Fitotratamiento_de_suelos_impactados_por

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Noemí Araceli Rivera Casado, María del Carmen Montes Horcasitas, Fernando José Esparza García,
Armando Ariza Castolo, Octavio Gómez Guzmán, Josefina Pérez-Vargas, Graciano Calva Calva
Fitotratamiento de suelos impactados por derrames de petróleo: interacción entre hidrocarburos
poliaromáticos, fenoles y enzimas oxidativas
Revista CENIC. Ciencias Químicas, vol. 41, 2010, pp. 1-11,
Centro Nacional de Investigaciones Científicas
Cuba
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Revista CENIC. Ciencias Químicas,
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Fitotratamiento de suelos impactados por derrames de petróleo: interacción entre 
hidrocarburos poliaromáticos, fenoles y enzimas oxidativas 
 
 
Phytotreatment of oil spill impacted soils: interaction between polyaromatic 
hydrocarbons, phenolics and oxidative enzymes 
 
 
Noemí Araceli Rivera Casado1, María del Carmen Montes Horcasitas1, Fernando José Esparza 
García1, Armando Ariza Castolo2, Octavio Gómez Guzmán1, Josefina Pérez-Vargas3, Graciano 
Calva Calva*,1 
gcalva@cinvestav.mx, noemia_rivera@yahoo.com.mx 
1Biotecnología y Bioingeniería, Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del Instituto 
Politécnico Nacional. Avenida Instituto Politécnico Nacional 2508, Colonia San Pedro 
Zacatenco, México D. F. Código Postal 07360. Tel: 01 (55) 57473800 Ext. 4348 
 
2Química, Centro de Investigación y de Estudios Avanzados del Instituto Politécnico Nacional. 
Avenida Instituto Politécnico Nacional 2508, Colonia San Pedro Zacatenco, México D. F. Código 
Postal 07360. Tel: 01 (55) 57473800 Ext. 3727 
 
3Tecnológico de Estudios Superiores de Ecatepec. División Ingeniería Bioquímica, Posgrado en 
Ingeniería Bioquímica. Av. Tecnológico S/N. Colonia Valle de Anáhuac, Ecatepec de Morelos, 
Estado de México, Código Postal 55210. Tel: 50002300 
 
 
 
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FITOTRATAMIENTO DE SUELOS IMPACTADOS POR DERRAMES DE PETRÓLEO: 
INTERACCIÓN ENTRE HIDROCARBUROS POLIAROMÁTICOS, FENOLES Y ENZIMAS 
OXIDATIVAS 
RESUMEN 
La versatilidad metabólica vegetal aunada a la actividad de los microorganismos asociados a su 
rizósfera ha permitido diseñar estrategias de remoción y/o transformación de hidrocarburos. No 
obstante, aunque se conocen las estrategias fisicoquímicas y fisiológicas que utilizan las 
plantas y sus microorganismos para la fitorremediación, poco se sabe sobre las enzimas 
catabólicas que participan en estos procesos. De esta manera, en el presente trabajo se 
evaluaron las interacciones químicas y enzimáticas entre los extractos proteicos y compuestos 
fenólicos vegetales con los hidrocarburos poliaromáticos presentes en suelos impactados por 
derrames de petróleo crudo del estado de Tabasco, México. Para ello, se identificó el perfil de 
compuestos fenólicos e hidrocarburos poliaromáticos (PAH) y las actividades enzimáticas 
oxidativas en presencia de antraceno, tanto en suelo como en los extractos vegetales de C. 
laxus mediante HPLC UV/VIS y MS-TOF. A partir de las muestras de suelo y extractos de 
planta, se identificaron compuestos conjugados derivados de la interacción de PAH y 
fenilpropanoides. Los análisis por MS-TOF permitieron la identificación de algunos productos de 
oxidación cuyos principales grupos funcionales fueron ácidos carboxílicos, aldehídos, cetonas y 
alcoholes. De igual forma, las actividades enzimáticas asociadas a estos procesos fueron 
mayormente de peroxidasas, catecol oxidasas, dioxigenasas y fenoloxidasas tanto en los 
extractos vegetales como en los consorcios microbianos asociados a la rizósfera de C. laxus. 
Con ello, se sugiere que la presencia de conjugados de PAH-fenilpropanoides involucra una 
interacción química y enzimática entre los contaminantes y los metabolitos vegetales mediante 
sistemas enzimáticos oxidativos. 
Palabras clave: Biorremediación, Fitorremediación, Cyperus laxus; Interacción química; 
Fenilpropanoides 
 
