ROJAS IPARRAGUIRRE

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i 
UNIVERSIDAD NACIONAL DEL CENTRO DEL PERÚ 
FACULTAD DE INGENIERÍA EN INDUSTRIAS 
ALIMENTARIAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TESIS 
 
 
PRESENTADO POR EL BACHILLER: 
 
FRANK DANIEL ROJAS IPARRAGUIRRE 
 
 
PARA OPTAR EL TÍTULO PROFESIONAL DE 
INGENIERO EN INDUSTRIAS ALIMENTARIAS 
 
 
 
 
 
HUANCAYO – PERÚ 
 
2015
FORMULACIÓN Y EVALUACIÓN DE LA ESTABILIDAD 
DE BETALAINAS Y VITAMINA C EN 
ALMACENAMIENTO DE BEBIDA A BASE DE TUMBO 
(Passiflora mollisima) Y TUNA (Opuntia sp.) 
EDULCORADA CON STEVIA 
 
ii 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ASESOR: 
 
Dra. CLARA RAQUEL ESPINOZA SILVA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iii 
 
 
JURADO EXAMINADOR 
 
 
 
 
 
M. Sc. EDGAR RAFAEL ACOSTA LOPEZ 
PRESIDENTE 
 
 
 
 
 
Dr. ANGEL ZARATE MALPICA M. Sc. CESAR LIMAS AMORIN 
 JURADO JURADO 
 
 
 
 
 Dr. NORA VELIZ SEDANO M. Sc. LUIS ARTICA MALLQUI 
 JURADO SECRETARIO 
iv 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Dedico en forma muy especial a mis 
padres, Flor y Ernesto; y a mi hija 
Samantha” 
 
 
 
 
 
 
v 
AGRADECIMIENTOS 
Mis sinceros agradecimientos: 
A Dios por haberme ayudado durante estos años; el sacrificio fue grande pero tú 
siempre me distes la fuerza necesaria para continuar y lograr culminar mi carrera 
profesional. 
A mis padres, por su amor, trabajo y sacrificios en todos estos años, gracias a 
ustedes he logrado llegar hasta aquí, dedico esta tesis a Ernesto y Flor por sus 
consejos, su apoyo incondicional y su paciencia todo lo que hoy soy es gracias a 
ellos. 
A mis hermanos Adriana y Hans, por haberme brindado el apoyo moral para 
culminar con mis estudios, que más que hermanos son mis verdaderos amigos. 
A los ingenieros debo de agradecer de manera especial por sus enseñanzas, por 
ser guía, por hacerme ver la realidad y enseñarme que los sueños no tienen 
límites, por forjarme como persona y como profesionista, por ser más que 
profesores, ser amigos. 
Agradezco enormemente la Ingeniera Clara Espinoza Silva, quien con su apoyo, 
orientación y dedicación permitió la realización y culminación del presente trabajo 
de investigación gracias por su tiempo, gracias por todo. 
 
 
 
El autor 
vi 
ÍNDICE 
Portada ..................................................................................................................... i 
Asesor ..................................................................................................................... ii 
Página de jurado .................................................................................................... iii 
Dedicatoria ............................................................................................................ iv 
Agradecimientos ..................................................................................................... v 
Índice ...................................................................................................................... vi 
Índice de tablas ...................................................................................................... ix 
Índice de figuras ..................................................................................................... xi 
Resumen ............................................................................................................... xii 
I. INTRODUCCIÓN................................................................................................1 
II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA………………………………………………………..3 
2.1 TUNA .......................................................................................................... 3 
2.1.1 Variedades ......................................................................................................... 4 
2.1.2 Composición química ................................................................................. 5 
2.1.3 Manejo post cosecha .................................................................................. 7 
2.1.4 Usos potenciales ........................................................................................ 8 
2.2 TUMBO ..................................................................................................... 11 
2.2.1 Clasificación científica .............................................................................. 11 
2.2.2 Valor nutritivo ............................................................................................ 11 
2.2.3 Origen del tumbo ...................................................................................... 12 
2.2.4 Distribución geográfica ............................................................................. 12 
2.2.5 Importancia y usos .................................................................................... 12 
2.3 BETALAINAS .......................................................................................... 13 
2.3.1 Estructura química .................................................................................... 15 
2.3.2 Propiedades físicas .................................................................................. 15 
2.3.3 Propiedades químicas .............................................................................. 15 
2.3.4 Clasificación de las betalainas ................................................................. 16 
2.3.5 Biosintesis de las betalainas .................................................................... 18 
vii 
2.3.6 Factores que gobiernan la estabilidad de las betalainas ......................... 19 
2.4 VITAMINA C ............................................................................................. 26 
2.4.1 Distribución de la vitamina C en los alimentos ......................................... 27 
2.4.2 Importancia de la vitamina C en la dieta ................................................... 27 
2.5 STEVIA ..................................................................................................... 28 
2.5.1 Historia y origen ........................................................................................ 28 
2.5.2 Clasificación taxonómica de la stevia ....................................................... 29 
2.5.3 Composición de las hojas de stevia.......................................................... 29 
2.5.4 Edulcorantes de la stevia .......................................................................... 31 
2.5.5 Usos de la stevia ...................................................................................... 32 
2.6 NECTAR ................................................................................................... 32 
2.6.1 Materia prima ............................................................................................ 33 
2.6.2 Insumos .................................................................................................... 33 
2.6.3 Calidad del Néctar .................................................................................... 34 
2.7 ANÁLISIS SENSORIAL ............................................................................ 36 
2.7.1 Paneles de evaluación sensorial .............................................................. 37 
2.7.2 Atributos a evaluar .................................................................................... 37 
2.7.3 Hoja de respuestas ................................................................................... 38 
III. MATERIALES Y MÉTODOS…………………………………………….............40 
3.1 LUGAR DE EJECUCIÓN .......................................................................... 40 
3.2 MATERIA PRIMA ..................................................................................... 40 
3.3 INSUMOS Y MATERIALES ...................................................................... 40 
3.4 MÉTODOS DE ANÁLISIS ........................................................................42 
3.4.1 Análisis químico proximal ......................................................................... 42 
3.4.2 Cuantificación de las betalainas .............................................................. 43 
3.4.3 Determinación de la vitamina C ................................................................ 44 
3.4.4 Determinación de la capacidad antioxidante ............................................ 46 
3.5 METODOLOGÍA EXPERIMENTAL .......................................................... 48 
3.6 ANÁLISIS ESTADÍSTICO ......................................................................... 50 
IV. RESULTADOS Y DISCUSIONES………………………………………………..51 
4.1 MATERIA PRIMA ..................................................................................... 51 
viii 
4.2 RESULTADOS DE LA ELABORACIÓN DE LA BEBIDA .......................... 54 
4.2.1 Análisis sensorial ...................................................................................... 54 
4.2.2 Rendimiento ............................................................................................. 58 
4.3 ALMACENAMIENTO ................................................................................ 59 
4.3.1 Evaluación de la estabilidad de betalainas ............................................... 59 
4.3.2 Evaluación de la estabilidad de vitamina C .............................................. 66 
4.4 ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO ................................................................ 70 
V. CONCLUSIONES ......................................................................................... 71 
VI. RECOMENDACIONES ................................................................................. 72 
VII. BIBLIOGRAFÍA ............................................................................................ 73 
VIII. ANEXOS ....................................................................................................... 79 
 
