Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegeta

Vista previa del material en texto

Universidad de La Salle Universidad de La Salle 
Ciencia Unisalle Ciencia Unisalle 
Biología Escuela de Ciencias Básicas y Aplicadas 
2023 
Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento 
vegetal aisladas de la ibia (Oxalis tuberosa) vegetal aisladas de la ibia (Oxalis tuberosa) 
Valentina Guendica Ruiz 
Universidad de La Salle, Bogotá, vguendica98@unisalle.edu.co 
Follow this and additional works at: https://ciencia.lasalle.edu.co/biologia 
 Part of the Biology Commons 
Citación recomendada Citación recomendada 
Guendica Ruiz, V. (2023). Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal aisladas de 
la ibia (Oxalis tuberosa). Retrieved from https://ciencia.lasalle.edu.co/biologia/155 
This Trabajo de grado - Pregrado is brought to you for free and open access by the Escuela de Ciencias Básicas y 
Aplicadas at Ciencia Unisalle. It has been accepted for inclusion in Biología by an authorized administrator of 
Ciencia Unisalle. For more information, please contact ciencia@lasalle.edu.co. 
https://ciencia.lasalle.edu.co/
https://ciencia.lasalle.edu.co/biologia
https://ciencia.lasalle.edu.co/dep_basicas
https://ciencia.lasalle.edu.co/biologia?utm_source=ciencia.lasalle.edu.co%2Fbiologia%2F155&utm_medium=PDF&utm_campaign=PDFCoverPages
https://network.bepress.com/hgg/discipline/41?utm_source=ciencia.lasalle.edu.co%2Fbiologia%2F155&utm_medium=PDF&utm_campaign=PDFCoverPages
https://ciencia.lasalle.edu.co/biologia/155?utm_source=ciencia.lasalle.edu.co%2Fbiologia%2F155&utm_medium=PDF&utm_campaign=PDFCoverPages
mailto:ciencia@lasalle.edu.co
1 
Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal 
aisladas de la ibia (Oxalis tuberosa). 
 
 
 
 
 
 
 
 
Valentina Guendica Ruiz 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Universidad De La Salle 
 
Escuela de Ciencias Básicas y Aplicadas 
 
Programa de Biología 
 
Bogotá D.C., Colombia 2023 
 
 
2 
Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal 
aisladas de la ibia (Oxalis tuberosa). 
 
 
 
Valentina Guendica Ruiz. 
Trabajo de grado para optar por el título de bióloga. 
 
 
 
 
 
 
Tutora 
Lucía Cristina Lozano Ardila 
Microbióloga M.Sc.Ph.D. 
Profesora asociada. 
 
 
 
 
Cotutora 
Elsa Beatriz Fonseca Santanilla. 
Química M.Sc.Ph.D. 
Profesora asociada. 
 
 
 
 
 
 
Universidad de La Salle 
 
Escuela de Ciencias Básicas y Aplicadas 
 
Programa de Biología 
 
Bogotá D.C., Colombia 2023 
 
3 
 
4 
AGRADECIMIENTOS 
 
A mi mamá (Mau), quien es mi raíz, mi tronco, mis ramas, mis hojas y mis flores; no solo me 
dio la vida, sino que me enseña a vivirla diariamente. Por su esfuerzo y apoyo en todos los 
aspectos de mi vida, por ser tan correcta, amorosa e inculcar los principios fundamentales de 
la vida en mí; te amo y eres la mujer a la que aspiro llegar a ser. A mi padre (Pá) por enseñarme 
los valores de la nobleza y responsabilidad, la alegría vivida en los primeros años de mi vida y 
la confianza que siempre depositas en mí. A mi abuelita, por ser mi segunda mamá, por 
inspirarme a no rendirme y a superar los obstáculos que me ponga la vida por delante; gracias 
por formarme y enseñarme que solo yo defino que tan lejos puedo llegar. 
 
A mi directora, Lucía Lozano, por guiarme, sus palabras de apoyo constantes, sus correcciones, 
por enamorarme de la microbiología desde lo más sencillo hasta lo más complejo y ayudarme 
a encontrar un rumbo en este basto mundo. A mi codirectora, Elsa Fonseca, por introducirme 
en el tema de los tubérculos andinos, generar en mi la curiosidad por las técnicas de análisis 
químico, acompañarme en las primeras etapas de escritura. A la profesora María Isabel por 
tomarse el tiempo de leer y corregir las locuras que he escrito, por enseñarme que la seguridad 
en uno mismo es lo más importante además de la sinceridad y la alegría. Gracias a las tres, por 
inspirarme como mujeres en la ciencia, por confiar en mí y en mi trabajo y hacer parte 
importante de mi formación como bióloga. 
 
A mi pareja, Juan Daniel, por ser tan diferente a mí y permitirme encontrarme en esas 
diferencias, por ser tan seguro y enseñarme a serlo, por tu amor, tu cariño, tus palabras de 
aliento, por tomar mi corazón y hacer de él un musculo más fuerte. Que la vida nos permita 
celebrar mis logros, tus logros, nuestros logros. 
 
A Nicol Herreño, no solo eres mi compañera de laboratorio, sino que me enseñaste que las 
almas gemelas también se pueden dar en las amigas; gracias por cuestionarme, por aprobarme 
por abrirte conmigo y confiar en que tus sentimientos conmigo estarían a salvo; gracias por 
acompañarme en esta etapa, y espero con ansias el momento en el que la vida nos junte en otro 
proyecto. A Sofi (pollo) por permitirme entrar en tu vida y forjar una amistad que ha superado 
una pandemia con una oleada de videollamadas, de caras graciosas, de canciones escuchadas 
y dedicadas. Andre y Ednna por estar en los recuerdos más bonitos que tengo de la universidad, 
5 
por reírnos y llorar juntas entre alegrías y lamentos, gracias por hacer la vida más llevadera. A 
las tres les agradezco el enorme apoyo que me dieron durante toda la carrera. 
 
Por último, le agradezco a la señora Yalile, a Carlos, don Marcos, Milena y Juan Pablo por 
ayudarme de manera directa e indirecta a culminar este trabajo. A los técnicos de laboratorio 
por cumplir con su labor y permitirme realizar de manejar segura y completa mi trabajo en 
laboratorio. A la Universidad de La Salle y el programa de Biología por permitirme realizar 
este maravilloso proyecto que permanecerá tatuado en mi corazón. 
 
 
 
6 
 
Tabla de contenido. 
1. INTRODUCCIÓN ............................................................................................................... 10 
2.OBJETIVOS ......................................................................................................................... 13 
3. METODOLOGÍA ................................................................................................................ 13 
3.1. Muestras de suelo .......................................................................................................... 13 
3.2. Aislamiento de bacterias de la rizosfera de O. tuberosa ............................................... 13 
3.3. Clasificación de aislados bacterianos............................................................................ 14 
3.4. Estimación de diversidad de rizobacterias en O. tuberosa ........................................... 14 
3.4.1. Riqueza ...................................................................................................................... 14 
3.4.2. Abundancia ................................................................................................................ 14 
3.5. Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal ........................... 15 
3.5.1. Crecimiento en medio libre de nitrógeno................................................................... 15 
3.5.2. Solubilización de fosfatos .......................................................................................... 15 
3.5.3. Producción de ácido indol acético (AIA) ................................................................... 15 
3.5.4. Producción de giberelinas .......................................................................................... 16 
3.5.5. Evaluación in vitro de la actividad antifúngica.......................................................... 16 
3.6. Análisis estadístico........................................................................................................ 16 
4.RESULTADOS..................................................................................................................... 17 
 4.1. Muestras de suelo ..........................................................................................................17 
7 
 4.2. Aislamiento e identificación de los aislados bacterianos .............................................. 18 
 4.3. Estimación de diversidad de la rizosfera de O. tuberosa .............................................. 20 
 4.3.1 Riqueza ................................................................................................................... 20 
 4.3.2. Abundancia ............................................................................................................ 21 
 4.4. Bacterias promotoras crecimiento vegetal .................................................................... 23 
 4.5. Bacterias con actividad de control biológico contra Fusarium solani .......................... 25 
5. DISCUSIÓN ........................................................................................................................ 26 
Clasificación y diversidad de bacterias aisladas de la rizosfera de O. tuberosa. ................. 26 
Rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal aisladas de O. tuberosa. ........................ 27 
Actividad antifúngica de rizobacterias aisladas de O. tuberosa frente a Fusarium solani. . 29 
6. CONCLUSIONES ............................................................................................................... 29 
RECOMENDACIÓNES .......................................................................................................... 30 
6. REFERENCIAS ................................................................................................................... 31 
Lista de tablas. 
Tabla 1. Morfología microscópica de los 16 morfotipos aislados. La tinción de gram se ve 
interpretada (+) como positivo y (+/-) como gram variable. Las casillas con un (-) representan 
ausencia, y con un (+). ............................................................................................................. 18 
Tabla 2. Índices de diversidad por muestras. ................................................................... 21 
Tabla 3. Morfotipos con resultado positivo (+) para las pruebas in vitro. ...................... 24 
 
 
 