ABSTRACT 
Performance of phytoremediation depends on, after other factors, the metabolic ability of the 
plant to chemically intercept and transform contaminants. However there is scare information 
regarding the interaction between these compounds during a phytoremediation process. In this 
work, the chemical interaction between the plant phenolics and polyaromatic compounds 
detected during a phytotreatment process of soils from oil spill impacted-sites, was evaluated. 
The profile and distribution of phenolics and polyaromatic hydrocarbons (PAH), and oxidative 
enzymatic activities, in both soils and plants from three years, with Cyperus laxus, phytotreated 
soils, was evaluated by HPLC/UV and MS-TOF. In both soils and plants, some free, but mostly 
conjugated derivatives or by products of PAH were detected. The conjugation of PAH was 
typical with benzoates, cinnamates, flavones and flavonols detected in the plant-extracts. The 
MS-TOF analyses, showed carboxylic acids, aldehydes, ketones and alcohols as principal 
oxidation products. The associated enzymatic activity was mostly for peroxidases, catechol 
oxidases, dioxygenases and polyphenol oxidase in both extracts from plants and from 
rhizospheric microorganisms. The presence of conjugated PAH with plant-phenolics suggests 
that a chemical and enzymatic interaction between the contaminants and the plant metabolites 
go through an oxidative enzymatic system. 
Keywords: Bioremediation, Phytoremediation, Cyperus laxus; Chemical interaction; 
Phenylpropanoids. 
 
INTRODUCCIÓN 
Todas las plantas poseen tal diversidad metabólica que les permite acumular y/o degradar 
compuestos xenobióticos, lo que ha permitido su uso para la recuperación ecológica de sitios 
 
 
2
impactados por contaminantes mediante estrategias de fitorremediación. Aunque esta 
tecnología se ha aplicando por varios años, escaso es el conocimiento acerca de la interacción 
bioquímica entre los componentes ecológicos del sitio, especialmente a nivel del organismo 
responsable de las actividades enzimáticas y origen de los metabolitos formados durante el 
proceso de remoción. 
De esta manera, en este trabajo se estudió el perfil de los compuestos fenólicos derivados del 
metabolismo de fenilpropanoides y de hidrocarburos poliaromáticos (PAH) presentes en un 
sistema experimental para la recuperación de suelos contaminados por hidrocarburos mediante 
el cultivo de Cyperus, especies pioneras de sitos de Tabasco contaminados por derrames de 
petróleo crudo. Asociado con la evaluación de la actividad de algunas enzimas oxidativas 
presentes en los extractos tanto vegetales de C. laxus como microbianos, que si bien las 
enzimas presentes en las especies vegetales y microbianas son numerosas y varían en tipo y 
actividad, este tipo de enzimas posee poca especificidad de sustrato lo que aumenta su 
versatilidad para la transformación de xenobióticos. 
En un estudio previo, se demostró la participación de un cultivo mixto de plantas de Ludwigia 
peploides, Cyperus laxus y Cyperus esculentus en la degradación de hidrocarburos removiendo 
hasta el 92% de estos compuestos a partir de suelos con más de 300 g de hidrocarburos totales 
por kilogramo de suelo (1). De esos resultados se concluyó que Cyperus laxus representa un 
modeloexperimental único para el estudio de la química y enzimología involucrada durante el 
proceso de remoción de hidrocarburos, específicamente los PAH que abundan en esos suelos 
intemperizados, así como para el estudio de la participación e interacción de los metabolitos 
secundarios vegetales con estos compuestos contaminantes para su posterior oxidación. 
En el presente trabajo se presentan los resultados sobre la evaluación de las interacciones 
químicas y enzimáticas entre extractos proteicos y fenólicos de Cyperus laxus con 
hidrocarburos poliaromáticos detectados en suelos del estado de Tabasco, México, 
intemperizados después de haber sido impactados por derrames de petróleo crudo. 
 
