Manual de Necropsias Dra Aline-comprimido

Vista previa del material en texto

Técnicas de necropsia en
animales domésticos 
Aline S. de Aluja 
Posgrado en la Universidad de Pennsylvania, EU en 1961. 
Profesora emérita de la Universidad Nacional Autónoma de México. 
Premio Universidad Nacional en Docencia 1989 y1993. 
Investigadora Nacional nivel III 
Coordinadora del programa IDPT-ILPH-UNAM. 
Fernando Constantino Casas 
Posgrado en Patología, Universidad de Cambridge, Inglaterra. 
Profesor titular del Departamento de Patología, FMVZ, UNAM. 
Jefe del Departamento de Patología, FMVZ, UNAM. 
Investigador Nacional nivel I 
Dr. Jorge Aldrete Velasco 
Editor responsable 
Editorial El manual moderno 
México, D.F. – Santa fé de Bogotá 
 a) Título original de la obra: Técnicas de necropsia en animales domésticos 
Técnicas de necropsia en animales domésticos 
D. R. © 2002 
ISBN 968-426-938-2 
Editorial El Manual Moderno, S. A. de C. V, Av. 
Sonora núm. 206, 
Col. Hipódromo, 
Deleg. Cuauhtémoc, 
06100 México, D. F. 
52-65-11-00 
Miembro de la Cámara Nacional 
de la Industria Editorial Mexicana, Reg. núm. 39 
Todos los derechos reservados. Ninguna parte de esta publicación 
puede ser reproducida, almacenada en sistema alguno de tarjetas 
perforadas o transmitida por otro medio -electrónico, mecánico, 
fotocopiador, registrador, etcétera- sin permiso previo por escrito 
de la Editorial. 
All rights reserved. No part of this publication may be reproduced,
stored in a retrieval system, or transmitted in any form or by any 
means, electronic, mechanical, photocopying, recording or 
otherwise, without the prior permission in writing from the 
Publisher. 
manual moderno ® 
es marca registrada de 
Editorial El Manual Moderno. S.A. de C. V. 
Ficha catalográfica 
 Aluja, Aline S. de 
Técnicas de necropsia en animales domésticos / Aline S. 
de Aluja, Fernando Constantino Casas. -- México 
Editorial El Manual Moderno, 2002. 
xvi, 104 p.: il. 28 cm. 
Incluye índice 
Bibliografía: p. 97-98. 
ISBN 968-426-938-2 
1. Autopsia veterinaria. 2. Patología veterinaria. 
I Constantino Casas, Fernando. II. t 
Diseño de portada 
 Mario C. Galván Jiménez 
 
Revisión Técnica 
M.V.Z. Pedro Pradal Roa
636.08960759 ALU.t Biblioteca Nacional de México. 
 
 
A los estudiantes de la patología veterinaria
 
 
Agradecimientos 
Es un grato deber expresar nuestro agradecimiento a todos 
los miembros del Departamento de Patología de la Facultad 
de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad 
Nacional Autónoma de México, que nos ayudaron en 
muchas formas durante la elaboración de este texto. Nuestro 
reconocimiento especial a los médicos veterinarios Ma. 
Teresa Casaubon, J.A. Barajas, G. García, J. Gay, Alfonso 
López-Mayagoitia, L. acampo, Alicia Pérez, René Rosiles, 
Francisco Trigo, Leopoldo Paasch, Agustín Montes de Oca, 
Juan Montaño, Francisco Suárez, Armando Mateos 
Poumián y a la bióloga Larisa Chávez por revisar algunos
capítulos; a J. Abín, Miguel Ángel Zamora y Jaime Eugenio 
Córdoba por su colaboración fotográfica; a la técnica en 
histología Carmen Zamora y al jefe de laboratorio Aureliano 
García. 
Muchos de los dibujos fueron elaborados por la M.V.Z. 
Amalia Rossi, durante nuestro primer intento de una guía de 
técnicas de necropsia, le agradezco habernos permitido 
reproducirlos en este libro. 
Mi gratitud especial para mi esposo y mis hijos, por su 
comprensión y apoyo, que me permitieron la tranquilidad 
necesaria para dedicarme a este trabajo. 
Aline S. de Aluja 
[VII] 
 
 
Prefacio 
Con la presentación de este libro se desea ofrecer al 
estudiante de Medicina Veterinaria una guía para llevar a 
cabo estudios post mortem en los animales domésticos. De 
modo alguno podrá sustituir una experiencia adquirida por 
medio de la observación directa de los cambios que 
producen los múltiples agentes etiológicos en el animal. Sin 
embargo, para alcanzar el objetivo de una necropsia, que es 
explicar la causa de la muerte, es, preciso establecer un 
método de trabajo que el estudiante debe seguir en forma 
rutinaria y que podrá encontrar en estas páginas. 
El creciente número de jóvenes que acuden a las escuelas 
de Medicina Veterinaria y Zootecnia y la sobrecarga de los 
planes de estudio, con frecuencia impiden que en las 
sesiones prácticas se logren afianzar los conocimientos y que 
se adquieran las destrezas necesarias. 
Durante años dedicados a la enseñanza de la Patología 
Veterinaria y de convivir con los estudiantes, he sentido la 
falta de una guía que complemente la enseñanza y facilite el
aprendizaje de los pasos a seguir para poder formular un 
diagnóstico post mortem. Existe mucha literatura al respecto, 
pero se encuentra dispersa y no siempre al alcance del
alumno. 
En las páginas de este libro, se ha tratado de reunir la 
información necesaria para llevar a cabo estudios post 
mortem, con el deseo que le sea útil no sólo al estudiante, sino 
también al profesional que necesita recordar algún detalle 
durante su trabajo diario. 
Por este motivo se presentan tanto las técnicas de 
necropsia como también la información referente a las 
actividades colaterales, como lo son la toma de muestras, 
redacción de informes y métodos para eliminar el cadáver, 
una vez terminado el estudio. 
Se ha incluido un capítulo que trata el tema de la 
eutanasia. En los textos consultados y en las instituciones de 
enseñanza veterinaria, el tema suele tratarse de manera 
superficial. Sin embargo, es indispensable que tanto el 
profesor como los estudiantes conozcan a fondo los 
principios básicos que deben respetarse para evitarle 
sufrimientos innecesarios a un animal, cuando por alguna 
razón se enfrenten a la necesidad de matarlo. Por esta razón 
se describen en detalle los métodos más aceptados. 
Para esta edición tuve la suerte de contar con la 
colaboración y coautoría del M.V.Z. Ph.D. Fernando 
Constantino Casas, que ha aportado importantes ideas para 
actualizar este manual. 
Aline S. de Aluja 
[IX] 
 
 
Semblanza de la maestra 
Aline S. de Aluja 
Escribir una semblanza 
de la maestra Aline 
Schunemann de Aluja 
resulta una tarea 
agradable, pero a la 
vez complicada porque 
es difícil añadir algo 
nuevo sobre su 
actividad académica, 
ampliamente conocida 
entre los profesionales 
de la medicina 
veterinaria, en la 
medida que ella ha 
desempeñado un papel protagónico en la enseñanza y 
desarrollo de la patología veterinaria en México. Una 
trayectoria tan firme, como la de la maestra Aline, 
evidentemente ha sido objeto de distinciones, incluyendo el 
emeritazgo que es el máximo reconocimiento que otorga la 
Universidad Nacional de México a sus académicos y, desde 
luego, estos reconocimientos se han acompañado de la 
publicación de resúmenes biográficos, por lo que para 
muchos ya son conocidas sus aportaciones al estudio de 
plantas tóxicas, toxoplasmosis, cisticercosis, distrofias 
musculares y otros muchos temas en los queja maestra Aline 
ha sido pionera. 
Muchas generaciones de estudiantes de veterinaria 
hemos sido beneficiados con la vocación docente de la 
maestra Aline, que incluyó la preparación de la más 
importante colección de diapositivas de condiciones 
patológicas de los animales en Latinoamérica. Los lectores
de esta obra, ciertamente encontrarán un testimonio 
inmediato de esa singular vocación docente, ya que está 
escrita con la generosidad que caracteriza al material 
didáctico elaborado por la maestra Aline, quien expresa el 
genuino deseo de enseñar compartiendo una vasta 
experiencia. Sin embargo, en una institución de larga vida
como la Universidad Nacional de México hay muchos 
ejemplos, afortunadamente, de destacados académicos 
quienes como la maestra Aline, se han ganado el 
reconocimiento de alumnos y colegas por una destacada 
labor docente y de investigación. Falta entonces resaltar la 
característica que convierte a la Maestra en una personalidad 
tan singular y muy estimada. Sin lugar a dudas ese rasgo es el 
amor, respeto y responsabilidad por la vidaen general y, en 
especial, por el bienestar de los animales. 
 
En una era como la presente, de intercambio de 
información por medios electrónicos, resulta cada vez más 
fácil actualizar los conocimientos, pero no así, el contar con 
modelos de empeño, sentido ético y generosidad. 
Con admiración, hemos atestiguado la lucha incansable 
de la maestra Aline en favor de mayor sensibilidad humana 
para el buen trato de los animales y para sembrar en las 
conciencias de estudiantes e investigadores la semilla de la 
bioética, término que acuña felizmente una nueva actitud 
responsable frente a los seres vivos y el medio ambiente. 
 
