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Máster en 
Nuevos Alimentos 
Efecto del cocinado y la digestión 
gastrointestinal de maca y mashua 
en la liberación de compuestos 
bioactivos con capacidad 
antioxidante e inhibidora de la 
digestión de carbohidratos. 
Beatriz Castro Meco 
Director: Cristina Martínez Villaluenga y Elena Peñas Pozo 
Tutor (si distinto al director): Mónica Rodríguez García-Risco 
Lugar de realización: Centro Instituto de Ciencia y Tecnología 
de Alimentos y Nutrición (ICTAN-CSIC)/Departamento de 
Caracterización, Calidad y Seguridad 
 1 
ÍNDICE 
 
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................. 4 
1.1. Diabetes. Importancia, control y prevención. .............................................................. 4 
1.2. Materias primas interesantes para el control de la diabetes. ........................................ 5 
1.2.1. Maca. ..................................................................................................................... 5 
1.2.2. Mashua. ................................................................................................................. 7 
1.3. Efectos de los compuestos fenólicos sobre la salud. .................................................... 8 
1.4. Efecto del tratamiento térmico sobre los compuestos fenólicos. ................................. 9 
1.5. Influencia de la digestión gastrointestinal en la bioaccesibilidad de compuestos 
fenólicos................................................................................................................................ 10 
2. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS ......................................................................................... 12 
3. MATERIALES Y MÉTODOS ....................................................................................... 14 
3.1. Material vegetal. ......................................................................................................... 14 
3.2. Composición proximal. .............................................................................................. 14 
3.3. Preparación de los extractos. ...................................................................................... 15 
3.4. Determinación de la actividad antioxidante ............................................................... 16 
3.5. Determinación de compuestos fenólicos totales. ....................................................... 17 
3.6. Determinación de péptidos (<10 kds). ....................................................................... 18 
3.7. Ensayos de inhibición de la actividad enzimática. ..................................................... 19 
3.7.1. Ensayo de inhibición de la actividad α-amilasa. ................................................. 19 
3.7.2. Ensayo de inhibición de la actividad α-glucosidasa. ........................................... 21 
3.8. Digestión in vitro. ....................................................................................................... 23 
3.9. Extracción en fase sólida. ........................................................................................... 25 
3.10. Tratamiento estadístico de los datos ........................................................................... 26 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................................... 27 
4.1. Composición proximal, compuestos bioactivos y actividad biológica de maca negra. 
Efecto de la digestión. .......................................................................................................... 27 
4.2. Efecto del cocinado y de la digestión en el contenido de compuestos bioactivos y 
actividad biológica de mashua negra. ................................................................................... 33 
5. CONCLUSIÓN ................................................................................................................ 41 
6. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................................. 42 
 
 
 2 
RESUMEN 
 
La diabetes tipo 2 es una de las principales causas de morbilidad y mortalidad en el mundo. 
Se trata de una enfermedad caracterizada por la rápida elevación de los niveles de glucosa en 
sangre tras la ingesta de carbohidratos. 
Numerosos estudios están dirigidos a la búsqueda de componentes alimentarios que 
contribuyan a la prevención de la diabetes. Se ha demostrado que los compuestos fenólicos, 
fitoquímicos presentes en los alimentos de origen vegetal, y ciertos péptidos derivados de 
proteínas alimentarias muestran propiedades promotoras de la salud debido a su actividad 
antioxidante e inhibidora de enzimas digestivas claves en la degradación de carbohidratos. 
El objetivo de este estudio fue estudiar el efecto del cocinado y de la digestión gastrointestinal 
sobre el contenido de compuestos fenólicos y péptidos bioactivos de la maca y mashua negra, 
así como en la actividad antioxidante y de inhibición de las enzimas α-amilasa pancreática y 
α-glucosidasas intestinales. 
Los resultados sugieren que el cocinado redujo los compuestos bioactivos y el potencial 
biológico de la mashua negra. La digestión gastrointestinal aumentó la bioaccesibilidad de los 
compuestos fenólicos y el potencial antioxidante de ambos vegetales. En contraposición, la 
efectividad de la fracción fenólica de la mashua negra para inhibir las glicosidasas intestinales 
disminuyó en distintas fases de la digestión, no obstante, se detectaron valores considerables 
de actividad. En conclusión, la utilización de estos dos vegetales andinos como nuevos 
nutracéuticos o ingredientes alimentarios puede conducir a estrategias dietéticas efectivas para 
controlar la hiperglucemia postprandial asociada a la diabetes tipo 2. 
 
 3 
SUMMARY 
 
Type 2 diabetes is one of the main causes of morbidity and mortality in the world. It is a 
disease characterized by the rapid rise in blood glucose levels after the intake of 
carbohydrates. 
Numerous studies are focused on the search of food components that contribute to the 
prevention of diabetes. It has been shown that phenolic compounds, phytochemicals present 
in foods of plant origin, and certain bioactive peptides derived from food proteins show 
health-promoting properties due to their antioxidant activity and inhibition of digestive 
enzymes that are key in the degradation of carbohydrates. 
The objective of this study was to evaluate the effect of cooking and gastrointestinal digestion 
on the content of phenolic compounds and bioactive peptides of black maca and mashua, as 
well as on the antioxidant activity and inhibition of the pancreatic α-amylase and intestinal α-
glucosidases. 
The results suggest that cooking reduced bioactive compounds and the biological potential of 
black mashua. Gastrointestinal digestion increased the bioavailability of phenolic compounds 
and the antioxidant potential of both plants. In contrast, the effectiveness of the phenolic 
fraction of black mashua to inhibit intestinal glycosidases decreased in different phases of 
digestion, however, considerable values of activity were detected. In conclusion, the use of 
these two Andean vegetables as new nutraceuticals or food ingredients can lead to effective 
dietary strategies to control the postprandial hyperglycemia associated with type 2 diabetes. 
 
 
 4 
1. INTRODUCCIÓN. 
1.1. DIABETES. IMPORTANCIA, CONTROL Y PREVENCIÓN. 
Las enfermedades crónicas degenerativas son enfermedades de larga duración y 
progresión lenta que constituyen una de las primeras causas de muerte a nivel mundial. Las 
más comunes son las enfermedades cardiovasculares, el cáncer, la enfermedad pulmonar 
obstructiva crónica y la diabetes. 
La diabetes se caracteriza por tener una alta prevalencia enla población (Mata y col., 
2003). Según la Federación Internacional de Diabetes (IDF), la diabetes tipo 2 afectó a 415 
millones de adultos en 2015 y se estima que esta cifra aumentará a 642 millones en 2040 
(IDF, 2015). Se podría catalogar la diabetes como un problema de salud pública de elevada 
magnitud ya que deteriora la calidad de vida de las personas que lo padecen y aumenta el 
riesgo de muerte por enfermedad cardiovascular. Debido a ello, es importante el control 
estricto de los niveles de glucemia de estos pacientes ya que es el primer factor de riesgo 
cardiovascular a considerar. En los últimos años, la acumulación de evidencia de estudios 
prospectivos y ensayos controlados aleatorios indica que los cambios en la dieta y el estilo de 
vida son críticos para la prevención de la diabetes tipo 2 (Ley y col., 2016). 
Actualmente, la comunidad científica está mostrando un especial interés en la 
identificación de estrategias para la prevención o control de la diabetes a través de la 
alimentación. En este sentido, se está estudiando el efecto del consumo de alimentos de origen 
vegetal como fuentes naturales de fitoquímicos que puedan ofrecer protección frente a la 
diabetes tipo 2. 
La cordillera de los Andes, considerada la más larga del mundo, posee especies de plantas 
únicas de esta zona, así como frutas, semillas, raíces y tubérculos. Estos cultivos han sido 
utilizados durante siglos por la población nativa por sus propiedades saludables y actualmente 
están siendo un foco de interés debido a la amplia gama de nutrientes y fitoquímicos que 
poseen (Campos y col., 2018). Entre los tubérculos autóctonos de esta cordillera destacan la 
maca y la mashua, ya que gozan de un gran valor económico como cultivo alimenticio y 
medicinal. 
 
 5 
1.2. MATERIAS PRIMAS INTERESANTES PARA EL CONTROL DE LA 
DIABETES. 
1.2.1. MACA. 
 La maca (Lepidium meyenii Walpers) (Fig. 1) pertenece a la familia Brassicaceae. Es un 
tubérculo de reserva subterráneo de una planta originaria de Perú. La maca crece a 4000 
metros de altura y su cultivo se extendió por los Andes peruanos, chilenos y bolivianos hace 
2000 años (Gonzales, 2012). 
 
 
 
 
 
 
 
 Se han reconocido diferentes ecotipos de maca que se pueden distinguir por sus colores de 
raíz, pudiendo ser blanco (Yuraj), crema (Ccello), amarillo, rojo (Puka), crema con morado 
(Muru crema), blanco con morado (Muru blanco), morado (Milagro), gris (Ogu) o negro 
(Yana) (Zhang y col., 2017). La maca roja presenta un mayor contenido en proteínas y potasio 
pero menor en azúcares reductores, hierro y riboflavina que la negra, mientras que la amarilla 
contiene valores intermedios y es el tipo que más se cultiva. El color de los diferentes 
ecotipos se correlaciona con el contenido de compuestos bioactivos y la actividad biológica 
(Campos y col., 2018). 
 En 1992, la FAO recomendó la maca como alimento comestible inocuo, por lo que se ha 
promovido su cultivo global (Zhang y col., 2017). La maca se consume fresca o deshidratada 
y además de emplearse como alimento por su composición nutricional (Tabla 1), se le 
atribuye un uso medicinal debido a las funciones beneficiosas de sus compuestos bioactivos. 
 