ix 
ÍNDICE DE TABLAS 
PAG. 
Tabla 1 Características de la tuna ................................................................... 4 
Tabla 2 Composición química de la tuna ........................................................ 6 
Tabla 3 Características del fruto de la tuna según el grado de 
maduración ........................................................................................ 7 
Tabla 4 Características del fruto de la tuna según la forma ............................ 8 
Tabla 5 Composición química proximal de tumbo fresco .............................. 12 
Tabla 6 Clasificación taxonómica .................................................................. 29 
Tabla 7 Composición proximal de las hojas de stevia ................................... 31 
Tabla 8 Fórmulas químicas y masa molecular de los edulcorantes 
de la stevia ....................................................................................... 32 
Tabla 9 Bebidas no carbonatados ................................................................. 36 
Tabla 10 Formulaciones planteadas para la evaluación sensorial .................. 49 
Tabla 11 Análisis químico proximal de la tuna ................................................ 51 
Tabla 12 Resultado del análisis químico proximal del tumbo .......................... 51 
Tabla 13 Resultado de los análisis físico químico de tuna y tumbo . . . . . . . 52 
Tabla 14 Resultados promedios de evaluación sensorial de los 
néctares formulados con tuna, tumbo y stevia ................................. 54 
Tabla 15 Análisis de varianza para COLOR, utilizando SC ajustada 
para pruebas .................................................................................... 55 
Tabla 16 Balance de materia en la elaboración de bebida de tumbo y 
tuna edulcorada con stevia .............................................................. 58 
x 
Tabla 17 Evaluación de la estabilidad de las betalainas en la bebida 
de tuna y tumbo edulcorada con stevia a 4°C .................................. 59 
Tabla 18 Evaluación de la estabilidad de las betalainas en la bebida 
de tuna y tumbo edulcorada con stevia a 12°C. ............................... 61 
Tabla 19 Evaluación de la estabilidad de la vitamina C en la bebida 
de tuna y tumbo edulcorada con stevia a 4°C .................................. 66 
Tabla 20 Evaluación de la estabilidad de la vitamina C en la bebida 
de tuna y tumbo edulcorada con stevia a 12°C ................................ 67 
Tabla 21 Resultados del análisis microbiológico de la bebida de tuna 
y tumbo edulcorada con stevia ......................................................... 70 
xi 
ÍNDICE DE FIGURAS 
PAG. 
Figura 1 Fórmula general de las betalainas .................................................. 14 
Figura 2 Estructura química de la betanina .................................................... 17 
Figura 3 Estructura de la isobetaninas .......................................................... 17 
Figura 4 Estructura de las betaxantinas ......................................................... 18 
Figura 5 Biosíntesis de las betalainas ........................................................... 19 
Figura 6 Factores que gobiernan la estabilidad de las betalainas . ................ 20 
Figura 7 Degradación reversible de la betalainas ......................................... 22 
Figura 8 Degradación de las betalainas en medio ácido y/o por calor .......... 22 
Figura 9 Espectro de la betalaina a pH 2, 5 y 9 .............................................. 24 
Figura 10 Steviarebaudiana Bertoni ................................................................. 30 
Figura 11 Diagrama de la obtención de zumo de tuna ..................................... 48 
Figura 12 Diagrama de la obtención de zumo de tumbo .................................. 48 
Figura 13 Diagrama de flujo para la obtención de una bebida a base 
de tuna y tumbo ............................................................................... 49 
Figura 14 Variación del contenido de betalainas en la bebida de tuna 
y tumbo edulcorada con stevia almacenada a 4°C. ......................... 60 
Figura 15 Variación del contenido de betalainas en la bebida de tuna 
y tumbo edulcorada con stevia almacenada a 12 °C. ...................... 62 
Figura 16 Variación del contenido de vitamina C en la bebida de tuna 
y tumbo edulcorada con stevia almacenada a 4°C .......................... 67 
Figura 17 Variación del contenido de vitamina C en la bebida de tuna 
y tumbo edulcorada con stevia almacenada a 12°C ........................ 68 
Figura 18 Elaboración de la bebida de tumbo y tuna edulcorada con 
stevia ................................................................................................ 90
xii 
RESUMEN 
En el presente trabajo de investigación se tuvo como objetivo la formulación de 
una bebida a base de tuna, tuna y stevia así como la evaluación de betalainas y 
vitamina C en almacenamiento a 4 y 12 °C. La composición química de tuna y 
tumbo estudiadas son para tuna un contenido de humedad de 88,7%, grasa 
0,08% ; proteína 0,54%; ceniza 0,41% ; fibra 0,30% y carbohidratos por diferencia 
de 15,34%, y para el tumbo una humedad de 94%, proteína 0,70% , grasa 
0,10%, Fibra 0,20% ; Ceniza 0,30% y carbohidratos por diferencia 4,70% y 
además la tuna con un pH de 4,2, sólidos solubles 7 °Brix; acidez total 0,63% , 
índice de madurez de 11,11 ; vitamina C 16,23 mg/100 g de muestra y betalainas 
102,8 mg/100 mL de muestra, y el tumbo un pH de 3,10 , sólidos solubles 4 ; 
acidez total 0,85% , índice de madurez de 4,70 ; vitamina C 32,15 mg/100 g de 
muestra. El análisis sensorial de néctares con diferentes concentraciones de 
stevia mostró para el color, aroma y apariencia general no existe diferencia 
estadística significativa en la aceptabilidad del producto, sí para el sabor de las 
formulaciones estudiadas la concentración de 0,8% fue la preferida con un 
calificativode me gusta. El rendimiento en la elaboración de néctar de tuna y 
tumbo edulcorada con stevia fue de 195,9%, realizando una formulación de 2 
partes de pulpa de tuna y 1 de tumbo y una dilución de esta mezcla de 1 en dos 
partes de agua. La betalainas que aporta la tuna en la elaboración de néctar 
disminuye en almacenamiento tanto a temperatura de 4°C (porcentaje de 
retención de 61,31%) y a 12°C (porcentaje de retención de 52%) y el contenido de 
vitamina c disminuye en almacenamiento a 4°C y 12 °C con un porcentaje de 
retención de 96% y 94% respectivamente. Las condiciones de elaboración del 
néctar fueron óptimas pues los rangos de aeróbiosmesófilos, hongos, levaduras y 
coliformes se encuentran en el rango permitido según las normas del Ministerio de 
Salud para el caso de néctares. 
 
Palabras clave: bebidas a base de frutas, stevia, tumbo, tuna.
1 
I. INTRODUCCIÓN 
Las bebidas a base de frutas llamadas néctares son alimentos de consumo 
masivo listos para consumir y por lo tanto de fácil accesibilidad y de gran 
demanda, constituyen entonces un medio por el cual podemos tener acceso 
rápido a micronutrientes tales como las betalainas provenientes de la tuna morada 
y el tumbo fuente importante de vitamina C. 
Las betalaínas son pigmentos de origen vegetal localizados en gran 
proporción en las tunas, químicamente son moléculas hidrosolubles, derivados del 
ácido betalámico que presentan estructura de glicósidos; sin embargo, por ser 
metabolitos con alta sensibilidad química su aprovechamiento se encuentra 
limitado ya que se ven afectadas por la oxidación promovida por el oxígeno y 
otros agentes. Estos metabolitos son beneficiosos para la salud ya que presentan 
efectos antimicrobianos, antioxidantes, anticancerígenos, intervienen en la 
disminución de los triglicéridos, control de la glucemia y contribuyen a combatir la 
arteroesclerosis. 
La vitamina C, también llamada ácido ascórbico, es un derivado de una 
hexosa, sintetizada por las plantas a partir de la glucosa y galactosa. El ser 
humano, otrosprimates y algunas especies animales carecen de la enzima l-
gulonolactonaoxidasa que es capaz de catalizar la conversión de la glucosa en 
vitamina C, por lo que necesitan ingerirla en la dieta diaria tiene efectos benéficos 
para la salud, tales como, su utilidad en la prevención de la formación de 
cataratas y en el riesgo de desarrollar degeneración macular en personas 
mayores o ancianas, al servir de coadyuvante en la fecundidad masculina, al 
apuntalar al sistema inmune contra los efectos del resfriado, asma, tabaco y 
contaminantes aéreos, también suprime la aparición de células leucémicas y el 
crecimiento del tumor rectal y cáncer de cérvix; en los diabéticos potencia la 
acción de la insulina en el metabolismo de los carbohidratos y acelera la curación 
de los heridas, ayuda en la formación de colágenos, puede reducir edemas, por 
su efecto de estimulación de la diuresis, es un potente neutralizador de venenos 
(mercurio, arsénico y toxinas bacterianas) y retarda el envejecimiento de la piel. 
2 
La stevia se obtiene de la planta de stevia originaria de América del Sur, 
donde los pueblos indígenas la utilizaron, tradicionalmente, como una hierba 
dulce en alimentos y bebidas durante siglos. La hoja de stevia contiene 
compuestos dulces y naturales llamados glicósidos de esteviol, los cuales se para 
producir el extracto de la hoja de stevia que, habitualmente, es de 200 a 300 
veces más dulce que la sacarosa, que es utilizada en alimentos para reemplazar 
la sacarosa. 
Los objetivos planteados en la presente investigación fueron: 
Objetivo general: 
Formular y evaluar de la estabilidad de betalainas y vitamina C en 
almacenamiento de la bebida a base de tumbo (Passiflora tripartita) y tuna 
(Opuntia sp.) edulcorada con stevia. 
Objetivos específicos: 
- Determinar la composición fisoquímica de la tuna y tumbo. 
- Formular una bebida a base de tuna, tumbo y stevia 
- Evaluar la aceptabilidad de la bebida a base de tuna y tumbo 
mediante análisis sensorial. 
- Evaluar la estabilidad de betalainas y vitamina C en 
almacenamiento a 4 y 12 °C, de las bebidas a base de tuna, tumbo y 
stevia. 
- Realizar el análisis microbiológico referido a aeróbios mesófilos 
viables, hongos, levaduras y coliformes. 
3 
II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 
2.1 TUNA 
Pulgar (1992) y Cantwel (1992), su centro de origen se encuentra en la 
estribación oeste de los Andes del Perú y Bolivia, y en la Meseta Central de 
México, de estos lugares se ha esparcido el cultivo a otros países, 
especialmente España, Italia y Australia. 
De esta especie hay alrededor de mil variedades en el mundo. En el 
Perú los departamentos de mayor hectareaje y producción son Ayacucho, 
Cajamarca, Cusco, Ancash, Huánuco y Arequipa. En Ayacucho las 
provincias de Huanta, Cangallo, Huamanga, La Mar y Víctor Fajardo, con 
rendimientos de fruta que varía entre 5 a 6 TM. Por hectárea y año. En la 
costa, desarrolla la tuna en forma aceptable en Ica, Chilca y Pacasmayo, 
pero no en Piura por exceso de calor ni en los valles centrales de la costa, a 
no ser en la parte alta de estos valles. 
La tuna es una planta xerofítica que crece bien en terrenos pobres y 
escasos de agua, temperaturas entre 16° y 26° C y humedad relativa entre 
55 y 85%. Desarrolla bien hasta los 2000 metros de altura. Favorece la 
producción de fruta una buena oscilación de temperatura del día a la noche y 
buena iluminación durante el día. La lluvia o los riegos deben ser muy 
moderados. 
La composición del fruto de la tuna varía de acuerdo a las prácticas 
agronómicas. La tuna posee un 54% de parte comestible (pulpa), valiosa 
desde el punto de vista nutricional, por ser considerada un fruto de fácil 
digestión. La tuna posee un buen porcentaje de azúcares reductores que 
pueden ser aprovechados, proporcionando una alta cantidad de calorías (56 
a 66 cal/100g.). 
El fruto de la tuna presenta bajos niveles de contenido de proteína, 
grasa y fibra. A su vez que este fruto posee un alto valor nutricional en 
vitaminas como: Niacina, Tiamina, Riboflavina, y Vitamina C, destacando el 
4 
alto contenido de éstos dos últimos. 
En cuanto al contenido de minerales; destacan el calcio y el fósforo. El 
potasio, magnesio y sodio también están presentes en cantidades 
aceptables. 
Se reportan que contienen aproximadamente 6,75% de materiales 
orgánicas y materiales colorantes sobre todo rojas y amarillas. 
Entre los componentes volátiles del fruto de tuna cuantitativamente 
destacan: alcoholes, cetonas, ésteres, hidrocarburos; siendo los alcoholes 
volátiles de mayor clase. 
2.1.1 Variedades 
León (1997), señala que las variedades de tuna existentes en 
el Perú, se diferencian por la coloración de fruto y por la presencia 
de espinas cuyas características se muestran en el siguiente cuadro: 
Tabla 1: Características de la tuna 
VARIEDADES ALTURA DE 
PLANTA 
DIÁMETRO 
DE PENCA 
FLORES FRUTOS 
BLANCA 1,50 – 2,50 m. Grande y 
suculenta 
Amarillo 
claro 
Buena 
aceptación 
AMARILLA 2,00 – 3,00 m. Mediano y 
poco 
suculenta 
Amarillo 
claro 
Las más 
preferidas 
MORADA 2,00 – 3,00 m. Mediano y 
suculenta 
Amarillo y 
violáceo 
Poca 
aceptación 
COLORADA 1,80 – 2,50 m. Mediano Amarillo y 
violáceo 
Menor 
aceptación 
FORRAJERA 1,50 – 2,50 m. Mediano y de 
forma 
redonda 
Amarillo y 
violáceo ---------- 
Fuente: León (1997) 
Blanca: El fruto es de forma oblonga, con pulpa de muy buena 
consistencia, juguero, aromático, de color verde cristalino y contiene 
5 
pocas semillas; presenta mayor aceptación por la calidad del fruto, 
siendo más comercial como fruta fresca. 
Amarilla: Se conoce así a la tuna que pertenece a la variedad 
Verdal o Amarilla. Son las de mejor calidad, de pulpa amarilla, 
jugosa, dulce y muy sabrosa, con bastantes semillas. Esta tuna 
posee tres variedades: Amarilla de Huerta, Amarilla de Monte,ambos en la sierra y la Amarilla Costeña. Por la calidad del fruto, las 
preferidas son la amarilla de huerta y la costeña, presentan 
características adecuadas para el transporte y son las de mejor 
aceptación en el mercado. 
Colorada: Variedad poco extendida, su fruto es grande, 
redondeado, de cáscara delgada, característica que lo lleva a su 
acelerada sobre-maduración. Así mismo que su pulpa es de color 
rojo intenso, arenoso y con gran cantidad de semillas, lo que le hace 
menos comercial. 
Morada: Son frutos de forma alargada, de cáscara delicada, con 
espinas pequeñas. Los frutos son jugosos, dulces, de un color que 
varía de rojo claro a oscuro, y es de buena calidad. Se reporta que 
por sus características se distinguen dos variedades: la morada de 
huerta y la morada simplemente. De la primera se obtiene frutos de 
calidad. 
2.1.2 Composición química 
León (1997); nos muestra composiciones de la tuna, en base a 
diferentes bibliografías: 
 