MATERIALES Y MÉTODOS 
Extracción de hidrocarburos poliaromáticos. Se realizó de acuerdo al método 3550B de la 
US EPA con algunas modificaciones. Muestras de 15 g de suelo o 1 g de raíz, bulbo u hojas de 
Ciperus (Fig 1), fueron secadas, maceradas en N2 y extraídas por ultrasonido a 40kHz 
(Ultrasonic Cleaner con capacidad de 3.78L) con diclorometano. Los extractos fueron llevados a 
sequedad y resuspendidos en diclorometano:tolueno (1:1) o en hexanos-etanol (1:1) para su 
análisis por HPLC. 
 
 
Figura 1. C. laxus pI (E); Órganos fundamentales de C. laxus (F) 
Extracción de fenoles. Fue de acuerdo al método reportado por Martinez-Juarez et al., (2) 
utilizando como solvente cloroformo-metanol (10:1). 
Análisis de PAH y fenoles. Se llevó a cabo por HPLC utilizando una columna PRODIGY ODS2 
(25 cm x 4.6 mm; 5μm). Se usó un gradiente de ácido trifluoroacético 50μM (A) y acetonitrilo (B) 
como sigue: 0-5 min A 10%, B 90%; 5 a 25 min A 20%, B 80%; 25 a 45 min A 65%, B 35%; 45 a 
60 min A 80%, B 20%; 60 a 70 min A 95%, B 5%; 70 a 85 min A 10%, B 90%. 
 