El ya decano, creciente y noble programa de protección 
de equinos que ha beneficiado a miles de burros, mulas y 
caballos y, desde luego, también a sus propietarios y que 
[XI] 
 XII TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
cuenta con reconocimiento y apoyo internacionales, es el 
mejor ejemplo de la proverbial tenacidad de la Maestra para 
lograr en los hechos lo que se aprecia como poco probable en 
el pensamiento. 
La Facultad de Medicina Veterinaria y la profesión
veterinaria, cuyo objeto de estudio son los animales y su
relación con el bienestar humano, tienen el singular 
privilegio de contar, en la persona de la maestra Aline, con 
un modelo de excelencia con sentido humano, donde la 
orientación del trabajo y empeño está dirigida a enseñar, 
educar y compartir experiencia para fomentar el cuidado y 
respeto a la vida. 
Leopoldo Paasch Martínez 
 
Índice 
 AGRADECIMIENTOS ................................................... . .......... VII 
 PREFACIO .................................................... ............................ IX 
 SEMBLANZA DE LA MAESTRA 
 ALINE S. DE ALUJA ....................... ................. .......... .......... XI 
1: IMPORTANCIA DE LA NECROPSIA 
EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS....................................... 1 
 2. MÉTODOS DE EUTANASIA.......................................................3 
 Generalidades ................................. ............................ 3 
 Métodos físicos mecánicos ............. ............................ 3 
 Métodos físicos eléctricos ............... ............................ 7 
 Métodos químicos ........................... ........................... 10 
 3. PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA ........................ .....13 
 Medidas generales.........................................................13
 Lugar de la necropsia ........ ........ ..................... .......... 13 
 Sala de necropsia ......... ........ ..................... .......... 13 
 Necropsia en el campo .......... ..................... ...... ... 15 
 Ropa para la necropsia ............... .................... . .......... 15 
 Instrumental y otro equipo ........ ..................... .......... 16 
 Material para tomar muestras .... ..................... .......... 16 
 Desinfectantes ....... ................... ..................... .......... 16 
 Desinfectantes químicos ....... ..................... .......... 17 
 4. LA NECROPSIA........................................................................ 21 
 Cambios Post mortem .... ....................... ......................... 21 
 Técnica de la necropsia ................. ............................. 22 
 Inspección externa ................... ............................. 22 
 Incisión primaria ...................... ............................. 22 
 Apertura de cavidades .............. ............................. 24 
 Cavidades articulares .......... , .......................... 24 
 Cavidad bucal, faringe y laringe ....................... 26 
 Cavidad abdominal ...... .................................... 26 
 Cavidad torácica .......... .....................................27 
 Cavidad pélvica ............ .................................... 28 
Cavidad craneana y extracción 
 del encéfalo .................................... . ....... 29 
 Cavidades de la cabeza ......................... . ....... 29 
 Senos de la cabeza y fosas nasales................ .. .. 29 
 Extracción de vísceras ..................................... . ....... 29 
 Vísceras torácicas .................................... . ....... 29 
 Vísceras abdominales ..............................................30 
 Perros y gatos ............................................ ....... 31 
 Rumiantes .............................................. . ....... 31 
 Caballos ................................................. . ....... 31 
Órganos de los aparatos urinario 
 y genital ........................................................... 32 
 Inspección de sistemas y órganos .............................. 32 
Órganos de la cavidad torácica 
 y anexos ............................................................32 
Corazón y grandes vasos 
 de la cavidad torácica ........... ............ ........ 35 
 Aparato digestivo .............. ............................ ....... 36 
 Lengua, cavidad bucal y laringe ............. .. ....... 36 
[XIII] 
 XIV TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
 Esófago .............................................. ............... 36 
 Estómago ........................................... ............... 36 
 Duodeno ............................................ ............... 37 
 Yeyuno ............................................... ............... 37 
 Diferencias ......................................... ............... 37 
 Ciego ................................................. ............... 37 
 Colon ................................................. ............... 37 
 Hígado ............................................... ............... 38 
 Bazo ................................................... ............... 40 
 Páncreas ............................................. .............. 41 
 Aparatos urinario y genital ..................... ............... 41 
 Aparato urinario ................................. .............. 41 
 Aparato genital femenino .................. ............... 44 
 Aparato genital masculino ................. ............... 44 
Apertura de la cavidad craneana, 
 extracción y examen del encéfalo .......................... 45
 Enucleación de ojos .......................... .......................... 47 
 Extracción de la médula espinal ........ .......................... 47 
 Glándulas endocrinas ........................ .......................... 47 
 Timo ........................................ .......................... 47 
 Hipófisis .................................. .......................... 48 
Páncreas.............................................................. 48 
 Adrenales ........................................................... 48 
 Tiroides .............................................................. 48 
 Paratiroides ........................................................ 49 
Examen de la médula ósea 
 hematopoyética ...................................................... 49 
 Nódulos (ganglios) linfáticos ....................................... 49 
 NECROPSIA DE AVES ................... ............................................. 49 
Ma. Teresa Casaubon H. 
 Introducción .......................... ..................... . .............. 49 
 Eutanasia ............................... ..................... . .............. 50
 Mecánicos .. ....................... ................... . ............. 51 
 Químicos .......................... ..................... . ............. 51 
 Eléctricos ......................... ..................... . ........... . 51 
 Inspección externa ................ ..................... . ............. 51 
 Incisiones primarias .............. ..................... . ............. 51
 Exposición de órganos abdominales ........... . .............52 
 Exposición de órganos torácicos ................. . ............. 53 
 Examen de órganos y aparatos ............ ............... 53 
 Apertura de la cavidad nasal ....................... ............... 54 
 Extracción de encéfalo ................................ ............... 54 
Disección de la médula espinal..................................... 54 
 Disección del nervio ciático ........................................ 55
 Examen de las articulaciones ...................................... 55
Examen de los huesos y de la médula ósea................55 
Protocolo e informe de los resultados............................55
5. MATERIAL Y MÉTODOS PARA LA TOMA 
 DE MUESTRAS .............................. ....................................... 59 
 Generalidades .............................................................. 59 
 Toma de muestra ..................................................... 59 
Material para exámenes 
 hematológicos ....................................................... 60 
Indicaciones para algunas 
determinaciones especiales 
 requeridas en sangre ......................................... 60 
Material para exámenes bacteriológicos 
 y micológicos ......................................................... 60 
 Material para exámenes virológicos ............................ 61 
Material para exámenes 
 parasitológicos ................... .................................. 62 
 Nematodos .......................... .................................. 62 
 Triquinas ............................. .................................. 62 
 Cestodos .............................. .................................. 62 
 Trematodos ......................... .................................. 62 
 Coccidias ............................. .................................. 62 
 Babesias .............................. .................................. 62 
 Trichomonas ......................... .................................... 62 
 Insectos ............................... .................................. 62 
 Heces ................................... .................................. 62 
 Raspado de piel y muestras de pelo ....................... 62 
Muestras para exámenes 
 histopatológicos ..................................................... 62 
 Obtención de líquido cefalorraquídeo ......................... 63 
 Obtención de líquido sinovial ...................................... 63 
 Obtención de orina ...................................................... 63 
Técnica para la fijación del pulmón por 
 perfusión con formalina ..................... ................... 63 
Muestras para microscopia electrónica 
 de transmisión ....................................................... 64 
 Fijador .................................................................... 64 
 Procedimiento ......................................................... 64 
6. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO 
DE LAS PRINCIPALES ENFERMEDADES 
 EN LOS ANIMALES DOMÉSTICOS ..................................... 67 
APÉNDICES 
APÉNDICE A 
ENFERMEDADES EXÓTICAS Y ENZOÓTICAS 
DE NOTIFICACIÓN OBLIGATORIA 
 EN LOS ESTADOS UNIDOS MEXICANOS .. ........................ 79 
Grupo 1. Enfermedades exóticas 
 de notificación obligatoria inmediata 
 en los Estados Unidos Mexicanos ....... ............ .... 79 
 Aves ........................... ................................ ...... .... 79 
 Bovinos ...................... ......................... ............ .... 79 
 Cánidos ...................... ......................... ............ .... 80 
 
 Caprinos ................. ............................................... 80 
 Equinos .................. ............................................... 80 
 Leporidos ............... ............................................... 80 
 Ovinos .................... ............................................... 80 
 Porcinos ................. ............................................... 81 
Grupo 2. Enfermedades enzoóticas 
de notificación obligatoria inmediata al 
Sistema Nacional de Vigilancia 
 Epidemiológica en México (SIVE) ....................... 81 
 Aves ....................................................................... 81 
 Bovinos .................................................................. 81 
 Cánidos .................................................................. 81 
 Caprinos ................................................................. 81 
 Equinos .................................................................. 81 
 Fauna silvestre ....................................................... 81 
 Felinos ................................................................... 81 
 Ovinos ................................................................... 81 
 Porcinos ................................................................. 81 
Grupo 3. Enfermedades enzoóticas 
de notificación mensual obligatoria 
 en los Estados Unidos Mexicanos ........................ 81 
 Aves ....................................................................... 81 
 Bovinos ................................................................. 82 
 Canideos ................................................................ 82 
 Caprinos ................................................................ 82 
 Equinos .................................................................. 82' 
 Felinos ................................................................. , 82 
 Leporidos .............................................................. 82 
 Ovinos ................................................................. : 82 
 Porcinos ................................................................. 83 
 Fauna silvestre ....................................................... 83 
APÉNDICE B 
 EJEMPLO DE UN PROTOCOLO DE NECROPSIAS 84 
 Hoja de hallazgos macroscópicos ............................... 85 
 Diagnóstico macroscópico .......................................... 85 
 Lista de órganos muestra ............................................ 86 
APÉNDICE C 
EJEMPLO DE FORMATO PARA DIAGNÓSTICO 
 FINAL ..................................................................................... 87 
 ÍNDICE XV 
APÉNDICE D 
EJEMPLO DE PROTOCOLO PARA CITOLOGÍA, 
BIOPSIA O MICROSCOPIA ELECTRÓNICA.................. 88 
APÉNDICE E 
EJEMPLO DE PROTOCOLO PARA 
 INVESTIGACIÓN DE RABIA/ MOQUILLO ....................... 89 
APÉNDICE F 
VOLÚMENES SANGUÍNEOS EN RELACIÓN 
CON EL PESO CORPORAL (SEGÚN SCHALM).................... 90 
APÉNDICE G 
ESQUEMA DE LA CIRCULACIÓN LINFÁTICA 
 EN LOS BOVINOS ................................................................. 92
APÉNDICE H
ÁREAS DE DRENAJE DE LOS PRINCIPALES 
 NÓDULOS LINFÁTICOS ....................................................... 93
APÉNDICE I 
DIBUJOS DE VÉRTEBRAS CERVICALES, 
TORÁCICAS, LUMBARES, COCCÍGEAS 
 Y SACRAS .............................................................................. 95 
APÉN'DICE J 
DIRECCIONES DE FABRICANTES 
DE INSTRUMENTOS Y APARATOS 
PARA LA DESTRUCCIÓN 
HUMANITARIA DE ANIMALES. PISTOLAS 
DE PERNO OCULTO O DE CONCUSIÓN, 
 PINZAS ELÉCTRICAS .......................................................... 96 
 BIBLIOGRAFÍA ............................................................................ 97 
 ÍNDICE ANALÍTICO ..................................................................... 99 
 