 
 
 
6 
Tabla 2. Composición química de la tuna 
ANÁLISIS 
CALORIAS 55,60 
PROXIMAL (g%) 
Humedad 
Proteínas 
Grasa 
Fibra 
Cenizas 
Carbohidratos 
VITAMINAS (mg%) 
Caroteno (A) 
Niacina (B) 
Tiamina (B1) 
Riboflavina (B2) 
Acido ascórbico © 
MINERALES (mg%) 
Calcio 
Fósforo 
Hierro 
 
81,40 
1,05 
0,43 
3,10 
0,52 
13,40 
 
- 
0,26 
0,01 
0,02 
18,40 
 
57,30 
32,00 
1,23 
Fuente: León (1997) 
La composición del fruto de la tuna varía de acuerdo a las 
prácticas agronómicas. La tuna posee un 54% de parte comestible 
(pulpa), valiosa desde el punto de vista nutricional, por ser 
considerada un fruto de fácil digestión. La tuna posee un buen 
porcentaje de azúcares reductores que pueden ser aprovechados, 
proporcionando una alta cantidad de calorías (56 a 66 cal/100g). 
El fruto de la tuna presenta bajos niveles de contenido de 
proteína, grasa y fibra. A su vez que este fruto posee un alto valor 
nutricional en vitaminas como: Niacina, Tiamina, Riboflavina, y 
Vitamina C, destacando el alto contenido de éstos dos últimos. 
7 
En cuanto al contenido de minerales; destacan el calcio y el 
fósforo. El potasio, magnesio y sodio también están presentes en 
cantidades aceptables. Se reportan que contienen aproximadamente 
6,75% de materiales orgánicas y materiales colorante sobre todo 
rojas y amarillas. 
2.1.3 Manejo post cosecha 
León (1997), señala que la tuna es considerada fruta no 
climatérica y tiene una tasa de velocidad de respiración de 10 mg. 
CO2 /Kg.h. La cosecha “Mayor”, se efectúa entre Enero y Abril, y la 
cosecha “Menor” se realiza en Agosto y Setiembre, en tunales bajo 
riego suplementario. El manejo de la cosecha se realiza, cuando hay 
rocío. Se cortan justamente en la inserción del fruto con la penca 
para evitar que estas sean dañadas, en las que pueden proliferar 
hongos y levaduras. Se prosigue con la remoción de espinas y 
posteriormente se realiza la selección y clasificación, de acuerdo al 
grado de maduración y forma, como se muestra en la siguiente 
tabla: 
Tabla 3. Características del fruto de la tuna según el grado de 
maduración 
GRADO DE 
MADURACIÓN 
COLOR Y APARIENCIA DE LA CÁSCARA 
TUNA BLANCA TUNA AMARILLA 
(Colorada, Morada) 
Inmaduro Verde Verde 
En sazón Extremidad apical 
brillosa y lisa 
Extremidad apical 
amarilla y lisa 
Maduro Brillosa y lisa Amarilla y lisa 
Sobre maduro Brillosa y arrugado Amarilla y arrugado 
Fuente: León (1997) 
 
 
8 
Tabla 4: Características del fruto de la tuna según la forma 
FORMA DE FRUTO CALIDAD LONGITUD DIÁMETRO 
 
Aperado o 
Periforme 
Extra 
Primera 
Segunda 
Más de 10,0 
10,0 – 8,5 
8,5 – 7,0 
Más de 6,0 
6,0 – 5,0 
5,0 – 4,0 
 
Cilíndrico 
Extra 
Primera 
Segunda 
Más de 9,0 
9,0 – 7,5 
7,5 – 6,0 
Más de 7,0 
7,0 – 6,0 
5,0 – 4,0 
 
Esférico 
Extra 
Primera 
Segunda 
Más de 8,0 
8,0 – 6,5 
6,5 – 5,0 
Más de 8,0 
8,0 – 6,5 
6,5 – 5,0 
Fuente: León (1997) 
El almacenamiento se efectúa en bodegas a temperaturas 
ambiente por un período muy corto o no se realiza, ya que la 
mayoría de las veces el producto se comercializa una vez que ha 
sido empacado. En el almacenamiento de la tuna, se encontró que la 
mejor temperatura fue de 8 a 10°C. También se encontró la 
temperatura de almacenamiento de 0°C a 2°C; una de las formas de 
conservar el fruto por más tiempo y en buenas condiciones. 
2.1.4 Usos potenciales 
La tuna es mayormente aprovechada en México, ya que 
existen tecnologías de procesamiento para ésta, tal es así que El 
Instituto Nacional de Ecología de México, indica algunos usos 
potenciales y subproductos derivados a partir de la tuna, teniendo en 
cuenta sus características y propiedades químicas, las cuales 
determinan una amplia gama de posibilidades de transformación, 
muestra de ello son los procesos tradicionales para la elaboración de 
derivados como colonche, melcocha y queso de tuna. 
Adicionalmente, estudios recientes han permitido el desarrollo de 
alternativas de procesamiento para la tuna. 
9 
La transformación del producto, en cualquiera de sus opciones, 
viene a solucionar algunas de las limitaciones actuales, dando como 
resultado el aprovechamiento integral, la reducción del riesgo de 
pérdida por la estacionalidad del producto y la incorporación de valor 
agregado. 
Entre las opciones agroindustriales de la tuna se encuentran: 
 Queso de tuna, mermelada, vino y harina de tuna, así como 
néctar, fruto en almíbar y tunas cristalizadas. 
 Obtención de fructuosa y otros azúcares como la glucosa y el 
galactamato, al igual que la extracción de ácido ascórbico y 
pectina. 
 Extracción de aceite de la semilla de tuna. Se ha calculado una 
producción hasta de 16 Kg. De aceite por hectárea de tuna 
tapona, dicho aceite es de buena calidad y comestible; sin 
embargo, sólo es económicamente factible si forma parte de un 
proyecto integrado donde se considere la industrialización de 
cáscara y pulpa de tuna. 
 Aprovechamiento de las cáscaras como parte de alimentos para 
ganado. 
 Obtención de colorante a partir de la pulpa de las tunas rojas 
como la tuna tapona (O. robusta), pero principalmente la cardona 
(O. streptacantha), de las cuales se ha extraído en forma 
experimental, un colorante natural del tipo de las betacianinas, el 
cual puede ser usado en alimentos, medicinas y cosméticos. 
Además que algunas especies son usadas no tradicionalmente 
(subproductos dulces), sino, que existe un tipo de tuna de sabor muy 
ácido que proviene del nopal “xoconostle”, la cual es muy utilizada 
en la preparación de sopas y guisados. 
10 
En nuestro medio, esta fruta aún no es aprovechada 
industrialmente, ya que según Sáenz (2000), en la actualidad sólo se 
conocen escasas tecnologías de transformación de la tuna, sin 
embargo su composición química indica que presenta interés tanto 
desde el punto de vista de obtención de alimentos para consumo 
humano, como de productos de uso médico y otros, que pueden ser 
de gran atractivo tanto para los productores como para la 
agroindustria en general. 
A pesar de ello hay diferentes alternativas para el 
aprovechamiento de la tuna, tales como: 
La tuna cumple un rol importante para la alimentación humana 
rural, especialmente de las zonas áridas, con pocos recursos 
naturales, se aprovechan las pencas tiernas para ser consumida en 
forma de ensalada, por su contenido de proteínas y minerales, su 
fruto puede consumirse preferentemente al estado fresco y en jugo. 
Sobre el valor industrial tiene buenas posibilidades: 
 Elaboración de vinos en forma artesanal. 
 Como floculante para clarificar el agua enturbiada. 
 Hospedero de la cochinilla del carmín (obtención de tintes y 
colorantes de alto valor en el mercado internacional). 
El valor medicinal es un arte tan viejo donde los pueblos han 
heredado de sus antepasados amplios conocimientos sobre la 
aplicación terapéutica de la tuna: 
 Cáscarade la tuna: tiene un efecto para curar los riñones. 
 Fruto de la tuna: sirve para curar la tos convulsiva y tomarlo 
diariamente en ayuna como infusión asada de tres tunas. 
 
