissions and 
plant growth. Biol Fertil Soils 
49: 61–70
Joung-Soo Lim  ,    Seung Hak 
Yang ,  Bong-Soo Kim ,  y Eun 
Young Lee. (2018) Compar-
ison of Microbial Commu-
nities in Swine Manure at 
Various Temperatures and 
storage times. Asian-Austral-
as J Anim Sci doi:  10.5713 / 
ajas.17.0704.
Jungman Kim, Son G. Nguyen, Rob-
in B. Guevarra,  Iljoo Lee. 
(2015). Analysis of swine 
fecal  microbiota at various 
growth stages. Archives of Mi-
crobiology  volume  197,  pag-
es753–759.  
Kau AL, Ahern PP, Griffin NW, 
Goodman AL, Gordon JI. 
(2011).  Nutrición humana, 
el microbioma intestinal y el 
sistema inmune. Nature 474: 
327–36.  10.1038 / natu-
re10213.
Kim HB, Isaacson RE. (2015). The 
pig gut microbial diversity: 
understanding the pig gut 
microbial ecology through 
the next generation high 
throughput sequencing. Vet 
Microbiol. 2015; 177:242–51. 
 Kumar S, Chen C, Indugu N, Werlang 
GO, Singh M, Kim WK, et al. 
(2018).  Effect of antibiotic 
withdrawal in feed on chick-
en gut microbial dynamics, 
immunity, growth perfor-
mance and prevalence of 
foodborne pathogens.  PloS 
ONE 13: e0192450. 10.1371/
journal.pone.
 Kumar S, Chen C, Indugu N, Werlang 
GO, Singh M, Kim WK. 
(2018).   Efecto de la absti-
nencia de antibióticos en el 
alimento sobre la dinámica 
microbiana del intestino de 
pollo, inmunidad, rendimien-
to de crecimiento y prevalen-
cia de patógenos transmiti-
dos por alimentos. PloS ONE  
13: e0192450. 10.1371 / jour-
nal.pone.0192450.
74
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
  Lagkouvardos I, Overmann J, 
Clavel T. (2017). Los  micro-
bios cultivados represen-
tan una fracción sustancial 
de la microbiota intestinal 
humana y de ratón.  Gut Mi-
crob.  8: 493–503. 10.1080 / 
19490976.2017.1320468 
Lauber C. L., Hamady M., Knight 
R., Fierer N. (2009).  Pyrose-
quencing-based assessment 
of soil pH as a predictor of 
soil bacterial community 
structure at the continental 
scale. Appl. Environ. Microbi-
ol. 75:5111–5120
Leser, T.D., Amenuvor, J.Z., Jensen, 
T.K., Lindecrona, R.H., Boye, 
M., and Moller, K. (2002) Cul-
ture-independent analysis of 
gut bacteria: the pig gastro-
intestinal tract microbiota 
revisited. Appl Environ Micro-
biol 68: 673–690.
Lester W. Sinton,  Robin R. 
Braithwaite,  Carollyn H. 
Hall,and Margaret L. Macken-
zie. (2007). Survival of Indica-
tor and Pathogenic Bacteria 
in Bovine Feces on Pasture. 
Appl Environ Microbiol.
Leung K. Topp E. (2001). Bacteri-
al community dynamics in 
liquid swine manure during 
storage: Molecular anal-
ysis using DGGE/PCR of 
16S rDNA. FEMS Microbiol. 
Ecol.  38: 169-177.
Ley R. E., et al. (2008). Evolution of 
mammals and their gut mi-
crobes.  Science  320:1647–
1651
Ley, R. E., Turnbaugh, P. J., Klein, S. 
& Gordon, J. I. (2006). Micro-
bial ecology: human gut mi-
crobes associated with obe-
sity. Nature 444, 1022–1023.
 Lightfoot, D. (2004). Salmonella and 
other enteric organisms, p. 
228-241.  In  J. A. Cotruvo, A. 
