u250826

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RECIENTES AVANCES EN FOTOSÍNTESIS 
El Fotosistema II y El Complejo Oxidante de Agua 
 
 
 
 
Tanai Cardona Londoño 
 
 
Trabajo de Grado 
 
 
 
 
Dirigido por: 
Dr. Alfredo Badillo Ujueta 
 
Codirigido por: 
Prof. Dr. Tulio Chávez Gil 
 
 
 
 
Departamento de Ciencias Biológicas 
Universidad de los Andes 
2004 
 ii
—¿Qué es lo que se podrá encontrarse para sustituir al carbón? ¿Puede usted 
imaginarlo, señor Cyrus? —Preguntó Pencroff. 
—Sí, más o menos —repuso el ingeniero. 
—¿Qué podrá quemarse en vez del carbón? 
—El agua —dijo Cyrus Smith. 
—¿Agua? ¿Agua para calentar las calderas de los vapores y las locomotaras? ¿Agua 
para calentar el agua? —dijo pencroff. 
Cyrus Smith respondió: 
—Sí, pero agua descompuesta en sus elementos constitutivos, y descompuesta, sin duda, 
por la electricidad, que se habrá convertido entonces en una fuerza poderosa y manejable 
[...] Sí amigos míos, yo creo que el agua será empleada algún día como combustible, que el 
hidrógeno y el oxígeno que la constituyen, utilizados aislada o simultáneamente, 
suministrarán una fuente de luz y de calor inagotables, dotada de una intensidad de la que 
carece la hulla. 
 
La Isla Misteriosa, Jules Verne (1828-1905). 
 
 iii
PREFACIO 
 
Sin notarlo, innumerables procesos biológicos —tal vez millones o miles de millones— se 
llevan a cabo continuamente, fluyen para llenarlo todo de vida, imparable e 
irreprimiblemente. Entre ellos, uno se destaca y nos deslumbra por haber transformado 
nuestra Tierra, por ser el sostén de la gran mayoría de las formas de vida, la Fotosíntesis. 
La esencia de la Fotosíntesis radica en la conversión de la luz y una fuente de carbono en 
alimento, tanto del mismo organismo autótrofico como de todos aquellos que dependen de 
él para la subsistencia de la vida a escala planetaria. 
Así nace mi motivación para la creación de este trabajo, que tiene como fundamento la 
recolección, organización, análisis y eventual divulgación de los últimos avances, 
descubrimientos y conocimientos que se han adquirido de la Fotosíntesis hasta la fecha. En 
concreto, por ser este un tópico tan vasto y variado, mi trabajo se limita a la Fotosíntesis 
Oxigénica y se centra en especial en el Fotosistema II y la producción de O2 por el 
Complejo Oxidante de Agua: este tipo de Fotosíntesis es propia de cianobacterias, algas y 
plantas. Las fuentes que se utilizan provienen casi en su mayoría de artículos científicos 
publicados en una gran variedad de Journals especializados en química biológica, 
bioquímica y química bioinorgánica. Las visualisaciones moleculares de algunas figuras se 
realizaron con el programa WebLab ViewerPro V. 3.1. 
La Fotosíntesis Oxigénica se abordará desde la reciente dilucidación de las estructuras 
proteínicas de la maquinaria fotosintética y cómo ésta ha permitido la explicación y 
entendimiento de una parte importante del funcionamiento de la Fotosíntesis: cosecha, 
transferencia y transformación de la energía lumínica en energía química, transferencia de 
electrones, energética y cinética de ciertos procesos centrales, dinámica de los aparatos 
fotosintéticos y algunas formas de regulación. También se estudiarán las teorías propuestas 
sobre la evolución de la fotosíntesis oxigénica y brevemente se mostrarán los intereses 
industriales y aplicabilidad de la fotosíntesis artificial en la producción innovadora de 
formas de energía. 
 
 iv
Este trabajo está dirigido a todos los estudiantes de pregrado, de postgrado y a cualquier 
persona o investigador con conociminentos básicos en ciencias (biología, química o 
bioquímica y física) que estén interesados en ampliar y adquirir conocimientos recientes 
sobre la fotosíntesis y las investigaciones que actualmente se desarrollan en este campo. 
Podrán encontrar una perspectiva amplia del estado del arte de la fotosíntesis oxigénica y 
una fuente rica en referencias bibliográficas que permitan al estudiante una profunda 
comprensión del proceso. 
 v
ÍNDICE 
 
1. PRINCIPIOS Y CONCEPTOS FUNDAMENTALES 8 
 
1.1 ¿Qué es la fotosíntesis? 8 
1.2 Reacciones de la luz 9 
 
2. MAQUINARIA FOTOSINTÉTICA 12 
 
2.1 Pigmentos, complejos cosechadores de luz y antenas 12 
2.1.1 Luz y absorción lumínica 13 
2.1.2 Transferencia de energía 15 
2.1.3 Estructura del LHCII 17 
2.1.4 Antenas internas del PSII 20 
2.1.5 Antenas internas del PSI 21 
 
2.2 La disipación no–fotoquímica (NPQ) y el ciclo de las Xantófilas 22 
2.2.1 Disipación dependiente del pH, qE 23 
2.2.2 El ciclo de las Xantofilas 24 
2.2.3 Cambios conformacionales 25 
2.2.4 La Proteína PsbS 25 
2.2.5 Ventajas adaptativas del qE 26 
 
2.3 El Fotosistema II y el complejo oxidante de agua (WOC) 27 
2.3.1 Estructura atómica del PSII por cristalografía de difracción de rayos X 28 
2.3.1.1 Proteínas D1 y D2 29 
2.3.1.2 Cyt b559 y las proteínas menores 30 
2.3.1.3 Las proteínas extrínsecas 33 kDa, 12 kDa y Cyt c550 34 
2.3.1.4 Organización de los cofactores de la CTE 35 
2.3.1.5 El centro de Mn 36 
2.3.2 Separación de cargas primaria 37 
2.3.2.1 Energética de la separación de cargas 38 
 vi
2.3.2.2 Localización del estado triplete 3P y del catión radical 39 
2.3.2.3 El Modelo Multímero 40 
 
2.4 El Complejo Oxidante de Agua (WOC) 42 
2.4.1 BioXAS 44 
2.4.2 EPR: Resonancia paramagnética de electrones 47 
2.4.3 Oxidación del cluster de Mn en los estados S 48 
2.4.3.1 Oxidación centrada en un ligando 48 
2.4.3.2 Oxidación centrada en el Manganeso 51 
2.4.4 Estructura del cluster de Mn y sus cofactores 52 
2.4.4.1 Estados S1 y S2 52 
2.4.4.1.1 Pico I y II 54 
2.4.4.1.2 Pico III 54 
2.4.4.2 Estado S3 55 
2.4.4.3 Estado S0 56 
2.4.4.4 Calcio 57 
2.4.4.5 Cloro 58 
2.4.4.6 Bicarbonato y la fotoactivación del centro de Mn 59 
2.4.4.7 Agua como substrato 63 
2.4.4.8 Estructura del WOC a 3.5 Å de resolución 68 
2.4.5 Mecanismos para la oxidación del agua 70 
2.4.5.1 Transferencia de electrones acoplada al protón 71 
2.4.5.1.1 ¿Qué es PCET? 71 
2.4.5.1.2 La tirosina 161, YZ 73 
2.4.5.1.3 PCET para el PSII 75 
2.4.5.2 La formación del enlace O=O 78 
2.4.5.2.1 La fuerza del enlace O—H 78 
2.4.5.2.2 El modelo radical oxil 80 
2.4.5.2.3 El modelo Mn(V)=O 81 
 
3. EVOLUCIÓN DE LA FOTOSÍNTESIS 84 
 vii
 
3.1 Surgimiento y evolución de la fotosíntesis 84 
3.2 Evolución de la fotosíntesis oxigénica 89 
3.2.1 Origen del centro inorgánico 90 
3.2.2 Evolución del complemento proteínico del PSII 92 
 
4. PERSPECTIVAS 95 
 
5. BIBLIOGRAFÍA 99 
 
6. FIGURAS 118 
 
 8
1. PRINCIPIOS Y CONCEPTOS FUNDAMENTALES 
 
1.1 ¿Qué es la fotosíntesis? 
 
Tenemos evidencias claras del surgimiento de la fotosíntesis en la naturaleza, gracias al 
registro fósil de los precursores de las cianobacterias, hace un poco más de 2,700.000'000 
años (2.7 Giga-años: Ga) (Xiong et al., 2002). Ella evolucionó como un sistema innovador 
capaz de utilizar fuentes de energía y de carbono prácticamente inagotables para la 
construcción y manutención de un organismo. La luz, una atmósfera diez veces más rica en 
CO2 y casi completamente anoxigénica (Sauer et al., 2002) y algún compuesto inorgánico u 
orgánico donador de electrones, serían suficientes para la elaboración de los bloques 
fundamentales de la vida. 
 
 Podemos resumir el proceso general de la fotosíntesis como: 
 
 Luz 
CO2 + 2H2A (CH2O) + 2A + H2O (1) 
 
El dióxido de carbono gaseoso es reducido e incorporado al sistema gracias a la oxidación 
de H2A. Este es un buen agente reductor, sea H2S, H2O o un compuesto orgánico 
subproducto del metabolismo. El producto CH2O es la fracción mínima de algún 
compuesto hidrocarbonado más complejo, generalmente glucosa. La fuerza conductora que 
permitirá se lleve a cabo este proceso proviene de la luz, dado que sin ella la reacción sería 
un proceso altamente endergónico. 
Cuando el donador de electrones es el H2O se genera como subproducto de la 
fotosíntesis,O2. Este caso en particular se conoce como fotosíntesis oxigénica y es 
realizado, como ya se mencionó, por proclorofitas, cianobacterias, algas y plantas: 
 
 Luz 
CO2 + H2O (CH2O) + O2 (2) 
 
 9
En el caso contrario (cuando se utiliza H2S o un compuesto orgánico), se considera como 
fotosíntesis anoxigénica y es realizada por bacterias verdes, bacterias del azufre púrpuras, 
heliobacterias y otras eubacterias. 
 
 Todo el oxígeno molecular y el ozono que se encuentra en la atmósfera terrestre 
proviene de la fotosíntesis. Hace 2.7 Ga los niveles de O2 correspondían a un cuarto del 
nivel actual y fue generado por una gran radiación de cianobacterias, las cuales fueron 
incorporadas en células eucariotas hasta hace 1.2 - 1.0 Ga, dando origen a los cloroplastos. 
Las primeras algas elevaron la concentración de oxígeno hasta el nivel actual y dieron 
origen a las plantas terrestres hace 0.5 Ga (Xiong et al., 2002). Hoy en día la fotosíntesis 
no-marina es llevada a cabo exclusivamente por las plantas y su aporte en la concentración 
atmosférica de O2 compensa el proceso inverso de respiración. Es decir, que los 
responsables del gran exceso de oxígeno en la Tierra son los microorganismos marinos: 
algas y cianobacterias (Kasting et al., 2002). 
 