1 
Importancia de la necropsia 
en los animales domésticos 
El estudio de la patología involucra la identificación de las 
alteraciones que las enfermedades producen sobre la 
estructura y la función de un órgano, tejido, aparato o 
sistema del individuo. Por tal motivo, en patología como 
ciencia biomédica, es necesario el conocimiento' de áreas 
como embriología, anatomía, histología, fisiología, 
bioquímica, inmunología, genética, toxicología, 
microbiología y parasitología.A su vez, del estudio de 
dichas áreas y su relación con la patología resultan las 
diversas ramas de la patología: la anatomía patológica, la 
patología celular, la patología ultraestructural, la patología 
molecular, la patología química, la patología quirúrgica, la 
patología clínica, la fisiopatología, la inmunopatología, 
etcétera. 
El conocimiento de la anatomía patológica se obtiene 
principalmente de la realización de necropsias o estudios 
post mortem. 
La necropsia es un examen sistemático de los órganos y
tejidos en un cadáver para determinar la causa de muerte, el 
grado de enfermedad o lesión, el efecto de la terapia o la 
identificación de alguna condición patológica no detectada 
ante mortem. La identificación y descripción morfológica de 
las alteraciones llevadas a cabo en la necropsia servirán para 
el conocimiento de diversos procesos patológicos, para 
reconocer enfermedades y agentes causales de enfermedad, 
para el estudio de neoplasias y otras alteraciones. 
 
Para llevar a cabo el estudio de necropsia es necesaho que el 
patólogo conozca los cambios funcionales del individuo 
vivo. Esto se obtendrá de un expediente o historia clínica, de 
los datos de laboratorio obtenidos en el enfermo, como lo 
son los procedimientos diagnósticos hematológicos, 
radiográficos, parasitológicos, virológicos, citológicos, 
histológicos, histoquímicos y los efectos de tratamiento 
sobre el individuo. De lo anterior se deduce que la necropsia 
exige un trabajo cuidadoso y minucioso del patólogo. 
En resumen, se pueden señalar como objetivos de la 
necropsia los siguientes: 
a) Determinar la causa de la muerte o enfermedad. 
b) Identificar anomalías congénitas. 
c) Establecer el diagnóstico morfológico y etiológico de 
la enfermedad. 
d) Confirmar o rechazar el diagnóstico clínico y
establecer la correlación entre la clínica y la patología. 
e) Valorar los resultados del tratamiento médico para 
mejorarlos en su aplicación a los enfermos. 
f) Informar al clínico, para la toma de medidas sanitarias 
o de salud pública. 
g) Poseer información para análisis estadísticos y
epidemiológicos. 
[1] 
 
 
2 
Métodos de eutanasia 
GENERALIDADES 
Eutanasia significa muerte sin dolor. El término de sacrificio 
humanitario, se usa específicamente para darles muerte a los 
animales en rastros o para el sacrificio de emergencia. Los 
dos términos implican que la forma de muerte no le debe 
provocar ni ansiedad, ni dolor y todos los médicos 
veterinarios tienen la obligación ética ineludible de respetar 
este principio. 
La razón por la cual se tiene que practicar la eutanasia, en 
la mayoría de las veces es por una enfermedad incurable o 
vejez extrema, que causan sufrimiento o una calidad de vida 
inaceptable. Otras veces es necesario efectuar la eutanasia 
para poder establecer el diagnósti'co de un padecimiento 
que se presentó en un grupo de animales, con el fin de poder 
tratar a todos los demás del hato afectado. 
Cualquier método para sacrificar a un animal, inclusive 
los utilizados en los mataderos o rastros, debe cumplir con 
los siguientes principios: 
1. No debe causar dolor ni angustia, ni poner en peligro 
al operador. 
2. Debe ser confiable. 
3. Debe ser rápido. 
4.Debe ser seguro y sencillo de aplicar. 
5.Si es posible, su costo no debe ser excesivo. 
Existen diferentes métodos de eutanasia, los que se 
aplican tomando en cuenta, entre otros, la especie animal
y la disponibilidad del equipo. En general, los métodos 
pueden ser clasificados en: 
1.Físicos 
Mecánicos 
Eléctricos 
2.Químicos 
METODOS FISICOS MECANICOS 
a) Pistola o fusil con bala. Este sistema implica cierto
riesgo, ya que la bala puede rebotar si se realiza dentro de un 
local. 
b) Armas con bala expansiva. Las balas se desintegran 
inmediatamente después del disparo, explotando en la 
cavidad craneana al haber atravesado los huesos del cráneo. 
c) Pistola de émbolo oculto (Stunner). Esta pistola se 
acciona con cartuchos que impulsan un émbolo de metal, el 
que regresa al mango inmediatamente después del disparo. 
Al penetrar por los huesos del cráneo produce un pequeño 
orificio en ellos. Es uno de los métodos más comunes, ya que 
es fácil, de bajo costo y produce una insensibilización 
instantánea. Al Caer el animal debe procederse 
inmediatamente al sangrado por medio de un corte de las 
venas yugulares. En las figuras 2-1 a 2-3, se ilustran 
diferentes modelos de pistolas de émbolo oculto. 
 d) Pistola de concusión. También opera con cartuchos, pero 
el émbolo es de punta roma, de modo que no penetra a la 
 
[3] 
 4 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
Figura 2-1. Pistola de émbolo oculto tipo "Schermer" con cartuchos 
para diferentes especies. 
masa encefálica, sino produce una insensibilización por 
medio de una conmoción cerebral. Después de la caída del 
animal debe procederse inmediatamente a su sangrado (Hg. 
2-4). 
El lugar exacto de aplicación de estas pistolas en la 
cabeza del animal en las diferentes especies está indicado en 
las figuras 2-5 a 2-17. 
En el perro debe mantenerse la cabeza inmóvil 
sujetándola por la nuca con una mano. Si el animal es 
agresivo será necesario colocarle un bozal. Se trazarán dos 
líneas imaginarias, que van del ángulo externo de los ojos a 
la base de las orejas. Con una mano se apoya la pistola a 1 cm 
al lado del punto donde se cruzan las dos líneas imaginarias y
de la línea media, para evitar la cresta ósea que corre a lo 
largo de la frente (fig. 2-5). La pistola se inclina de tal modo
que el émbolo siga la misma dirección que la espina dorsal. 
Para la eutanasia de perros son preferidos los métodos 
químicos, como con barbitúricos. 
 
Figura 2-2. Pistola de émbolo oculto tipo "Accles and Shelvoke Ltd." 
para diferentes especies. 
 
Figura 2-3. Pistola de émbolo oculto, modelo "Cash" y manera de 
usarla en bovino (Accles and Shelvoke Ud.). 
En los équidos la pistola se apoya en el centro de la frente, 
más abajo de la línea que une las bases externas de las orejas, 
recordando que el encéfalo se encuentra en la parte superior 
de la cabeza; las figuras 2-6 a 2-9 presentan las formas 
correcta e incorrecta del disparo. 
 En los bovinos adultos se apoya la pistola en la frente en 
un punto donde se cruzan dos líneas imaginarias, trazadas 
desde la base de los cuernos hasta el ángulo externo del ojo 
contrario (fig. 2-10). En el caso de las razas cebú, que tienen 
el cráneo muy convexo, el lugar del disparo debe ser arriba 
de este punto (Hg. 2-11 y 1-12). Otro sistema que se utiliza, 
es colocar la pistola atrás de la protuberancia occipital, 
dirigiendo el émbolo hacia adelante, en dirección a la boca. 
En los terneros se apoya la pistola en la línea media de la 
frente, ligeramente más abajo que en los bovinos adultos, 
pues los jóvenes tienen la parte alta del cerebro muy poco 
desarrollada (fig. 2-13). 
Figura 2-4. Rifle de concusión "Cash Knocker" (Accles and Shelvoke 
Ltd.). 
 b) c) 
Figura 2-5. Vista frontal en un perro. 
 
Figura 2-7 Posición y trayectoria correcta del émbolo de la pistola al 
cerebro en équido. 
 
Figura 2-9. Posición y trayectoria incorrecta del émbolo de la pistola· en 
équido con dirección al Girus postlateralis y cerebelo. Posición de la 
pistola demasiado atrás. 
 MÉTODOS DE EUTANASIA 5 
Figura 2-6~ Sitió donde debe ser colocada la pistola en el caballo. 
Figura 2-8. Posición y trayectoria incorrecta del émbolo de la pistola en 
équido con dirección a los senos frontales y lóbulos olfatorios. Posición 
de la pistola demasiado adelante. 
 