Dulfour, G. Rees, J. Bartram, 
R. Carr, D. O. Cliver, G. F. Craun, 
R. Fayer, and V. P. J. Gannon 
(ed.),  Waterborne zoonoses: 
identification, causes and 
control. World Health Organi-
zation. IWA Publishing, Lon-
don, United Kingdom.
Lisanne M G Verschuren,  Mario P 
L Calus,  Alfons J M Jans-
man, Rob Bergsma, Egbert F 
Knol, Hélène Gilbert, and Oliv-
ier Zemb (2018).Fecal micro-
bial composition associated 
with variation in feed efficien-
cy in pigs depends on diet 
and sex.
Lohendy Muñoz-Vargas, Stephen O. 
Opiyo, Rose Digianantonio, 
Michele L. Williams, Asela 
Wijeratne, Gregory Habing. 
(2018). Fecal microbiome 
of periparturient dairy cattle 
and associations with the on-
set of Salmonella shedding
Mancabelli L, Ferrario C, Milani C, 
Mangifesta M, Turroni F, 
Duranti S, et al. (2016).  In-
sights into the biodiversi-
ty of the gut microbiota of 
broiler chickens.  Environ 
Microbiol.    18:4727–4738. 
10.1111/1462-2920.13363.
McGarvey J. A., Hamilton S. W., 
DePeters D. J., Mitlehner F. M. 
75
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
(2010). Effect of dietary mo-
nensin on the bacterial popu-
lation structure of dairy cattle 
colonic contents.  Appl. Mi-
crobiol. Biotechnol. 85:1947–
1952
McLellan S. L., Huse S. M., Muel-
ler-Spitz S. R., Andreishcheva 
E. N., Sogin M. L. (2010). Di-
versity and population struc-
ture of sewage-derived mi-
croorganisms in wastewater 
treatment plant influent.  En-
viron. Microbiol. 12:378–392
Mead, G. C., Hudson, W. R., and Hin-
ton, M. H. (1994). Use of a 
marker organism in poultry 
processing to identify sites 
of cross-contamination and 
evaluate possible control 
measures. Br. Poult. Sci., 35: 
345–354
Michelland, R. J. et al. (2010). Molec-
ular analysis of the bacterial 
community in digestive tract 
of rabbit. Anaerobe 16, 61–5.
Michelland, R. Sylvie Combes, Valé-
rie Monteils. (2009). Molec-
ular analysis of the bacte-
rial community in digestive 
tract of rabbit. Pubmed. 
DOI:  10.1016/j.anaer-
obe.2009.05.002
Mohammadi Gheisar, A. Hossein-
doust, I.H. Kim. (2016). Ef-
fects of dietary Enterococcus 
faecium on growth perfor-
mance, carcass characteris-
tics, faecal microbiota, and 
blood profile in broilers. Vet-
erinarni Medicina, 61, (1): 
28–34.
Mohamed, Y. A. Shuaib, Siham E. 
Suliman and M. A. Abdalla. 
(2014). Common Pathogenic 
Bacteria Isolated from Broiler 
Chicken Farms in Khartoum 
State. Journal of Agricultural 
and Veterinary Sciences.
 Moore W E C, Moore L V H, Cato E 
P, Wilkins T D, Kornegay E T. 
(1987). Effect of high-fiber 
and high-oil diets on the fecal 
flora of swine.  Appl Environ 
Microbiol. 53:1638–164427.
Morar, A., Milovan, G. H., Sala, C., and 
Stănchescu, I. (2008). Estab-
lishing the Bacterial Control 
Points in Poultry Slaugh-
terhouse. Lucrări Ştiinłifice 
Medicină Veterinară, 16: 704 
– 708.
Nasrin, M.S., Islam, M.J., Nazir, K.H., 
Choudhury, K.A., Rahman, 
M.T. (2007). Identification of 
bacteria and determination 
of their load in adult layer 
and its environment. J. Ban-
gl. Soc. Agric. Sci. Technol., 
4(1&2): 69-72.
