tesis204

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EVALUACIÓN DEL EFECTO DE LOS MICROORGANISMOS EFICACES 
(EM®) SOBRE LA CALIDAD DE UN AGUA RESIDUAL DOMÉSTICA 
 
JUANITA CARDONA GÓMEZ 
LUISA ALEJANDRA GARCÍA GALINDO 
 
 
 
FABIO ROLDÁN, Ph D. 
 Director 
 
 
 
 PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS 
 CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL 
DICIEMBRE DE 2008 
BOGOTÁ D.C 
 
 
ii 
 
TABLA DE CONTENIDOS 
 
LISTA DE TABLAS .................................................................................................................. iii 
LISTA DE FIGURAS ................................................................................................................ iv 
LISTADO DE ANEXOS ............................................................................................................. v 
RESUMEN ............................................................................................................................... vi 
ABSTRACT ............................................................................................................................. vii 
1. INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 1 
2. MARCO TEÓRICO ............................................................................................................... 3 
2.1. Agua Residual (AR) ................................................................................................... 3 
2.1.1. Aguas residuales domésticas (ARD) .......................................................................... 3 
2.2. Calidad de un agua residual doméstica ..................................................................... 5 
2.2.1. Parámetros biológicos ............................................................................................... 5 
2.2.2. Parámetros fisicoquímicos ......................................................................................... 7 
2.3 Tratamiento de las aguas residuales ........................................................................13 
2.4. Microorganismos eficaces (EM®) y su uso en AR .....................................................14 
2.5. Microorganismos del EM® ........................................................................................15 
2.5.1. Bacterias fotosintéticas (Rhodopseudomonas palustris)............................................15 
2.5.2. Bacterias ácido lácticas (Lactobacillus spp.) .............................................................16 
2.5.3. Levaduras (Saccharomyces sp) ................................................................................17 
3. JUSTIFICACIÓN .................................................................................................................19 
4. OBJETIVOS ........................................................................................................................21 
4.1. Objetivo general .......................................................................................................21 
4.2. Objetivos específicos ................................................................................................21 
5. MATERIALES Y MÉTODOS................................................................................................22 
5.1. Verificación de algunas de las técnicas analíticas fisicoquímicas ..............................22 
5.2. Origen del ARD ........................................................................................................23 
5.3. Caracterización inicial del ARD .................................................................................23 
5.4. Montaje de las unidades experimentales (UEs) ........................................................25 
5.5. Evaluación de la dosis de EM® ................................................................................26 
5.6. Evaluación del efecto de la profundidad ....................................................................26 
5.7. Muestreos ................................................................................................................26 
5.8. Realización de los análisis para los parámetros fisicoquímicos y microbiológicos......27 
5.9. Análisis estadístico ...................................................................................................28 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................................................29 
6.1. Verificación de algunas de las técnicas analíticas empleadas ...................................29 
6.2. Caracterización inicial del agua residual doméstica ..................................................30 
6.2.1. Parámetros microbiológicos ......................................................................................30 
6.2.2. Parámetros fisicoquímicos ........................................................................................31 
6.3. Distribución de los datos obtenidos ...........................................................................31 
6.4. Evaluación del efecto de la profundidad ....................................................................32 
6.5. Seguimiento de los parámetros fisicoquímicos y microbiológicos y evaluación 
de las diferentes dosis de EM® ................................................................................34 
6.5.1. Parámetros microbiológicos ......................................................................................34 
6.5.2. Parámetros fisicoquímicos ........................................................................................41 
6.6 Relaciones obtenidas del análisis de componentes principales .....................................55 
7. CONCLUSIONES ............................................................................................................57 
8. RECOMENDACIONES ....................................................................................................58 
9. REFERENCIAS ...............................................................................................................59 
10. ANEXOS .........................................................................................................................67 
 
 
 
 
iii 
 
 
LISTA DE TABLAS 
 
 
Pág 
Tabla 1. Criterios para la clasificación de la calidad de un AR. .......................................4 
 
Tabla 2. Valores máximos y mínimos permitidos en parámetros convencionales de las 
ARD. ...............................................................................................................................5 
 
Tabla 3. Tipo y concentración de microorganismos patógenos encontrados típicamente 
en un ARD sin tratar ........................................................................................................6 
 
Tabla 4. Organismos propuestos en la literatura como indicadores de la contaminación 
fecal humana ..................................................................................................................7 
 
Tabla 5. Criterios organolépticos y físicos de la calidad del agua potable en Colombia ....7 
 
Tabla 6. Criterios químicos de la calidad del agua potable en Colombia ..........................8 
 
Tabla 7. Criterios de la calidad química para características de tipo económico o acción 
indirecta en la salud ........................................................................................................8 
 
Tabla 8. Parámetros fisicoquímicos más importantes relacionados con la calidad de un 
ARD ................................................................................................................................9 
 
Tabla 9. Tipos de tratamientos para aguas residuales ................................................... 13 
 
Tabla 10. Parámetros y concentracionesde las soluciones patrones empleadas para la 
verificación de las técnicas fisicoquímicas analizadas durante el estudio ....................... 23 
 
Tabla 11. Parámetros microbiológicos monitoreados durante el estudio ........................ 24 
 
Tabla 12. Parámetros fisicoquímicos monitoreados durante el estudio .......................... 24 
 
Tabla 13. Precisión y exactitud obtenidos durante la verificación de las técnicas 
analíticas empleadas ..................................................................................................... 30 
 
Tabla 14. Caracterización microbiológica inicial del ARD del pozo séptico del vivero 
Coraflor ......................................................................................................................... 31 
 
Tabla 15. Caracterización fisicoquímica inicial del ARD del pozo séptico del vivero 
Coraflor ......................................................................................................................... 32 
 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1 Montaje de las UEs en el viviero Cloraflor. Se muestran las UEs utilizadas 
para evaluar los diferentes tratamientos y las columnas empleadas para realizar el 
seguimiento fotográfico ................................................................................................. 25 
 
Figura 2 Proceso de aplicación de EM® y toma de muestras. A) Aplicación de dosis 
específicas de EM® a las UEs seleccionadas aleatoriamente como tratamientos. 
B) Homogenización del ARD posterior a la aplicación de EM® y C) Toma de muestras 
en cada uno de los puertos de muestreo ....................................................................... 27 
 
Figura 3 Crecimiento de floraciones de algas observado sobre la superficie de las 
UEs ............................................................................................................................... 33 
 
Figura 4 Crecimiento en placa de los microorganismos evaluados durante el estudio. . 34 
 
Figura 5 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para A) heterótrofos 
totales, B) coliformes totales y C) coliformes fecales teniendo en cuenta los días de 
análisis y los tratamientos aplicados (n=6). .................................................................... 36 
 
Figura 6 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para A) Levaduras, B) 
Lactobacilos y C) bacterias fototróficas teniendo en cuenta los días de análisis y los 
tratamientos aplicados. (n=6). ....................................................................................... 39 
 
Figura 7 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para pH, teniendo en 
cuenta los días de análisis y los tratamientos aplicados (n=6)........................................ 42 
 
Figura 8 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para A) oxígeno disuelto 
(OD), B) demanda biológica de oxígeno (DBO5) y C) demanda química de oxígeno 
(DQO), teniendo en cuenta los días de análisis y los tratamientos aplicados (n=6). ....... 44 
 
Figura 9 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para A) amonio, B) 
niratos y C) nitritos, teniendo en cuenta los días de análisis y los tratamientos 
aplicados....................................................................................................................... 48 
 
Figura 10 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para fosfatos (PO4), 
teniendo en cuenta los días de análisis y los tratamientos aplicados. (n=6) ................... 50 
 
Figura 11 Comparación de los valores medios obtenidos (± s) para A) sulfuros y B) 
sulfatos teniendo en cuenta los días de análisis y los tratamientos aplicados (n=6)........ 52 
 
Figura 12 Comparación de los valores medios obtenidos para sólidos totales (ST), 
teniendo en cuenta los días de análisis y los tratamientos aplicados (n=6) .................... 54 
 
Figura 13 Resultados obtenidos tras la realización del análisis de componentes 
principales (ACP). ......................................................................................................... 56 
 
 
 
 
 
v 
 
 
LISTADO DE ANEXOS 
 
 
ANEXO A ................................................................................................................................67 
 
ANEXO B ................................................................................................................................72 
 
ANEXO C................................................................................................................................73 
 
ANEXO D................................................................................................................................82 
 
ANEXO E ................................................................................................................................83 
 
ANEXO F ................................................................................................................................84 
 
ANEXO G .............................................................................................................................118 
 