8 
Lista de figuras. 
Figura 1. Oxalis tuberosa (A) Hábito (B) Tallo suculento (C) Hojas trifoliadas (D) 
Tubérculo (fotos por Lucía Lozano, 2023). ............................................................................. 12 
Figura 2. Variedades de O. tuberosas utilizadas en el estudio. ......................................... 17 
Figura 3. Morfotipos con presencia de esporas. Los morfotipos son (A)MRI03, (B) MRI07, 
(C) MRI09, (D)MRI12 y (E)MRI17. ....................................................................................... 19 
Figura 4. Riqueza de morfotipos aislados por muestras, variedades y lugar de recolecta. 
Los municipios se identifican por color; el color con mayor intensidad indica que el lugar de 
proveniencia es Pasca, mientras que el de menor intensidad representa a Bojacá. ................. 20 
Figura 5. Curvas de abundancia relativa de los morfotipos. (A) muestra MI1, (B) muestra 
MI3, (C) muestra MI4, (D) muestra MI5 y (E) muestra MI2. ................................................. 22 
Figura 6. Cantidad de morfotipos con resultado positivo en las pruebas in vitro 
relacionadas con la promoción de crecimiento vegetal efectuadas. (MLN) son las siglas para 
medio libre de nitrógeno y (AIA) para ácido indolacético. ..................................................... 24 
Figura 7. Porcentaje de inhibición de crecimiento del hongo F. solani por 7 morfotipos de 
rizobacterias de O. tuberosa. ................................................................................................... 25 
 
 
9 
RESUMEN 
La agricultura sostenible, que promueve el uso de microorganismos beneficiosos para las 
plantas y el suelo, es una alternativa que busca mejorar la salud de los cultivos y del medio 
ambiente. La búsqueda de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal en tubérculos 
nativos de los Andes podría reemplazar el uso de insumos químicos y promover procesos 
biológicos beneficiosos en los agroecosistemas con poco o ningún impacto negativo. La ibia u 
Oxalis tuberosa es un cultivo tradicional de los Andes que se encuentra en riesgo de erosión 
genética, es interesante debido a su resistencia, alto valor nutricional y cultivo agroecológico, 
lo quw la convierten en una opción prometedora para la producción de alimentos de manera 
sostenible, contribuyendo a la conservación del medio ambiente y la biodiversidad. Esta 
investigación se realizó con el propósito de caracterizar bacterias rizosféricas de O. tuberosa 
para determinar su potencial como promotoras de crecimiento vegetal. Se realizaron pruebas 
in vitro para evaluar su potencial como fijadoras de nitrógeno, solubilizadoras de fosfato, 
productoras de ácido indolacético (AIA) y giberelinas; además de una característica indirecta 
como la inhibición de crecimiento fúngico de fitopatógenos como Fusarium solani. Los 
resultados obtenidos nos indican que O. tuberosa posee una diversidad baja/media de 
rizobacterias que principalmente presentan la capacidad de fijar nitrógeno (81,25%) y producir 
auxinas como el AIA (75%), la solubilización de fosfatos (62,5%) también se destaca dentro 
de las mismas, sin embargo, la producción de giberelinas (37,5%) tiende a ser la característica 
menos común entre las bacterias aisladas. La inhibición de F. solani fue causada por siete 
rizobacterias que estresaron y disminuyeron el crecimiento en un 18% a 37%. Por ende, las 
rizobacterias de O. tuberosa presentan un potencial para contribuir de manera positiva al suelo, 
la salud y producción de cultivos, y otros usos, como en el ámbito biotecnológico, en la 
obtención de biofertilizantes. 
 
PALABRAS CLAVE: PGPR, promoción, biocontrol, diversidad, rizosfera. 
10 
1. INTRODUCCIÓN 
La intensificación de las actividades agrícolas ha incrementado enormemente la productividad 
de los cultivos en todo el mundo, pero también ha aumentado nuestra dependencia de insumos 
químicos, como fertilizantes y pesticidas que son utilizados para aumentar el rendimiento de 
los mismos y cumplir a cabalidad con la demanda alimenticia; sin embargo, estos tienen 
múltiples efectos negativos ambientales (variación del pH y deterioro de la estructura del suelo, 
etc.) y para la salud humana (problemas neurológicos y dermatológicos) debido al bajo nivel 
de conocimiento y a su mal manejo; además, algunos patógenos han desarrollado resistencia a 
estos productos químicos (Jimenez-Quintero et al, 2016; Saeed et al, 2021; Vargas-Salas & 
Daza-Pedraza, 2020). 
Dentro de los organismos patógenos encontramos los hongos fitopatógenos, los cuales causan 
enfermedades en las plantas, pues afectan diferentes partes de ésta, como las raíces, los tallos, 
las hojas y los frutos, y pueden causar una amplia gama de síntomas, desde manchas foliares 
hasta la muerte de la planta (Agrios, 2005; Dean et al, 2012). La especie Fusarium solani se 
destaca por ser la causante de un sinnúmero de afecciones en cultivos, ocasionando 
enfermedades caracterizadas por marchitez, tizones, producción de toxinas, pudriciones en 
cultivos ornamentales y forestales en ecosistemas agrícolas y naturales. Este hongo ha sido 
relevante gracias a su rápida infección que puede iniciar en las raíces, en partes de la planta por 
encima del suelo, a través del aire o el agua, responsable de la caída de la productividad, de la 
gran mortalidad de las plantas y, consecuentemente, de la reducción de la vida económica del 
cultivo (Villa-Martinez et al, 2014; Gomes et al, 2014), razón por la cual se han incrementado 
los estudios que buscan evitar su propagación y controlar el crecimiento del hongo. 
La agricultura sostenible es una alternativa que fomenta la adopción de prácticas adecuadas 
para la gestión tanto de los agroecosistemas como del medio ambiente en general. Esta fomentala importancia del uso de microorganismos beneficiosos para las plantas y el suelo que tengan 
potencial para mejorar la salud de los cultivos a través del crecimiento y el desarrollo (Adeleke 
et al, 2019); Además de mejorar el desarrollo vegetal, tienen funciones secundarias como la 
inducción de resistencia sistémica en las plantas y el biocontrol de organismos patógenos 
(Cano, 2011). 
Los microorganismos de la rizosfera son particularmente importantes para el desarrollo de las 
plantas, ya que participan en procesos directos como: la fijación de nitrógeno, la solubilización 
11 
de fosfatos y la producción de fitohormonas; e indirectos como la protección de las plantas 
contra fitopatógenos, motivos por los cuales representan un enfoque amigable con el medio 
ambiente (Baez-Vallejo et al, 2020; Khalil et al, 2021). Dentro de los organismos más 
conocidos por estas capacidades encontramos a las especies pertenecientes a los 
géneros Rhizobium, Pseudomonas, Azospirillum, Microbacterium y Bacillus, los cuales han 
mostrado efectos positivos en leguminosas como el arroz, tubérculos como la yuca y gramíneas 
como la avena, reportándose que en este último grupo, la aplicación de cepas de Azospirillum 
ha permitido un ahorro hasta del 50% de fertilizantes, información que genera un valor 
agregado a la agricultura sostenible (González & Fuentes, 2017; Pazos-Rojas et al, 2016 ). 
La importancia y necesidad de considerar bacterias asociadas a tubérculos nativos en la 
búsqueda de potenciales rizobacterias promotoras de crecimiento va ligada entre otros a 
preservar las especies que puedan generar beneficios a los cultivadores y al ecosistema, pues 
se ha evidenciado que estos organismos aislados de cultivos de papa, ñame, entro otros 
(Sánchez-López & Pérez-Pazos, 2018), podrían llegar a reemplazar el uso de fertilizantes y 
pesticidas químicos brindando una solución armónica cuidando la naturaleza, con capacidades 
de impulsar muchos procesos biológicos beneficiosos en los agro ecosistemas con poco o 
ningún impacto negativo (Cano, 2011; Lopez-Reyes et al, 2004). 
La ibia (Oxalis tuberosa) (figura 1) también conocida como papa de oca, es una hierba de tallos 
suculentos con un porte de 20 a 30 cm aproximadamente, conocida principalmente por sus 
tubérculos, ya que se encuentra dentro de los más tradicionales y endémicos de la región 
andina, por ejemplo, en el Ecuador prehispánico se encontraron evidencias de vestigios en 
tumbas de 8.000 años de antigüedad (Castillo, 2017). Esta especie vegetal, presenta variedades 
que se clasifican principalmente por su color dejándonos dos grupos; rosadas a moradas, y 
blancas a amarillo; esta coloración permite conocer la riqueza de bioactivos (Chuquilín-
Goicochea et al, 2020). Nutricionalmente es similar a la papa, tiene propiedades 
agroindustriales y medicinales, presenta una fácil adaptabilidad frente a condiciones 
ambientales difíciles, constituye un alimento básico para las comunidades campesinas e 
indígenas de la región y es considerada patrimonio cultural (Clavijo et al, 2011). 
En Colombia se cultiva O. tuberosa en departamentos donde se encuentran pisos térmicos fríos 
(2.800 a 4.000 msnm) como Cundinamarca, Nariño, Cauca y Boyacá; en donde se encuentran 
comunidades indígenas como los Paeces, Muiscas, Laches, etc. que hacen uso y 
aprovechamiento de este tubérculo mediante diferentes técnicas de cultivo, siendo una de estas 
12 
el “policultivo”, que consiste en la siembra de diferentes cultivos en la misma área permitiendo 
que se beneficien los unos de los otros; en este caso, O.tuberosa favorece el control de malezas 
y el buen uso de la fertilidad del suelo (Castillo, 2017; Morillo et al, 2019). A pesar de dichas 
características, se encuentra clasificado como un cultivo marginal y se enfrenta a una posible 
erosión genética (FAO) por factores tales como las dificultades en el mercadeo del producto, 
bajo prestigio social, laboriosos procesos de cocción y bajo retorno económico (Morillo et al, 
2019). 
Existen pocos estudios donde se identifique o clasifique a las bacterias rizosféricas de O. 
tuberosa con mecanismos de promoción de crecimiento vegetal (PGPR, por sus siglas en 
inglés), debido a esto y con el ánimo de generar conocimiento y avanzar en el tema de la 
preservación de los cultivos endémicos, este estudio pretende caracterizar las bacterias que se 
encuentran en la rizosfera de O. tuberosa que presenten mecanismos de promoción de 
crecimiento vegetal directos, que comprenden la fijación de nitrógeno, solubilización de 
fosfatos y producción de hormonas (ácido indolacético y giberelinas); y mecanismos indirectos 
como la actividad antifúngica contra F. solani. 
 
