tesis198

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AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y SEROTIPIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS 
DEL GÉNERO Salmonella EN UNA POBLACIÓN DE Crocodylus intermedius Y 
TESTUDINOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN LA ESTACIÓN DE BIOLOGIA 
TROPICAL ROBERTO FRANCO E.B.T.R.B DE LA FACULTAD DE CIENCIAS – 
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA EN VILLAVICENCIO – META 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIANA ALEXANDRA PACHÓN CUBILLOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS BASICAS 
PROGRAMA PROFESIONAL DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA 
BOGOTÁ 
2009 
2 
 
AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y SEROTIPIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS 
DEL GÉNERO Salmonella EN UNA POBLACIÓN DE Crocodylus intermedius Y 
TESTUDINOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN LA ESTACIÓN DE BIOLOGIA 
TROPICAL ROBERTO FRANCO E.B.T.R.B DE LA FACULTAD DE CIENCIAS – 
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA EN VILLAVICENCIO – META 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIANA ALEXANDRA PACHÓN CUBILLOS 
 
 
 
 
 
 
 
TRABAJO DE GRADO 
 Presentado como requisito parcial 
 Para Optar el Título de 
 
 
Microbiólogo Agrícola y Veterinario 
 
 
 
 
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS BASICAS 
PROGRAMA PROFESIONAL DE MICROBÍOLOGIA AGRÍCOLA Y VETERINARIA 
BOGOTÁ D.C. 
2009 
 
 
3 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NOTA DE ADVERTENCIA 
 
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en 
sus trabajos de tesis. Solo velará porque no se publique nada contrario al dogma y a la 
moral católica y porque las tesis no contengan ataques personales contra persona 
alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia” 
 
Artículo 23 de la Resolución Nº 13 de Julio de 1946 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4 
 
AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y SEROTIPIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS 
DEL GÉNERO Salmonella sp. EN UNA POBLACIÓN DE Crocodylus intermedius Y 
TESTUDINOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN LA ESTACIÓN DE BIOLOGIA 
TROPICAL ROBERTO FRANCO E.B.T.R.B DE LA FACULTAD DE CIENCIAS – 
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA EN VILLAVICENCIO – META 
 
 
 
 
 
DIANA ALEXANDRA PACHON CUBILLOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
APROBADO 
 
 
 
______________________________ ______________________________ 
Bact. MS.c. Adriana Pulido Villamarín MV. Carlos Alfonso Moreno Torres 
Director. Revisor Consultor 
Pontificia Universidad Javeriana. Universidad Nacional de Colombia 
 
 
______________________________ ______________________________ 
MV. MS.c. Rubiela Castañeda Salazar Biol. PhD. Julio Mario Hoyos Hoyos 
Jurado Jurado 
Pontificia Universidad Javeriana. Pontificia Universidad Javeriana. 
5 
 
AISLAMIENTO, IDENTIFICACIÓN Y SEROTIPIFICACIÓN DE ENTEROBACTERIAS 
DEL GÉNERO Salmonella sp. EN UNA POBLACIÓN DE Crocodylus intermedius Y 
TESTUDINOS MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN LA ESTACIÓN DE BIOLOGIA 
TROPICAL ROBERTO FRANCO E.B.T.R.B DE LA FACULTAD DE CIENCIAS – 
UNIVERSIDAD NACIONAL DE COLOMBIA EN VILLAVICENCIO – META 
 
 
 
 
 
DIANA ALEXANDRA PACHÓN CUBILLOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
APROBADO 
 
 
 
 
 
______________________________ _____________________________ 
INGRID SCHULER., Ph.D Bact. M.SC., M Ed. Janeth Arias P. 
Decana Académica Directora 
Facultad de Ciencias Carreras de Microbiología 
 
 
 
 
6 
 
A Dios por llenarme de bendiciones cada día y llevarme de su mano por el camino que 
me permitirá alcanzar todos mis objetivos. 
 
A mi madre por ser el mayor ejemplo de fortaleza, constancia, dedicación y superación; 
por todo su esfuerzo para que juntas alcanzáramos esta meta, por su confianza y 
dedicación y por haberme hecho el ser humano que soy ahora. 
 
A mi padre por que desde el cielo me ha acompañado durante todos estos años, por su 
ejemplo de entereza, sabiduría y fortaleza. 
 
A mi hermano por su apoyo, confianza y compañía durante todos los años de mi vida, a 
mi abuelita por estar siempre a mi lado haciendo de mi un ser humano fuerte y 
perseverante, a mi sobrinito por ser la luz de mi vida. 
 
A Javier por acompañarme durante todo este proceso, brindándome apoyo en los 
momentos difíciles y por infundirme paciencia cuando creí que esto no sería posible. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A la Dra. Adriana Pulido Villamarín, por haberme dado la confianza para la realización de 
este proyecto, por su dedicación, compromiso y apoyo incondicional, aportando todos 
sus conocimientos para la realización de este trabajo. 
 
Al Dr. Carlos Moreno Torres por el aporte de sus conocimientos y constancia para 
concluir con éxito este trabajo. 
 
Al laboratorio de Microbiología de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la 
Universidad Nacional de Colombia, a su directora Dra. Judith Figueroa Ramírez y Dra. 
Derly Fierro Toscano por haberme dado la oportunidad de trabajar en sus instalaciones, 
ya que sin su colaboración esto no hubiera sido posible. 
 
Agradecimiento especial a Becton Dickinson LTDA por la dotación de medios de cultivo, 
kit de identificación y sensidiscos. 
 
A todo el personal de la Estación de Biología Tropical Roberto Franco por toda su 
colaboración y especialmente a su directora profesora María Cristina Ardila por sus 
aportes al trabajo. 
 
 
 
ENERO DE 2009 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
TABLA DE CONTENIDOS 
 
Página 
 
1. INTRODUCCIÓN 17 
2. MARCO TEÓRICO 19 
2.1. FAMILIA ENTEROBACTERIACEAE 19 
2.2. GÉNERO Salmonella 20 
2.2.1. Caracterización morfológica y bioquímica 21 
2.2.2. Clasificación taxonómica 22 
2.2.3. Estructura Antigénica 22 
2.2.4. Factores de virulencia 24 
2.2.5. Patogénesis y patogenicidad 24 
2.2.6. Salmonelosis 27 
2.2.7. Diagnóstico 27 
2.2.7.1. Métodos de aislamiento de Salmonella sp. 28 
2.2.7.2. Identificación bioquímica 34 
2.2.7.2.1. Diagnóstico presuntivo de la presencia de Salmonella sp. 35 
2.2.7.3. Serotipificación 37 
2.2.7.3.1. Esquema de Kauffmann - White 38 
2.2.8. Sensibilidad Frente a agentes antimicrobianos 39 
2.2.8.1. Resistencia de los microorganismos a los antimicrobianos 40 
2.2.8.2. Pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos 41 
2.2.8.2.1. Principios del método de difusión en agar (Kirby-Bauer) 41 
2.2.8.2.2. Interpretación de pruebas de sensibilidad a los antimicrobianos por 
 el método de difusión en agar. 42 
2.2.8.2.3. Selección de los agentes antimicrobianos 42 
2.3. EL GÉNERO Salmonella sp. ASOCIADO A LOS REPTILES 43 
2.4. ESPECIES EN ESTUDIO 47 
2.4.1. Caimán del Orinoco (Crocodylus intermedius) 47 
2.4.2. Testudinos 48 
2.4.3. Bacterias asociadas a enfermedades en reptiles 49 
3. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN 51 
3.1 FORMULACIÓN DEL PROBLEMA 51 
3.2 JUSTIFICACIÓN 52 
4. OBJETIVOS 53 
4.1 OBJETIVO GENERAL 53 
viii 
9 
 
Página 
 
4.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 53 
5. MÉTODOLOGÍA 54 
5.1. ÁREA DE ESTUDIO 54 
5.2. POBLACIÓN MUESTRAL54 
5.3. TOMA DE MUESTRAS 54 
5.3.1. Obtención de muestras por hisopado cloacal 56 
5.3.2. Muestreo de agua y sedimento de los estanques 57 
5.3.3. Muestreo de arena y materia fecal de los estanques 58 
5.4. FASE ANALÍTICA 59 
5.4.1. Aislamiento e identificación de Salmonella sp. 59 
5.4.1.1. Pre enriquecimiento no selectivo 59 
5.4.1.2. Enriquecimiento selectivo 59 
5.4.1.3. Aislamiento primario en medio selectivo y diferencial 59 
5.4.1.4. Identificación bioquímica 63 
5.4.1.5. Serotipificación 63 
5.4.1.6. Prueba de susceptibilidad a antibióticos 64 
6. RESULTADOS Y DISCUSION 66 
6.1. ANÁLISIS DE DATOS 66 
6.2. IDENTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS DEL GÉNERO Salmonella sp. 
POR TÉCNICA BBL CRYSTAL® 66 
6.3. POSITIVIDAD A Salmonella sp. EN ESTANQUES DE CROCODYLIA Y 
 TESTUDINEA 67 
6.4. PRESENCIA DE Salmonella sp. SEGÚN LA ESPECIE 69 
6.5. AISLAMIENTOS DE Salmonella sp. SEGÚN EL TIPO DE MUESTRA 
 PARA EJEMPLARES DE CROCODYLIA Y TESTUDINOS 71 
6.5.1. Aislamientos de Salmonella sp. en estanques de Crocodylia según 
 grupos etáreos 74 
6.6. SEROTIPIFICACIÓN 75 
6.7. PRUEBAS DE SENSIBILIDAD A ANTIMICROBIANOS 77 
6.8. MICROORGANISMOS DIFERENTES A Salmonella sp. AISLADOS EN 
 LOS ESTANQUES DE LA ESTACIÓN 80 
7. CONCLUSIONES 85 
8. RECOMENDACIONES 86 
9. REFERENCIAS 87 
10. ANEXOS 106 
ix 
10 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Página 
 
Tabla Nº 1. Propiedades bioquímicas diferenciales de las subespecies de 
Salmonella sp. 34 
 