ANEXO H............................................................................................................................ 1181 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
RESUMEN 
Los microorganismos eficaces (EM®) han sido reportados como una alternativa frente al 
problema ambiental de la contaminación hídrica, puesto que este consorcio puede 
utilizar los compuestos contaminantes presentes en el agua residual doméstica (ARD) 
como fuente de carbono y energía para su metabolismo y crecimiento, reduciendo así 
sus concentraciones en el agua. El presente trabajo tuvo como objetivo monitorear 
algunos de los cambios fisicoquímicos y microbiológicos que se presentaron en un ARD 
tras aplicar 3 diferentes concentraciones de EM®; evaluando su efecto, la relación entre 
parámetros y de éstos con la calidad del agua, así como el efecto de la profundidad en la 
acción de EM®. Adicionalmente, se busca una aproximación al funcionamiento de EM® 
en este tipo de sistemas de tratamiento. Para este fin se evaluaron tres dosis de EM® 
(1/10000, 1/5000 y 1/3000 v/v), empleando tanques de 1.10 x 0.56 m y 7 mm de espesor 
que contenían 110 L de ARD cada uno (n=3). Se tomaron muestras del ARD en dos 
alturas (20 y 40 cm) a los 0, 10, 30 y 45 días analizando parámetros físicoquímicos (OD, 
pH, T, DQO, DBO5, ST, NO3
-
, NO2
-
, NH4
+
, PO4
-3
, SO4
-2
 y S
2-
) y microbiológicos 
(coliformes totales y fecales, heterótrofos totales, levaduras, lactobacilos y bacterias 
fotróficas). Bajo las condiciones del estudio, los resultados no mostraron diferencias 
significativas entre las profundidades evaluadas, de igual forma no se observaron 
diferencias significativas entre el control y los tratamientos para la mayoría de los 
parámetros, a excepción de la disminución significativa de S
2- 
(30 y 45 d) y coliformes 
fecales (10 d), así como recuentos significativamente mayores en levaduras y mayor 
DBO5 (30 y 45 d) en los tratamientos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
ABSTRACT 
Efficient microorganisms (EM®) have been reported as an alternative against the serious 
environmental problem of hydric contamination, since this microbial consortium can use 
contaminant compounds of domestic wastewater (DWW) like source of carbon y energy 
for its metabolism y growth, by reducing their concentrations in the water. The purpose of 
this investigation was to evaluate some of the physico-chemical y microbiological 
changes that appeared in a DWW after applying three different concentrations of EM®, 
their effect y the relation between evaluated parameters y with thequality of water, as 
well to determine the effect of depth in the EM® action. To accomplish this goal, triplicate 
samples of three different EM® doses were used (1/10000, 1/5000 y 1/3000 v/v). 
Samples were taken from 1.10 x 0.56 m y 7mm of thickness tanks, each one contained 
110 L of DWW (n=3). Two different heights (20 y 40 cm) were sampled on 0, 10, 30 y 45 
days, analyzing physico-chemical (DO, pH, T, COD, BOD5, TS, NO3-, NO2-, NH4+, 
PO4-3, SO4-2y S-2) y microbiological (total y fecal coliforms, total heterotrophic bacteria, 
photrophic bacteria, lactobacilli y yeast) parameters of each sample. Under the study 
conditions, the results did not show significant differences between the evaluated depths, 
nor between controls y treatments for most of evaluated parameters, excepting significant 
diminution of S-2 (30 y 45 d), fecal coliforms (10 d) as well as significant majors counts y 
higher BOD5 (30 y 45 d) of the treatments. 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
Uno de los problemas ambientales más graves en la actualidad es la contaminación del 
recurso hídrico debido a que el problema tiene múltiples causas y se presenta en formas 
muy diversas, con asociaciones y sinergismos difíciles de prever. Este está relacionado 
directamente con cambios demográficos en las últimas décadas, ya que a medida que 
las poblaciones humanas crecen utilizan más el agua para llevar a cabo sus actividades 
cotidianas y productivas, originando cambios físicos, químicos y biológicos en el agua 
resultante. 
 
Las aguas residuales domésticas (ARD), son aquellas que se obtienen luego de que el 
agua es usada en actividades como limpieza general, preparación de alimentos y 
sanitarios, entre otras. Las ARD contienen gran cantidad de materia orgánica (proteínas, 
carbohidratos y lípidos) e inorgánica (sales nutritivas de nitrógeno y fósforo, entre otras) 
que modifica las características fisicoquímicas del agua, generando un ambiente propicio 
para la proliferación de organismos en ellas. 
 
Los organismos presentes en el ARD pueden ser tanto inocuos como patógenos, en 
cuyo caso corre riesgo la integridad de todo aquel que use estas aguas de forma 
indiscriminada; si a esto sumamos las sustancias contaminantes y el exceso en que se 
encuentran es posible explicar el desarrollo reciente de tecnologías físicas, químicas y 
biológicas necesarias para el tratamiento de las ARD. 
 
La tecnología del producto EM® (del ingles efficient microorganisms), basada en la 
actividad sinérgica de consorcios de microorganismos eficaces, ha sido reportada como 
una alternativa para el tratamiento de aguas contaminadas. EM® ha sido aplicado, ya 
que incrementa las densidades de microorganismos que pueden utilizar los compuestos 
presentes en el agua como fuente de carbono y energía para su metabolismo y 
crecimiento, reduciendo sus concentraciones. Además, al emplear una mezcla de varios 
microorganismos, con características metabólicas diferentes y complementarias entre sí, 
la cantidad y variedad de los compuestos que pueden ser degradados será mayor y los 
procesos a su vez, serán más eficaces. 
La Fundación de Asesorías para el Sector Rural (Fundases) empresa sin ánimo de lucro, 
adscrita al Minuto de Dios, produce y difunde la tecnología EM® en Colombia en las 
áreas agrícola, producción animal, saneamiento ambiental, salud humana, construcción 
e industria automotriz. A pesar de que esta empresa ha venido utilizando procesos 
2 
 
biológicos para el tratamiento de aguas residuales domésticas e industriales con la 
adición de EM®, no se ha evaluado el efecto a corto, mediano y largo plazo, de las 
diferentes dosis empleadas en campo. De igual forma, aunque se han observado 
durante su aplicación en campo diferencias en el efecto de EM® a diferentes 
profundidades, este aspecto tampoco ha sido estudiado con detalle. 
Por tanto, esta investigación tuvo por objeto monitorear algunos parámetros 
fisicoquímicos y microbiológicos, al aplicar diferentes dosis de EM®, sobre ARD y 
documentar su efecto sobre la calidad del agua. Así mismo, se buscó determinar si 
existía un efecto significativo sobre los parámetros fisicoquímicos y microbiológicos 
evaluados al aplicar EM® a dos diferentes profundidades. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
2. MARCO TEÓRICO 
 
2.1. Agua Residual (AR) 
El agua residual (AR), es aquella que ha sufrido una alteración en sus características 
físicas, químicas o biológicas por la introducción de contaminantes como residuos 
sólidos, biológicos, químicos, municipales, industriales, agrícolas etc., afectando así los 
ecosistemas acuáticos y su entorno (Novotny, 2003; Sánchez, 2003). Las AR provienen 
del sistema de abastecimiento de una población, por esta razón son líquidos de 
composición variada que pueden clasificarse según su origen en aguas residuales 
domésticas (ARD), industriales, de infiltración y pluviales. Las dos primeras son las más 
relacionadas con la contaminación del agua (Metcalf y Eddy, 2003). 
 
2.1.1. Aguas residuales domésticas (ARD) 
Las aguas residuales domésticas (ARD) son aquellas provenientes de las actividades 
domésticas cotidianas como lavado de ropa, baño, preparación de alimentos, limpieza, 
etc., por lo cual son principalmente una combinación de heces humanas y animales, 
orina y agua gris (Mara y Cairncross, 1990). Estas, presentan un alto contenido de 
materia orgánica, compuestos químicos domésticos como detergentes y compuestos 
clorados y microorganismos patógenos y no patógenos. Las ARD se clasifican de 
acuerdo con su composición, la cual varía según los hábitos de la población que las 
genera (Tablas 1 y 2) (Leyva, 1998). En ocasiones, el agua generada por varias 
industrias puede entrar también en esta clasificación si no contiene una gran proporción 
de sustancias de síntesis química (Mara y Cairncross, 1990) 
 
 En lo que se refiere a la composición de compuestos químicos, las ARD pueden 
contener varios tipos de proteínas (albúminas, globulinas y enzimas industriales 
(detergentes)) producto de la actividad microbiana en la propia ARD; carbohidratos 
como glucosa, sacarosa, almidón y celulosa (Blundi, 1988) y grasas animales y aceites, 
provenientes de los alimentos, junto con los respectivos productos de la degradación de 
los compuestos mencionados, así como sales inorgánicas y otros compuestos inertes 
(Metcalf y Eddy, 2003). 
 
 
 
 
 
 
4 
 
 
 
 
 
 
 
Tabla 1. Criterios para la clasificación de la calidad de un AR. 
 
 
Parámetro 
Concentración 
Baja Moderada Alta 
Sólidos totales (ST) 350 720 1200 
Sólidos disueltos totales (SD) 250 500 850 
Sólidos disueltos fijos 145 300 525 
Sólidos disueltos volátiles 105 200 325 
Sólidos suspendidos totales (SS) 100 220 350 
Sólidos suspendidos fijos 20 55 75 
Sólidos suspendidos volátiles 80 165 275 
Sólidos sedimentables 5 10 20 
Demanda biológica de oxígeno (DBO) 110 160 400 
Demanda química de oxígeno (DQO) 250 220 1000 
Carbono orgánico total (COT) 50 500 290 
Nitrógeno (Total como N) 20 40 85 
N-Orgánico 8 15 35 
N-Amonio libre 12 25 50 
N-Nitratos 0 0 0 
N-Nitritos 0 0 0 
Fósforo (Total como fósforo) 4 8 15 
P-Orgánico 1 3 5 
P-inorgánico 3 5 15 
Cloruros* 30 50 100 
Sulfato* 20 30 50 
Alcalinidad (como CaCO3) 50 100 200 
Grasa 50 100 150 
Coliformes totales 
10
6
-10
7
 
UFC/100ml 
10
7
-10
8 
UFC/100ml 
10
7
-10
9 
UFC/100ml 
Compuestos orgánicos volátiles <100µg/l 100-400µg/l >400µg/l 
*Los valores se deben aumentar en la cantidad en que estos compuestos se hallen 
presentes en las aguas de suministro. 
Nota: Valores en mg/L a menos que se especifique lo contrario. 
(Tomado de: Metcalf y Eddy, 2003) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
Tabla 2. Valores máximos y mínimos permitidos en parámetros convencionales de las 
ARD. 
 