11 
2.2 TUMBO 
El Tumbo serrano “Passiflora mollisima” es una planta trepadora tipo 
enredadera, que crece muy bien en altitudes incluso cercanas a los 4000 
m.s.n.m. Produce frutos de forma elipsoidal y de tamaño similar a un huevo 
de gallina o en forma de banano (Brack, E.A 1999). 
El nombre común es de tintin, purocksha, tacso, trompos, tumbo del 
monte, poroporo, curuba (Brack, E.A 1999). 
Su cascara es suave y comestible y el interior está lleno de semillas 
redondeadas cubiertas de un mucilago anaranjado y de pulpa jugosa, 
aromática y de sabor dulce-acido (Brack, 1999). 
Se propaga por semillas y suele crecer sobre cercos y paredes de las 
viviendas. 
Sus flores, considerados entre las más bellas del mundo, sin 
polinizados por abejas, avispas y varias especies de colibríes (Brack, 1999). 
2.2.1 Clasificación científica 
El tumbo serrano “Passifloramollisima” pertenece a la familia 
Passifloraceae y sutaxonomia es la siguiente: 
Reino : Plantae 
División : Magnoliophyta 
Clase : Magnoliopsida 
Orden : Violales 
Familia : Passifloraceae 
Genero : Passiflora 
Especie : Passifloramollisima 
Fuente: Leiva, A.M. Museo de Historia Natural. 
2.2.2 Valor nutritivo 
Se presenta el valor nutritivo en g/100g de tumbo fresco. 
12 
Tabla 5. Composición química proximal de tumbo fresco 
CONCEPTO CONTENIDO (%) 
Humedad 92,00 
Proteína 0,90 
Grasa 0,10 
Fibra 0,30 
Carbohidratos 
por diferencia 
6,70 
Fuente: Ayala, 2000 
2.2.3 Origen del tumbo 
Es una especie nativa de los valles interandinos de América 
desde México hasta Bolivia, planta domesticada desde la época 
prehispánica en la zona andina. 
Pariente muy cercana de la granadilla (Passifloraligularis) tiene 
una amplia distribución desde México hasta Bolivia. Recibe 
diferentes nombres como curuba en Colombia; tacso en Ecuador, 
tumbo en Bolivia y Perú. Sin frutos con ovoides algo alargados, de 
cascara gruesa y la pulpa aromática, de color amarillo, dulce y ácido 
a la vez (Moreno, 2003). 
2.2.4 Distribución geográfica 
Las zonas de producción se ubican de 1000 a 3500 m.s.n.m. 
de preferencia en la Sierra de las regiones de Ancash, Junín, 
Moquegua, Huancavelica. Requiere clima con temporadas altamente 
húmedas y secas, con mayor éxito en valles interandinos, con 
temperaturas que van de 18 a 24 °C, cultivándose mayormente bajo 
lluvia (Moreno, J. 2000). 
2.2.5 Importancia y usos 
El tumbo serrano, es un fruto de los valles interandinos, ideal 
para el verano por ser hidratante, bajo en calorías pero rico en 
13 
minerales y vitaminas, así como por sus propiedades terapéuticas 
contra cálculos renales, malestares urinarios y dolores estomacales, 
entre otros usos medicinales (Moreno, A. J. 2000). 
Posee un alto contenido de vitaminas C (ácido ascórbico), A y 
B, Tiamina, riboflavina, niacina, asimismo calcio fosforo hierro y fibra. 
En menor cantidad carbohidratos, se debe tener en cuenta que la 
vitamina C es un poderoso agente antioxidante que incrementa la 
absorción del hierro a nivel gástrico, por lo cual debe consumirse 
juntos para evitar y tratar la anemia (Moreno, A. J. 2000). 
Sintetiza el colágeno para el mantenimiento de cartílagos, 
ligamentos, huesos, tendones, dientes y vasos sanguíneos. Estimula 
el sistema inmunológico; es antialérgico y útil en la prevención y 
tratamiento del resfrío y la gripe. 
Se le atribuyen propiedades medicinales para el tratamiento de 
colesterol alto; la raíz se utiliza para eliminar los gusanos 
intestinales. En su composición se ha descubierto la serotonina, un 
potente neurotransmisor, necesario para el buen estado del sistema 
nervioso y cuya deficiencia es responsable de patologías como la 
depresión, ciertos tipos de obesidad, comportamientos obsesivos, 
insomnio y migrañas. Es la planta que contiene la cantidad más 
elevada de niacina. 
Es recomendable para mantener la belleza de la piel, 
eliminando arrugas y manchas del rostro y ayudando a recuperar la 
elasticidad; contiene provitamina A o beta caroteno que se 
transforma en vitamina A en nuestro organismo, esencial para la 
visión, el buen estado de la piel, el cabello, las mucosas, los huesos 
y para el buen funcionamiento del sistema inmunológico (Moreno, A. 
J. 2000). 
2.3 BETALAINAS 
El termino betalaínas describe a dos grupos de pigmentos, muy 
14 
solubles en agua, relacionados química y biogenéticamente, estos son, las 
betacianinas de color rojo violeta (λmax = 540 nm) y las betaxantinas de color 
amarillo (λmax = 480 nm). Aunque la química de estos compuestos fue muy 
estudiada por numerosos investigadores, los resultados fueron recién 
satisfactorios en 1957, cuando Wyler Dreiding aisló cristales rojo violeta, 
betanina, de la raíz de la beterraga (Beta vulgaris), y en1964 Piatelli y col. 
aislaron cristales amarillos, indicaxantina, de los frutos de Opuntia ficus – 
indica. (Lock, 1997). 
Las plantas que contienen estos pigmentos se limitan a diez familias 
del orden Centrospermae las cuales son: Chenopodiaceae, Amaranthaceae, 
Portulacaceae, Nyctaginaceae, Phytolacaceae, Stegnospemaceae, 
Arizoaceae, Bascallaceae, Mesembryanthemaceae, Cactaceae y 
Didieraceae. La presencia de betalainas en plantas es mutuamente 
excluyente de la presencia de antocianinas. Entre las hortalizas comunes 
que contienen betalaínas está la beterraga (betabel). (Fennema, 2000). 
Son un alrededor de 70 pigmentos hidrosolubles, que se encuentran 
compartamentizadas dentro de las células en las vacuolas con estructura de 
glucósidos derivados de la 1,7 – diazaheptametina. Pierden coloración bajo 
la influencia de factores como el pH, temperaturas altas, el oxígeno, la luz y 
la actividad acuosa. (Badui, 2006). 
 
Figura 1. Formula general de las betalainas . 
15 
2.3.1 Estructura química 
Las betalaínas son compuestos orgánicos solubles en agua, la 
estructura de las betalaínas es diferente a la de otros pigmentos 
encontrados en el reino vegetal, ya que esta contiene nitrógeno. 
Además la estructura del cromóforo en las betalainas es un sistema 
1,7 – diazaheptametino protonado. A la fecha se conocen unas 
sesenta betalainas y todas ellas poseen la misma estructura básica, 
formada por la condensación de una amina primaria o secundaria 
como el triptófano y un aldehído llamado ácido betálamico 
(Fennema, 2000). 
2.3.2 Propiedades físicas 
Las betalaínas absorben fuertemente la luz. El valor de la 
absortividad (A1%1cm) es de 1,120 para la betanina y 750 para la 
vulgaxantina, lo cual sugiere una fuerte y alta capacidad tintórea en 
estado puro. (Fennema, 2000). 
Se ha observado que las betacianinas exhiben un máximo de 
absorción de luz aproximadamente a 537 – 538 nm. Y las 
betaxantinas en 480 nm. (Schwartz y Von Elbe, 1980), determinarón 
la absorbancia molar de la betanina con un valor de 60 500 litro mol1 
cm1; convirtiendo la absorbancia molar, al coeficiente ideal de 
extinción (E1cm
1%) se obtiene un valor de 11220% mol-1 cm-1 que se 
usa para calcular la concentración real de la betanina. Y para la 
vulgaxantina I se ha determinado un valor de 750 y λmax=478 nm 
(Piatelli, 1969). 
2.3.3 Propiedades químicas 
Las betalaínas son compuestos orgánicos solubles en agua, 
con peso molecular entre 400 y 500. La estructura de las betalainas 
es diferente a la de otros pigmentos encontrados en el reino vegetal, 
ya que esta contiene nitrógeno. A la fecha se conocen alrededor de 
50 betacianinas y de 25 betaxantinas y todas ellas poseen la misma 
16 
estructura básica (Lock, 1997). 
Formada por la condensación de una amida primaria o 
secundaria como el triptófano y un aldehído llamado ácido 
betalámico. Las betalainas están formadas por dos tipos de 
pigmentos, las rojas – violeta denominadasbetacianinas y los 
amarillos denominados betaxantinas. El color de las betalainas se 
atribuye a sus estructuras en resonancia: si R o R´ no proyecta la 
resonancia, el compuesto es amarillo y se denomina betaxantinas; si 
R o R´ proyectan resonancia, el compuesto es rojo y se llaman 
betacianinas. (Fennema, 2000). 
2.3.4 Clasificación de las betalaínas 
a. Betacianinas 
Son pigmentos de color rojo violeta, son más estables que 
las betaxantinas, se consideran glucósidos, su principal 
componente es la betanina (hasta un 95% del total de las 
betacianinas en la beterraga). Todas las betacianinas pueden ser 
derivadas de dos núcleos básicos, la betanidina (Figura 2) y la 
isobetanidina (Figura 3), por glicosidación de uno de los grupos 
hidroxilos localizados en la posición cinco o seis. (Coultate, 
1984). 
En las betacianinas, la conjugación se extiende a un 
sustituyente aromático y el cromóforo muestra un desplazamiento 
batocrómico hasta 540 nm. La betacianina más conocida es la 
betanina. La betanina se isomeriza fácilmente a isobetanina por 
calentamiento. En medio alcalino se hidroliza produciendo 
ciclodopa – 5 – 0 – glicósido y ácido betalámico. (Wong, 1989). 
Las betalainas son pigmentos que no se ve afectado por 
ácidos monocarboxílicos como el ácido láctico y el ácido acético 
a concentraciones de 100 ppm y 5,9%, respectivamente, pero 
varios cationes metálicos, principalmente el cobre, aceleran su 
17 
degradación. Los antioxidantes como el α – tocoferol y el ácido 
ascórbico no tienen efecto protector sobre las betalainas a 
concentraciones de 100 ppm; sin embargo, cuando las 
concentraciones se elevan a 1000 ppm se reduce la estabilidad 
del pigmento debido a que el tocoferol y la vitamina C funcionan 
como prooxidantes a estas concentraciones. Algunos 
secuestrantes de metales como los ácidos 
etilendiaminotetraacético (EDTA) y el cítrico aumentan 50% la 
estabilidad de las betalainas . La mitad de los aminoácidos en 
estos compuestos son glutamina y ácido glutámico. (Acosta, 
2000). 
 
