Actualización en Neuroendocrinología, ed 1 - José Manuel Gómez Sáez

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Actualización en
Neuroendocrinología
José Manuel Gómez Sáez
Jefe de Sección del Servicio de Endocrinología y Nutrición del Hospital Universitario
de Bellvitge, L'Hospitalet de Llobregat. Barcelona, España
Profesor Asociado de la Universidad de Barcelona. Investigador del CIBERDEM
(Centro de Investigación Biomédica en Red de Diabetes y Enfermedades Metabólicas
Asociadas)
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Índice de capítulos
Cubierta
Portada
Página de créditos
Colaboradores
Prefacio
Capítulo 1: Ciclo celular y tumorogénesis hipofisaria
Introducción
El ciclo celular y sus reguladores
Entrada y progresión en G1: alteraciones de pRB/ciclina D/CDK4/INK4
Transición G1/S: alteraciones de p27/KIP1, ciclina E y p21/CIP1
Transición metafase-anafase: alteraciones del gen pituitary tumor-transforming gene 1
Nuevos genes y perspectivas futuras
Resumen
Agradecimientos
Capítulo 2: Células madre de la hipófisis. Implicaciones patogénicas
Desarrollo embrionario de la hipófisis: la zona marginal
Conclusiones. Preguntas para futuras respuestas
Resumen
Capítulo 3: Receptores de somatostatina en tumores hipofisarios
Introducción
3
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Evolución, estructura y propiedades funcionales de los receptores de somatostatina
Rutas de señalización reguladas por los receptores de somatostatina
Presencia y fisiopatología de los receptores de somatostatina en hipófisis normales y adenomas
hipofisarios
Conclusiones
Agradecimientos
Capítulo 4: Epidemiología del hipopituitarismo en el adulto
Introducción
Epidemiología del hipopituitarismo
Déficits hormonales en el hipopituitarismo
Etiopatogenia del hipopituitarismo
Capítulo 5: Déficit de hormona de crecimiento en la época de transición y en
el adulto
Introducción
Tratamiento con hormona de crecimiento durante la etapa de transición
Tratamiento de la deficiencia de hormona de crecimiento en el adulto
Capítulo 6: Utilidad clínica de los estudios moleculares en los adenomas
hipofisarios
Introducción
Bases moleculares de la patología tumoral hipofisaria
Tumores de la adenohipófisis
Conclusiones
Agradecimientos
Capítulo 7: Síndromes FIPA y significado clínico de las mutaciones del gen
AIP
Introducción
Concepto e historia de los síndromes FIPA
Características clínicas de los síndromes FIPA
Importancia del gen aryl hydrocarbon receptor interacting protein en los síndromes FIPA
Mutaciones del gen AIP en adenomas hipofisarios aislados
Mutaciones del gen AIP en otros tumores
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Modelos animales en el estudio del gen AIP
Implicaciones clínicas y terapéuticas de los adenomas hipofisarios con mutaciones en el gen AIP
Recomendaciones para el cribado de mutaciones del gen AIP
Capítulo 8: Tratamiento de la acromegalia: presente y futuro
Introducción
Cirugía hipofisaria
Tratamiento farmacológico
Radioterapia
Capítulo 9: Farmacogenómica de la acromegalia
Introducción
Aspectos farmacogenómicos del tratamiento con agonistas dopaminérgicos
Aspectos farmacogenómicos del tratamiento con análogos de la somatostatina
Aspectos farmacogenómicos del tratamiento con pegvisomant
Conclusiones
Capítulo 10: Manejo de la enfermedad de Cushing persistente tras cirugía
Introducción
La cirugía transesfenoidal como tratamiento clave en la enfermedad de Cushing hipofisaria
Identificación de la persistencia o recidiva de enfermedad de Cushing tras cirugía transesfenoidal
Reintervención mediante cirugía transesfenoidal
Radioterapia
Suprarrenalectomía bilateral
Tratamiento farmacológico
Tratamiento de comorbilidades y seguimiento
Conclusiones
Capítulo 11: Manejo de los tumores hipofisarios agresivos
Introducción
Definición de agresividad
Clasificación anatomopatológica de los tumores hipofisarios
Marcadores clínicos de agresividad en tumores hipofisarios
Marcadores moleculares de agresividad en tumores hipofisarios
5
Tratamiento de los tumores hipofisarios agresivos
Perspectivas futuras: nuevos tratamientos
Conclusiones
Capítulo 12: Papel actual de la radioterapia en los adenomas de hipófisis
Introducción
Nuevas técnicas de radioterapia
Unidades de tratamiento
Resultados
Complicaciones
Control y seguimiento
Conclusiones
Capítulo 13: La prolactina más allá de la lactancia y la galactopoyesis: efectos
sobre la inmunidad, la regulación hidroelectrolítica, el metabolismo y la
conducta alimentaria
Introducción
Prolactina e inmunidad
Regulación hidroelectrolítica y de la presión arterial, y sistema cardiovascular
Sensibilidad a la insulina y regulación de la ingesta y del peso corporal
Conclusiones
Capítulo 14: Genética de la neoplasia endocrina múltiple
Introducción
Síndrome de Wermer o neoplasia endocrina múltiple tipo 1 (OMIM #131100)
Neoplasia endocrina múltiple tipo 2, o síndrome de Sipple (OMIM #171400)
Neoplasia endocrina múltiple tipo 4 (OMIM #610755)
Enfermedad de von Hippel-Lindau (OMIM #193300)
Neurofibromatosis tipo 1 (OMIM #162200)
Complejo de esclerosis tuberosa o enfermedad de Bourneville-Pringle (OMIM #191100)
Complejo de Carney (OMIM #160980)
Síndrome de hiperparatiroidismo y tumor de mandíbula (OMIM #145001)
Feocromocitoma y paraganglioma familiar (OMIM #15531)
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Capítulo 15: Inhibidores de la vía mTOR y de receptores tirosina cinasas en el
tratamiento de los tumores neuroendocrinos
Introducción
Vías moleculares implicadas en los tumores neuroendocrinos
Inhibidores de la vía mTOR
Inhibidores de tirosina cinasas
Tratamientos combinados y secuenciales
Guías de tratamiento de los tumores neuroendocrinos
Capítulo 16: Papel de los vaptanes en el tratamiento de la hiponatremia
Fisiología de los receptores de vasopresina
Desarrollo de los antagonistas del receptor de la arginina-vasopresina
Arginina-vasopresina en los estados hipoosmolares
Características generales de los antagonistas de la arginina-vasopresina
Consideraciones generales del tratamiento de la hiponatremia
Vaptanes en el tratamiento de la hiponatremia
Recomendaciones en el empleo de tolvaptán en la práctica clínica
Índice alfabético
7
Página de créditos
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 Advertencia
La medicina es un área en constante evolución. Aunque deben seguirse unas
8
precauciones de seguridad estándar, a medida que aumenten nuestros
conocimientos gracias a la investigación básica y clínica habrá que introducir
cambios en los tratamientos y en los fármacos. En consecuencia, se
recomienda a los lectores que analicen los últimos datos aportados por los
fabricantes sobre cada fármaco para comprobar las dosis recomendadas, la
vía y duración de la administración y las contraindicaciones. Es
responsabilidad ineludible del médico determinar las dosis y el tratamiento
más indicados para cada paciente, en función de su experiencia y del
conocimiento de cada caso concreto. Ni los editores ni los directores asumen
responsabilidad alguna por los daños que pudieran generarse a personas o
propiedades como consecuencia del contenidode esta obra.
El Editor
9
Colaboradores
Elvin Aliyev, Investigador predoctoral del Grupo de Neoplasia y
Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de Fisiología, Facultad de
Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Javier Aller Pardo
Médico adjunto, Servicio de Endocrinología, Hospital Universitario Puerta de
Hierro. Majadahonda. Madrid, España.
Vocal del Grupo Español de Tumores Neuroendocrinos (GETNE).
Majadahonda. Madrid, España.
Cristina Álvarez Escolá, Médica adjunta de Endocrinología, Hospital
Universitario La Paz, Madrid.Profesora Asociada de Endocrinología,
Universidad Autónoma de Madrid; Coordinadora del Área de Conocimiento
de Neuroendocrinología de la SEEN
Clara Álvarez Villamarín
Investigadora principal del Grupo de Neoplasia y Diferenciación Endocrina,
P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la Universidad de Santiago de
Compostela. Instituto de Investigaciones Sanitarias de Santiago. CIBERobn.
Catedrática de Universidad Acreditada del Departamento de Fisiología,
Facultad de Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña,
España.
Dilek Bahar, Investigadora predoctoral del Grupo de Neoplasia y
Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. España.
Ignacio Bernabéu Morón
Médico especialista en Endocrinología y Nutrición (FEA, Servicio de
Endocrinología y Nutrición), Complejo Hospitalario Universitario de
Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Profesor asociado, Departamento de Medicina, Facultad de Medicina y
Odontología, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Mariana Campderá Michelena, Médica Residente, Servicio de
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Endocrinología, Hospital Universitario Puerta de Hierro. Majadahonda.
Madrid, España.
David Cano González, Investigador básico, Laboratorio de Endocrinología
Experimental del IBiS. Hospital Universitario Virgen del Rocío. Sevilla,
España.
Jersy Cárdenas Salas, Médico Residente del Servicio de Endocrinología,
Hospital Universitario La Paz. Madrid, España.
Justo Pastor Castaño Fuentes, Catedrático de Universidad, Departamento
de Biología Celular, Fisiología e Inmunología, Facultad de Ciencias,
Universidad de Córdoba. España.
José Ángel Díaz Pérez, Médico adjunto, Servicio de Endocrinología,
Hospital Clínico San Carlos. Profesor asociado, Facultad de Medicina,
Universidad Complutense. Secretario de la Sociedad Española de Diabetes.
Madrid, España.
Esther Díaz Rodríguez, Investigadora posdoctoral del Grupo de Neoplasia
y Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de Fisiología, Facultad de
Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Javier Estrada García, Médico adjunto, Servicio de Endocrinología,
Hospital Universitario Puerta de Hierro. Majadahonda. Madrid, España.
Carmen Fajardo Montañana
Jefa de Servicio de Endocrinología, Hospital Universitario de La Ribera.
Profesora asociada, Departamento de Endocrinología, Facultad de Medicina,
Universidad Católica de Valencia.
Vocal de la Sociedad Española de Endocrinología y Nutrición (SEEN). Alzira.
Valencia, España.
Eva Fernández Rodríguez, Médica adjunta, Servicio de Endocrinología,
Complejo Hospitalario Universitario de Santiago de Compostela. A Coruña,
España.