 
Parámetro 
ConcentraciónMínima Máxima 
Sólidos totales 1132 130475 
Sólidos volátiles totales 353 71402 
Sólidos suspendidos totales 310 93378 
Sólidos suspendidos volátiles 95 21500 
Demanda bioquímica de oxígeno 440 78600 
Demanda química de oxígeno 1500 703000 
Nitrógeno total 66 1060 
Nitrógeno amoniacal 3 116 
Fósforo total 20 760 
Alcalinidad 522 4190 
Grasas 208 23368 
pH 1.5 12.6 
Coliformes totales 10
7
/100ml 10
9
/100ml 
Coliformes fecales 10
8
/100ml 10
8
/100ml 
Nota: Valores en mg/L a menos que se especifique lo contrario. 
 (Tomado de: Metcalf y Eddy, 2003) 
 
2.2. Calidad de un agua residual doméstica 
La calidad en general de un agua residual, incluyendo el ARD está determinada por sus 
características o parámetros físicos, químicos y biológicos a partir de los cuales se 
determina que tan aceptable es un agua residual para determinado uso (Luv y Lipták, 
1999; Novotny, 2003). A continuación se explican los parámetros utilizados para 
determinar la calidad del ARD. 
2.2.1. Parámetros biológicos 
Estas características se relacionan con los organismos y microorganismos, en particular, 
bacterias y virus, entre otros, causantes de enfermedades. Para poder clasificar las AR 
de acuerdo a sus características biológicas, se cuenta con valores establecidos que 
dependerán de la utilización que se prevé y los requisitos sanitarios. La gran mayoría de 
los países determina los valores permitidos con base en lo estipulado por la 
Organización Mundial De La Salud (OMS) adaptándolo a sus circunstancias. A 
continuación se presentan algunos de los organismos empleados para determinar la 
calidad biológica del agua (Tabla 3). 
 
En Colombia, en el decreto 1575 de 2007 por el cual se establece el sistema para la 
protección y control de la calidad del agua para consumo humano, se exige que el agua 
debe cumplir con los siguientes valores admisibles desde el punto de vista 
microbiológico, dependiendo de dos diferentes técnicas aprobadas tanto por el Instituto 
Nacional de Salud como por el Ministerio de Salud, para cuantificar Coliformes totales y 
6 
 
E. coli: en el caso de número más probable o la técnica enzimática de sustrato definido 
deben ser 0 NMP/100cm
3
 y de 0 UFC/100 cm
3
, en la técnica de filtración por membrana 
respectivamente; mientras que para la técnica de tubos múltiples de fermentación los 
valores son 0 UFC/100 cm
3 
y de 0 microorganismos/100 cm
3
. Así mismo, en estre 
decreto se reportan los valores correspondientes a los demás parámetros fisicoquímicos, 
permiten seleccionar un determinado tipo de tratamiento para mejorar la calidad del 
agua. 
 
Para evaluar la calidad biológica de un agua se ha planteado, el uso de microorganismos 
indicadores de contaminación fecal (Tabla 4) debido a que presentan un comportamiento 
similar a los patógenos en cuanto a concentración, sensibilidad a factores ambientales y 
barreras artificiales, además resultan más fáciles, económicos y rápidos de cuantificar 
(Castillo, 2001; Metcalf y Eddy, 2003; León-Zapata et al., 2007). Dentro de los 
microorganismos indicadores el más conocido es E. coli, para el grupo de los coliformes 
fecales. Los coliformes son el grupo que cuenta con mayores especificaciones en cuanto 
a concentraciones en la normatividad nacional (Decreto 1594 de 1984, Decreto 475 de 
1998, Decreto 1575 del 2007), aunque en la actualidad, el uso de bacteriófagos para el 
mismo fin es igualmente frecuente (León-Zapata et al., 2007). 
 
 
Tabla 3. Tipo y concentración de microorganismos patógenos encontrados típicamente 
en un ARD sin tratar 
 
Organismo UFC/ml 
Coliformes totales 10
5
-10
6
 
Coliformes fecales 10
4
-10
5
 
Streptococos fecales 10
3
-10
4
 
Enterococos 10
2
-10
3
 
Shigella Presente 
Salmonella 10
0
-10
2
 
Pseudomonas aeroginosa 10
1
-10
2
 
Clostridium perfringens 10
1
-10
3
 
Mycobacterium tuberculosis Presente 
Quistes de protozoos Número de quistes 10
1
-10
3
 
Quistes de Giardia Número de quistes 10
-1
-10
2
 
Quistes de Cryptosporidium Número de quistes 10
-1
-10
1
 
Huevos de Helmintos 10
-2
-10
1
 
Virus entéricos 10
1
-10
2
 
Nota: Valores en UFC/mL a menos que se especifique lo contrario. 
 (Tomado de: Metcalf y Eddy, 2003) 
 
 
 
 
7 
 
 
 
Tabla 4. Organismos propuestos en la literatura como indicadores de la contaminación 
fecal humana 
 
Organismo Características 
Bacterias coliformes 
Estos microorganismos pueden fermentar lactosa con 
generación de gases a 35 ± 0.5°C de 24 ± 2 h a 48 ± 3 h. 
Bacterias coliformes 
fecales 
Se establecen como coliformes fecales aquellos 
microorganismos capaces de generar gas (o colonias) a una 
temperatura de incubación elevada. (44.5 ± 0.2°C durante 24 ± 
2 h. 
Estreptococos fecales 
Este grupo se ha empleado, junto con los coliformes fecales, 
para determinar las fuentes de contaminación fecal recientes. 
Enterococos 
S. faecalis y S. faecium son las dos familias más específicas de 
Enterococos para la determinación de contaminación humana, 
estas se pueden aislar y cuantificar mediante métodos 
analíticos de tipo PCR, filtración por membrana y conteo en 
placa. 
Clostridum 
perfringens 
Bacterias anaerobias formadoras de esporas, y sus 
características la convierten en un indicador útil en los casos en 
los que se realiza la desinfección del agua. 
Pseudomonas. 
aeruginosa y 
Aeromonas. 
hydrophila 
Estos organismos pueden estas presentes en grandes 
cantidades en el agua residual. Ambos se pueden considerar 
como organismos acuáticos y se pueden encontrar en el agua 
en ausencia de fuentes de contaminación fecal inmediatas. 
(Tomado de: Metcalf y Eddy, 2003) 
2.2.2. Parámetros fisicoquímicos 
Existen varios parámetros fisicoquímicos de importancia que caracterizan a las ARD y 
cuyos valores se encuentran estrechamente relacionados con el grado de contaminación 
de la misma. Por esta razón, cuantificar las concentraciones de estas sustancias es de 
gran interés en el tratamiento del AR. 
 
En Colombia, en el Decreto 475 de 1998, en los Artículos 7 y 8 se indican los criterios 
fisicoquímicos y organolépticos permisibles en el agua potable. Los valores se 
presentan a continuación (Tabla 5, 6 y 7) 
 
Tabla 5. Criterios organolépticos y físicos de la calidad del agua potable en Colombia 
 
CARACTERÍSTICAS EXPRESADAS COMO VALOR ADMISIBLE 
Color verdadero Unidades de platino Cobalo < 15 
Olor y sabor Aceptable 
Turbiedad 
Unidades nefelométricas 
de turbidez (UNT) 
 < 5 
Sólidos Totales Mg/L < 500 
Conductividad Micromhos/cm 50 
Sustancias flotantes Ausentes 
 
8 
 
 
Tabla 6. Criterios químicos de la calidad del agua potable en Colombia 
 
CARACTERÍSTICAS EXPRESADAS COMO VALOR ADMISIBLE mg/L 
Aluminio Al 0.2 
Antimonio Sb 0.005 
Arsénico As 0.01 
Bario Ba 0.5 
Boro B 0.3 
Cadmio Cd 0.003 
Cianuro Libre disociable CN- 0.05 
Cianuro total CN- 0.1 
Cloroformo CHCL3 0.03 
Cobre Cu 1.0 
Cromo hexavalente Cr
+6
 0.001 
Fenoles totales Fenol 0.001 
Mercurio Hg 0.0001 
Molibdeno Mo 0.07 
Niquel Ni 0.02 
Nitritos NO2 0.1 
Nitratos NO3 10.00 
Plata Ag 0.01 
Plomo Pb 0.01 
Selenio se 0.01 
Sustancias activas de azul 
de metileno (ABS) 
 
 0.5 
Grasas y Aceites Ausente 
Trihalometanos totales THMs 0.1 
 
Tabla 7. Criterios de la calidad química para características de tipo económico o acción 
indirecta en la salud 
 
CARACTERÍSTICAS EXPRESADAS COMO VALOR ADMISIBLE mg/L 
Calcio Ca 60 
Acidez CaCO3 50 
Hidróxidos CaCO3 <LDAlcalinidad Total CaCO3 100 
Cloruros Cl- 250 
Dureza Total CaCO3 160 
Hierro Total Fe 0.3 
Magnesio Mg 36 
Manganeso Mn 0.1 
Sulfatos SO4
-2
 250 
Zinc Zn 5 
Fluoruros F- 1.2 
Fosfatos PO4
-3
 0.2 
 
Una breve descripción de los parámetros más importantes utilizados en la 
caracterización y determinación de la calidad de las AR (Tabla 8) se presenta a 
continuación. 
9 
 
Tabla 8. Parámetros fisicoquímicos más importantes relacionados con la calidad de un ARD 
PARÁMETRO CARACTERÍSTICAS MÉTODO DE EVALUACIÓN REFERENCIA 
Sólidos totales (ST) 
 
 
Sólidos 
sedimentables 
 
 
Sólidos suspendidos 
 
 
 
Sólidos disueltos 
 
 
Olor 
 
 
 
Temperatura 
 
 
 
 
Densidad 
 
 
Color 
 
 
 
 
 
Son aquellos que permanecen como residuos tras una evaporación del 
agua a temperaturas de 103 a 105ºC. 
 