Sin embargo, las reacciones (1) y (2) no nos dicen nada de cómo ocurre exactamente el 
proceso de la fotosíntesis. En realidad, la oxidación del agua (de ahora en adelante nos 
referiremos únicamente a la fotosíntesis oxigénica) mediado por la luz y la fijación del CO2 
son dos procesos separados, pero íntimamente relacionados. Al primero se le conoce como 
Reacciones de la Luz: consiste en la absorción de luz y su transformación en energía 
química en forma de electrones, los cuales son transportados por una cadena redox hasta la 
reducción del NADP+, concomitantemente se produce un gradiente de protones que 
permitirá la síntesis de ATP. El NADPH + H+ y el ATP nutrirán al ciclo de Calvin donde el 
CO2 se fijará a un azúcar de 5 carbonos para entrar al metabolismo, este segundo proceso 
es llamado Reacciones del Carbono. 
 
1.2 Reacciones de la luz 
 
La fotosíntesis ocurre en organelos especializados de las hojas, los cloroplastos; estos se 
componen de una doble membrana, una externa que recubre a un complejo membranoso 
 10
interno, el cual se denomina tilacoide. El espacio intermembranal se llama estroma y el 
espacio dentro de los tilacoides se denomina lumen. 
Toda la maquinaria fotosintética encargada del transporte de electrones y generación de 
ATP se encuentra en los tilacoides y son proteínas integrales de membrana. 
 
 La luz es absorbida por los pigmentos fotosintéticos, clorofilas y carotenoides, los 
cuales se encuentran asociados a complejos proteínicos especializados en la absorción de la 
energía lumínica (fotones), su consecuente transformación en energía de excitación 
(exitones) y su eficiente transferencia hacia dos centros de reacción donde se generará el 
potencial de reducción necesario para la transferencia de electrones. Estos complejos 
proteínicos se conocen como Complejos Cosechadores de Luz o LHCI y LHCII (Light 
Harvesting Complex). Acoplados respectivamente a dos centros de reacción llamados 
Fotosistema I y Fotosistema II (PSI y PSII), los cuales funcionan en serie. El LHCI y 
LHCII son extrínsecos a los fotosistemas, que a su vez poseen un sistema interno de 
antenas que ayudan a la eficiente transferencia de la energía. 
 El LHCII transfiere la energía de excitación a las antenas del PSII (Ver Fig. 1), directo a 
un par de clorofilas conocidas como P680 (debido al pico de máxima absorción de luz a 
680 nm), cuya propiedad principal radica en que pueden donar cada una de ellas un 
electrón, pero sólo uno a la vez. El electrón es transferido del P680 a una feofitina (Pheo), 
la cual es un compuesto orgánico semejante a la clorofila, pero sin el catión Mg2+ asociado 
a la porfirina. Pheo transfiere a su vez el electrón a una quinona sujeta al PSII (QA), la cual 
lo transfiere a su vez a un hierro no-hemínico Fe2+, éste lo pasa a una segunda quinona libre 
(QB) capaz de moverse por la membrana lipídica gracias a su composición apolar. QB puede 
recibir dos electrones y dos protones para quedar en su forma doblemente reducida 
hidroquinona (QBH2), para así difundirse por la membrana hasta alcanzar un complejo 
proteínico llamado el Complejo Citocromo b6f (Cyt b6f). 
El electrón donado por las clorofilas es repuesto por los electrones provenientes de la 
oxidación y ruptura del agua en un centro inorgánico compuesto fundamentalmente por 4 
átomos de Manganeso y otros metales esenciales el PSII. La ruptura del agua se puede 
resumir en la siguiente ecuación: 
 11
 
2H2O O2 + 4e– + 4H+ (3) 
 
Los electrones son transferidos a una tirosina especializada (Tyr161 o YZ) y ésta a su vez los 
transfiere al P680, mientras que los protones son liberados al lumen tilacoidal para 
contribuir al gradiente. La estructura y los mecanismos de este complejo proceso serán 
explicados con mayor profundidad y detalle en los siguientes capítulos. 
 El Cyt b6f recibe los electrónes de la QBH2 y los transfiere al PSI. El funcionamiento del 
PSI es análogo al del PSII, recibe la energía excitónica de su complejo de antenas y la 
transfiere directamente a un par de clorofilas denominadas P700, las cuales liberarán un 
electrón a una clorofila, una filoquinona y tres cluster de Hierro-Azufre [4Fe4S], 
consecutivamente. El último de estos cluster transfiere los electrones a una Ferredoxina 
(Fd) y este a su vez reduce a una flavoproteína denominada Ferredoxina-NADP reductasa. 
Esta proteína cumple con la función final de reducir NADP+ el cual irá al ciclo de Calvin 
para la fijación del CO2. El gradiente de protones generado permitirá la síntesis de ATP en 
el lado estromático a travéz de la ATP-sintasa (Taiz et al., 1998; Azcon-Bieto et al., 2001). 
 
 12
2. MAQUINARIA FOTOSINTÉTICA 
 
Es de esperar que un proceso tan antiguo, trascendental y tan inherente a la vida goce de 
estructuras altamente especializadas gracias a su forja en el crisol de la evolución durante 
miles de millones de años. Sin embargo, sí nos es dado asombrarnos sobremanera de la 
perfección y eficiencia de estas proteínas junto con sus cofactores orgánicos e inorgánicos, 
que nos maravillan con su exquisito funcionamiento y regulación. Podemos considerar al 
mecanismo de la fotosíntesis como el resultado del laborioso desempeño de nanomáquinas 
en la inconmensurable fábrica de la vida que es el motor impulsor, fuente de energía y 
sostenibilidad de ella misma dentro de los confines de este planeta. 
 En este capítulo estudiaremos y describiremos con detallado rigor, las estructuras del 
LHCII y del Fotosistema II que son el corazón de las Reacciones de la Luz. Con base en 
este conocimiento estructural, trataremos de comprender los mecanismos que se llevan a 
cabo para la continuidad del proceso, y cómo estos pueden ser regulados acorde a las 
necesidades del organismo y las condiciones ambientales que lo rodean. Se seguirá un 
estricto orden que reflejará la unidad del proceso, desde la absorción de la luz hasta la 
generación de O2, cuatro protones y los electrones necesarios para impulsar el 
metabolismos provistos por la molécula de agua. Comenzaremos con una descripción de 
los pigmentos fotosintéticos; cómo intervienen en la absorción lumínica y en la 
fotoprotección, cómo están asociados y organizados en los Complejo Cosechadores de Luz 
y cómo esta organización permite el eficiente transporte de la energía a los centros de 
reacción. Estudiaremos en segundo lugar al PSII, profundizaremos en su compleja 
estructura y funcionamiento, separación de cargas durante el transporte de electrones a 
través de los diversos cofactores, y daremos un especial énfasis a la oxidación y ruptura del 
agua en el centro deManganeso, además de los muy interesantes mecanismos que se han 
propuesto en base a la gran gama de análisis espectroscópicos. 
 
2.1 Pigmentos, complejos cosechadores de luz y antenas 
 
 13
Para entender la absorción de luz y la transferencia de excitones, es necesario introducir 
algunos aspectos relacionados con la naturaleza de la luz y los cambios ocurridos en las 
moléculas especializadas —clorofilas y carotenoides— al absorber un fotón. 
 
2.1.1 Luz y absorción lumínica 
La luz corresponde dentro del espectro electromagnético, a la radiación que se sitúa entre 
longitudes de onda de 400 a 700 nm; se denomina radiación fotosintética activa (PAR). Por 
encima de este rango encontramos el Infrarrojo y por debajo el Ultravioleta. La radiación 
electromagnética se transmite en unidades discretas de energía denominadas cuántos o 
fotones. La cantidad de energía que contiene un fotón se mide según la relación de Plank, 
que expresa: 
 
E = h · ν o lo que es igual: E = h · (c / λ) 
 
Dónde E es la energía medida en eV · fotón-1 o en kJ · mol de fotones-1, h es la constante de 
Plank igual a 6.6262 x 10-34 J · s, ν es la frecuencia de la radiación (s-1) la cual puede ser 
expresada como la división entre la velocidad de la luz (c = ~3.0 x 108 m · s-1) y la longitud 
de onda λ, medida en nm. Así un fotón correspondiente al rojo, con una λ de 700 nm, 
tendrá una energía equivalente a 171 kJ · mol de fotones-1, y uno violeta con una λ de 400 
nm, tendrá una energía igual a 299 kJ · mol de fotones-1. Es decir, que mientras mayor sea 
la longitud de onda (menor frecuencia) la energía que contiene el fotón será menor. 
 
Si deseamos llevar a cabo una transformación fotoquímica, en otras palabras, 
transformar la energía del fotón en energía química, debemos absorber este fotón con una 
molécula (pigmento) capaz de sumar la energía del fotón a su sistema, con consecuentes 
cambios energéticos y estructurales. La absorción de un fotón por un pigmento causa la 
transición de un estado fundamental de reposo, de mínima energía S0 a uno de sus estados 
excitados S1, S2, etc. La nomenclatura S, hace referencia al estado electrónico singlete que 
consta de dos electrones con espín opuesto. Al absorber la luz, un electrón de valencia salta 
de su orbital a un orbital de mayor energía desocupado, la magnitud del cambio de energía 
 14
es igual a la cantidad de energía del fotón absorbido (para tener un repaso más amplio de 
estos conceptos en un contexto biológico, es recomendable remitirse a un libro de fisiología 
vegetal o bioquímica como: Azcón-Bieto et al., 2001, Taiz et al., 1998 o Nelson et al., 
2000). 
La capacidad de absorber la luz se debe en un principio a los sistemas conjugados 
(dobles enlaces alternados con enlaces sencillos). Un doble enlace C=C, está formado por 
dos tipos de orbitales σ y π, mientras mayor sea el número de estos dobles enlaces mayor 
será el número de electrones deslocalizados o desapareados que poseen niveles energéticos 
similares. Así entonces, mientras mayor sea el número de dobles enlaces en el sistema, la 
diferencia de energía entre el orbital enlazante π ocupado y el antienlazante π* desocupado 
será menor. Para que la energía de un fotón PAR sea suficiente para permitir la transición 
de un electrón de un orbital π a un orbital π* es necesario que la molécula posea al menos, 
7 dobles enlaces conjugados 
 