Figura 1. Maca andina (Lepidium meyenii Walp.) 
 6 
Tabla 1. Composición nutricional de la maca deshidratada (Campos y col., 2018). 
Maca deshidratada 
8,9 % - 11,6 % Proteínas 
1,1 % - 2,2 % Lípidos 
54,6 % - 60,0 % Carbohidratos 
8,2 % - 9,1 % Fibra 
 
 Los tubérculos de maca deshidratados presentan un alto porcentaje de carbohidratos, 
siendo el almidón el componente principal. Su contenido en grasa es bajo y, en cuanto a la 
fibra, destacan la celulosa y la lignina. Por otro lado, exhibe un buen perfil de aminoácidos, ya 
que aproximadamente la mitad de su contenido son aminoácidos esenciales. 
 Además del contenido en macromoléculas, la maca es rica en minerales, entre los que 
destacan el Fe, Mn, I, Cu, Zn, Na y Ca, así como en vitaminas, principalmente del grupo B. 
Como ya se ha mencionado, contiene compuestos bioactivos, como son los fitosteroles, 
flavonoides, antocianinas, glucosinolatos, alcaloides (macamidas), taninos y saponinas. La 
mayoría son compuestos fenólicos a los que se les han atribuido los efectos beneficiosos para 
la salud de la maca, y por tanto, su uso medicinal. 
 Hay que tener en cuenta que la obtención de maca deshidratada se lleva a cabo mediante 
secado ambiental, por lo que las condiciones extremas empleadas junto con los 
procedimientos de manejo durante la cosecha y postcosecha pueden tener un efecto 
significativo en el contenido final de estos compuestos. Así, recientemente se han propuesto 
condiciones diferentes para secar la maca que se basan en la reducción del tiempo de secado 
(Campos y col., 2018). 
 Los estudios previos realizados en la maca se han centrado principalmente en la 
extracción y función fisiológica de los diversos componentes bioactivos. A la maca se le 
otorgan propiedades que incluyen la cicatrización, la regulación de la secreción hormonal, la 
estimulación del metabolismo, la actividad antidepresiva y la prevención o control de la 
anemia, la leucemia, el cáncer y el alcoholismo. También se han descrito efectos beneficiosos 
en el tratamiento de una amplia gama de enfermedades y afecciones médicas que incluyen las 
disfunciones sexuales, la osteoporosis, la memoria y aprendizaje y la protección de la piel 
 7 
contra la radiación ultravioleta (Campos y col., 2018). Investigaciones anteriores indicaron 
que los polisacáridos de la maca mostraron un efecto anti fatiga, hepatoprotector e 
inmunomodulador (Li y col., 2018). 
1.2.2. MASHUA. 
 La mashua (Tropaeolum tuberosum Ruíz y Pavón) (Fig. 2) pertenece a la familia 
Tropaeolaceae. Es una planta originaria de los Andes centrales cuyo cultivo se concentra en 
Colombia, Bolivia, Ecuador y Perú entre los 3500 y 4100 metros de altitud. Presenta mayor 
rendimiento que el resto de tubérculos, crece con facilidad y es muy tolerante a las bajas 
temperaturas. Además, se considera un cultivo muy valioso ya que es resistente a muchos 
insectos, nematodos, hongos y otros patógenos (Campos et al, 2018). 
 
 
 
 
 
 
 
 Existe una gran variabilidad de genotipos de mashua en términos de forma y color. El 
color varía de blanco a amarillo, existiendo también algunas variantes rojas o moradas. Esta 
diversidad parece estar correlacionada con el contenido de compuestos bioactivos presentes. 
Algunos estudios indican que la mashua morada tiene mayor capacidad antioxidante que la 
amarilla y presenta un contenido en compuestos fenólicos alto y similar al encontrado en otros 
alimentos antioxidantes de referencia (Chirinos y col., 2008). 
 Al igual que la maca, la mashua se emplea tanto en el ámbito alimentario como médico 
debido a su composición nutricional (Tabla 2) y su contenido en compuestos bioactivos. En 
gastronomía se emplea como ingrediente que se puede agregar a alimentos líquidos y es 
común consumirla hervida o cocida. 
Figura 2. Mashua andina (Tropaeolum tuberosum Ruíz y Pavón) 
 8 
 El tubérculo de la mashua es rico en nutrientes (Tabla 2) ya que aporta proteínas, 
carbohidratos (principalmente almidón), fibra y un bajo porcentaje de grasa. Además, posee 
un importante contenido en vitamina C y contiene carotenoides (β-caroteno). 
Tabla 2. Composición nutricional de la mashua (Campos y col., 2018). 
Mashua 
6,9% - 15,7% Proteínas 
0,1% - 1% Lípidos 
69,7 % - 85,8 % Carbohidratos (41,35 % Almidón) 
4,8 % - 8,6 % Fibra 
 
La popularidad del consumo de este tubérculo radica en sus propiedades promotoras de la 
salud relacionadas con la presencia de compuestos bioactivos que incluyen antocianinas, 
glucosinolatos y compuestos fenólicos (Chirinos y col., 2007). El consumo de mashua se ha 
relacionado con la mejora de la salud ya que influye en el alivio de los dolores renales y 
hepáticos y trastornos prostáticos(Betalleluz-Pallardel y col., 2012). Además, también se 
emplea como antibiótico y para el tratamiento de úlceras en la piel, diabetes y recuperación 
postparto. Algunos extractos de mashua ricos en tiocianatos han mostrado actividad 
anticarcinogénica in vitro en líneas celulares de cáncer de colon y próstata (Campos y col., 
2018). 
 
1.3. EFECTOS DE LOS COMPUESTOS FENÓLICOS SOBRE LA SALUD. 
Los compuestos fenólicos son sustancias bioactivas que se encuentran en casi todos los 
alimentos de origen vegetal y son componentes importantes de la dieta humana. Los 
compuestos fenólicos que encontramos en los distintos alimentos vegetales constituyen una 
fracción muy compleja formada por una gran diversidad de compuestos, como flavonoides, 
antocianinas, flavonoles, flavonas, ácidos fenólicos, ligninas, estilbenos, entre otros, y 
algunos todavía no identificados. 
Estudios epidemiológicos y de intervención dietética muestran que el consumo de 
alimentos ricos en compuestos fenólicos es inversamente proporcional a la prevalencia de 
 9 
diabetes (Tan y col., 2017). Los estudios experimentales han demostrado que los flavonoides 
pueden reducir la glucosa sanguínea postprandial al inhibir la digestión de carbohidratos. Los 
compuestos fenólicos pueden tener un papel clave en la inhibición de enzimas digestivas, 
como es el caso de la α–amilasa y la α–glucosidasa a través de uniones no específicas (Tan y 
col., 2017). Las enzimas α–amilasa y α–glucosidasa participan en la digestión del almidón, 
que constituye una de las principales fuentes de glucosa en sangre. La hidrólisis de éste por la 
α–amilasa produce maltosa, sacarosa y otros oligosacáridos que posteriormente son 
hidrolizados a glucosa por la α–glucosidasa (Nyambe-Silavwe y col., 2015). Por tanto, los 
compuestos fenólicos pueden contribuir a controlar la respuesta glucémica mediante la 
inhibición de estas enzimas asociadas a la digestión de carbohidratos (Zhang y col., 2015). 
Este control es clave para el tratamiento de la diabetes ya que generalmente se manifiesta con 
una elevación persistente en los niveles de glucosa que resulta en alteraciones del 
metabolismo de carbohidratos, lípidos y proteínas (Xu y col., 2018). 
Varios trabajos han demostrado que los compuestos fenólicos desempeñan un papel como 
antioxidantes a través de la restauración de enzimas antioxidantes o atrapando especies 
reactivas de oxígeno, contribuyendo así a la atenuación del estrés oxidativo, condición 
asociada al desarrollo de la resistencia a la insulina y la disfunción pancreática (Alkhalidy y 
col., 2018). En este sentido, la ingesta de compuestos fenólicos se ha relacionado con una 
reducción en la incidencia de diabetes tipo 2 (Zamora-Ros y col., 2014). 
Adicionalmente, los compuestos fenólicos pueden ejercer un papel regulador de los 
niveles de glucosa en sangre por otros mecanismos que incluyen la inhibición del transporte 
de glucosa en el intestino delgado, aumentando la eliminación de glucosa en los tejidos y 
protegiendo y regenerando las células dañadas y/o potenciando la secreción de insulina 
pancreática (Alkhalidy y col., 2018). 
 
1.4. EFECTO DEL TRATAMIENTO TÉRMICO SOBRE LOS COMPUESTOS 
FENÓLICOS. 
Si bien muchos vegetables que forman parte de nuestra dieta se consumen crudos, otros 
requieren ser cocinados. Los procesos tecnológicos y los hábitos culinarios de los 
consumidores inducen cambios en los alimentos tales como pérdida de agua, cambios en el 
contenido total de grasa, degradación de compuestos termolábiles y formación de otros 
 10 
debido a reacciones con otros compuestos presentes en los alimentos inducidas por el calor 
(Juániz y col., 2016). 
La fracción de compuestos fenólicos de los alimentos también puede verse afectada por 
los procesos térmicos y, en consecuencia, su capacidad antioxidante y antidiabética. Los 
resultados publicados acerca del efecto del tratamiento térmico sobre los compuestos 
fenólicos no son claros, ya que difieren en función del vegetal (Juániz y col., 2016). Las 
diferencias de susceptibilidad al procesado térmico dependen de la estructura de los 
compuestos fenólicos y de la subclase a la que pertenecen (Chávez-Servín y col., 2018). 
En la mayoría de estudios donde se evalúa el contenido en compuestos fenólicos tras el 
tratamiento térmico, éstos exhiben una gran estabilidad durante el proceso, siendo la pérdida 
menor al 50% (Casati y col., 2015). 
Hay estudios que reflejan que los tratamientos térmicos como hervir, freír y microondas 
pueden favorecer la liberación de compuestos fenólicos de las estructuras de la pared celular 
del alimento (Beta y col., 2018). Un ejemplo de ello se encontró en la investigación de Juániz 
y col (2016), en la cual se estudió el impacto de la cocción sobre la capacidad antioxidante y 
los perfiles de compuestos fenólicos de cebolla, pimiento verde y cardo. Demostraron que los 
tratamientos térmicos tendieron a aumentar el contenido en compuestos fenólicos en los 
vegetales, por lo que sugirieron que la destrucción térmica de las paredes celulares y los 
compartimentos subcelulares durante el proceso de cocción favorecía la liberación de estos 
compuestos. La ruptura de las estructuras de la planta podría facilitar la acción de enzimas 
gastrointestinales aumentando así la biodisponibilidad de compuestos fenólicos y, en 
consecuencia, sus beneficios para la salud. Sin embargo, se requieren más estudios para 
investigar si el aumento de los compuestos fenólicos por tratamiento térmico también 
aumenta la biodisponibilidad de éstos después del consumo. 
 