Son aquellos que gracias a su peso específico y dimensión descienden 
fácilmente cuyo no hay una fuerte agitación. 
 
 
Incluyen materiales particulados que pueden ser sedimentables 
fácilmente aunque hay unos que no lo son. 
 
 
Comprenden moléculas orgánicas, inorgánicas e iones en disolución. 
 
 
Causados por gases provenientes de la descomposición o por 
sustancias olorosas presentes en el agua como aminas, amonio, 
diaminas, sulfuro de hidrógeno mercaptanos y sulfuros orgánicos. 
 
La temperatura de las aguas residuales es mayor a la de las aguas no 
contaminadas debido a la energía liberada durante las reacciones 
bioquímicas que se presentan en la degradación de la materia 
orgánica. 
 
De ella depende la potencial formación de corrientes de densidad en 
fangos de sedimentación. 
 
Es un indicador de la edad del agua. Las aguas frescas aún conservan 
condiciones aerobias que le dan una apariencia grisácea al agua, 
posteriormente en condiciones anaerobias por formación de biomasa y 
la reacción del sulfuro con metales presentes en el agua este adquiere 
un color negro. 
 
 
 
 
En un tiempo determinado (18ml/l 
en 10 minutos o 453ml/l-h) se 
determina con un cono Inhoff. 
 
Se filtra el agua residual en un filtro 
de fibra de vidrio y este es puesto a 
secar antes de pesarlo. 
 
Métodos avanzados como ósmosis 
inversa y destilación. 
 
Pueden ser determinados de 
manera sensorial. 
 
 
Termómetro 
 
 
 
 
Densímetro 
 
 
Fotómetro 
 
 
 
 
 
(Luv y Lipták, 1999). 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
(Leyva, 1998). 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
(Jaramillo y Arias, 
2001). 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
 
 
 
10 
 
PARÁMETRO CARACTERÍSTICAS MÉTODO DE EVALUACIÓN REFERENCIA 
Turbiedad 
 
 
Demanda Biológica 
de Oxígeno (DBO) 
 
 
 
 
Demanda Química 
de Oxígeno (DQO) 
 
 
 
pH 
 
 
 
 
Alcalinidad 
 
 
 
 
Nitrógeno 
 
 
 
 
 
 
 
 
La turbidez es causada por finas partículas de mineral en suspensión, 
biomasa y burbujas que impiden el paso de la luz a través del agua. 
 
Se define como una medida de materia orgánica presente en el agua 
que está determinada por la medición del oxígeno necesario para la 
degradación de materia orgánica por vía biológica. 
 
 
 
Al igual que la DBO es una medida indirecta de la materia orgánica 
presente en el agua y se define como la cantidad de un oxidante 
químico fuerte (ácido crómico) reducido por un residuo orgánico 
expresado en términos en su equivalencia de consumo de oxígeno. 
 
Se refiere a la actividad de ion hidrónio H+ expresada en moles por 
litro. 
La concentración de ión hidrógeno inadecuado en un agua residual 
indica que es difícil su tratamiento por procesos biológicos. 
 
La alcalinidad en un agua residual está determinada por la presencia 
de hidróxidos, carbonatos y bicarbonatos de elementos como el sodio, 
el magnesio, el potasio o el amoniaco. La alcalinidad ayuda a regular 
los cambios en el pH producidos por la adición de ácidos. 
 
El nitrógeno presente en las aguas residuales hace parte de proteínas 
y úrea, que por medio de reacciones biológicas puede ser transformado 
en amoniaco, nitritos y nitratos. El nitrato, es muy móvil en el suelo y en 
el agua.; estas descargas de nutrientes en forma de nitrógeno en el 
agua favorecen el crecimiento masivo de algas causando eutroficación, 
aumento de la DBO y toxicidad en peces por amonio. 
 
 
 
Turbidímetro 
 
 
Se realiza un oxímetro. Es la 
diferencia entre los dos niveles de 
OD presentados entre el 13r y 5to 
día de incubación del AR en 
oscuridad. 
 
Se realiza en la actualidad gracias a 
un Kit colorimétrico 
 
 
 
El pH se puede determinar por 
medio de un pHmetro, aunque 
también puede emplearse papel 
indicador. 
 
Se realiza en la actualidad gracias a 
un Kit colorimétrico 
 
 
 
Se realiza en la actualidad gracias a 
un Kit colorimétrico 
 
 
 
 
 
 
 
(Gray, 1996). 
 
 
(Luv y Lipták, 1999) 
 
 
 
 
 
(Luv y Lipták, 1999). 
 
 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003) 
 
 
 
(APHA, 1999; 
Novotny, 2003; 
Washington State 
Deparment of 
Health, 2005) 
 
 
 
 
11 
 
PARÁMETRO CARACTERÍSTICAS MÉTODO DE EVALUACIÓN REFERENCIA 
Fósforo 
 
 
 
 
 
Oxígeno disuelto 
(OD) 
 
 
 
 
Sulfuro de hidrógeno 
 
 
 
 
 
 
 
 
Metano 
 
 
 
 
Grasas y aceites 
 
 
 
 
 
 
Al igual que el nitrógeno, el fósforo es un nutriente esencial para el 
crecimiento de algas y otros organismos biológicos, este favorece el 
crecimiento de vida acuática no deseada y puede contaminar el agua 
subterránea. 
 
 
El oxígeno disuelto es necesario para el mantenimiento de la vida 
acuática. Los requerimientos de oxígeno disuelto para la conservación 
de los seres vivos depende de la temperatura, presión, contenido de 
sales y la presencia de sustancias químicas oxidables en condiciones 
acuáticas específicas. 
 
Los sulfuros son producidos por la reducción de sulfatos en 
condiciones anaeróbicas, el sulfuro de hidrógeno reacciona con el 
hierro presente en el agua residual formyo sulfuro de hierro u otros 
sulfuros metálicos, estas reacciones provocan corrosión y malos olores. 
 
 
 
 
 
El metano es el principal subproducto de la descomposición anaerobia 
de la materia orgánica, este no se encuentra en grandes cantidades en 
AR 
 
 
Las grasas se hallan entre los compuestos orgánicos de mayor 
estabilidad, y su biodegradación no resulta sencilla. Si no se elimina el 
contenido de grasas en un AR antes del vertido, esta puede interferir 
con la vida biológica en aguas superficiales y crear películas y 
acumulaciones de materia flotante desagradable. 
 
 
Se realiza en la actualidad gracias a 
un Kit colorimétrico 
 
 
 
 
Se puede determinar por el método 
de Winkler o yodométrico o el que 
utiliza electródos de membrana. 
 
 
 
Los métodos cuantitativos para la 
detección de sulfuro de hierro 
incluyen el azul de metileno, el 
potenciométrico y el yodométrico y 
los cualitativos la prueba de 
antimonio, la del electrodo plata-
sulfuro de plata, prueba de papel de 
acetato de plomo y láminas de plata. 
 
Se realiza en la actualidad gracias a 
un Kit colorimétrico 
 
 
 
Extracción química y cuantificación 
 
 
 
 
 
 
(Novotny, 2003) 
 
 
 
 
 
(Leyva, 1998; 
Jaramillo y Arias, 
2001;) 
 
 
 
(APHA, 1992; 
Jaramillo y Arias, 
2001) 
 
 
 
 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003) 
 
 
 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
 
 
 
12 
 
PARÁMETRO CARACTERÍSTICAS MÉTODO DE EVALUACIÓN REFERENCIA 
Compuestos 
orgánicos volátiles 
(COVs) 
 
 
Se consideran compuestos orgánicos volátiles aquellos compuestos 
orgánicos que tienen su punto de ebullición por debajo de los 100°C, 
y/o una presión mayor que 1mm de Hg a 25°C. Los compuestos 
orgánicos volátiles son muy móviles en estado gaseoso por lo que su 
liberación al medio ambiente se hace más sencilla, estos compuestos 
también contribuyen al aumento de hidrocarburos reactivos en la 
atmósfera. 
El contenido de grasa se determina 
por la extracción de la muestra con 
triclorofluoroetano, debido a que la 
grasa es soluble en él. 
(Metcalf y Eddy, 
2003). 
 
 
13 
 
2.3 Tratamiento de las aguas residuales 
El tratamiento de las AR se divide en preliminar,primario, secundario y terciario (Tabla 
9), indicando así el nivel de remoción de contaminantes que se alcanza a medida que se 
pasa de un tratamiento a otro (Orozco y Salazar, 1989). La selección de un tratamiento 
para un AR depende de diversos factores como las características iníciales del agua, el 
requerimiento de la calidad del efluente y los costos y la disponibilidad de un terreno 
destinado para tal fin (Ramalho, 1983). A continuación se presentan las principales 
características de cada tipo. 
 