Figura 1. Oxalis tuberosa (A) Hábito (B) Tallo suculento (C) Hojas trifoliadas (D) 
Tubérculo (fotos por Lucía Lozano, 2023). 
 
13 
2.OBJETIVOS 
2.1. Objetivo general 
Caracterizar bacterias rizosféricas de Oxalis tuberosa para determinar su potencial como 
promotoras de crecimiento vegetal. 
2.2. Objetivos específicos 
● Seleccionar las bacterias de la rizosfera de O. tuberosa que presentan mecanismos de 
promoción de crecimiento vegetal como la fijación de nitrógeno, solubilización de 
fosfatos, producción de ácido indol acético y producción de giberelinas. 
 
● Evaluar la capacidad antagónica de las bacterias de la rizosfera de O. tuberosa sobre el 
hongo F. solani. 
3. METODOLOGÍA 
3.1. Muestras de suelo 
Se recolectaron cinco muestras en total de las raíces con suelo de O. tuberosa, dos en el 
municipio de Pasca y tres en el municipio de Bojacá, del departamento de Cundinamarca, 
Colombia y se almacenaron en bolsas plásticas para su traslado. 
3.2. Aislamiento de bacterias de la rizosfera de O. tuberosa 
Para el aislamiento se tomó 1 g de suelo rizosférico de O. tuberosa. Se realizaron diluciones 
seriadas en base 10 (desde 10-1 hasta 10-4) en una solución de agua destilada estéril en 
condiciones asépticas. Luego, se sembraron 0,1 ml de cada dilución en placas de agar nutritivo 
(AN). Las placas se llevaron a incubación durante siete días a 25 °C. Después del período de 
incubación, se realizó el recuento y se sembraron por aislamiento las colonias individuales en 
AN. Además, los aislamientos se mantuvieron mediante subcultivos regulares en AN cada 
cuatro semanas y se conservaron en glicerol al 20% a -20 °C (AlAli et al, 2021). 
14 
3.3. Clasificación de aislados bacterianos 
Se realizó una clasificación morfológica de los aislados basándose en las características de las 
colonias y la morfología microscópica con la tinción de Gram. 
3.4. Estimación de diversidad de rizobacterias en O. tuberosa 
La diversidad alfa es la que evalúa, mediante índices, la abundancia y riqueza a nivel de 
localidad, lo que corresponde en este estudio a los morfotipos de las bacterias aisladas de las 
cinco muestras pertenecientes a dos variedades de ibia recolectadas. Para la estimación de este 
estudio se establecieron dos índices de diversidad calculados empleando el software PAST® 
(Villareal et al, 2004; Valdez et al, 2018): 
Índice de Shannon-Weaver: Este índice toma valores desde 0 a 5, donde valores inferiores a 2 
indican baja diversidad y superiores a 3 alta diversidad. 
Índice de dominancia: Oscila en un rango de 0 a 1; valores cercanos a 1 indica dominancia de 
una especie en la localidad, mientras que valores cercanos a 0 expresan igualdad en la 
distribución de las especies. 
3.4.1. Riqueza 
Para estimar la riqueza se tomaron los datos de los morfotipos aislados de las muestras de suelo 
de O. tuberosa, con esto, se tuvo en cuenta hasta los morfotipos no aislados, pues, de igual 
manera, corresponden a la composición de la comunidad bacteriana. Se realizó una gráfica 
como análisis donde se relacionan el número de morfotipos por muestra analizada haciendo 
uso del software GraphpadPrism®. 
3.4.2. Abundancia 
Para calcular la abundancia por muestra,se tomaron los datos de las unidades formadoras de 
colonia por gramo (UFC/g) de cada uno de los morfotipos aislados. Para su análisis se 
elaboraron graficas rango abundancia por muestra analizada, empleando el software 
GraphpadPrism®. 
15 
3.5. Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal 
3.5.1. Crecimiento en medio libre de nitrógeno 
La fijación del nitrógeno atmosférico se evaluó inoculando cada uno de los aislados en medio 
libre de nitrógeno (MLN) preparado con la siguiente composición: sacarosa (20 g), carbonato 
de calcio (CaCO3) (2 g), fosfato dipotásico (K2HPO4) (1 g), cloruro de sodio (NaCl) (0,50 g), 
sulfato de magnesio (MgSO4) (0,50 g), sulfato férrico (Fe2(SO4)3) (0,10 g), molibdato de sodio 
deshidratado (Na2MoO4-2H2O) (0,005 g) y agar (15 g) por litro de solución. Después de la 
inoculación, las placas se incubaron a 25 °C durante siete días, la observación de las colonias 
emergentes en el medio se reportó como un resultado positivo (AlAli et al, 2021). Se realizaron 
dos pases adicionales para corroborar la capacidad de captación de nitrógeno atmosférico 
mediante la observación de crecimiento en medio libre de nitrógeno. 
3.5.2. Solubilización de fosfatos 
La solubilización de fosfato inorgánico se comprobó inoculando por triplicado los aislados 
bacterianos en agar Pikovskaya, que contiene trifosfato de calcio (Ca3(PO4)2) como fuente de 
fosfato (5 g), extracto de levadura (0,50 g), dextrosa (10 g), nitrato de amonio (NH4NO3) (0,50 
g), cloruro de sodio (NaCl) (0,20 g), sulfato de magnesio (MgSO4) (0,10 g), y agar (15 g) por 
litro de solución. 
Tras siete días de incubación a 25 °C, se registraron como resultado la presencia de un halo 
más claro alrededor de las colonias bacterianas observadas a simple vista (AlAli et al, 2021). 
3.5.3. Producción de ácido indol acético (AIA) 
Las bacterias se sembraron por triplicado en agar levadura malta-dextrosa (YMD, por sus siglas 
en inglés), compuesto de extracto de levadura (4 g), extracto de malta (1 g), glucosa (4 g) y 
agar bacteriológico (15 g) por litro de solución. Se incubaron por 72 horas, posteriormente, se 
colocó un papel filtro sobre las colonias y se incubó por 24 horas adicionales. Posteriormente 
se pasó el papel filtro a una caja de Petri, se adicionaron 6 ml del reactivo de Salkowski (1,2 % 
FeCl3, H2SO4 7.9 M) y a las 2 horas se determinó la presencia del halo (Glickmann & Dessaux, 
1995). 
16 
3.5.4. Producción de giberelinas 
Para analizar si los morfotipos producen o no giberelinas, se inocularon los aislados en 5 mL 
de medio Czapek compuesto de peptona de caseína (triptona) (10 g), glucosa (10 g), nitrato de 
sodio (NaNO3) (3 g), (K2HPO4) (1 g), (MgSO4*7H2O) (0,5 g), (KCL) (0,5 g) y (FeSO4*7H2O) 
(0,01 g) y se incubaron a 30° C en agitación continua a 180 rpm. Al cabo de 72 horas se tomó 
una alícuota de 0,2 mL del inóculo y se mezcló con 0,2 mL de etanol (96% v/v) para después 
adicionar 2 mL de mezcla fría de volúmenes iguales de ácido sulfúrico y etanol al 96%. La 
mezcla se incubó a 48 °C por 30 minutos. Las muestras se revelaron con luz UV y se tomó 
como ensayo positivo (producción de giberelinas) aquellas que presentaron una fluorescencia 
verde (García Sanchez, 2018). 
3.5.5. Evaluación in vitro de la actividad antifúngica 
Siguiendo la metodología descrita por Blanco Carrero y Castro Molina (2021), se evaluó el 
potencial biocontrolador in vitro de las rizobacterias sobre F. solani mediante enfrentamiento 
en placa de Petri con medio PDA. Primero, se sembró una línea de cada aislado bacteriano, por 
separado, en PDA, a las 24 h de incubación a 30 °C, se colocó un disco de agar de 8 mm de 
diámetro del hongo, a aproximadamente 4 centímetros de distancia (cultivado previamente por 
cinco días en PDA a 25oC, como control se sembró un disco de agar con el hongo en PDA) y 
se llevó a incubar por 8 días a 25oC (Blanco & Castro, 2021). 
Para evaluar la capacidad de inhibir el crecimiento fúngico se aplicó la ecuación de porcentaje 
de inhibición del área del hongo (PIAH). 
 