 
 
Figura 2.10. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un bovino adulto. 
Vista frontal. 
 6 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
 
Figura 2-11. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un bovino 
cebú. Vista lateral. 
El método de la "puntilla", muy usado todavía en los 
países en los que no existen leyes para evitar el sufrimiento 
innecesario a los animales, no deberecomendarse, porque 
aunque produce parálisis del animal, no lo insensibiliza, ya 
que no lesiona al encéfalo ni interrumpe la circulación 
sanguínea al no cortar las arterias intervertebrales. 
En ovejas y cabras sin cuernos, éstas se insensibilizan 
apoyando la pistola en la parte más alta de la cabeza, 
dirigiendo el émbolo hacia la garganta (fig. 2-14). En los 
animales con cuernos se coloca la pistola detrás y en la mitad 
de la elevación que corre entre los cuernos, dirigiéndola hacia 
la boca (fig. 2-15 y 2-16). 
Es importante recordar que es necesario utilizar cartuchos 
más potentes para ovejas y corderos pesados. 
En verracos y cerdas adultas se deben utilizar cartuchos 
de máxima potencia. El método para sacrificio de cerdos es 
insensibilizarlos apoyando la pistola en la mitad de la frente,
Figura 2-13. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un ternero. 
Vista lateral. 
Figura 2-12. Posición y trayectoria del émbolo de la pistola, al 
cerebro de bovino cebú. 
2 cm por encima de una línea imaginaria que une los ojos 
(fig. 2-17). 
Para animales pequeños como conejos, ratas, ratones y 
aves domésticas, los métodos físico-mecánicos que se 
recomiendan son manuales o por medio de instrumentos de 
metal o de madera ("desnucador"), que pueden hacerse 
fácilmente. Consiste en una tira de madera de 40 cm de largo, 
5 cm de ancho y 1 cm de grosor, con un extremo adaptado 
para que pueda ser cómodamente tomado con la mano (fig. 
2-18). En cada lado de la madera se le fija una tira de metal de 
28 cm de largo por 0.5 cm de ancho y de un grosor de 1 cm. 
Otro instrumento útil, especialmente para ratas y ratones, es 
la guillotina que decapita a los animales (fig. 2-19). Su uso 
puede ser indispensable en los casos en los que son 
necesarios estudios de microscopia electrónica para los que 
no es posible utilizar medios químicos de eutanasia por las 
alteraciones celulares que producen. 
Figura 2-14. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un borrego 
sin cuernos. Vista lateral. 
 
 
Figura 2·15. Sitio donde debe ser colocada la pistola en una cabra. Vista 
lateral. 
En conejos, el animal debe ser sujetado de las 
extremidades posteriores (fig. 2-20), de manera que la 
cabeza del animal quede colgando. Con otra mano extendida 
o con el desnucador se aplica un golpe fuerte y seco. 
Para ratas y ratones el sistema de eutanasia más rápido es 
la guillotina. Otro método puede ser la dislocación del 
cuello, generalmente posible en ratones y ratas jóvenes. El
animal se coloca sobre una superficie donde pueda sujetarse 
y se detiene por la cola. Cuando trata de ir hacia adelante, se 
coloca a través del cuello un palito redondo de 
aproximadamente medio centímetro de diámetro o un lápiz, 
y se ejerce fuerte presión (fig. 2-21). Con un rápido tirón de 
la cola se dislocará la nuca. 
En las aves el método más común es la dislocación del 
cuello. El animal se sujeta con una mano por los tarsos con 
la cabeza colgando y se mantiene contra la cadera del
 
Figura 2.17. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un cerdo. 
 Vista frontal. , 
 MÉTODOS DE EUTANASIA 7 
Figura 2-16. Sitio donde debe ser colocada la pistola en un borrego con 
cuernos. Vista lateral. 
operador. La cabeza se sujeta con los dos primeros dedos de 
la otra mano detrás del cráneo y con el pulgar debajo de la 
parte inferior del pico. El cuello se extiende mediante un tirón 
fuerte y rápido hacia abajo, de modo que quede dislocado 
entre las regiones cervical y occipital. También es posible el 
uso de la guillotina. 
Aunque la ejecución de tales maniobras manuales en estas 
especies es desagradable para la mayoría de las personas que 
las deben ejecutar, los resultados son satisfactorios, siempre y 
cuando sean realizados por operadores con habilidad y 
decisión, ya que producen una I muerte casi instantánea. 
MÉTODOS FÍSICOS ELÉCTRICOS 
, Para insensibilizar a un animal por medio de este sistema es 
de primordial importancia que la corriente eléctrica atraviese 
el encéfalo ya que, si esto no sucede, el animal quedará 
paralizado o inmovilizado, pero no inconsciente. Por tanto, el 
método usado en alguI nos lugares, que consiste en pasar la 
corriente por medio de un cable y dos pinzas, conectadas una 
en el labio y otra en el ano del animal, es totalmente
incorrecto y debe ser prohibido y cambiado por métodos más 
humanitarios. 
En varios países, especialmente en las universidades de la 
Gran Bretaña, existen programas de investigación para
Figura 2-18. Desnucador para conejos o aves. 
1
 8 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
Figura 2-19. Guillotina para pequeñas animales de laboratorio. 
para establecer los mejores métodos de eutanasia por medio 
de la electricidad para las diferentes especies animales. 
El óptimo resultado del método eléctrico depende en gran 
parte del uso correcto de: 
1. Amperaje: la medida de la cantidad de corriente 
eléctrica. 
2. Voltaje: la presión eléctrica que mueve la corriente a 
través de la cabeza y del encéfalo. 
3. Resistencia: el grado que impide el flujo de la corriente 
a través de barreras materiales como por ejemplo el hueso, el 
pelo o la lana. 
Un aturdimiento efectivo depende de una corriente que es 
forzada a través de la resistencia formada por la piel, los 
pelos, la lana o los huesos. La corriente tiene que ser de un 
amperaje suficiente para interrumpir la actividad normal del 
encéfalo y producir inconsciencia. 
El tiempo entre el intervalo del aturdimiento y el 
sangrado debe ser lo más corto posible, en ningún caso 
Figura 2-21. Sacrificio de ratón, desnucándolo. 
Figura 2-20, Modo de sujetar un conejo para el golpe en la nuca. 
mayor de 30 segundos. En particular en los casos de 
aturdimiento eléctrico, existe el peligro que el animal se 
recupere antes de haber perdido la mayor parte de su sangre y 
que despierte antes de haber completado la maniobra. 
Cuando el aturdimiento por electricidad se efectúa 
correctamente, el animal sufre contracciones tónicas y 
clónicas. Las primeras duran de 10 a 20 segundos y se 
caracterizan por contracción de los miembros pélvicos, que 
se flexionan hacia el cuerpo. Durante las segundas 
contracciones que duran de 15 a 45 segundos, se observan 
movimientos de carrera y un relajamiento gradual. Si el 
sangrado no se efectúa antes del final de las clónicas, existe el 
peligro que el animal recupere la conciencia. 
El sistema eléctrico se considera efectivo y da resultados 
satisfactorios en cerdos y pequeños rumiantes. Para estas 
especies existen pinzas eléctricas que hacen pasar una 
cantidad conocida de electricidad de un lado a otro del 
encéfalo por medio de electrodos que se deben colocar en un 
punto determinado de ambos lados de la cabeza (Hg. 2-22 y 
2-23). 
En equinos y bovinos adultos el punto donde deben ir los 
electrodos se encuentra aproximadamente 5 cm arriba de 
cada ojo, sobre una línea imaginaria que vaya del ojo a la 
base de la oreja o del cuerno (fig. 2-24). 
En cerdos, cabras y borregos los sitios correctos son 
ambos lados de la cabeza en el vértice de un ángulo recto 
 d) 
Figura 2-22. Aparato de desensibilización eléctrica para cerdos. 
recto formado por una línea vertical que parte de la base de 
la oreja a una línea horizontal que sale del borde superior de 
la trompa o de] hocico (fig. 2-25). 
La intensidad de la corriente eléctrica utilizada depende 
del peso del animal: 
Para 130 kg o más, 600 V; 6 amp. 
 
Figura 2·24. Puntos donde deben aplicarse las pinzas eléctricas en 
caballos. 
 MÉTODOS DE EUTANASIA 9 
 