Figura 2. Estructura química de la betanina. Figura 3. Estructura de la isobetanina. 
b. Betaxantinas 
Son pigmentos amarillos relacionados estructuralmente con 
las betacianinas, absorben a una longitud de onda máxima de 
480 nm. El compuesto prototipo que representa la presencia 
natural de betaxantinas es la indicaxantina, aislada del fruto del 
cactus Opuntia ficus – indica, su aislamiento y análisis estructural 
confirmo la sospecha de una relación estructural entre las dos 
18 
clases de pigmentos de las cactáceas. (Wong, 1989). 
Las betaxantinas, han sido poco estudiadas, debido 
principalmente a que son más difíciles de aislar, pero se tienen 
indicios de que son mucho más lábiles que las betacianinas. 
(Rodríguez, 1985). 
Las betaxantinas, se caracterizan por tener grupos R Y R´ 
que no extienden la conjugación del cromóforo 1,7–
diazaheptametino; mientras que en las betacianinas, la 
conjugación está extendida con un anillo aromático sustituido, de 
la remolacha se han aislado dos betaxantinas llamadas 
vulgaxantina I y II (Figura 4). Ambas difieren en que la prolina ha 
sido sustituida por glutamina y ácido glutámico, respectivamente. 
También han sido aisladas varias miraxantinas. (Lock, 1997). 
 
Figura 4. Estructura de las betaxantinas. 
2.3.5 Biosíntesis de las betalainas 
La dihidropiridina presente en todas las betalainas es 
sintetizado invivo a partir de dos moléculas de L- 5,6 – 
dihidroxifenilalanina (L – dopa), una de las cuales sufre un 
desdoblamiento oxidativo del 4,5 extradiol y la reciclización (Figura 
7), se observa la biosíntesis de las betalainas .El producto del 
desdoblamiento y posterior reciclización ha sido identificado como 
ácido betalámico Una enzima cataliza la conversión de la L – dopa a 
19 
ácido betalámico. (Jackman y Smith, 1992). 
La subsiguiente condensación del ácido betalámico con la 
ciclodopa produce la betanidina, y con otras aminas o amino ácidos 
diferentes de la ciclodopa, produce las etaxantina como se observa 
en la figura 5. (Lock, 1997). 
 
 
 
Figura 5. Biosíntesis de las betalaínas. 
2.3.6 Factores que gobiernan la estabilidad de las betalaínas 
Al igual que otros pigmentos naturales, las betalainas se ven 
afectadas por diversos factores como la luz, pH, oxígeno, 
temperatura, metales, actividad de agua, ácidos orgánicos, cationes, 
antioxidantes y se cuestrantes. Las betalainas son muy termolábiles 
y su velocidad de degradación se incrementa con la temperatura, 
siendo las betaxantinas mucho más sensibles que las betacianinas. 
Se ha observado que el efecto de la temperatura sigue una cinética 
de primer orden, lo cual ha permitido expresar la estabilidad de los 
pigmentos en términos de su vida media (Rodríguez, 1985; Saguy, 
1979). 
Las betalainas son estables en el intervalo de pH 3-7 y por lo 
20 
tanto su uso como colorantes es factible ya que la mayoría de 
alimentos cae dentro de ese intervalo. Se tienen reportes de que la 
máxima estabilidad de la betanina está en el rango de pH de 4,0 a 
5,0 (Huang y Von Elbe, 1987) y en otros estudios de 4,8 a 5,2 
(García et al., 1998). La velocidad de degradación a diferentes 
temperaturas está fuertemente ligada al pH. 
Al igual que otros pigmentos naturales, las betalaínas se ven 
afectadas por diversos factores como la luz, pH, oxígeno, 
temperatura, metales, actividad de agua, ácidos orgánicos, cationes, 
antioxidantes y secuestrantes. Las betalaínas son muy termolábiles 
y su velocidad de degradación se incrementa con la temperatura, 
siendo las betaxantinas mucho más sensibles que las betacianinas. 
(Rodriguez, 1985). 
 
Figura 6. Factores que gobiernan la estabilidad de las betalainas . 
 Fuente: Herbach (2006). 
La termolabilidad de las betalainas es probablemente el factor 
que más restringe su uso como colorante de alimentos; en general, 
la estabilidad térmica es mayor entre pH 5 y 6 en la presencia de 
oxígeno, y entre pH 4 y 5 en ausencia de oxígeno. La exposición de 
las betalainas a la luz UV y luz visible también producen su 
degradación. (Lock, 1997). 
a. Calor y/o acidez 
Bajo condiciones alcalinas suaves las betalainas se 
 Bajo contenido de 
pigmento. 
 Bajo grado de 
glucosilación. 
 Alta actividad de agua. 
 pH de <3 o > 7. 
 Cationes metálicos. 
 Alta temperatura. 
 Luz. 
 Alto contenido de pigmento. 
 Alto grado de glucosilación. 
 Baja actividad de agua. 
 pH de 3 a 7. 
 Antioxidantes. 
 Agentes quelantes. 
 Baja temperatura. 
 Oscuridad. 
+Estabilidad -
_--
21 
degradan a ácido betalámico y ciclo dopa-5-0-glucosido. Si se 
calienta fuertemente se acelera la hidrolisis de las betalainas en 
solución y se produce ácido betalámico y ciclo dopa-5-0-
glucosido, pero esta reacción es parcialmente reversible de 
acuerdo con el pH. Ambos productos de degradación son 
sensibles al oxígeno y el ácido betalámico es afectado a 
condiciones ácidas o alcalinas fuertes. (Badui, 2006). 
En vista de que las betalainas , poseen la misma estructura 
general, el mecanismo de degradación de betacianinas debería 
emplearse para las betaxantinas. La degradación de las 
betalainas a ácido betalámico y ciclo dopa-5-0-glucosido 
muestra ser reversible y por lo tanto la regeneración parcial del 
pigmento ocurre siguiendo la termodegradación del pigmento. El 
mecanismo propuesto para la regeneración de las betalainas 
requiere una condensación de la base de Schiff del grupo 
aldehído del ácido betalámico y del amino nucleófilico de ciclo 
dopa-5-0-glucosido. Un modelo cinético de degradación de 
betalainas , el cual describe la reversibilidad de la reacción de 
degradación, predice la cantidad de betalaina que puede 
degradarse y regenerarse bajo varias condiciones 
experimentales. El ácido betalámico muestra ser más estable a 
pH neutro y el ciclo dopa-5-0-glucosido muestra serloen 
condiciones acidas; por lo tanto la regeneración de las betalainas 
es maximizada en un rango de pH entre 4 y 5. (Lugo, 1998). 
22 
 
Figura 7. Degradación reversible de la betalainas 
(Fennema,2000). 
 
 
Figura 8. Degradación de las betalainas en medio ácido y/o por 
calor. 
b. Efecto del oxígeno y luz 
Otro factor importante que contribuye a la degradación de 
las betalainas es la presencia de oxígeno. En disoluciones que 
23 
contienen un exceso molar de oxígeno respecto a la betalainas , 
la perdida de betalainas sigue la cinética de una reacción de 
primer orden. La degradación de las betalainas se desvía de la 
cinética de primer orden cuando la concentración molar de 
oxígeno se reduce hasta casi la de la betanina. En ausencia de 
oxígeno, la estabilidad aumenta. El oxígeno molar se ha 
implicado como el agente activo de la degradación oxidativa de 
las betalainas . Las especies de oxígeno activo, como el oxígeno 
simple o el anión superóxido, no participan en este proceso. La 
degradación de las betalainas en presencia de oxígeno depende 
del pH. La oxidación de las betalainas se acelera en presencia 
de la luz. La presencia de antioxidantes mejora su estabilidad. 
(Fennema, 2000). 
c. Efecto del pH 
La estabilidad de las betalainas está influenciado por el pH, 
para la betanina se ha determinado que a: 
pH 3 a 7 el color rojo de la solución permanece inalterado 
con un λmáx. de absorción entre 537–538 nm. 
pH < 3 el color cambia a violeta y el λmáx. es desplazado 
a 534–536 nm, ocurriendo un decrecimiento en la 
intensidad. 
pH > 7 el color de la solución se hace más azulado, 
habiendo un desplazamiento batocrómico en el 
λmáx., siendo mayor el efecto a pH 9 donde el λmáx. 
ocurre a 543-544 nm. 
pH > 10 hay un decrecimiento en intensidad en el λmáx. de 
540-550 nm y hay incremento en la absorción a 
400-460 nm debido a la liberación del ácido 
betalámico, el cual es amarillo; por lo que hay un 
cambio de color azul a amarillo como resultado de 
24 
la hidrolisis alcalina de betanina a ácido 
betalámico y ciclodopa-5-0-glucosido. (Lock, 
1997). 
En la figura 9 se observa el espectro de estabilidad de la 
betanina. 
 