 
3
Suelo y especies vegetale. Se usaron plantas de Cyperus laxus pI crecida en suelo S205 
(unidad M10) con 325,000 ± 80,000 ppm de HTP (S205) y en suelo SJ (unidad MA). 
Proteína. Se usó el método Bradford de acuerdo al protocolo de Sigma Aldrich. 
Extracto microbiano de suelo y agua. A partir de 10g de suelo libre de agua, se llevaron a 
cabo lavados con Tris-HCl pH 7.0: Solución salina 0.8% (1:1). La mezcla fue filtrada en papel, 
para posteriormente centrifugar a 10000rpm durante 20 min a 4ºC. La pastilla obtenida se 
resuspendió en 5mL de Tris-HCl pH7.0: Solución salina 0.8% (1:1). 
Actividad enzimática. Las actividades se evaluaron espectrofotométricamente y mediante el 
análisis de los productos de reacción en HPLC/UV utilizando guayacol como sustrato para la 
evaluación de peroxidasas; catecol para las actividades de catecol oxidasas totales y 
pirocatecol para dioxigenasas. Con una concentración de proteína de 10 μg/ μL de proteína en 
buffer 25mM Tris-HCl pH 7.0. La actividad específica se reportó como Unidad de enzima debido 
al cambio de absorbancia a 470nm en 60 minutos. 
Cinéticas enzimáticas en presencia de antraceno. Las mezclas de reacción se realizaron de 
acuerdo establecido en la sección anterior sustituyendo al guayacol y catecol por 50 μM de 
antraceno (Sigma-Aldrich A89200). Los metabolitos fueron extraídos 3 veces con cloroformo 
(1:1). La identificación de compuestos se llevó a cabo en HPLC/UV mediante el gradiente 
descrito en el párrafo de Cuantificación de PAH y fenilpropanoiedes. 
Espectrometría de masas. Se determinó en un instrumento Agilent Technologies Modelo 
G1969A acoplado a un HPLC 1100 utilizando detección por tiempo de vuelo (MS-TOF). La 
inserción se realizó por volumen muerto utilizando como modo de ionización electrospray. 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
Perfil de fenoles e hidrocarburos aromáticos 
El método de HPLC permitió la separación concomitante de compuestos muy polares como la 
fenilalanina y vainillilamina entre los 2-6 minutos, los fenilpropanoides y derivados del ácido 
benzoico entre los 5-20 minutos, las flavonoides y flavonoles entre los 18 a los 35 minutos; y 
compuestos no polares como los hidrocarburos aromáticos de 1-5 o más anillos entre los 25 a 
70 minutos. Los tiempos de retención y longitud de onda para la integración de los picos 
respectivos se muestran en la Tabla 1. En los extractos de suelo y planta se detectaron en 
forma libre tanto fenoles como PAH (Tabla 2), es decir aquellos compuestos que conservaron 
su perfil espectral (mayor al 97%) como su TR respecto a compuestos estándar. Por ejemplo el 
HMBOH en raíz, bulbo y hoja, y el ANT en suelo no cultivado y en hoja. Sin embargo, en la 
mayoría de los casos se encontró que los compuestos parcialmente identificados mantuvieron 
correlaciones espectrales entre el 70-85% y un TR diferente respecto a los estándares. Esto 
sugiere estos compuestos están en forma conjugada ya sea con otros más polares que resulta 
en tiempos de retención inferiores a la aglicona, o bien con otros menos polares cuando los 
tiempos de retención son mayores. Así, el desplazamiento en el tiempo de retención tanto de 
estos compuestos fenólicos como de PAH, pudiera deberse a conjugaciones o adiciones como 
glicosilaciones, esterificaciones, eterificaciones, entre otras. Por otro lado, también se 
observaron compuestos cuyo tiempo de retención es muy similar al de estándar, pero con baja 
correlación espectral (cercano al 70%), tal es el caso del FNN detectado en el extracto de PAH 
de hoja, lo que lleva a considerar que pudo haber sufrido modificaciones químicas que no 
alteraran las características cromóforas del núcleo aromático principal. De esta manera, los 
perfiles de PAH del suelo contaminado con 140 000 ppm de HTP en ausencia de C. laxus, 
mostraron la presencia de ANT y conjugados de ANFTY, FLT y FL. En los suelos cultivados se 
encontraron compuestos derivados del ACNF, FLT, FNN y NAF. Mientras que en las plantas 
crecidas en esos suelos, el análisis de PAH en los extractos reveló acumulación principalmente 
de ANT y derivados de ACNF y NAF en raíz; ACNF, BaA, FLT y FL en bulbo; y FL, BaA, NAF, 
 
 
4
ACNF y FNN en hoja. Dentro de los fenoles detectados en los mismos extractos destacó la 
presencia de benzoatos, cinamatos, flavonas y flavonoles. Entre los más comunes se 
encontraron ácido protocatecóico, alcohol coniferílico, p-hidroxibenzoico, y estructuras 
parecidas a crisina, quercetina y luteolina. 
 
Tabla 1. Tiempo de retención y longitud de onda usada para la determinación de fenoles y PAH 
Compuesto Abreviatura TR Compuesto Abreviatura TR 
Vainillínamina VN 3.036 Acenaftileno ANFTY 44.602
Alcohol vainillínico VOH,HMBOH 8.107 Fluoreno FL 48.326
Alcohol isovainillínico ISVOH 10.140 Acenafteno ACNF 48.497
Ácido vainillínico VA 12.833 Fenantreno FNN 50.100
Ácido caféico CAF 12.833 Antraceno ANT 51.100
Ácido ferúlico FER 13.005 Fluoranteno FLT 53.150
Vainillina V 16.214 Pireno PYR 54.150
Ácido coumárico COU 17.732 Criseno CRI 56.089
Ácido cinámico CIN 33.970 Benzo[a]Antranceno BaA 56.100
Capsaicina CAP 39.531 Benzo[b]Fluoranteno BbF 60.100
Dihidrocapsaicina DHC 41.221 Indeno[1,2,3-c,d]Pireno i123P 68.300
Naftaleno NAF 42.911 
 (**) Longitud de onda de máxima absorción. TR = Tiempo de retención (min) 
 