Tabla Nº 2. Resultados de las pruebas bioquímicas clave para la identificación de 
microorganismos pertenecientes al género Salmonella sp. 37 
 
Tabla Nº 3: Especies de Crocodylia y Testudines muestreadas y número de cepas 
de Salmonella sp. aisladas para cada especie según estanques muestreados 55 
 
Tabla Nº 4: Comportamiento de los microorganismos del género Salmonella sp. 
 aislados a partir de muestras de ejemplares de Orden Testudinata frente a los 
antibióticos utilizados mediante el método de Kirby – Bauer 77 
 
Tabla Nº 5: Comportamiento de los microorganismos del género Salmonella sp. 
aislados a partir de muestras de ejemplares de Orden Crocodylia frente a los 
antibióticos utilizados mediante el método de Kirby – Bauer. 78 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
x 
11 
 
INDICE DE FIGURAS 
Página 
 
Figura Nº 1. Septicemia por Salmonella sp. en Crocodylia 46 
 
Figura Nº 2. Septicemia por Salmonella sp. en Testudinos 46 
 
Figura Nº 3. Caimán del Orinoco o Caimán Llanero (C. intermedius) 48 
 
Figura Nº 4. Ejemplares de Orden Testudinata encontrados en la 
E.B.T.R.F 49 
 
Figura Nº 5. Toma de muestras: hisopados cloacales en Testudinos. 56 
 
Figura Nº 6. Muestreo de ejemplares neonatos de Crocodylus intermedius 
mediante hisopado cloacal. 57 
 
Figura Nº 7. Muestreo de agua y sedimento de los estanques. 58 
 
Figura Nº 7A y 7B. Muestreo en los estanques de Crocodylia neonatos 
y Testudinos 58 
 
Figura Nº 7C Muestreo en estanques de Crocodylia Adultos y Juveniles 58 
 
Figura Nº 8. Muestreo de arena y materia fecal encontrada en los encierros 
de los animales en estudio. 59 
 
Figura Nº 9. Identificación de colonias compatibles con Salmonella sp. en medios 
de cultivo selectivos. 60 
 
Figura Nº 9 A. CRHOMagar Orientación 60 
 
Figura Nº 9 B. Agar MacConkey 60 
 
Figura Nº 10. Características morfológicas de las enterobacterias del género 
Salmonella sp. aisladas en los medios de cultivo diferenciales. 61 
 
Figura Nº 10 A. CHROMagar Salmonella. 61 
 
Figura Nº 10 B. Agar Hektoen Entérico. 61 
 
Figura Nº 11. Microorganismos diferentes a Salmonella sp. aislados en 
las muestras. 62 
 
Figura Nº 11 A. Staphylococcus saprophyticus. 62 
Figura Nº 11 B. Escherichia coli. 62 
Figura Nº 11 C. Enterococcus sp. 62 
Figura Nº 11 D. Klebsiella sp. 62 
Figura Nº 11 E. Citrobacter sp. 62 
 
 
 
xi 
12 
 
Página 
Figura Nº 12. Lectura de pruebas de identificación Crystal® para 
microorganismos entéricos/no fermentadores. 63 
 
Figura Nº 12 A. Identificación a partir de agua y sedimento del estanque 
de Testudinos número 21. 63 
 
Figura Nº 12 B. Lectura en muestra de hisopado cloacal de caimán 
neonato en el estanque número 47 63 
 
Figura Nº 13. Esquema de una lámina hemoclasificadora utilizada para 
la serotipificación de las cepas de Salmonella sp. y modo en que se empleó. 64 
 
Figura Nº 14. Antibiograma 65 
 
Figura Nº 15. Porcentaje de presentación de Salmonella sp. en los 
estanques de la E.B.T.R.F. 67 
 
Figura Nº 16. Estanques de Tortugas positivos y negativos 
a Salmonella sp. 69 
 
Figura Nº 17. Estanques de C. intermedius positivos y negativos a 
Salmonella sp. en la E.B.T.R.F. 70 
 
Figura Nº 18. Aislamiento de Salmonella sp. según el origen 
de la muestra en Testudinea 72 
 
Figura Nº 19. Aislamiento de Salmonella sp. según el origen de la muestra 
en estanques de C. intermedius 72 
 
Figura Nº 20. Porcentaje de aislamientos positivos a Salmonella sp. 
en los estanques de Crocodylia según los grupos etáreos. 74 
 
Figura Nº 21. Serotipificación de Salmonella sp. aislada en la E.B.T.R.F 76 
 
Figura Nº 22. Pruebas de Sensibilidad a antimicrobianos 78 
 
Figura Nº 23. Microorganismos diferentes a Salmonella sp 
aislados en los estanques de C. intermedius y Testudinos de la E.B.T.R.F 80 
 
Figura Nº 24. Microorganismos aislados las muestras de agua y sedimento 
en los estanques de Testudinea muestreados 81 
 
Figura Nº 25. Microorganismos aislados en las muestras 
de arena y materia fecal en los estanques de Testudineamuestreados 81 
 
Figura Nº 26: Microorganismos aislados en las muestras de hisopados 
cloacales de ejemplares de Testudinata muestreados 82 
 
Figura Nº 27: Microorganismos aislados en las muestars de agua y 
sedimento de los estanques de C. intermedius muestreados 82 
 
Figura Nº 28: Microorganismos aislados en las muestras de arena y 
materia fecal halladas en los estanques de C. intermedius muestreados 83 
 
xii 
13 
 
Figura Nº 29: Microorganismos aislados en las muestras de hisopados 
cloacales de ejemplares de C. intermedius muestreados. 83 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiii 
14 
 
ÍNDICE DE ANEXOS 
Página 
 
ANEXO N º 1. Plano de la E.B.T.R.F 106 
 
ANEXO Nº 2. Apariencia de los microorganismos en CHROMagar 
Orientación 107 
 
ANEXO Nº 3. Sistema de Identificación BBL Crystal para Entericos/No 
Fermentadores. 108 
 
Anexo 3.1. Procedimiento para la identificación de los microorganismos por 
sistema BBL Crystal. 108 
 
Anexo 3.2. Ficha técnica de reacciones de color para lectura de resultados. 109 
 
Anexo 3.3. Calculo del número de perfil 109 
 
ANEXO Nº 4. Esquema de Kauffmann – White 110 
 
ANEXO Nº 5. Interpretación de pruebas de sensibilidad a antimicrobianos 112 
 
ANEXO Nº 6. Resultados obtenidos por estanque en cada muestreo. 114 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
xiv 
15 
 
RESUMEN 
 
Durante mucho tiempo las enterobacterias pertenecientes al género Salmonella han sido 
reportadas como patógenos para humanos y animales tanto domésticos como silvestres; 
aunque también hacen parte de la flora normal intestinal de reptiles, especialmente de 
tortugas. 
La Estación de Biología Tropical Roberto Franco de la Universidad Nacional de 
Colombia, ubicada en la ciudad de Villavicencio, lidera el programa de recuperación del 
Caimán Llanero (Crocodylus intermedius) que se encuentra en inminente peligro de 
extinción y además cuenta con una colección viva de Testudinos de diferentes géneros. 
Con el fin de evidenciar la presencia del enteropatógeno en la Estación, se procedió a 
aislar microorganismos del género Salmonella a partir de muestras de origen ambiental y 
cloacal de las especies allí encontradas, utilizando la metodología microbiológica 
estándar; posteriormente se procedió a serotipificar los aislamientos por el método 
convencional de Kauffmann-White especialmente a nivel de antígeno somático y 
finalmente se realizó la prueba de sensibilidad a antimicrobianos para cada cepa 
encontrada en la Estación. 
Los resultados reportan una prevalencia del 52% de Salmonella sp. en el total de la 
población muestreada, con una mayor positividad a partir de muestras de 
agua/sedimento y las pruebas de sensibilidad a antimicrobianos determinaron que el 
100% de los aislamientos fueron sensibles a la norfloxacina. Teniendo en cuenta que 
microorganismos del serogrupo C2 fueron los más prevalentes (41,4%) y conscientes del 
riesgo zoonótico se dio inicio a la implementación de un manual de bioseguridad para la 
estación y así prevenir todo riesgo para la población animal y humana. 
Los resultados obtenidos fortalecerán programas de sanidad animal que pretenden 
garantizar la salud de los ejemplares y realizar nuevas investigaciones de patogenia, 
nutrición, etología y genética. 
 
 
 
 
 
16 
 
ABSTRACT 
 
Salmonella sp. has been reported as pathogens for human and animals domestic as wild; 
in spite of being part of the normal intestinal flora of reptiles especially of turtles. 
The Estación de Biología Tropical Roberto Franco located in the city of Villavicencio is 
part of the Universidad Nacional de Colombia, and it leads the program of recovery of the 
Caiman Llanero (Crocodylus intermedius), which is in imminent extinction danger and 
also bill with an alive collection of Testudinos of different families. 
 
With the purpose of evidencing the presence of the enteropathogen, we proceeded to 
isolate microorganisms of the gender Salmonella sp. starting from samples of 
environmental and cloacae origin using the standard methodology; we proceeded to 
serotyping the isolations for the conventional method of Kaufmann-White and finally we 
did an antimicrobial susceptibility test for each strain found in the Estación. 
 
Results reports a prevalence of 52% of Salmonella sp in the population sampled with a 
bigger detection starting from samples of water/silt. Antimicrobial susceptibility test could 
determine than 100% of the isolates were sensible to norfloxacine. Knowing that 
microorganism of serogroup C2 were the most prevalent (41,4%) and aware of the 
zoonotic risk we begin to the implementation of a biosecurity manual for the Estacion and 
this way to prevent all risk for the animal and human population. 
 