Manuel Gahete Ortiz, Contratado posdoctoral, Departamento de Biología
Celular, Fisiología e Inmunología, Facultad de Ciencias, Universidad de
Córdoba. España.
Montserrat García Lavandeira, Investigadora posdoctoral del Grupo de
Neoplasia y Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones
Médicas de la Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de
Investigaciones Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de
11
Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A
Coruña, España.
Ángela García Rendueles, Investigadora predoctoral del Grupo de
Neoplasia y Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones
Médicas de la Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de
Investigaciones Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de
Fisiología, Facultad de Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A
Coruña, España
José Manuel Gómez Sáez
Jefe de Sección del Servicio de Endocrinología y Nutrición, Hospital
Universitario de Bellvitge, L’Hospitalet de Llobregat. Barcelona, España.
Profesor asociado, Departamento de Endocrinología y Nutrición, Facultad de
Medicina, Universidad de Barcelona.
Investigador del CIBERDEM. L´Hospitalet de Llobregat. Barcelona, España.
Irene Halperin Rabinovich
Consultora del Servicio de Endocrinología y Nutrición, Hospital Clínic
Universitari.
Profesora asociada, Departamento de Endocrinología, Facultad de Medicina,
Universidad de Barcelona. España.
Alejandro Ibáñez Costa, Becario predoctoral, Departamento de Biología
Celular, Fisiología e Inmunología, Facultad de Ciencias, Universidad de
Córdoba. España.
Miguel Ángel Japón Rodríguez
Médico adjunto, Servicio de Anatomía Patológica, Hospital Universitario
Virgen del Rocío.
Investigador, Instituto de Biomedicina de Sevilla. España.
Alfonso Leal Cerro
Investigador responsable del Laboratorio de Endocrinología Experimental,
Instituto de Investigación de Biomedicina de Sevilla (IBiS).
Investigador Emérito del IBiS. Hospital Universitario Virgen del Rocío,
Universidad de Sevilla/CSIC.
Coordinador Nacional del proyecto del GNE de la SEEN. Estudio de
marcadores moleculares de los tumores hipofisarios (REMAH) de la Sociedad
Española de Endocrinología. Sevilla, España.
Raúl Miguel Luque Huertas, Profesor titular, Departamento de Biología
Celular, Fisiología e Inmunología, Facultad de Ciencias, Universidad de
Córdoba. España.
Rosa Magallón de Sebastián
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Médica especialista en Radioterapia, Departamento de Oncología
Radioterápica, Hospital Universitario Puerta de Hierro.
Integrada en la SEOR (Neurooncología). Majadahonda. Madrid, España.
Mónica Marazuela Azpiroz, Jefa de Servicio de Endocrinología, Hospital
Universitario de La Princesa. Profesora titular, Facultad de Medicina,
Universidad Autónoma de Madrid. España.
Moisés Mercado Atri
Jefe de la Unidad de Endocrinología Experimental del Hospital de
Especialidades, Centro Médico Nacional Siglo xxi, IMSS.
Profesor, Facultad de Medicina, Universidad Nacional Autónoma de México.
Presidente de la Sociedad Latinoamericana de Neuroendocrinología. México
D.F., México.
Nuria Palacios García
Médica adjunta, Servicio de Endocrinología, Hospital Universitario Puerta de
Hierro.
Profesora asociada, Facultad de Medicina, Universidad Autónoma de
Madrid. Majadahonda. Madrid, España.
Sihara Pérez Romero, Tecnóloga especialista del Grupo de Neoplasia y
Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de Fisiología, Facultad de
Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Manel Puig Domingo
Jefe de Servicio de Endocrinología y Nutrición, Hospital Universitario
Germans Trias i Pujol.
Profesor titular, Facultad de Medicina, Universitat Autònoma de Barcelona.
Presidente de la Sociedad Española de Endocrinología y Nutrición (SEEN).
España. Badalona, Barcelona. España.
Ana María Ramos-Leví, Médica especialista en Endocrinología y
Nutrición, Servicio de Endocrinología, Hospital Universitario de La Princesa.
Madrid, España.
Mercedes Robledo Batanero, Jefa de Grupo del Grupo de Cáncer
Endocrino Hereditario del Centro Nacional de Investigaciones Oncológicas.
Madrid, España.
Francisco Romero Portillo, Profesor titular, Departamento de
Microbiología, Facultadde Biología, Universidad de Sevilla. España.
Carmen Sáez Torres
Investigadora del Servicio de Anatomía Patológica, Hospital Universitario
13
Virgen del Rocío.
Investigadora del Instituto de Biomedicina de Sevilla. España.
Javier Salvador Rodríguez
Servicio de Endocrinología y Nutrición de la Clínica Universidad de Navarra.
Pamplona.
Director de Departamento de Endocrinología y Nutrición, Facultad de
Medicina, Universidad de Navarra. Pamplona, España.
Alfonso Soto Moreno, Jefe de Servicio y Jefe de Unidad de Endocrinología
del Hospital Universitario Virgen del Rocío. Sevilla, España.
Joana Sousa Rodrigues, Investigadora predoctoral del Grupo de Neoplasia
y Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de Fisiología, Facultad de
Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España
María Suárez Fariña, Tecnóloga especialista del Grupo de Neoplasia y
Diferenciación Endocrina, P0L5. Centro de Investigaciones Médicas de la
Universidad de Santiago de Compostela. Instituto de Investigaciones
Sanitarias de Santiago. CIBERobn. Departamento de Fisiología, Facultad de
Medicina, Universidad de Santiago de Compostela. A Coruña, España.
Carles Villabona Artero
Médico adjunto, Servicio de Endocrinología y Nutrición, Hospital
Universitario de Bellvitge.
Profesor asociado, Departamento de Endocrinología y Nutrición, Facultad de
Medicina, Universidad de Barcelona. L´Hospitalet de Llobregat. España.
14
Prefacio
La monografía Actualización en Neuroendocrinología tiene como punto de
partida la actividad del Grupo de Trabajo de Neuroendocrinología de la
Sociedad Española de Endocrinología y Nutrición, que viene desarrollando
una intensa tarea en los diversos campos de esta área de conocimiento; el
Grupo, que ahora ya está constituido como Área de Conocimiento, está
llevando a cabo diversas actividades, centrándose sobre todo en unificar
criterios y formas de actuación a través de reuniones científicas y artículos,
destacando las diferentes guías que vienen publicándose desde hace tiempo
en nuestra revista Endocrinología y Nutrición. Un paso más dentro de esta
actuación global lo constituye la presente monografía, que recoge las
principales novedades y puesta al día en este campo tan amplio y fecundo,
para lo cual se ha contado con miembros destacados de la mencionada área
de conocimiento, entre ellos un colaborador extranjero.
La Neuroendocrinología es, por lo tanto, un área de conocimiento de gran
interés para los profesionales que a ello se dedican debido a su complejidad y
a su naturaleza, ya que además abarca una amplia gama de procesos, que van
desde las enfermedades hipofisarias hasta los tumores neuroendocrinos, en
los cuales el abordaje multidisciplinario se hace necesario. Gran parte de los
avances lo son por los estudios de genética y biología molecular, así como
también por el desarrollo y conocimiento de nuevas vías de actuación de
fármacos de diseño reciente y otros aspectos como la epidemiología de estas
enfermedades poco frecuentes o el tratamiento de los tumores
neuroendocrinos. En este sentido, la monografía recoge con detalle y
precisión, y desde un punto de vista global, aspectos complejos como la
actualización en el ciclo celular y la tumorogénesis hipofisaria con los
mecanismos intrincados que intervienen en su desarrollo y que hoy se
conocen; asimismo, se recoge una revisión exhaustiva sobre células madre de
la hipófisis y sus implicaciones patogénicas. Desde un punto de vista
terapéutico, se analizan los receptores de somatostatina en tumores
hipofisarios, que van a ser la clave para la elaboración de fármacos que se
emplearán en el tratamiento de las enfermedades hipofisarias, así como las
nuevas vías efectoras para el tratamiento con análogos de somatostatina, cuya
utilidad se destacará después en el tratamiento de la acromegalia. Se analizan
la epidemiología del hipopituitarismo en el adulto, sobre el que no hay
muchos datos conocidos, y la deficiencia de hormona de crecimiento y el paso
de la infancia a la edad adulta con sus particularidades. En cuanto a la
patogenia de las enfermedades hipofisarias, se analiza la utilidad que pueden
15
representar para la clínica los estudios moleculares de los tumores
hipofisarios, puesto que sobre ello se está analizando en España en un amplio
grupo de muestras de todo el país. Desde hace no muchos años se conocen
los síndromes FIPA (Familial Isolated Pituitary Adenomas) por mutación del gen
AIP (Aryl Hydrocarbon Receptor Interacting Protein), que constituyen una
vertiente nueva del conocimiento clínico y genético de las enfermedades
hipofisarias.
Posteriormente se estudia el tratamiento de la acromegalia. Si bien es
posible un abordaje mediante cirugía o radioterapia, la terapia farmacológica,
basada en el conocimiento de los receptores y vías de activación previamente
analizadas, es en la actualidad el pilar fundamental del tratamiento global de
la enfermedad. Además, disponemos de pocos estudios específicos
relacionados con la farmacogenómica de la acromegalia, fundamentalmente
debido a la baja prevalencia de la enfermedad y a las dificultades que esto
conlleva a la hora de realizar estudios aleatorizados. Aun así, los datos
disponibles a partir de trabajos observacionales apuntan a que determinadas
variantes genómicas podrían predecir la respuesta a terapias farmacológicas
concretas. La actuación habitual del paciente con acromegalia se basa, por
tanto, en un tratamiento escalonado y secuencial con las diferentes
posibilidades de que disponemos, lo que posibilita que el conocimiento de las
variantes genómicas que pueden condicionar la respuesta terapéutica a los
distintos fármacos constituya un campo de investigación de indiscutible
interés y dificultad; el fin es poder individualizar y dirigir desde un punto de
vista farmacogenómico dicho tratamiento. Se revisan la enfermedad de
Cushing y las dificultades que presenta su tratamiento pese al desarrollo de
las técnicas de imagen y la cirugía transesfenoidal; ello hace que haya casos
de persistencia y de recidiva, cuyas posibilidades de actuación también se
describen. Un capítulo importante es la conducta a seguir ante los casos de
tumores hipofisarios agresivos, que aunque se produzcan en una minoría de
pacientes, constituyen un reto terapéutico tanto para el clínico y el
neurocirujano como para otros profesionales. La radioterapia ha sido un
instrumento clásico en el tratamiento de los tumores hipofisarios y continúa
siéndolo en sus diferentes modalidades pese al desarrollo de la cirugía y de
los fármacos disponibles. También se revisan los efectos menos conocidos y
valorados de la prolactina en humanos, así como su significado.