Los pigmentos, compuestos fotosensibles, tienen como función la fotoabsorción: 
ampliando el espectro de absorción a otras longitudes de onda aprovechables; y 
fotoprotección: disipando los excesos de energía. Los podemos dividir en dos grupos, 
clorofilas y carotenoides, Fig. 2 y 3. 
Las clorofilas (Chl) son los pigmentos más importantes en la absorción y transformación 
de la energía lumínica, se componen de un anillo tetrapirrólico, heterocíclico, tipo porfirina, 
con un átomo de Mg2+ tetradentado, coordinado por 4 átomos de Nitrógeno, con un alto 
contenido de dobles enlaces conjugados que le permiten una buena absorción de la luz en 
los rangos del azul y del rojo, de ahí su típico color verde reflejado (Fig. 2). También posee 
una larga cadena alifática o fitol, encargada del anclaje a las proteínas asociadas. 
En eukariotas, cianobacterias y proclorofitas, encontramos 4 tipos diferentes de 
clorofilas a, b, c y d que se diferencian entre sí por pequeñas variaciones en sustitutentes 
radicales del anillo porfirínico. En plantas, algas verdes y euglenoides encontramos Chl a y 
b, en diatomeas, dinoflagelados y algas café Chl a y c. Y hallamos en algas rojas Chl a y d. 
 15
Las bacterias fotosintéticas anoxigénicas poseen en vez de Chl, varios tipos distintos de 
bacterioclorofila (Bchl a, b y g) las cuales se encuentran repartidas diferencialmente entre 
los distintos grupos. 
 
En la otra mano tenemos a los carotenoides, compuestos de 40 carbonos lineales, con 
radicales metilo cada 4 carbonos. En cada uno de los extremos encontramos ciclos de 6 
carbonos los cuales pueden sostener grupos hidroxilos o epóxidos (xantofilas) o sin ellos 
(carotenos). Hallamos entonces entre los carotenoides más comunes en la mayoría de los 
organismos fotosintéticos, carotenos: α- y β-caroteno; y xantofilas: violaxantina, 
zeaxantina, anteraxantina, luteína, neoxantina y otros. Cada uno de ellos con funciones 
especializadas y distintas, algunas de las cuales serán ampliadas a continuación. Cabe decir, 
que algunos hongos también tienen la capacidad de sintetizar carotenos, aunque no realizan 
el proceso de fotosíntesis (Comentario peronal del Director Alfredo Badillo). 
Los carotenos se asocian generalmente a los centros de reacción PSI y PSII, mientras 
que las xantofilas por lo general se encuentran acopladas al LHCII. El espectro de 
absorción de todos ellos se situa entre 450 y 500 nm. 
 
2.1.2 Transferencia de energía 
Cuando una molécula de Chl absorbe un fotón, esta pasa a su estado de transición singlete 
S1 o 1Chl*. Este estado excitado es naturalmente muy inestable y tendrá una marcada 
tendencia a disipar su energía extra para retornar a su estado fundamental. La disipación de 
la energía puede seguir cuatro diferentes caminos, en primer lugar puede ser remitida como 
fluorescencia (remisión de un fotón de menor energía); puede ser transferida a los centros 
de reacción para impulsar una reacción fotoquímica (Photochemical Quenching, qP); puede 
ser liberada por un proceso de disipación térmica (Non-photochemical Quenching, NPQ) y 
por último puede disiparse por decaimiento al estado triplete 3Chl* (T1). El estado triplete 
se denomina cruce intersistemas, y consiste en que los electrones en el orbital poseen el 
mismo espín. Sin embargo, el estado triplete puede fácilmente transferir su energía a una 
molécula de O2 llevándolo al estado singlete 1O2*, extremadamente reactivo y dañino para 
las estructuras moleculares del organismo, Fig. 4 (Müller et al., 2001). 
 16
Cada una de estas rutas de disipación energética competirán entre sí y prevalecerá la más 
rápida, las velocidades dependerán de muchos factores físicoquímicos como el grado de 
acoplamiento excitónico entre moléculas próximas o el ambiente proteínico en el cuál se 
encuentre el pigmento. 
 
La transferencia de energía es gobernada por dos principios fundamentales (Horton et 
al., 1996): 
 
1. La organización y las propiedades de los pigmentos (Chl y carotenoides) de las 
antenas recolectoras de luz es jerárquica (Hu et al., 1998). Es decir, existe un 
gradiente de mayor a menor energía; desde la periferia de las antenas hasta el centro 
de reacción (CR, P680 o P700). Esta característica permite una rápida canalización 
de los excitones sin que hallan pérdidas fútiles por rutas excitónicas improductivas. 
 
2. La separación de cargas primaria entre los cofactores de los fotosistemas es 
reversible (ver aparte 2.3.2). En consecuencia, la captura y transferencia de energía 
esun proceso en equilibrio, el cual es mediado por el excitón y el par radical (en el 
PSII encontramos la generación del par radical: P680+QA
·– después de la separación 
de cargas). La posición de éste equilibrio va a estar dada por el número de Chl en la 
antena y por la tasa de separación de cargas. 
 
Además de éstos dos principios fundamentales, para que haya una rápida transferencia 
de energía es necesario que los orbitales moleculares π estén en contacto y que sus 
funciones de onda estén parcialmente sobrepuestas (Külbrandt et al., 1994). Es por esta 
razón que las estructuras fotosintéticas encargadas de la transferencia lumínica han 
desarrollado una organización tal que las velocidades de transferencia de enrgía Chl-Chl 
pueden llegar a ser de ~0.3 ps. Es decir, lo suficientemente rápidas para competir con un 
proceso de disipación no fotoquímico como la fluorescencia; la cual presenta velocidades 
desde los ~4 hasta ~35 ps (Byrdin et al., 2002; Weer et al., 2002). Los métodos 
cristalográficos de las antenas internas del PSI, PSII y del LHCII de cianobacterias han 
 17
determinado distancias Chl–Car desde los ~3.5 a los ~13 Å. Y distancias Chl–Chl (borde a 
borde: edge-to-edge) que oscilan entre ~3.5 y ~4.9 Å. Lo suficientemente cercanas entre sí 
para que las tasas de transferencia alcancen de un 30 a un 100% de eficiencia (Byrdin et al., 
2002). 
 
2.1.3 Estructura del LHCII 
El complejo cosechador de luz es la proteína más abundante en los cloroplastos, y puede 
sostener hasta la mitad de todos los pigmentos fotosintéticos. Hasta la fecha sólo 
conocíamos una estructura a resolución atómica (3.4 Å) del LHCII de arveja, publicada en 
1994 por Kühlbrandt et al. y obtenida por cristalografía de electrones, Fig. 5. Sin embargo, 
durante la realización de esta tesis, a mediados de marzo, fue publicada una segunda 
estructura crstalográfica por difracción de rayos X a 2.72 Å de resolución en espinaca (Liu, 
et al., 2004), la cual después de una década revela muchísimos detalles que demuestran su 
importancia en la absorción y regulación de la luz absorbida. 
 La unidad básica y funcional del LHCII es el trímero arreglado en forma circular con 
simetría C3. La estructura es estabilizada por las moléculas de fosfatidilglicerol, la cual a 
partir de interacciones hidrofóbicas permite la unión de los monómeros de LHCII (Liu, et 
al., 2004) 
El LHCII es un polipéptido de 232 amino ácidos y sostiene al menos 14 Chls: 8 Chls a y 
6 Chls b; más 4 carotenóides: 2 luteínas, 1 neoxantina y una cuarta xantófila no asignada 
claramente, además de un fosfatidilglicerol (Liu, et al., 2004). Cuenta con tres hélices 
transmembranales denominadas B, A y C, la primera de una longitud de 51 Å, se extiende 
desde Pro55 hasta Gly89 en 9.5 giros. La cadena A comprende desde Pro170 hasta Ile199 
en 8 giros y tienen una longitud de 43 Å. C se extiende desde la Ser123 a la Ile143. Las 
hélices A y B se entrelazan formando un supercoil y la distancia más cercana que alcanzan 
entre sí es de 8.5 Å, estabilizada por pares iónicos entre los residuos cargados Arg70, 
Arg185 con Glu65 y Glu180, respectivamente. De los 232 amino ácidos, sólo el 36% de 
ellos forma hélices transmembranales, el resto se encuentra expuesto a la superficie 
estromática o a la lumenal. Se halla también orientada del lumen hacia el interior 
 18
hidrofóbico de la molécula una pequeña hélice denominada D, de aproximadamente 3 giros 
y consta desde los amino ácidos Pro205 a Asp211 (Kühlbrandt et al., 1994). 
Las dos luteínas asignadas se encuentran situadas en la hendidura formada por el 
supercoil de A y B. La luteína 1 se encuentra enlazada con Gln197 hacia el lumen y con 
Leu164 hacia el estroma formando un ángulo de ~60° con el plano de la membrana. Las 
uniones de la luteína 2 no se determinaron con exactitud y aunque en posición simétrica 
respecto a luteína 1, se cree que posiblemente esté enlazada entre Trp97 y Ala100 hacia el 
lumen y entre Asp47 y Ala49 hacia el estroma. Las cadenas de las luteínas se encuentran 
cruzadas en forma de X atravesando las hélices A y B permitiendo una fuerte conexión 
entre las cadenas del LHC a cada uno de los lados. Luteína 1 se encuentra muy próxima a 3 
Chls a a una distancia promedio de ~3.9 Å, lo que evidencia como ya se mencionó 
anteriormente su importancia en una transferencia excitónica ultrarápida. La luteína 2 se 
encuentra a su vez en proximidad con 4 Chls a a una distancia promedio de 4.5 Å. Respecto 
a la cercanía con las Chls b la distancia es un poco mayor, en promedio 8.4 Å (Kühlbrandt 
et al., 1994). La neoxantina se encuentra ubicada en un sitio de alta selectividad para este 
caroteno, comformado en su mayor parte por las colas fitil de algunas clorofilas b y las 
cadenas laterales de algunos amino ácidos hidrofóbicos, y se encuentra unido por un puente 
de hidrógeno a la Tyr112 (Liu et al., 2004). 
Con base en lo anteriormente mencionado, es muy probable que la transferencia de 
energía ocurra de luteína a clorofila a y de neoxantina a Clorofila b. Adicionalmente al 
funcionamiento de los carotenoides como fotoprotectores, esta relación Car-Chl nos 
permite hablar de su rol como pigmentos accesorios en la absorción de la luz, teniendo sus 
máximos pícos de absorción en la región azul-verde del espectro visible, complementando 
la absorción en el rojo de las Chl a/b (Liu et al., 2004). 
El cuarto carotenoide encontrado se encuentra localizado en la interface monómero-
monómero, orientado a 34° sobre el plano de la membrana. Interesantemente los dos 
ciclohexanos de este caroteno presentan diferentes densidades electrónicas, por lo cual fue 
asignado como anteraxantina, un intermediario del ciclo de las Xantófilas (Ver siguiente 
sección 2.2). Sin embargo, el análisis de composición de carotenos dio como resultado una 
mayor concentración de violaxantina; por ende se, concluye que el sitio de unión para el 
 19
cuarto caroteno es mixto para diferentes tipos de carotenoides miembros del ciclo de las 
Xantófilas (Liu, et al., 2004). 
Entre moléculas de Chl a y b la distancia entre los anillos es en promedio de ~4.2 Å y se 
encuentras coordinadas por las cadenas laterales polares de ciertos amino ácidos o por los 
grupos carbonilo del enlace peptídico a través de una molécula de H2O, directamente sobre 
el catión Mg2+. Dos de éstas son His68 e His212. También se encuentra en coordinación las 
cadenas laterales de Gln131, Gln197, Asp183, otros tres ligandos son Glu139, Glu65 y 
Glu180, los cuales forman pares iónicos que ayudan a la compensación de las cargas. La 
formación de los pares iónicos está relacionada con las modulación de las propiedades de 
absorbción de las Chls, interactuando directamente y entrando en contacto parcial con 
alguno de los orbitales π de la molécula, logrando así la jerarquía organizacional y 
energética de los complejos cosechadores de luz. 
Las clorofilas en el LHCII están orientadas verticalmente y distribuidas en dos capas 
dentro de la membrana, una cercana al lumen y la otra cercana al estroma. La capa 
estromática contiene 8 Chls, 5 Chls a y 3 Chl b formando un anillo elíptico. La capa 
lumenal está formada por las restantes 6 Chls, organizadas en 2 grupos, un tetrámero 
compuesto por 2 Chls a y 2 Chls b, y un dímero de 2 Chls a. Otra característica interasente 
en la organización es que las 24 Chls de la capa estromática de un trímero de LHCII, se 
encuentran formando dos anillos círculares. El más interno compuesto por 6 Chls a se ha 
demostrado juega un papel importante en la transferencia de energía monómero-monómero 
de LHCII. Las 18 Chls restantes que forman el anillo más externo están organizadas en un 
patrón mosaico, intercalando 3 Chls a con 3 Chls b, de tal modo que permiten una eficiente 
absorción de luz incidente en un amplio rango de direcciones (Liu et al., 2004). 
 