Tabla 9. Tipos de tratamientos para aguas residuales 
 
Tipo de 
tratamiento 
Características Ejemplos Referencia 
Preliminar 
Su objetivo es eliminar 
cualquier elemento que pueda 
entorpecer alguna de las 
etapas siguientes del 
tratamiento como sólidos 
gruesos, arena, aceites y 
grasas. 
Rejas y cribas de 
barras, tamices, 
desmenuzadores 
desarenadores, 
separadores de grasas y 
aceites, tanques de 
preaireación y 
aliviaderos. 
(Ramalho 
1983; 
Eckenfelder y 
Grau, 1992; 
Seoanez, 
1996) 
Primario 
El objetivo del tratamiento 
primario es la remoción de la 
materia orgánica suspendida 
(40 a 60%), por medio de 
procedimientos físicos, 
químicos y a veces biológicos. 
Fosas sépticas, tanques 
de doble acción, 
tanques de 
sedimentación, filtración, 
neutralización y 
flotación. 
(Ramalho 
1983; Diehl y 
Jeppsson 
1998) 
Secundario 
Su objetivo es la remoción de 
la materia orgánica disuelta, 
medida como demanda 
bioquímica de oxígeno (DBO) 
que no pudo ser removida en 
el tratamiento primario. En este 
tratamiento se estimula de 
manera controlada el 
crecimiento de 
microorganismos 
degradadores de materia 
orgánica. El porcentaje de 
remoción de DBO en este tipo 
de tratamientos es 
aproximadamente del 90% 
Lechos bacterianos, 
lodos activados, lagunas 
de estabilización, 
biodiscos, filtros 
bacterianos, filtros 
percoladores, reactor de 
lodos de flujo 
ascendente (UASB) 
(Gaudy y 
Gaudy, 1971; 
Seoanez, 
1996; Metcalf 
y Eddy 2003) 
 
Terciario 
El objetivo del tratamiento 
terciario, o avanzado, es 
remover cualquier otro 
elemento no deseado Esta 
etapa del tratamiento está 
generalmente enfocada a la 
remoción de nutrientes 
(nitrógeno y fósforo). 
Cloración, ozonización, 
carbón activado, 
intercambio iónico, 
ósmosis inversa, 
rizofiltración. 
(Seoaenz, 
1996; Boari et 
al., 1997; 
Eckenfelder, 
2000; Metcalf 
y Eddy, 2003). 
 
14 
 
Como parte de los tratamientos descritos anteriormente y principalmente del tratamiento 
secundario, el componente biológico es de gran importancia. Enmarcado dentro de esta 
clase de tratamientos se encuentra EM®, cuyos microorganismos se describen con más 
detalle a continuación. 
2.4. Microorganismos eficaces (EM®) y su uso en AR 
Se usa el término “microorganismos eficaces” o en inglés efficient microorganisms (EM®) 
para denotar cultivos mixtos específicos de microorganismos benéficos conocidos que 
son empleados efectivamente como inoculantes microbianos (Higa y Parr, 1994). EM® 
es una tecnología desarrollada por el Doctor Teruo Higa en la década de los ochenta en 
Okinagua, Japón y ha sido empleada en diferentes campos como la agricultura, industria 
animal, remediación ambiental, entre otros y se encuentra en la actualidad ampliamente 
distribuida (Sangkkara, 2002). 
 
EM® es un cultivo mixto de microorganismos no modificados genéticamente, con 
diversos tipos de metabolismo, que al encontrarse juntos presentan relaciones 
sinergistas, de cooperación y cometabolismo (Higa y Parr, 1994). Estudios de las 
interacciones entre los diferentes integrantes de las comunidades microbianas han 
demostrado en varias ocasiones una mayor eficiencia de estos consorcios en los 
procesos de degradación, frente a estudios que involucran sólo a un gremio (Atlas y 
Bartha, 1998). El Dr. Higa encontró que se creaba un efecto potencializador al mezclar 
microorganismos con diversas características metabólicas. 
 
Los microorganismos del EM® poseen varias características útiles en procesos de 
biorremediación, entre las cuales se encuentran la fermentación de materia orgánica sin 
la liberación de malos olores y su capacidad de convertir los desechos tóxicos (H2S) en 
sustancias no tóxicas (SO4) (García, 2006), propiedades desionizantes que favorecen la 
detoxificación de sustancias peligrosas, quelación de metales pesados, producción de 
enzimas como la lignina peroxidasa, entre otras (Wididana y Higa, 1997). 
 
Aunque EM® ha sido usado exitosamente en muchos aspectos de manejo ambiental no 
existen muchos reportes científicos de su uso en aguas residuales (Okuda y Higa, 2005). 
La razón por la cual EM® ha sido empleado para el tratamiento de AR es que los 
microorganismos que contiene secretan ácidos orgánicos, enzimas, antioxidantes y 
quelantes metálicos creyo un ambiente antioxidante que ayude al proceso de separación 
sólido/líquido, el cual es el fundamento de la limpieza del agua (Higa y Chinen 1998). 
 
Estudios realizados por Silva y Silva (1995) emplearon EM® para el tratamiento de ARD 
utilizyo el sistema de lodos activados. Los resultados mostraron que el consumo de 
15 
 
oxígeno en el sistema de tratamiento disminuyó al igual que la producción de lodos, la 
DQO y los malos olores. Clesceri et al. (1999), realizaron un estudio para determinar el 
efecto de EM® en la estabilización de lodos sépticos, mostrando disminución de olor, pH 
y coliformes. De igual forma, Szymansky y Patterson (2003), evaluaron la efectividad del 
uso de EM®, para reducir olores y disminuir la cantidad de lodos generados en los 
tratamientos de AR, se evaluaron alcalinidad, pH, conductividad, ST, SS y SD, 
presentando significativas mejoras en estos parámetros. Por su parte, Ngurah (2005) 
realizó una investigación en el cual se probó EM®, a escala de laboratorio (2 L de AR), 
con 2 pH diferentes (4 y 7) en aireación constante durante 10 d; los datos obtenidos 
mostraron disminución en las concentraciones de los parámetros DBO5, DQO y SS. 
En lo que se refiere a Colombia, Roldán y col., (2007) encontraron que tras la aplicación 
de EM®, tanto en agua residual doméstica como sintética, se evidenciaron significativas 
disminuciones en el contenido de coliformes en las aguas. 
2.5. Microorganismos del EM® 
2.5.1. Bacterias fotosintéticas (Rhodopseudomonas palustris) 
Dentro de gremio de organismos fotosintéticos que hacen parte de EM® se encuentra 
Rhodopseudomonas palustris. Estas son bacterias fototróficas facultativas clasificadas 
dentro de las bacterias púrpura no del azufre, el cual comprende un grupo variado, tanto 
en morfología, filogenia y su tolerancia a diferentes concentraciones de azufre (Holt, 
2000). Son microorganismos capaces de producir aminoácidos, ácidos orgánicos y 
sustancias bioactivas como hormonas, vitaminas y azúcares empleados por otros 
microorganismos, heterótrofos en general, como sustratos para incrementar sus 
poblaciones (Vivanco, 2003). 
 
R. palustris es encontrada comúnmente en suelo y aguas y posee un metabolismo muy 
versátil al degradar y reciclar gran variedad de compuestos aromáticos, como 
bencénicos de varios tipos encontrados en el petróleo, lignina y sus compuestos 
constituyentes y por lo tanto está implicado en el manejo y reciclaje de compuestos 
carbonados. No sólo puede convertir CO2 en material celular, sino también N2 en amonio 
y producir H2 gaseoso. Crece tanto en ausencia como en presencia de oxígeno (JGI, 
2005). En ausencia de oxígeno, prefiere obtener toda su energía de la luz por medio de 
la fotosíntesis, crece y aumenta su biomasa absorbiendo CO2, pero también puede 
crecer degradando compuestos carbonados tóxicos y no tóxicos cuyo el oxígeno está 
presente llevando a cabo respiración (JGI, 2005). 
 
Este microorganismo presenta un crecimiento fototautotrófico con H2, sulfuro y tiosulfato 
como donadores de electrones en presencia de pequeñas cantidades de extracto de 
16 
 
levadura.Su crecimiento fotoheterótrofico es posible con varios sustratos orgánicos 
como azúcares simples y complejos. El sulfato puede ser usado como la única fuente de 
azufre, mientras que el amonio, dinitrogeno, algunos aminoácidos, y en algunas cepas el 
nitrato, pueden ser usados como fuente de nitrógeno. Como factores de crecimiento 
requiere de p-aminobenzoato y, algunas cepas biotina. Su crecimiento óptimo ocurre a 
una temperatura de 30-37°C y pH 6.9 (rango 5.5-8.5) (Holt, 2000). En ocasiones no se 
hace uso de Rhodopseudomonas porque no se conoce detalladamente su metabolismo. 
Sin embargo, estas bacterias se han utilizado tanto en cultivos puros como mixtos para 
evaluar su actividad metabólica (Kyun et al., 2004). 
 
Debido a la gran variedad de rutas metabólicas que puede llegara a tomar este 
microorganismo según sus necesidades y condiciones ambientales, como parte del 
mismo produce una serie de enzimas y coenzimas según sea el caso, dentro de las que 
se encuentran amilasas, hidrolasas y proteasas, así como ubiquinonas y la coenzima 
Q10, las cuales participan directamente en los procesos de remoción de sulfuro de 
hidrógeno, nitratos, sulfatos, sulfitos, hidrocarburos, halógenos y nitratos reduciendo de 
esta forma la demanda biológica de oxígeno (Cetinkaya y Ostürk, 1999) 
 
Teniendo en cuenta las condiciones de crecimiento para la bacteria fototrófica 
R. palustris, así como los estudios reportados por Honda et al., (2006), en donde se 
optimiza el crecimiento de estos microorganismos bajo condiciones de anaerobiosis para 
el tratamiento de AR, se considera que las poblaciones de estos microorganismos 
pueden llegar a adaptarse de forma exitosa a las condiciones que presentan las ARD. 
2.5.2. Bacterias ácido lácticas (Lactobacillus spp.) 
Dentro de los microorganismos que conforman el multicultivo EM® los más abundantes 
son las bacterias ácido lácticas. Estos microorganismos producen ácido láctico a partir 
de azúcares y otros carbohidratos generados por bacterias fotosintéticas y levaduras, 
como parte de su metabolismo. El ácido láctico es un componente con propiedades 
bactericidas que puede suprimir a los microorganismos patógenos (Rodríguez-
Palenzuela, 2000), mientras ayuda a la descomposición de la materia orgánica, incluso 
en el caso de compuestos recalcitrantes como la lignina o la celulosa, ayudando a evitar 
los efectos negativos de la materia orgánica que no puede ser descompuesta 
(Sustainable Community Development, 2001). 
 