Otro aspecto que se analiza es la genética de los diferentes síndromes
incluidos como neoplasia endocrina múltiple, cuyo conocimiento nos facilita
el poder predecir su transmisión e incluso su expresión. El tratamiento de los
tumores neuroendocrinos con inhibidores de mTOR (mammalian Target of
Rrapamycin) y de las tirosina cinasas, por su interés y proyección actuales en
este y otros campos, constituye uno de los desarrollos más prometedores.
Finalmente se estudian el interés y la utilidad de una nueva familia de
fármacos, los vaptanes, en el tratamiento de la hiponatremia por secreción
inapropiada de arginina vasopresina por la hipófisis posterior que se presenta
en numerosas circunstancias relacionadas con lo descrito anteriormente.
16
Hay que destacar el interés y el esfuerzo de los diferentes colaboradores
que han aportado su conocimiento, esfuerzo y experiencia en estos campos
tan complejos, así como agradecer a la editorial Elsevier que haya respaldado
totalmente el ambicioso desarrollo de esta monografía. En conjunto,
constituye un tratado actualizado de los principales avances y novedades en
Neuroendocrinología, por lo que puede interesar a un amplio número de
profesionales involucradosen este tipo de procesos.
José Manuel Gómez Sáez
17
C A P Í T U L O 1
18
Ciclo celular y tumorogénesis
hipofisaria
Carmen Sáez Torres
Francisco Romero Portillo
Miguel Ángel Japón Rodríguez
19
Introducción
Los tumores hipofisarios causan una considerable morbilidad por el exceso
de producción hormonal o por los efectos de la expansión tumoral. A pesar
de su elevada incidencia en la población general, son generalmente benignos,
o adenomas, y se caracterizan por un crecimiento lento y una buena
diferenciación celular hipofisaria. Sin embargo, y aunque la transformación
maligna es excepcional, algunos subtipos de adenomas hipofisarios pueden
tener comportamientos más agresivos, bien sea por una mayor tasa de
proliferación o por su capacidad para invadir las estructuras anatómicas
vecinas. En la patogénesis de los tumores hipofisarios puede participar una
serie de factores extrínsecos que incluyen hormonas y factores de crecimiento,
y otros defectos intrínsecos, como anomalías en las vías de señalización, la
desregulación del ciclo celular, la activación de oncogenes o la pérdida de
supresores tumorales1,2. En relación con estos defectos intrínsecos, los
primeros estudios moleculares demostraron la implicación de algunos de los
clásicos oncogenes y genes supresores tumorales, por ejemplo, RAS o p53,
que se encontraban mutados o acumulados en algunos adenomas agresivos y
carcinomas hipofisarios. Estudios genéticos y epigenéticos posteriores
revelaron que las alteraciones de uno o varios reguladores del ciclo celular
ocurren con frecuencia en los tumores hipofisarios. El conocimiento de las
bases moleculares de la tumorogénesis hipofisaria se ha incrementado
también con la identificación y caracterización funcional de los genes
implicados en las enfermedades hereditarias que manifiestan tumores
hipofisarios, tales como la neoplasia endocrina múltiple tipo 1 (NEM1), el
complejo de Carney, el síndrome de McCune-Albright, el síndrome NEM1-
like y el adenoma familiar aislado3, si bien no pueden explicar completamente
la patogénesis de una mayoría de casos esporádicos. Como alternativa, los
modelos animales han aportado abundante información acerca de los
mecanismos moleculares de la tumorogénesis hipofisaria y, en particular, la
relacionada con la maquinaria del ciclo celular, cuya disrupción
frecuentemente conlleva la aparición de adenomas hipofisarios en modelos
transgénicos4. Estos modelos pueden no reflejar de manera universal los
eventos que transcurren en la tumorogénesis hipofisaria, pero los estudios
realizados en las series clínicas han podido confirmar que muchas de estas
alteraciones también aparecen en los adenomas hipofisarios humanos. El
estudio de los genes relacionados con la regulación del ciclo celular e
implicados en la tumorogénesis tiene un gran interés, pues puede contribuir
al descubrimiento de marcadores con significancia pronóstica y también
facilitar el desarrollo de nuevas terapias. En este capítulo revisaremos el ciclo
celular y las alteraciones moleculares de sus reguladores que ocurren en los
tumores hipofisarios.
20
El ciclo celular y sus reguladores
El ciclo celular es el proceso por el cual una célula se divide en dos células
hijas y consta de una serie de eventos que se distribuyen a lo largo de cuatro
fases: la fase S o de síntesis de ADN, en la que el genoma se duplica; la
mitosis (M), en la que se segregan los cromosomas a las células hijas, y dos
fases de crecimiento y transición, la fase G1 previa a la fase S y la fase G2, que
precede a la mitosis. La progresión del ciclo celular está regulada mediante la
tasa de síntesis/degradación y la fosforilación/desfosforilación de las
proteínas que lo regulan. Así, el avance a través de las distintas fases del ciclo
está cuidadosamente controlado por la formación secuencial, activación y
subsiguiente degradación o modificación de una serie de ciclinas y sus
correspondientes cinasas dependientes de ciclinas (CDK)5,6. En el humano,
existen cuatro CDK involucradas directamente en el avance del ciclo celular:
tres CDK interfásicas (CDK2, CDK4 y CDK6) y una CDK mitótica (CDK1).
Estas son activadas por las ciclinas, que son las subunidades reguladoras de
los complejos ciclina-CDK7. La actividad de las CDK también está controlada
por la unión a reguladores negativos (inhibidores de CDK, o CKI), por la
fosforilación de residuos específicos y por la desfosforilación de
fosforilaciones inhibitorias, mediada por las fosfatasas de la familia CDC258.
La transición de una etapa a la siguiente está regulada por una serie de
puntos de control que impiden la entrada prematura en la siguiente fase del
ciclo. La degradación de diversas ciclinas tiene lugar en estos puntos de
control y este mecanismo, junto con la interacción con los CKI, permite a la
célula entrar en la siguiente fase. En ausencia de señales mitogénicas, las
células se encuentran en una fase de quiescencia denominada G0. En el inicio
del ciclo, las señales mitogénicas inducen la expresión de las ciclinas de tipo
D (D1, D2 y D3), que se unen y activan a CDK4 y CDK6, promoviendo la
progresión a través de la fase G1. En G1 reside un importante punto de
control, que se conoce como punto de restricción y a partir del cual el ciclo
puede continuar en ausencia de la señal mitogénica inicial. Los principales
sustratos de las CDK en la fase G1 son los miembros de la familia de la
proteína del retinoblastoma (pRB), RB1 y RB2. Los complejos ciclina D-
CDK4/6 median la fosforilación parcial de pRB, permitiendo la liberación y
activación de los factores de transcripción E2F necesarios para inducir la
expresión de las ciclinas tipo E (E1 y E2) y las ciclinas tipo A, que son las
encargadas de activar a CDK2. El complejo ciclina E-CDK2 fosforila a las
proteínas pRB para su completa inactivación, lo que permite a la célula
superar el punto de restricción y progresar hacia la fase S. El complejo ciclina
E-CDK2 es esencial para la transición G1/S y facilita la formación del
complejo ciclina A-CDK29. En la fase S, el complejo ciclina A-CDK2 fosforila
los sustratos que inician la replicación del ADN y se encarga de la activación
de la cinasa mitótica CDK110. La replicación del ADN causa la inactivación de
los complejos ciclina-CDK de fase S, con el fin de evitar una segunda ronda
21
de duplicación del genoma11. La acción de los complejos activadores ciclina-
CDK a lo largo del ciclo se contrarresta por los CKI, los cuales pertenecen a la
familia INK4 (p16/INK4a, p15/INK4b, p18/INK4c y p19/INK4d) o bien a la
familia Cip/Kip (p21/Cip1, p27/Kip1 y p57/Kip2). Mientras que las proteínas
INK4 se unen específicamente a CDK4 y CDK6 compitiendo con la ciclina D,
la familia de proteínas Cip/Kip se une a los complejos ciclina-CDK, formando
complejos triméricos inactivos. Las ciclinas tipo B (B1 y B2) sintetizadas en la
fase G2 forman el complejo ciclina B-CDK1, o factor promotor de la mitosis,
para facilitar la transición G2/M. La activación del complejo ciclina B-CDK1
produce la inducción de la condensación cromosómica, la rotura de la
membrana nuclear, el ensamblaje del huso mitótico y la alineación de los
cromosomas en la placa metafásica. La entrada en mitosis también requiere la
inactivación de la fosfatasa PP2A-B55δ para permitir el aumento de la
fosforilación de los sustratos mitóticos de CDK112. Además de CDK1, otras
cinasas mitóticas, como PLK1, Aurora B, MPS1 o BUB R1, influyen en la
división celular y están principalmente involucradas en el control
espaciotemporal del orden de los sucesos mitóticos posteriores. La actividad
del complejo ciclina B-CDK1 dirige la mitosis hasta la metafase, pero la
progresión hacia las fases posteriores depende de dos mecanismos diferentes:
la ubiquitinación y degradación de la ciclina B, lo que produce, a su vez, la
inactivación de CDK1, y la desfosforilación de los sustratos mitóticos por
fosfatasas13.
La regulación por degradación de los activadores e inhibidores de las CDK
se sitúa en el nivel jerárquico más alto del control del ciclo celular,y se lleva a
cabo por el sistema del proteasoma dependiente de ubiquitina. La
degradación de una proteína sustrato por este sistema se produce en dos
pasos: primero, la proteína es poliubiquitinada, y luego es reconocida y
degradada por el complejo proteasoma 26S. La poliubiquitinación de la
proteína sustrato requiere la acción coordinada de tres enzimas, denominadas
E1, E2 y E3. La enzima E1 carga con ubiquitinas a E2, que las transfiere al
sustrato una vez que este ha sido reconocido y capturado por la enzima E3.
Los dos complejos E3-ubiquitina ligasa que influyen principalmente en el
ciclo celular son el complejo SKP1-culina-proteína F-box (SCF) y el complejo
promotor de la anafase o ciclosoma (APC/C)14,15. A diferencia del APC/C, el
complejo SCF permanece activo a lo largo del ciclo celular, reclutando
sustratos a una enzima E2 por medio de una de tres proteínas F-box,
denominadas SKP2, FBW7 y βTrCP. La interacción con la proteína F-box
depende, en muchos casos, del estado de fosforilación del sustrato, indicando
que la modificación del sustrato y la disponibilidad de la proteína F-box son
los pasos críticos en la degradación dependiente de SCF16. El complejo APC/C
es crítico para el desarrollo de la mitosis, y está activo desde la anafase hasta
el final de G1.