3.6. Análisis estadístico 
Los datos obtenidos para los índices de diversidad se analizaron con prueba de Shapiro-Wilk 
para identificar su distribución, posteriormente se eligió la prueba no paramétrica Kruskal-
Wallis para evidenciar las diferencias significativas. Se consideraron significativas cuando el 
valor p sea inferior o igual a 0,05 (AlAli et al, 2021). Para la actividad antifúngica se analizaron 
los resultados de acuerdo con la media del área de los valores de los triplicados. Se realizó la 
fórmula de porcentaje de inhibición teniendo en cuenta la modificación de radio por área 
(Blanco & Castro, 2021). 
17 
4.RESULTADOS 
4.1. Muestras de suelo 
Las muestras fueron denominadas con las letras “MI”. Se analizaron un total de 5 muestras de 
suelo; dos provenientes del municipio de Pasca (MI1 y MI2), y tres de Bojacá (MI3, MI4 y 
MI5); de las cuales cuatro (MI1, MI3, MI4 y MI5) pertenecen a la variedad de ibia con 
coloración rosada (figura 2, A); y una (MI2) pertenece a la variedad de color blanco (figura 2, 
B). 
 
Figura 2. Variedades de O. tuberosa utilizadas en el estudio. 
 
18 
4.2. Aislamiento e identificación de los aislados bacterianos 
Para las cinco muestras de rizósfera de O. tuberosa se encontraron 17 morfotipos (MRI) 
identificados macroscópicamente de los cuales 16 fueron aislados (véase en el anexo 1.1). Para 
la morfología microscópica (véase en el anexo 1.2), se identificaron 2 morfotipos con forma 
de coco Gram positivo (12,5%) y 14 morfotipos en forma de bacilos (87,5%) divididos en 8 
Gram variables (50%) y 6 Gram positivos (37,5%); 5 de los morfotipos en forma de bacilo 
presentan esporas (31,25%) (figura 2) (tabla 1). 
Tabla 1. Morfología microscópica de los 16 morfotipos aislados de la rizosfera de 
O. tuberosa. 
 
Morfotipos 
Morfología 
microscópica 
Tinción* Esporas** 
MRI01 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI02 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI03 Bacilos (+) + 
MRI04 Bacilos ramificados (+) - 
MRI05 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI06 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI07 Bacilos (+) + 
MRI08 Cocos (+) - 
MRI09 Bacilos cortos (+) + 
MRI11 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI12 Bacilos (+/-) + 
MRI13 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI14 Bacilos cortos (+/-) - 
MRI15 Cocos (+) - 
MRI16 Bacilos cortos (+) - 
MRI17 Bacilos (+) + 
*La tinción de Gram se ve interpretada (+) como positivo y (+/-) como Gram variable. 
** La presencia de esporas, (-) ausencia, y (+) presencia. 
 
19 
 
Figura 3. Morfotipos con presencia de esporas. Los morfotipos son (A)MRI03, 
(B) MRI07, (C) MRI09, (D)MRI12 y (E)MRI17. 
 
20 
4.3. Estimación de diversidad de la rizosfera de O. tuberosa 
4.3.1 Riqueza 
Las muestras de la variedad de O. tuberosa A, en términos de riqueza, no muestran valores 
muy variados, pues la muestra con menor cantidad de morfotipos, en este caso la muestra MI4, 
tiene un total de 8 morfotipos (15,7%), mientras que la muestra MI3 con 10 morfos (10,6%) es 
aquella que presenta mayor riqueza (figura 4). La variedad de O. tuberosa B con una sola 
muestra (MI2), presenta la mayor riqueza entre todas las muestras con un total de 15 morfotipos 
aislados (29,4 %), cuatro de estos presentan exclusividad a la muestra (MI2). 
 
Figura 4. Riqueza de morfotipos aislados por muestras, variedades y lugar de recolecta. 
Los municipios se identifican por color; el color con mayor intensidad indica que el 
lugar de proveniencia es Pasca, mientras que el de menor intensidad representa a 
Bojacá. 
 
1 2 3 4 5
0
5
10
15
20
Variedad A Variedad B
MI1 MI3 MI4 MI5 MI2
R
iq
u
e
z
a
 d
e
 m
o
r
fo
ti
p
o
s
21 
4.3.2. Abundancia 
Es evidente ver que la muestra MI1 es la más abundante inter localmente, pues presenta un 
total de 50x105 UFC/g, dentro de la misma se encuentran los dos morfotipos más abundantes 
MRI01 y MRI02 que en su totalidad tienen 24,3x104 y 22x104 UFC/g respectivamente.La 
muestra MI2 se posiciona en segundo lugar, con una abundancia de 32,5x104 UFC/g (figura 5, 
E), seguida de la muestra MI3 con 26,3x104 UFC/g (figura 5, B), la muestra MI5 con 74x103 
UFC/g (figura 5, D) y por último la muestra MI4 con 47x103 UFC/g (figura 5, C), siendo ésta 
la muestra con el menor valor de abundancia. 
Al realizar los análisis de los índices, en el índice de Shannon-Weaver, teniendo en cuenta que 
los valores inferiores a 2 indican baja diversidad y superiores a 3 alta diversidad, se encontró 
que existe una baja diversidad, a excepción de la muestra MI2 cuyo valor se encuentra por 
encima de 2, lo cual demuestra una diversidad media, esto se corroboró al obtenerse una 
diferencia significativa entre los valores la riqueza y abundancia de los morfotipos entre las 
muestras (Xi
2 = 12.91; p < 0,05). Por último, el índice de dominancia nos muestra igualdad en 
la distribución de las especies, pues sus valores se encuentran cercanos a 0 (tabla 2). 
Tabla 2. Índices de diversidad por muestras. 
Índices de Diversidad 
 MI1 MI2 MI3 MI4 MI5 
Shannon_H 1,793 2,254* 1,922 1,537 1,596 
Dominance_D 0,207 0,117 0,173 0,276 0,265 
*Indica valor con diferencia significativa según la prueba de Kruskal-Wallis p < 0,05. 
 
22 
 
Figura 5. Curvas de abundancia relativa de los morfotipos. (A) muestra MI1, (B) 
muestra MI3, (C) muestra MI4, (D) muestra MI5 y (E) muestra MI2. 
 
23 
4.4. Bacterias promotoras crecimiento vegetal 
Para los 16 morfotipos aislados de las cinco muestras de O. tuberosa se realizaron cuatro 
pruebas in vitro relacionadas con la promoción de crecimiento vegetal, que consisten en la 
evaluación indirecta de capacidad de fijación de nitrógeno mediante el crecimiento de colonias 
en medio libre de nitrógeno, solubilización de fosfatos por presencia de halos en agar 
Pikovskaya, producción de ácido indol acético en agar YMD con reactivo Salkowski y 
giberelinas mediante medio Czapek presenciando fluorescencia (tabla 3). 
Un total de 13 morfotipos, correspondiente al 81,25% del total de las bacterias aisladas, 
crecieron en medio libre de nitrógeno, siendo ésta la prueba que presentó mayor cantidad de 
resultados positivos, seguida de la prueba para productoras de AIA, donde el 75% fue positivas. 
La prueba en agar Pikovskaya para la solubilización de fosfatos logró obtener un resultado de 
9 morfotipos (62,5%) positivos; por último, con la menor cantidad de respuesta positiva, a la 
prueba de giberelinas en medio Czapek con 6 morfotipos (37,5%) (figura 6). 
Los morfotipos que presentaron resultados positivos para las cuatro pruebas in vitro fueron 3 
(18,75%), 5 morfotipos dieron positivo a tres de las pruebas (31,25%), 5 fueron positivas para 
dos (31,25%) y 3 (18,75%) solo mostraron capacidad para una de las pruebas (tabla 3). 
 
24 
Tabla 3. Morfotipos con caracteristicas in vitro relacionadas con la promoción de 
crecimiento vegetal. 
 
Morfotipo 
Fijación de 
nitrógeno 
Producción de 
ácido indol acético 
Solubilización de 
fosfatos 
Producción de 
giberelinas 
MRI01 + - - + 
MRI02 + - - + 
MRI03 + + + + 
MRI04 + + + + 
MRI05 + + + - 
MRI06 + + + + 
MRI07 - + - - 
MRI08 + - - - 
MRI09 + + + - 
MRI11 + + - - 
MRI12 - + - - 
MRI13 + + + - 
MRI14 + - + - 
MRI15 + + + - 
MRI16 + + + - 
MRI17 - + - + 
 
* (-) Representan negativo a la prueba in vitro y (+) positivo. 
 