Figura 2.23. Sitio correcto para la electrocución. 
De 90 a 130 kg, 400 V; 4 ampo 
De menos de 90 kg, 240 V; 2 ampo 
Durante la electrocutación se presentan tres fases. 
La primera aparece cuando se aplica la corriente, el animal 
flexiona los miembros pélvicos hacia adelante y cae al suelo. 
En la segunda, estos miembros se extienden y el animal hace 
movimientos de locomoción.En la, tercera se presentan 
contracciones espasmódicas de los miembros pélvicos y 
entonces debe procederse rápidamente al sangrado, ya que si
se trabaja con lentitud el animal puede recuperarse. 
El ganado bovino permanece inconsciente 
aproximadamente durante tres minutos y la respiración 
reaparece un minuto después de la aplicación de la corriente, 
lo que favorece el sangrado. 
Para que la insensibilización por medio de la electricidad 
sea efectiva, deben aplicarse las siguientes 
recomendaciones: 
Figura 2-25. Puntos donde deben aplicarse las pinzas eléctricas en 
cerdos. 
 10 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
a) Revisar los electrodos con regularidad para asegurarse 
que estén siempre limpios. 
b) La piel donde van a ser colocados los electrodos debe 
estar limpia, libre de exceso de grasa o de lodo y humedecida 
con agua. 
c) Es preferible que los animales no coman durante unas 8 
a 12 horas antes de aplicar la corriente; sin embargo, deben 
tener acceso al agua. 
d) Los electrodos siempre deben ser aplicados en el lugar 
correcto para tener la seguridad que la corriente pase por el 
encéfalo. En general, deben seguirse las instrucciones del 
fabricante del instrumento eléctrico que se use. 
Un método eléctrico que está dando buenos resultados en 
cerdos es el del "paro cardiaco". Consiste en colocar 
electrodos en la cabeza y en la columna dorsal, encima del 
corazón. La corriente produce inconsciencia y paro cardiaco 
al mismo tiempo, el sangrado es efectivo si se efectúa de 
inmediato. 
MÉTODOS QUÍMICOS 
El uso de sustancias químicas quizá sea el método más 
recomendable para la eutanasia de pequeñas especies, 
incluyendo los animales de laboratorio y aves. Entre los 
compuestos que dan resultados satisfactorios ocupan el 
primer lugar los barbitúricos. Otros son: sulfato de mag-
nesio, hidrato de cloral, cloroformo, éter, bióxido de 
carbono, monóxido de carbono puro y gas argón. La 
estricnina no se debe usar, ya que produce violentas 
contracciones musculares extremadamente dolorosas sin 
pérdida de sensibilidad. Los cianuros y los fármacos 
curariformes tampoco deben ser usados por causar dolor, 
ansiedad o ambos. 
Barbitúricos (fenobarbital, pentobarbital, etc:). Deprimen 
al centro respiratorio y vasomotor. Debe preferirse la vía 
endovenosa; cuando se dificulta puede usarse la vía 
intraperitoneal, siendo el efecto de mayor lentitud en la 
última. La dosis endovenosa debe ser el doble de la usada 
para anestesia; para las otras vías se aumenta al triple. 
Sulfato de magnesia. Se aplica en forma de solución 
acuosa concentrada (80%) por vía endovenosa. El ion 
magnesio deprime uniformemente todas las partes del 
sistema nervioso central. La inyección debe ser rápida. Es un 
método útil para pequeños animales. En las especies 
domésticas tiene la desventaja de que, para producir la 
muerte, son necesarios por lo menos 250 ml de la solución, 
cantidad que es difícil introducir con la suficiente rapidez. 
Hidrato de cloral. Deprime el centro respiratorio. Se aplica 
por vía endovenosa o rectal, siendo el efecto en esta última 
relativamente lento. 
Existen en algunos países preparaciones especiales para 
eutanasia a base de barbitúricos, hidrato de cloral y sulfato de 
magnesio, que resultan más económicos que el uso de los 
productos para anestesia. 
Cloroformo y éter. Se usan sobre todo para animales de 
laboratorio. En un recipiente bien cerrado se coloca un 
algodón empapado con una de las dos sustancias y se 
introduce al animal, el que debe permanecer en el recipiente 
el tiempo suficiente para que después de anestesiado muera. 
Bióxido de carbono. La eutanasia con este gas es un 
método muy recomendable para gatos y animales de 
laboratorio, también ha dado buenos resultados en perros. Se 
vende en cilindros de diferentes tamaños que se conectan por 
medio de una manguera o un tubo a un gabinete 
herméticamente cerrado. Para producir la muerte tranquila, 
la concentración de bióxido de carbono debe ser de 50 a 
60%, preferentemente mezclado con 30% de oxígeno. 
Existen ya en el mercado aparatos especiales y sancionados 
por la Universities Federation for Animal Welfare y no 
deberían faltar en ninguna institución en la que se trabaje con 
animales de laboratorio o en las que tienen que eliminarse 
perros y gatos callejeros. 
En caso de no disponer de gabinetes especiales, es posible 
improvisar un dispositivo para pequeños animales de la 
siguiente manera: el animal se coloca en una jaula y ésta se 
mete dentro de una bolsa de plástico (fig. 2-26). El tubo del 
tanque con bióxido de carbono se introduce a la bolsa, 
teniendo gran cuidado de que el orificio de la bolsa esté 
herméticamente adaptado al tubo para que no se escape el 
gas. 
Cuando se trata de animales pequeños como cuyos, ratas, 
ratones y conejos pueden introducirse varios en la jaula, 
cuidando, desde luego, que no se trate de individuos que 
peleen entre sí. 
 
Figura 2-26. Jaula con un roedor envuelta en una bolsa de plástico, la 
que está conectada por medio de una manguera a un tanque con bióxido 
de carbono. 
 
Un inconveniente del bióxido de carbono es que este gas 
es más Pésado que el aire y puede quedar cierta cantidad de 
oxígeno en la parte superior de la cámara. Esto puede 
permitir que algunos animales, como los gatos, tarden en 
morir. 
Monóxido de carbono. La inhalación de este gas en una 
cámara cerrada produce una muerte rápida porque se 
combina con la hemoglobina y causa una anoxia fatal, que 
 MÉTODOS DE EUTANASIA 11 
es tan marcada que el animal no sufre. La óptima 
concentración de monóxido de carbono en una cámara de 
gas es 6%. El monóxido de carbono producido por la 
combustión de automotores es impuro, razón por la cual no 
debe ser utilizado como método de eutanasia. 
Ningún químico debe emplearse si la carne va a ser 
consumida por personas o animales. 
 
3 
Preparativos para la necropsia 
MEDIDAS GENERALES 
El trabajo del patólogo con fines de establecer un
diagnóstico post mortem, encierra siempre un peligro 
potencial para él y sus asistentes, razón por la cual es 
necesario observar reglas de limpieza e higiene y 
precauciones para evitar accidentes y contaminaciones. 
Estas medidas deben ponerse en práctica desde el momento 
en que se elija el lugar donde se va a trabajar, en caso de 
tener que hacerlo en el campo, hasta la forma en que se van a 
desechar los cadáveres. Como medida rutinaria debe revisar 
se todo el equipo necesario antes de iniciar el trabajo, así 
como pensar si para cada caso en particular están dispuestos 
todos los útiles necesarios. 
También debe haberse revisado en forma detenida la 
historia clínica que acompaña el caso, para decidir sobre lo 
que conviene hacer, con el fin de comprobar un diagnóstico, 
o bien, para implementar medidas extras de protección para 
los patólogos y el ambiente de trabajo, para manejo del 
cadáver o del material biológico. Muchas veces el clínico 
solicita pruebas específicas anotadas en la historia clínica, lo 
que debe tomarse en cuenta. Asimismo, es necesario 
asegurar que el caso haya sido debidamente anotado en el 
registro respectivo. 
El número de personas que observan y que intervienen en 
el trabajo debe ser reducido, para evitar posibles accidentes 
y' contaminaciones. La destrucción del cadáver después de 
terminada la necropsia requiere especial atención. 
Es indispensable tener siempre a la mano un pequeño 
botiquín de primeros auxilios, para poder efectuar 
curaciones en caso de heridas del personal. Una de las 
reglas, cuando ocurre esto, es el lavado prolongado con agua 
corriente, de preferencia caliente y jabón. Esta 
recomendación es de especial importancia en todos los casos 
de heridas cuando se trabaja con material sospechoso de 
rabia o de otras enfermedades zoonóticas. Existe evidencia 
comprobada que ningún desinfectante es tan efectivo como 
el lavado minucioso, primero con agua corriente y luego con 
jabón.Es recomendable que toda persona que trabaja con 
animales sospechosos de rabia esté vacunada. Es 
indispensable además, verificar periódicamente que el título 
de anticuerpos sanguíneos sea suficiente. La aplicación de la 
vacuna contra tétanos, puede ser necesaria en casos que lo 
ameriten. 
En una sala de necropsia no se debe fumar ni comer. 
LUGAR DE LA NECROPSIA 
El médico veterinario patólogo trabaja por lo general en una 
sala de necropsia, pero en ocasiones se le presenta la 
necesidad de hacerlo en el campo. A continuación se dan las 
indicaciones para cada una de estas situaciones. 
Sala de necropsia 
El diseño debe hacerse pensando en facilitar las buenas 
medidas de higiene, ventilación e iluminación. 
[13]
 14 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
La entrada de insectos debe evitarse por medio de mallas de 
alambre en las ventanas. Existen en el mercado lámparas de 
luz ultravioleta que ayudan a controlar la contaminación 
bacteriana y otros agentes. Las paredes y los pisos deben ser 
de superficie lisas, fáciles de limpiar y en el piso deben existir 
orificios amplios para el desagüe. Para evitar la obstrucción de 
los tubos de desagüe y de las coladeras, es recomendable un 
sistema de canales abiertos en el piso, de unos 30 cm de ancho, 
cubiertos con rejas movibles, que tendrán el declive necesario 
para que los líquidos no queden estancados (fig. 3-1). 
Las mesas de necropsia y demás muebles, deben ser de un 
material que permita su lavado fácil, de preferencia acero 
inoxidable o en su defecto, granito pulido. Las mesas para 
pequeñas especies tienen que contar con llaves de agua y un 
drenaje amplio (fig. 3-2). Para necropsias en grandes 
especies es ideal una mesa hidráulica, pero si no se dispone 
de ella se trabaja en el piso o colgando al cadáver de los 
miembros pélvicos de una barra (fig. 3-3). 
En la entrada de la sala es conveniente construir un pasillo 
o manga para los bovinos y los equinos que lleguen vivos, la 
que servirá como cajón de sacrificio. Sus paredes deben 
tener una altura de 1.65 m, suficiente para que los animales 
no vean encima de ellas y su anchura mínima de un metro, 
Figura 3-1. Sistema de canal de desagüe abierto, cubierto con reja 
movible. 
Figura 3-2. Sala de necropsia con mesas para animales pequeños 
(a) y mesa hidráulica para grandes especies (b). 
 para permitir la presencia de un solo animal a la vez. Por 
medio de un riel en el techo y un polipasto, el cadáver se 
llevará al lugar de la necropsia en la sala o al refrigerador. 
Este último nunca debe faltar como anexo a la sala de 
necropsia, debe ser de un tamaño tal, que quepan en él tanto 
grandes especies colgadas, como pequeñas, colocadas en 
estantes de acero inoxidable o de otro material fácil de 
limpiar. Es recomendable instalar dos refrigeradores grandes 
para la eventualidad de que uno esté fuera de servicio o para 
guardar las canales de animales cuya carne resulte apta para 
el consumo. 
Es útil disponer de dos lavabos de acero inoxidable, uno 
para el lavado de instrumental y de manos enguantadas 
sucias, el otro para manos sin guantes, al terminar el trabajo. 
Este último será del tipo de cirugía en los que las llaves se 
manejan con los codos. Siempre tiene que haber abundante
 
Figura 3-2. Mesa de acero inoxidable con tarja, llave de agua y 
cubierta removible. 
 