Results going to strength programs of animal sanity that seek to guarantee the health of 
the animals and to carry out new in investigation in pathology, nutrition, etiology and 
genetics. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
17 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
Los miembros del género Salmonella están ampliamente distribuidos en la naturaleza, se 
encuentran como comensales y patógenos en el tracto gastrointestinal de mamíferos 
domésticos y salvajes, reptiles, aves e insectos, causando un amplio espectro de 
enfermedades en sus hospederos, considerándose como la principal enterobacteria de 
importancia en salud pública (Selbitz et al.,1995. Turnbull, 1979). 
Para el caso de Latinoamérica y especialmente para Colombia la investigación acerca de 
microorganismos pertenecientes al género Salmonella se ha centrado en relación con las 
enfermedades trasmitidas por agua y por alimentos (ETA) y es poco lo que se ha 
investigado con respecto a la transmisión por reptiles donde esta enterobacteria hace 
parte de la flora intestinal normal; a pesar que las autoridades reguladoras del medio 
ambiente reconocen el problema zoonótico que representan las especies silvestres 
frente a la población humana, las investigaciones en el área biológica y veterinaria son 
insuficientes (Hernández, 2004) 
 
Los reptiles frecuentemente son portadores asintomáticos de Salmonella sp. y por 
consiguiente, los casos clínicos de salmonelosis son reportados con menor frecuencia 
(Ramsay, et al, 2002). Sin embargo, numerosos estudios han asociado la bacteria con altos 
niveles de mortalidad en serpientes y tortugas, y a su vez, un gran porcentaje de 
investigaciones han implicado la herpetofauna en la transmisión de Salmonella sp. hacia 
los humanos, lo cual permite establecer la capacidad de generar procesos de infecciones 
zoonóticas y la importancia de la bacteria a nivel de salud pública (Saelinger y Lewbart, 2006). 
 
De manera natural los reptiles son susceptibles a enfermedades que contribuyen a la 
disminución de las poblaciones; aunque en la mayoría de los casos se desconoce la 
acción patógena de los microorganismos sobre estas especies silvestres, ignorándose el 
impacto que tienen las enfermedades bacterianas sobre las mismas, así como el 
tratamiento ideal para combatir los signos producidos (Mader, 1996). Sin embargo, es de vital 
importancia tener en cuenta que la presencia de éste tipo de endopatógenos no se 
asocia necesariamente con estados de enfermedad (Lax, et al., 1995). Desde el punto de vista 
profiláctico, la susceptibilidad a patologías causadas por enterobacterias en reptiles se 
relaciona con estados de depresión en el animal, que pueden producirce a causa del 
estrés por el cautiverio, alteración en temperaturas medioambientales, el número de 
microorganismos presentes, edad, estado nutricional del animal, entre otras (Mader,1996). 
Los resultados asociados a este tipo de condiciones son la afección de tejidos y fluidos 
por generar un bloqueo de los vasos sanguíneos, edema, ulceraciones, necrosis, 
18 
 
disminución de actividad, pérdida de peso progresiva, anorexia, polifagia, regurgitación, 
diarrea, constipación y letargia. (Jertborn et al 1990). 
Estudios sobre Salmonella sp. en especies silvestres demuestran que su presencia es 
constante, pero se deben conocer las serovariedades implicadas y la sensibilidad que 
tienen tanto animales cautivos como salvajes para ser afectados por el microorganismo 
con el fin de minimizar los posibles inconvenientes que se pueden presentar en los 
programas de recuperación debido a enfermedades asociadas al enteropatógeno; 
además, parece ser que en los centros donde los reptiles están en condiciones de 
cautividad, hay más posibilidad de aislamiento de esta bacteria que en estado libre (Ramsay 
et al., 2002). La Estación de Biología Tropical Roberto Franco, es el centro de recuperación 
de especies silvestres en vía de extinción más importante en el país, ha demostrado una 
excelente gestión en el manejo de estas poblaciones logrando así minimizar los riegos 
de extinción de las especies; es una entidad encaminada al cuidado y recuperación de 
ejemplares de Crocodylus intermedius (Caimán Llanero) y Testudines llevando a cabo 
investigaciones en el ámbito de salud, nutrición y reproducción que permiten la 
repoblación de estos ejemplares; sin embargo, las condiciones ex situ de los animales 
producen estados de inmunosupresión donde microorganismos patógenos como 
Salmonella sp. pueden llegar a colonizar generando cuadros de enfermedad en los 
individuos; con base en ello, es necesario tener en cuenta que el conocimiento de la 
microbiología entérica de estas especies es fundamental para diagnosticar desórdenes en 
la flora digestiva así como para prevenir infecciones secundarias, todo ello dirigido a 
optimizar los respectivos programas de conservación de estas especies silvestres (Saelinger y 
Lewbart, 2006) 
 
Mediante la realización de este estudio se pretende llevar a cabo un análisis sobre la 
condición de los animales de Orden Crocodylia y Orden Testudinea cautivos en la Estación 
de Biología Tropical Roberto Franco dependencia de la Facultad de Ciencias de la 
Universidad Nacional de Colombia, en la ciudad de Villavicencio, debido a que de acuerdo 
con las listas oficiales de especies amenazadas publicadas por la Unión Internacional para 
la Conservación de la Naturaleza (UICN), son las especies de vertebrados más 
amenazados en Colombia (Min. Medio Ambiente, 2002). Para tal fin, se llevará a cabo el aislamiento e 
identificación de enterobacterias del género Salmonella, estableciendo los serogrupos que 
predominan en dichas especies, identificados mediante pruebas serológicas, para 
posteriormente reconocer su valor zoonótico y finalmente lograr con la investigación hacer 
un aporte sustancial en cuanto a los riesgos biológicos y epidemiológicos de importancia en 
salud pública dentro de la Estación y asimismo, promover la preservación de la fauna nativa 
que se encuentra en peligro de extinción. 
19 
 
2. MARCO TEÓRICO 
 
2.1. Familia Enterobacteriaceae 
La familia Enterobacteriaceae (bacterias entéricas), pertenece al orden XIII 
Enterobacteriales. Según la segunda edición 2001 del Manual Bergey de Bacteriología 
Sistemática, está conformada por 41 géneros y más de 100 especies (Quinn et al., 2002), 
aunque menos de la mitad tienen interés desde el punto de vista veterinario (Stanchi, 2007). 
Su hábitat natural es el intestino y muchos de estos microorganismos provocan 
enfermedades tanto en los animales productores de alimentos (diarrea de los recién 
nacidos y salmonelosis), como en los animales de compañía (infecciones y abscesos del 
tracto urinario) y en el hombre (Biberstein, y Chung Zee, 1990). Esta familia incluye géneros de gran 
importancia a nivel epidemiológico como son Escherichia coli, Shigella sp., Salmonella 
sp, Enterobacter sp., Klebsiella sp., Serratia sp., Proteus sp., Citrobacter sp., Edwarsiella 
sp., Yesinia sp., Morganella sp., y Arizona sp. entre otras (Jawetz, et al, 2005). 
 
Los microorganismos de esta familia son parecidos en cuanto a su morfología y 
caracteres tintoriales por ser bacilos pleomórficos Gram negativos y asporógenos de un 
tamaño de 2 – 3 µm por 0,4 – 0,6 µm, catalasa positivos y oxidasa negativo, por carecer 
de citocromo c, lo cual es una propiedad bioquímica útil en el aspecto diagnóstico de la 
familia (Stanchi, 2007; Biberstein y Chung Zee, 1990). Los representantes de este grupo de 
microorganismos son anaerobios facultativos; en condiciones anaerobias, su crecimiento 
depende de que en el medio existan carbohidratos como fuente de carbono; en 
aerobiosis, la gama de sustratos apropiados para su crecimiento incluye ácidos 
orgánicos, aminoácidos y carbohidratos (Biberstein y Chung Zee, 1990). Mediante observación 
microscópica resulta difícil diferenciar los representantes de un determinado género de 
los pertenecientes a los demás géneros. Son clave para el diagnóstico los productos 
resultantes de la fermentación de azúcares; casi todos los microorganismos de este 
grupo fermentan la glucosa a ácido pirúvico por la vía de Embden Meyerhoff (glicolisis); 
fermentan la D-glucosa a menudo con producción de gas, reducen los nitratos a nitritos y 
poseen un contenido de DNA del 39 al 59% de guanina mas citosina (G+C), algunos 
poseen cápsula (Stanchi, 2007; Biberstein y Chung Zee, 1990). 
Las propiedades que definen a la familia deben ponerse en evidencia para afirmar que la 
cepa es una enterobacteria. A partir de ahí se realiza la identificación, fundamentalmente 
por las características bioquímicas para estudiar el metabolismo proteico (presencia de 
ureasa, producción de indol, degradación del triptófano), el metabolismo glucosídico 
(fermentación de azúcares: glucosa, lactosa, sacarosa, etc.), la capacidad de utilizar el 
citrato como única fuente de carbono, la presencia de enzimas descarboxilasa y 
20 
 
desaminasas y la producción de hidrógeno sulfurado, entre las características más 
importantes (Biberstein y Chung Zee, 1990). 
Las Enterobacterias pueden comportarse como apatógenas, patógenas oportunistas y 
patógenas importantes. Las primeras, pueden encontrarse como contaminantes de 
muestras clínicas, siendo aisladas del ambiente y/o materia fecal, como es el caso de 
Hafnia; las enterobacterias patógenas oportunistas ocasionalmente producen 
enfermedad a nivel del tracto digestivo, mientras que las patógenas importantes pueden 
causar daños entéricos y sistémicos, por poseer una estructura antigénica compleja y 
producir varias toxinas y otros factores de virulencia (Baümler et al. 1998, Muñoz et al, 2002, Biberstein y 
Chung Zee, 1990). 
 