Fuente: Lock (1997). 
Figura 9. Espectro de la betanina a pH 2, 5 y 9. 
d. Efecto de los cationes metálicos 
Varios estudios han demostrado que los iones ferroso, 
férrico y cúprico promueven la decoloración del pigmento en 
productos de betabel. La adición de iones cúpricos a las 
betalainas en solución resulta en una inmediata perdida de color. 
Se determinó que la perdida de color fue por la posible formación 
de complejos de betalainas con iones cobre. En una 
investigación de formación de complejos de betanina y 
betanidina, solo los iones cúprico, cuproso y mercúrico causaron 
inmediato cambio de color; estos cambios de color son más 
notables con betanidina. Todas las reacciones de degradación se 
aceleran por acción catalítica de algunos metales, principalmente 
cobre. (Badui, 2006). 
25 
e. Efecto de antioxidantes 
La inestabilidad de las betalainas al oxígeno es una de las 
limitantes de su uso como colorante alimenticio. La adición de 
antioxidantes debe por lo tanto resultar en mejoramiento de la 
estabilidad. La adición de ácido ascórbico a jugo de betabel 
concentrado o polvo de extracto de betabel resulta en 
mejoramiento de la estabilidad del color, el ácido ascórbico 
protege el color rojo aun cuando es expuesto a tratamientos 
drásticos como esterilización. El ácido ascórbico ha sido 
reportado como el mejor estabilizante para garambullo 
(Mirtillocactus geometrizans). (García, 1998). 
Resultados en la literatura reportan marcadas diferencias 
entre ácido ascórbico e isoascórbico como estabilizadores de las 
betalainas . El ácido isoascórbico ha sido reportado como el 
agente estabilizante y antioxidante más efectivo, en presencia de 
trazas de cationes metálicos. Los cationes Cu++ y Fe++ actúan 
como catalizadores en la oxidación de ácido ascórbico por 
oxígeno molecular. En presencia de un quelante metálico (ácido 
etilendiaminotetraacético o ácido cítrico) la cantidad de oxígeno 
se reduce (Reynoso, 1997). 
Los antioxidantes fenólicos como (butilhidroxianisol, 
butilhidroxitolueno y α-tocoferol), que inhiben la oxidación en 
cadena por radicales libres, el sulfito, metabisulfito y tiosulfito de 
sodio, el ácido tiopropionico y la cisteína no son efectivos para 
mantener la estabilización de las betalainas . Estos resultados 
confirman que las betalainas no se degrada por mecanismos de 
oxidación por radicales libres (Lugo, 1998). 
f. Efecto de secuestrantes 
La presencia de ácido etilendiaminotetraacético, en niveles 
bajos (1 ppm), en solución incrementa la estabilidad de las 
26 
betalainas. El efecto es pH dependiente siendo más efectivo 
entre pH 2 y 5. El mecanismo por el cual el ácido 
etilendiaminotetraacético reduce la oxidación de las betalainas 
puede ser explicado en parte por su habilidad para quelar 
cationes metálicos polivalentes. También protege a las betalainas 
por directa interacción con su centro electrofílico. (Lugo, 1998). 
g. Efecto de actividad de agua 
Las betalainas se vuelven más inestables a medida que 
aumenta la actividad de agua y el contenido de humedad de 
alimento. La degradación de las betalainas requiere la hidrolisis 
de la molécula de betalaina a ciclodopa-5-0-glucosido y ácido 
betalamico. Esta reacción es altamente dependiente de la 
disponibilidad de agua, por consiguiente, un decremento en la 
actividad de agua corresponde a una menor degradación de 
betalainas. Fue especulado que junto con el decremento de agua 
disponible, se reduce la movilidad de reactantes y la solubilidad 
de oxígeno molecular. (Badui, 2006). 
2.4 VITAMINA C 
El ácido ascórbico o vitamina C tiene una estructura de lactosa. La 
acidez no se debe a un grupo carboxílico, sino a la posibilidad de que se 
ionice el hidroxilo situado sobre el carbono 3, formando un anión que queda 
estabilizado por resonancia. 
Se sabe que es un compuesto polar con gran masa molecular 140 000, 
que le impide atravesar la membrana celular por simple difusión (Duran, 
2000). 
Las propiedades del ácido ascórbico o vitamina C, que junto a las 
vitaminas B pertenecen al grupo de hidrosolubles, son variadas y complejas, 
pues los investigadores informan, desde su descubrimiento en 1936, casi 
periódicamente sobre nuevas aplicaciones del ácido ascórbico, un alimento 
funcional, porque más allá de nutrir tienen efectos beneficios para la salud, 
27 
tales como, su utilidad en la prevención de la formación de cataratas y en el 
riesgo de desarrollar degeneración macular en personas mayores o 
ancianas, al servir de coadyuvante en la fecundidad masculina, al apuntalar 
al sistema inmune contra los efectos del resfriado, asma, tabaco y 
contaminantes aéreos, también suprime la aparición de células leucémicas y 
el crecimiento del tumor rectal y cáncer de cérvix; en los diabéticos potencia 
la acción de la insulina y en el metabolismo de los carbohidratos y acelera la 
curación de los heridas, ayuda en la formación de colágenos, puede reducir 
edemas, por su efecto de estimulación de la diuresis, es un potente 
neutralizador de venenos (mercurio, arsénico y toxinas bacterianos) y 
retarda el envejecimiento de la piel (Duran, 2000). 
2.4.1 Distribución de la vitamina C en los alimentos 
La vitamina C o ácido ascórbico se encuentran en las frutas 
cítricas en mayor porcentaje y vegetales como las hortalizas y 
legumbres (Duran, 2000). 
2.4.2 Importancia de la vitamina C en la dieta 
La importancia de la vitamina C o ácido ascórbico es tal que la 
mayoría de los mamíferos son capaces de sintetizarla, pero algunas 
especies, entre ellas el hombre, dependen de fuentes exógenas para 
obtenerla (Duran, 2000). 
El humano adquiere, de forma natural, vitamina C de los 
alimentos, el organismo nolo almacena, por tanto la 
biodisponibilidad sérica del ácido ascórbico este ceñida por la 
interacción entre absorción intestinal y excreción renal. 
Las propiedades del ácido ascórbico son variados y complejos 
referidos la mayoría de ellas al papel como antioxidante de las 
especies de oxígeno reactivos que se generan durante la respiración 
mitocondrial, que afecta irremediablemente al sistema inmunitario, 
circulatorio y respiratorio, visión, metabolismo, piel y a todos los 
células del organismo. De la complejidad funcional de la Vitamina C 
28 
deriva la necesidad de mantener al día lo que se conoce de este 
nutriente. 
El hombre que no consuma vitamina C, pues el cuerpo no la 
puede producir, sufre irremediablemente de escorbuto, patología 
caracterizada por fragilidad de los vasos sanguíneos, daño del tejido 
conectivo, fatiga y finalmente muerte. Por otro lado, la toxicidad del 
ácido ascórbico no es común porque el organismo no lo almacena, 
sin embargo no es prudente consumir suplementos liposolubles en 
cantidades superiores a 2000 mg/día debido a que puede provocar 
malestar estomacal, diarrea, ataques de gota, empeorar la litiasis 
renal por cálculo de oxalato, generar daños genéticos (efecto 
oxidante en el ácido desoxirribonucleico ADN), e incluso provocar 
deterioro al corazón y otro órganos, debido a que el ácido ascórbico 
de los suplementos moviliza el hierro almacenado en el organismo 
(férrico) y lo convierte en la forma dañina (ferroso), que daña los 
órganos (Duran, 2000). 
2.5 STEVIA (Steviare baudiana Bertoni) 
2.5.1 Historia y origen 
Esta planta es originaria de Paraguay y descubierta en 1887 
fue descrita y clasificada en 1889 por el botánico suizo Moisés 
Santiago Bertoni (1857-1929), momento a partir del cual recibió el 
nombre científico de Steviarebaudiana Bertoni. Los indios guaraníes 
y a la utilizaban desde tiempos precolombinos, endulzando sus 
comidas y bebidas, la llamarón “ka’a-hée”, que significa 
“hierbadulce”. La Stevia rebaudiana Bertonies la única con 
propiedades endulzantes gracias a su principio activo, denominado 
“esteviósido” descrito en 1921 por la Unión Internacional de 
Química. 
 
29 
2.5.2 Clasificación taxonómica de la Stevia 
A continuación se muestra la tabla 6 la clasificación 
taxonómica de la Stevia (Steviarebaudiana Bertoni) 
Tabla 6: ClasificaciónTaxonómica 
Reino Plantae 
Subreino Tracheobionta 
División Magnolophyta 
Clase Magnoliopsida 
Subclase Asteriade 
Orden Campanulares(asterales) 
Familia Compuestas (Asteráceas de 
Monochlamydeae, comositaseas) 
Subfamilia Asteroidea 
Tribu Eupatorieas 
Genero Stevia 
Especie Rebaudiana 
Nombre científico SteviarebaudianaBertoni 
Nombre Común Hoja dulce de Paraguay, heedekaa, 
caunyupi, Azucaa, Eiracaa, 
capimdoce, herbadoce y stevia. 
Fuente: Zanón (2000) 
2.5.3 Composición de las hojas de Stevia 
Zanon (2000) menciona los componentes más importantes 
presentes en las hojas de Stevia: 
Monoterpenos 
Diterpenoslabdámicos 
Triterpenos 
Sesquiterpenos 
Esteroides 
Flavonoides 
30 
Taninos 
Aceites volátiles 
Su poder endulzante es muy superior al de la sacarosa. Ello se 
debe a la presencia de glicósidosditerpenos, entre los que destacan 
el steviósido y el rebaudiósido A (hasta 300 y 450 veces más dulces 
que la sacarosa, respectivamente) (CrammereIkan 1986). A 
continuación en la figura 1 se observa las hojas de stevia y la 
estructura química del steviósido y el rebaudiósido A. 
 
 
 
Figura10: Steviarebaudiana Bertoni(A), estructuras químicas del 
esteviósido (B) y el rebaudiósido A (C) presentes en sus 
hojas. 
Fuente: Crammer e Ikan (1986) 
A continuación en la tabla 6seobservalacomposiciónproximalde 
las hojas de stevia. 
31 
Tabla 7: Composición Proximal de las Hojas de stevia 
Composición Porcentaje 
Proteína 20,42 ± 0,57 
Grasas 4,34 ± 0,02 
Carbohidratos 35,20 ± 1,26 
Fibra 26,88 ± 0,55 
Cenizas 13,12 ± 0,31 
Fuente: Manish y Rema (2006) 
2.5.4 Edulcorantes de la Stevia 
Según Multon (2006) define al esteviósido como un glúcido 
diterpénico. Fue aislado por Bridely Laviewen París 1931, es un 
polvo cristalino blanco, higroscópico de un sabor azucarado de 
buena calidad con un poco de resabio amargo, tiene un poder 
edulcorante de 250 – 300 y es estable en un rango amplio de pH (3-
9). Por encima de pH 9 se produce una rápida pérdida del dulzor. 
En bebidas gasificadas que incluyen en su composición ácido cítrico 
y fósforo, se reportan pérdidas del 36% y 17% respectivamente 
cuando se almacena a 37 ºC. También es estable en un rango 
amplio de temperatura. A continuación en el cuadro 8 se observa 
las fórmulas químicas y masa molecular de los edulcorantes más 
representativos de la stevia. 
 
 
 
32 
Tabla 8. Fórmulas químicas y masa molecular de los edulcorantes de 
la Stevia 
Glucósidos Fórmula 
química 
Masa 
molecular 
Steviósido C38H60O18 804,88 
Rebaudiósido A C44H70O23 951,03 
Rebaudiósido C C44H70O22 967,03 
Dulcócido A C38H60O17 788,88 
Fuente: Código Alimentario Argentino (1993). 
2.5.5 Usos de la stevia 
Tradicionalmente se usa para endulzar el mate, o como 
infusión medicinal, además los componentes glicósidos de esteviol 
(edulcorantes) de la stevia se utilizan para endulzar bebidas, 
lácteos, productos de confitería, postres, golosinas, productos 
procesados marinos, encurtidos, edulcorantes de mesa y 
suplementos dietéticos (Wallin H. 2008; Zubiate F. 2007). 
2.6 NECTAR 
Los néctares de frutas deben ser libres de materia y sabores extraños, 
poseen color uniforme y olor semejante al de la respectiva fruta, el contenido 
de azúcares debe variar entre13 a 18º Brix. (Camacho, 2002). 
Según Instituto nacional de defensa de la competencia y de la 
protección de la propiedad intelectual (INDECOPI 1977) es el nombre 
comercial dado al producto constituido por el jugo y la pulpa de frutas 
finamente dividida y tamizada, adicionado de agua, azúcar, 
convenientemente preparado y sometido a un tratamiento térmico adecuado 
que asegure su conservación en envases herméticos. 
 