 
agua fría y caliente y mangueras para la limpieza de paredes 
y pisos. 
Para esterilizar el instrumental es necesaria una autoclave 
anexa a la sala, además debe contarse con un cuarto para 
poder cambiarse de ropa, así como con instalaciones 
sanitarias y regaderas. 
El destino de las aguas contaminadas debe ser estudiado y 
resuelto con un ingeniero sanitario siguiendo las normas de 
manejo y destrucción de desechos orgánicos del país. 
Para disponer de los cadáveres y órganos, una vez 
terminada la necropsia, es de primordial importancia la 
existencia de un incinerador contiguo a la sala, ya que si los 
desechos tienen que ser transportados, aunque sea a poca 
distancia, el peligro de contaminación es evidente, lo que es 
particularmente peligroso en el caso de las enfermedades 
infecciosas, en especial las exóticas. Una negligencia en 
estos casos puede tener consecuencias graves. 
Necropsia en el campo 
Al escoger el lugar para trabajar en cualquier explotación 
ganadera, debe tenerse en cuenta que, de ser posible, sea un 
sitio sombreado, alejado del tránsito de personas, vehículos 
y animales, de superficie dura, de preferencia de cemento o 
en su defecto, de tierra plana y lisa. Si el tamaño del animal 
lo permite, es una práctica adecuada, colocarlo sobre una tela 
de plástico o de hule grande, lo que facilitará su remoción 
para la destrucción. Si no se dispone de un abastecimiento de 
agua para conectar una manguera, hay que acarrearla en 
cubetas o tambos. Debe tenerse a la mano un recipiente con 
desinfectante para instrumentos y demás material utilizado y 
de charolas o bandejas para las vísceras, evitando así su 
contacto con la tierra. Todo lo que se describe referente a los 
preparativos antes de iniciar la necropsia, la ropa y el 
instrumental debe tenerse en cuenta aun en las condiciones 
más rusticas. 
Al terminar el trabajo, el cadáver con sus vísceras se 
envuelve en el plástico al que ya se hizo referencia o en su 
defecto, se coloca en tambos o bolsas de plástico, para su 
incineración. O para que sea enterrado. El agua que se haya 
utilizado debe verterse en una fosa séptica o en el hoyo 
donde se va a enterrar el cadáver. Sobre el sitio donde se 
realizó la necropsia debe espolvorearse cal viva u otro 
desinfectante apropiado. 
La incineración se lleva a cabo colocando el cadáver y los 
residuos en un hoyo, cubriéndolo todo con un material 
combustible como paja, heno o ramas secas y rociándolo con 
petróleo para prenderle fuego. No deben quemarse al aire 
libre cadáveres o tejidos de animales sospechosos de ántrax 
u otras enfermedades causadas por gérmenes que forman 
 PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA 15 
esporas, ya que éstas resisten altas temperaturas y pueden ser 
levantadas con el humo, contaminando el ambiente. 
Para enterrar el cadáver se necesita abrir un hoyo a una 
profundidad mínima de un metro. Una vez colocado adentro, 
se le cubre con desinfectante o con cal viva antes de taparlo 
con tierra. Los cadáveres de animales que murieron de fiebre 
carbonosa deben ser enterrados a una profundidad mínima 
de 2 m y cubiertos con cal viva u otro desinfectante para 
finalmente cubrirlos con tierra. El sitio donde se entierren los 
cadáveres debe ser un lugar donde no se vaya a trabajar la 
tierra ni cerca de mantos acuíferos. 
ROPA PARA LA NECROPSIA 
Uno de los factores que contribuyen a la seguridad personal 
es el uso y el mantenimiento de la ropa apropiada (Hg. 3-4). 
Incluye batas u overoles de laboratorio que sean usados 
exclusivamente para necropsias y lavados con frecuencia, de 
preferencia al final de cada día de trabajo, de un mandil de 
hule o de plástico que cubra perfectamente el frente del 
 
Figura 3-4. Prosector correctamente vestido. 
 e) f) 16 TECNICASDENECROPSIA'EN ANIMALES DOMESTICOS 
cuerpo desde el cuello hasta las piernas y de botas de hule u 
otros zapatos de uso exclusivo en la sala de necropsias. 
Para grandes especies el uso de botas y overol es 
indispensable. Siempre debe trabajarse con guantes de hule, 
preferentemente de hule grueso (tipo doméstico) y las 
manos enguantadas deben lavarse con frecuencia durante el 
trabajo y sumergirse en soluciones desinfectantes. Al 
finalizar el trabajo los guantes se deben esterilizar, ya sea 
por medio de una autoclave o con soluciones desinfectantes. 
El uso de cubrebocas es opcional en la mayoría de los 
casos, pero indispensable en aquellos donde se sospecha de 
enfermedades altamente contagiosas para el humano. 
INSTRUMENTAL Y OTRO EQUIPO 
No es necesario que el instrumental para llevar a cabo una 
necropsiasea muy complicado. En la figura 3-5 se ilustra el 
instrumental de rutina recomendable, aunque en 
condiciones rústicas, el trabajo tendrá que llevarse a cabo 
disponiendo solamente de cuchillo, hacha, chaira y tijeras. 
Se puede tener equipo adicional, como un esterilizador 
 
eléctrico para instrumental y una sierra eléctrica, y báscula 
que facilitarán el trabajo (Hg. 3-6). Una cámara fotográfica 
siempre es de gran utilidad, ya que en ocasiones el patólogo
encuentra lesiones características o excepcionales que 
conviene fotografiar, para el acervo o archivo fotográfico. 
MATERIAL PARA TOMARMUESTRAS 
Para tomar las muestras para análisis microbiológicos es 
necesario tener siempre preparado un equipo estéril formado 
de tijeras, pinzas y bisturí. 
El equipo necesario para tomar diversas muestras se 
ilustra en las figuras 3-7 y 3-8. 
DESINFECTANTES 
Ningún desinfectante es efectivo en presencia de grandes 
cantidades de materia orgánica, por lo que antes de aplicarlo 
siempre debe efectuarse el lavado cuidadoso con agua 
abundante, de preferencia caliente y con jabón. 
Para la desinfección de instrumental y guantes, lo más 
efectivo es el vapor bajo presión de 15 lb durante 15 minutos
Figura 3-5. Instrumental para necropsia: 1, Martillo. 2, Cucharón, 3, Costótomo para grandes especies, 4, Tijeras rectas, 5, Pinzas sin dientes de ratón, 6. 
Sonda acanalada, 7. Estilete, 8.Chaira, 9, Bisturí, 10. Cincel, 11. Sierra para huesos, 12. Pinzas con dientes de ratón, 13, Tijeras curvas, 14. Cuchillo, 
15, Regla, 16, Hacha. 
 
 
 
Figura 3-6. Báscula y sierra eléctrica. 
 PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA 17 
15 min en el autoclave o en una olla de presión de tipo 
casero. 
Desinfectantes químicos 
Definición. Un desinfectante químico es una sustancia que 
destruye gérmenes de la piel y de los objetos, utensilios, 
instrumental y locales. 
Clasificación. Una de las clasificaciones más adecuadas 
de los desinfectantes es la que se basa en su estructura 
química: 
Grupo 1. Agentes tensoactivos: detergentes. 
Grupo 2. Alcoholes y aldehídos: formaldehído. 
Grupo 3. Agentes oxidantes: peróxido de hidrógeno. 
Grupo 4: Derivados de alquitrán: de hulla, de fenoles 
sintéticos. (madera). 
Grupo 5. Metales pesados y sus derivados: mercurio, 
bromo, etcétera. 
Grupo 6. Compuestos de azufre. 
Grupo 7. Colorantes azoicos, acridínicos. 
Grupo 8. Ácidos y álcalis: ácido carbólico, fenoles 
 naturales, ácido sulfúrico. 
Grupo 9. Halógenos: cloro, yodo, etcétera. 
Los siguientes desinfectantes son los más usados para el uso 
en la sala de necropsia: 
 
Figura 3-7. Material para tomar muestras. 1. Frasco con formalina al 10%.2. Frascos o tubos con anticoagulante y sin anticoagulante, 3. Tela adhesiva 
para el marcado de las muestras. 4. Frascos estériles de tapa de rosca. 5. Mechero de alcohol (cuando exista se usará el de gas). 6. Hisopos estériles,
7. Jeringas hipodérmicas, 8. Caja de Petri, 9. Hilo de cáñamo. 
 
 18 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
Grupo 1. Agentes tensoactivos (detergentes) Sustancias que 
tienen la propiedad de limpiar las superficies sucias por su 
capacidad de disminuir la tensión superficial. Se clasifican 
en: 
a)Detergentes aniónicos (jabones). 
b)Detergentes catiónicos (compuestos de amonio 
cuaternario). 
c) Surfactantes no iónicos 
Los detergentes aniónicos (jabones). Se recomiendan 
especialmente para el lavado minucioso de manos. Son 
capaces de destruir gérmenes patógenos y virus. 
Los detergentes catiónicos (cloruro de benzalconio). Son 
potentes germicidas que actúan contra gérmenes 
grampositivos y en menor grado contra gramnegativos, 
algunos géneros de virus y hongos. Tienen poca acción sobre 
esporas. A bajas concentraciones son bacteriostáticos, por lo 
que se utilizan en solución de 1: 100 para conservar el 
instrumental estéril. Mezclados con alcohol también se usan 
para desinfectar la piel. Los detergentes catiónicos son 
antagónicos a los aniónicos, de manera que las superficies 
lavadas con jabón deben ser enjuagadas con agua antes de 
someterlas a la acción de detergentes catiónicos. 
 Los surfactantes no iónicos (polivinil pirrolidona) se usan 
en combinación con el yodo (isodine). Son potentes 
germicidas, especialmente contra brucelas, estafilococos, 
estreptococos, monilias y algunos virus. 
Grupo 2. Alcoholes y aldehídos 
Alcohol etílico. Tiene marcada acción antibacteriana, 
pero muy débil sobre esporas. La concentración óptima es de 
70%. Puede usarse para la desinfección de manos, dejándolo 
actuar por lo menos dos minutos. No se recomienda para 
instrumental. 
Formaldehído. Es un gas de origen sintético y se encuentra 
en el comercio en solución acuosa a 40% (formol o 
formalina). Tiene la propiedad de polimerizarse, 
transformándose en paraformaldehído sólido (tabletas) que al 
calentado libera formaldehído gaseoso. 
Para la desinfección de locales puede emplearse la solución 
de formaldehído, calentándola, o el paraformaldehído sólido, 
desprendiendo ambos formaldehido gaseoso. 
Para un local de 50 m3 es suficiente 1 litro de la solución 
o100 g de sólido, dejándolos actuar durante 4 o 5 h. 
Una mezcla de formol con permanganato de potasio 
combina la acción del primero con la facultad oxidante del 
segundo. Se utilizan 12 ml de formol comercial (40%) y 6 g de 
permanganato de potasio por metro cúbico. Los locales deben 
permanecer cerrados durante 24 h para evitar que se escapen 
los vapores. 
Grupo 8. Ácidos y álcalis 
Cloro y derivados. El cloro es un elemento gaseoso y en 
forma de gas; sólo se usa para la desinfección de agua 
potable a una concentración de 0.5 ppm. 
Los derivados del cloro son de mayor aplicación, entre 
ellos los hipocloritos, que son sales del ácido hipocloroso. 
 