Figura 6. Riqueza de morfotipos con resultado positivo en las pruebas in vitro 
relacionadas con la promoción de crecimiento vegetal efectuadas. (Pikovskaya) 
representa la prueba de solubilización de fosfatos. (MLN) son las siglas para medio 
libre de nitrógeno y (AIA) para ácido indolacético. 
 
MLN AIA Pikovskaya Giberelinas
0
4
8
12
16
C
a
n
ti
d
a
d
 d
e
 m
o
r
fo
ti
p
o
s
R
iq
u
ez
a
 d
e 
m
o
rf
o
ti
p
o
s 
25 
4.4. Bacterias con actividad de control biológico contra Fusarium solani 
Para el potencial antifúngico evaluado contra F. solani se obtuvo que el 43,7% de los 
morfotipos mostraron una disminución en el área final del hongo. El morfotipo con mayor 
porcentaje de inhibición (36,2%) fue MRI09; y el que menor porcentaje de inhibición presentó, 
con 19,3%, fue MRI01 (figura 7) (véase en el anexo 1.3). 
 
 
Figura 7. Porcentaje de inhibición de crecimiento del hongo F. solani por 7 morfotipos 
de rizobacterias de O. tuberosa. 
 
MRI01 MRI04 MRI05 MRI06 MRI09 MRI13 MRI14
0
10
20
30
40
50
%
 d
e
 i
n
h
ib
ic
ió
n
 d
e
 c
r
e
c
im
ie
n
to
26 
5. DISCUSIÓN DE RESULTADOS 
Clasificación y diversidad de bacterias aisladas de la rizosfera de O. tuberosa. 
La rizosfera es el área del suelo que rodea las raíces de las plantas y está influenciado por los 
exudados liberados por las especies vegetales; por lo tanto, es un entorno complejo y dinámico 
que alberga una gran diversidad de microorganismos, incluyendo bacterias beneficiosas que 
juegan un papel importante en la salud, el crecimiento de las plantas y en la productividad de 
cultivos agrícolas (Rodríguez et al, 2020). 
El cultivo de O. tuberosa pese a tener propiedades beneficiosas, como, por ejemplo, sus 
capacidades nutritivas y medicinales; presenta un bajo número de estudios que expliquen su 
microbiota rizosférico, sin embargo, se ha podido hacer un acercamiento en el género Oxalis 
al reconocimiento de filos, familias y hasta especies que presenten características específicas 
que de igual manera evidencian o abren paso a el entendimiento de este cultivo (Chica et al, 
2019). Dentro de los filos de bacterias que se han podido encontrar están principalmente 
Proteobacterias, Bacteroidetes, Patescibacteria y Firmicutes (Chica et al, 2019). El filo 
Firmicutes contiene en su mayoría bacterias Grampositivas (Jenson, I, 2014). Este filo alberga 
bacterias del género Bacillus, conocido por tener bacterias formadoras de esporas, 
característica que les permite sobrevivir en condiciones extremas por años (Carroll et al, 2016); 
en este estudio se lograron caracterizar 5 morfotipos con forma de bacilo y presencia de espora. 
Las bacterias rizosféricas aisladas resultaron ser 16 de las cuales el 88,5% tuvieron forma de 
bacilo; separados por tinción de gram se tiene que el 50% fueron bacilos Gram variables y el 
37,5 % bacilos Gram positivos; el 12,5% restante se identificó con forma de cocos gram 
positivos, esta abundancia de microorganismos concuerda con estudios realizados a la rizosfera 
de Solanum tuberosum y Physalis peruviana, plantas que se dan en zona andina, que han 
demostrado una alta cantidad de microorganismos aislados con forma de bacilo siendo estos 
de más del 50% en ambos casos (Toloza & Lizarazo, 2013; Calvo et al, 2008). Cabe destacar 
que se encontró un morfotipo identificado como bacilo ramificado gram positivo (MRI04), este 
es motivo de interés teniendo en cuenta que una de las especies que presentan estas 
características suele ser Bacillus cereus, anteriormente reportada en la rizosfera de O. tuberosa 
por su capacidad oxalotrófica (Castillo-Arteaga et al, 2016), pero es necesario realizar la 
identificación de MRI04, para comprobar sí pertenece a esta especie. 
27 
En el estudio realizado en Nariño por Castillo-Arteaga y colaboradores en el año 2016, se 
reporta el aislamiento de siete especies de bacterias rizosféricas con características 
oxalotróficas, en contraste, en este estudio se encontraron 17 morfotipos bacterianos en las 5 
muestras analizadas: 9 en la muestra MI1, 15 en la muestra MI2, 10 en la muestra MI3, 8 en 
muestra MI4 y 9 en la muestra MI5; de las cuales hay 5 en común entre las 5 muestras y 4 que 
presentan exclusividad para la muestra MI2. Los cambios entre las comunidades bacterianas 
rizosféricas pueden estar dados por las condiciones del suelo (Leiva et al, 2013), sin embargo, 
las diferencias en promedio de riqueza de morfotipos aislados no parece ser causada por el 
municipio de donde fueron recolectados sinopor la variedad a la que pertenecen; esto podría 
estar pasando debido a que las variedades de O. tuberosa pueden tener diferentes compuestos 
bioactivos y sus exudados radiculares cambian (Calvo et al, 2008). Cabe resaltar que en un 
estudio realizado en Oxalis por Jooste y colaboradores en el año 2019, se demostró que los 
endófitos bacterianos pertenecientes al género Bacillus se transmiten de forma vertical 
(generación en generación) proporcionando beneficios al sistema endófito; esta transmisión 
puede darse gracias a los idioblastos y cavidades que son comunes entre especies de Oxalis y 
es posible que los organismos se almacenen en estas estructuras. Este descubrimiento también 
sugiere formas inesperadas en las que geófitos podrían evitar la deficiencia de nitrógeno, y 
sugiere simbiosis son más comunes de lo esperado. 
Rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal aisladas de O. tuberosa. 
Las bacterias de la rizosfera juegan un papel importante en la salud y el crecimiento de las 
plantas en cultivos agrícolas. Desde la fijación del nitrógeno y la producción de hormonas de 
crecimiento hasta la solubilización de nutrientes y la supresión de patógenos, estas bacterias 
beneficiosas pueden mejorar significativamente el rendimiento de la cosecha y reducir la 
dependencia de los fertilizantes químicos y los pesticidas (Cano, 2011). 
Los morfotipos aislados presentaron un porcentaje alto para la prueba de crecimiento en medio 
libre de nitrógeno con el 81,25%, esta cantidad de morfotipos encontrados también se ha 
reportado en otras especies de Oxalis en África, donde en promedio, 55% de las bacterias 
rizosféricas aisladas fijaron N2; tres especies (O. hirta, O. gracilis y O. suteroides) reportaron 
que más del 80% de las bacterias aisladas presentaron esta característica. También lograron 
identificar que la mayoría de estas especies pertenece al género Bacillus (Jooste et al., 2019). 
Esto permitiría la sostenibilidad del sistema en el que se encuentra el cultivo, pues las bacterias 
que presentan esta característica evitan la deficiencia del nitrógeno en suelo, optimizan la 
28 
disponibilidad de este nutriente y evitan la adición de fertilizantes químicos (Leiva et al, 2013), 
gracias a la alta presencia de enzimas nitrogenasas que les permiten reducir el N2 atmosférico 
en el ion NH4
+, que lo hace asimilable (Velasco-Jiménez et al, 2020). 
El fosforo, es el segundo elemento limitante en los suelos pues su difícil solubilización le 
confiere esta característica después del nitrógeno. Este elemento es esencial para el crecimiento 
y productividad de las plantas pues promueve la división celular, biosíntesis macromolecular, 
fotosíntesis y respiración de plantas, entre otras (Velasco-Jiménez et al, 2020). En este estudio, 
el 62,50% de las rizobacterias presentaron la capacidad de formar halo en agar Pikovskaya; en 
la rizosfera de tubérculos como el yacón (Smallanthus sonchifolius), Rodríguez y 
colaboradores en el año 2018 reportaron que la cantidad de especies solubilizadoras de fosfatos 
encontradas fueron en total 3, lo que podría indicar que la rizosfera de O. tuberosa maneja una 
riqueza alta de bacterias con esta cualidad. 
El AIA es una de las auxinas más caracterizadas y producidas por las bacterias de la rizosfera 
(Ali., 2015), esta fitohormona produce cambios principalmente en funciones como el aumento 
de tamaño, peso, cantidad y área superficial del sistema radicular (Velasco-Jimenez et al, 
2020). La prueba de AIA obtuvo un resultado positivo en el 75% de los morfotipos. La gran 
cantidad de rizobacterias productoras de AIA identificados en O. tuberosa, podrán conferirle 
beneficios como modular y tolerar el estrés abiótico (Egamberdieva et al, 2017), la capacidad 
de explorar el suelo para el intercambio de nutrientes mejorando su nutrición y crecimiento al 
mismo tiempo que la interacción planta-microorganismos (Raheem et al, 2018). 
Al igual que el AIA, las giberelinas son un grupo de fitohormonas que al interactuar con otras 
fitohormonas dan paso a la mediación del estrés abiótico (Ahmad, 2010) pues estas inducen la 
absorción de iones dentro de la planta y le permite a la misma continuar con su crecimiento y 
mantener su metabolismo activo (Iqbal & Ashraf, 2013). En este caso el 37,50% se clasificó 
como productora de giberelinas. Estas pueden influir en la planta regulando la germinación de 
las semillas, elongación de tallos, floración, fruto y altura. Se ha reportado que las giberelinas 
producidas por las PGPR promueven el crecimiento y aumentan el rendimiento del cultivo 
(Velasco-Jimenez et al, 2020). 
29 
Actividad antifúngica de rizobacterias aisladas de O. tuberosa frente a Fusarium solani. 
Los hongos patógenos de las plantas se encuentran entre los factores más importantes que 
causan pérdidas graves en los productos agrícolas cada año por lo que es necesaria la 
implementación del mecanismo de control biológico medido por la inhibición del crecimiento, 
infección o reproducción de un organismo utilizando otro organismo (Heydari & Pessarakli, 
2010). Dentro de las bacterias evaluadas en este estudio, 7 morfotipos de 16 demostraron 
estresar o inhibir al hongo F. solani; se obtuvo un intervalo del 18% al 37% de inhibición sobre 
el crecimiento total, donde el morfotipo que mayor efecto antagónico tuvo fue MRI09 (36,20% 
en la inhibición del crecimiento del hongo), resultados similares al porcentaje de inhibición de 
bacterias aisladas de la rizosfera del tomate y del pimiento, las cuales en PDA disminuyeron el 
crecimiento micelial ≤ 20 %, sin embargo, los medios de cultivo han demostrado tener un 
efecto sobre el porcentaje de inhibición, dato que genera interés, pues sería recomendable que 
en estudios posteriores se evalúen diferentes medios de cultivo (Pastor et al, 2012). La 
inhibición de crecimiento no fue el único efecto que se obtuvo pues 3 morfotipos (MRI03, 
MRI07 y MRI12) aumentaron la formación micelial del 6% al 22%. Teniendo en cuenta que 
este hongo genera afecciones que causan la pudrición de la planta, hacer uso de estas bacterias 
especificas podría perjudicar y disminuir la calidad del cultivo. 
6. CONCLUSIONES 
Este estudio abre las puertas al camino de la investigación del cultivo de O. tuberosa y otros 
tubérculos nativos y endémicos de la región andina que se encuentran en estado de 
marginalidad y escasez. Los microorganismos asociados a las plantas, principalmente los que 
se encuentran cerca y en la zona radicular, tienen propiedades beneficiosas para las mismas, lo 
cual les permitiría un desarrollo optimo y eficaz. Para la Ibia (O. tuberosa) los resultados de la 
caracterización de las bacterias en su rizosfera permiten concluir que: 
- Se encontraron un total de 17 morfotipos caracterizados macroscópicamente de la 
rizosfera de O. tuberosa de los cuales 16 fueron aislados, clasificados 
microscópicamente y analizados con pruebas in vitro para determinar sus características 
como PGPR. 
- Los índices de diversidad ecológica de las rizobacterias de O. tuberosa evidencian una 
diversidad baja y media para la microbiota rizosférica dependiendo no del lugar, sino 
de la variedad que se esté analizando. 
30 
- Los 16 morfotipos bacterianos aislados de O. tuberosa, presentaron al menos una 
característica in vitro de los cuatro puestos a prueba como promotores de crecimiento 
vegetal (mecanismo directo). 
- La prueba con mayor porcentaje satisfactorio en tanto a cantidad de morfotipos fue la 
del potencial de fijación de nitrógeno, seguida de la producción de AIA y solubilización 
de fosfatos, dejando por ultima la producción de giberelinas con el menor porcentaje. 
- La prueba de antagonismo indicó que los 7 morfotipos de bacterias aisladas de la 
rizosfera O. tuberosa (MRI01, MRI04, MRI05, MRI06, MRI09, MRI13 y MRI14) 
presentaron un efecto negativo sobre F. solani inhibiendo el crecimiento micelial con 
un porcentaje promediopor debajo del 50%. 
- Tres morfotipos de rizobacterias aisladas de O. tuberosa (MRI03, MRI07 y MRI12) 
aumentaron el crecimiento de F. solani con respecto al control en un 6% a 20%. 
RECOMENDACIÓNES 
Para trabajos posteriores se recomienda: 
Aumentar la cantidad de muestras de la variedad B de O. tuberosa, pues se podría establecer, 
concretamente, la diferencia con respecto a la riqueza encontrada frente a la variedad A. 
Realizar la identificación de las bacterias MRI03, MRI04 Y MRI06, pues presentaron 
resultados positivos en todas las características in vitro evaluadas. 
En la prueba de enfrentamiento dual para evaluar antagonismo se recomienda hacer un pase 
adicional, pues algunas bacterias mostraban formas anormales que dificultaban la 
determinación de inhibición. 
 