Neher DA, Weicht TR, Bates ST, Leff 
JW, Fierer N (2013) Chang-
es in bacterial and fungal 
communities across com-
post recipes, preparation 
methods, and composting 
times. PLoS ONE 8: e79512 
pmid:24278144
Okhuysen P. C., Chappell J. H., Crabb 
J. H., Sterling C. R., DuPont 
H. L. (1999).  Virulence of 
three distinct Cryptospo-
ridium parvum isolates for 
healthy adults.  J. Infect. 
Dis. 180:1275–1278
76
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
Pajarillo EAB, Chae JP, Balolong 
MP, Kim HB, Park CS, Kang 
DK (2015): Effects of probi-
otic Enterococcus faecium 
NCIMB 11181 administration 
on swine fecal microbiota di-
versity and composition us-
ing barcoded pyrosequenc-
ing. Animal Feed Science and 
Technology 201, 80–88.
Pérez, L. (2020). Microbiota intesti-
nal. Características e interac-
ción con la vacunación. Nu-
trinews América Latina.
Qiangchuan Hou,  Lai-Yu Kwok,  Yi 
Zheng, Lifeng Wang, Zhuang 
Guo. (2016). Differential fe-
cal microbiota are retained 
in broiler chicken lines diver-
gently selected for fatness 
traits. Journal ListScientific 
Reports. PMC5120256.
 Russell E G. (1979). Types and dis-
tribution of anaerobic bac-
teria in the large intestine of 
pigs.  Appl Environ Microbiol. 
37:187–193
Sanapareddy N., et al. (2009).  Mo-
lecular diversity of a North 
Carolina wastewater treat-
ment plant as revealed by py-
rosequencing.  Appl. Environ. 
Microbiol. 75:1688–1696
Savón, L. (2005). Alimentos fibrosos 
tropicales y su efecto en la 
fisiología digestiva de espe-
cies monogástricas. Revista 
Cubana de Ciencia Agrícola. 
39: 475-487.
Shanks O. C., Santo Domingo J. W., 
Lamendella R., Kelty C. A., 
Graham J. E. (2006).  Com-
petitive metagenomic DNA 
hybridization identifies 
host-specific microbial ge-
netic markers in cow fecal 
samples.  Appl. Environ. Mi-
crobiol. 72:4054–4060
Sinton, L. W., and A. M. Donni-
son. (1994). Characterisation 
of faecal streptococci from 
some New Zealand effluents 
and receiving waters.  N. Z. 
J. Mar. Freshw. Res. 28:145-
158.
Songserm, T., Viriyarampa, A.S., Sae-
Heng, N., Chamsingh, W., 
Bootdee, O. and Pathanaso-
phon, P. (2003). Pasteurella 
multocida-associated sinus-
itis in khaki Campbell ducks 
(Anas platyrhynchos). Avian 
Dis.
Soo-Je  Park,Jinu  Kim, Jong-
Soo  Lee, Sung-Keun  Rhee, 
Hongik  Kim. (2014). Cha-
racterization of the  fe-
cal  microbiome in di-
fferent  swine  groups by 
high-throughput sequen-
cing. Elsevier. ScienceDi-
rect. Volumen 28  , páginas 
157-162
Sukemori, S., Ikeda, S., Kurihara, Y. 
& Ito, S. (2003). Amino acid, 
mineral and vitamin levels 
in hydrous faeces obtained 
from coprophagy-prevented 
rats. J Anim Physiol an N 87, 
213–220.
Thomas M, Webb M, Ghimire S, Blair 
A, Olson K, Fenske GJ, Fond-
er AT, Christopher-Hennings 
J, Brake D, Scaria J (2017) 
Metagenomic characteriza-
tion of the effect of feed addi-
77
Centro de Biotecnología Agropecuaria 
tives on the gut microbiome 
and antibiotic resistome of 
feedlot cattle. Sci Reports 7: 
12257
Torok, V. A., Allison, G. E., Percy, N. 