En mitosis, la segregación cromosómica está controlada por el sistema de
control del ensamblaje del huso o SAC (spindle assembly checkpoint), un
sistema de señales que modula la actividad de CDK1 e inhibe la transición
22
metafase-anafase hasta que la alineación de los cromosomas en el huso
mitótico es la correcta17. El SAC regula negativamente a CDC20, un cofactor
de la ligasa de ubiquitina APC/C, de modo que no pueden degradarse ni
ciclina B ni PTTG1 (securina), dos proteínas clave para la separación de las
cromátidas hermanas. En metafase, las cromátidas hermanas están unidas
por un complejo de cohesinas que evitan la separación prematura de las
mismas. La proteína separasa es la encargada de escindir las cohesinas,
produciéndose la pérdida completa de la cohesión y, por tanto, la separación
de las cromátidas hermanas en anafase18. La actividad de la separasa está
regulada principalmente por la securina PTTG1, que se une a la separasa
impidiendo el acceso al sitio activo, y también por la ciclina B1 y la fosfatasa
PP2A. Satisfecho el punto de control SAC, CDC20 activa al APC/C, que
promueve la degradación de securina PTTG1 y ciclina B1, liberando a la
separasa para facilitar la separación de las cromátidas hermanas, al mismo
tiempo que la degradación de la ciclina B inactiva a CDK1, promoviendo la
salida de mitosis (fig. 1-1).
FIGURA 1-1 Esquema de la progresión del ciclo celular. En la fase G1 la ciclina
D activa a CDK4/6 para fosforilar e inactivar parcialmente a pRB. Pasado el punto
de restricción, el complejo ciclina E-CDK2 fosforila e inactiva completamente a
pRB para permitir las siguientes fases del ciclo. En la transición G2/M la ciclina B
se acopla a CDK1 para activar el complejo promotor de la metafase. En la
transición metafase-anafase, una vez que los cromosomas están bien alineados,
la degradación de PTTG1 y ciclina B marca el inicio de la salida de mitosis.
23
Entrada y progresión en G1: alteraciones
de pRB/ciclina D/CDK4/INK4
Los tejidos endocrinos, y en particular la hipófisis, son dianas preferentes de
la desregulación del ciclo celular, según han revelado diferentes modelos
animales. Los miembros de la familia pRB son los principales inhibidores de
la progresión del ciclo celular entre G1 y S. Las primeras asociaciones entre la
regulación del ciclo celular y los tumores hipofisarios proceden de los
modelos de pRB en el ratón. Contrariamente a lo que ocurre en humanos, los
ratones heterocigotos para pRB no padecían retinoblastomas, sino que
desarrollaban con una elevada incidencia tumores hipofisarios del lóbulo
intermedio19,20. En los tumores hipofisarios humanos, las pérdidas alélicas de
RB1 son poco frecuentes y parecen ocurrir solo en los tumores altamente
invasores o malignos21-23. La pérdida de la expresión de la proteína pRB
también se ha descrito aproximadamente en un tercio de los tumores
hipofisarios humanos analizados, asociada a la hipermetilación del promotor
de RB124-26.
La progresión en G1 es un momento de particular sensibilidad para el
desarrollo de los tumores hipofisarios, y las alteraciones de uno o más
componentes de la vía pRB/ciclina D1/CDK4/INK4 parecen ser eventos
frecuentes. En adenomas hipofisarios humanos, se ha demostrado la
sobreexpresión de la ciclina D1 hasta en un 49% de los casos, siendo más
frecuente en los adenomas no secretores27. También se ha descrito la
sobreexpresión de la ciclina D3 en el 68% de los adenomas hipofisarios28. Se
han encontrado desequilibrios alélicos, o amplificación génica, del gen
CCND1 en el 25% de los casos, pero estos no se asociaron con la
sobreexpresión de ciclina D1 en estos tumores29, por lo que deben existir
mecanismos adicionales para la desregulación de la ciclina D1. Se ha
especulado con que uno de esos mecanismos se deba a la alteración de β-
catenina, que actúa como factor de transcripción sobre la ciclina D1, pero no
se observó expresión nuclear de β-catenina en ninguno de los adenomas de
una serie. Sin embargo, la pérdida del inhibidor de la vía Wnt WIF1 en
muchos adenomas y la disminución de la proliferación de las células GH3
transfectadas con WIF1 hacen pensar que la vía Wnt1 sea importante en la
tumorogénesis hipofisaria30.
Con respecto a los inhibidores del ciclo celular de la familia INK4, la
deleción de p18/INK4c en ratones genera la hiperplasia de los lóbulos
intermedio y anterior, y adenomas en el lóbulo intermedio a los 10 meses con
una penetrancia casi completa. Los ratones con doble deleción de p18/INK4c
y p27/Kip1 mueren a los tres meses con adenomas agresivos, lo cual sugiere
una acción cooperativa entre ambos inhibidores para suprimir la
tumorogénesis hipofisaria31. Sin embargo, la deficiencia de otros miembros de
la familia INK4, como p16/INK4a, p15/INK4b o p19/INK4d, no genera
24
tumores hipofisarios, aunque sí se observa cooperación en el desarrollo de
adenomas cuando se suprimen conjuntamente p16/INK4a y p18/INK4c32. En
los adenomas hipofisarios humanos, la expresión de p16/INK4a y p15/INK4b
está a menudo silenciada. La pérdida de la expresión de p16/INK4a se
comprobó que estaba causada por la extensa hipermetilación del promotor de
su gen CDKN2A33. Esta alteración era más frecuente en los adenomas no
secretores que en los somatotropinomas, pero, por el contrario, no
discriminaba los tumores invasores frente a los no invasores34. La
hipermetilación del promotor de p16/INK4a es el cambio epigenético más
frecuente en los adenomas hipofisarios, ocurriendo en más del 50% de los
casos en algunas series25,26. Se encontró una expresión disminuida de
p16/INK4a en el 62% de los adenomas no funcionantes, y especialmente en
los macroadenomas de una serie35. La hipermetilación del promotor de
p15/INK4b puede coincidir con la de pRB o la de p16/INK4a; sin embargo, las
metilaciones de pRB y p16/INK4a son mutuamente excluyentes26. La
expresión de p18/INK4c se encontró reducida solo en los adenomas
corticotropos36, aunque la hipermetilación de su promotor se ha observado en
el 39,5% de los adenomas hipofisarios37. Una mutación de CDK4, R24C
(arginina 24 a cisteína), está implicada en la génesis del melanoma y vuelve a
CDK4 insensible a los inhibidores de la familia INK4. Introducida en
sustitución de la proteína endógena, estos ratones knock-in para CDK4 R24C
desarrollan tumores en múltiples tejidos endocrinos y mesenquimales, hasta
en un 25% en la hipófisis anterior38,39. Sin embargo, no se han encontrado
mutaciones activadoras de CDK4 en tumores hipofisarios humanos40,41.
25
Transición G1/S: alteraciones de p27/KIP1,
ciclina E y p21/CIP1
Los ratones deficientes en p27/Kip142-44 desarrollan hiperplasias y tumores del
lóbulo intermedio, al igual que los ratones deficientes en pRB. La deleción
combinada de p27Kip1 ypRB genera tumores hipofisarios de menor latencia
y más agresivos45. En adenomas hipofisarios humanos no se han encontrado
mutaciones de p27/Kip1, y los niveles de expresión a nivel del ARN
mensajero no difieren entre adenomas e hipófisis control46,47 ; sin embargo, los
niveles de expresión de la proteína p27/Kip1 estaban reducidos o ausentes en
la mayoría de los adenomas de una serie48, y particularmente en los
adenomas corticotropos y en los carcinomas hipofisarios de una segunda
serie49. La expresión elevada de ciclina E en los adenomas corticotropos50
puede estar relacionada con los bajos niveles de p27/Kip1 en estos tumores.
p27/Kip1 actúa como una proteína supresora tumoral atípica, pues rara vez
está mutada en tumores humanos, pero está frecuentemente infraexpresada o
deslocalizada en tumores. Cabe destacar la observación de que p27/Kip1
puede tener una función oncogénica independiente de su función como
inhibidor de las CDK. Ratones knock-in para una p27/Kip1 mutante que no
interacciona con los complejos ciclina-CDK sufren lesiones hiperplásicas y
tumores en múltiples órganos, también en el lóbulo intermedio hipofisario,
donde desarrollan tumores más agresivos que los generados en los ratones
carentes de p27/Kip1. Esta función oncogénica podría estar relacionada con la
amplificación de la población de células progenitoras en los epitelios de estos
ratones51.
Los modelos animales de los defectos de pRB y de los CKI son
reminiscentes del espectro tumoral de los síndromes de la NEM. Mutaciones
en el gen MEN1 se asocian al síndrome de la NEM1, caracterizado por la
ocurrencia de adenomas hipofisarios, hiperplasia paratiroidea y tumores
endocrinos pancreáticos. La proteína menina, producto del gen MEN1, es un
regulador directo de la activación transcripcional de p27/Kip1 y
p18/INK4c52,53. La pérdida de la función de menina tiene como resultado la
reducción de la expresión de estos dos inhibidores del ciclo celular, p27/Kip1
y p18/INK4c, y la desregulación de la proliferación celular. En modelos de
ratones dobles mutantes para p18/INK4c(–/–) y MEN1(+/–) se incrementa la
fosforilación de pRB, la proliferación celular y el crecimiento de los tumores
endocrinos, incluidos los hipofisarios, respecto a los mutantes simples por
separado. Por el contrario, esta acción sinérgica no se produce en el caso de
los ratones doble mutantes para p27/Kip1(–/–) y MEN1(+/–), lo cual sugiere
un diferente nivel de regulación de MEN1 sobre p18/INK4c o p27/Kip154.
Mutaciones germinales de CDKNB1, el gen que codifica la proteína p27/Kip1,
se han descrito asociadas al síndrome NEM1-like o NEM455, aunque son
infrecuentes. Solo el 1,5-3% de los pacientes NEM1-like, es decir, con tumores
26
relacionados con NEM1 pero sin mutaciones inactivadoras del gen MEN1,
son portadores de estas mutaciones56,57. En el NEM4, las mutaciones de
CDKNB1 pueden disminuir la estabilidad de la proteína p27/Kip1, prevenir
su translocación nuclear o la interacción con CDK258.