 
 
Tabla 2. Compuestos identificados a partir de las extracciones 
 Fenoles Hidrocarburos poliaromáticos (PAH) 
Extracto Pico TR (min) % 
Similitud 
espectral con: 
Pico TR (min) % 
Similitud 
espectral con: 
Suelo con 
 325 000 ppm de HTP 
1 18.4 79% DMBA 
70% QTRN 
79% ConOH 
1 18.98 60% QTRN 
98% HMBOH 
2 35.49 71% QTN 2 38.97 73% FL 
82% QTRN 
3 40.22 75% QTN 3 51.00 98% ANT 
4 43.94 58% ANFTY 4 51. 67 74% QTN 
97% HMBOH 
5 51.90 69% FLT 5 79.09 81% PTC 
7% LUT 
 6 79.09 87% NAF 
 
Suelo con 
 325 000 ppm de HTP 
cultivado con C. laxus 
1 18.42 70% QTRN 1 51.01 70% FNN 
2 35.70 76% QTN 2 51.90 N.I. 
3 38.18 47% CRI 3 53.56 50% ANT 
4 40.20 73% QTN 
5 42.74 80% ACNF 
6 51.87 88% FLT 
7 78.9 80% NAF 
 
Raíz de C. laxus crecido 
en suelo con 
 325 000 ppm de HTP 
1 18.21 76% QTRN 1 43.02 98% HMBOH 
2 35.5 76% QTN 2 43.80 PTC 
3 39.86 70% ACNF10 78.91 80% NAF 
78% QTRN 
 
 
 
Bulbo de 
C. laxus crecido en 
1 2.865 92% FL 
83% PTC 
1 43.02 95% HMBOH 
 
 
5
suelo con 
 325 000 ppm de HTP 
2 4.210 76% BEN 2 51.1 77% ACNF 
3 12.17 95% HMBOH 3 51.19 66% PHBA 
4 39.87 70% ACNF 4 51.70 95% HMBOH 
5 59.60 58% BaA 15 67.8 83% PTC 
 85% pHBZ 
6 60.67 80% QTN 
7 65.22 43% CIN 
66% V 
 
8 64.70 72% FLT 
71%DMBA 
 
9 68.80 62% BaA 
84% pHBZ 
 
5 71.12 65% V 16 68.8 85% pHBZ 
6 74.51 83%CIN 
85% Phbz 
 
 
Hoja de C. laxus crecido 
en suelo con 
 325 000 ppm de HTP 
1 4.21 74% BEN 1 43.0 97% HMBOH 
2 13.69 76% ConOH 2 43.8 79% ACNF 
 31.94 80% SLA 3 51.00 70% FNN 
3 36.8 80% CRY 
81% FL 
3 51.00 90%HMOH 
4 38.70 87% CRY 
85% pHBZ 
63% FL 
4 67.80 82% PTC 
5 51.19 99% ANT 5 70.90 85% PTC 
 6 72.30 77% FNN 
 
13 68.95 78% BaA 
14 78.50 74% NAF 
79% PTC 
 
 
Con lo anterior, fue notable la presencia de PAH de manera sistémica en C. laxus, que si bien 
no se encuentran de manera libre, si pudieran estar conjugados con los metabolitos vegetales. 
Aunque aún es incierta la bioquímica y fisiología que involucra este tipo de comportamiento, se 
sugiere que este movimiento sistémico pudiera estar asociado a la capacidad de penetrar a 
través de la cutícula de las células de la epidermis de la planta y distribuirse a los largo de las 
capas de cera hasta localizarse en el citoplasma o bien, mediante un posible transporte por 
floema (3, 4). Por esa razón, el análisis detallado del perfil metabólico de los órganos de estos 
Cyperus permitirá establecer un panorama general de los mecanismos de transformación, 
asimilación y/o destoxificación de los hidrocarburos poliaromáticos en este sistema, 
principalmente mediante el estudio de enzimas oxidativas que participan en el proceso. 
 