1.5. INFLUENCIA DE LA DIGESTIÓN GASTROINTESTINAL EN LA 
BIOACCESIBILIDAD DE COMPUESTOS FENÓLICOS. 
La digestión gastrointestinal es un proceso metabólico en el que los alimentos ingeridos 
son transformados en nutrientes disponibles para su absorción por el organismo. Tanto la 
digestión como la absorción de nutrientes es necesaria para la supervivencia de todos los 
 11 
organismos vivos ya que intervienen en numerosas funciones celulares y proporcionan 
energía. 
Las transformaciones producidas en los alimentos durante la digestión pueden afectar 
positiva o negativamente a sus componentes. Los extractos de maca y mashua parecen ser una 
fuente prometedora de ingredientes funcionales debido a su alto contenido en compuestos 
fenólicos. Por ello, es necesario evaluar la influencia de la digestión en el potencial bioactivo 
de estos compuestos y establecer su bioaccesibilidad para determinar su valor nutricional y 
posibles efectos beneficiosos (Jara-Palacios y col., 2018). 
Las investigaciones sobre la bioaccesibilidad de compuestos fenólicos de las matrices 
sólidas son importantes ya que sólo los compuestos liberados de sus matrices alimentarias a la 
luz gastrointestinal son potencialmente biodisponibles para su absorción y están en 
condiciones de ejercer sus efectos biológicos beneficiosos (Tagliazucchi y col., 2010). 
Se ha establecido en estudios previos que la digestión gastrointestinal tiene un efecto 
reductor sobre la cantidad de compuestos fenólicos, sin embargo, los valores siguen siendo 
altos, puesto que muchos de los compuestos fenólicos presentan una alta estabilidad a las 
condiciones gastrointestinales (Jara-Palacios y col., 2018). 
A pesar de que los estudios realizados en humanos o animales, es decir, los métodos in 
vivo, proporcionan una información más fiel de la realidad, éstos son complejos, costosos y 
tienen restricciones éticas. Debido a ello, está incrementándose la utilización de los métodos 
in vitro para simular la digestión humana, como el método desarrollado por Minekus y col., 
(2014) que simula las fases oral, gástrica y del intestino delgado y, en ocasiones, la 
fermentación del intestino grueso. Estos métodos intentan imitar las condiciones fisiológicas 
in vivo, teniendo en cuenta la presencia de enzimas digestivas y sus concentraciones, pH, 
tiempo de digestión y concentracionesde sal, entre otros factores. 
 
 12 
2. HIPÓTESIS Y OBJETIVOS. 
La diabetes tipo 2 es una de las mayores causas de mortalidad a nivel mundial (IDF, 
2015). Su prevalencia se ha incrementado en los últimos años alcanzando dimensiones 
epidémicas. Este aumento está asociado a cambios en el estilo de vida basados en el consumo 
de dietas ricas en carbohidratos simples y disminución de la actividad física (Sevilla-Asencio 
y col., 2013). Se estima que la prevalencia de la diabetes crecerá en los próximos años y 
aumentará aún más la carga sobre los servicios de asistencia sanitaria y bienestar de los 
gobiernos en todo el mundo. Por lo tanto, es imprescindible identificar estrategias para 
prevenir y controlar esta afección. 
La característica distintiva de la diabetes tipo 2 es el aumento de los niveles de glucosa en 
sangre debido a la acción deficiente de la insulina y/o de la secreción de insulina. Uno de los 
componentes clave en la etiología de la diabetes es la resistencia a la insulina, condición 
responsable de los niveles elevados de glucosa plasmática. La inhibición de las enzimas 
encargadas de la digestión de los carbohidratos de la dieta es una de las terapias más 
eficientes para disminuir la hiperglucemia. Por otro lado, la atenuación del estrés oxidativo 
que subyace a la resistencia a la insulina puede contribuir a revertir esta condición patológica. 
La investigación preclínica con péptidos bioactivos y compuestos fenólicos en los últimos 
años sugiere el potencial de estos compuestos para ejercer efectos fisiológicos beneficiosos 
sobre la homeostasis de la glucosa y en la protección frente al estrés oxidativo (Iwaniak y col., 
2018; Williamson, 2013). Los mecanismos de acción de los compuestos fenólicos y péptidos 
bioactivos en la reducción del riesgo de diabetes son múltiples y, entre ellos, se incluyen la 
inhibición de las enzimas digestivas α-amilasa y α-glucosidasa así como sus propiedades 
antioxidantes (Hanhineva y col., 2010; Ngoh, 2017; Vilcacundo y col., 2017). La 
acumulación de evidencia que apoya la noción de que los compuestos fenólicos y los péptidos 
bioactivos pueden controlar los niveles de glucosa en sangre y proteger frente al estrés 
oxidativo y, por tanto, reducir el riesgo de desarrollar diabetes tipo 2, supone una gran 
oportunidad para el desarrollo y comercialización de nuevos alimentos y bebidas enriquecidos 
en estos compuestos bioactivos con beneficios para la salud. 
La maca y la mashua son dos tubérculos de origen andino que están cobrando cada vez 
mayor relevancia por su potencial bioactivo. Sin embargo, existe un conocimiento muy 
limitado sobre su aplicación como alimentos o ingredientes multifuncionales con acción doble 
 13 
sobre la modulación de la digestión de carbohidratos y el estrés oxidativo. En este sentido, la 
búsqueda de nuevos alimentos naturales con propiedades inhibidoras de la digestión de 
carbohidratos y antioxidantes se plantea como una estrategia que contribuirá a combatir las 
posibles causas del desarrollo de enfermedades tan recurrentes en las sociedades occidentales 
como la diabetes y sus complicaciones. 
Para conocer el potencial efecto protector de nuevos alimentos frente a la diabetes, es 
necesario estudiar el efecto de los procesos culinarios y de la digestión gastrointestinal, ya que 
ambos pueden influir en el contenido de compuestos bioactivos y, por tanto, en su actividad 
biológica. Profundizar en este estudio sería de interés para poder catalogar estos vegetales 
poco conocidos como alimentos funcionales o nutracéuticos y comercializarlos en un futuro. 
Además, al tratarse de una fuente de fitoquímicos de origen natural, es de suponer que 
recibirán gran aceptación por parte de los consumidores, lo que beneficiará a la industria 
alimentaria. 
El desarrollo del presente Trabajo de Fin de Master tiene como objetivo general la 
identificación de nuevos alimentos (maca y mashua negra) con capacidad antidiabética y su 
propuesta de valorización como fuentes de compuestos fenólicos y péptidos bioactivos 
capaces de modular la digestión de carbohidratos a través de la inhibición de las enzimas α-
amilasa pancreática y α-glucosidasas intestinales así como el estrés oxidativo mediante la 
captación de radicales peroxilo. 
 
Para lograr este objetivo se propusieron los siguientes objetivos específicos: 
1. Caracterización de la composición proximal, contenido de compuestos fenólicos, 
péptidos de polvo de maca gelatinizado y mashua negra así como sobre sus 
actividades antioxidante e inhibidora de las enzimas α-amilasa pancreática y α-
glucosidasas intestinales. 
2. Estudio del efecto del cocinado sobre la composición proximal, el contenido de 
compuestos fenólicos y péptidos de mashua negra así como sobre sus actividades 
antioxidante e inhibidora de las enzimas α-amilasa pancreática y α-glucosidasas 
intestinales. 
3. Estudio del efecto de la digestión gastrointestinal en condiciones fisiológicas 
simuladas de polvo de maca negra gelatinizado, mashua negra cruda y cocida sobre el 
 14 
contenido de compuestos fenólicos, péptidos y actividades antioxidante e inhibidora 
de las enzimas α-amilasa pancreática y α-glucosidasas intestinales. 
3. MATERIALES Y MÉTODOS. 
3.1. MATERIAL VEGETAL. 
En este estudio se han analizado dos muestras vegetales diferentes, polvo gelatinizado de 
maca negra y tubérculos de mashua negra (Tabla 3). Las muestras de maca fueron obtenidas 
del Departamento de Pasco, provincia de Pasco (Distrito de Ninacaca a 4140 metros de 
altitud), y las muestras de mashua fueron obtenidas del Departamento de Junín, provincia de 
Tarma (Distrito de San Pedro de Cajas a 4014 metros de altitud). 
Tabla 3. Genotipos de maca y mashua analizados. 
Tubérculo (genotipo) 
Maca negra (Lepidium meyenii Walp.) Cruda 
Mashua negra (Tropaeolum tuberosum Ruíz y Pavón) 
Cruda 
Cocida 
 
Los tubérculos de mashua fueron sometidos a un procedimiento culinario que consistió en la 
cocción a vapor durante 30 min en un robot de cocina Thermomix (Vorwerk). Los tubérculos 
de mashua crudos y cocinados se congelaron a -20ºC y se liofilizaron. Por último, se procedió 
a su molienda y posterior conservación a vacío a -20ºC hasta su análisis. El polvo gelatinizado 
procedente de la maca negra se envasó también a vacío y se conservó a -20ºC hasta su 
análisis. 
 
3.2. COMPOSICIÓN PROXIMAL. 
La composición proximal de maca y mashua se determinó de acuerdo a los métodos 
descritos por la AOAC (2016): humedad, mediante el método 925.10; contenido proteico, 
mediante el método 920.87; contenido de grasa, mediante el método 922.06; contenido de 
cenizas, mediante el método 923.03; y contenido de hidratos de carbono, calculado por 
diferencia: 100 - (% proteínas + % grasa + % humedad + % cenizas). 
 15 
3.3. PREPARACIÓN DE LOS EXTRACTOS. 
Se obtuvieron extractos acuosos, metanólicos y alcalinos del material vegetal liofilizado 
empleando diversos solventes. Para ello, 0,5 g de cada una de las muestras liofilizadas 
(harina) se incubaron en 10 mL del solvente de extracción correspondiente, en agitación 
constante a temperatura ambiente y durante un tiempo determinado, tal y como se muestra en 
la Tabla 4. La extracción se realizó por duplicado para cada muestra. 
Después de la incubación, los extractos se centrifugaron a 10.000 rpm durante 10 minutos 
a 10 ºC y el sobrenadante se filtró a través de papel de filtro (Whatman nº1). Se tomaron 
alícuotas del sobrenadante (1 mL) para llevar a cabo la determinación de la actividad 
antioxidante, el contenido de compuestos fenólicos totales y el de péptidos. Para la 
determinación de la capacidad de inhibición enzimática, las alícuotas se evaporaron en un 
concentrador a vacío a 35 ºC durante 16 h (GeneVac, miVac DUOConcentrator) y se registró 
el peso seco del extracto. 
Tabla 4. Solventes, tiempos y aplicaciones de los diferentes extractos utilizados en el estudio.Extracto 
Medio de 
extracción 
Tiempo de 
incubación 
Determinaciones 
Acuoso 
 Agua bidestilada 1 hora 
Actividad antioxidante 
Contenido de compuestos fenólicos 
Contenido de péptidos 10 kDa 
Capacidad de inhibición enzimática 
(α-glucosidasas y α-amilasa) 
Metanólico 
(MeOH:HCl)/H
2O en 
proporción 
[(1000:1)80]/20 
16 horas 
Actividad antioxidante 
Contenido de compuestos fenólicos 
Capacidad de inhibición enzimática 
(α-glucosidasas y α-amilasa) 
Alcalino NaOH 2M 16 horas 
Actividad antioxidante 
Contenido de compuestos fenólicos 
 
 16 
3.4. DETERMINACIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIOXIDANTE. 
La actividad antioxidante de los extractos se determinó mediante el ensayo ORAC, que 
evalúa la capacidad de neutralizar radicales de oxígeno. Este ensayo se basa en la 
transferencia de un átomo de hidrógeno de los antioxidantes presentes en las muestras a los 
radicales libres del medio. Para que la reacción tenga lugar se emplea el reactivo AAPH como 
radical iniciador ya que reacciona con el oxígeno generando los radicales libres peroxilo 
(ROO-) (Figura 3, reacción 1). También se emplea la fluoresceína como sonda fluorescente 
que emite fluorescencia cuando se excita con luz azul (465-490 nm). La fluoresceína es 
oxidada al reaccionar con los radicales peroxilo (ROO-) del medio formando un producto no 
fluorescente (Figura 3, reacción 2). Por tanto, a medida que avanza la reacción, la 
fluoresceína se consume y la fluorescencia va disminuyendo, de modo que si se representa la 
disminución de la fluorescencia en función del tiempo se obtiene una curva. 
Al llevar a cabo la reacción en presencia de la muestra problema, los compuestos 
antioxidantes contenidos en ella protegerán a la fluoresceína de la oxidación cediendo un 
átomo de hidrógeno a los radicales peroxilo (Figura 3, reacción 3) y por tanto, ralentizan la 
caída de la fluorescencia. La protección del antioxidante se mide comparando el área de 
fluorescencia bajo la curva de la muestra con el área bajo la curva del blanco, donde el 
antioxidante no está presente. 
 