33 
2.6.1 Materia Prima 
Según la (INDECOPI 1977) las frutas deben ser maduras, 
sanas, frescas, convenientemente lavadas y libres de restos de 
insecticidas, fungicidas u otras sustancias eventualmente nocivas. 
2.6.2 Insumos 
Para obtener un néctar de calidad es necesario que estén 
presentes y en las cantidades apropiadas los siguientes insumos: 
a) Agua 
El agua que se utilice para la elaboración de néctares 
deberá satisfacer como mínimo los requisitos generales que 
garanticen que es apta para el consumo humano (Reglamento 
Técnico Centro Americano 2005). 
b) Azúcar 
Los néctares en general contienen dos tipos de azúcar: el 
azúcar natural que aporta la fruta y el azúcar que se incorpora 
adicionalmente. El azúcar le confiere al néctar el dulzor 
característico. La azúcar blanca es más recomendable porque 
tiene pocas impurezas, no tiene coloraciones oscuras y 
contribuye a mantener en el néctar el color, sabor y aroma 
natural de la fruta. (Reglamento Técnico Centro Americano 
2005). 
c) Acidificantes 
El Ph final de los néctares deben estar entre 3,3 – 4,0 la 
mayoría de los néctares no alcanzan naturalmente este pH, por 
eso es necesario adicionar ácidos orgánicos para ajustar la 
acidez del producto. La acidez no solo le da un sabor al 
producto, también tiene la finalidad de dar un medio que impida 
el desarrollo de los microorganismos. (Salas. C. 1974). 
34 
Para regular el pH se pueden usar el zumo de limón que es 
el acidificante natural y el ácido cítrico comercial. El ácido cítrico, 
es el acidificante más usado en la industria de néctares 
(Coronado. M. Hilario R. 2001). 
d) Estabilizante 
Son sustancias que tienen la propiedad de mantener 
suspendidas de manera homogénea las partículas, evitan la 
sedimentación y aumentan la viscosidad del producto (Iriarte. M. 
1987). 
El estabilizante más usadoen la industria alimentaria es el 
carboximetil celulosa (CMC). Se usa este estabilizante por 
muchas razones, entre ellas, tiene un amplio rango de 
viscosidad, forma geles claros y los geles son estables a rangos 
de pH bajos. (Carbonel J.1973). 
e) Conservantes 
Dentro de la industria de los néctares se usa más el ácido 
sórbico por que disminuye el desarrollo y reproducción de 
microorganismos. (Salas. C.1974). 
2.6.3 Calidad de néctar 
Según Instituto nacional de defensa de la competencia y de la 
protección de la propiedad intelectual (INDECOPI 1971) refiere que 
el néctar como todo alimento para consumo humano, debe ser 
elaborado con las máximas medidas de higiene que aseguren la 
calidad y no ponga en riesgo la salud de quienes lo consumen. Por 
lo tanto debe elaborarse en buenas condiciones de sanidad, con 
frutas maduras, frescas, limpias y libres de restos de sustancias 
toxicas. Puede prepararse con pulpas concentradas o con frutas 
previamente elaboradas o conservadas, siempre que reúnan los 
requisitos mencionados. En general los requisitos de un néctar se 
35 
pueden resumir de la siguiente manera: 
 Sólidos solubles (ºBrix) 12% a 18% 
 pH: 3,5 - 4,0 
 Acidez titulable (expresado en ácido cítrico) 0,6 - 0,4. 
 Relación entre sólidos solubles/acideztitulable: 30 - 70 
 Sólidos en suspensión en %(V/V): 18 
 Conservante: Sorbato de potasio 0,05 %sinantisépticos. 
 Sabor: Similar al del jugo fresco y maduro, sin gusto a cocido, 
oxidación o sabores objetables. 
 Color y olor: Semejante al del jugo y pulpa recién obtenidos del 
fruto fresco y maduro de la variedad elegida. Debe tener un olor 
aromático. 
 Apariencia: Se admiten trazas de partículas oscuras. 
 Libre de bacterias patógenas: Se permite un contenido máximo 
de moho de cinco campos positivos por cada100. 
 A continuación en la tabla 9 se muestra los agentes microbianos 
y los límites permisibles en un néctar de fruta. 
 
 
 
 
 
 
36 
 
Tabla 9. Bebidas no carbonatadas 
 
Agente 
Microbiano Categoría Clase n c 
Límite por 100 
ml 
m M 
Aerobios 
Mesófilos 
2 3 5 2 10 102 
Mohos 2 3 5 2 1 10 
Levaduras 2 3 5 2 1 10 
Coliformes 5 2 5 0 <3 -- 
Fuente: MINSA (2008). 
2.7 ANÁLISIS SENSORIAL 
Según (Anzaldua 1994) define como el análisis de alimentos y otros 
materiales por medio de los sentidos. La evaluación sensoriales una técnica 
de medición y análisis tan importante como los métodos químicos, físicos, 
etc. Este tipo de análisis tiene la ventaja de que la persona que efectúa las 
mediciones lleva consigo sus propios instrumentos de análisis, o sea sus 
cinco sentidos. 
 Comparación múltiple 
Mide la diferencia en base a más de tres estímulos, pudiendo 
llegar a seis incluyendo el control. Permite detectar diferencias de 
intensidad moderada, cuando hay pequeños efectos entre las muestras. 
Al juez se le pide que señales de cada muestra si ésta es o no diferente 
del control, y que además señales el grado de diferencia, de acuerdo a 
una escala de puntaje. Se pide además que señales la muestra es 
igual, superior o inferior al estándar. (Anzaldua 1994) 
37 
 Aceptabilidad 
Según Anzaldua (1994) permite saber de la probable reacción del 
consumidor, frente a un nuevo producto, o a una modificación de uno y 
a existente o de un sucedáne o sustituto de los que habitualmente se 
consumen. 
Cuando el producto está aún en fase de prueba se emplean 
paneles de referencia. Si el producto ya cumplió esa etapa, debe usarse 
un pan el formado por un gran número de personas experimentadas en 
este tipo de trabajo. 
 Escala hedónica 
El término "hedónico" se define como "haciéndolo con placer”. En 
este test el panelista expresa el grado de gusto o disgusto por medio de 
escalas. (Grosso 2002). 
2.7.1 Paneles de evaluación sensorial 
Los paneles de evaluación sensorial se agrupan en 3 tipos: 
paneles de expertos altamente adiestrados son como mínimo 10 
personas, paneles de laboratorio (jueces entrenados) son como 
mínimo 20 personas y paneles de consumidores (utiliza un número 
grande de jueces no entrenados) son como mínimo 30 personas. 
Los dos primeros se utilizan en control de calidad en el desarrollo 
de nuevos productos o para medir cambios en la composición del 
producto. Los paneles de consumidores se utilizan más para 
determinar la reacción del consumidor hacia el producto. (Grosso 
2002). 
2.7.2 Atributos a evaluar 
Los atributos sensoriales son propiedad de los alimentos que se 
detectan por medio de los sentidos, se pueden se parar en tres 
grupos no diferenciados, los de apariencia, los de sensaciones 
38 
quinestésicas (textura) y el sabor. (GrossoS. 2002). 
La evaluación sensorial deberá realizarse en relación con los 
siguientes atributos: textura, olor, color, sabor y apariencia en 
general. (Grosso2002). 
a) Textura 
Es la propiedad sensorial de los alimentos que es detectada 
por los sentidos del tacto, la vista y el oído, y que se manifiesta 
cuando el alimento sufre una deformación (Grosso2002). 
b) Olor y Aroma 
Es importante remarcarlas diferencias entre los parámetros 
de olor, aroma ya que aun que ambas sensaciones se perciben 
por el órgano olfativo, el aroma se percibe por vía retronasal (vía 
indirecta) durante la de gustación (Grosso 2002). 
c) Sabor 
Es la sensación percibida por el órgano del gusto (lengua) 
cuando se lo estimula con ciertas sustancias solubles. Entonces, 
las sensaciones gustativas nos permiten captar la cantidad de 
dulzor, acidez y amargor (Grosso 2002). 
d) Apariencia en general 
Al final de la prueba, el panelista tiene a veces la necesidad 
de dar una impresión general del producto de gustado, es decir 
de sintetizar las sensaciones para poder así memorizar mejor el 
producto. (Grosso,2002). 
2.7.3 Hoja de respuestas 
La hoja de respuestas es la herramienta por medio de la cual el 
39 
juez se identifica, recibe instrucciones de lo que debe ejecutar y 
apreciar, y finalmente expresa sus impresiones sensoriales. No existe 
un diseño específico para estas hojas, sino que se elaboran 
atendiendo la propia configuración del experimento, tipo de muestra 
(s), número de repetición es o series e instrucciones particulares 
(Grosso S. 2002). 
40 
III. MATERIALES Y MÉTODOS 
3.1 LUGAR DE EJECUCION 
El presente trabajo de tesis se realizó en los Laboratorios de Análisis 
de Alimentos, Análisis Instrumental, Microbiología de Alimentos de la 
Facultad de Ingeniería en Industrias Alimentarias de la Universidad Nacional 
del Centro del Perú. 
3.2 MATERIA PRIMA 
Para realizar la siguiente investigación se utilizó tuna y tumbo 
procedente de Huancayo. 
3.3 INSUMOS, MATERIALES 
Insumos: 
Agua 
Carboximetil celulosa (CMC) 
Stevia (Stevia rebaudianaBertoni) en polvo 
Ácido cítrico para proceso 
Equipos: 
Licuadora 
Cocinilla calefactora 
pH-metro, marca: HANNA 
Refrigeradora doméstica 
Refractómetro manual, marca: ATAGO modelo ATC–1EBRIX0–32%, Japón 
Balanza Analítica, marca: Sartorius AG, 120g. precisión 0,0001 
Termómetro de vidrio graduado de 0 – 150ºC 
Equipo de titulación. 
Equipo Kjeldah 
Equipo Soxhlet 
Estufa, marca: mlw, modelo WSU200, rango de temperatura 0°C – 300°C 
41 
Mufla, marca: 6000 Furnace Thermolyne, rango de temperatura: 100 °C a 
1200 °C 
Materiales de vidrio: 
Baguetas 
Fiolas 
Pipetas 
Placas petri 
Probetas 
Micropipetas 
Tips 
Tubos de prueba 
Vaso de precipitado 
Termómetro 
Piceta 
Frascos con tapa 
Reactivos: 
Agua destilada 
Etanol 96 % 
Hidróxido de sodio 0,1 N 
Hidróxido de sodio 1N 
Solución de fenolftaleína al 1% 
Alcohol etílico de 96° 
Agua destilada 
Ácido clorhídrico p.a (37%) 
Metanol p.a (99,9%) 
Folin Ciocalteau 2N 
Hidróxido de Sodio 4M 
Ácido gálico 
Cloruro de potasio p.a 
Trolox (Ácido-6-hidroxi-2, 5, 7, 8 –tetrametilcroman – 2 – carboxílico) (97%) 
(2,2-Difenil-1-picril-hidrazil (DPPH) (radical libre - 99%) 
42 
Acetato desodio anhidro p.a (99%) 
Carbonato de sodio anhidro p.a 
Hidróxido de sodio p.a (99%) 
Ácido bórico 
Glucosa anhidra 
Sorbato de potasio como conservante 
Ácido oxálico 
2,6 diclorofenol indofenol (DFIF) 
3.4 MÉTODOS DE ANÁLISIS 
3.4.1 Análisis químico proximal 
a. Determinación de humedad 
Se determinó por pérdida de peso del producto sometido a 
desecación llevando las muestras a la estufa a 100 0C por 6 
horas hasta obtener un peso constante (AOAC, 1995). 
b. Determinación de proteína 
Método semi – Micro Kjendahl, utilizando el factor 6,25 para 
llevar el nitrógeno a proteína total (AOAC, 1995). 
c. Determinación de ceniza 
Se determinó por calcinación de la muestra en mufla a 600 
oC por 6 horas (AOAC, 1995). 
d. Determinación de carbohidratos 
Se obtuvo por diferencia {100%- (% humedad + % proteína 
+ % fibra + % grasa + % ceniza)}. (AOAC, 1995). 
 