Todos estos aspectos evidencian el alto grado de optimizaciónde la estructura en busca 
de un funcionamiento más eficiente. Las distancias y orientaciones espaciales precisas, más 
la correcta interacción molecular de los pigmentos, permiten que la transferencia de energía 
en fotosíntesis sea uno de los procesos más rápidos jamás conocidos en la naturaleza. Es 
por esto que el grado de conservación de las secuencias y por ende de la estructura 
 20
tridimensional de la proteína, a lo largo del reino de las plantas, es extremadamente alto 
(Kühlbrandt et al., 1994). 
 
En adición al LHCII existen otras diferentes proteínas pertenecientes a la familia CAB 
(Chl a/b proteins): CP29 (Chl Protein, de 29 kDa), CP26, CP24 y CP22 están asociadas al 
PSII. Al PSI se asocian las proteínas LHCI–680A, LHCI–680B y LHC–730: todas ellas 
además de cargar Chl a y b, también asocian los diferentes tipos de carotenoides (Green et 
al., 1996). Consideramos que para la magnitud de esta tesis basta y nos es suficiente con la 
descripción del LHCII en representación de esta importante familia de proteínas 
cosechadoras de luz. 
 
2.1.4 Antenas internas del PSII 
El CR del PSII se encuentra en íntimo contacto con dos antenas recolectoras de luz 
llamadas CP43 y CP47 (Fig. 6), cada una de ellas formada por seis α–hélices 
transmembranales (I–VI) orientadas a lado y lado del CR, formando el motívo trímero de 
dímeros, es decir, tres grupos de un par de α–hélices. El número de Chl determinado para 
CP47 varía entre 14, 16 y 17 moléculas de Chl a. CP43 entre 12 y 13 (Zouni et al., 2001; 
Vasil'ev et al., 2001 y Kamiya et al., 2003, respectivamente). Estas variaciones dependen 
de la metodología utilizada y se cree que es posible un máximo de hasta 50 Chl entre ambas 
(Zouni et al., 2001). Las Chl se encuentran organizadas en dos capas hacia el lado lumenal 
y el estromático (Fig. 7), en su mayoría coordinadas por residuos de His también arreglados 
en el mismo motivo de las Chl. La distancia centro a centro entre pares de clorofila oscila 
entre 8.5 – 13.5 Å (Zouni et al., 2001), lo que es consistente con una rápida transferencia de 
energía (Jordan et al., 2001). 
 Hasta ahora se han detectado por cristalografía 7 β–carotenos en las antenas del PSII, 
posicionados en la cercanía a las Chls de las antenas para favorecer la transferencia rápida 
de energía o la disipación rápida del estado triplete de algunas clorofilas durante excesos de 
luz (Ferreira et al., 2004). 
 El PSII puede estar formando grandes supercomplejos CAB–PSII, lo que puede 
incrementar la capacidad de recolección de luz y transferencia de excitones en un 200%, 
 21
como se ha identificado para la proclorofita Prochloron didemni, Fig. 8 (Bibby et al., 2003) 
y lo cual podría ser aplicado al resto de linajes debido al alto grado de conservación en 
estructuras y mecanismos. 
 
2.1.5 Antenas internas del PSI 
El sistema central de antenas del PSI está formado por 90 Chls a y 22 carotenos, según 
detectado por Jordan et al. a 2.5 Å de resolución. 79 Chls están asociadas a las dos antenas 
principales PsaA (40) y PsaB (39), las 11 restantes son coordinadas por las subunidades 
menores PsaJ, PsaK, PsaL, PsaM, PsaX y una molécula de Fosfatilglicerol. Excepto por dos 
Chl a especiales (aC–40 y aC–B39) que conectan las antenas internas con el CR–P700, las 
43 Chl más internas se organizan en forma elíptica alrededor de éste y están separadas de 
las moléculas de la cadena de transferencia de electrones (CTE) no menos de ~18 Å, Fig. 9. 
Al igual que las antenas del PSII, las Chls se encuentran organizadas formando dos capas a 
lado y lado de la membrana, Fig. 10. La mayoría de éstas se encuentran coordinadas por 
residuos de His, a su vez coordinanan las cadenas laterales de Gln, Asp, Glu y Tyr, directa 
o indirectamente vía moléculas de H2O. 
 Los 22 carotenoides encontrados se modelaron como β–carotenos, la mayoría de los 
cuales se encuentran profundamente insertados en el interior del complejo, hacia el centro, 
Fig. 10. Se sostienen por interacciones hidrofóbicas y están en contacto de Van der Waals 
con los anillos porfirínicos de 60 Chls a distancias menores de 3.6 Å (Fig. 11), lo que 
evidencia su importante papel en la transferencia de excitación y en la disipación de los 
excesos de energía (Jordan et al., 2001). 
 
 Basados en la anterior estructura, se han realizado simulaciones de las tasas de 
transferencia de energía y las rutas más probables que ellas pueden tomar en la red de Chls. 
Los resultados son sorprendentes y muestra el número de pasos que un excitón debe de dar 
antes de ser atrapado por el centro de reacción. Los datos son variables en relación a si se 
considera la antena como un sistema espectralmente homogéneo, es decir, las Chl tienen las 
mismas propiedades de absorción; o heterogéneo, cuando las Chl poseen una absorción 
modulada a diferentes longitudes de onda. La simulación revela que un excitón puede dar 
 22
varios cientos de pasos antes que sea atrapado en el evento fotoquímico (1250 pasos en la 
simulación homogénea/173 pasos en la heterogénea) y mostró además, que es posible que 
un excitón entre y salga varias veces al CR antes de ser atrapado (16/6 veces en promedio) 
por la separación de cargas (Byrdin et al., 2002). La Fig. 12 demuestra que la transferencia 
de energía puede ser un proceso muy complicado. 
 
 
2.2 La disipación no–fotoquímica (NPQ) y el ciclo de las Xantófilas 
 
Todos somos testigos de cómo puede variar la intensidad lumínica en un solo día, con el 
paso de una nube, o con el transcurrir del día con el movimiento del sol, de la mañana hacia 
el atardecer; en un periodo que puede tardar desde unos cuantos segundos hasta horas y 
meses según las estaciones. Y aunque el aparato fotosintético está diseñado para aprovechar 
la luz, tiene un punto de saturación. Así cuando la intensidad lumínica satura los sistemas, 
un exceso de radiación podría conllevar a la formación de compuestos muy reactivos no 
deseados del oxígeno (e. g. 1O2*) debido a la acumulación de P680 en el estado triplete, que 
podrían dañar el CR del PSII. Naturalmente el CR se daña después de 106–107 ciclos, y su 
reparación requiere desensamblaje, proteólisis y reintroducción de una nueva proteína D1, 
encargada de sostener a la mayor parte de los cofactores de la CTE en el PSII. Aunque el 
proceso no es desfavorable energéticamente, sí es cinéticamente lento y si la tasa de daño 
supera a la tasa de reparación, habrá un exceso de CRs inactivados que generará un 
decrecimiento considerable en las tasas de fotosíntesis. A diferencia del PSII, el CR P700 
del PSI actua como un buen disipador natural, ya que este no genera el gran potencial de 
reducción que se requiere para la oxidación del agua (Horton et al., 1996). 
En consecuencia, se hace estrictamente necesario la regulación de la cantidad de luz que 
debe ser absorbida y utilizada, minimizando las posibilidades de daño fotooxidativo. 
Múltiples mecanismos existen para lidiar con los excesos de luz, cuéntense entre ellos por 
ejemplo, movimientos selectivos de los cloroplastos, la presencia de tricomas que permiten 
reflejar la luz y el cambio en el grado de inclinación de las hojas. En lo que nos concierne a 
nosotros estudiaremos un mecanismo molecular de fotoprotección que permite la disipación 
 23
directa de las Chls excitadas en estado singlete, por la conversión de la energía de 
excitación en calor. Se le conoce como disipación no fotoquímica o non-photochemical 
quenching (NPQ). El NPQ puede ser detectado por la medición del decaimiento en la 
fluorescencia de las clorofilas. A este decaimiento contribuyen igualmente procesos de 
disipación fotoquímica (qP) y NPQ, por ende, si nosotros saturamos la disipación 
fotoquímica con un corto pulso de luz a la intensidad adecuada, podemos determinar que 
tanta disipación hay debida al NPQ. 
 