La determinación se llevó a cabo en placas de 96 pocillos empleando un lector de placas 
multipocillo Synergy HT (Biotek) por triplicado. Para ello, se añadió a cada pocillo 30 μL de 
Trolox (patrón), tampón fosfato sódico 75 mM pH 7,4 (blanco) o muestra diluida en tampón 
fosfato sódico 75 mM pH 7,4 y 180 μL de la solución de fluoresceína 116,9 nM (Tabla 5). El 
Figura 3. Reacciones químicas que tienen lugar durante el ensayo ORAC. 
 17 
protocolo del ensayo incluye una pre-incubación de 15 minutos a 37 ºC seguida de una 
dosificación automática de 90 μL de la solución de AAPH 40 mM, una agitación automática 
de la placa y por último, una lectura cada 2 minutos de la fluorescencia a longitudes de onda 
de excitación y emisión (485 y 528 nm respectivamente) durante 2 horas y 30 minutos. 
Tabla 5. Reactivos y soluciones empleadas en el ensayo ORAC (Sigma Aldrich Chemical 
Co., St Louis, MO). 
Reactivos 
Tampón fosfato sódico 75 mM pH 7,4 
Solución de 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcroman-2-carboxílico 4 mM en tampón fosfato 
sódico 75 mM pH 7,4 
Solución de fluoresceína sódica 116,9 nM en tampón fosfato sódico 75 mM pH 7,4 
Solución de 2,2’-Azobis (2-metilpropionamidina) dihidroclorato (AAPH) 40 mM en 
tampón fosfato sódico 75 mM pH 7,4 
 
Para calcular la capacidad antioxidante de las muestras se realizó una recta patrón de 
Trolox (0-160 μM). Se utilizó la ecuación de esta recta, que se obtuvo representando los 
valores del área bajo la curva de los patrones de Trolox frente a su concentración (μM). El 
valor ORAC se calculó utilizando la Ecuación 1 y los valores finales se expresaron como 
μmol de Trolox equivalentes/g de muestra liofilizada. 
 
 
 
 
3.5. DETERMINACIÓN DE COMPUESTOS FENÓLICOS TOTALES. 
El contenido de compuestos fenólicos totales de los extractos se determinó mediante el 
método de Folin-Ciocalteu, basado en la capacidad de los compuestos fenólicos de reaccionar 
frente a agentes oxidantes. Este reactivo contiene molibdato y tungstato sódico, que al 
reaccionar con los compuestos fenólicos presentes en las muestras, forman complejos 
cromógenos de color azul intenso que presentan su máximo de absorción a 739 nm. La 
𝑉𝑎𝑙𝑜𝑟 𝑂𝑅𝐴𝐶 = (
𝐴𝑈𝐶𝑀𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 − 𝐴𝑈𝐶𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙
𝐴𝑈𝐶𝑇𝑟𝑜𝑙𝑜𝑥 − 𝐴𝑈𝐶𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙
) × 𝑓 × 𝑇𝑟𝑜𝑙𝑜𝑥 
Ecuación 1. Ecuación para el cálculo del valor ORAC. AUC = Área bajo 
la curva; f = factor de dilución de los extractos. (Zapata y col, 2014). 
 18 
absorbancia registrada es proporcional a la cantidad de grupos fenólicos presentes en las 
muestras (Cruzado y col, 2013). 
La reacción se realizó en tubos eppendorf con 100 μL de muestra, patrón (ácido gálico) o 
blanco (agua Milli-Q), 625 μL de agua Milli-Q, 250 μL de carbonato sódico al 7,5% y 25 μL 
del reactivo de Folin-Ciocalteu 2N (Tabla 6). Los tubos se incubaron durante 2 horas a 
temperatura ambiente y en oscuridad. Por último, se llevó a cabo la lectura de la absorbancia a 
739 nm en placas de 96 pocillos empleando un lector de placas multipocillo (Synergy HT, 
Biotek) y añadiendo 200 μL de las mezclas de reacción en cada pocillo. La determinación se 
realizó por triplicado para cada muestra. Para calcular el contenido en compuestos fenólicos 
de las muestras se realizó una curva patrón de ácido gálico (0-225 μg/mL). Los datos finales 
se expresaron como mg de ácido gálico equivalentes/g de muestra liofilizada. 
Tabla 6. Reactivos y soluciones utilizadas para la determinación de compuestos fenólicos 
(Sigma Aldrich Chemical Co). 
Reactivos 
Solución de carbonato sódico al 7,5% (p/v) 
Reactivo de Folin-Ciocalteu 2N 
Solución stock de ácido gálico 450 μg/mL 
 
3.6. DETERMINACIÓN DE PÉPTIDOS (<10 kDa). 
La determinación del contenido en péptidos se llevó a cabo utilizando el kit Pierce 
Quantitative Colorimetric Peptide Assay (Thermo Fisher Scientific). Este ensayo se realizó en 
los extractos acuosos ya que en soluciones acuosas, además de los compuestos fenólicos, 
pueden extraerse otros componentes potencialmente bioactivos de la matriz vegetal, como son 
los péptidos. La cuantificación de los péptidos se hizo tras la posterior ultrafiltración de las 
muestras (500 μL) por membranas de celulosa con un tamaño de poro de 10 kDa (Thermo 
Fisher Scientific) durante 20 minutos a 10 ºC y 11.000 rpm y se utilizó el filtrado para la 
determinación. Se ha realizado la ultrafiltración mencionada ya que se ha descrito que los 
péptidos bioactivos tienen bajo peso molecular, por debajo de 12 kDa generalmente (Li y col., 
2018) de modo que el contenido de péptidos de pequeño tamaño podría relacionarse con la 
bioactividad observada en las materias primas analizadas. 
 19 
La determinación se realizó en placas de 96 pocillos empleando un lector de placas 
multipocillo Synergy HT (Biotek) por triplicado. En cada pocillo se adicionaron 20 μL de 
muestra o patrón y 180 μL de la solución de trabajo preparada previamente según el protocolo 
del kit. La placa se incubó durante 15 minutos a 37 ºC y se midió la absorbancia a 480 nm. 
Para conocer la cantidad de péptidos presentes en las muestras se realizó una curva patrón 
utilizando un estándar de referencia de digestión de péptidos (0-1000 μg/mL) siguiendo el 
protocolo del kit. Los resultados se expresaron como mg de péptidos /g de muestra liofilizada. 
 
3.7. ENSAYOS DE INHIBICIÓN DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA. 
Para llevar a cabo los ensayos de inhibición enzimática se utilizaron los extractos 
metanólicos y acuosos obtenidos a partir de las muestras. Se descartó el uso del extracto 
alcalino ya que se observó que el NaOH utilizado para la extracción se concentraba al 
evaporar a vacío, modificando las condiciones de pH óptimas del ensayo cuando los extractos 
secos se reconstituían en el buffer correspondiente, y, por tanto, era responsable de la 
inactivación enzimática aportando datos erróneos.3.7.1. ENSAYO DE INHIBICIÓN DE LA ACTIVIDAD α-AMILASA. 
La inhibición de la actividad α-amilasa de los extractos metanólicos y acuosos de las 
muestras vegetales se determinó siguiendo un método previo adaptado (Johnson y col., 2011). 
La capacidad de inhibición enzimática de los extractos se comparó con un inhibidor conocido 
de la enzima α-amilasa, la acarbosa (0,01-2 mM) que retrasa la digestión de carbohidratos y 
por tanto, el aumento de glucosa postprandial (González-Sánchez y col., 2012). 
Los extractos secos se reconstituyeron en tampón fosfato sódico 20 mM conteniendo 6,7 
mM de NaCl pH 6,9 (Tabla 7) y se prepararon diferentes concentraciones (0.4-4 mg/mL) 
antes de realizar el ensayo. La mezcla de reacción se llevó a cabo en tubos eppendorf de 1,5 
mL que contenían 50 μL de muestra, control positivo (acarbosa) o control negativo (tampón 
fosfato sódico 20 mM conteniendo 6,7 mM de NaCl pH 6,9), 100 μL de enzima α-amilasa (2 
U/mL) o tampón fosfato sódico 20 mM conteniendo 6,7 mM de NaCl pH 6,9 (blancos de 
reacción) y 100 μL de la solución de almidón 1% (Tabla 7). Las mezclas de reacción se pre-
incubaron en un termomezclador (Eppendorf) durante 5 minutos a 20 ºC y 1.000 rpm antes de 
la adición del sustrato (solución de almidón) y 6 minutos a 20 ºC y 1.000 rpm tras adicionarlo. 
 20 
Tabla 7. Reactivos y soluciones utilizadas para la determinación de la inhibición de la 
actividad de la enzima α-amilasa (Sigma Aldrich Chemical Co., Panreac AplliChem 
Scharlab Chemicals y Carlo Erba Reagents). 
Reactivos 
Solución de NaOH 1M y 2M (NaOH 97% en lentejas (Panreac) en agua destilada) 
Tampón fosfato sódico 20 mM con 6,7 mM de NaCl pH 6,9 (fosfato sódico 
monohidrato (Sigma) y NaCl (Scharlab) en agua destilada y ajuste de pH con NaOH 
1M (Panreac) 
Solución de almidón soluble de patata 1% (Sigma) en tampón fosfato sódico 20 
mM con 6,7 mM de NaCl pH 6,9 
Tampón Tris-HCl 25 mM, pH 7,5 con 100 mM de KCl (Trizma-base (Sigma) en 
agua destilada con ajuste de pH con HCl (Scharlab) y adición de KCl (Carlo Erba)) 
Solución de tartrato potásico sódico (Sigma) en NaOH 2M 
Solución 3,5-dinitrosalicílico (DNS) 96 mM (Sigma) en agua destilada 
Solución de color (mezcla de DNS, tartrato potásico sódico y agua destilada) 
Solución stock de α-amilasa de páncreas porcino Tipo IV-B 10U/mL en tampón 
Tris-HCl pH 7,5, 100 mM KCl (Sigma) 
Solución stock de acarbosa 10 mM (Sigma) en tampón fosfato sódico 20 mM con 
6,7 mM de NaCl pH 6,9 
Solución stock de maltosa 0,2% (Sigma) 
 