Actividades enzimáticas oxidativas por prot eína de Cyperus laxus contra sustratos 
estándar 
La cantidad de proteína (Fig. 2) obtenida a partir de los extractos de raíz-bulbo(r) no tuvo 
diferencia significativa entre SJ y SSR, mientras que en hoja (h) de C. laxus, la concentración 
en SJh es de aproximadamente 3 veces menor que la obtenida en SSRh. Hasta el momento no 
existen reportes de cuantificación de proteína en órganos de C. laxus, sin embargo el mayor 
contenido de proteína que se obtuvo en extracto de hoja, corresponde a lo reportado para otras 
especies de la misma familia (5). Debe notable el mayor contenido de proteína en los extractos 
foliares de SSRh, lo que pudiera estar relacionado con la síntesis de enzimas como parte del 
metabolismo aéreo de la planta para poder desarrollarse y sobrevivir bajo concentraciones 
elevadas de HTP. 
 
 
6
Los extractos proteicos tanto vegetales como de las mezclas microbianas de suelo se colocaron 
en presencia de sustratos estándar para investigar su actividad de algunas enzimas oxidativas 
como peroxidasas, dioxigenasas y fenoloxidasas que se sabe participan en procesos de 
transformación de PAH y que han sido ampliamente estudiadas en sistemas de 
biorremediación. Se usó catecol y guayacol para determinar la actividad de peroxidasas y 
catecol oxidasas (Tabla 3). 
 
 
 
 
Figura 2. Contenido de proteína en extractos de raíz (r) y hoja (h) de C. laxus crecido en los 
suelos SJ y S205. 
Tabla 3. Actividad específica enzimática en presencia de guayacol y catecol 
POX D.E. COX D.E
C. laxus SJ r 2.56E-05 7.58E-06 4.17E-06 1.23E-06
(Uenzima/gproteina) SJh 4.17E-05 4.39E-06 2.59E-06 2.74E-07
SSRr 6.015E-05 2.218E-06 3.588E-06 1.323E-07
SSRh 4.955E-06 2.391E-07 3.797E-07 1.832E-08
Microorganismos
(Uenzima/gcélula) SJ N.D N.D.
SSR 0.5434071 4.33E-01 0.6459367 5.14E-01
 
Para el extracto SSRr la actividad de POX aumentó en un 235% respecto al control. Por el 
contrario, en los extractos de hoja de C. laxus crecido en suelos contaminados la actividad de 
POX se vio disminuida al 12% de lo encontrado para SJh. Para las catecol oxidasas, no hubo 
diferencia significativa en la actividad de los extractos de suelo de SJr y SSRr, mientras que la 
tendencia de los valores de actividad de los extractos de hoja, fue similar a la presentada en la 
evaluación de POX, donde la actividad disminuye en los extractos de hoja presentando una 
actividad del 14% respecto a SJh. En las mezclas microbianas se detectó actividad de POX y 
COX únicamente en los extractos del suelo contaminado. Este comportamiento, pudiera estar 
relacionado con la participación de enzimas oxidativas de la planta como un mecanismo de 
defensa en situaciones de estrés, principalmente en aquellos órganos vegetales y 
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
1
μp
ro
te
ín
a
/m
L
SJr SJh SSRr SSRh
 