Se ha sugerido que la pérdida de la proteína p27/Kip1, dada la ausencia de
alteraciones transcripcionales, se deba en parte a un aumento de su
degradación por el sistema ubiquitina proteasoma. La ubiquitinación y
degradación de p27/Kip1 está regulada por SKP2, una proteína F-box con
diversas funciones oncogénicas en cáncer16. En un estudio, la expresión de
SKP2 no difería entre hipófisis normal y una serie de adenomas hipofisarios;
sin embargo, sí se observó que la expresión de SKP2 era significativamente
mayor en aquellos adenomas con niveles bajos de p27/Kip1, lo que sugiere su
implicación en este proceso59. JAB1 (JUN activation domain binding protein)
facilita la exportación de p27/Kip1 desde el núcleo al citoplasma para que sea
degradado por el proteasoma. La expresión de JAB1 no se vio incrementada
en una serie de adenomas hipofisarios, aunque sí en algunos carcinomas de la
misma serie60.
En la transición G1/S, el incremento de la actividad de ciclina E-CDK2 es la
responsable de la fosforilación nuclear de p27/Kip1 en la treonina 187, lo que
conduce a la degradación de p27/Kip161. La ciclina E y p27/Kip1 mantienen
una relación recíproca, de manera que la sobreexpresión de una conlleva la
degradación de la otra. La ciclina E es degradada por el proteasoma, proceso
específicamente regulado por la proteína F-box FBW7. En adenomas
hipofisarios, particularmente los corticotropos, se ha observado la
sobreexpresión de la ciclina E, y podría especularse que una menor
degradación por el sistema ubiquitina proteasoma fuera la causa subyacente.
Sin embargo, por el momento no se han encontrado niveles de expresión
bajos o mutaciones de FBW7 en tumores hipofisarios62. La sobreexpresión de
la ciclina E puede hacer que la célula corticotropa vuelva a entrar
anormalmente en el ciclo y se produzca inestabilidad centrosomal. Cuando se
combina en ratones la deleción de p27/Kip1 y la sobreexpresión de la ciclina
E, aumenta la incidencia de adenomas, su tamaño y su índice proliferativo63.
Los ratones carentes de p21/Cip1 no desarrollan, por lo general, tumores
hipofisarios; sin embargo, la deleción de p21/Cip1 en ratones RB1(+/–) acelera
la tumorogénesis hipofisaria y reduce la supervivencia de estos ratones64.
También se produce un efecto sinérgico cuando la deleción de p21/Cip1 se
introduce en ratones p18/INK4c(–/–)65 o p27/Kip1(–/–)66. La pérdida de
expresión de p21/Cip1 en adenomas hipofisarios humanos se ha descrito en
una serie hasta en un 71% de los adenomas no secretores. El mismo estudio
describe la sobreexpresión de p21/Cip1 en el 92% de los adenomas
somatotropos67.
27
Transición metafase-anafase: alteraciones
del gen pituitary tumor-transforming gene
1
El gen PTTG1 (pituitary tumor-transforming gene 1) se aisló a partir de células
hipofisarias GH4 de rata y se denominó así porque, sobreexpresado en
fibroblastos 3T3, era capaz de inducir su transformación in vitro y la
formación de tumores en ratones atímicos68. El gen homólogo humano,
hPTTG169,70, codifica una proteína multifuncional de 202 residuos con
capacidad transactivadora, que se expresa, sobre todo, en tejidos
proliferativos, como el timo o el testículo, y en tumores. Inicialmente se
comprobó su expresión abundante en la mayoría de los adenomas
hipofisarios, a diferencia de la hipófisis normal, donde apenas se detecta71. La
proteína PTTG1 fue poco después identificada como securina en vertebrados,
quedando establecida su función principal como regulador de la separación
de las cromátidas hermanas antes de la anafase72, aunque mantiene funciones
a otros niveles del ciclo celular (fig. 1-2). La expresión de PTTG1 está asociada
a la proliferación celular y durante el ciclo celular su nivel de expresión es
máximo en G2/M, momento en el que PTTG1 se fosforila por CDK173. Dos
genes homólogos, PTTG2 y PTTG3, están aún por caracterizar, pero no
parecen tener la función principal como securina.
FIGURA 1-2 Funciones de PTTG1 en el ciclo celular. PTTG1 es una proteína
multifuncional que está implicada en funciones tan diversas como el control de la
separación de las cromátidas hermanas en mitosis o la reparación de los daños
en el ADN en la fase S. En ambos casos, juega un papel esencial su degradación
por el proteasoma, ya sea vía APC/C o vía SCFβTrCP, respectivamente. Además,
28
interviene en el control de la transcripción de ciertos genes, directamente o a
través del bloqueo de p53, implicados en el inicio del ciclo.
Existe cierta controversia acerca de los efectos producidos por la ausencia
de PTTG1 en las células de mamíferos, pues las células HCT116/PTTG1(–/–)
solo desarrollan inestabilidad cromosómica de manera transitoria74. Se pensó
que la carencia de PTTG1 en ratones sería letal o generaría inestabilidad
cromosómica y la aparición de cáncer; sin embargo, los ratones PTTG1(–/–)
son viables, fértiles y no desarrollan tumores75. Curiosamente, los ratones
machos PTTG1(–/–) presentan un fenotipo con diabetes mellitus con
hipoplasia de células β e insulinopenia76. Las hipófisis de los ratones
PTTG1(–/–) sonhipoplásicas, y en los ratones heterocigotos para RB1, el cruce
de tipo pRB(+/–) y PTTG1(–/–) produce una reducida proliferación celular y
disminuye la elevada incidencia de tumores hipofisarios en los ratones
heterocigotos para RB177. El análisis de los ratones PTTG1(–/–) identificó
características de senescencia hipofisaria, que incluyen el aumento de los
niveles de p21/Cip1, asociados a la supresión de la actividad de CDK2, de la
fosforilación de pRB, y de la expresión de ciclina A, elementos todos ellos
requeridos para la progresión del ciclo celular78. En adenomas somatotropos
con niveles elevados de PTTG1 se observó senescencia dependiente de
p21/Cip1, sugiriendo que también la sobreexpresión de PTTG1 puede
promover senescencia a través de los fenómenos de aneuploidía, y que la
desaceleración del crecimiento tumoral que produce puede explicar la
incidencia tan baja de carcinomas en la glándula hipofisaria79.
PTTG1 se expresa abundantemente en diferentes tipos de cáncer y se ha
propuesto como marcador pronóstico en el cáncer de mama, colon y
tiroides80-82, entre otros. La sobreexpresión de PTTG1 resulta en inestabilidad
cromosómica y aneuploidía, mecanismos que han sido sugeridos como los
responsables de la capacidad tumorogénica de PTTG183. PTTG1 inhibe la
actividad transcripcional de p5384 e interacciona con Ku7085, implicando a
PTTG1 en procesos fundamentales de la reparación del daño al ADN. La
capacidad transactivadora de PTTG1 también puede tener consecuencias
tumorogénicas, pues puede inducir proliferación celular a través de la
activación de c-myc86, de la ciclina D3, de la interacción con el factor de
transcripción Sp187, o promover la angiogénesis a través de la activación de
FGF-2 (fibroblast growth factor) y VEGF (vasoendothelial growth factor), factores
frecuentemente sobreexpresados en los adenomas hipofisarios88,89. La
sobreexpresión transgénica de PTTG1 en la hipófisis de ratón inducida bajo el
promotor de la subunidad α de las hormonas glucoproteicas produce en los
ratones machos una hiperplasia plurihormonal con expresión de lutropina,
tirotropina e, inesperadamente, hormona de crecimiento90. Este mismo
transgén sobreexpresado en ratones heterocigotos para RB1 incrementó 3,5
veces la frecuencia de tumores en el lóbulo anterior91.
Son varios los estudios que han demostrado la sobreexpresión de PTTG1 en
los adenomas hipofisarios. Los estudios iniciales comprobaron la
inmunotinción positiva de casi el 90% de los adenomas hipofisarios71.
29
Empleando métodos cuantitativos de transcripción inversa-reacción de
polimerasa en cadena, la expresión de PTTG1 era más de un 50% superior en
los adenomas hipofisarios que en la hipófisis normal, y en los adenomas
secretores la expresión de PTTG1 era significativamente mayor en aquellos
que invadían el esfenoides que en aquellos retenidos en la fosa selar,
sugiriendo que PTTG1 fuera un marcador de invasividad en esos tumores92.
La expresión de PTTG1 y PBF (PTTG1-binding factor), una proteína que facilita
la translocación nuclear y la actividad transcripcional de PTTG1, mostró un
incremento significativo en una serie de 111 adenomas hipofisarios, aunque
ni PTTG1 ni PBF se asociaron a parámetros clínicos88. Un análisis
inmunohistoquímico de 45 adenomas hipofisarios demostró la expresión
nuclear de PTTG1 en el 89%, correlacionando estrechamente con la expresión
de Ki-67. La expresión de PTTG1 era la variable que mejor discriminaba los
adenomas recurrentes, y ambos PTTG1 y Ki-67 tenían carácter predictor sobre
la recurrencia en aquellos pacientes seguidos durante más de un año93. En un
estudio molecular, PTTG1 se recogió en un conjunto de nueve genes que
discriminaban el comportamiento agresivo e invasivo en los prolactinomas94,
dato que se corroboró en una serie de 94 pacientes en los que PTTG1 estaba
sobreexpresado en los prolactinomas agresivos y asociado con la recurrencia
y progresión tumoral95. En una serie de 35 adenomas hipofisarios no
funcionantes, la expresión de PTTG1 secorrelacionó positivamente con la
recurrencia y fue máxima en los adenomas que recurrieron de forma
temprana96. Por el momento, no se han encontrado mutaciones del gen PTTG1
en tumores hipofisarios97.
Fuera de la mitosis, la estabilidad de PTTG1 depende de su estado de
fosforilación, pues las formas hiperfosforiladas son degradadas por el
proteasoma98. Nuestro grupo describió que PTTG1 está implicada en la
respuesta de la célula a los daños en el ADN por radiación. En este caso, a
diferencia de los resultados obtenidos en levaduras, los daños causados por
radiación gamma y ultravioleta (UV) inducen una reducción rápida de los
niveles de PTTG1 en las células de mamífero. Sin embargo, los complejos
PTTG1-separasa no cambian, asegurando que no se produzca una separación
prematura de las cromátidas hermanas. Hemos comprobado que PTTG1 es
necesaria para mantener la parada de ciclo tras radiación UV, ya que las
células PTTG1(–/–) siguen proliferando tras la radiación, provocando un
aumento en el nivel de apoptosis99. La degradación de PTTG1 en respuesta a
la radiación UV se lleva a cabo mediante la E3 ubiquitina ligasa SCF, siendo
βTrCP la proteína F-box que reconoce a PTTG1 para su degradación por el
proteasoma100. De hecho, hemos identificado su motivo de unión a la F-box y
a GSK3β como la cinasa implicada en este proceso. Así, hemos encontrado
una correlación entre la inactivación de GSK3β y la acumulación de PTTG1
en el cáncer de mama101. A partir de ahí, otras fosforilaciones de PTTG1
pueden tener funciones fundamentales, ya que no hay que olvidar que esta
proteína presenta unos 30 aminoácidos potencialmente fosforilables. Por lo
pronto, hemos comprobado que la mutación en el residuo T60A, que alarga la
30
vida media de PTTG1, provoca inestabilidad cromosómica y mayor
capacidad de invasión102. Por tanto, resulta atractiva la hipótesis de que en
aquellos tumores, como los adenomas hipofisarios, en los que una baja tasa
de proliferación no explica el exceso de PTTG1, sean defectos de la
maquinaria de degradación o de las cinasas/fosfatasas reguladoras los que
ocasionen la acumulación de PTTG1.