Después de la incubación se añadieron 100 μL de la solución de color (Tabla 7) en todos 
los tubos de muestra, blancos, acarbosa y curva patrón de maltosa, se agitaron a 1.500 rpm y 
se incubaron a 100 ºC durante 15 minutos sin agitación. Por último, todos los tubos se 
enfriaron en hielo durante 3 minutos y se añadió agua destilada hasta un volumen de 1 mL. 
Se utilizaron 200 μL de cada una de las mezclas de reacción y blancos para la lectura de la 
absorbancia a 540 nm en un lector de placas multipocillo Synergy HT (Biotek) por triplicado. 
Finalmente, la cantidad de maltosa presente en las muestras y sus blancos se determinó 
usando una curva patrón de maltosa (0-2,23 mg/mL). 
El % de inhibición de las muestras sobre la actividad de la enzima α-amilasa se determinó 
mediante la siguiente ecuación (Ecuación 2). 
 
 
 
% 𝐼𝑛ℎ𝑖𝑏𝑖𝑐𝑖ó𝑛 = 
 𝑚𝑎𝑙𝑡𝑜𝑠𝑎 𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙 − 𝑚𝑎𝑙𝑡𝑜𝑠𝑎 𝑀𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
 𝑚𝑎𝑙𝑡𝑜𝑠𝑎 𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙
 × 100 
Ecuación 2. Ecuación empleada para el cálculo del % de inhibición de 
la actividad enzimática. [maltosa] = Concentración de maltosa en 
mg/mL. 
 21 
La actividad inhibidora de las muestras se expresó como concentración inhibitoria 
máxima media (IC50). Para la determinación del valor IC50 (expresado en mg/mL) se 
construyó una curva dosis-respuesta representando el % de inhibición (eje y) frente al 
logaritmo de la concentración de muestra o acarbosa en mg/mL (eje x) y ajustando 
posteriormente los datos a una regresión no lineal de tipo sigmoidal utilizando el software 
Graphpad Prism v4.03 (Graphpad Software Inc). 
 
3.7.2. ENSAYO DE INHIBICIÓN DE LA ACTIVIDAD α-GLUCOSIDASA. 
El ensayo para determinar la inhibición de la actividad enzimática α-glucosidasa de los 
extractos metanólicos y acuosos de las muestras vegetales se realizó siguiendo un método 
previo adaptado (Satoh y col., 2015). 
Los extractos se reconstituyeron en buffer maleato 0,1 M pH 6,9 (Tabla 8) para la 
preparación de diferentes soluciones de muestra a distintas concentraciones (0,005-10 
mg/mL). La mezcla de reacción se llevó a cabo en tubos eppendorf de 1,5 mL que contenían 
100 μL de muestra, control positivo (acarbosa) o control negativo (buffer maleato 0,1 M pH 
6,9), 50 μL de enzima α-glucosidasa o buffer maleato 0,1 M pH 6,9 (blancos de reacción) y 
50 μL de sustrato (sacarosa o maltosa) (Tabla 8). Las mezclas de reacción se pre-incubaron en 
un incubador en agitación (Eppendorf) durante 5 minutos a 37 ºC y 1.000 rpm antes de la 
adición del sustrato y 30 minutos a 37 ºC y 1.000 rpm tras adicionarlo. Se llevaron a cabo dos 
reacciones en paralelo por duplicado utilizando diferentes sustratos, sacarosa o maltosa. Tras 
la incubación, las reacciones se inactivaron introduciendo los tubos de reacción en un baño de 
agua a 100 ºC durante 5 minutos, y por último, se centrifugaron a 20 ºC y 10.000 rpm durante 
5 minutos para recoger el sobrenadante. El sobrenadante se utilizó para llevar a cabo la 
determinación de la concentración de glucosa. 
 
 
 
 22 
Tabla 8. Reactivos y soluciones utilizadas para la determinación de la inhibición de la 
actividad de la enzima α-glucosidasa (Sigma Aldrich Chemical Co., Merck Millipore y 
Panreac AplliChem). 
Reactivos 
Solución stock de acarbosa 10 mM (Sigma) 
Solución stock de maltosa 2mM (Sigma) 
Solución stock de sacarosa 20 mM (Merck) 
Solución de NaOH 1 M (NaOH 97% en lentejas (Panreac) en agua destilada) 
Buffer maleato 0,1 M pH 6,9 (Ácido maleico (Sigma) en agua destilada y NaOH 1 
M para ajustar el pH) 
Solución stock de enzima α-glucosidasa (polvo acetónico de intestino de rata) 
(Sigma) en buffer maleato 0,1M pH 6,9 
 
La concentración de glucosa obtenida en cada una de las mezclas de reacción se cuantificó 
utilizando el kit Amplex Red Glucose/Glucose Oxidase Assay (ThermoFisher Scientific). Se 
llevó a cabo un ensayo colorimétrico midiéndose la absorbancia a 560 nm y 25 ºC en placas 
de 96 pocillos empleando un lector de placas multipocillo Synergy HT (Biotek). En cada 
pocillo se adicionaron 50 μL de muestra, control positivo o control negativo y 50 μL de una 
solución de trabajo preparada a partir del reactivo Amplex Red (100 μM), peroxidasa de 
rábano (0,2 U/mL) y glucosa oxidasa (2 U/mL) siguiendo el protocolo del kit. 
Finalmente, la concentración de glucosa se determinó usando una curva patrón de glucosa 
(0-400 μM) preparada a partir de un stock de glucosa de 400 mM (72 mg/mL). 
El % de inhibición de las muestras sobre la actividad sacarasa y maltasa de la enzima α-
glucosidasa se determinó mediante la siguiente ecuación (Ecuación 3): 
 
 
 
 
La actividad inhibidora de las muestras se expresó como concentración inhibitoria 
máxima media (IC50). Para la determinación del valor IC50 (expresado en mg/mL) se 
construyó una curva dosis-respuesta representando el % de inhibición (eje y) frente al 
% 𝐼𝑛ℎ𝑖𝑏𝑖𝑐𝑖ó𝑛 = 
 𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑠𝑎 𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙 − 𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑠𝑎 𝑀𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎
 𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑠𝑎 𝐶𝑜𝑛𝑡𝑟𝑜𝑙
 × 100 
Ecuación 3. Ecuación empleada para el cálculo del % de inhibición de 
la actividad enzimática. [glucosa] = Concentración de glucosa en μM. 
 23 
logaritmo de la concentración de muestra o acarbosa en mg/mL (eje x) y ajustando 
posteriormente los datos a una regresión no lineal de tipo sigmoidal utilizando el software 
Graphpad Prism v4.03 (Graphpad Software Inc). 
 
3.8. DIGESTIÓN IN VITRO. 
Como ya se ha mencionado enla introducción, es importante evaluar la estabilidad de los 
compuestos fenólicos y otros compuestos bioactivos presentes en los alimentos durante el 
proceso de digestión gastrointestinal para determinar su potencial bioactivo y establecer su 
bioaccesibilidad real (Jara-Palacios y col., 2018). Para ello, se simuló el proceso de digestión 
mediante un modelo in vitro siguiendo el protocolo descrito por Minekus y col., (2014). 
Se digirió una cantidad de muestra equivalente a un 3% de proteína como se indica en la 
Tabla 9. 
Tabla 9. Contenido en proteína y cantidad de harina empleada en el proceso de digestión para 
cada una de las muestras. 
Muestra Contenido en proteína (%) Cantidad de harina (g/10mL) 
Maca cruda 10,89 2,75 
Mashua cruda 7,45 4,02 
Mashua cocida 7,11 4,27 
 
El procedimiento de digestión consistió en someter cada una de las muestras liofilizadas 
(harina) a las diferentes etapas de la digestión gastrointestinal: oral, gástrica e intestinal. Las 
digestiones se llevaron a cabo en tubos falcon de 50 mL y se utilizaron 7 tubos (Tabla 10). Se 
simularon los fluidos salival, gástrico e intestinal, que contenían una serie de electrolitos 
comunes, las enzimas correspondientes a cada fase, CaCl2 (Tablas 11 y 12) y agua. 
 
 
 
 24 
Tabla 10. Fases llevadas a cabo en cada uno de los tubos falcon con las diferentes muestras. 
Muestras 
Fase de digestión 
Oral Gástrica Intestinal 
1 Blanco de digestión X X X 
2 
Maca cruda 
X X 
3 X X X 
4 
Mashua cruda 
X X 
5 X X X 
6 
Mashua cocida 
X X 
7 X X X 
 
Fase oral 
Esta fase se llevó a cabo en 4 tubos falcon (1, 2, 4 y 6). Se adicionaron 5 mL (blanco de 
digestión, tubo 1) o 10 mL (muestras, tubos 2, 4 y 6) de fluido salival conteniendo CaCl2 
(0,75 mM) y enzima α-amilasa de saliva humana (0,2 mg/mL). La mezcla se incubó durante 2 
minutos a 37 ºC y en agitación. Tras la incubación, se pasaron 5 mL del contenido de los 
tubos 2, 4 y 6 a los tubos 2, 5 y 7. Así, los 7 tubos continuaron el proceso de digestión. 
Fase gástrica 
Para llevar a cabo la fase gástrica, a los 7 tubos falcon procedentes de la fase oral, se 
adicionaron 4 mL de fluido gástrico conteniendo CaCl2 (0,075 mM) y pepsina porcina (0,8 
mg/mL). Después se ajustó el pH a 3 con HCl (1 M) y tras ello, se llegó a un volumen de 10 
mL en cada tubo con agua destilada. La mezcla se incubó durante 2 horas a 37 ºC y en 
agitación. 
En los tubos 2, 4 y 6 se detuvieron las reacciones subiendo el pH a 7 con NaOH (1 M) y el 
contenido se congeló rápidamente en N2 líquido para su posterior liofilización. Los tubos 3, 5 
y 7 continuaron con la fase intestinal. 
Fase intestinal 
La última fase de la digestión se llevó a cabo en los tubos procedentes de la digestión 
gástrica (3, 5 y 7) a los que se adicionaron 8 mL de fluido intestinal conteniendo CaCl2 (0,3 
mM), pancreatina porcina (18,2 mg/mL) y sales biliares (10 mM). El pH se ajustó a 7 con 
NaOH (1 M) y se llevó el volumen final a 20 mL con agua destilada. La mezcla se incubó 
durante 2 horas a 37 ºC y en agitación. 
 25 
La digestión en esta fase finalizó con la adición de Pefablock (5 mM). Los digeridos 
gastrointestinales se congelaron rápidamente en N2 líquido para su posterior liofilización. 
Tabla 11. Volúmenes y concentraciones para la preparación de los fluidos digestivos 
(Minekus y col., 2014). 
 