No se tiene gran información precisa acerca de la forma en la cual actúan las bacterias 
acido lácticas en el tratamiento de las aguas contaminadas, pero teniendo en cuenta sus 
características, se plantea que al disminuir el pH se genera una inhibición de patógenos 
(Early, 1998). Sin embargo, no sólo el ácido láctico es responsable de los efectos 
17 
 
antimicrobianos generados por los lactobacilos. En el estudio realizado por Kelly et al. 
(1998), se determinó que parte del comportamiento antagónico frente a patógenos del 
ácido láctico se debía a la producción de péptidos antimicrobianos y compuestos de bajo 
peso molecular, como la bacteriosina clase I, y la nisina, péptido de 34 carbonos que es 
activo frente a la mayoría de las bacterias Gram positivas. 
 
En lo que se refiere a los requerimientos de crecimiento para el grupo de las bacterias 
ácido lácticas, se encuentran como generalidades que estas son bacterias 
microaerofílicas, razón por la que debe procurarse que la incubación se realice en una 
atmósfera con 5% de CO2. Por lo general, para su crecimiento se emplean un incubación 
de 3 días, a 37°C o hasta 5 días a 30°C, puesto que son microorganismos de 
crecimiento relativamente lento y sus rendimientos metabólicos dependen de la 
temperatura directamente (Merck, 2003). 
2.5.3. Levaduras (Saccharomyces sp) 
El tercer grupo dentro de los gremios de microorganismos presentes en EM® son las 
levaduras. Todos los miembros de Saccharomyces emplean diversas fuentes de carbono 
y energía. En primer lugar se encuentran la glucosa y la sacarosa, aunque también 
pueden emplearse fructuosa, galactosa, maltosa y suero hidrolizado, ya que 
Saccharomyces no puede asimilar lactosa. También puede utilizarse etanol como fuente 
de carbono. El nitrógeno asimilable debe administrarse en forma de amoníaco, urea o 
sales de amonio, aunque también se pueden emplear mezclas de aminoácidos. Ni el 
nitrato ni el nitrito pueden ser asimilados. (Harvey et al., 1985). 
 
Aparte de carbono y el nitrógeno los macroelementos indispensables son el fósforo que 
se emplea comúnmente en forma de ácido fosfórico y el Mg
+2
 como sulfato de magnesio, 
que también provee azufre. Finalmente son también necesarios el Ca
+2
, Fe
+2
, Cu
+2
 y Zn
+2
 
como elementos menores. Un requerimiento esencial está constituido por las vitaminas 
del grupo B como biotina, ácido pantoténico, inositol, tiamina, piridoxina y niacina. 
Existen sin embargo, algunas diferencias entre las distintas cepas. Entre las vitaminas 
mencionadas la biotina es requerida por casi la totalidad de las mismas. (Harvey et al., 
1985). 
 
Estos microorganismos sintetizan sustancias antimicrobianas a partir azúcares, y 
aminoácidos secretados por las bacterias fotosintéticas, también producen sustancias 
bioactivas como hormonas y enzimas que son sustancias empleadas por las bacterias 
ácido lácticas presentes en el EM® (ACARA, 2006). 
 
18 
 
Como parte de su metabolismo fermentativo, las levaduras producen etanol en 
relativamente altas concentraciones, que es también reconocida como sustancia 
antimicrobiana (Mlikota et al., 2004). Se asume por lo tanto que al degradar los 
carbohidratos presentes en AR, se producirá etanol, el cual puede funcionar como 
sustancia antagónica frente a microorganismos patógenos (Sustainable Community 
Development, 2001). 
 
Los requerimientos anteriormente mencionados cambian según las condiciones de 
cultivo, ya que el aumento de la aerobiosis disminuye los requerimientos de esa vitamina 
y el uso de urea como fuente de nitrógeno los aumenta por la necesidad de biosíntesis 
de 3 sistemas enzimáticos que contienen biotina. En el caso de la tiamina, se ha 
demostrado que aumenta la actividad fermentativa de la levadura (Harvey et al., 
1985).Teniendo en cuenta que durante el presente estudio, las condiciones fueron 
anaeróbicas, los requerimientos de estas vitaminas y sus efectos sobre las poblaciones 
pudieron variar, a pesar de que las ARD, se caracterizan por ser una muy buen fuente de 
compuestos vitamínicos. 
 
Finalmente debe mencionarse al O2 como otro requerimiento para la producción de 
levadura, puesto que se necesita 1 g de O2 para la producción de 1 g de levadura seca 
en el caso de crecimiento en condiciones óptimas. Si existe limitación de O2 no se 
puede alcanzar los rendimientos óptimos, lo cual genera que los valores normales de la 
velocidad específica de crecimiento para levaduras, que se encuentran en el orden de 
0,45 a 0,6 h 
-1
 como máximo, sean mucho menores (Adams, 1986). Es así como 
S. cereviceae, puede encontrar condiciones óptimas en un rango relativamente amplio 
de condiciones de oxígeno, puesto que a pesar de requerir este factor para su 
crecimiento, sus exigencias no son altas y con bajas concentraciones, puede realizar 
normalmente su metabolismo fermentativo, aunque es probable que lo haga en una 
forma un poco menos eficiente (Adams, 1986). 
 
Así mismo, para las poblaciones de levaduras, la temperatura óptima se ha establecido 
en 28.5 °C, dado que a mayores temperaturas disminuye el rendimiento, probablemente 
debido al aumento de energía de mantenimiento (Adams, 1986). 
 
El rendimiento celular puede también afectarse por la presencia de inhibidores como 
SO2, ácido aconítico y metales pesados o restos de herbicidas o bactericidas que 
pueden estar presentes en lasmelazas (Sustainable Community Development, 2001). 
 
 
19 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
 
Las aguas residuales domésticas (ARD) presentan un alto contenido de carbohidratos, 
proteínas, ácidos grasos, sales minerales y otros compuestos químicos sintéticos, lo cual 
las convierten en ambientes que favorecen el crecimiento de microorganismos 
patógenos. Estos microorganismos emplean estos compuestos como fuente de carbono 
y energía para su metabolismo y crecimiento, generando durante este proceso malos 
olores por la descomposición de la materia orgánica e inorgánica, siendo esta una de las 
razones que no permite reutilizar las aguas residuales (Ngurah, 2005). 
 
La industria proporciona un amplio repertorio de productos para la remediación de AR 
que, en general, se obtienen por síntesis química, lo cual resulta tóxico y peligroso para 
el ambiente. Debido a una mayor sensibilidad de la sociedad ante los problemas 
medioambientales y una mayor valoración de los productos ecológicos por los 
consumidores (Castillo et al., 2005), existe un interés creciente en desarrollar alternativas 
sostenibles que sustituyan la utilización masiva de sustancias sintéticas por productos 
naturales. 
 
Adicionalmente, el tratamiento de AR llevado a cabo con métodos convencionales 
requiere un costo extra representado en productos químicos tales como coagulantes o 
productos clorados de alto valor en el mercado, lo cual no los hace disponibles para 
todos los sectores que los necesitan. Es por esto que es de gran interés la 
implementación de una tecnología económica y eficaz para la solución de este problema. 
Los microorganismos eficaces (EM®) se presentan como una alternativa asequible en el 
área del tratamiento de ARD, por sus beneficios y menor costo. 
 
La capacidad de los microorganismos presentes en el EM® de interactuar entre si y con 
los microorganismos presentes en el agua gracias a sus productos metabólicos tales 
como los ácidos, enzimas antioxidantes, quelatos y sustancias promotoras de 
crecimiento, entre otros (Ngurah, 2005) justifican el uso del EM® en el tratamiento de 
AR. Lo anterior, ha sido sustentado por Investigaciones como la de Fioravanti (2005) en 
Costa Rica, la cual buscó documentar la efectividad de EM® en el mejoramiento de 
algunos parámetros utilizados para medir la calidad del agua. En Colombia, Roldán et al. 
(2007), realizaron una aproximación acerca de la dosificación, tiempo de permanencia de 
EM® en AR y el monitoreo de parámetros fisicoquímicos y microbiológicos, encontrando 
una disminución significativa en las poblaciones de coliformes totales. A excepción de 
este trabajo, en la actualidad no se cuenta con estudios de este tipo en nuestro país, en 
los cuales se presente una debida documentación de los procesos realizados y de los 
resultados obtenidos. 
20 
 
Teniendo en cuenta, lo anterior, se hace evidente la necesidad de llevar a cabo una 
mayor cantidad de estudios en donde se evalúen diferentes parámetros, como 
concentración y profundidad. Por esta razón, se desea realizar un estudio experimental 
que documente el uso de estos microorganismos en el tratamiento de ARD en nuestro 
país, ya que un trabajo bajo estas condiciones nunca antes se ha realizado. 
 
A pesar de que la Fundación de Asesorías para el Sector Rural (Fundases), ha venido 
utilizando procesos biológicos para el tratamiento de ARD y Aguas residuales 
industriales (ARI) con la adición de EM®, en varios sectores industriales como el 
camaronero y agrícola, en los cuales se han observado resultados satisfactorios, el 
efecto de las diferentes dosis empleadas en campo a corto, mediano y largo plazo no ha 
sido completamente evaluado y documentado, lo cual permitiría optimizar diversos 
parámetros del proceso. 
 
Se esperaba que la aplicación de EM® presentara un efecto diferencial entre aquellas 
unidades experimentales tratadas con respecto a los controles, principalmente en la 
remoción de olores (sulfuros), así como de coliformes totales y fecales y la permanencia 
en el tiempo de las poblaciones de microorganismos presentes en EM®. 
 