31
Nuevos genes y perspectivas futuras
Como hemos comprobado, la desregulación del ciclo celular en la
tumorogénesis hipofisaria humana implica principalmente a los reguladores
de la transición G1/S y también a PTTG1 (tabla 1-1). Sin embargo, se han
venido identificando otras alteraciones moleculares en los adenomas
hipofisarios humanos que afectan al ciclo y proliferación celular y que
pueden constituirse en potenciales marcadores pronósticos. Las proteínas
HMGA (high mobility group A) 1 y 2 son modificadores de la cromatina que
desempeñan papeles reguladores de la activación transcripcional, y se
expresan en tejidos embrionarios y en una serie de tumores. Ratones
transgénicos que sobreexpresan HMGA2 desarrollan adenomas hipofisarios
mixtos hormona de crecimiento (GH)/prolactina103. HMGA2 se sobreexpresa
en prolactinomas humanos, en los que se correlaciona con la amplificación
del locus HMGA2 en el cromosoma 12104. La sobreexpresión de HMGA2 se
observó en el 39% de los adenomas hipofisarios, es frecuente en los adenomas
productores de prolactina, corticotropina y folitropina/lutropina, pero es rara
en los adenomas productores de GH, a la vez que se asoció con la invasión
tumoral y los adenomas de grado IV105. El papel causal de HMGA1 en la
tumorogénesis hipofisaria está menos definido, aunque parece
sobreexpresado en todos los subtipos de adenomas106. Algunas evidencias
señalan que la proteína HMGA2 participa en el desarrollo de los tumores
hipofisarios, interfiriendo con la maquinaria del ciclo celular. En concreto, en
la vía pRB-E2F, HMGA2 facilita la acetilación de E2F1, aumentando su
estabilidad en la forma activa; además, HMGA2 conduce a la sobreexpresión
de la ciclina B en ratones transgénicos, y en adenomas humanos los niveles de
expresión de HMGA2 y ciclina B2 tienen una correlación directa106,
implicando a la ciclina B2 en la mayor tasa proliferativa. Recientemente,se ha
comprobado que HMGA1 y HMGA2 inducen la expresión de Pit-1107 y que
están controlados de manera importante por micro-ARN, cuya disminución
en adenomas hipofisarios conlleva la sobreexpresión de las proteínas
HMGA108. GADD45β y GADD45γ pertenecen a una familia de proteínas
sensoras de estrés y son reguladores negativos de la proliferación celular. Los
adenomas GH y los prolactinomas tienen una expresión reducida de
GADD45γ debido a la hipermetilación de su promotor109. Los adenomas
gonadotropos tienen una expresión reducida de GADD45β110. MEG3 es el
homólogo humano del gen de ratón Gtl2, y es un potente inhibidor de la
proliferación celular. Muy expresado en la hipófisis normal, MEG3 se pierde
por la hipermetilación de su promotor en los adenomas hipofisarios
clínicamente no funcionantes111. Finalmente, una mutación en el gen supresor
tumoral DKC1, que puede causar la pérdida de p27/Kip1, se ha observado en
un adenoma hipofisario humano112.
Tabla 1-1
32
Alteraciones de los reguladores del ciclo celular en tumores
hipofisarios humanos
En la actualidad existe poco consenso en cuanto a los marcadores que
definen a los adenomas hipofisarios agresivos113. A pesar de los recientes
avances en la patología molecular de los tumores hipofisarios, no disponemos
de marcadores pronósticos fiables, y tan solo algunos marcadores como Ki-67
o p53 han pasado a formar parte de los paneles diagnósticos. Algunos
marcadores relacionados con los defectos en el ciclo celular podrían reforzar
el valor pronóstico de aquellos. En una serie se observó una correlación
inversa entre el índice proliferativo Ki-67 elevado y una reducida
inmunotinción para p27/Kip1 en los adenomas invasores y los adenomas
corticotropos49. Una correlación positiva se observó entre la sobreexpresión de
PTTG1 y el marcaje con Ki-6793. En ausencia de marcadores individuales con
33
valor pronóstico, es posible que los perfiles de expresión génica puedan
discriminar el comportamiento de los tumores hipofisarios, implicando,
probablemente, a genes reguladores del ciclo celular. Así, un análisis
transcriptómico ha destacado genes reguladores del ciclo celular, como
PTTG1, CCNB1 y AURKB, en un panel que discrimina los prolactinomas
agresivos94.
Conocer los defectos del ciclo celular en los adenomas hipofisarios puede
tener importantes aplicaciones terapéuticas. La frecuente sobreexpresión de
las ciclinas y la supresión de los inhibidores del ciclo celular sugieren que las
CDK están hiperactivas en la mayoría de los adenomas hipofisarios. Las CDK
pueden ser dianas de inhibidores específicos o ser moduladas por
combinaciones de fármacos. El octreótido y la rapamicina tienen, por ejemplo,
un efecto aditivo frenando la proliferación de células de adenomas no
funcionantes, que está mediado por la inducción de p27/Kip1 y la inhibición
de la actividad del complejo ciclina E-CDK2114. La roscovitina, un inhibidor de
los complejos ciclina E-CDK2, induce senescencia en tumores corticotropos
de ratones, sobreexpresando p27/Kip1 y p21/Cip1115. Finalmente, la
modulación de las ubiquitina ligasas o sus sustratos puede tener también
efectos terapéuticos. En ratones deficientes de pRB, la deleción de la proteína
F-box SKP2 o la introducción de una forma no ubiquitinable de su sustrato
p27/Kip1 induce apoptosis y bloquea la tumorogénesis de las células
hipofisarias116. Estos ejemplos preclínicos son buena prueba de que los
reguladores del ciclo celular pueden ser, en un futuro próximo, dianas para el
tratamiento individualizado de los adenomas hipofisarios.
34
Resumen
La hipófisis es un órgano común para el desarrollo de tumores benignos, o
adenomas, en cuya génesis participan factores extrínsecos y defectos
intrínsecos que incluyen la activación de oncogenes o la pérdida de genes
supresores tumorales. Los modelos animales han demostrado que la hipófisis
es particularmente sensible a las alteraciones de los reguladores del ciclo
celular, pues la deleción genética de algunos inhibidores del ciclo celular
genera tumores hipofisarios. En los últimos años se han descrito numerosas
alteraciones genéticas y epigenéticas de los reguladores del ciclo celular en
tumores hipofisarios humanos que principalmente afectan a la proteína del
retinoblastoma y a las cinasas dependientes de ciclina y sus reguladores
durante las primeras fases del ciclo. Además, se demostró la capacidad
transformante de la securina, PTTG1, una proteína reguladora del control de
la mitosis, cuya expresión está frecuentemente aumentada en los tumores
hipofisarios. En el ámbito clínico, algunas series indican que las alteraciones
de los reguladores del ciclo celular en los tumores hipofisarios pueden tener
implicaciones pronósticas y discriminar aquellos tumores de comportamiento
más agresivo. Finalmente, conocer el impacto de estas alteraciones en la
progresión tumoral puede proporcionarnos nuevas estrategias para el
tratamiento médico de los adenomas hipofisarios.
35
Agradecimientos
Los autores agradecen las ayudas de investigación recibidas por parte del
Ministerio de Economía y Competitividad (SAF2011-30003-C02), el Instituto
de Salud Carlos III (PI10-2026), la Consejería de Salud (AI-2012-0006), y la
Consejería de Economía, Innovación, Ciencia y Empresa (P10-CTS-06243) de
la Junta de Andalucía. Carmen Sáez es investigadora del Programa Nicolás
Monardes de la Consejería de Salud de la Junta de Andalucía.
36
Bibliografía
1. Dworakowska D, Grossman AB. The pathophysiology of pituitary
adenomas. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2009;23:525–541.
2. Melmed S. Pathogenesis of pituitary tumors. Nat Rev Endocrinol.
2011;7:257–266.
3. Elston MS, McDonald KL, Clifton-Bligh RJ, Robinson BG. Familial
pituitary tumor syndromes. Nat Rev Endocrinol. 2009;5:453–461.
4. Quereda V, Malumbres M. Cell cycle control of pituitary
development and disease. J Mol Endocrinol. 2009;42:75–86.
5. Morgan DO. The cell cycle principles of control. London: Oxford
University Press; 2007.
6. Rieder CL. Mitosis in vertebrates: the G2/M and M/A transitions and
their associated checkpoints. Chromosome Res. 2011;19:291–306.
7. Malumbres M, Barbacid M. Mammalian cyclin-dependent kinases.
Trends Biochem Sci. 2005;30:630–641.
8. Boutros R, Lobjois V, Ducommun B. CDC25 phosphatases in cancer
cells: key players? Good targets? Nat Rev Cancer. 2007;7:495–507.
9. Doonan JH, Kitsios G. Functional evolution of cyclin-dependent
kinases. Mol Biotechnol. 2009;42:14–29.
10. Mitra J, Enders GH. Cyclin A/Cdk2 complexes regulate activation of
Cdk1 and Cdc25 phosphatases in human cells. Oncogene.
2004;23:3361–3367.
11. Diffley JF. Regulation of early events in chromosome replication. Curr
Biol. 2004;14:R778–R786.
12. Hara M, Abe Y, Tanaka T, Yamamoto T, Okumura E, Kishimoto T.
Greatwall kinase and cyclin B-Cdk1 are both critical constituents of
M-phase-promoting factor. Nat Commun. 2012;3:1059.
13. Sullivan M, Morgan DO. Finishing mitosis, one step at a time. Nat Rev
Mol Cell Biol. 2007;8:894–903.
14. Castro A, Bernis C, Vigneron S, Labbé JC, Lorca T. The anaphase-
promoting complex: a key factor in the regulation of cell cycle.
Oncogene. 2005;24:314–325.