31 
6. REFERENCIAS 
El formato para referenciar y citar es el descrito en las normas APA, 7ma (séptima) edición. 
➢ Adeleke, R. A., Raimi, A. R., Roopnarain, A., & Mokubedi, S. M. (2019). Status and 
prospects of bacterial inoculants for sustainable management of agroecosystems. 
Biofertilizers for Sustainable Agriculture and Environment (pp. 137–172). Springer 
International Publishing. 
 
➢ Agrios, G. N. (2005). Plant Pathology (5a ed.). Academic Press Inc. (London). 
https://www.elsevier.com/books/plant-pathology/agrios/978-0-08-047378-9 
 
➢ Ahmad, P. (2010). Growth and antioxidant responses in mustard (Brassica juncea L.) 
plants subjected to combined effect of gibberellic acid and salinity. Archieves of 
Agronony and Soil Science. 56, 575-588. doi: 
https://doi.org/10.1080/03650340903164231. 
 
➢ AlAli, H. A., Khalifa, A., & Almalki, M. (2021). Plant growth-promoting rhizobacteria 
from Ocimum basilicum improve growth of Phaseolus vulgaris and Abelmoschus 
esculentus. South African Journal of Botany, 139, 200–209. 
https://doi.org/10.1016/j.sajb.2021.02.019 
 
➢ Ali, B. (2015). Bacterial auxin signaling: Comparative study of growth induction in 
Arabidopsis thaliana and Triticum aestivum. Turkish Journal of Botany, 39,1-9. doi. 
https://doi.org/10.3906/bot-1401-31. 
 
➢ Báez-Vallejo, N., Camarena-Pozos, D. A., Monribot-Villanueva, J. L., Ramírez-
Vázquez, M., Carrión-Villarnovo, G. L., Guerrero-Analco, J. A., Partida-Martínez, L. 
P., & Reverchon, F. (2020). Forest tree associated bacteria for potential biological 
control of Fusarium solani and of Fusarium kuroshium, causal agent of Fusarium 
dieback. Microbiological Research, 235(126440. 
https://doi.org/10.1016/j.micres.2020.126440 
 
https://www.elsevier.com/books/plant-pathology/agrios/978-0-08-047378-9
https://doi.org/10.1080/03650340903164231
https://doi.org/10.1016/j.sajb.2021.02.019
https://doi.org/10.1016/j.sajb.2021.02.019
https://doi.org/10.1016/j.sajb.2021.02.019
https://doi.org/10.3906/bot-1401-31
https://doi.org/10.1016/j.micres.2020.126440
32 
➢ Bharti, N., & Barnawal, D. (2019). Amelioration of salinity stress by PGPR. In Singh, 
A. K., Kumar, A., & Singh, P.K. (Eds.), PGPR Amelioration in Sustainable Agriculture 
(pp. 85–106). Elsevier. 
 
➢ Blanco Carrero, E. L., & Castro Molina, Y. (2021). Antagonismo de rizobacterias sobre 
hongos fitopatógenos, y su actividad microbiana con potencial biofertilizante, 
bioestimulante y biocontrolador. Revista Colombiana de Biotecnología, 23(1), 6–16. 
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808 
 
➢ Blanco, E. L., & Castro, Y. (2021). Antagonismo de rizobacterias sobre hongos 
fitopatógenos, y su actividad microbiana con potencial biofertilizante, bioestimulante y 
biocontrolador. Revista Colombiana de Biotecnología, 23(1), 6-16. 
2021.https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808 
 
➢ Bruinsma, J. (2017). World agriculture: Towards 2015/2030: An FAO study (J. 
Bruinsma, Ed.; 1st Edition). Routledge. https://doi.org/10.4324/9781315083858 
 
➢ Calvo Vélez, P., Reymundo Meneses, L., & Zúñiga Dávila, D. (2008). Estudio de las 
poblaciones microbianas de la rizósfera del cultivo de papa (Solanum tuberosum) en 
zonas altoandinas. Ecología Aplicada, 7(1-2), 141-148. 
 