 Figura 3-8. Material para tomar muestras para citología: 1 Vaso de Koplin, 2. Pizeta con etanol al 96%, 3. Frasco, 4. Jeringa, 5. Lápiz 
diamante, 6. Portaobjetos, 7. Guantes de látex. 
 
El más usado es el hipoclorito de calcio, que existe 
generalmente como cloruro de cal, éste es un polvo amorfo, 
blanco, poco soluble en agua y en alcohol y contiene 30% de 
cloro activo. La concentración usual es de 2% (máximo 
10%). Es útil para lavar paredes y pisos de locales
contaminados, como las salas de necropsia, por su acción 
germicida y desodorante. 
Hidróxido de cal o cal apagada. Es la cal viva que se moja 
para apagarse. Mezclada con 4 volúmenes de agua, se 
obtiene la lechada de cal, usada para blanquear y desinfectar 
a la vez pisos, paredes, corrales, etcétera. 
Hidróxido de sodio (sosa cáustica o lejía). Es un sólido 
con 94% de hidróxido de sodio y es un desinfectante muy 
eficaz. Debe usarse a 2% en agua caliente o hirviendo. 
Destruye a los virus de fiebre aftosa y fiebre porcina clásica, 
asimismo, bacterias patógenas. 
Carbonato de sodio. Se usa en solución a 4% en agua. 
Desinfectante muy eficaz para equipo y ropa utilizados en 
brotes de enfermedades vesiculares, en especial fiebre 
aftosa. 
Para la desinfección de objetos contaminados con Bacillus 
anthracis se usa 1 kg de sosa cáustica comercial en 45.9 litros 
de agua (solución al 5%). La eficacia de esta solución 
aumenta añadiendo 25 kg de cal apagada con agua. 
Fenoles. Este grupo comprende esencialmente al fenol 
(ácido fénico o ácido carbólico), a los cresoles (fenoles 
sintéticos: orto, meta y paracresol) y los halofenoles 
(hexaclorofeno). El fenol no se destruye en presencia de 
materia orgánica, es altamente bactericida a 
 PREPARATIVOS PARA LA NECROPSIA 19
2 %, pero poco fungicida y no actúa bien contra esporas. A 
0.5% posee acción bacteriostática, pero no bactericida. 
Cresoles. Son tres veces más potentes que el fenol. 
Los tres isómeros (orto, meta y paracresol) tienen acción 
similar. En la práctica, se emplea una mezcla de los tres, el 
tricresol o simplemente cresul. Es un líquido incoloro poco 
soluble en agua, soluble en alcohol y glicerina. La 
concentración para usarlo esde 2% con límites entre 0.25 y 
5%. 
El cresol se usa generalmente como solución jabonosa 
(cresol 5 ml, aceite de lino 180 g, agua destilada c.b.p. 1 000 
ml). Es un líquido amarillento, soluble en agua, alcohol o 
glicerina. La concentración usual es de 1:25, con límites 
entre 1:10 - 1:50. Esta solución es eficaz para la desinfección 
de locales y objetos y no se destruye en presencia de materia 
orgánica. 
Halofenoles. Se usan generalmente para la asepsia de la 
piel. 
 Grupo 9. Halogenados 
Yodo. Los usos que se le han dado son más como 
antiséptico y contra irritante, que como desinfectante. El 
yodo elemental posee acción germicida y fungicida. Es uno 
de los germicidas más potentes, su acción es rápida, pero si 
se combina con materia orgánica se inactiva. En contacto 
con suero, sangre o tejidos, precipita las proteínas y se 
transforma principalmente en yoduros inactivos. El yodo 
destruye bacterias de todo tipo, incluso esporas bacterianas. 
Su acción germicida se debe a la liberación de oxígeno 
naciente. 
 
 4 
La necropsia 
CAMBIOS post MORTEM 
Los cambios post mortem, inician inmediatamente después de 
que el animal ha muerto. Se establece en un tiempo más o 
menos corto lo que se conoce como rigidez cadavérica o rigor 
mortis. La presencia de este cambio, en ocasiones puede dar 
información importante sobre el tiempo que transcurrió 
desde el momento de la muerte y la realización de la 
necropsia. El rigor mortis se caracteriza por un 
endurecimiento y una contracción de la musculatura, tanto 
estriada como lisa. Afecta primero a los músculos de mayor 
actividad, iniciándose en el corazón. Externamente se 
presenta primero en los músculos de la cabeza, después en el 
cuello, tronco y en los miembros torácicos, por último en los 
pélvicos. Se establece entre 2 y 8 h después de haber ocurrido
la muerte y desaparece, en el mismo orden; entre 24 y 48 h, 
dependiendo de factores que más adelante se mencionarán. Si 
se constata, por tanto, rigidez en los músculos de la cabeza o 
del cuello; puede deducirse que la muerte ocurrió pocas horas 
antes. En cambio, si los miembros pélvicos están rígidos y 
existe cierta flacidez en los músculos de la cabeza y del 
cuello, es indicio de que el, rigor mortis ya empieza a 
desaparecer, por tanto, el animal murió entre 24 y 40horas 
antes. 
En el desarrollo de la rigidez cadavérica intervienen los
siguientes factores: 
a) La temperatura del ambiente. Temperaturas altas 
la aceleran, las bajas la retardan, siendo la causa,
" 
modificaciones en la actividad enzimática, así como el 
desarrollo de bacterias de putrefacción. 
b) El estado de salud del animal. En animales muertos 
sacrificados en estado de caquexia, desnutrición, estrés 
o después de enfermedades crónicas, el rigor mortis es 
de poca duración. Algunas drogas, como alcohol, éter o 
salicilato de sodio, igualmente lo retardan o lo inhiben.
c) El grado de actividad muscular antes de la muerte. La 
rigidez aparece rápidamente en animales que tuvieron 
actividad muscular intensa antes de morir, como en el
caso de los caballos muertos durante competencias, 
animales de cacería o aquellos intoxicados con 
estricnina o muertos por tétanos. 
La aparición del rigor mortis se explica por la formación 
de puentes rígidos entre los filamentos de actina y miosina, 
resultando en el compuesto actinomiosina. Esta reacción 
ocurre también en vida durante la contracción muscular, pero 
el organismo dispone de las fuentes de energía suficientes 
para sintetizar el adenosin trifosfato (ATP) necesario con el 
fin de desdoblar la actinomiosina nuevamente en sus dos 
componentes. En cambio, la reacción es irreversible cuando 
el ATP no puede ser resintetizado, permaneciendo los 
músculos en estado de rigidez. Sin embargo, la resíntesis del 
ATP se lleva a cabo durante cierto tiempo aún después de la 
disponibilidad de energía, la que en vida es suministrada por 
fosfocreatinina y el metabolismo aerobio de la glucosa. 
Cuando la fuente de oxígeno falta, el metabolismo anaerobio 
puede, por un tiempo corto, suministrar la energía necesaria 
para sintetizar ATP, acumulándose entonces ácido láctico en 
[21]
 22 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
los músculos, por lo que su pH, en vida normalmente 
alcalino (7.4), se convierte en ácido (5.7) después de la 
muerte. Si en un animal las reservas de glucógeno 
muscular fueron bajas, como ocurre en los animales 
caquécticos o agotados y en las otras condiciones citadas, 
no se produce ácido láctico en cantidades suficientes para 
producir un pH ácido, lo que favorece la putrefacción de 
origen bacteriano (Pseudomonas, Micrococcus, 
Achromobacter, Flavobacterium y Caligenes spp.). Este 
último punto tiene gran importancia en la calidad de la 
carne, ya que en los animales sacrificados para consumo 
humano, ocurren los mismos cambios químicos aquí 
descritos. La terminación de la rigidez cadavérica se debe 
principalmente a la acción de enzimas lisosomales y de 
bacterias proteolíticas. 
Otros cambios post mortem que suelen presentarse son: 
la timpanización por la fermentación en estómago e 
intestinos, causando su distención, sobre todo en los 
herbívoros. La presión desarrollada en la cavidad 
abdominal provoca a menudo seudoprolapso del recto, 
presencia de espuma sanguinolenta en los ollares, ruptura 
del estómago o del diafragma. Cuando un timpanismo en 
vida fue la causa de la muerte, los signos de asfixia 
acompañan el cuadro, aunado a la presencia de la línea 
timpánica en esófago. En la ruptura del diafragma en vida, 
por lo general se observa congestión del bazo y 
hemorragias diafragmáticas. 
En el rumen, retículo y amaso un signo importante de 
la descomposición cadavérica es la descamación de los 
epitelios. En un tiempo muy corto después de la muerte, 
puede observarse que la mucosa de los tres 
compartimentos se desprende fácilmente con sólo tocarla. 
Los borregos no trasquilados presentan autólisis o 
cambios post mortem con gran rapidez, debido a que, por la 
gruesa capa de lana, el cuerpo del animal muerto conserva 
mucho el calor. Lo mismo sucede con los cerdos que 
poseen una gruesa capa de tejido adiposo subcutáneo. 
La imbibición de hemoglobina y de bilis: Estos 
cambios son indicios importantes de procesos autolíticos. 
La imbibición de hemoglobina se debe a la hemólisis 
dentro de vasos sanguíneos. La hemoglobina liberada 
queda en solución en el plasma y al mismo tiempo las 
paredes vasculares se hacen más permeables a los lí-
quidos. Por consiguiente, el plasma rojizo es absorbido 
por los tejidos vecinos y se forma una franja rojiza oscura 
a lo largo de cada vaso. La imbibición con bilis se debe a 
un fenómeno semejante, a través de la pared de la vesícula 
biliar pasa este líquido y tiñe las estructuras adyacentes de 
un color verduzco. 
La seudomelanosis es un cambio post mortem asociado a la
descomposición de la hemoglobina, con tinción de los 
 tejidos con tonalidades similares a la melanina, 
principalmente en vísceras. 
TÉCNICA DE LA NECROPSIA 
Existen varias técnicas descritas por diferentes autores. 
Cada patólogo tiene predilección por una u otra. Es 
importante tener presente que cada caso necesitará de 
ciertas modificaciones, tomando en cuenta el diagnóstico 
ante mortem. Sin embargo, para el estudiante es 
aconsejable que, como regla general, trabaje siguiendo 
una rutina establecida. 
Por la diversidad de animales que en medicina 
veterinaria se tienen que estudiar, los procedimientos 
cambian ligeramente de acuerdo con las particularidades
anatómicas de cada especie. 
El cadáver de rumiantes adultos, se coloca en decúbito 
lateral izquierdo, para observar las diferentes vísceras 
abdominales. En equinos, éstos se colocan en decúbito 
lateral derecho, para una mejor apreciación y revisión in
situ de todas las vísceras abdominales. En el resto de las 
especies, se prefiere colocarlos en decúbito dorsal, con lo 
cual se logra una inspección de las víscerasabdominales. 
La técnica de inspección de vísceras es similar en todas 
las especies. Se ha optado en este texto, por describir 
primero los pasos a seguir para abrir cavidades, para luego 
continuar con aparatos o sistemas y órganos, haciendo 
hincapié en las diferencias, según corresponda al animal 
doméstico. 
Inspección externa 
Antes de proceder a la abertura del cadáver, éste debe ser 
examinado detenidamente. Se revisan marcas, fierros, 
tatuajes, color, sexo, la condición general, su estado de 
carnes, pelos y se buscan heridas superficiales y fracturas 
óseas (fig. 4-1 y 4-2). Los orificios naturales se 
inspeccionan, buscando exudados, signos de diarrea, 
cambios de color o lesiones en las mucosas (fig. 4-3). En 
el oído externo se buscan exudados o parásitos y en los 
ojos se revisan la córnea y la mucosa ocular. 
Incisión primaria 
En perros, gatos, rumiantes, équidos y conejos la piel se 
corta a lo largo de la línea media, desde la unión de las dos 
ramas de la mandíbula hasta el ano. El corte debe ser de un 
solo trazo y firme, cuidando de no incidir músculos. En 
caso de animales machos, yeguas y rumiantes hembras 
adultas, el pene o la ubre se desprenden por medio de 
cortes alrededor de estos órganos (fig. 4-4). Para la 
 