15. Lu Z, Hunter T. Degradation of activated protein kinases by
ubiquitination. Annu Rev Biochem. 2009;78:435–475.
16. Frescas D, Pagano M. Deregulated proteolysis by the F-box proteins
SKP2 and beta TrCP: tipping the scales of cancer. Nat Rev Cancer.
2008;8:438–449.
17. Musacchio A, Salmon ED. The spindle-assembly checkpoint in space
and time. Nat Rev Mol Cell Biol. 2007;8:379–393.
18. Uhlmann F. Secured cutting: controlling separase at the metaphase to
anaphase transition. EMBO Rep. 2001;2:487–492.
19. Jacks T, Fazeli A, Schmitt EM, Bronson RT, Goodell MA, Weinberg
RA. Effects of an Rb mutation in the mouse. Nature. 1992;359:295–300.
37
20. Hu N, Gutsmann A, Herbert DC, Bradley A, Lee WH, Lee EY.
Heterozygous Rb-1 delta 20/+ mice are predisposed to tumors of the
pituitary gland with a nearly complete penetrance. Oncogene.
1994;9:1021–1027.
21. Cryns VL,Alexander JM, Klibanski A, Arnold A. The retinoblastoma
gene in human pituitary tumors. J Clin Endocrinol Metab.
1993;77:644–646.
22. Zhu J, Leon SP, Beggs AH, Busque L, Gilliland DG, Black PM. Human
pituitary adenomas show no loss of heterozygosity at the
retinoblastoma gene locus. J Clin Endocrinol Metab. 1994;78:922–927.
23. Pei L, Melmed S, Scheithauer B, Kovacs K, Benedict WF, Prager D.
Frequent loss of heterozygosity at the retinoblastoma susceptibility
gene (RB) locus in aggressive pituitary tumors: evidence for a
chromosome 13 tumor suppressor gene other than RB. Cancer Res.
1995;55:1613–1616.
24. Simpson DJ, Hibberts NA, McNicol AM, Clayton RN, Farrell WE. Loss
of pRb expression in pituitary adenomas is associated with
methylation of the RB1 CpG island. Cancer Res. 2000;60:1211–1216.
25. Ogino A, Yoshino A, Katayama Y, Watanabe T, Ota T, Komine C, et al.
The p15(INK4b)/p16(INK4a)/RB1 pathway is frequently deregulated
in human pituitary adenomas. J Neuropathol Exp Neurol.
2005;64:398–403.
26. Yoshino A, Katayama Y, Ogino A, Watanabe T, Yachi K, Ohta T, et al.
Promoter hypermethylation profile of cell cycle regulator genes in
pituitary adenomas. J Neurooncol. 2007;83:153–162.
27. Simpson DJ, Frost SJ, Bicknell JE, Broome JC, McNicol AM, Clayton
RN, et al. Aberrant expression of G(1)/S regulators is a frequent event
in sporadic pituitary adenomas. Carcinogenesis. 2001;22:1149–1154.
28. Saeger W, Schreiber S, Lüdecke DK. Cyclins D1 and D3 and
topoisomerase II alpha in inactive pituitary adenomas. Endocr Pathol.
2001;12:39–47.
29. Hibberts NA, Simpson DJ, Bicknell JE, Broome JC, Hoban PR, Clayton
RN, et al. Analysis of cyclin D1 (CCND1) allelic imbalance and
overexpression in sporadic human pituitary tumors. Clin Cancer Res.
1999;5:2133–2139.
30. Elston MS, Gill AJ, Conaglen JV, Clarkson A, Shaw JM, Law AJ, et al.
Wnt pathway inhibitors are strongly down-regulated in pituitary
tumors. Endocrinology. 2008;149:1235–1242.
31. Franklin DS, Godfrey VL, Lee H, Kovalev GI, Schoonhoven R, Chen-
Kiang S, et al. CDK inhibitors p18(INK4c) and p27(Kip1) mediate two
separate pathways to collaboratively suppress pituitary
tumorigenesis. Genes Dev. 1998;12:2899–2911.
32. Ramsey MR, Krishnamurthy J, Pei XH, Torrice C, Lin W, Carrasco DR,
et al. Expression of p16Ink4a compensates for p18Ink4c loss in cyclin-
dependent kinase 4/6-dependent tumors and tissues. Cancer Res.
38
2007;67:4732–4741.
33. Woloschak M, Yu A, Post KD. Frequent inactivation of the p16 gene in
human pituitary tumors by gene methylation. Mol Carcinog.
1997;19:221–224.
34. Simpson DJ, Bicknell JE, McNicol AM, Clayton RN, Farrell WE.
Hypermethylation of the p16/CDKN2A/MTSI gene and loss of
protein expression is associated with nonfunctional pituitary
adenomas but not somatotrophinomas. Gene Chromosome Canc.
1999;24:328–336.
35. Machiavelli G, Cotignola J, Danilowicz K, Carbonara C, Paes de Lima
A, Basso A, et al. Expression of p16(INK4A) gene in human pituitary
tumours. Pituitary. 2008;11:71–75.
36. Morris DG, Musat M, Czirják S, Hanzély Z, Lillington DM, Korbonits
M, et al. Differential gene expression in pituitary adenomas by
oligonucleotide array analysis. Eur J Endocrinol. 2005;153:143–151.
37. Kirsch M, Mörz M, Pinzer T, Schackert HK, Schackert G. Frequent loss
of the CDKN2C (p18INK4c) gene product in pituitary adenomas.
Gene Chromosome Canc. 2009;48:143–154.
38. Sotillo R, Dubus P, Martín J, de la Cueva E, Ortega S, Malumbres M,
et al. Wide spectrum of tumors in knock-in mice carrying a Cdk4
protein insensitive to INK4 inhibitors. EMBO J. 2001;20:6637–6647.
39. Rane SG, Cosenza SC, Mettus RV, Reddy EP. Germ line transmission
of the Cdk4(R24C) mutation facilitates tumorigenesis and escape
from cellular senescence. Mol Cell Biol. 2002;22:644–656.
40. Honda S, Tanaka-Kosugi C, Yamada S, Sano T, Matsumoto T, Itakura
M, et al. Human pituitary adenomas infrequently contain inactivation
of retinoblastoma 1 gene and activation of cyclin dependent kinase 4
gene. Endocr J. 2003;50:309–318.
41. Vax VV, Bibi R, Diaz-Cano S, Gueorguiev M, Kola B, Borboli N, et al.
Activating pointmutations in cyclin-dependent kinase 4 are not seen
in sporadic pituitary denomas, insulinomas or Leydig cell tumours. J
Endocrinol. 2003;178:301–310.
42. Fero ML, Rivkin M, Tasch M, Porter P, Carow CE, Firpo E, et al. A
syndrome of multiorgan hyperplasia with features of gigantism,
tumorigenesis, and female sterility in p27(Kip1)-deficient mice. Cell.
1996;85:733–744.
43. Kiyokawa H, Kineman RD, Manova-Todorova KO, Soares VC,
Hoffman ES, Ono M, et al. Enhanced growth of mice lacking the
cyclin-dependent kinase inhibitor function of p27(Kip1). Cell.
1996;85:721–732.
44. Nakayama K, Ishida N, Shirane M, Inomata A, Inoue T, Shishido N,
et al. Mice lacking p27(Kip1) display increased body size, multiple
organ hyperplasia, retinal dysplasia, and pituitary tumors. Cell.
1996;85:707–720.
45. Park MS, Rosai J, Nguyen HT, Capodieci P, Cordon-Cardo C, Koff A.
39
p27 and Rb are on overlapping pathways suppressing tumorigenesis
in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 1999;96:6382–6387.
46. Tanaka C, Yoshimoto K, Yang P, Kimura T, Yamada S, Moritani M,
et al. Infrequent mutations of p27Kip1 gene and trisomy 12 in a
subset of human pituitary adenomas. J Clin Endocrinol Metab.
1997;82:3141–3147.
47. Dahia PL, Aguiar RC, Honegger J, Fahlbush R, Jordan S, Lowe DG,
et al. Mutation and expression analysis of the p27/kip1 gene in
corticotrophin-secreting tumours. Oncogene. 1998;16:69–76.
48. Bamberger CM, Fehn M, Bamberger AM, Lüdecke DK, Beil FU, Saeger
W, et al. Reduced expression levels of the cell-cycle inhibitor p27Kip1
in human pituitary adenomas. Eur J Endocrinol. 1999;140:250–255.
49. Lidhar K, Korbonits M, Jordan S, Khalimova Z, Kaltsas G, Lu X, et al.
Low expression of the cell cycle inhibitor p27Kip1 in normal
corticotroph cells, corticotroph tumors, and malignant pituitary
tumors. J Clin Endocrinol Metab. 1999;84:3823–3830.
50. Jordan S, Lidhar K, Korbonits M, Lowe DG, Grossman AB. Cyclin D
and cyclin E expression in normal and adenomatous pituitary. Eur J
Endocrinol. 2000;143:R1–6.
51. Besson A, Hwang HC, Cicero S, Donovan SL, Gurian-West M,
Johnson D, et al. Discovery of an oncogenic activity in p27Kip1 that
causes stem cell expansion and a multiple tumor phenotype. Genes
Dev. 2007;21:1731–1746.
52. Karnik SK, Hughes CM, Gu X, Rozenblatt-Rosen O, McLean GW,
Xiong Y, et al. Menin regulates pancreatic islet growth by promoting
histone methylation and expression of genes encoding p27Kip1 and
p18INK4c. Proc Natl Acad Sci U S A. 2005;102:14659–14664.
53. Milne TA, Hughes CM, Lloyd R, Yang Z, Rozenblatt-Rosen O, Dou Y,
et al. Menin and MLL cooperatively regulate expression of cyclin-
dependent kinase inhibitors. Proc Natl Acad Sci U S A.
2005;102:749–754.
54. Bai F, Pei XH, Nishikawa T, Smith MD, Xiong Y. p18Ink4c, but not
p27Kip1, collaborates with Men1 to suppress neuroendocrine organ
tumors. Mol Cell Biol. 2007;27:1495–1504.
55. Pellegata NS, Quintanilla-Martinez L, Siggelkow H, Samson E, Bink K,
Höfler H, et al. Germ-line mutations in p27Kip1 cause a multiple
endocrine neoplasia syndrome in rats and humans. Proc Natl Acad Sci
U S A. 2006;103:15558–15563.
56. Georgitsi M, Raitila A, Karhu A, van der Luijt RB, Aalfs CM, Sane T,
et al. Germline CDKN1B/p27Kip1 mutation in multiple endocrine
neoplasia. J Clin Endocrinol Metab. 2007;92:3321–3325.