Fluido oral Fluido gástrico Fluido intestinal 
pH 7 pH 3 pH 7 
[Stock] (M) mL mM mL mM mL mM 
KCl 0,5 15,1 15,1 6,9 6,9 6,8 6,8 
KH2PO4 0,5 3,7 3,7 0,9 0,9 0,8 0,8 
NaHCO3 1 6,8 13,6 12,5 25 42,5 85 
NaCl 2 - - 11,8 47,2 9,6 38,4 
MgCl2(H2O)6 0,15 0,5 0,15 0,4 0,1 1,1 0,33 
(NH4)2CO3 0,5 0,06 0,06 0,5 0,5 - - 
 
Tabla 12. Reactivos empleados en el proceso de digestión gastrointestinal (Sigma Aldrich 
Chemical Co.). 
Reactivos 
Solución stock de CaCl2 (0,3M) 
Enzima α-amilasa de saliva humana 
Enzima pepsina porcina 
Enzima pancreatina porcina 
Solución stock de sales biliares (158,2 mM) 
Solución stock de Pefablock (2M) 
 
3.9. EXTRACCIÓN EN FASE SÓLIDA. 
Para conseguir aislar los compuestos fenólicos de las muestras ensayadas se empleó la 
técnica de extracción en fase sólida, la cual consiste en el paso de la muestra a través de un 
cartucho relleno de un material que extrae selectivamente un analito de interés, desechando 
así los compuestos que pudieran producir interferencias en el análisis deseado (Valls, 2004). 
La extracción en fase sólida se llevó a cabo utilizando extractos metanólicos previamente 
preparados de las muestras vegetales crudas y sometidas al proceso de digestión 
gastrointestinal. Estos extractos fueron evaporados en un evaporador rotatorio a 38 ºC y el 
residuo se diluyó con 5 mL de agua bidestilada. 
 26 
El procedimiento consistió en pasar todo el volumen de los extractos previamente 
mencionados a través de un cartucho C18 Sep-pak (360 mg, 55-105 μm, Waters, Milford, 
MA), previamente activado con 2 mL de metanol y 2 mL de agua bidestilada. Los 
compuestos fenólicos se adsorbieron en la matriz de la columna, mientras que los azúcares, 
ácidos y otros compuestos polares se eluyeron con 10 mL de agua bidestilada (Chirinos y col., 
2008). La fracción fenólica se eluyó con 4 mL de metanol acidificado (HCl al 0,1%). Por 
último, se eliminó el metanol en un concentrador a vacío a 35 ºC durante 5 h (GeneVac, 
miVac DUOConcentrator) y se registró el peso seco del extracto. 
 
3.10. TRATAMIENTO ESTADÍSTICO DE LOS DATOS. 
El tratamiento estadístico consistió en un análisis de la varianza de una vía (ANOVA) 
utilizando el programa Statgraphics Centurion XVI software, versión 16.1.17 (Statistical 
Graphics Corporation, Rockville, MD). Las diferencias significativas entre condiciones de 
extracción, tratamiento térmico y fase de digestión se determinaron mediante el método de 
diferencia mínima significativa (LSD) de Fisher de múltiples rangos a un nivel de 
probabilidad del 5% (p ≤ 0,05). 
Los datos han sido representados como la media ± el error estándar, y los resultados 
fueron estadísticamente significativos cuando su valor p fue menor de 0,05. 
 
 27 
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN. 
4.1. COMPOSICIÓN PROXIMAL, COMPUESTOS BIOACTIVOS Y 
ACTIVIDAD BIOLÓGICA DE MACA NEGRA. EFECTO DE LA 
DIGESTIÓN. 
En primer lugar, se realizó una caracterización de la composición proximal de la raíz de 
maca negra deshidratada y gelatinizada. El producto estaba compuesto por un 8,16% de 
humedad, 0,91% de grasa, 10,9% de proteína, 4,23% de cenizas y 75,4% de carbohidratos. 
Estos valores estuvieron dentro del rango encontrado en la bibliografía para la raíz de maca 
deshidratada (1,09-2,2% de grasa, 8,87-11,6% de proteína, 4,9-5% de cenizas, 62,9-72,1% 
carbohidratos) (Yu y col., 2004; Valentová y col., 2006), encontrándose que el proceso de 
gelatinización al que se sometió el producto para mejorar su solubilidad no tuvo ningún efecto 
sobre la composición proximal. 
El polvo de raíz de maca deshidratado y gelatinizado presentó un contenido de 
compuestos fenólicos totales (17,50 mg GAE/g p.s., Tabla 13) similar al de otros alimentos 
vegetales ricos en compuestos fenólicos como manzanas, brócoli, cerezas, ciruelas y fresas 
(Koh y col., 2009.; Rana y col., 2016; Wu y col., 2004) lo que confirmó que este producto es 
una fuente importante de compuestos fenólicos. Aproximadamente, el 62% de los compuestos 
fenólicos del polvo de maca negra estaban en la fracción soluble mientras que el 38% se 
encontraba en la fracción fenólica no extraíble. 
Tabla 13. Contenido en compuestos fenólicos totales, libres y unidos y de péptidos bioactivos 
de la maca negra cruda antes y después de la digestión gastrointestinal in vitro. 
Muestra 
Compuestos fenólicos 
 (mg GAE/g p.s.) Péptidos < 10kDa 
(mg péptidos/g p.s.) 
Totales Libres Unidos 
Cruda 17,50 ± 1,71 10,83 ± 1,72A 6,67 ± 0,48 67,41 ± 5,91B 
DG - 21,03 ± 2,23C - 50,65 ± 6,08A 
DG + DI - 14,66 ± 1,20B - 61,28 ± 7,08B 
Letras diferentesen mayúscula indican diferencias significativas (p ≤ 0,05) para cada parámetro estudiado entre 
muestras crudas y digeridas. DG = Digestión gástrica; DI = Digestión intestinal. 
 28 
En cuanto al contenido en péptidos, se encontraron concentraciones elevadas que 
alcanzaban un 6,7% p.s (Tabla 13). Aunque no se han encontrado datos en la bibliografía 
sobre el contenido de péptidos de maca, el hecho de que más de la mitad de la proteína del 
polvo de maca negra sean péptidos < 10 kDa puso de manifiesto que este producto es también 
una fuente importante de péptidos naturales. 
Se ha demostrado que el procesado puede afectar significativamente a la concentración de 
compuestos bioactivos y a la actividad biológica de los alimentos. El polvo de raíz de maca 
deshidratada y gelatinizada se consume directamente mediante su adición y disolución 
instantánea en alimentos líquidos fríos, por tanto, en este caso no se estudió el efecto del 
procesado sobre el contenido de compuestos fenólicos, péptidos y actividad biológica. 
Por otro lado, investigaciones recientes han demostrado que la digestión gastrointestinal 
puede influir en la bioaccesibilidad de los compuestos bioactivos de los alimentos, su 
estabilidad química y, en consecuencia, en su actividad biológica (Baeza y col., 2018). Por 
este motivo, en primer lugar se evaluó la estabilidad química en el tracto gastrointestinal de 
los compuestos fenólicos del producto de maca negra con el fin de estimar la cantidad de los 
mismos que podría ejercer un efecto fisiológico en el tracto gastrointestinal. Así, se comparó 
el contenido de compuestos fenólicos libres antes y después de la digestión gástrica (DG) y 
gastrointestinal (DG+DI) (Tabla 13). Como se puede observar, el proceso de digestión 
influyó significativamente sobre el contenido de compuestos fenólicos libres de la maca, 
observándose un aumento de los mismos después de la fase gástrica (DG) hasta alcanzar una 
concentración similar a la de compuestos fenólicos totales del polvo de maca negra sin 
digerir. El aumento de la bioaccesibilidad de los compuestos fenólicos de la maca negra pudo 
deberse a la acción de las enzimas digestivas (α-amilasa salival y pepsina) que facilitaron la 
desintegración de la matriz del alimento y la liberación de compuestos fenólicos de la fracción 
no extraíble. Estos resultados indicaron que después de la digestión gástrica el 100% de la 
cantidad inicial de compuestos fenólicos totales del producto de maca estaban disponibles 
para ejercer su efecto fisiológico en la fase intestinal. Este hallazgo sugiere una gran 
estabilidad de los compuestos fenólicos a las condiciones fisiológicas que simularon las fases 
oral y gástrica de la digestión. Estos resultados son coincidentes con los descritos por otros 
investigadores, quienes observaron una elevada estabilidad de ácidos fenólicos y flavonoles a 
pH 2 (Baeza y col., 2018; Tagliazucchi y col., 2012). 
 29 
Después de la digestión gástrica, el producto de maca negra se sometió a digestión 
intestinal con pancreatina a pH 7.5. En estas condiciones se observaron pérdidas significativas 
de compuestos fenólicos libres con respecto a la fase gástrica (Tabla 13), confirmándose la 
influencia negativa del pH ligeramente alcalino (7,5) en la estabilidad de los compuestos 
fenólicos tal y como se ha descrito anteriormente en otros estudios (Jara-Palacios y col., 
2018). La oxidación de los compuestos fenólicos a derivados de quinona se ha propuesto 
como una de las posibles rutas de transformación de los compuestos fenólicos en medio 
alcalino (Baeza y col., 2018). A pesar de las pérdidas, la cantidad de compuestos fenólicos 
recuperada en el producto de maca tras la digestión gastrointestinal simulada (70%) se 
encontraba en la línea de lo publicado en otros estudios centrados en la determinación de la 
bioaccesibilidad in vitro de compuestos fenólicos de diferentes matrices vegetales, que 
encontraban recuperaciones del 40% de flavononas en el zumo de naranja (Gil-Izquierdo y 
col., 2001), 40%-55% de ácidos fenólicos en el café (Podio y col., 2015) o hasta un 70% de 
flavonoles en el zumo de aronia (Bermúdez-Soto y col., 2007). 
Por otro lado, se determinó la cantidad de péptidos que se recuperaban tras el proceso de 
digestión (Tabla 13). Después de la fase de digestión gástrica se observó una reducción del 
contenido de péptidos de aproximadamente el 20% lo que puede deberse a la hidrólisis 
extensiva de los mismos por la acción de la pepsina y la consiguiente formación de 
aminoácidos libres. Una vez finalizada la fase de digestión intestinal se observó una 
recuperación de la concentración de péptidos hasta alcanzar los niveles encontrados 
inicialmente en el producto de maca cruda, posiblemente porque las enzimas pancreáticas 
hidrolizaron las proteínas de la maca a péptidos < 10 kDa. Estos resultados indicaron que una 
concentración considerable de péptidos derivados de las proteínas de maca es capaz de resistir 
a la digestión gastropancreática y, por tanto, están bioaccesibles para poder ejercer su efecto 
fisiológico localmente en el tracto gastrointestinal. Nuestros resultados fueron similares a 
estudios previos en los que se encontró que determinados péptidos lácteos o péptidos 
derivados de proteínas de pseudocereales y legumbres resisten la digestión gastrointestinal 
encontrándose bioaccesibles para ejercer su efecto biológico en el intestino (Bautista-Expósito 
y col., 2018; Picariello y col., 2010; Vilcacundo y col., 2017). 
En segundo lugar, se evaluó el potencial biológico del producto de maca negra para 
atrapar radicales peroxilo y para inhibir las enzimas α-amilasa pancreática y α-glucosidasa 
intestinal (actividades sacarasa y maltasa) (Tabla 14). La actividad antioxidante se estudió en 
los mismos extractos utilizados para la determinación de las distintas fracciones fenólicas 
 30 
(alcalino, metanólico y acuoso). La capacidad antioxidante de los extractos estuvo relacionada 
con su contenido en compuestos fenólicos. Se observó una mayor actividad antioxidante en la 
muestra que se sometió a hidrólisis alcalina (175,64 µmoles TE/g p.s.), seguida de la 
correspondiente al extracto metanólico (73,81 µmoles TE/g p.s.) y acuoso (61,02 µmoles 
TE/g p.s.). Los valores de ORAC del extracto metanólico se encontraron dentro del rango 
reportado en la bibliografía (25-60 µmoles TE/g p.s.) para extractos etanólicos de diferentes 
genotipos de maca blanca, morada y negra (Lin y col., 2018). En consecuencia, el coeficiente 
de correlación entre los compuestos fenólicos y la actividad antioxidante determinada por el 
método ORAC fue alto (R
2
 = 0,82) lo que confirma la importante contribución de la fracción 
fenólica en la capacidad antioxidante de la maca negra. La relación directa entre estos 
parámetros ha sido reportada previamente en la bibliografía para otros alimentos como el té y 
la lenteja (Bautista-Expósito y col., 2018; Zielinski y col., 2014). Aunque los resultados 
indicaron que los compuestos fenólicos contribuían de forma significativa a la actividad 
antioxidante del producto de maca, no se puede descartar la contribución de otros compuestos 
con capacidad de atrapar radicales libres como las macamidas y polisacáridos (59,56 μmol 
TE/g) (Lin y col., 2018). Los péptidos, cuyo contenido es alto en este vegetal, podrían 
también contribuir a la actividad antioxidante de éste, ya que se ha descrito que los péptidos 
antioxidantes tienen bajo peso molecular, por debajo de 12 kDa generalmente (Lin y col., 
2018). 
Tabla 14. IC50 de las diferentes actividades de inhibición enzimática y actividad antioxidante 
de la maca negra antes y después de la digestión gastrointestinal in vitro. 
Muestra Extracto 
Actividad 
antioxidante 
(µmoles TE/g 
p.s.) 
Inhibición α-amilasa 
IC50 (mg/mL) 
 