 
Figura 4-1. Inspección externa: marcas, aretes, oído, ojos. 
separación de la piel, se efectúan cortes perpendiculares a la 
línea media en perros y gatos en cada región axilar y en las 
dos inguinales. 
En rumiantes y caballos los cortes se hacen sólo en el 
lado superior (fig. 4-5 y 4-6), ya que se recomienda que los 
rumiantes adultos se coloquen sobre su lado izquierdo y a 
los équidos sobre su lado derecho, como se mencionó. De 
esta forma la visualización e inspección de las vísceras 
Figura 4-2. Inspección externa: pezuñas. 
LA NECROPSIA 23 
Figura 4-3. Inspección externa: mucosa oral y piezas dentarias. 
Caso de un caballo con la falta de un incisivo. 
vísceras abdominales podrá realizarse con facilidad, sin ser 
interferidas, según sea el caso, por rumen o ciego. 
Se separa parcialmente la piel de cada lado en perros y 
gatos en las otras especies sólo del lado superior, por lo ya 
explicado (fig. 4-5 y 4-6). En algunas instituciones se 
prefiere desollar al cadáver completamente, antes de iniciar 
el estudio post mortem. La piel de las grandes especies tiene 
un valor comercial considerable, por lo que esta práctica se 
recomienda también por razones económicas. Dado que en el 
campo esto no siempre es posible, se describe aquí el 
procedimiento sin desollamiento completo previo. Una vez 
quitada la piel parcial o totalmente, se examina el tejido 
subcutáneo, los músculos y los nódulos (ganglios) linfáticos 
explorables. 
Para facilitar los pasos subsecuentes, se procede a separar 
las dos articulaciones coxofemorales en perros y gatos, y 
sólo las que quedan del lado superior en las otras especies 
cortando los ligamentos que fijan la articulación, que son tres 
en perros, rumiantes y cerdos: redondo, cotiloideo y 
ácetabular transverso. En los caballos existe, además de estos 
tres, el haz subpúbico del ligamento redondo. Se examinan el 
líquido articular y las superficies articulares. También se 
cortan los músculos de la región pectoral que fijan la 
escápula a la cavidad torácica (fig.4-5 y 4-6). 
 
24 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
 
Figura 4-4. Posición para iniciar la necropsia en rumiantes. Las flechas, marcan las líneas de incisión de piel. 
En cerdos no se separa la piel del tejido subcutáneo, 
siguiendo la técnica descrita en la página 28. 
Cavidades articulares 
examinar en flexión, se separan ligamentos para poder 
observar superficies articulares, membranas sinoviales, así 
como color y consistencia del líquido sinovial (fig. 4-7). 
Cuando se requiere un examen de la articulación de la 
tercera y segunda falange en équidos y bovinos, de la región 
del hueso navicular o la comprobación de laminitis en 
caballos, se hace un corte longitudinal a través del casco o de 
la pezuña, dividiéndolos en dos partes simétricas (fig. 4-8). 
Apertura de cavidades 
Se examinan preferentemente antes de abrir las cavidades 
viscerales. Se incide la piel y teniendo el miembro por 
 
Figura 4-5. Desollamiento parcial, rumiante. Separación de los músculos pectorales y de la articulación coxofemoral derechos. Las líneas 
punteadas marcan los cortes para la apertura de cavidades. 
 LA NECROPSIA 25 
 
Figura 4-6. Posición para efectuar la necropsia de caballos. Desollamiento parcial. Separación de músculos pectorales y de la articulación coxofemoral 
izquierda. Las flechas marcan los cortes para la apertura de cavidades. 
Figura 4-7. Revisión de cavidades articulares. 
Figura 4-8. Corte longitudinal a través de las falanges y del casco 
(caballo). 
 26 TÉCNICAS DE NECROPSIA EN ANIMALES DOMÉSTICOS 
Cavidad bucal, faringe 
y laringe 
Por medio de cortes paralelos a lo largo de la parte interna de 
las ramas del maxilar inferior se llega a la cavidad bucal y se 
extrae la lengua (Hg. 4-9) jalándola en dirección del cuello. 
Se desarticulan los huesos hioides y se examinan la mucosa 
de la cavidad, los dientes, la laringe y faringe, así como las 
tonsilas y los nódulos linfáticos submaxilares, 
retrofaríngeos, parotídeos y la glándula parótida. 
Jalando la lengua hacia atrás, se cortan los músculos, del 
cuello, a lo largo del trayecto de la tráquea, examinando 
tiroides y paratiroides. De este modo, se liberan tráquea y 
esófago, {¡nidos a lengua y laringe, hasta la entrada a la 
cavidad torácica (fig. 4-10). 
Cuando se requiere un examen minucioso de la cavidad 
bucal, es necesario desprender la mandíbula, lo que se hace 
convenientemente al final, una vez que se haya separado la 
cabeza. En cada cara lateral externa se cortan los músculos de 
la comisura mandibular, hasta llegar a la articulación 
temporomaxilar. Posteriormente, apoyando fuertemente la 
cabeza invertida sobre la mesa, se cortan los ligamentos 
capsulares, se jala la mandíbula hacia atrás, separándola 
completamente (fig. 4-11). 
Figura 4-9. Extracción de lengua. 
Figura 4-10. Separación de lengua, tráquea y esófago hasta la 
entrada a cavidad torácica. 
Cavidad abdominal 
Para la exposición de vísceras abdominales, se hace un corte 
siguiendo la línea media, de la apófisis xifoide hasta la 
sínfisis pubiana. Durante este paso debe tenerse cuidado de
Figura 4-11. Separación de la mandíbula. Corte de músculos, 
ligamentos y desarticulación. 
 
no incidir estómago o intestino. Para ello es una buena 
práctica introducir los dedos índice y medio, levantando con 
ellos la pared abdominal y cortando entre los dos, siguiendo 
la línea media, con el filo del cuchillo hacia arriba o en 
animales pequeños, con la tijera, introduciendo la punta 
roma. 
Después, se cortan los músculos abdominales paralelos al 
borde de la última costilla, en los perros, gatos y cerdos de 
cada lado, en las demás especies sólo del superior. Es 
conveniente hacer otro corte de la sínfisis pubiana hasta la 
tuberosidad isquiática; el colgajo de pared muscular así 
obtenido, se repliega hacia afuera, En las figuras 4-12, 4-13 
y 4-14 se ilustran las vísceras abdominales en posición. En 
este momento se revisa el peritoneo, la posición de las 
vísceras, el líquido peritoneal y se toman las muestras que se 
juzguen necesarias para exámenes bacteriológicos, con el fin 
de evitar la contaminación causada por manipulaciones 
posteriores. 
Cavidad torácica 
Para constatar el vacío de la cavidad torácica, puede 
hacerse, antes de abrirla, una pequeña incisión en el 
diafragma, en cuyo momento se percibe el soplo 
característico cuando el aire entra a la cavidad, en este 
momento, se colapsan los pulmones sanos. 
 LA NECROPSIA 27
Con un cuchillo o bisturí se traza una línea de la última a 
la primera costilla, en perros y gatos de cada lado; en 
caballos y rumiantes del superior, lo más cerca posible de la 
columna