57. Agarwal SK, Mateo CM, Marx SJ. Rare germline mutations in cyclin-
dependent kinase inhibitor genes in multiple endocrine neoplasia
type 1 and related states. J Clin Endocrinol Metab. 2009;94:1826–1834.
58. Molatore S, Marinoni I, Lee M, Pulz E, Ambrosio MR, degli Uberti EC,
40
et al. A novel germline CDKN1B mutation causing multiple
endocrine tumors: clinical, genetic and functional characterization.
Hum Mutat. 2010;31:E1825–E1835.
59. Musat M, Korbonits M, Pyle M, Gueorguiev M, Kola B, Morris DG,
et al. The expression of the F-box protein Skp2 is negatively
associated with p27 expression in humanpituitary tumors. Pituitary.
2002;5:235–242.
60. Korbonits M, Chahal HS, Kaltsas G, Jordan S, Urmanova Y,
Khalimova Z, et al. Expression of phosphorylated p27(Kip1) protein
and Jun activation domain-binding protein 1 in human pituitary
tumors. J Clin Endocrinol Metab. 2002;87:2635–2643.
61. Nguyen H, Gitig DM, Koff A. Cell-free degradation of p27(kip1), a G1
cyclin-dependent kinase inhibitor, is dependent on CDK2 activity and
the proteasome. Mol Cell Biol. 1999;19:1190–1201.
62. Musat M, Morris DG, Korbonits M, Grossman AB. Cyclins and their
related proteins in pituitary tumourigenesis. Mol Cell Endocrinol.
2010;326:25–29.
63. Roussel-Gervais A, Bilodeau S, Vallette S, Berthelet F, Lacroix A,
Figarella-Branger D, et al. Cooperation between cyclin E and
p27(Kip1) in pituitary tumorigenesis. Mol Endocrinol.
2010;24:1835–1845.
64. Brugarolas J, Bronson RT, Jacks T. p21 is a critical CDK2 regulator
essential for proliferation control in Rb-deficient cells. J Cell Biol.
1998;141:503–514.
65. Franklin DS, Godfrey VL, O’Brien DA, Deng C, Xiong Y. Functional
collaboration between different cyclin-dependent kinase inhibitors
suppresses tumor growth with distinct tissue specificity. Mol Cell Biol.
2000;20:6147–6158.
66. García-Fernández RA, García-Palencia P, Sánchez MÁ, Gil-Gómez G,
Sánchez B, Rollán E, et al. Combined loss of p21(waf1/cip1) and
p27(kip1) enhances tumorigenesis in mice. Lab Invest.
2011;91:1634–1642.
67. Neto AG, McCutcheon IE, Vang R, Spencer ML, Zhang W, Fuller GN.
Elevated expression of p21 (WAF1/Cip1) in hormonally active
pituitary adenomas. Ann Diagn Pathol. 2005;9:6–10.
68. Pei L, Melmed S. Isolation and characterization of a pituitary tumor-
transforming gene (PTTG). Mol Endocrinol. 1997;11:433–441.
69. Domínguez A, Ramos-Morales F, Romero F, Rios RM, Dreyfus F,
Tortolero M, et al. hPTTG, a human homologue of rat PTTG, is
overexpressed in hematopoietic neoplasms. Evidence for a
transcriptional activation function of hPTTG. Oncogene.
1998;17:2187–2193.
70. Zhang X, Horwitz GA, Prezant TR, Valentini A, Nakashima M,
Bronstein MD, et al. Structure, expression, and function of human
pituitary tumor-transforming gene (PTTG). Mol Endocrinol.
41
1999;13:156–166.
71. Sáez C, Japón MA, Ramos-Morales F, Romero F, Segura DI, Tortolero
M, et al. hpttg is over-expressed in pituitary adenomas and other
primary epithelial neoplasias. Oncogene. 1999;18:5473–5476.
72. Zou H, McGarry TJ, Bernal T, Kirschner MW. Identification of a
vertebrate sister-chromatid separation inhibitor involved in
transformation and tumorigenesis. Science. 1999;285:418–422.
73. Ramos-Morales F, Domínguez A, Romero F, Luna R, Multon MC,
Pintor-Toro JA, et al. Cell cycle regulated expression and
phosphorylation of hpttg proto-oncogene product. Oncogene.
2000;19:403–409.
74. Pfleghaar K, Heubes S, Cox J, Stemmann O, Speicher MR. Securin is
not required for chromosomal stability in human cells. PLoS Biol.
2005;3:e416.
75. Wang Z, Yu R, Melmed S. Mice lacking pituitary tumor transforming
gene show testicular and splenic hypoplasia, thymic hyperplasia,
thrombocytopenia, aberrant cell cycle progression, and premature
centromere division. Mol Endocrinol. 2001;15:1870–1879.
76. Wang Z, Moro E, Kovacs K, Yu R, Melmed S. Pituitary tumor
transforming gene-null male mice exhibit impaired pancreatic beta
cell proliferation and diabetes. Proc Natl Acad Sci U S A.
2003;100:3428–3432.
77. Chesnokova V, Kovacs K, Castro AV, Zonis S, Melmed S. Pituitary
hypoplasia in Pttg −/− mice is protective for Rb +/− pituitary
tumorigenesis. Mol Endocrinol. 2005;19:2371–2379.
78. Chesnokova V, Zonis S, Rubinek T, Yu R, Ben-Shlomo A, Kovacs K,
et al. Senescence mediates pituitary hypoplasia and restrains pituitary
tumor growth. Cancer Res. 2007;67:10564–10572.
79. Chesnokova V, Zonis S, Kovacs K, Ben-Shlomo A, Wawrowsky K,
Bannykh S, et al. p21(Cip1) restrains pituitary tumor growth. Proc
Natl Acad Sci U S A. 2008;105:17498–17503.
80. Heaney AP, Singson R, McCabe CJ, Nelson V, Nakashima M, Melmed
S. Expression of pituitary-tumour transforming gene in colorectal
tumours. Lancet. 2000;355:716–719.
81. Solbach C, Roller M, Fellbaum C, Nicoletti M, Kaufmann M. PTTG
mRNA expression in primary breast cancer: a prognostic marker for
lymph node invasion and tumor recurrence. Breast. 2004;13:80–81.
82. Sáez C, Martínez-Brocca MA, Castilla C, Soto A, Navarro E, Tortolero
M, et al. Prognostic significance of human pituitary tumor-
transforming gene immunohistochemical expression in differentiated
thyroid cancer. J Clin Endocrinol Metab. 2006;91:1404–1409.
83. Yu R, Lu W, Chen J, McCabe CJ, Melmed S. Overexpressed pituitary
tumor-transforming gene causes aneuploidy in live human cells.
Endocrinology. 2003;144:4991–4998.
84. Bernal JA, Luna R, Espina A, Lázaro I, Ramos-Morales F, Romero F,
42
et al. Human securin interacts with p53 and modulates p53-mediated
transcriptional activity and apoptosis. Nat Genet. 2002;32:306–311.
85. Romero F, Multon MC, Ramos-Morales F, Domínguez A, Bernal JA,
Pintor-Toro JA, et al. Human securin, hPTTG, is associated with Ku
heterodimer, the regulatory subunit of the DNA-dependent protein
kinase. Nucleic Acids Res. 2001;29:1300–1307.
86. Pei L. Identification of c-myc as a down-stream target for pituitary
tumor-transforming gene. J Biol Chem. 2001;276:8484–8491.
87. Tong Y, Tan Y, Zhou C, Melmed S. Pituitary tumor transforming gene
interacts with Sp1 to modulate G1/S cell phase transition. Oncogene.
2007;26:5596–5605.
88. McCabe CJ, Khaira JS, Boelaert K, Heaney AP, Tannahill LA, Hussain
S, et al. Expression of pituitary tumour transforming gene (PTTG)
and fibroblast growth factor-2 (FGF-2) in human pituitary adenomas:
relationships to clinical tumour behaviour. Clin Endocrinol (Oxf).
2003;58:141–150.
89. Hunter JA, Skelly RH, Aylwin SJ, Geddes JF, Evanson J, Besser GM,
et al. The relationship between pituitary tumour transforming gene
(PTTG) expression and in vitro hormone and vascular endothelial
growth factor (VEGF) secretion from human pituitary adenomas. Eur
J Endocrinol. 2003;148:203–211.
90. Abbud RA, Takumi I, Barker EM, Ren SG, Chen DY, Wawrowsky K,
et al. Early multipotential pituitary focal hyperplasia in the alpha-
subunit of glycoprotein hormone-driven pituitary tumor-
transforming gene transgenic mice. Mol Endocrinol.
2005;19:1383–1391.
91. Donangelo I, Gutman S, Horvath E, Kovacs K, Wawrowsky K, Mount
M, et al. Pituitary tumor transforming gene overexpression facilitates
pituitary tumor development. Endocrinology. 2006;147:4781–4791.
92. Zhang X, Horwitz GA, Heaney AP, Nakashima M, Prezant TR,
Bronstein MD, et al. Pituitary tumor transforming gene (PTTG)
expression in pituitary adenomas. J Clin Endocrinol Metab.
1999;84:761–767.
93. Filippella M, Galland F, Kujas M, Young J, Faggiano A, Lombardi G,
et al. Pituitary tumour transforming gene (PTTG) expression
correlates with the proliferative activity and recurrence status of
pituitary adenomas: a clinical and immunohistochemical study. Clin
Endocrinol (Oxf). 2006;65:536–543.
94. Wierinckx A, Auger C, Devauchelle P, Reynaud A, Chevallier P, Jan
M, et al. A diagnostic marker set for invasion, proliferation, and
aggressiveness of prolactin pituitary tumors. Endocr Relat Cancer.
2007;14:887–900.
95. Raverot G, Wierinckx A, Dantony E, Auger C, Chapas G, Villeneuve
L, et al. Prognostic factors in prolactin pituitary tumors: clinical,
histological, and molecular data from a series of 94 patients with a
43
long postoperative follow-up. J Clin Endocrinol Metab.
2010;95:1708–1716.
96. Noh TW, Jeong HJ, Lee MK, Kim TS, Kim SH, Lee EJ. Predicting
recurrence of nonfunctioning pituitary adenomas. J Clin Endocrinol
Metab. 2009;94:4406–4413.
97. Kanakis D, Kirches E, Mawrin C, Dietzmann K. Promoter mutations
are no major cause of PTTG overexpression in pituitary adenomas.
Clin Endocrinol (Oxf). 2003;58:151–155.
98. Gil-Bernabé AM, Romero F, Limón-Mortés MC, Tortolero M. Protein
phosphatase 2A stabilizes human securin, whose phosphorylated