El NPQ tiene al menos tres componentes diferenciados entre sí por su cinética: el másimportante de ellos se le conoce como disipación dependiente de la energía o del pH (pE), 
requiere la formación de un gradiente de protones y puede actuar en segundos o minutos. 
En segundo lugar encontramos la disipación de estado de transición (qT) y consiste en que 
el LHCII se separa del PSII disminuyendo la cantidad de energía recibida por el PSII y 
puede tardar decenas de minutos. En último lugar tenemos la disipación inhibitoria (qI), es 
causada por la fotoinhibición del PSII y puede actuar en un rango de horas. 
 
2.2.1 Disipación dependiente del pH, qE 
Cuando se ha alcanzado la capacidad máxima de fijación de CO2 en exceso de luz, la CTE 
seguirá bombeando protones al lumen del tilacoide, generándose por lo tanto un pH más 
bajo de lo acostumbrado en condiciones normales. Ésta es la señal de inducción reversible 
de qE, el cual se activa en un rango de segundos. Se ha demostrado este comportamiento 
mediante la creación de un gradiente de protones artificial en ausencia de luz que 
consecuentemente lleva a un decaimiento en la fluorescencia de las Chls vía pE. (Müller et 
al., 2001 y referencias citadas). 
 El papel de la acidificación del lumen tilacoidal está relacionado con la protonación del 
PSII y la activación del ciclo de las Xantofilas. La protonación y unión de las xantofilas en 
sitios especiales de las antenas internas del PSII generan un cambio conformacional hacia 
un estado “disipador”, donde la vida de las 1Chl* es más corta (Müller et al., 2001). 
 
 24
2.2.2 El ciclo de las Xantofilas 
La disminución en el pH del lumen tilacoidal inducirá la interconversión de violaxantina 
(Vio) en zeaxantina (Zea) (Fig. 3; 13). El proceso requiere la desepóxidación consecutiva 
de Vio en anteraxantina (Ant) y finalmente en Zea por la enzima Violaxantina 
Desepóxidasa (VDE), la desepóxidación resulta en el incremento de los dobles enlaces 
conjugados de 9 a 10 y a 11, respectivamente. El paso inverso de la conversión con el que 
se termina el ciclo es catalizado por la enzima Zeaxantina Epoxidasa (Müller et al., 2001) 
El papel del ciclo de las Xantófilas en el qE fue demostrado utilizando los mutantes 
npq1 de Arabidopsis thaliana, los cuales no poseen una VDE funcional y por consiguiente 
les es imposible llevar a cabo la desepóxidación de Vio a Zea. Estos mutantes presentan 
una reducción considerable en qE y una pronunciada peroxidación lipídica por la formación 
de compuestos del oxígeno dañinos cómo superóxido, peróxido o radicales hidroxilo. 
(Havaux et al 1999). 
Sin embargo, el mecanismo por el cual Zea ayuda al qE aún no se conoce claramente y 
es objeto de intenso debate e investigación. Hasta el momento existen dos hipótesis que 
podrían explicar el funcionamiento de Zea. La primera implica la acción indirecta de la Zea 
induciendo la formación de agregados de LHCII que favorecen el qE (Horton et al., 1996); 
la Zea trabajaría principalmente como una activadora del qE, más que como el instrumento 
directo. Las evidencias para soportar esto se basan en que puede detectarse qE en ausencia 
de Zea y en que la formación de los agregados de LHCII ejerce un fuerte control sobre la 
fluorescencia de la Chl (Phillip et al., 1996). La segunda hipótesis se basa en la interacción 
directa de Zea, donde ésta actua como un aceptor de la energía de excitación de las 
meléculas de 1Chl*. El mecanismo fue propuesto basándose en la determinación del tiempo 
de vida de S1 en Zea respecto a la Chl en su estado singlete, se halló que era de ~10 ps 
menor al de las Chl; además de encontrarse que la energía de transición de S0 a S1 era 
menor que para las Chl. Todo esto junto permitiría una rápida disipación térmica de la 
energía de excitación mediante la transferencia directa de enrgía desde la Chl hacia Zea y la 
formación del heterodímero Zea–Chl (Ma et al., 2003). En conclusión, se hace necesario 
ambos modelos para la explicación total del conjunto de evidencias obtenidas. 
 25
 Además del importante papel de Zea en qE, se ha descubierto que luteína y loroxantina 
también ejercen control sobre los excesos de energía de excitación, ya que mutantes para la 
síntesis de ambos pigmentos presentan un qE reducido. Mutantes para Zea y luteína no 
presentan qE y son extremadamente sensibles a luces de alta intensidad (Müller et al., 
2001). 
 En adición al ciclo Vio–Zea, se han descubierto otros dos tipos de ciclos implicados en 
qE: El ciclo de las Diadinoxantinas, que consiste en la desepóxidación de diadinoxantina en 
Diatoxantina catalizada por la enzima Diadinoxantina Desepóxidasa (Fig. 13); lo 
encontramos en Diatomeas. Se ha hallado también en una planta parásita (Cuscuta reflexa) 
un tercer tipo de ciclo de las Xantófilas el cual consiste en la transformación de luteína-5,6-
epóxido en luteína, catalizado presumiblemente por VDE (Müller et al., 2001). 
 
2.2.3 Cambios conformacionales 
La acidificación de lumen no sólo activa el ciclo de las Xantófilas, sino también un cambio 
conformacional en la membrana del tilacóide. La proteína o el sitio exacto donde ocurre 
este cambio aún no ha sido determinado: sin embargo, ha sido medido por cambios en la 
absorbancia. qE siempre se relaciona con dos cambios en la absorbancia inducidos por altas 
intensidades lumínicas: uno a 505 nm (∆A505) causado por la conversión de Vio a Zea y un 
segundo a 535 nm que se cree está relacionado con dicho cambio conformacional, se le 
denomina ∆A535. Evidencias de estos cambios han surgido por la medición de cambios en 
la duración de la fluorescencia de las Chls, los cuales dependen directamente de un cambio 
en el microambiente de las proteinas (Müller et al., 2001). 
El ciclo de las Xantófilas como tal controla un 80% del qE (Li et al., 2002); es decir, que 
existen otros mecanismos que están mediando también en la eficiente regulación de la 
cosecha de la luz, que también son pobremente entendidos, como un cambio 
conformacional (Müller et al., 2001). 
 
2.2.4 La Proteína PsbS 
La caracterización del mutante npq4–1 ha permitido el descubrimiento de una proteína 
esencial para el funcionamiento del qE. Este mutante de Arabidopsis thaliana presenta una 
 26
composición de pigmentos semejante a la del tipo silvestre, presentando la banda inalterada 
∆A505. Sin embargo, no presentaba el cambio conformacional ∆A535 ni tampoco ningún qE. 
Se demostró que el gen NPQ4 responsable de la mutación, codificaba para una proteína 
perteneciente a la familia de las cosechadoras de luz, PsbS o CP22: a diferencia de las 
demás proteínas de la familia ésta posee 4 hélices transmembranales en vez de 3 y posee 
características diferentes en la forma de unir los pigmentos. Se demostró además, que PsbS 
no funciona como cosechador de luz sino que está estructural e intimamente relacionada el 
PSII. Todas estas evidencias permiten sugerir que su función es fotoprotectiva y que puede 
ser la responsable del qE, la proteína implicada en el cambio conformacional y sitio de 
unión de protones y moléculas de Zea (Li et al., 2002). 
 
2.2.5 Ventajas adaptativas del qE 
Trabajos en campo donde se prueban diferentes mutantes de Arabidopsis thaliana 
deficientes para qE en comparación con las de tipo silvestre, han demostrado que la 
disipación dependiente del pH más que presentar una ventaja adaptativa para tolerar altas 
intensidades lumínicas, presenta una ventaja en la tolerancia a las fluctuaciones en la 
intensidad lumínica de cortas duraciones. Los resultados mostraron que en condiciones 
constantes de laboratorio, incluso bajo alta intensidad lumínica, los mutantes npq1 
(deficientes en VDE) y npq4 (deficientes en PsbS) crecían sin diferencias significativas a 
los tipos silvestres; por el otro lado, en condiciones variables de campo, sin abonos, 
fertilizantes ni pesticidas, las plantas mutantes presentaban un menor crecimiento y 
desempeño, el número de semillas por generación llegaba a ser hasta un 50% menos quelas 
silvestres, había un alto grado de photoinhibición y presentaban síntomas de estrés 
(Külheim et al., 2002). 
 
 Podemos concluir, que la regulación estricta de los procesos metabólicos primarios, 
como lo son la captura y transferencia de la energía lumínica, ha estado sometida a 
presiones selectivas que permitieron la evolución de mecanismos regulatorios reversibles 
de rápida activación que aseguran una fina adaptabilidad a las condiciones siempre 
variables del medio. Así el NPQ permite una respuesta inmediata al cambio en las 
 27
condiciones de luz, a través del ciclo de las Xantófilas y de cambios conformacionales que 
inducen la transformación de los complejos cosechadores de luz a un estado de disipación 
térmica que garantiza la protección ante la posible formación de compuestos nocivos para 
el organismo fotosintético. 
 
 
2.3 El Fotosistema II y el complejo oxidante de agua (WOC) 
 
Uno de los eventos cruciales en la evolución de la vida en la Tierra fue el surgimiento del 
Fotosistema II: la conversión de la luz en biomasa produce virtualmente toda la energía 
disponible para el sostenimiento de las innumerables formas de vida que han existido por 
miles de millones de años (Nugent, 2001), y la liberación de oxigeno a la atmósfera 
permitió la formación de la capa de ozono. Provee además, el poder oxidante para impulsar 
la respiración aeróbica; y debido a que la respiración aeróbica genera 18 veces más ATP 
por hexosa que los organismos anaeróbicos, el motor de la vida contó con energía 
suficiente para promover la evolución de organismos multicelulares más complejos y 
eficientes (Dismukes, 2001). Así entonces, la oxidación fotosintética del agua es uno de los 
procesos biológicos más trascendentales en el continuo desarrollo de nuestro planeta y 
puede considerársele como el "Big Bang de la evolución" (Barber, 2004). 
 Podemos resumir el funcionamiento del PSII en: (1) la conversión de la energía lumínica 
en energía química mediada por la oxidación del P680 y la separación de cargas a lo largo 
de la CTE, lo que generará el poder reductor necesario para (2) la abstracción de electrones 
en el complejo oxidante de agua después de la acumulación de cuatro cargas positivas en el 
cluster inorgánico. 
 