 
7
microorganismos que se encuentran en contacto directo con el contaminante, lo que concuerda 
con otros trabajos reportados para evaluar procesos de fitorremediación (6). 
En una segunda fase de evaluación de actividades enzimáticas oxidativas en los extractos 
vegetales y mezclas microbianas, se evaluaron espectrofotométricamente los productos 
derivados de las reacciones con catecol y guayacol (Tabla 4), donde se corroboró la actividad 
de peroxidasas, 1,2 catecol dioxigenasas y 2,3-catecol dioxigenasas. En los extractos vegetales 
en presencia de guayacol y H2O2 se observaron dos productos, uno de ellos espectralmente 
similar al 3,3’ dimetoxi-4,4’ bifenilquinona derivado característico de la actividad de peroxidasas. 
Con catecol como sustrato de estos mismos extractos proteicos, se identifican los dos 
productos de reacción de la 1,2- y 2,3-dioxigenasa. Caso contrario a lo observado en los 
extractos proteicos microbianos, donde el único compuesto identificado fue el ácido cis, cis 
mucónico que confirma la actividad de 1,2- dioxigenasa. Para el resto de los compuestos 
observados no hubo correlación espectral con compuestos característicos de las reacciones 
enzimáticas bajo estudio, por lo que se sugiere que el sustrato sufre modificaciones continuas 
dadas las cascadas enzimáticas que se presentan en las células microbianas intactas. 
 
Transformación de antraceno por los extractos proteicos de órganos de Cyperus laxus 
Finalmente, la participación de enzimas oxidativas presentes en el sistema vegetal y de los 
microorganismos asociados a su rizósfera fue evaluada mediante los productos derivados de la 
transformación de antraceno. El antraceno es utilizado como PAH modelo en pruebas de 
biorremediación in vitro, ya que los metabolitos generados ya han sido ampliamente estudiados 
e identificados, principalmente en bacterias y hongos (7-9) 
Los extractos proteicos de SJr, SJh, SSRr y SSRh fueron sometidos a cinéticas de 6 horas en 
presencia de antraceno, con y sin peróxido de hidrógeno para evaluar las actividades 
enzimáticas dependientes y no dependientes de este compuesto. Los perfiles isocromáticos 
permitieron identificar la formación de compuestos cuyo rango de absorción estuviera entre 200 
y 370 nm. Los resultados más notables se obtuvieron en el perfil del extracto proteico de hoja 
de C. laxus SSRh (Fig 3) en ausencia de H2O2 después de 6 horas de reacción. Se observó la 
formación de compuestos cuyos espectros de absorción fueron similares a ácidos benzoicos 
(Fig 3; A, C, E), flavonoides (Fig 3,B) y algunos otros con características adicionales de 
compuestos poliaromáticos (Fig. 3 D, F, G, H, I). por lo que se especula que en los extractos 
vegetales se encontraron, adicionalmente, enzimas con actividad de polifenol oxidasas debido a 
la formación de o-fenoles y derivados (10). 
 
Transformación de antraceno en presencia de extractos microbianos de suelos 
fitotratados con Cyperus laxus 
Las gráficas isocromáticas de estas cinéticas tanto en presencia como en ausencia de H2O2, 
con la mezcla microbiana después de 6 horas de reacción, muestran la formación de 
compuestos a los 18.4 minutos de TR cuyos espectros de absorción tienen una correlación del 
85% respecto al estándar de ácido protocatecóico (APC). Con estas observaciones se sugiereuna ruta nueva ruta de utilización de ANT por bacterias cuyo producto final es APC, ya que los 
principales productos de reacción derivados de esta reacción han sido 3-hidroxi, 2-ácido 
naftóico y 2,3-dihidroxinaftaleno. (9, 11) 
La presencia de este compuesto al inicio de las reacciones con los extractos SSRr pudiera 
deberse a la respuesta instantánea del metabolismo de las células microbianos por la presencia 
de ANT como única fuente de carbono y debido a que estos suelos presentan concentraciones 
 
 
8
de 141 000 ppm de hidrocarburos totales se sugiere que los microorganismos ahí presentes, 
han desarrollado el metabolismos necesario para crecer bajo estas condiciones. 
 