J., Ophel-Keller, K. & Hughes, 
R. J. (2011) Influence of 
Antimicrobial Feed Addi-
tives on Broiler Commensal 
Posthatch Gut Microbiota 
Development and Perfor-
mance. Appl. Environ. Micro-
biol. 77, 3380–3390.
Vliet PCJ, Reijs JW, Bloem J, Di-
jkstra J, de Goede RGM 
(2007) Effects of cow diet 
on the microbial communi-
ty and organic matter and 
nitrogen content of feces. 
J Dairy Sci 90: 5146–5158 
pmid:17954755
Vance ED, Brookes PC, Jenkinson DS 
(1987) An extraction method 
for measuring soil microbial 
biomass C. Soil Biol Biochem 
19: 703–707
Videnska, Md. Masudur Rahman, 
Marcela Faldynova, Vladi-
mir Babak. (2014). Charac-
terization of egg laying hen 
and  broiler fecal  microbiota 
in poultry farms in Croatia, 
Czech Republic, Hungary and 
Slovenia. PLOS ONE. https://
doi.org/10.1371/journal.
pone.0110076.
Vliet P., Reijs J., Bloem J., Dikstra 
J. (2007). Effects of Cow 
Diet on the Microbial Com-
munity and Organic Matter 
and Nitrogen Content of 
Feces. Journal of Dairy Sci-
ence 90(11):5146-58.
Wachendorf C, Joergensen RG 
(2011) Mid-term tracing of N 
derived from urine and dung 
in soil microbial biomass. 
Biol Fertil Soils 47: 147–155
Waite DW, Taylor MW.(2015). Ex-
ploring the avian gut microbi-
ota: current trends and future 
directions. Front Microbi-
ol.6:673
Wei S, Morrison M, Yu Z. (2013). Cen-
so bacteriano del microbio-
ma intestinal avícola.  Poult 
Sci Sympos. (2013) 92: 671–
83. 10.3382 / ps.2012-02822.
Xiao L., Estellé J., Kiilerich P., Ra-
mayo-Caldas Y., Xia Z., Feng 
Q., Liang S., Pedersen A. Ø., 
Kjeldsen N. J., and Liu C. 
(2016).  A reference gene 
catalogue of the pig gut mi-
crobiome.  Nat. Microbiol.  1: 
16161. doi:10.1038/nmicro-
biol.2016.161.
Yamamoto N, Asano R, Yoshii H, 
Otawa K, Nakai Y (2011) Ar-
chaeal community dynam-
ics and detection of ammo-
nia-oxidizing archaea during 
composting of cattle manure 
using culture-independent 
DNA analysis. Appl Microbiol 
Biotechnol 90: 1501–1510 
pmid:21336928
Zabashta, N.N., Kuban. (2017). 
Probiotics, prebiotics and 
synbiotics in pig diet to pro-
duce organic pork.   Agris. 
State Agrarian Univ., 
Krasnodar (Russian Fed-
eration)  Golovko, E.I., 
North-Caucasian Research 
and Development Inst. of 
78
Revista Siembra CBA • Número 2 • Diciembre de 2020 • ISSN: 2619-4422
Livestock Breeding, Kras-
nodar (Russian Federa-
tion) Koshchaev, A.G., Kuban 
State Agrarian Univ., Krasno-
dar (Russian Federation).
Zeng, Shushu Han, Ping Wang, Bin 
Wen, Wensu Jian, Wei Guo, 
Zhiju Yu. (2015). The bacte-
rial communities associated 
with fecal types and body 
weight of rex rabbits. Scien-
tific Reports  volume  5, Arti-
cle number: 934.2
Zhou W, Wang Y, Lin J. (2012). Func-
tional cloning and characteri-
zation of antibiotic resistance 
genes from the chicken gut 
microbiome.  Appl Environ 
Microbiol.    78:3028–32. 
10.1128/AEM.06920-11.