Inhibición α-glucosidasas 
IC50 (mg/mL) 
Actividad 
sacarasa 
Actividad 
maltasa 
Cruda 
Alcalino175,64 ± 15,74
c
 - - - 
Metanólico 73,81 ± 7,00
b
A 3,28 ± 0,52
a
 2,77 ± 0,04
a
 3,56 ± 0,35
a
 
Acuoso 61,02 ± 4,74
a
 4,16 ± 0,37
a
 2,98 ± 0,03
b
 1,75 ± 0,13
b
 
DG Metanólico 172,68 ± 13,75C ND ND ND 
DG + DI Metanólico 142,94 ± 10,84B ND ND ND 
Letras diferentes en minúscula indican diferencias significativas (p ≤ 0,05) entre extractos para cada parámetro 
estudiado. Letras diferentes en mayúscula indican diferencias significativas (p ≤ 0,05) para cada parámetro 
estudiado entre muestras crudas y digeridas. DG = Digestión gástrica; DI = Digestión intestinal; ND = Inhibición 
no detectada. 
 31 
Para estudiar el efecto de la digestión sobre el potencial antioxidante de la maca se 
compararon los valores de ORAC del extracto metanólico antes y después de la digestión. El 
proceso de digestión aumentó significativamente (p  0,05) la actividad antioxidante de la 
maca negra. Después de la fase gástrica (DG) se observó un aumento significativo (p  0,05) 
de la actividad antioxidante, disminuyendo ligeramente al finalizar la fase intestinal (DG+DI), 
si bien fue siempre superior a la de la maca negra previamente a la digestión. Esta tendencia 
coincidía con la evolución del contenido de compuestos fenólicos lo que sugiere que los 
cambios en la actividad antioxidante de la maca negra durante la digestión estaban 
directamente relacionados con la bioaccesibilidad y estabilidad química de los compuestos 
fenólicos, como se ha descrito previamente en otros estudios dirigidos al estudio del proceso 
de digestión en la actividad antioxidante de compuestos fenólicos (Spínola y col., 2018). No 
se puede descartar, sin embargo, la posible contribución de péptidos de bajo peso molecular, 
aminoácidos y otros componentes con capacidad para atrapar radicales libres en el aumento 
de los valores de ORAC después de la digestión, una vez liberados de la matriz del alimento 
por acción de las enzimas digestivas. 
Con el objetivo de conocer el potencial antidiabético de la maca negra se determinó su 
capacidad para reducir la digestión de carbohidratos mediante la inhibición de las enzimas α–
amilasa pancreática y α–glucosidasas intestinales (actividades sacarasa y maltasa). Las α-
glucosidasas intestinales son un conjunto de enzimas presentes en el intestino delgado que 
incluyen enzimas con actividad maltasa-glucoamilasa que participan en la digestión de 
maltosa y maltooligosacáridos y enzimas con actividad sacarasa isomaltasa que pueden 
hidrolizar sacarosa, maltosa, isomaltosa y maltooligosacáridos (Simsek y col., 2015). Los 
ensayos de inhibición enzimática fueron realizados en extractos metanólicos y acuosos para 
evaluar la posible contribución de compuestos fenólicos y péptidos, respectivamente. La 
actividad inhibidora de la enzima α-amilasa fue similar en ambos extractos, mientras que los 
extractos acuosos fueron significativamente más potentes para inhibir las actividades sacarasa 
y maltasa que los extractos metanólicos. Estos resultados indicaron que, además de los 
compuestos fenólicos, otros componentes como péptidos o macamidas (solubles en agua) 
podrían estar contribuyendo al potencial de la maca para reducir la digestión de maltosa y 
sacarosa. Son escasos los estudios existentes sobre el efecto de la maca en la inhibición de las 
enzimas digestivas implicadas en la digestión de carbohidratos. Tan sólo se encontró un 
estudio en el que la actividad inhibidora de la enzima α-amilasa de la maca fue muy baja 
(<20% a una dosis de 25 mg) (Ranilla y col., 2010) en comparación con la determinada en el 
 32 
presente estudio (IC50 = 3,28-4,16 mg/mL). Esta variabilidad en los resultados puede deberse 
a diferencias en las condiciones del ensayo que conducen a estimaciones variables de la 
inhibición (Nyambe-Silavwe y col., 2015). Se pudo observar que la maca tenía mayor 
capacidad de inhibición sobre las enzimas α–glucosidasas que sobre la α-amilasa ya que se 
necesitaba una concentración menor para lograr inhibir el 50% de su actividad, mientras que 
para inhibir la actividad α-amilasa, se necesitaba aproximadamente el doble. 
La capacidad de inhibición de la muestra de maca se comparó con la acarbosa, un potente 
inhibidor de las enzimas α–amilasa y α-glucosidasas intestinales (Tabla 15, Fig. 3). Los 
resultados indicaron que los extractos de maca fueron notablemente menos potentes que la 
acarbosa para inhibir la digestión de carbohidratos debido a su compleja composición y 
escasa pureza. 
Tabla 15. Valores de IC50 de la acarbosa para las actividades de inhibición de las enzimas α-
amilasa y α-glucosidasas intestinales. 
 IC50 (mg/mL) 
Inhibición α-amilasa Actividad α-amilasa 0,16 ± 0,00 
Inhibición α-glucosidasas 
Actividad sacarasa 0,07 ± 0,00 
Actividad maltasa 0,03 ± 0,00 
 
 
 
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4
%
 I
n
h
ib
ic
ió
n
 
[Acarbosa] (mg/mL) 
Actividad amilasa Actividad sacarasa Actividad maltasa
Figura 3. Curva de inhibición de la acarbosa sobre la actividad α-amilasa y 
sobre las actividades sacarasa y maltasa de α–glucosidasas intestinales. 
 33 
Por último, se procedió a estudiar el efecto de la digestión sobre la capacidad de la maca 
de inhibir las enzimas α-amilasa pancreática y α–glucosidasas intestinales. Tras realizar los 
ensayos de inhibición enzimática se encontró que en presencia de los digeridos gástricos e 
intestinales de maca aumentaba la actividad α-amilasa, sacarasa y maltasa en relación al 
control (sin inhibidor) (datos no mostrados). La explicación a estos resultados es que el 
proceso de digestión enriquecía la muestra de maca en maltooligosacáridos, maltosa, sacarosa 
y glucosa, todos ellos sustratos de las enzimas α-amilasa y α-glucosidasas intestinales. Estas 
elevadas concentraciones de azúcares en los extractos de maca digeridos aumentaban la 
concentración de sustrato en los tubos de reacción de los ensayos de inhibición enzimática y, 
en consecuencia, la velocidad máxima de la reacción y concentración de productos (maltosa o 
glucosa) en relación al ensayo enzimático sin inhibidor (control negativo). Por tanto, en este 
caso no pudimos determinar el impacto de la digestión en el potencial de la maca para reducir 
la digestión de carbohidratos (Tabla 14). 
 