➢ Cano, M. A. (2011). Interacción de microorganismos benéficos en plantas: Micorrizas, 
Trichoderma spp. y Pseudomonas spp. Una revisión. Revista UDCA Actualidad & 
Divulgación Científica, 14(2), 15-31. 
 
➢ Carroll, K. C., Hobden, J. A., Miller, S., Morse, S. A., Mietzner, T. A., Detrick, B., 
Mitchell, T. G., McKerrow, J. H., & Sakanari, J. A. (Eds.). (2016). Bacilos 
grampositivos formadores de esporas: bacillus y clostridium. Microbiología médica, 
27. McGraw 
Hill. https://accessmedicina.mhmedical.com/content.aspx?bookid=1837&sectionid=1
28956862 
 
➢ Castillo-Arteaga, R. D., Burbano-Rosero, E. M., Otero-Ramirez, I. D., & Fernández-
Izquierdo, P. (2016). Degradación de oxalato por bacterias oxalotróficas asociadas a 
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v23n1.84808
https://doi.org/10.4324/9781315083858
https://doi.org/10.4324/9781315083858
https://accessmedicina.mhmedical.com/content.aspx?bookid=1837&sectionid=128956862
https://accessmedicina.mhmedical.com/content.aspx?bookid=1837&sectionid=128956862
33 
plantas del género Oxalis sp en regiones Andinas del departamento de Nariño, 
Colombia. Universidad y salud, 18(1), 69. https://doi.org/10.22267/rus.161801.20 
 
➢ Chica, E., Buela, L., Valdez, A., Villena, P., Peña, D., & Yarzábal, L. A. (2019). 
Metagenomic survey of the bacterial communities in the rhizosphere of three Andean 
tuber crops. Symbiosis, 79, 141–150. https://doi.org/10.1007/s13199-019-00631-5 
 
➢ Chuquilín-Goicochea, R. C., Martínez-Laurente, M. C., & Rodrigo-Chumbes, J. T. 
(2020). Propiedades funcionales de productos tradicionales congelados y secados al sol 
de oca (Oxalis tuberosa Molina) y olluco (Ullucus tuberosus Caldas): Una 
revisión. Puriq, 2(3), 247–263. https://doi.org/10.37073/puriq.2.3.100 
 
➢ Clavijo, N. (2017). Cultura y conservación in situ de tubérculos andinos marginados en 
agroecosistemas de Boyacá: un análisis de su persistencia desde la época prehispánica 
hasta el año 2016. Cuadernos de Desarrollo Rural, 14(80), 1-19. 
https://doi.org/10.11144/ Javeriana.cdr14-80.ccst 
 
➢ Clavijo, N., Combariza, J., & Barón, M. T. (2011). Recognizing rural territorial 
heritage: characterization of Andean tuber production systems in Boyacá. Agronomía 
Colombiana, 29(2), 507-514. 
 
➢ Corrales-Ramírez, L. C., Arévalo-Galvez, Z. Y., & Moreno-Burbano, V. E. 
(2014). Solubilización de fosfatos: una función microbiana importante en el desarrollo 
vegetal. Org.co. de http://www.scielo.org.co/pdf/nova/v12n21/v12n21a06.pdf 
 
➢ Dean, R., Van Kan, J. A. L., Pretorius, Z. A., Hammond-Kosack, K. E., Di Pietro, A., 
Spanu, P. D., Rudd, J. J., Dickman, M., Kahmann, R., Ellis, J., & Foster, G. D. (2012). 
The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology: Top 10 fungal 
pathogens. Molecular Plant Pathology, 13(4), 414–430. 
https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2011.00783.x 
 
➢ Egamberdieva, D., Wirth, S. J., Alqarawi, A. A., Abd-Allah, E. F., & Hashem, A. 
(2017). Phytohormones and beneficial microbes: Essential components for plants to 
https://doi.org/10.22267/rus.161801.20
https://doi.org/10.22267/rus.161801.20
https://doi.org/10.1007/s13199-019-00631-5
https://doi.org/10.37073/puriq.2.3.100
http://www.scielo.org.co/pdf/nova/v12n21/v12n21a06.pdf
https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2011.00783.x
34 
balance stress and fitness. Frontiers in Microbiology, 8: 1-14. doi: 
https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.02104. 
 
➢ Figueroa-López, A. M., Cordero-Ramírez, J. D., Martínez-Álvarez, J. C., López-
Meyer, M., Lizáraga-Sánchez, G. L., Félix-Gsastélum, R., Catsro-Martínez, C., & 
Maldonado-Mendoza, I. E. (2016). Bacterias rizosféricas del maíz con potencial para 
el biocontrol de Fusarium verticillioides. Springer Plus,5, 
330.https://doi.org/10.1186/s40064-016-1780-x 
 
➢ García-Sánchez, J. (2018). Identificación de bacterias productoras de giberelinas 
presentes en plantas de Stanhopea tigrina con efecto promotor de crecimiento vegetal 
[Tesis para optar al grado de maestría, Benemérita Universidad Autónoma de Puebla]. 
https://repositorioinstitucional.buap.mx/handle/20.500.12371/1014 
 
➢ Glickmann, E., & Dessaux, Y. (1995). A critical examination of the specificity of the 
salkowski reagent for indolic compounds produced by phytopathogenic bacteria. 
Applied and Environmental Microbiology, 61(2), 793–796. 
https://doi.org/10.1128/aem.61.2.793-796.1995 
 
➢ Gomes Rocha, S. G., Brito de Azevedo, G., Silva de Novaes, Q., & Novais da Silva, A. 
(2014). Efecto de los productos químicos y de Trichoderma spp. En control del 
Fusarium solani de la fruta de pasión. Interciencia, 39(6), 398–403. 
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=33931213007 
 
➢ González, F. H., & Fuentes, M. N. (2017). Mecanismo de acción de cinco 
microorganismos promotores de crecimiento vegetal. Revista de Ciencias 
Agrícolas, 34(1), 17-31. https://doi.org/10.22267/rcia.173401.61 
 
➢ Heydari, A., & Pessarakli, M. (2010). A review on biological control of fungal plant 
pathogens using microbial antagonists. Journal of Biological Sciences (Faisalabad, 
Pakistan), 10(4), 273–290. https://doi.org/10.3923/jbs.2010.273.290 
 
➢ Idriss, E. E., Makarewicz, O., Farouk, A., Rosner, K., Greiner, R., Bochow, H., Richter, 
T., & Borriss, R. (2002). Extracellular phytase activity of Bacillus amyloliquefaciens 
https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.02104
https://doi.org/10.1186/s40064-016-1780-x
https://doi.org/10.1128/aem.61.2.793-796.1995
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=33931213007
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=33931213007
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=33931213007
https://doi.org/10.22267/rcia.173401.61
https://doi.org/10.3923/jbs.2010.273.290
35 
FZB45 contributes to its plant-growth-promoting effect. Microbiology, 148(Pt 7), 
2097–2109. https://doi.org/10.1099/00221287-148-7-2097 
 
➢ Iqbal, M., & Ashraf, M. (2013). Gibberellic acid mediated induction of salt tolerance 
in wheat plants: growth, ionic partitioning, photosynthesis, yield and hormonal 
homeostasis. Environmental an Experimental Botany, 86, 76-85. doi: 
https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2010.06.002 
 
➢ Jenson, I. (2014). BACILLUS | Introduction. En C. A. Batt & M. L. Tortorello 
(Eds.), Encyclopedia of Food Microbiology (pp. 111–117). Elsevier. 
 
➢ Jiménez Quintero, C. A., Pantoja Estrada, A. H., & Leonel, H. F. (2016). Riesgos en la 
salud de agricultores por uso y manejo de plaguicidas, microcuenca “La Pila.” 
Universidad y salud, 18(3), 417. https://doi.org/10.22267/rus.161803.48 
 
➢ Jooste, M., Roets, F., Midgley, G. F., Oberlander, K. C. & Dreyer, L. L. (2019). 
Nitrogen-fixing bacteria and Oxalis – evidence for a vertically inherited bacterial 
symbiosis. BMC Plant Biol, 19, 441. https://doi.org/10.1186/s12870-019-2049-7 
 
➢ Khalil, M. M. R., Fierro-Coronado, R. A., Peñuelas-Rubio, O., Villa-Lerma, A. G., 
Plascencia-Jatomea, R., Félix-Gastélum, R., & Maldonado-Mendoza, I. E. (2021). 
Rhizospheric bacteria as potential biocontrol agents against Fusarium wilt and crown 
and root rot diseases in tomato. Saudi Journal of Biological Sciences, 28(12), 7460–
7471. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2021.08.043 
 
➢ Kumari, P., Meena, M., & Upadhyay, R. S. (2018). Characterization of plant growth 
promoting rhizobacteria (PGPR) isolated from the rhizosphere of Vigna radiata (mung 
bean). Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 16, 155–162. 
https://doi.org/10.1016/j.bcab.2018.07.029 
 