2.2. El Género Salmonella 
El género Salmonella recibe su nombre en honor al microbiólogo americano Daniel 
Elmer Salmon (1850-1914), quien en 1876 fue reconocido como el primer doctor en 
medicina veterinaria graduado en una universidad de los Estados Unidos. Junto a 
Theobald Smith (1859-1934), conocido por su trabajo con anafilaxis, fueron quienes 
descubrieron los gérmenes designados como salmonelas, en 1885, aislándolos de 
cerdos con cólera (Stanchi, 2007) 
 
Salmonella sp. es la enterobacteria de mayor importancia a nivel de salud pública por 
producir trastornos del tracto gastrointestinal y septicemia no solo en el ser humano, sino 
en todas las especies animales (Selbitz et al; 1995; Turnbull, 1979, Lujan y Blas, 2007) 
 
Los microorganismos del género Salmonella están extensamente diseminados en la 
naturaleza como comensales y como patógenos del aparato digestivo de los mamíferos 
domésticos y silvestres, aves, reptiles e insectos, en los cuales pueden llegar a producir 
una amplia gama de enfermedades. Todas las salmonelas son potencialmentepatógenas (Stanchi 2007; Smith et al. 1952; Mahajan et al. 2003) al ser parásitos intracelulares y por 
medio de los macrófagos en los que se encuentran, se diseminan por todo el organismo 
afectado aprovechando la vía linfática y sanguínea (Smith et al. 1952; Suter, 1956; Stanchi, 2007). En 
medicina humana están descritas diversas presentaciones de salmonelosis: fiebre 
entérica, septicemia, y finalmente gastroenteritis; mientras tanto, en medicina veterinaria 
se ha determinado que esta bacteria puede provocar septicemia, enteritis aguda, 
subaguda y crónica, y abortos en diferentes especies animales (Stanchi, 2007). Las diversas 
especies de salmonelas se transmiten por contacto tanto con enfermos como con 
portadores sanos, aunque por lo general la enfermedad producida por este agente 
microbiano tiene un origen alimentario debido a la ingesta de alimentos contaminados 
21 
 
con el patógeno, teniendo en cuenta que la fuente de contaminación ambiental es 
invariablemente la materia fecal (Stanchi 2007 ; Smith et al. 1952; CDC. 2007). 
 
2.2.1 Caracterización morfológica y bioquímica 
Los miembros del género Salmonella son bacilos Gram-negativos, de 0,7-1,5 x 2,0-5µm, 
no fermentadores de lactosa, anaerobios facultativos, no esporulados (Terragno et al, 2003); 
generalmente móviles por flagelos perítricos con la excepción de Salmonella gallinarum y 
Salmonella pullorum, responsables de la tifoidea aviar y pullorosis respectivamente (Stanchi 
2007, Terragno et al, 2003). 
 
Poseen metabolismo fermentativo y oxidativo; fermentan glucosa con producción de 
ácido y gas (excepto S. typhi), también fermentan L-arabinosa, maltosa, D-manitol, D-
manosa, L-ramnosa, Dsorbitol, trehalosa, D-xilosa y D-dulcitol (Terragno et al, 2003).
 Son 
oxidasa negativo, catalasa positivo, indol y Voges- Proskauer (VP) negativo, rojo de 
metilo y citrato de Simmons positivo, producen H2S, son urea negativo, lisina ornitina y 
descarboxilasa positivo (Terragno et al, 2003). Entre otras características bioquímicas se 
encuentran la reducción de nitratos a nitritos, no desaminan la fenilalanina y son 
tetrationato reductasa (Jawetz, et al, 2005). 
 
Las salmonelas se multiplican bien en medios ordinarios, las colonias post incubación 
por 18 a 24 horas a 32oC son de 2 a 3 mm de diámetro salvo algunos serotipos que 
producen colonias pequeñas; con algunas excepciones no presentan cápsula (Smith et al. 
1952; Suter 1956). Los miembros del género Salmonella crecen en un amplio rango de 
temperaturas (7 - 28oC), el rango de pH ideal para su crecimiento es entre 6,6 y 8,2; son 
incapaces de tolerar altas concentraciones de sal y sobreviven en agua congelada 
durante periodos prolongados (Jawetz et al. 2005). 
 
Los criterios para la identificación bioquímica de Salmonella sp. son relativamente 
estándar, sin embargo puede haber variaciones en los medios de cultivo y algunas 
pruebas bioquímicas, por lo cual como alternativa se están introduciendo cada vez más 
los métodos moleculares que permiten un diagnóstico más rápido y pueden ser más 
simples de realizar, pero tienen como desventaja que son de costo elevado (Terragno et al, 
2003). 
 
 
 
 
22 
 
2.2.2. Clasificación taxonómica 
La más reciente clasificación del género Salmonella está basada en estudios realizados 
sobre la base de técnicas de hibridación del DNA de la bacteria y se ha concluido que 
éste está conformado por dos especies: 
1) Salmonella enterica, dividida en seis subespecies aisladas de: 
 
a. Subepecie I. S. enterica subsp. enterica: Humanos y Animales de sangre caliente 
b. Subespecie II. S. enterica subsp. salamae: Animales de sangre fría y del ambiente. 
c. Subsespecie III a. S. enterica subsp. arizonae: Animales de sangre fría y del 
ambiente. 
d. Subespecie III b: S. enterica subsp. diarizonae. Animales de sangre fría y del 
ambiente. 
e. Subespecie IV. S. enterica subsp. houtenae. Animales de sangre fría y del 
ambiente. 
f. Subespecie VI. S. enterica subsp. indica. Animales de sangre fría y del ambiente. 
 
2) Salmonella bongori. Subespecie V: No constituye un patógeno para los humanos, 
pero si ha sido implicada en ciertas patologías en animales (Popoff y Le Minor, 1992; Grimont y 
Weill; 2007; Stanchi 2007; Farmer 2003 y Terragno et al 2003) 
 
Es de suma importancia aclarar que, aunque existan solo dos especies de salmonelas 
según su hibridación de DNA, tanto las especies como las subespecies mencionadas se 
encuentran constituidas por más de 2400 variedades serológicas, determinadas según 
las distintas asociaciones de los antígenos somáticos O y flagelares H (Stanchi, 2007). 
 
También puede hacerse una clasificación de las salmonelas desde el punto de vista 
epidemiológico en tres grupos: 
 
1) Sin ninguna afinidad por hospedador 
2) Afectan únicamente al ser humano 
3) Adaptadas a un hospedador animal únicamente (Stanchi 2007; Terragno et al 2003). 
 
2.2.3. Estructura antigénica 
La estructura antigénica de Salmonella sp. es similar a la de otras enterobacterias, 
contando con la presencia de dos clases de antígenos principales: Antígenos O 
(somáticos) y Antígenos H (flagelares). En algunas cepas se encuentra un tercer tipo de 
Antígeno de superficie, análogo funcionalmente a los Antígenos K (capsulares) de otros 
23 
 
géneros. Al estar este antígeno relacionado con la virulencia de las cepas se le 
denomina Antígeno Vi (Koneman y Allen. 1999), que puede interferir con la aglutinación por 
antisueros O y que se relacionan con invasividad (Jawetz et al, 2005). 
 
a. Ag Somático (O de pared celular): Es un polisacárido, termostable, tipo-
especifico, que se halla en todas las especies (Stanchi 2007). Se distinguen dos clases: 
mayores (determinantes del serogrupo) y menores (se hallan en algunas 
Salmonelas y serogrupos de éstas), son compartidos por diferentes serovares y no 
determinan los serogrupos (Stanchi 2007), aunque existen numerosos antígenos O, son 
los factores O principales los que sirven para caracterizar los diferentes tipos 
antigénicos. (Por ejemplo O4: se refiere al grupo B, O9: Grupo D, entre otros) (Muñoz et 
al. 2002). El complejo de antígenos O determina el subgrupo somático al que 
pertenecen los géneros de Salmonella, sp., Arizona sp., Citrobacter sp., Escherichia 
sp., Providencia spp. Serratia sp. entre otros (Bayley y Schott, 1982). 
 
b. Ag Flagelar (H): Es proteico y termolábil, constituido por flagelina, cuya 
composición en aminoácidos es constante para un tipo antigénico determinado (Bayley 
y Schott, 1982). Por lo general, los microorganismos que tienen este antígeno, poseen 
dos fases diferenciables por medio de aglutinación en tubo de ensayo (Stanchi 2007; y 
Terragno et al, 2003); esto depende de dos genes estructurales que corresponden a la fase 
1 y a la fase 2 que hacen referencia a estados motiles y no motiles de la bacteria. 
En el primer caso (H1), lo más relevante es que se trata de un Ag específico de 
especie (según Kauffmann y White) y su síntesis reside en el gen hag1, que sólo se 
expresa durante las primeras 24 h del crecimiento, en lo que se refiere al H2, es 
compartido por varias especies de Salmonella y el gen que codifica para su 
producción es el Hag2, el cmismo que se manifiesta a partir de las 24 h posteriores 
al inicio del desarrollo. La mayoría de las cepas del género Salmonella pueden 
expresar las dos especificidades de su antígeno H (difásicos), sin embargo existen 
algunas que logran expresar solamente uno (monofásicos) (Parra et al. 2002). Cada 
Salmonella sp. expresa alternativamente estos dos tipos de antígenos mediante un 
mecanismo denominado “cambio de fase” (Quinn et al., 2002, Smith et al., 1952). 
 
c. Ag capsular (K): Es un antígeno termolábil aunque existen pocas excepciones 
(Bayley y Schott, 1982); es llamado en Salmonella el Ag (Vi), que protege a la bacteria 
dándole resistencia antifagocìtica. Lapresencia de este antígeno hace imposible la 
aglutinación de sueros anti O, debido a que recubre toda la bacteria; en este caso, 
la cepa en estudio debe ser sometida a un calentamiento a 100oC durante 30 
24 
 
minutos, a fin de desnaturalizar dicha cubierta y luego poder realizar la prueba de 
aglutinación con el Ag somático correspondiente (Stanchi 2007; Terragno et al, 2003). De allí 
que la expresión de este factor depende de al menos dos genes (ViA + ViB), siendo 
necesario que existan los dos en la bacteria para que la expresión tenga lugar (Parra et 
al. 2002). 
 