4.2. EFECTO DEL COCINADO Y DE LA DIGESTIÓN EN EL CONTENIDO 
DE COMPUESTOS BIOACTIVOS Y ACTIVIDAD BIOLÓGICA DE 
MASHUA NEGRA. 
La mashua negra es un tubérculo que se consume habitualmente cocinado. Las técnicas 
culinarias más habituales para su cocinado son la cocción en agua hirviendo o la cocción al 
vapor. En el presente trabajo, se investigó la influencia de la cocción a vapor en la 
composición nutricional, contenido de compuestos fenólicos, péptidos y actividad biológica 
de este tubérculo. La mashua negra estaba compuesta principalmente por carbohidratos 
(82,7% p.s) y en menor proporción proteínas (7,4% p.s.), grasa (0,9% p.s.) y cenizas (4,7% 
p.s.) (Tabla 16). Además, se determinó que el contenido medio de humedad en los tubérculos 
frescos era del 80%. La cocción al vapor de la mashua no modificó la composición nutricional 
al minimizarse la lixiviación de nutrientes. 
 
 
 
 34 
Tabla 16. Composición proximal de la mashua negra cruda y cocida liofilizada. 
 Mashua negra cruda Mashua negra cocida 
 Media SD Media SD 
Humedad (%) 4.19 0.02 4.45 0.04 
Grasa (%) 0.94 0.05 0.84 0.02 
Proteína (%) 7.45 0.07 7.11 0.01 
Ceniza (%) 4.69 0.05 4.20 0.03 
Carbohidratos (%) 82.73 0.12 83.39 0.04 
 
El efecto del cocinado sobre el contenido de compuestos fenólicos y péptidos en maca 
cruda y cocida se muestra en la Tabla 17. El contenido de compuestos fenólicos totales en la 
mashua alcanzó aproximadamente 27 mg GAE/g p.s. de los cuales un 75% estaba en forma 
libre y el resto formaba parte de la fracción no extraíble. El contenido de compuestos 
fenólicos libres de la mashua negra se encontró dentro del rango de concentracionesde la 
bibliografía para distintos genotipos de mashua (Chirinos y col., 2008 y 2013) y otros 
vegetales considerados fuentes de compuestos fenólicos (Koh y col., 2009; Rana y col., 2016; 
Wu y col., 2004). La cocción de la mashua disminuyó un 25% el contenido de compuestos 
fenólicos libres. Estos resultados están de acuerdo a los mostrados por otros autores que 
observaron que la cocción al vapor de alimentos vegetales produce la degradación térmica de 
los compuestos fenólicos. A modo de ejemplo, Vallejo y col. (2003) evaluaron el efecto del 
cocinado al vapor durante 3,5 min en el contenido de flavonoides libres en brócoli, 
encontrando pérdidas ligeras (11%) tras el tratamiento térmico. Al contrario de lo que se 
esperaba, la pérdida de compuestos fenólicos libres no incidió en la reducción de los 
compuestos fenólicos totales. Este hecho puede explicarse teniendo en cuenta el perfil 
fenólico de la mashua negra caracterizado por un alto contenido en antocianinas (Chirinos, 
Campos y col., 2007) y la estabilidad que presentan estos compuestos al pH básico del 
solvente de extracción empleado en la determinación de los compuestos fenólicos totales. 
 
 
 
 35 
 Tabla 17. Contenido en compuestos fenólicos totales, libres y unidos y de péptidos 
bioactivos de la mashua negra cruda y cocida antes y después de la digestión gastrointestinal 
in vitro. 
 
Compuestos fenólicos 
 (mg GAE/g p.s.) Péptidos < 10kDa 
(mg péptidos/g p.s.) 
Totales Libres Unidos 
Cruda 26,92 ± 0,89 20,30 ± 2,49A 5,74 ± 0,98 261,15 ± 21,41B 
DG - 35,50 ± 1,16C - 101,57 ± 14,11A 
DG + DI - 31,42 ± 1,34B - 101,83 ± 18,80A 
Cocida 27,19 ± 3,85 15,21 ± 1,09A
* 
10,61 ± 0,13
*
 203,58 ± 14,32B
* 
DG - 31,83 ± 0,99B
* 
- 111,08 ± 12,91A 
Letras diferentes en mayúscula indican diferencias significativas (p ≤ 0,05) para cada parámetro estudiado entre 
muestras muestras crudas y digeridas. Asterisco indica diferencias significativas (p ≤ 0,05) para cada parámetro 
estudiado entre muestras cocidas y crudas. DG = Digestión gástrica; DI = Digestión intestinal. 
En la Tabla 17 se muestra el efecto de la digestión sobre los compuestos fenólicos y 
péptidos de la mashua cruda y cocida. En la digestión gástrica e intestinal de la mashua cruda 
aumentó significativamente el contenido de compuestos fenólicos libres. Estos resultados 
sugieren un aumento de la bioaccesibilidad de los compuestos fenólicos de la mashua tras la 
digestión por acción de las enzimas digestivas. De forma similar a lo que se observó en la 
maca, en la fase intestinal de la digestión la cantidad de compuestos fenólicos bioaccesibles 
fue significativamente menor que en la fase gástrica posiblemente debido a la inestabilidad 
química de las antocianinas y otros compuestos fenólicos de la mashua a las condiciones de 
pH (7,5) en la última fase de la digestión. Después de la cocción a vapor de la mashua cruda, 
también se observó un aumento de la bioaccesibilidad de los compuestos fenólicos tras la fase 
gástrica. Por otro lado, se evidenció que la cantidad de compuestos fenólicos disponibles 
después de la digestión gástrica de la mashua cocida era ligeramente inferior a la observada en 
el digerido gástrico de mashua cruda lo que podría estar relacionado con las pérdidas de 
compuestos fenólicos como consecuencia del tratamiento térmico. La digestión de la mashua 
cocida no pudo continuarse hasta la fase intestinal debido a su elevada viscosidad por la 
gelatinización del almidón. Este hecho impidió controlar el pH y la homogeneidad de la 
muestra durante la fase intestinal de la digestión. 
Por otro lado, la cocción a vapor de la mashua disminuyó aproximadamente el 20% del 
contenido de péptidos <10 kDa (Tabla 17). El proceso de digestión disminuyó el contenido 
de péptidos de la mashua cruda y cocinada aproximadamente un 50% tras la fase gástrica y se 
mantuvo sin cambios tras la digestión intestinal de la mashua cruda. Estos datos sugieren que 
 36 
los péptidos de la mashua cruda y cocida fueron susceptibles a la hidrólisis por pepsina dando 
lugar a aminoácidos libres (no cuantificados con el kit). Sin embargo, la hidrólisis de las 
proteínas/péptidos de mashua negra cruda por las proteasas del páncreas pareció transcurrir 
sin formación de aminoácidos libres. 
Los resultados obtenidos para las actividades biológicas de la mashua cruda y cocida se 
muestran en las Tablas 18 y 19. 
La actividad antioxidante de la mashua cruda siguió una tendencia similar a la observada 
para su contenido en compuestos fenólicos (Tabla 18). El extracto alcalino presentó la mayor 
actividad antioxidante (367,17 µmoles TE/g p.s.), seguido del acuoso (232,03 µmoles TE/g 
p.s.), siendo el extracto metanólico el que mostró los menores valores de ORAC (158,54 
µmoles TE/g p.s.). Los valores de actividad antioxidante del extracto metanólico están en el 
rango de los observados previamente por Chirinos y col. en extractos obtenidos en el mismo 
solvente a partir de diferentes genotipos de este tubérculo (165-601 µmoles TE/g p.s.) 
(Chirinos y col., 2007, 2008 y 2013). Diversos estudios muestran que los compuestos 
fenólicos son los principales responsables de la actividad antioxidante de la mashua negra, 
habiéndose reportado coeficientes de correlación (R
2
) entre el contenido de compuestos 
fenólicos totales o contenido de flavonoides y actividad antioxidante (determinada por el 
método ORAC) de 0,85 y 0,91, respectivamente (Chirinos y col., 2008). A pesar de la elevada 
contribución de los compuestos fenólicos a la actividad antioxidante de la mashua cruda, otros 
antioxidantes como tocoferol y carotenoides podrían tener efectos sinérgicos con los 
compuestos fenólicos sobre la actividad antioxidante de este vegetal, como se ha reportado 
previamente (Chirinos y col., 2015). La alta actividad antioxidante observada en el extracto 
acuoso de mashua cruda, superior incluso que la mostrada por el extracto metanólico 
conteniendo fundamentalmente compuestos fenólicos, sugiere la presencia de otros 
antioxidantes solubles en agua con capacidad para atrapar radicales peroxilo en este tubérculo, 
como por ejemplo péptidos bioactivos y vitamina C, muy abundante en este vegetal. 
La digestión gastrointestinal simulada afectó de manera notable a la actividad antioxidante 
de la mashua cruda. Como puede observarse en la Tabla 18, la actividad antioxidante 
aumentó significativamente (p ≤ 0,05) tras las fases gástrica e intestinal de la digestión, si bien 
el aumento fue mucho mayor tras la fase gástrica. Estos resultados están de acuerdo con los 
observados para los compuestos fenólicos (Tabla 17), indicando que el aumento de la 
bioaccesibilidad de estos compuestos por acción de las enzimas gástricas sería el responsable 
 37 
del aumento de actividad antioxidante tras la DG. La inestabilidad química de algunos 
compuestos fenólicos al pH ligeramente alcalino de la fase intestinal, como se ha explicado 
anteriormente, causaría una reducción de la actividad antioxidante de la mashua con respecto 
a la observada en la fase gástrica. 
La cocción no causó cambios significativos (p≤0,05) de la actividad antioxidante 
determinada en los extractos alcalino y acuoso con respecto a la mashua cruda (Tabla 18). 
Sin embargo, la actividad antioxidante del extracto metanólico obtenido a partir de mashua 
cocida fue significativamente (p ≤ 0,05) superior al de la mashua cruda. Estos resultados 
pueden atribuirse a la desintegración de la paredes celulares y los compartimentos 
subcelulares provocada por el tratamiento térmico, que favorece la liberación de compuestos 
fenólicos unidos a componentes de la pared celular como polisacáridos y proteínas (Juániz y 
col., 2016). La fase gástrica de la digestión aumentó significativamente la actividad 
antioxidante de la mashua cocida, resultados relacionados, sin duda, con el aumento de la 
bioaccesibilidad de los compuestos fenólicos por acción de