➢ Leiva R, I. L., Osorio, M., & Ramírez P, R. (2013). Microorganismos asociados a la 
rizosfera del cacao (Theobroma cacao) en condiciones de bosque húmedo premontano 
https://doi.org/10.1099/00221287-148-7-2097
https://doi.org/10.1099/00221287-148-7-2097
https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2010.06.002
https://doi.org/10.22267/rus.161803.48
https://doi.org/10.1186/s12870-019-2049-7
https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2021.08.043
https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2021.08.043
https://dialnet.unirioja.es/servlet/autor?codigo=5293264
https://dialnet.unirioja.es/servlet/autor?codigo=4392351
36 
(bh-pm). Suelos Ecuatoriales, 43(1), 35-45. 
https://dialnet.unirioja.es/servlet/articulo?codigo=7831487 
 
➢ López-Reyes, L., Espinosa-Victoria, D., & Loredo-Osti, C. (2004). Bacterias 
promotoras del crecimiento vegetal asociadas con gramíneas: Una revisión. Terra 
Latinoamericana, 22(2), 225–239. https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=57322211 
 
➢ Mohite, B. (2013). Isolation and characterization of indole acetic acid (IAA) producing 
bacteria from rhizospheric soil and its effect on plant growth. Journal of Soil Science 
and Plant Nutrition, 13. https://doi.org/10.4067/s0718-95162013005000051 
 
➢ Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural Gobierno de Colombia. (2009). Mis 
Buenas Prácticas Agrícolas “Guía para agroempresarios. Cartilla BPA. 
http://www.ica.gov.co/Areas/Agricola/Servicios/InocuidadAgricola/Capacitacion/cart
illaBPA.aspx 
 
➢ Morillo, C. A. C., Morillo, C. Y., Leguizamo, M., M. F. (2019). Caracterización 
morfológica y molecular de Oxalis tuberosa, Mol. en el departamento de Boyacá. 
Revista Colombiana de Biotecnología, 21(1), 18–28. 
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v21n1.57356 
 
➢ Pastor, N., Carlier, E., Andrés, J., Rosas, S. B., & Rovera, M. (2012). Characterization 
of rhizosphere bacteria for control of phytopathogenic fungi of tomato. Journal of 
Environmental Management, 95 Suppl, S332-7. 
https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2011.03.037 
 
➢ Pazos-Rojas, L. A., Marín-Cevada, V., Morales García, Y. E., Baez, A., Villalobos-
López, M. A., Pérez-Santos, M., Muñoz-Rojas, J. (2016). Uso de microorganismos 
benéficos para reducir los daños causados por la revolución verde. Revista 
Iberoamericana de Ciencias, 3(7), 73-
85.http://www.reibci.org/publicados/2016/dic/2000114.pdf 
 
➢ Raheem, A., Shaposhnikov, A., Belimov, A., Dodd, I. C., & Ali, B. (2018). Auxin 
production by rhizobacteria was associated with improved yield of wheat (Triticum 
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=57322211
https://www.redalyc.org/articulo.oa?id=57322211
http://www.ica.gov.co/Areas/Agricola/Servicios/InocuidadAgricola/Capacitacion/cartillaBPA.aspx
http://www.ica.gov.co/Areas/Agricola/Servicios/InocuidadAgricola/Capacitacion/cartillaBPA.aspx
http://www.ica.gov.co/Areas/Agricola/Servicios/InocuidadAgricola/Capacitacion/cartillaBPA.aspx
http://www.ica.gov.co/Areas/Agricola/Servicios/InocuidadAgricola/Capacitacion/cartillaBPA.aspx
https://doi.org/10.15446/rev.colomb.biote.v21n1.57356
https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2011.03.037
http://www.reibci.org/publicados/2016/dic/2000114.pdf
37 
aestivum L.) under drought stress. Archieves of Agronomy and Soil Science. 64: 574-
587. https://doi.org/10.1 080/03650340.2017.1362105. 
 
➢ Rodríguez, P. I., Aldonate, M. L., & Ulla, E. L. (2018). Phosphate solubilizing bacteria 
associated with the rhizosphere of yacón [Smallanthus sonchifolius (Poeppig) 
Robinson] and its ability to promote plant growth. Revista Agronómica del Noroeste 
Argentino, 38 (2), 135-143. 
http://www.scielo.org.ar/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S2314-
369X2018000200005&lng=es&tlng=en. 
 
➢ Saeed, Q., Xiukang, W., Haider, F. U., Kučerik, J., Mumtaz, M. Z., Holatko, J., 
Naseem, M., Kintl, A., Ejaz, M., Naveed, M., Brtnicky, M., & Mustafa, A. (2021). 
Rhizosphere bacteria in plant growth promotion, biocontrol, and bioremediation of 
contaminated sites: A comprehensive review of effects and mechanisms. International 
Journal of Molecular Sciences, 22(19), 10529. https://doi.org/10.3390/ijms221910529 
 
➢ Sánchez López, D. B., & Pérez Pazos, J. V. (2018). Caracterización y evaluación de 
PGPRs sobre el crecimiento de plántulas de Dioscorea rotundata in vitro.Agronomía 
Costarricense, 42(2). https://doi.org/10.15517/rac.v42i2.33780 
 
➢ Toloza, D. L., & Lizarazo, L. M. (2018). Poblaciones microbianas asociadas a la 
rizósfera y filósfera de plantas de uchuva (Physalis peruviana L.). Revista De 
Ciencias, 18(2), 12. https://doi.org/10.25100/rc.v18i2.6092 
 
➢ Turner, J. T., & Backman, P. A. (1991). Factors relating to peanut yield increases after 
seed treatment with Bacillus subtilis. Plant disease, 75, 347-353. 
 
➢ Valdez, M. C. G., Guzmán, L. M. A., Valdés, G. A., Forougbakhch, P. R., Alvarado, 
V. M. A., & Rocha, E. A. (2018). Estructura y diversidad de la vegetación en un 
matorral espinoso prístino de Tamaulipas, México. Revista de Biología Tropical, 66(4), 
1674-1682. https://dx.doi.org/10.15517/rbt.v66i4.32135 
 
➢ Vargas-Salas, G. E., & Daza-Pedraza, A. S. (2020). Estudio de la relación del uso de 
agroquímicos elaborados a base de carbamatos en cultivos de cebolla, con la salud de 
https://doi.org/10.1%20080/03650340.2017.1362105
https://doi.org/10.3390/ijms221910529
https://doi.org/10.3390/ijms221910529
https://doi.org/10.15517/rac.v42i2.33780
https://dx.doi.org/10.15517/rbt.v66i4.32135
38 
agricultores en el municipio de Aquitania Boyacá. [Tesis para optar al título de 
ingenieros ambientales, Universidad Santo Tomas, Seccional Tunja] 
https://repository.usta.edu.co/handle/11634/31358 
 
➢ Velasco-Jiménez, A., Castellanos-Hernández, O., Acevedo-Hernández, G., Clarenc 
Aarland, R., & Rodríguez-Sahagún, A. (2020). Bacterias rizosféricas con beneficios 
potenciales en la agricultura. Terra Latinoamericana: órgano científico de la Sociedad 
Mexicana de la Ciencia del Suelo, A.C, 38(2), 333–345. 
https://doi.org/10.28940/terra.v38i2.470 
➢ Villa-Martínez, A., Pérez-Leal, R., Morales-Morales, H. A., Basurto-Sotelo, M., Soto-
Parra, J. M., & Martínez-Escudero, E. (2015). Situación actual en el control de 
Fusarium spp. y evaluación de la actividad antifúngica de extractos vegetales. Acta 
Agronómica, 64(2), 194-205. https://doi.org/10.15446/acag.v64n2.43358 
 
➢ Villareal, H., Álvarez, M., Córdoba, S., Escobar, F., Fagua, G., Gast, F., Mendoza, H., 
Ospina, M., & Umaña, A.M. (2004). Métodos para el análisis de datos: una aplicación 
para resultados provenientes de caracterizaciones de biodiversidad. Manual de Métodos 
Para El Desarrollo de Inventarios de Biodiversidad. Instituto de investigación de 
Recursos Biológicos Alexander Von Humboldt. Bogotá, Colombia. (pp. 187–225). 
 
 
 
 
 
 
 
 
file:///C:/Users/user/AppData/Local/Microsoft/Windows/INetCache/Content.Outlook/NJKBIPOA/
file:///C:/Users/user/AppData/Local/Microsoft/Windows/INetCache/Content.Outlook/NJKBIPOA/
https://repository.usta.edu.co/handle/11634/31358
https://doi.org/10.28940/terra.v38i2.470
https://doi.org/10.15446/acag.v64n2.43358
https://doi.org/10.15446/acag.v64n2.43358
39 
ANEXOS 
 
Anexo 1.1. Rizobacterias aisladas de O. tuberosa cultivadas en agar nutritivo. 
40 
 
 
Anexo 1.2. Morfología microscópica de rizobacterias aisladas de O. tuberosa. 
41 
 
Anexo 1.3. Resultado prueba de antagonismo contra F. solani en PDA. 
	Caracterización de rizobacterias promotoras de crecimiento vegetal aisladas de la ibia (Oxalis tuberosa)
	Citación recomendada
	tmp.1686236919.pdf.xFBtZ