 Para tener un contexto exacto de todo el proceso llevado a cabo por el PSII, tendremos 
en primer lugar que estudiar la estructura atómica de éste y ubicar en ella a los cofactores y 
residuos que intervienen tanto en la oxidación del agua como en la transferencia de 
electrones. En segundo lugar miraremos algunos aspectos de la CTE en relación con la 
separación de cargas. Posteriormente dedicaremos un capítulo aparte al estudio en detalle 
 28
de lo que se conoce hasta el momento de la estructura y el mecanismo del WOC, estados de 
oxidación, ligandos, el ambiente proteínico, fotoinhibición y fotoactivación, y algunos otros 
aspectos esneciales. 
 
2.3.1 Estructura atómica del PSII por cristalografía de difracción de rayos X 
Uno de los pasos más importantes en el estudio molecular de la fotosíntesis en el siglo XXI, 
ha sido la dilucidación de la estructura cristalográfica del PSII. A 3.8 Å de resolución para 
la cianobacteria termófila Synechococcus elongatus, realizado por Zouni et al. en el año 
2001; así como el trabajo de Kamiya et al. en el 2003 a 3.7 Å de resolución de otra 
cianobacteria, Thermosinecococcus vulcanus. Con esto se permitió localizar con un buen 
grado de exactitud a cada uno de los cofactores, conocer las distancias entre ellos, el 
ambiente proteínico que va a modular sus propiedades, sentar unas bases más sólidas de los 
mecanismos y rechazar algunas hipótesis que no se ajustaban al modelo estructural. 
Actualmente se cuenta también con la estructura cristalográfica del PSII de S. elongatus a 
3.5 Å (Ferreira et al., 2004), recientemente publicada, sobre la cual múltiples aspectos se 
abordaran en los diferentes apartes de esta tesis. 
 
 Encontramos entonces que el PSII de las cianobacterias está compuesto de al menos 19 
subunidades (este valor varía dependiéndo de las técnicas de preparación de las muestras y 
del organismo analizado; hasta ahora no existe un consenso en cuanto al número real de 
subunidades que hacen parte del supercomplejo del PSII y qué tantas diferencias existen 
entre bacterias y plantas superiores (Shi, et al., 2004)). De ellas 16 son proteínas integrales 
de membrana y 3 son conocidas como proteínas extrínsecas asociadas al PSII por el lado 
lumenal. Dentro de las 16 primeras encontramos las proteínas del CR D1 (PsbA) y D2 
(PsbD), las antenas internas CP43 y CP47 (PsbC y PsbB, respectivamente. Ver apartado 
2.1.4), las subunidades α y β del citocromo b559 (PsbE y PsbF) y las subunidades menores 
PsbH, PsbI, PsbJ, PsbK, PsbL, PsbM, PsbN, PsbX, PsbT y PsbZ. Las proteínas extrínsecas 
son: citocromo c550 (PsbV), la proteína de bajo peso molecular 12 kDa (PsbU) y la 
proteína estabilizante del manganeso 33 kDa (PsbO) (Zouni et al., 2001). En el PSII 
encontramos algunas diferencias menores en la composición proteínica entre plantas y 
 29
cianobacterias, en cuanto las subunidades Cyt c550 y 12 kDa son reemplazadas por las 
proteínas 23 kDa (PsbP) y 17 kDa (PsbQ) respectivamente (Hasler et al., 1997). La función 
de las proteínas más importantes se irán presentando más adelante en el capítulo, teniendo 
en cuenta que el papel de la mayoría de las subunidades menores es aún desconocido o 
meramente especulativo. 
 
 El PSII se encuentra in vivo formando un homodímero, con un eje de simetría pseudo–
C2 (Fig. 14), tiene una extensión de 190 Å a lo largo de la parte integral de la membrana y 
120 Å a través de ella, no se extiende más de 10 Å sobre la membrana (hacia el estroma del 
cloroplasto) y se halla una zona protuberante interna (hacia el lumen) de 55 Å donde se 
ubican las proteínas extrínsecas (Fig. 15). 
 
2.3.1.1 Proteínas D1 y D2 
La estructura de un monómero de PSII está compuesto de 36 α–hélices transmembranales 
(HTM), 22 de las cuales pertenecen a D1 (38 kDa), D2 (39 kDa), CP43 y CP47. Las 
proteínas del centro de reacción D1 y D2 están formadas por 5 HTM cada una, nombradas 
A–E; las hélices C y D se conectan por una α–hélice larga CD orientada hacia el lumen de 
la membrana; y las hélices D y E se encuentran conectadas por una α–hélice corta DE hacia 
el lado estromático (Zouni et al., 2001). Las 5 HTM de D1 y D2 se inclinan contra el plano 
de la membrana, siendo A y D las que presentan una mayor inclinación, interconectándose 
de este modo la hélice D de D1 con las hélices C y E de D2, y a su vez la hélice D de D2 
con las hélices C y E de D1. También encontramos que la hélice C de D1 se inclina hacia el 
lado opuesto a la hélice D de D2 cerca al lumen y viceversa (Fig. 16). Nótese además, que 
las hélices VI del CP47 y CP43 están localizadas cerca de las hélices C y E de D2 y D1, 
respectivamente (Kamiya et al 2003), tanto así que CP43 está proveyendo un ligando 
directo al cluster de Mn con el residuo Glu354, como lo sugiere el trabajo de Ferreira et al., 
(2004). 
Esta organización simétrica y muy próxima de ambas proteínas es el reflejo de la 
coordinación de las dos ramas de cofactores que se encuentran en el CR, como veremos 
más adelante. Además, la organización estructural refleja un pasado evolutivo común entre 
 30
los aparatos fotosintéticos de las bacterias púrpuras anoxigénicas y los oxigénicos, al 
compararse las subunidades D1 y D2 con las subunidades L y M de éstas. Por otra parte, 
también se asemejan a las 5 HTM del lado terminal carboxílico de las proteínas del CR 
PsaA y PsaB del PSI. Es decir, que se abonan mejores evidencias a la hipótesis de que 
todos los aparatos fotosintéticos provienen de un mismo ancestro común (Zouni et al., 
2001). 
 D1 y D2 sostienen en conjunto 6 Chls a, 2 Pheo a, plastoquinonas QA y QB, las tirosinas 
redox activas YZ y YD, un Fe2+ no-hemínicohexacoordinado y el cluster de Mn (Debus, 
2001). D1 y D2 son claramente distinguibles debido a que la primera sostiene al cluster de 
Mn, a YZ, Pheo y QB, la segunda a su vez sostiene a YD y QA. Los cofactores de la CTE 
están organizados en dos ramas pseudo-simétricas de la siguiente manera: D1–His198 y 
D2–His197, en la hélice D de ambas proteínas, están coordinando directamente a las dos 
Chl que hacen parte del P680 organizadas paralelamente la una a la otra. El Fe2+ no-
hemínico está siendo coordinado por D1–His215, D1–His272, D2–His214 y D2–His268; el 
quinto y sexto ligando no se ha detectado, pero se cree que pueden ser dos moléculas de 
Bicarbonato, una de las cuales ha sido detectada recientemente por Ferreira et al., (2004). 
La Pheo que sirve activamente como aceptor de electrones, se ha encontrado es coordinada 
por D1–Glu130. Se ha encontrado también que el Nitrógeno peptídico de D2–Ala260 
forma un puente de Hidrógeno débil con QA (Debus, 2001). Las dos otras Chl más cercanas 
al P680, ChlZD1 y ChlZD2, son coordinadas por D1–His118 y D2–His117, respectivamente 
(Kamiya et al., 2003). Tenemos que resaltar que todos estos resultados han sido soportados 
anteriormente por estudios mutagenéticos y por comparación con el CR bacteriano 
anoxigénico (Debus, 2001). Ver Fig. 17 para una esquematización de la posición de los 
cofactores. 
 