2.2.4. Factores de virulencia 
Para Salmonella sp. se conocen varios factores de virulencia, uno de ellos es la 
producción de al menos tres toxinas: las enterotoxinas que son sustancias liberadas al 
intestino y que ocasionan síntomas gastrointestinales como cólico y diarrea, las 
endotoxinas que hacen parte de la membrana externa de la bacteria y cuya actividad 
biológica está asociada con los lipopolisacáridos (LPS) y por último, las citotoxinas que 
están asociadas con la superficie celular, las cuales inhiben la síntesis proteica en la 
célula hospedadora y pueden estar implicadas en la adherencia a las células epiteliales, 
constituyendo esta última un segundo factor de virulencia de Salmonella sp.(Madigan et al 1997; 
Salyers y Whitt 2002). También se ha descrito en algunas subespecies de Salmonella (S. 
typhimurium) la formación de pseudópodos en la célula hospedera, lo que trae como 
resultado la internalización de la bacteria en vesículas endocíticas; adicionalmente, la 
producción de adhesinas que incluyen fimbrias codificadas por el plásmido de virulencia 
pSLT, permiten la unión de la bacteria a las microvellosidades de los enterocitos, 
fimbrias polares largas que se encargan de la unión de la bacteria a las placas de Peyer, 
y las fimbrias agregativas delgadas llamadas curli que también pueden estar implicadas 
en la unión a las vellosidades de los enterocitos (Madigan et al 1997, Salyers y Whitt 2002). 
 
Otros factores relacionados con la adherencia son los polisacáridos de superficie celular 
(O) y el antígeno Vi, un polisacárido capsular compuesto de ácido N-acetilglucosamin-
urónico el cual ayuda a prevenir la fagocitosis y puede proteger la bacteria de las formas 
reactivas de oxígeno al interior de los fagocitos, las cepas negativas para el antígeno Vi 
son menos infecciosas y virulentas que las positivas para este antígeno (Parry et al. 2002). 
La respuesta de tolerancia al ácido, es otro aspecto importante de la virulencia de 
Salmonella sp. lo que le permite a la bacteria atravesar el ambiente ácido del estómago, 
requisito necesario para la infección (Salyers y Whitt 2002). 
 
2.2.5. Patogénesis y patogenicidad 
Todos los serotipos de Salmonella sp. conocidos son patogénicos para el hombre y los 
animales (Parker y Collier, 1990). La virulencia de la bacteria se relaciona con su capacidad de 
invadir las células hospedadoras, replicarse en su interior y resistir tanto la digestión por 
25 
 
los fagocitos como la destrucción por la acción del complemento, lo cual facilita la 
difusión de las salmonelas en el organismo del hospedador (Henrici 1999, Quinn et al. 2002; Smith et al., 
1952). 
El complejo proceso de invasión es mediado por los productos de la expresión de varios 
genes cromosómicos, mientras que la capacidad de crecer en el interior de las células 
hospedadoras depende de la presencia de plásmidos de virulencia (Vadillo et al 2002, Smith et al 
1952. y Quinn et al, 2002). Algunos factores que determinan el carácter patógeno de ciertas 
especies del género Salmonella se conocen, al menos parcialmente, y se encuadran en 
las que se denominan genéricamente Islas de Patogenicidad (o grupos de genes 
relacionados con la virulencia) que se encuentran en organismos patógenos pero que 
están ausentes o solo presentes de forma esporádica en las especies saprófitas (Vadillo et al 
2002; Terragno et al 2003). 
 
La Salmonella sp. cuenta con 5 islas de patogenicicidad, tres de ellas conteniendo genes 
de virulencia (Salyers y Whitt, 2002): 
 
§ Isla SPI1: Contiene genes inv responsables de la internalización de las células, 
estos genes así como otros de la misma isla de patogenicidad (spa, prg y org) 
codifican para un sistema de secreción tipo III; también contienen genes que 
codifican proteínas que son inyectadas en la célula eucariótica por este tipo de 
sistema de secreción, como por ejemplo el gen sptP que codifica para una 
tirosina fosfatasa que altera las señales de transducción en células de la 
mucosa, produciendo diarrea. De igual forma posee genes involucrados en la 
regulación de genes de virulencia (hila, invF, sira y phoPQ), algunos de los 
cuales controlan la expresión de genes localizados en otras partes del 
cromosoma de la bacteria. Los genes contenidos en esta isla parecen ser 
importantes en las etapas iniciales de la infección en la cual las bacterias 
invaden las células de la mucosa. 
§ Isla SPI2: Codifica un sistema de secreción tipo III, diferente al codificado por la 
isla SPI1, usado por la bacteria al interior del fagosoma para evitar la fusión 
fagosoma-lisosoma; también codifica las proteínas que inyecta a la célula 
eucariótica. Esta isla de patogenicidad parece tener mayor importancia en la 
fase sistémica de la infección. 
§ Isla SPI3: Codifica un trasportador de Mg2+ de alta afinidad, el cual puede ser de 
importancia en la supervivencia de la célula al interior de fagosomas. No codifica 
sistema de secreción. 
§ Islas SPI4 y SPI5: No se conoce su función, no codifican sistemas de secreción. 
26 
 
 
Las células blanco revisten el último tramo del intestino delgado y el primer tramo del 
intestino grueso; si la célula blanco está “libre” con respecto al número de salmonelas, es 
posible que se produzca una enfermedad. Los microorganismos del género Salmonella 
segregan exotoxinas, las cuales una vez ha tenido lugar la adherencia, determinan que 
la enfermedad generada sea diarreica o septicémica. Las cepas que producen diarrea se 
multiplican, segregan una toxina semejante a la toxina LT (termolábil) que altera la 
síntesis de los nucleótidos cíclicos, haciendo que el microorganismo invada la célula, ya 
en el interior, las Salmonelas segregan la citotoxina que provoca la muerte celular y su 
desprendimiento de la mucosa intestinal, desencadenando un flujo de iones y líquido 
hacia la luz intestinal, lo que a su vez ocasiona diarrea. (Hirsh 2006, Biberstein y Chung Zee, 1990) La 
gravedad de la enfermedad depende del número de células blanco afectadas (Blaser y 
Newman 1982, y Biberstein y Chung Zee 1990). Aproximadamente 10
7 organismos viables son 
requeridos normalmente para el inicio de una gastroenteritis en humanos; en animales, 
se desconoce la dosis infectiva pero depende de la especie (Blaser y Newman 1982); en 
animales, los síntomas de la enfermedad son dolor abdominal y diarrea acompañada de 
señales de muerte celular (sangre, restos de células y células inflamatorias) (Biberstein y Chung 
Zee 1990). 
 
Adicionalmente, es posible que las cepas que producen septicemia provoquen o no 
diarrea, destrucción de las células blanco, o ambas cosas. La acción de la enterotoxina 
se basa en la interrupción de la síntesis de proteínas provocando la muerte celular 
(Biberstein y Chung Zee 1990). Los síntomas que se presentan, aunque no siempre, suelen ser 
septicemia y shock; las cepas que producen esta forma clínica de enfermedad eluden la 
destrucción por parte del hospedador y se multiplican en el interior de los macrófagos del 
hígado, bazo y también en el interior de los vasos sanguíneos (Hinton, 1971). Su destrucción 
en la corriente sanguínea se encuentra obstaculizada en parte por las unidades 
repetitivas del antígeno O del LPS, posiblemente porque se impide la unión entre el 
complejo de ataque a la membrana del sistemadel complemento y la membrana externa 
de la bacteria (Barrow y Lovely 1991). 
 
Las cepas de Salmonella sp. son relativamente hidrófilas, debido en parte a la fracción 
de carbohidratos del LPS que provoca su repulsión de la membrana de las células 
fagocitarias, la cual es relativamente hidrófoba; las salmonelas que son fagocitadas no 
son destruidas fácilmente porque en el animal el contenido de los lisosomas del 
macrófago no atacará con facilidad a las salmonelas que se encuentran en el interior del 
fagosoma, debido a que las bacterias sintetizan enzimas que tienen la capacidad de 
27 
 
neutralizar las que son producidas por el fagosoma (Blaser y Newman 1982, Biberstein y Chung Zee 1990 y 
Quinn et al 2002). La multiplicación del microorganismo origina una endotoxemia, la cual 
explica la mayoría de los síntomas y el curso de la enfermedad (Stanchi, 2007). 
 
2.2.6. Salmonelosis 
Constituye un grupo de infecciones producidas por microorganismos del género 
Salmonella sp. adquiridas por la ingestión de alimentos o bebidas contaminadas y 
caracterizadas por presentar síndromes febriles asociados a manifestaciones 
gastrointestinales sistémicas, con frecuencia severas (Saravia 2008). Las manifestaciones 
clínicas de las salmonelosis en humanos y animales se presentan básicamente bajo tres 
modalidades las denominadas fiebres entéricas, entre las cuales la más común es la 
fiebre tifoidea producida por la S. typhi, las gastroenteritis producidas por varias 
subespecies y la forma septicémica, caracterizada por la bacteremia asociada a lesiones 
focales (Saravia 2008). Dentro de las manifestaciones clínicas comunes está la fiebre 
acompañada de dolor abdominal, evacuaciones intestinales líquidas frecuentes, de 
aspecto verdoso, fétidas, mucoides y en ocasiones con estrías de sangre (Saravia 2008, Report, 
1989,1993). 
 
2.2.7. Diagnóstico 
Existe un gran número de métodos diagnósticos diferentes que pueden realizarse para la 
determinación de Salmonella sp., sin embargo, según la mayor parte de estudios 
realizados, el cultivo microbiológico es la prueba más comúnmente empleada para el 
aislamiento de la bacteria a partir de tejidos y excrementos. El método ideal debe tener 
una alta sensibilidad y especificidad, y ser al mismo tiempo simple, rápido y económico. 
Ningún método cumple con todos los criterios y ninguno es óptimo para todas las 
condiciones, dado que pueden presentarse alteraciones en los medios de cultivo y 
algunas pruebas bioquímicas; por lo tanto es aconsejable apoyarse también en los 
nuevos métodos de diagnóstico que están innovando para el aislamiento de Salmonella 
sp. mediante el uso de pruebas serológicas y moleculares como ELISA y PCR 
respectivamente; esta última tiene la capacidad de detectar un pequeño número de 
organismos del género Salmonella (102 a 104). Estos métodos arrojan resultados 
favorables y confiables en menos tiempo, pero tienen la desventaja de ser costosos (Ward 
et al 2005 y Terragno et al 2003). 
Ante la sospecha de salmonelosis, el material que debe remitirse al laboratorio es 
variado: se enviará en caso de infección intestinal, muestra de heces; en enfermedad 
sistémica, se recoge una muestra de sangre para realizar un cultivo estándar (Biberstein y 
Chung Zee, 1990 y Stanchi 2007). Además, es posible determinar la contaminación de alimentos y 
28 
 
agua con esta enterobacteria, para lo cual se requiere la remisión de una muestra al 
laboratorio para ser analizada convenientemente (Stanchi 2007); el diagnóstico incluye 
aislamiento, identificación bioquímica y serotipificación de las cepas aisladas (Stanchi 2007, 
Luna 1991). 
 