Los objetivos de este trabajo fueron, en primera instancia, monitorear algunos de los 
cambios fisicoquímicos (OD, pH, Temperatura, DQO, DBO5, ST, NO3
-
, NO2
-
, NH4
+
, PO4
-3
, 
SO4
-2
 y S
2-
) y microbiológicos (coliformes totales, coliformes fecales, heterótrofos totales, 
levaduras, lactobacilos y bacterias fototróficas) que se presentaron en el ARD tras aplicar 
tres diferentes dosis de EM®, buscando evaluar su efecto, la relación entre los 
parámetros evaluados y de estos con la calidad del agua. Así mismo, se buscó 
determinar si existía un efecto significativo de la profundidad en la acción EM® en el 
ARD tratada. Lo anterior procurando dar explicación al funcionamiento del producto EM® 
en este tipo de sistemas de tratamiento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
4. OBJETIVOS 
4.1. Objetivo general 
 
 Evaluar el efecto de EM® sobre la calidad de un agua residual doméstica. 
 
4.2. Objetivos específicos 
 
 Realizar un seguimiento en el tiempo de parámetros microbiológicos y 
fisicoquímicos de un agua residual doméstica tratada con EM®. 
 Evaluar si la profundidad presenta un efecto sobre el la acción de EM®. 
 Evaluar tres diferentes dosis de EM® para el tratamiento de un agua residual 
doméstica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
22 
 
5. MATERIALES Y MÉTODOS 
Para evaluar el efecto de diferentes dosis de EM®, así como de la profundidad, sobre la 
calidad de un agua residual doméstica (ARD), se realizó el seguimiento de algunos 
parámetros fisicoquímicos y microbiológicos relacionados con su calidad. 
Inicialmente, se realizó una caracterización microbiológica y fisicoquímica del ARD 
proveniente del pozo séptico del vivero Coraflor (Fundases), del cual se obtuvieron las 
muestras para el estudio de ARD, buscando determinar las cargas iniciales tanto de los 
microorganismos como de los parámetros fisicoquímicos a monitorear, para así 
establecer protocolos de análisis en rangos adecuados según sus concentraciones en el 
posterior procesamiento de las mismas durante todo el estudio. 
 
Se emplearon canecas de PVC como unidades experimentales (UEs), que contenían el 
ARD a tratar junto con una de las dosificaciones asignadas como tratamiento. El 
seguimiento se realizó durante 45 días. Se evaluaron 3 dosis de EM®: 1/3000, 1/5000 y 
1/10000 y se estableció si la profundidad (20 y 40 cm) presentaba un efecto sobre la 
calidad del ARD tratada con EM®. 
5.1. Verificación de algunas de las técnicas analíticas fisicoquímicas 
Nueve de los parámetros fisicoquímicos seleccionados para el estudio como indicadores 
de la calidad de agua, fueron sometidos a una verificación de sus técnicas analíticas. 
Esto parámetros fueron: DQO, DBO5, sólidos totales (ST), NO3
-
, NO2
-
, NH4
+
, PO4
-3
, SO4
-2
 
y S
2-
. Se prepararon patrones de concentración conocida de cada uno de los analitos 
(Tabla 10) y a partir de estos se realizó la medición por las técnicas respectivas, con el 
fin de garantizar la precisión y exactitud de los analistas y la técnica. 
 
Los dos analistas realizaron tres repeticiones por cada uno de los parámetros para un 
total de seis repeticiones. 
 
Se consideraron como verificadas aquellas técnicas que presentaron un coeficiente de 
variación (CV) y desviación estándar (s), que cumplieran con lo establecido por la casa 
comercial del kit empleado o el procedimiento operativo estándar (POE) de los 
laboratorios de Fundades, es decir, precisas y porcentajes de error (%error) < 10%, es 
decir exactas. 
 
 
 
 
23 
 
Tabla 10. Parámetros y concentraciones de las soluciones patrones empleadas para la 
verificación de las técnicas fisicoquímicas analizadas durante el estudio 
Parámetro 
Concentración de la 
sln patrón (mg/L) 
 DQO 500 
 DBO5180 
 ST 250 
 NO3
-
 9 
 NO2
-
 10 
 NH4
+
 15 
 PO4
-2
 1 
 SO4
-2
 20 
 S
2-
 20 
5.2. Origen del ARD 
El ARD se obtuvo del pozo séptico del vivero Coraflor, el cual pertenece a la Fundación 
de Asesorías para el Sector Rural (FUNDASES), ubicado a 1 Km de la inspección de 
Puente Piedra, vía Subachoque (Cundinamarca). Para el muestreo, se utilizó un 
muestreador de agua tipo Uhlad con el cual se tomaron muestras de 1 L a tres diferentes 
profundidades (0.20, 0.70 y 1.20 m), para formar una muestra compuesta de 3 L. En total 
se obtuvieron tres muestras compuestas las cuales fueron colocadas en recipientes 
plásticos estériles y almacenadas (4-6ºC) hasta su análisis. 
5.3. Caracterización inicial del ARD 
Se realizó la caracterización fisicoquímica y microbiológica inicial del ARD del pozo para 
identificar en que estado se encontraba según los parámetros de para la calidad del 
agua señalados por Metcalf y Eddy (2003), así como para determinar los rangos en los 
que se encontraban los parámetros buscando establecer las diluciones a emplear en la 
medición de cada parámetro para garantizar una buena lectura según el alcance de cada 
técnica. 
 
Se siguieron las metodologías establecidas en los planes operacionales estándar (POEs) 
de los laboratorios de Microbiología y de Química de Aguas de Fundases, para cada una 
de las técnicas. 
 
Se realizó la caracterización microbiológica de las muestras para describir concentración 
microbiana tanto de indicadores de contaminación fecal (Coliformes Totales y Fecales) y 
heterótrofos totales, como de los microorganismos presentes en EM® sobre medios de 
cultivo específicos (Anexo A) y empleando la técnica de recuento en placa (Tabla 11). 
24 
 
 
 
Tabla 11. Parámetros microbiológicos monitoreados durante el estudio 
Microorganismos Método 
Medio De 
Cultivo 
Tiempo 
Incubación 
(d) 
Temperatura 
Incubación 
(°C) 
Lactobacillus spp. NTC 5034-2003 MRS 4 37 
Rhodopseudomonas 
sp. 
Norma interna 
Fundases 
Van Niel’s 
5-7 30 
Sacharomyces sp. NTC 4132-2003 
Rosa de 
Bengala 
1 24 
Heterótrofos totales Oxoyd 2007 R2A 1 24 
Coliformes totales NTC 4458-2003 Chromocult® 1 37 
Coliformes fecales NTC 4458-2003 Chromocult® 1 37 
 
Así mismo, con respecto a los parámetros fisicoquímicos se evaluaron aquellos que se 
consideraron más relevantes según los fines del estudio (Tabla 12) dentro de los 
presentados por Metcalf y Eddy (2003). Todos los análisis fueron realizados en los 
laboratorios de Fundases en Bogotá D.C. 
 
Tabla 12. Parámetros fisicoquímicos monitoreados durante el estudio 
Parámetro Método Equipo 
Demanda química 
de oxígeno (DQO) 
Reflujo cerrado por método 
colorimétrico 5220D. (Merck y 
Styard Methods, 1999) 
Termoreactor y 
espectofotómetro (NOVA 60) 
Demanda 
biológica de 
oxígeno (DBO5) 
Método oximétrico, 5210. 
(Styard Methods, 1999). 
Método sin filtración. 
Multiparamétrico (WTW 340i) con sonda 
para determinación de Oxigeno disuelto 
(Cell Ox) e incubadora a 20ºC (Oxi Top 
Box). 
Sólidos totales 
(ST) 
Método gravimétrico 2540B a 
103-105°C. (Styard Methods, 
1999). 
Horno de secado (Novatec) 
Nitratos (NO3
-
) 
Método fotométrico del ácido 
4500- NO3
-
. (Styard Methods, 
1999). 
Equipo de filtración y espectofotómetro 
(NOVA 60) 
Nitritos (NO2
-
) 
Método fotométrico de la sal de 
diazonio. 4500-NO2
-
 B. (Styard 
Methods, 1999). 
Equipo de filtración y espectofotómetro 
(NOVA 60) 
Amonio (NH4
+
) 
Método de nitrógeno amoniacal 
4500-NH4
+
 D. (Styard Methods, 
1999). 
Equipo de filtración y espectofotómetro 
(NOVA 60) 
Fosfatos (PO4
-3
) 
Método fotométrico del 
fosfomolibdeno 4500-P E. 
(Styard Methods, 1999). 
Equipo de filtración y espectofotómetro 
(NOVA 60) 
Sulfatos (SO4
-2
) 
Método Turbidimétrico 4500 
SO4
-2-
E. (Styard Methods, 
1999). 
espectofotómetro (NOVA 60) 
Sulfuros (S
2-
) 
Método yodimétrico 4500-S
2-
- 
E. (Styard Methods, 1999). 
Equipo de filtración al vacío y placas de 
agitación magnética con barras de 
agitación en TFE 
Oxígeno disuelto 
(OD) 
Método potenciométrico, 
4500-O G (Styard Methods, 
1999). 
Multiparamétrico (WTW 340i) con sonda 
para determinación de Oxigeno disuelto 
(Cell Ox) 
pH 
Método potenciométrico 4500-
H. (Styard Methods, 1999). 
Multiparamétrico (WTW 340i) con 
electrodo sensis (WTW). 
Temperatura Multiparamétrico (WTW340i). 
 
25 
 
5.4. Montaje de las unidades experimentales (UEs) 
Las dimensiones de cada UE fueron: 1.10 x 0.56 m y 7 mm de espesor con una 
capacidad total de 250 L. En cada UE, se adaptaron dos llaves de plástico instaladas a 
0.20 y 0.40 m de la base las cuales se utilizaron como puertos de muestreo. 
 