2.3.1.2 Cyt b559 y las proteínas menores 
Gracias al nuevo trabajo de Ferreira et al., (2004) y a la publicación reciente de la totalidad 
de las secuencias de Synechocistys 6803 así como de Arabidopsis thaliana (Shi, et al., 
2004), ha sido posible asignar la ubicación exacta de la gran mayoría de las subunidades 
menores, cuyas funciones se han mantenido por mucho tiempo especulativas. Se ha 
 31
encontrado juegan un papel fundamental en la estabilización, ensamblaje y desensamblaje 
del vasto complejo fotosintético y se localizan en la periferia del centro D1/D2/CP43/CP47 
(ver Fig. 15). A continuación se describirán alguna de las proteínas comunes para todos los 
linajes que han sido detectadas por cristalografía de rayos X en cianobacterias; sin 
embargo, existen otras subunidades sólo encontradas en plantas las cuales no se describirán 
en esta sección, como las subunidades PsbR y PsbW. Con la excepción de Cyt b559, las 
funciones y la descripción de las subunidades menores fue tomada de Shi et al., (2004). 
El Cyt b559 es un heterodímero formado por dos subunidades llamadas hélice α (9.3 
kDa) y β (4.4 kDa), las cuales coordinan un grupo Hemo. Se situan cerca de la hélice A de 
D2 y se determinó que al menos en cianobacterias sólo hay un Cyt b559 por PSII (Kamiya 
et al., 2003). La función del Cyt b559 no es aún muy clara, aunque la mayoría de las 
investigaciones coinciden en que puede estar mediando en una transferencia de electrones 
secundaria fotoprotectiva. También se ha propuesto que pueda servir como un sensor de 
fotodaño (Roncel et al., 2003). Estudios mutagenéticos y de inactivación de los genes de 
ésta proteína han determinado que también puede tener un rol importante en el 
fotoensamblaje del PSII y en la estabilización de la estructura (Shi et al., 2004) 
 La subunidad PsbH (7.0–9.9 kDa) se situa entre las proteínas D2/D1 y CP47 (Ferrira et 
al., 2004). Se ha encontrado que esta subunidad puede ser doblemente fosforilada y esta 
fosforilación está controlada por la luz y por ciertas condiciones de oxidoreducción; sin 
embargo, el papel que esta modificación tiene en el proceso fotosintético aún es 
desconocida. Evidencias se han obtenido de que PsbH por medio de la fosforilación (y en 
conjunto con otras fosfoproteínas) es necesaria en el control de la forma dimérica y 
monomérica del PSII, además de ser requerida en el desensamblaje y ensamblaje de 
proteínas D1 durante la reparación por fotodaño. Mutantes y estudios de inactivación 
génica han determinado que también puede estar modulando la transferencia de electrones 
entre QA y QB. 
 La subunidad PsbI tiene un peso molecular de 4.1–4.5 kDa y se asocia a las proteínas D1 
y D2; mutantes defectuosos para este gen muestran una reducción en la actividad del PSII 
de 20%. La deleción del gen causa una inactivación más severa, llevando los niveles de 
actividad a sólo un 10–20% del tipo salvaje. Su función se ha relacionado entonces, con 
 32
proporcionar una mayor estabilidad estructural al heterodímero D1/D2, así como del 
dímero de PSII. No se ha descartado la posibilidad de que esté involucrada en la 
modulación o regulación de la cadena de transferencia de electrones. 
 La subunidad PsbJ posee un peso molecular de 4.0–4.4 kDa y su gen se halla en un 
cluster génico plastómico junto con los genes para las subunidades PsbE, PsbF y PsbL. Este 
cluster es altamente conservado entre los diversos linajes desde cianobacterias hasta 
plantas. Los mutantes para el gen psbJ en Synechocistys 6803 pueden crecer 
fotoautotróficamente; sin embargo, la evolución de oxigeno es reducida. El mismo mutante 
en plantas de tabaco no presenta crecimiento fotoautotrófico. Estos resultados han llevado a 
la conclusión de que la subunidad permite el ensamblaje correcto del PSII. También se 
halló que los mismos mutantes en plantas eran incapaces de unir la proteína extrínseca 
estabilizante del centro de Mn, PsbP, conllevando a un flujo inverso de la CTE desde QB– 
hacia el cluster de Mn oxidado, un efecto nocivo debido al ensamblaje incompleto del PSII. 
 La subunidad PsbK (4.1–4.3 kDa) se encuentra asociada a la subunidad CP43. Los 
estudios mutagenéticos y por deleción del gen han determinado que posiblemente la 
subunidad está involucrada en la unión de una o dos moléculas de plastoquinona y en la 
correcta formación del dímero del PSII. 
 PsbL es una subunida de aproximadamente 4.3–4.5 kDa y además de tener un papel 
fundamental en la formación y estabilización del dímero de PSII, muy interesantemente se 
ha hallado que la inactivación del gen impedía la unión de algunos herbicidas del PSII en el 
lado aceptor de la CTE, que en condiciones normales se unen a las proteínas D1 y D2. Se 
concluyó que PsbL posiblemente está modulando la estructura del lado aceptor de la CTE y 
que está involucrado en facilitar la unión de QA en muestras de PSII. Se ha sugerido 
también que PsbL jugaría un papel importate en la oxidación de la tirosina YZ por P680+. 
Otros experimentos han demostrado que ésta subunidad también está implicada en el 
correcto ensamblaje de la antena CP43 en el PSII. 
La proteína PsbN (4.5–5 kDa) fue encontrada en estudios previos como parte del PSII, 
estudios mutagenéticos mostraron que era inecesaria para el crecimiento autotrófico y que 
la actividad de los mutantes era similar a la de los tipos salvajes. Sin embargo, nuevos 
estudios revelaron que al parecer PsbN no esta unida al PSII, y que la erronea idea inicial se 
 33
debido a una confución en la nomenclatura de los genes. La subunidad PsbN asignada al 
PSII es actualmente la proteína PsbTc (el indicativo c hace referencia a que es codificado 
en el cloroplasto en algas y plantas superiores, y es el mismo PsbT de cianobacterias, en 
contraste a la subunidad PsbTn codificado en el núcleo de algunas plantas superiores cuya 
función es desconocida). La proteína PsbTc (3.5–4.4 kDa) permite mantener la estructura 
óptima del PSII en condiciones de alta luminosidad y se ha demostrado que ella es 
degradada después de un periodo de exceso de luz. 
PsbY en cianobacterias tiene una masa molecular de 4.0–4.2 kDa, en plantas superiores 
el gen homólogo codifica un polipéptido de considerable mayor tamaño (19.5 kDa en 
Arabidopsis y 20.5 en espinaca). Sin embargo, se ha detectado que el gen nuclear en plantas 
superiores es sintetizado en el citosol, una vez transportado hasta el cloroplasto es sujeto a 
varios pasos de maduración y modificación, dándo como resultado dos polipéptidos 
denominados PsbY-1 y PsbY-2 de 4.7 y 4.9 kDa respectivamente.La homología entre 
ambas proteínas es del 61% y se ha predicho que hacen parte del supercomplejo de PSII. Se 
cree que en su evolución ocurrió una duplicación funcional del gen al pasar plastoma al 
genoma nuclear. En plantas se ha propuesto con base en muestras aisladas de PsbY, que 
posee una doble función dependiente del Manganeso: actividad catalasa, es decir, la 
conversión de H2O2 en O2 (Ioannidis et al., 2000); y actividad metabolizante de L-Arginina, 
la cual convierte la Arginina en Ornitina y Urea. Es posible que PsbY una algún Mn, sin 
embargo, mutantes en cianobacterias no presentan ninguna alteración en la actividad. 
Haciéndo aún falta pruebas con mutantes en plantas, sólo se puede decir que es posible que 
en cianobacterias la función de PsbY sea distinta a la realizada en las plantas. 
PsbZ posee dos HTM detectadas por cristalografía de rayos X (Ferreira, et al., 2004), 
denomindas I y II . Su peso molecular es de 6.6 kDa en Arabidopsis y de 12 kDa en 
Synechocistys. PsbZ se ha copurificado junto con el LHCII, lo que da a entender que PsbZ 
yace en la interface entre el PSII y el LHCII. Deleciones en este gen generan individuos 
con cantidades reducidas de proteínas cosechadoras de luz, como LHCII, CP29 y CP26. 
También se ha encontrado que la deleción estimula el ciclo de las Xantófilas, por lo cual se 
le ha atribuido algún papel en la disipación no-fotoquímica; aunque esto puede ser un 
 34
efecto secundario causado por la duisminución en la cantidad de las proteínas cosechadoras 
de luz. 
La proteína PsbX (4.0–4.2kDa) se localiza en la vecindad de PsbH y la subunidad α de 
Cyt b–559. Su función es aún imprecisa, parece estar implicada en controlar la cantidad de 
PSII presente en el cloroplasto. 
La proteína PsbM de 3.5–4.2 kDa es una de las subunidades más hidrofóbicas, su 
función es actualmente desconocida. (Shi et al., 2004). 
 
El reciente análisis cristalográfico ha revelado algunos indicios de las posibles funciones 
de algunas de las proteínas menores de Synecochoccus elongatus: PsbL, PsbM y PsbT están 
relacionados con la formación del dímero; PsbX y PsbI simetricamente dispuestas una 
respecto a la otra pueden estar involucradas en la estabilisación de las Clorofilas periféricas 
ChlZD1 y ChlZD2; PsbJ, PsbK, PsbZ y la subunidad asignada como PsbN parecen jugar un 
papel muy importante en la unión de 4 de los 7 β–carotenos detectados (Ferreira et al., 
2004) 
 
2.3.1.3 Las proteínas extrínsecas 33 kDa, 12 kDa y Cyt c550 
Estas tres proteínas se encuentran asociadas al PSII por el lado lumenal y se han 
involucrado en la estabilidad y protección del centro de Mn. La proteína 33 kDa, con un 
peso molecular verdadero de 26.5 kDa, se organiza como un barril β y se ha modelado 
como una cadena de polialaninas (83.3% de la secuencia de residuos), tiene forma 
cilíndrica de 20 Å de diámetro y 45 Å de largo y tiene fuertes similaridades con las 
proteínas de la familia de las porinas (Kamiya et al., 2003). La proteína 33 kDa no es 
estrictamente necesaria para la generación de oxígeno, mas ofrece protección al centro de 
Mn contra agentes reductores endógenos y optimiza la oxidación del agua (Debus, 2001). 
La proteína 12 kDa (10.5 kDa) está formada por 5 o más α–hélices cortas y está situada 
entre las otras dos proteínas extrínsecas alejada del CR por más de 30 Å. La posición del 
Cyt c550 se establece gracias a la presencia del grupo hemo, cuya función en la actividad 
fotosintética es desconocida (Kamiya et al., 2003). Ambas proteínas, 12 kDa y Cyt c550 
están relacionadas con mantener las concentraciones adecuadas de Ca2+ y Cl– cerca al 
 35
cluster de Mn (Debus, 2001). Cyt c550 se ha implicado también en otras funciones no 
fotosintéticas como en el metabolismo del Hidrógeno o del Carbono anaeróbico (Roncel et 
al., 2003). 
 
2.3.1.4 Organización de los cofactores de la CTE 
Encontramos orientadas hacia el lúmen y perpeniculares al plano de la membrana al par de 
Chls conocidas comúnmente como P680 y denominadas formalmente como PD1 y PD2, Fig. 
17. La distancia observada entre Mg–Mg es de 10 Å (Zouni et al., 2001), y los anillos 
porfirínicos se sitúan paralelamente uno del otro, con la distancia más corta edge–to–edge 
de 4 Å (Kamiya et al., 2003). Debido a la mayor separación global entre estas dos 
moléculas en comparación con el CR bacteriano anoxigénico, el acoplamiento excitónico 
fuerte es improbable y es necesario que se consideren como monómeros de Chl. A una 
distancia Mg–Mg de ~10 Å se situan las Chls accesorias ChlD1 y ChlD2 de PD1 y PD2 
respectivamente, inclinadas 30° contra el plano de la membrana. Próximas a ellas se 
encuentran PheoD1 y PheoD2 a una distancia aproximada de ~11 Å. El sitio de unión de QA 
se encuentra a 12 Å de PheoD1 y el hierro no-hemínico se localiza a 10.5 Å de la 
plastoquinona. El sitio de unión de la plastoquina B móvil se encuentra vacío y se sitúa 
aproximadamente a 10 Å del átomo de hierro. El centro de Mn está localizado en D1 hacia 
el lado lumenal a 7 Å de la Tyr161 y esta a su vez se halla a no más de ~14 Å de Chl PD1. 
Dos de las moléculas de β–caroteno están muy cercanas la una a la otra a una distancia 
edge–to–edge de 5 Å y se centran entre la ChlD2 y el grupo hemo del Cyt b–559 a una 
distancia de 12 Å respecto a cada uno de los dos cofactores. Se cree que posiblemente 
ambos β–carotenos estén involucrados en una cadena de transferencia de electrones 
secundaria con fines fotoprotectivos cuando el cluster de Mn se encuentra inhibido o 
dañado (Zouni et al., 2001; Kamiya et al., 2003 y Ferreira et al., 2004). 
 Ciertamente, el arreglo de estos cofactores obedece a fuerzas evolutivas que buscan una 
optimización de las velocidades y tasas de transferencia de electrones entre los centros 
redox. Se ha demostrado para un gran número de proteínas oxidoreductasas que la distancia 
más apropiada para obtener velocidades de transferencia entre 10–7 y 10–13 s (0.1 µs – 0.1 
ps, respectivamente), además de una alta direccionalidad en el tunelamiento electrónico en 
 36
condiciones fisiológicas, tiene que ser menor de 14 Å (Gray et al ., 1996; Page et al., 1999). 
Dentro de la CTE primaria en el PSII, las distancias entre cofactores van desde los 7 hasta 
los 14 Å, estableciéndose así rutas específicas de alta fidelidad que conlleven en última 
instancia a la reducción de QB a QBH2. 
 