43 
e. Determinación de pH y acidez 
El pH se determinó haciendo uso del potenciómetro, para 
posteriormente efectuar su lectura (AOAC, 1995). 
La acidez se determinó por titulación de la muestra con 
álcali (NaOH) al 0,1 N, utilizando como indicador fenolftaleína al 
1 %. El resultado se expresó como ácido cítrico. (AOAC, 1995). 
3.4.2 Cuantificación de betalainas 
El contenido de betacianinas se cuantificó según lo descrito por 
Castellanos – Sanatiago y Yahi (2008) mediante la absorvancia de 
los extractos de betalinas a 538 y 583 nm en un espectrofotómetro 
Shimatzu UV/Vis. Para la conversión de las unidades de absorvancia 
en unidades de concentración se utilizó la expresión: 
B (mg/g) = (A * FD * PM *V)/ (ε *P*L) 
Dónde: 
B = contenido de betanina. 
A = absorbancia. 538 nm para betaninas 
FD = factor de dilución. 
PM = peso molecular 
(550 g/mol betacianina). 
V = volumen del extracto 
ε = coeficiente de extinción molar. 
6x104 para betacianinas 
L = anchura de la cubeta del espectrofotómetro. 
Los valores de extinción molar (ε) utilizados para determinar la 
cantidad de pigmento fueron de 6x104 L.mol/cm, para las 
betacianinas y de 4,8x104 L.mol/cm para las betaxantinas a sus 
respectivas absorbancias máximas (538 nm para las betacianinas y 
480 nm para las betaxantinas). 
El porcentaje de pigmento retenido (%P.R.) fue calculado de 
acuerdo a la siguiente ecuación (Lugo, 1998; Yzihong, 2001). 
% P.R. = (C.P.Tx / C.P.T0) * 100 
44 
Dónde: 
% P.R = porcentaje de pigmento retenido. 
C.P.Tx = contenido de pigmento en el tiempo “x” (mg / g pulpa). 
C.P.T0 = contenido de pigmento en el tiempo “0” (mg / g pulpa). 
3.4.3 Determinación de vitamina C 
- Preparación de solución de ácido oxálico 0.4% 
Pesar 4 g de àcido oxálico y diluir con agua destilada en 
una fiola de 1000 mL. 
- Preparación de solución coloreada 
Pesar 12 mg de 2,6 diclorofenol indofenol (DFIF) diluir y 
enrasar a 100 mL en una fiola y filtrar con un papel Whatman 
N°4. Esta solución puede almacenarse por 15 días en frasco 
oscuro y en refrigeración. 
- Preparación de la solución estándar de ácido ascórbico al 
0,1% 
Preparar una solución estándar de ácido ascórbico al 0,1% 
en una solución de ácido oxálico al 0,4%. pesar 0,1 g de ácido 
ascórbico, disolver y completar al 100 mL. 
Tomar alícuotas de 1, 2, 3, 4, 5 y 6 mL de ácido ascórbico 
al 0,1 %y llevar a 100 mL con la solución de ácido oxálico al 
0,4%, estas soluciones enumeradas del 1 al 6 contendrán 1, 2, 3, 
4, 5 y 6 mg de ácido ascórbico respectivamente. 
- Preparación de la curva estándar 
 Enumerar 4 tubos de prueba con tapa del I al IV y agregar 
lo siguiente: 
45 
Tubo I: 10 mL de agua destilada 
Tubo II: 1 mL de ácido oxálico al 4%. 
Tubo III: 1mL de E.T. mas 9 mL de agua destilada 
Tubo IV: 1mL de E.T. mas 9 mL de solución coloreada. 
 Realizar las lecturas de la absorbancia en el 
espectrofotómetro a una longitud de onda de 520 nm de 
la siguiente manera: 
 Ajustar a 0 la absorbancia (100% transmitancia) usando el 
tubo I. 
 Con el tubo II exactamente después de 15 s leer la 
absorbancia (transmitancia) L1. 
 Ajustar a 0 la absorbancia (100% transmitancia) con la 
solución del tubo III. 
 Con la solución del tubo IV después de 15 s leer la 
absorbancia (transmitancia) L2 
 Preparación de la muestra de trabajo y determinación de 
la vitamina C. 
Pesar 10 g de muestra y diluir con ácido oxálico al 4 % 
enrasar a 100 mL en una fiola y filtrar la dilución con papel 
Whatman N° 4. 
Determinar L1 como se describió anteriormente en el tubo III 
colocar 1 mL de ácido oxálico al 0,4% + 9 mL de agua 
destilada, y con esta solución ajustar a 0 de absorbancia. 
En el tubo IV colocar 1 mL del filtrado (muestra) + 9 mL de 
solución coloreada y registrar la absorbancia L2 después de 
15 segundo. 
46 
Calcular (L1-L2) y obtener la concentración de ácido ascórbico 
a partir de la curva estándar. 
Curva estándar: 
Y=0,0201X+0,1101 
3.4.4 Determinación de capacidad antioxidante 
Se desarrolló el método reportado por Brand-Williams et al. 
(1995) el cual se basa en la capacidad donante de protones o de 
captación de radicales libres mediante el ensayo con el radical 
estable 1-1-difenil-2-picrilhidrazil (DPPH), que se decolora en 
presencia de compuestos con capacidad de captación de radicales. 
El procedimiento es el siguiente: 
Se licuó 5 g de materia prima (W) en un vaso protegido de la 
luz con 25 mL de metanol al 80% hasta obtener una consistencia 
uniforme. Se trasvasó la mezcla a un frasco de precipitación 
(debidamente protegido de la luz), de ser necesario se enjuagó el 
vaso con 5 mL de metanol. El conjunto se dejó macerar por 20 horas 
a 4ºC (temperatura de refrigeración). 
Transcurrido el tiempo, la muestra se trasvasó a un tubo falcón 
protegido de la luz para centrifugarlo a 4 000 R.P.M. durante 30 
minutos, luego se trasvasó el sobrenadante (V) a un frasco de color 
ámbar. 
La solución de DPPH se preparó diluyendo 24 mg de DPPH en 
100 mL de agua destilada, esta solución inicial es almacenada en 
congelación. Para los análisis se tomaron alícuotas de la solución 
inicial y se diluyeron con metanol al 80%, esta nueva solución debe 
dar una lectura a 515 nm de 1,1 ± 0,02, de lo contrario se deberá 
corregir agregando metanol al 80% o la solución inicial, según sea el 
caso, volviendo a leer a 515 nm hasta que la absorbancia este 
dentro del rango (se utilizó como blanco metanol al 80%). La 
47 
solución nueva diluida se conservó en un frasco ámbar. 
Para proceder a la cuantificación de la capacidad antioxidante 
se tomó 0,15 mL de la muestra y se adicionó 2,85 mL de la solución 
nueva diluida (λ= 1,1 ± 0,02). Al mismo tiempo se corrió un blanco 
con 0,15 mL de metanol al 80% y 2,85 mL de la solución diluida para 
obtener un factor de corrección. 
Se dejó que la muestra reaccione con el DPPH en agitación y 
se comenzó a leer la absorbancia a 515 nm cada 15 minutos hasta 
que no se observó un cambio significativo en las lecturas (estado 
estable). De igual manera se procedió con el blanco utilizado como 
factor de corrección. La absorbancia final fue usada para los cálculos 
de la capacidad antioxidante. El decrecimiento de la absorbancia 
debido a los antioxidantes se calculó como sigue: 
ΔDPPH = DPPHb – [A515] muestra 
Donde: 
ΔDPPH: Es la disminución de la absorbancia debido a los 
antioxidantes. 
DPPHb: Es la absorbancia de DPPH (del blanco) debida al 
efecto de dilución con el solvente. 
[A515] muestra: Absorbancia de la muestra al final (estado estable). 
La capacidad antioxidante hidrofílica se calculó utilizando una 
curva estándar de Trolox que es una sustancia hidrosoluble análoga 
de la vitamina E (6-hydroxi-2, 5, 7, 8-tetramethilcroman-2-ácido 
carboxílico). Los resultados se expresaron como μm de Trolox 
Equivalente/g de tejido fresco. La curva estándar obtenida con 
metanol al 80% fue: 
 
Y = 901,5X – 99,8 
48 
La capacidad antioxidante se calculó con la ecuación: 
 
Donde: 
V: Volumen después