2.2.7.1. Métodos para el aislamiento de Salmonella sp. 
Los métodos para el aislamiento de la bacteria están divididos en tres etapas sucesivas 
las cuales son: (1) Enriquecimiento No Selectivo, (2) Enriquecimiento Selectivo, (3) 
Siembra en Placa con medios sólidos selectivos y diferenciales. Posteriormente se lleva 
a cabo el estudio de las características Bioquímicas de las colonias sospechosas en los 
medios adecuados para su identificación, y finalmente el Análisis Antigénico (Luna, 1991). 
 
1) Preenriquecimiento en medio no selectivo: Se utiliza cuando la muestra en 
estudio ha sufrido un proceso de desecación o irradiación, cuando ha estado 
congelada por mucho tiempo o si el pH del medio es muy bajo, este tratamiento 
puede determinar que las bacterias presentes en la muestra se encuentren en un 
estado semilatente y tiene como finalidad la revitalización de los microorganismos 
afectados por las diferentes condiciones de tratamientos industriales o de 
almacenamiento, permitiendo que las células bacterianas comiencen el proceso de 
multiplicación normal sin estar expuestas a sustancias inhibidoras o selectivas que 
puedan llegar a ser tóxicas para estas bacterias “debilitadas”, sustancias que si 
están presentes en los medios selectivos de enriquecimiento. Se realiza en caldo 
peptonado bufferado o lactosado al 0,2%, para incrementar la recuperación de 
especies de salmonelas deterioradas por técnicas de elaboración, preservación, 
preservantes, presión osmótica alta, cambios bruscos de pH, etc. (Luna 1991; Hurtado 2001). 
 
2) Medios de enriquecimiento selectivo: Se realiza en caldos de enriquecimiento, 
los cuales estimulan el crecimiento de formas compatibles con Salmonella sp, e 
inhiben el desarrollo de bacterias intestinales y coliformes. Entre los caldos 
mayormente usados para el enriquecimiento selectivo de Salmonella sp. se 
encuentran: 
· Caldo selenito: En el medio de cultivo, la peptona aporta los nutrientes necesarios 
para el desarrollo bacteriano, la lactosa es el hidrato de carbono fermentable y el 
mecanismo de acción del selenito, es inhibir el crecimiento de bacterias intestinales, 
coliformes y Enterococos, principalmente en las primeras 6 a 12 horas de 
incubación. Salmonella sp., Proteus sp., y Pseudomona sp., no son inhibidos (Merck, 
1994). 
29 
 
· Caldo Rappaport - Vassiliadis: Medio para el enriquecimiento selectivo de 
salmonelas con excepción de S. typhi y S. paratyphi A, en alimentos y otros 
materiales. Mediante la utilización de este caldo, es posible obtener algunas 
ventajas sobre otros medios nutritivos de enriquecimiento, obteniéndose un 
rendimiento de alrededor del 100%, especialmente a una temperatura de 43oC y 
previo enriquecimiento (Van Schothorst et al, 2004). El medio cuenta con una baja 
concentración de verde de malaquita, cloruro de magnesio, y harina de soya para 
así obtener un mayor porcentaje de recuperación de Salmonella sp. Además la 
reducción del pH a 5,2 mejora la selectividad (Trichopoulos 1972; Iveson 1964). 
· Caldo tetrationato: Medio que junto con el tiosulfato excedente, inhibe de igual forma 
coliformes y otras bacterias acompañantes, sin alterar las bacterias reductoras de 
tetrationato como Salmonella sp. y Proteus sp. Adicionalmente, las sales biliares 
que contiene inhiben considerablemente a todos los microorganismos de presencia 
obligatoria en el intestino (Palumbo y Alford, 1970) 
· Caldo de enriquecimiento Gram negativos (GN) según Hajna: Favorece la 
recuperación de los organismos Gram negativos, especialmente Shigella y 
Salmonella sp., pues en su composición tiene triptona que actúa como nutriente en 
el medio, citrato y desoxicolato de sodio, con acción bactericida para organismos 
Gram positivos, especialmente Estreptococos fecales, todo tipo de bacilos 
esporulantes e inhiben el desarrollo de coliformes. Los fosfatos sirven de buffer, 
evitando la acidificación precoz del medio de cultivo a cargo de productos 
metabólicos ácidos. Adicionalmente, la elevada concentración de manitol sobre la 
dextrosa ayuda a limitar el crecimiento de Proteus y acelera el de Shigella y 
Salmonella sp. (Hurtado, 2001) 
Es necesario tener en cuenta que el caldo de enriquecimiento usado puede afectar 
la recuperación de algunosserotipos de Salmonella sp., por ejemplo, ciertos 
serotipos pueden ser inhibidos por el tetrationato si el inóculo es pequeño (S. 
paratyphi A, S. houten, S. uccle, S. luton, S. gallinarum, S. meleagridis y S. 
treforest, entre otras)(Van Schothorst, et al, 1977). 
 
3) Medios de cultivo selectivos y diferenciales 
 
§ Medios de cultivo selectivos: Son aquellos que permiten seleccionar ciertos 
microorganismos deteniendo el desarrollo de otros; esto se logra con el agregado 
de sustancias inhibidoras como antibióticos, ciertos colorantes, sales biliares, etc. 
Los medios EMB (a), MacConkey (b), desoxicolato (c) o CHROMagar Orientación 
(d), permiten detectar con rapidez los microorganismos No fermentadores de 
30 
 
lactosa como Salmonella sp. y Shigella sp. El agente inhibidor en estos medios son 
sales biliares (Stanchi, 2007). 
 
a. Agar eosina azul de metileno (EMB), permite demostrar la presencia de 
enterobacterias patógenas y propiciar su aislamiento, sin embargo, no es 
confirmativo, solo permite una orientación al diagnóstico. El modo de acción del 
medio se basa en que sus componentes lactosa y sacarosa permiten diferenciar las 
enterobacterias de acuerdo con su capacidad de fermentarlos y por el aspecto y el 
color de sus colonias. Los colorantes empleados inhiben notablemente el desarrollo 
de gérmenes Gram Positivos. Las colonias de Salmonella sp. se observan en el 
medio incoloras o con tonalidad ambar (Bonnie, 2001). 
b. Agar MacConkey (McK), las sales biliares y el cristal violeta ejercen una inhibición 
significativa sobre las bacterias Gram Positivas. La lactosa y el indicador rojo neutro 
permiten comprobar la degradación de ese disacárido; las colonias lactosa positivas 
(Escherichia coli) aparecen rojas con halo turbio; las lactosa negativas (Salmonella 
spp.) son incoloras (Stanchi, 2007). 
c. Agar desoxicolato, es un medio altamente selectivo por ser el desoxicolato sódico 
supresor del crecimiento de coliformes y Gram positivos. Las colonias típicas de la 
Salmonella sp. son pequeñas, incoloras, elevadas y opacas; algunas cepas 
producen precipitado negro en el centro (Stanchi, 2007). 
d. BD BBLTM CHROMagarTM Orientacion®: Medio de cultivo para el aislamiento e 
identificación de patógenos del tracto urinario. Pemite la identificación de 
Escherichia coli, Enterococcus, grupos KES (Klebsiella - Enterobacter . Serratia) y 
PMP (Proteus – Morganella - Providencia), Staphylococcus saprophyticus y 
Streptococcus agalactiae aunque requiere de pruebas confirmatorias. Algunos de 
estos microorganismos producen enzimas para el metabolismo de lactosa, 
glucósidos o ambos. Otros organismos no producen ningún tipo de enzima, por 
ejemplo E. coli contiene enzimas para el metabolismo de lactosa pero es β 
glucosidasa negativo; algunos miembros de la familia Enterobacteriacea, como 
Salmonella sp. y algunos cocos Gram positivos son β glucosidasa positivo pero no 
poseen las enzimas para la fermentación de la lactosa. Adicionalmente, la enzima 
triptófano deaminasa es típicamente encontrada en el grupo PMP. 
 El medio contiene sustratos cromógenos que pemiten la diferenciación de los 
microorganismos mediante la degradación de enzimas especificas de cada uno 
(Bonnie, 2001; ISO, 2002) (Anexo Nº 2). 
 