2.3.1.5 El centro de Mn 
En el siguiente aparte nos referiremos muy brevemente a los resultados generados por 
cristalografía de rayos–X; otros aspectos estructurales más detallados obtenidos por 
espectroscopía serán revelados en detalle más adelante. 
El maravilloso protagonista de la fotosíntesis oxigénica es el centro de Manganeso. Este 
está conformado por 4 átomos de Mn, más otros cofactores, y su estructura apenas empieza 
a ser determinada con precisión (Ferreira et al., 2004). La difracción de rayos–X generó un 
mapa de densidad electrónica, el cual se asemeja a un triángulo isósceles con un 
abultamiento central orientado hacia el lúmen: sus dimensiones son 6.8 Å x 4.9 Å x 3.3 Å 
(Fig. 18), con el eje más largo casi paralelo a la hélice CD de D1 e inclinado 23° contra el 
plano de la membrana. Tentativamente fueron ubicados 3 de los átomos de Mn en cada uno 
de los extremos del triángulo y uno más en la protuberancia (Zouni et al., 2001). A 
diferencia, la estructura generada por Kamiya et al. (2003) que no presenta este 
abultamiento y los cuatro átomos tentativos de Mn se localizan en el mismo plano. 
La estructura de Ferreira et al. (2004) ha revelado que el cluster es un cubano 
distorcionado Mn3O4 ligado a un átomo de Ca2+, el cuarto átomo de Mn se une de forma 
axial unido por un O al trímero del cubo. La descripción detallada de los nuevos resultados 
obtenidos a 3.5 Å serán expuestos en el aparte 2.4.4.8. 
Hasta ahora una gamma muy amplia de posibilidades han sido propuestas en cuanto a la 
forma exacta del cluster, ytodo lo que tiene que ver sobre su funcionamiento. La estructura 
cristalográfica más reciente con seguridad pondrá unos nuevos parámetros que guiarán 
inevitablemente al claro conocimiento de éste. Mientras tanto, el numeral 2.4 lidiará con 
gran parte de lo que se hipotetiza acerca del complejo oxidante de agua, en estructura y 
mecanismo. 
 
 37
2.3.2 Separación de cargas primaria 
La separación de cargas primaria en el centro de reacción de las bacterias fotosintéticas 
púrpuras tiene lugar en el par especial de Chls P870 de Rhodobacter spheroides (P960 en 
Rhodopseudomonas viridis): PA (PD1, homólogo en el P680 del PSII) y PB (PD2), después de 
ser excitadas por las antenas recolectoras de luz. Una característica fundamental de este 
centro de reacción bacterial ,es que el par especial se encuentra altamente acoplado 
excitónicamente (500–1000 cm–1), permitiendo en consecuencia un comportamiento 
análogo a una trampa aislada para la captura de la energía de excitación a longitudes de 
ondas largas en el infrarrojo cercano a 870 nm (Diner et al., 2002). 
 Debido a las a las grandes similitudes estructurales y cinéticas entre el PSII oxigénico y 
el CR bacteriano anoxigénico, se asumió que el modelo de separación de cargas y 
consecuente transferencia de electrones era mecanísticamente igual para ambos casos, a 
saber: 
 
 Excitón 
P870 P870* + BA P870+ + BA– (4) 
 
BA– + Pheo BA + Pheo– (5) 
 
Pheo– + QA Pheo + QA– (6) 
 
 
En esta serie de reacciones observamos que seguida la absorción de un fotón, el par 
especial es llevado a un estado excitado singlete de baja energía P870* (Ec. 4), donde la 
energía de excitación está deslocalizada sobre las dos Chls. Este estado singlete de baja 
energía constriñe al sistema para que sobre el mismo P870 ocurra la formación del catión y 
sea el primer donador de electrones (Barter et al., 2003). El electrón es recibido por la Pheo 
de la rama activa, antes de ser transferido inicialmente a una Chl accesoria BA (ChlD1 en el 
PSII), para formar los pares radicales consecutivos P870+BA– y BAPheo– (Ec. 4 y 5). En este 
momento la carga positiva del catión radical P870+ retira un electrón de la tirosina redox 
 38
activa YZ (Tyr161), para regresar a su estado estable P870. YZ (en su forma oxidada) es 
reducida a su vez por Cyt c, lográndose la completa separación de cargas en el sistema. 
Pheo– dona su electrón a QA, esta plastoquinona muy fuertemente unida a D1 no forma el 
estado doblemente reducido hidroquinona. Finalmente, a través del hierro no-hemínico se 
reduce doblemente a la quinona movil QB en QBH2. 
 Al observar la organización de los cofactores de los CR anoxigénico y oxigénico 
podemos notar claramente una similitud en las distancias. Sin embargo, el PSII presenta 
una distancia centro a centro PD1–PD2 2.4 Å mayor a la anoxigénica (Bactérias púrpuras: 
Rhodobacter espheroides). Este cambio en la distancia reduce el acoplamiento excitónico 
en el PSII a aproximadamente 85–140 cm–1, es decir, hasta un ~90% más débil la 
interacción del par de Chls. A su vez la distancia entre las 6 clorinas (4 Chl y 2 Pheo) del 
CR es levemente menor. Estas diferencias, sumadas a los requerimientos energéticos para 
la oxidación del agua, han llevado a una reciente revaluación del evento fotoquímico 
primario en el PSII (Barter et al., 2003). 
 
2.3.2.1 Energética de la separación de cargas 
La energía necesaria que debe contener un fotón para promover al P680 a su estado 
songlete excitado de más baja energía es de 1.82 eV, como puede ser deducido por la 
relación de Plank. Y si sabemos, por trabajos teóricos previos, que aproximadamente dos 
tercios de la energía del fotón puede ser convertida en un potencial químico para lograr la 
separación de cargas entre P680+ y QA–, entonces el potencial de reducción entre ambos 
estados no debe superar los 1.2 V. Si a la vez consideramos que el potencial de reducción 
entre el par QA/QA– es máximo de –0.1 V, entonces el potencial de reducción entre 
P680+/P680 debe estar entre los 1.1 V. Este límite teórico está soportado por resultados 
experimentales que han calculado el potencial en ~1.12 V (Tommos et al., 2000). En este 
momento debemos preguntarnos, ¿cómo la evolución ha logrado el potencial de reducción 
más alto en la naturaleza, comparado con los 0.4–0.5 V del CR anoxigénico? (Durrant et 
al., 1995). Ciertamente, la respuesta no es muy clara aún, pero existen evidencias de que las 
redes de puentes de hidrógeno que se forman estratégicamente dentro del CR pueden 
 39
modular las propiedades físicoquímicas y termodinámicas de las Chls (Tommos et al., 2000 
y referencias ahí citadas). 
 El potencial necesario para la oxidación del agua a pH 5 (lumen) es de 0.93 V (0.82 V 
en condiciones estándar) por electrón, es decir, que el centro de Mn donde ocurre la 
transferencia de electrones desde el agua debe acumular un potencial igual a 4 x 0.93 V = 
3.72 V. Sabemos que P680+ posee una energía libre para conducir la reacción de ~1.12 V, 
con lo cual oxida a YZ, cuyo potencial es de 0.97 V. De modo que el CR del PSII genera al 
menos 3.88 V para llevar a cabo la ruptura de las 2 moléculas de agua y la abstracción de 4 
e– y 4 H+, (Ec. 3) (Tommos et al., 2000). 
Dos consecuencias notables traen consigo estas consideraciones: en primer lugar, la 
oxidación del agua por el P680+ ocurre casi al límite teórico, sin sobras considerables de 
energía, ya que se consume aproxidamamente el 95% de la energía disponible para el 
proceso. En segundo lugar y como consecuencia de lo anterior, el centro de reacción debe 
estar diseñado estructuralmente para impedir fluctuaciones considerables en los potenciales 
de reducción, proporcionando la estabilidad necesaria para que la reacción prosiga en el 
sentido apropiado. Podemos observarlo comparando los potenciales de reducción del 
proceso no-catalizado y el catalizado por el PSII. En el proceso no-catalizado (de agua a 
radical hidroxilo, peróxido, superóxido y O2) se observan fluctuaciones en el potencial que 
superan los requerimientos energéticos que provee el CR fotosintético; por el otro lado en 
el PSII, notamos que a través de cada una de las transiciones energéticas se acumula un 
potencial constante de ~1 V en el cluster de Mn. En otras palabras, el CR es capaz de 
nivelar e introducir dentro de los límites energéticos el proceso completo de la ruptura de 
las 2 moléculas de agua (modificado de Tommos et al., 2000), ver Fig. 19. 
 
2.3.2.2 Localización del estado triplete 3P y del catión radical 
En condiciones experimentales, cuando el par radical P+Pheo– (P: P680 o P870) no puede 
transferir el electrón a QA y se impide la formación del par P+QA–, ya sea porque QA ha sido 
previamente reducido o porque está ausente, se genera en el par radical una mezcla de 
estados excitados singlete/triplete. Se ha comprobado gracias a procedimientos 
espectroscópicos, que el lugar donde se localiza el estado triplete, por las propiedades 
 40
energéticas del sistema, es el mismo lugar donde se encuentra el primer donador de 
electrones, o sea, el lugar donde inicia la separación de cargas. Esto no quiere decir que 
también sea el lugar donde se localice el catión responsable de proporcionar el potencial de 
oxidación necesario para la oxidación del agua. 
 Claramente y como puede ser esperado por lo anteriormente expuesto, en el CR 
anoxigénico el estado 3P se halla compartido entre las dos clorofilas del P870. En el PSII el 
caso es totalmente diferente y un poco más complicado. Estudios espectroscópicos en 
función de la temperatura han demostrado que entre 5 y 80 K, el estado triplete reside 
únicamente en la clorofila monomérica ChlD1, y a mayores temeperaturas empieza haber 
contribución de otra clorofila, la cual se ha designado como PD1. 
 Otros estudios espectroscópicos