Tabla 4. Compuestos identificados y posibles actividades enzimáticas en presencia de guayacol 
y catecol 
Muestra Sustrato No. 
compuestos 
observados
No. de 
compuestos 
identificados
λmáxima
absorción 
(nm)
Similitud espectral con: Posible actividad
enzimática asociada
C. laxus Guaiacol + H2O2 2 1 412 y 417 3,3’ dimetoxi-4,4’ 
bifenilquinona
PEROXIDASAS
Microbiano Guaiacol + H2O2 2 0 390, 460, 
390,750
PEROXIDASAS
C. laxus Catecol 5 2 270 y 460;
215 y 480
ácidocis,cis-mucónico
semialdehído 2-
hidroximucónico
1,2-DIOXIGENASAS
2,3-DIOXIGENASAS
Microbiano Catecol 7 2 460;
203 y 280
ácidocis,cis-mucónico
acido protocatecóico
1,2-DIOXIGENASAS
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A 
B  C 
D
E
F  G
H
Figura 3. Gráficas isocromáticas de los productos de reacción en las cinéticas de enzimas 
oxidativas no dependientes de peróxido a partir de los extractos proteicos de los órganos de C. 
laxus confrontados con 50 μM de antraceno. 
 
 
9
 
Identificación parcial de los metabolitos deri vados de la transformación de antraceno por 
los extractos proteicos de C. laxus mediante MS-TOF 
Finalmente, a partir de la mezcla de reacción de 6h con el extracto SSRr en ausencia de H2O2, 
se identificaron por espectrometría de masas cuatro posibles metabolitos derivados de la 
oxidación del antraceno con pesos moleculares de 192 Da, 151 Da y 146 Da, las cuales 
conservan la estructura básica del antraceno modificada con grupos funcionales como ácidos 
carboxílicos, aldehídos, alcoholes (Fig. 4; A, B) y ciclofuranona (Fig. 4; C, D). La presencia de 
estos grupos funcionales es característica de fenómenos de oxidación de PAH reportados para 
microorganismos y hongos, por lo que estos resultados pudieran proporcionar información 
acerca de la estrategia metabólica vegetal como respuesta a la presencia de xenobióticos en la 
rizósfera (8, 9, 12, 13). Aunque se desconocen las enzimas específicas que permitieron la 
transformación de antraceno en este tipo de metabolitos se propone que la formación de 
moléculas intermediarias, como A y B podría tener como precursor al antraceno 1,2-óxido, que 
es fundamental para la posterior transformación de estos compuestos. 
 
Figura 4. Espectro MS total de los metabolitos oxidados de antraceno detectados en la 
reacción de 6 horas del extracto proteico SSRr de C. laxus en presencia de antraceno y sin 
H2O2. Analizados por espectrometría de masas en un equipo TOF. 
Con base a lo anterior, se puede sugerir que el metabolismo enzimático vegetal permite la 
formación de compuestos arenóxidos que posteriormente pueden ser conjugados con azúcares 
o fenilpropanoides mediante un arreglo no enzimático, posterior a un ataque enzimático 
oxidativo (monooxigenasas y/o dioxigenasas) tal como lo evidenciaron los resultados de los 
perfiles de PAH y compuestos fenólicos (14). 
 
 
 
 
 
 
10
CONCLUSIONES 
Los perfiles de PAH y fenoles indicaron que los suelos contaminados y biomasa de Cyperus 
contenían PAH de bajo y mediano peso molecular y derivados del metabolismo vegetal de los 
fenilpropanoides. Esto sugiere que la planta utiliza preferentemente un sistema enzimático 
oxidativo para la transformación de los PAH concomitantemente con la producción de derivados 
fenólicos que puede excretar o no, pero que finalmente pueden combinarse con los PAH 
transformados para formar los conjugados correspondientes. La transformación de PAH se 
evidenció utilizando antraceno como compuesto modelo, donde las posibles actividades 
enzimáticas asociadas corresponden a peroxidasas, 1,2-dioxigenasas, 2,3-dioxigenasas y 
fenoloxidasas, presentes tanto en los extractos proteicos de C. laxus como en el metabolismo 
microbiano de las especies desarrolladas en suelos contaminados con cargas de hidrocarburos 
totales con 14 000 ppm de http. 
 
AGRADECIMIENTOS: Por la beca otorgada al primer autor por CONACYT y al soporte 
financiero del proyecto CONACYT 47678. 
 
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