31 
 
§ Medios de cultivo diferenciales: Permiten diferenciar bioquímicamente las 
bacterias por su actividad metabólica. Poseen un sustrato, sobre el cual actúa o no 
la bacteria, y esa actividad se revela por variación del pH del medio o por alguna 
actividad enzimática que modifica su aspecto. En el proceso de recuperación de 
Salmonella sp., los aislamientos sospechosos por ser No fermentadores de lactosa 
en el Medio Selectivo, son sembrados en medios diferenciales que permiten la 
observación de colonias características y propias de la bacteria (Stanchi, 2007). Los 
medios más reconocidos para el aislamiento de Salmonella sp. son: 
 
a. Agar Hektoen entérico: Medio de cultivo selectivo y diferencial empleado para la 
demostración y aislamiento de bacterias intestinales patógenas, a partir de los más 
diversos materiales tales como heces y alimentos entre otros (Merck, 1994). Las colonias 
del género Salmonella se desarrollan con producción de ácido sulfhídrico (H2S) y un 
halo trasparente alrededor dando características de un “ojo de pescado” (Merck,1994 , 
Murray y Shea 2004). Frente a otros medios de cultivo selectivos, el agar para 
enterobacterias Hektoen aún cuando posee suficiente efecto supresor de la flora 
acompañante, ejerce escasa inhibición de Salmonella sp. y Shigella sp. y por lo 
tanto, permite la obtención de altos rendimientos en estos gérmenes (King y Meztger 1968, 
Taylor y Schelhart 1971). 
 Debido a los dos indicadores, Azul de bromotimol y Fucsina ácida, las colonias 
lactosa-positivas muestran una expresiva diferencia cromática frente a las colonias 
lactosa negativas; de igual forma ocurre en el caso de colonias que fermentan 
lentamente la lactosa y más fácilmente la sacarosa y la salicina, sustancias 
reaccionantes fácilmente fermentables, lo que impide hallazgos de patógenos 
falsamente positivos. La combinación de tiosulfato, como sustancia reaccionante y 
una sal de hierro como indicador, da una coloración negra a las colonias H2S 
positivas. Una mezcla de sales biliares inhibe la flora acompañante (Merck,1994, Murray y 
Shea 2004). 
b. Agar xilosa lisina desoxicolato (XLD): Medio para el aislamiento y diferenciación de 
enterobacteriáceas patógenas, especialmente especies de Shigella sp. y 
Salmonella sp. El efecto inhibidor de este medio de cultivo es débil; el desoxicolato 
genera la inhibición de bacterias coliformes y permite la dispersión de cepas de 
Proteus que puede llegar a confundirse con las colonias producidas por Salmonella; 
adicionalmente, la diferenciación entre Salmonella sp. y Shigella sp. se da porque la 
primera produce fermentación de Xilosa, descarboxilación de Lisina y genera ácido 
sulfhídrico (Hurtado, 2001). La forma de acción del medio se basa en que la degradación 
a ácido de la xilosa, lactosa y sacarosa produce un viraje del medio a amarillo, por 
32 
 
el indicador rojo de fenol. El tiosulfato y la sal de hierro, revelan la formación de 
ácido sulfhídrico por la precipitación de sulfuro de hierro (negro) en las colonias. Las 
bacterias que descarboxilan la lisina, se reconocen por la presencia de un color rojo 
– purpúreo, debido al aumento del pH alrededor de sus colonias (Merck,1994, Murray y Shea 
2004). Varias de estas reacciones pueden presentarse simultáneamente o 
suscesivamente, lo que puede dar lugar a diversos matices de color del indicador de 
pH, ó a un viraje de amarillo a rojo en el transcurso de una incubación más 
prolongada. Las colonias de Salmonella sp. se observan con pigmentación rosa o 
roja, algunas veces transparentes con o sin centro negro y/o completamente negras 
(Murray y Shea 2004). Las colonias sospechosas de Shigella son transparentes y del 
mismo color que el medio de cultivo. Este género bacteriano al no fermentar la 
xilosa, la lactosa ni la sacarosa, no da lugar a que vire a amarillo el rojo fenol; como 
tampoco decarboxilan la lisina, no se produce color rojo púrpura alrededor de las 
colonias, al no haberse producido cadaverina (Murray y Shea 2004). 
c. Agar Salmonella – Shigella (SS): Es un medio selectivo y diferencial. La 
selectividad está dada por las sales biliares y el verde brillante, que inhiben el 
desarrollo de bacterias Gram positivas, de la mayoría de coliformes y el desarrollo 
invasor del Proteus sp. Es diferencial debido a la fermentación de la lactosa y la 
formación de ácido sulfhídrico a partir del tiosulfato de sodio. Salmonella sp, 
desarrolla colonias traslúcidas ocasionalmente opacas, algunas con centro negro a 
causa de la producción de ácido sulfhídrico (Meljem, 1995, Murrayy Shea 2004). ). Las colonias 
sospechosas de Shigella son transparentes, translúcidas u opacas y suelen ser lisas 
(Murray y Shea 2004). 
d. Agar verde brillante: Medio de enriquecimiento altamente selectivo y diferencial para 
el aislamiento de enterobacterias patógenas como Salmonella sp. a excepción de 
S. enterica serovar typhi y paratyphi A. En el medio la pluripeptona y el extracto de 
levadura, constituyen la fuente de nitrógeno, vitaminas y minerales. La lactosa y la 
sacarosa son los hidratos de carbono fermentables, el rojo de fenol es el indicador 
de pH, que vira a amarillo cuando hay producción de acido a partir de la 
fermentación de azúcares; el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico y el 
verde brillante actúa como agente selectivo. Las colonias de Salmonella sp. se 
observan con coloración rosa, blanca o transparente sobre un fondo rojo (Murray y Shea, 
2004) 
e. Agar bismuto sulfito: Es un medio diferencial y selectivo, usado para el aislamiento e 
identificación de Salmonella enterica serovar typhi y otras bacterias entéricas. El 
medio contiene peptona y tejidos animales, extracto de carne, glucosa, sulfato 
férrico y sulfito bismuto que actúa como inhibidor de la mayoría de organismos 
33 
 
comensales. Las colonias típicas de Salmonella sp. pueden ser café, gris o negras 
con o sin brillo metálico, generalmente el medio circundante (halo) es café que 
posteriormente se torna negro; algunas cepas producen colonias verdes sin la 
formación del halo oscuro (Murray y Shea 2004). 
f. AGAR XLT4®(DIFCO
tm
): Medio de cultivo selectivo y diferencial empleado para el 
aislamiento e identificación de microorganismos del género Salmonella excepto S. 
enterica serovar typhi (Dush y Altwegg, 1955). El medio contiene peptona como fuente de 
nitrógeno, extracto de levadura como fuente de vitaminas y otros cofactores; la 
diferenciación de Salmonella sp. de otros microorganismos se basa en la 
fermentación de la xilosa, lactosa y sucrosa; decarboxilación de la lisina y la 
producción de sulfuro de hidrógeno, la cual es detectada por la adición de iones 
férricos. Por su parte, el tiosulfato de sodio es adicionado al medio como fuente de 
sulfuro inorgánico, el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico del medio y el 
rojo fenol es adicionado como indicador de los cambios de pH resultantes de las 
reacciones de fermentación y decarboxilación. Al medio base, es adicionado 
suplemento de agar XLT4, con el fin de inhibir el crecimiento de organismos 
diferentes a la Salmonella sp. Las colonias típicas de la bacteria (H2S positivas), 
aparecen negras o con tonalidad amarilla con centro negro después de 18 – 24 
horas de incubación. A medida que pasa el tiempo, las colonias se recubren de 
pigmento negro por completo o toman una tonalidad rosada hacia la periferia, con 
centro negro; las colonias de Salmonella sp. de las cepas H2S negativas, aparecen 
de color Rosado amarillento. Por su parte, la mayoría de las colonias de Citrobacter 
sp. que crecen en este medio son amarillas sin evidencia de ennegrecimiento. El 
crecimiento de Enterobacter aerogenes, Escherichia coli, Proteus, Pseudomona, 
Providencia, Alteromonas putrefaciens, Yersinia enterocolitica y Acinetobacter 
calcoaceticus está completamente inhibido, mientras que las especies de Shigella 
son parcialmente inhibidas; las colonias que aparecen son de tonalidad roja (Becton 
Dickinson). 
g. BD BBLTM CHROMagarTM Salmonella®: Es un medio selectivo y diferencial para el 
aislamiento e identificación presuntiva de especies de Salmonella sp, permitiendo la 
diferenciación de la enterobacteria de la flora acompañante dada la presencia de 
sustratos cromógenos en el medio. Los organismos Gram positivos son inhibidos 
como resultado de un medio base selectivo; adicionalmente cuenta con un agente 
antifúngico que previene el crecimiento de especies de Candida; otros agentes 
antimicrobianos presentes en el medio de cultivo inhiben el crecimiento de Gram 
negativos, microorganismos no fermentadores de lactosa y especies de Proteus. 
Debido a diferencias metabólicas en la presencia de cromógenos seleccionados, las 
34 
 
colonias de Salmonella sp. se observan de color rosa – púrpura, mientras que los 
microorganismos pertenecientes a otros géneros se observan con pigmento verde 
– azulado, ó son completamente inhibidos (Gaillot, et al; 1999) 
 
2.2.7.2. Identificación bioquímica 
Los microorganismos para crecer requieren de polimerización de proteínas, ácidos 
nucléicos, polisacáridos y lípidos; estos elementos deben encontrarse preformados en el 
medio donde se encuentra el microorganismo o deben ser sintetizados por la propia 
célula. Para realizar el metabolismo se requiere además la maquinaria biosintética para 
transformar los substratos en materiales básicos o compuestos utilizables para la célula, 
y la energía para realizar las reacciones químicas (Escobar, 2004). 
En la identificación final de Salmonella sp. las colonias sospechosas observadas en el 
medio de cultivo diferencial se someten a pruebas de reacción bioquímica con el fin 
confirmar la presencia de la bacteria. En general a Salmonella sp. se le realiza un 
conjunto de pruebas que incluyen producción de indol, rojo de metilo, Voges- Proskauer, 
Citrato, TSI, hidrólisis de la urea, deaminación de la fenilalanina, decarboxilación de 
lisina, arginina y ornitina, motilidad, hidrólisis de gelatina, utilización de malonato, 
fermentación de glucosa con producción de acido y gas, fermentación de lactosa, 
sacarosa, manitol, dulcitol, salicina, adonitol, inositol, sorbitol, arabinosa, rafinosa, 
maltosa, xilosa, trehalosa, celobiosa, eritritol, hidrolisis de esculina, fermentación de 
melibiosa, de arabitol, de glicerol, utilización de acetato, lipasa, ADNasa, transformación 
nitrato-nitrito, oxidasa y fermentación de manosa (Farmer, 2003, Forbes et al, 1998). (Tabla 1). 
 
Tabla Nº 1. Propiedades Bioquímicas Diferenciales de las Subespecies de Salmonella sp. 
Fuente: Instituto Nacional de Salud. 2003. 
 
 
d 
d 
 
d 
35 
 
2.2.7.2.1. Diagnóstico presuntivo de la presencia de Salmonella sp. 
 
A. Pruebas bioquímicas: En la tabla Nº 2 es posible observar las reacciones 
producidas en la batería de bioquímicas utilizada normalmente para la identificación de 
enterobacterias pertenecientes al género Salmonella (Koneman y Allen, 1999), la cual consta de 
las pruebas descritas a continuación: 
 
TSI (triple azúcar hierro): es un agar diferencial basado en la fermentación de azúcares y 
la producción de H2S y gas. Contiene glucosa, sacarosa y lactosa; estas últimas en una 
concentración 10 veces mayor a la glucosa. El indicador de pH es el rojo de fenol, el cual 
vira a amarillo por formación de ácido a partir del carbohidrato, el sulfato ferroso es un 
detector de la producción de ácido sulfhídrico. Por lo general Salmonella sp. da como 
resultado de esta prueba una reacción alcalina/acido con producción de H2S que se 
evidencia por el fondo negro del tubo (K/A H2S
++); en ocasiones, como resultado de la 
fermentación de glucosa también hay producción de gas (Instituto Nacional de Salud, 2003, MacFaddin, 
2000). 
 
LIA (agar lisina hierro): El fundamento de esta prueba es que los procesos de 
decarboxilación y deaminación en el medio de cultivo tienen lugar con la previa 
fermentación del carbohidrato que contiene el medio (glucosa) y la acidez producida por 
esta reacción, si el microorganismo posee las descarboxilasas necesarias, se produce la 
decarboxilación liberándose como producto final las aminas que alcalinizan el medio de 
cultivo, por otro lado si el microorganismo posee las deaminasas se efectúa la 
deaminación y el producto final son ácidos orgánicos que acidifican el medio de cultivo. 
Salmonella sp. por lo general da como resultado tendido púrpura y fondo púrpura, (K/K), 
con producción de H2S y gas, es decir, posee la enzimalisina-decarboxilasa (Instituto Nacional 
de Salud, 2003). 
 
Utilización del citrato: El principio de esta prueba es determinar la capacidad de los 
organismos para usar el citrato de sodio como fuente de carbono para el metabolismo y 
el crecimiento. El medio contiene fosfato sódico de amonio, fosfato de monopotasio, 
sulfato de magnesio, citrato de sodio y azul de bromotimol como indicador de pH. Si el 
carbono del citrato de sodio es utilizado, el nitrógeno también es extraído del fosfato de 
amonio contenido en el medio, liberando amonio, lo cual alcaliniza el medio que vira de 
verde a azul. Salmonella sp. por lo general utiliza el citrato como fuente de carbono, por 
lo cual se produce una variación en el color del medio (Koneman et al, 1997; Farmer, 2003). 
 
36 
 
Producción de indol: Esta prueba se desarrolla para determinar si la bacteria en estudio 
está en capacidad de desdoblar el indol de la molécula de triptófano; el indol es uno de 
los componentes de la degradación metabólica del aminoácido triptófano. Las bacterias 
que poseen la triptofanasa son capaces de hidrolizar y desaminar el triptófano con 
producción de indol, ácido pirúvico y amoniaco. La prueba se basa en la formación de un 
complejo rojo cuando el indol reacciona con el grupo aldehído del p-
dimetilaminobenzaldehido. Este es el principio activo de los reactivos de Kovacs y 
Ehrlich, utilizados para la identificación de producción de indol por parte de los 
microorganismos. Salmonella sp. no tiene la capacidad de generar el indol por lo cual no 
se presenta ninguna reacción en el medio (MacFaddin 2000). 
 
Prueba de motilidad: Sirve para determinar si un organismo es móvil o inmóvil. La 
movilidad de las bacterias es consecuencia de la presencia de flagelos que se 
encuentran principalmente entre los bacilos, aunque algunas formas de cocos son 
móviles. Esta prueba es llevada a cabo en un medio de cultivo semisólido (SIM), donde 
a su vez es evaluada la producción de indol y de ácido sulfhídrico por los 
microorganismos. Las bacterias móviles producirán un enturbiamiento homogéneo del 
medio debido a la distribución aleatoria de los microorganismos. Por el contrario las 
bacterias inmóviles permanecerán en la misma picadura donde se sembraron (MacFaddin, 
2000). La mayoría de las salmonelas son motiles a excepción de S. pullorum y S. 
gallinarum, huéspedes específicas de aves, responsables además de las enfermedades 
pulorosis y tifoidea aviar respectivamente (Infante et al, 1991). 
 
Hidrólisis de urea: La urea es un compuesto orgánico nitrogenado que es transformado 
por algunos microorganismos, los cuales producen la enzima ureasa. Como resultado de 
esta actividad microbiana, el nitrógeno es liberado en forma inorgánica como moléculas 
de amoniaco. Cuando esta reacción ocurre, el medio de cultivo se alcaliniza y el 
indicador de pH permite percibir visualmente el cambio de coloración en el medio debido 
a la acidificación producida en el mismo. Salmonella sp.no tiene la capacidad de 
hidrolizar la urea, por lo tanto la prueba es negativa. Esta prueba se considera vital en la 
diferenciación bioquímica entre Salmonella sp. y Proteus sp. (MacFaddin, 2000). 
 
 
 
 
 
 
37 
 
Tabla Nº 2. Resultados de las pruebas bioquímicas clave para la identificación de 
microorganismos pertenecientes al género Salmonella sp. Fuente: Manual de pruebas 
bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica (MacFaddin 2000) 
PRUEBA BIOQUIMICA RESULTADO PARA Salmonella sp. 
TSI K/A H2S
++ 
LIA K/K H2S
++ 
UREA - 
MOTILIDAD + 
INDOL - 
CITRATO + 
 
 
 
B. Sistemas BBL Crystal de identificación (Patógenos entéricos/No fermentantes) ®: 
 
El sistema de identificación BBL Crystal de bacterias entéricas/no fermentadoras (E/NF) ® 
sirve para lel reconocimiento de bacterias gram negativas que pertenecen a la familia 
Enterobacteriaceae así como también de los bacilos Gram negativos fermentadores y 
no fermentadores de glucosa aislados con más frecuencia (Muytjens et al, 1984). 
Los análisis utilizados en el sistema BBL Crystal E/NF® están basados en la utilización y 
degradación de sustratos específicos por parte de los microorganismos detectados por 
distintos sistemas indicadores. Las reacciones de fermentación detectan la capacidad de 
un aislado para metabolizar los carbohidratos en ausencia de oxígeno atmosférico, y las 
reacciones de oxidación están basadas en la capacidad de un organismo para 
metabolizar el sustrato siendo el oxígeno el aceptor final de electrones, ambas 
reacciones se detectan normalmente mediante el uso de un indicador de pH en el 
sustrato del análisis (Murray et al, 1999). Los sustratos cromógenos al sufrir hidrólisis producen 
cambios de color que pueden ser detectados visualmente. Además, existen otros análisis 
que detectan la capacidad de un organismo para hidrolizar, degradar, reducir o utilizar de 
otro modo un sustrato en el sistema BBL Crystal® (Manafi et al, 1991). (Anexo Nº 3) 
 
2.2.7.3. Serotipificación 
La serotipificación constituye un importante complemento de la identificación bioquímica 
y desde el punto de vista epidemiológico permite determinar la prevalencia de una 
serovariedad en distintas zonas geográficas, también es de utilidad para el estudio de 
brotes y para conocer la fuente de infección y las vías de transmisión (Terragno et al, 2003). 
Desde el punto de vista genético, el género Salmonella sp. constituye una sola especie 
siendo el grupo más complejo de la familia Enterobacteriaceae (Biberstein y Chung Zee, 1990; 
Crawford et al, 1971) dado que los representantes del género Salmonella sp. han sido objeto de 
38 
 
sucesivas modificaciones, a través de los años, en lo que respecta a su nomenclatura y 
taxonomía. Sin embargo, todavía siguen vigentes las ideas desarrolladas por Edwards y 
Ewing, en la década del 40, cuando definieron e identificaron las primeras cepas del 
género Salmonella y de otros miembros de la familia Enterobacteriaceae (Stanchi, 2007). 
 
Las técnicas serológicas son comúnmente empleadas para identificar cultivos 
desconocidos con sueros conocidos (Smith et al.1952); Salmonella sp. está serotipificada de 
acuerdo a sus antígenos somáticos de superficie (LPS, antígenos O), antígenos 
flagelares (proteínas, antígenos H) y antígeno capsular (Vi) (Terragno et al, 2003). Los antígenos 
se identifican con anticuerpos monovalentes y polivalentes disponibles comercialmente, 
mediante pruebas de aglutinación en lámina. Para identificar los antígenos O, se hace 
una prueba con antisueros contra los grupos del O1 (A) al O67, luego se prueba el 
antisuero Vi para antígeno capsular, y por último se incluyen los antisueros contra los 
antígenos flagelares H (Farmer 2003, Brooks et al., 2000, Forbes et al., 1998, Jawetz et al .2005, Smith et al.1952). 
 
En el género Salmonella existe un solo tipo capsular, el tipo Vi (de virulencia), aunque la 
mayoría de las salmonelas no producen cápsula (Hirsh 2006). La constitución antigénica de 
la fracción polisacarídica del lipopolisacarido (LPS) define en gran parte la especie; 
asímismo, la clase y el número de azúcares junto con los enlaces existentes entre los 
mismos, definen los determinantes antigénicos que contienen los antígenos O de un 
determinado aislamiento; dichos antígenos O, junto con los determinantes antigénicos 
existentes en la superficie de los flagelos (antígenos H), que poseen la mayoría de las 
salmonelas, contribuyen, desde el punto de vista serológico, a definir como especie un 
determinado aislamiento. Este esquema de clasificación se le denomina de Kauffmann-
White (Biberstein y Chung Zee, 1990) 
 
2.2.7.3.1. Esquema de Kauffmann – White 
La identificación de los serotipos sobre la combinación antigénica está dada en el 
“Esquema de Kauffmann-White”, publicado por el Centro Colaborador de la 
Organización Mundial de la Salud (OMS) de Referencia e Investigación