Con el fin de llevar un registro fotográfico del proceso y observar los cambios en el 
tiempo, se emplearon columnas de acrílico translúcido de 1.50 x 0.53 m y 4 mm de 
espeso una para cada tratamiento (Figura 1). 
 
 
Figura 1 Montaje de las UEs en el viviero Cloraflor. Se muestran las UEs utilizadas para 
evaluar los diferentes tratamientos y las columnas empleadas para realizar el 
seguimiento fotográfico 
 
Las UEs se ubicaron en un invernadero del vivero Coraflor, adaptado con plástico 
transparente especial para proteger el montaje de los posibles cambios de clima, con el 
fin de lograr una óptima realización del estudio. Las UEs fueron llenadas con 110 L de 
ARD proveniente del pozo séptico con la ayuda de una motobomba. Una vez realizado el 
proceso de llenado, a cada UE se le asignó aleatoriamente como control o tratamiento. 
 
 
 
40cm 
cm 
 20cm 
 
20 
cm 
 
Unidad experimental 
(UE) 
 
Columna para 
Seguimiento fotográfico 
 
 
26 
 
Las columnas de acrílico empleadas para el seguimiento fotográfico, se llenaron, se 
marcaron según correspondiera como control o tratamiento y finalmente fueron cubiertas 
con una bolsa negra para simular condiciones similares de las UEs. 
5.5. Evaluación de la dosis de EM® 
Para evaluar el efecto de la concentración de EM® en el tratamiento del ARD, se 
seleccionaron tres dosis: 1/3000, 1/5000 y 1/10000 (v EM® / v ARD), de acuerdo con las 
dosis empleadas en campo por Fundases en estudios en campo. Tanto las dosis a 
evaluar, como el control (sin adición de EM®) contaron con tres UEs cada uno, para un 
total de 12 UEs. 
Para garantizar que la dosis fuera la correspondiente a cada tratamiento, el volumen de 
cada UE se recalculó luego de cada muestreo teniendo en cuenta el volumen de agua 
extraído. 
Al inicio del estudio (día 0) se realizó una adición de EM® con una proporción de 1/1000 
(dosis de choque) a todos los tratamientos y se homogenizó manualmente con la ayuda 
de un tubo de PVC. Las aplicaciones de EM® posteriores, correspondientes a los días 
15 y 30 a partir del inicio del estudio se realizaron de igual manera pero empleando la 
dosis de EM® específicas para cada tratamiento. 
5.6. Evaluación del efecto de la profundidad 
Se tomaron muestras a los 20 y 40 cm de la base de cada UE, con el fin de determinar si 
existían diferencias significativas en cuanto a los parámetros analizados entre las dos 
profundidades seleccionadas. Buscando evitar que las muestras de las diferentes 
profundidades se mezclaran se tomaba la primero muestra a los 20cm y luego a los 
40cm, 
5.7. Muestreos 
Los muestreos se efectuaron a los 0, 10, 30 y 45 d. En cada uno de ellos se tomó 1.5 L 
de agua en cada puerto de muestreo en recipientes plásticos estériles. Durante el 
estudio se tomó el 11% del volumen total de AR en la UE, para garantizar que las UEs y 
los muestreos fueran representativos. Los recipientes se transportaron desde el vivero 
hasta los laboratorios de Fundases a una temperatura de 4ºC y fueron preservados 
hasta su análisis, según el POE de cada parámetro. Los muestreos correspondientes al 
día 0 y 30 que coincidían con los eventos de aplicación de EM®, se realizaron antesde 
agregar las respectivas dosis (Figura 2). 
27 
 
5.8. Realización de los análisis para los parámetros fisicoquímicos y 
microbiológicos 
Para la realización de los análisis, las muestras se dejaron alcanzar la temperatura 
ambiente (14°C ± 2) y luego fueron homogenizadas mediante placas de agitación 
magnética. 
 
Las técnicas analíticas de los parámetros fisicoquímicos se desarrollaron siguiendo los 
métodos especificados en la tabla 9. Para las pruebas colorimétricas NO3
-
, NO2
-
, NH4
+
, 
PO4
-3
 y SO4
-2
, el agua fue filtrada al vacío, usando filtros de membrana (60 μm) 
(WHATMAN GFB/40). Para los análisis microbiológicos, se realizaron a las muestras seis 
diluciones seriadas en base diez; de acuerdo con los rangos establecidos en la 
caracterización inicial del ARD se sembraron las diluciones seleccionadas en cada medio 
específico y selectivo para el recuento de los microorganismos de interés (Tabla 11) por 
duplicado. Así mismo se prepararon soluciones de concentración conocida y fueron 
analizadas en las mismas condiciones de las muestras como control de calidad de cada 
una de las técnicas. 
 
A) B) 
 
 C) 
 
Figura 2 Proceso de aplicación de EM® y toma de muestras. A) Aplicación de dosis 
específicas de EM® a las UEs seleccionadas aleatoriamente como tratamientos. 
B) Homogenización del ARD posterior a la aplicación de EM® y C) Toma de muestras en 
cada uno de los puertos de muestreo 
28 
 
5.9. Análisis estadístico 
Inicialmente, se realizó la estadística descriptiva de los datos obtenidos (Anexo B). 
Posteriormente, mediante gráficas para la detección de valores extremos (outlayer) se 
identificaron estos para cada una de las variables (Anexo C). 
 
La distribución de los datos se evaluó mediante los análisis Shapiro-Wilks (p<0,05), 
Kolmogorov-Smirnov (p<0,05) y gráficas Q-Q (Anexo D) empleando el paquete 
estadístico Statistics 4.0. Los datos iniciales fueron transformados con Log 10 y debido a 
que no presentaron distribución normal, se emplearon pruebas no paramétricas para 
todos los análisis. 
 
Para establecer si existían diferencias significativas entre las profundidades 20 y 40 cm, 
se realizó la prueba LSD (p<0,05), teniendo en cuenta todos los parámetros para todos 
los tratamientos en todos los tiempos (Anexo E). 
 
Para evaluar el efecto de la aplicación de EM® en el ARD, así como para establecer 
entre qué eventos de muestreo y entre cuales tratamientos en cada evento de muestreo 
existían diferencias estadísticamente significativas se realizó la prueba de comparación 
múltiple LSD entre tratamientos (Anexo F), y entre días (Anexo G) con el paquete 
estadístico SAS 9.1. 
 
Así mismo se efectuó un análisis estadístico con Chi-Cuadrado (Anexo H) para 
determinar si existía o no independencia entre el tiempo y los tratamientos, buscando 
saber si tal relación explicaba el comportamiento presentado por los datos obtenidos. 
 
A partir de los datos originales (Anexo I) Finalmente, se efectuó un análisis de 
componentes principales (ACP) para determinar la relación entre las variables 
estudiadas y su influencia sobre la calidad del agua para el caso del estudio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
6.1. Verificación de algunas de las técnicas analíticas empleadas 
Se entiende por verificación de una técnica analítica, el proceso por el cual se evalúa 
esta, en términos de su comportamiento frente a un determinado tipo de muestra y un 
analista bajo condiciones controladas. Se estableció si los datos obtenidos se 
encontraban dentro del porcentaje de error (<10%) y el coeficiente de variación que 
permite cada técnica (± 5 unidades) (Tabla 13). 
 
Todas las técnicas analíticas evaluadas lograron ser verificadas, excepto nitritos, amonio 
y sulfatos. Para las técnicas de nitrito y amonio se obtuvieron valores de %CV y 
desviación estándar (s), superiores a los reportados por las técnicas. Es decir, que para 
las condiciones en que se realizó la verificación, estas dos técnicas no fueron precisas y 
por lo tanto no se pudo evaluar su exactitud. Estos resultados pueden deberse, a 
interferencias causadas por la inestabilidad propia de estas especies químicas, las 
cuales se interconvierten a otras más estables como nitratos (APHA, 2005). 
 
Para el caso de los sulfatos, el % de error obtenido fue del 12,32%, mientras que los 
valores de %CV y (s) estuvieron dentro del rango aceptable, indicando que para las 
condiciones de la validación esta técnica fue precisa mas no exacta. Lo anterior, puede 
considerarse como una consecuencia de la técnica para cuantificar sulfatos, en la cual, 
factores como los tiempos de reacción y agitación influyen en los resultados obtenidos, 
debido a que se generan amplias variaciones entre los valores de las repeticiones 
realizadas a una misma muestra en periodos cortos de tiempo. 
 
Adicional a lo anterior, es importante resaltar que los análisis para estas técnicas fueron 
realizados el mismo día. Esto implica que los datos obtenidos están influenciados por el 
día de preparación, lo cuál puede ser tomado como un sesgo en la información obtenida, 
es decir, se probó la repetibilidad de la técnica más no su reproducibilidad. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
30 
 
Tabla 13. Precisión y exactitud obtenidos durante la verificación de las técnicas 
analíticas empleadas 
Técnica 
Estándar 
empleado 
(mg/L) 
Precisión Exactitud 
S %CV % Error 
 DQO 500 12,11 2,5 0,33 
 DBO5 198 18,14 0,04 10,00 
 ST 250 2,93 1,2 1,26 
 NO3
-
 9 0,09 1,0 5,72 
 NO2
-
 * 5 3,46 7,3 7,80 
 NH4
+
 * 15 1,07 7,0 0,93 
 PO4
-3
 1 0,04 3,9 3,33 
 SO4
-2 
* 20 1,39 6,2 12,32 
 S
2-
 20 0,32 1,5 7,33 
 
*: Técnica no verificadas; s: desviación estándar; %CV: porcentaje de coeficiente de 
variación; % error: porcentaje de error. 
6.2. Caracterización inicial del agua residual doméstica 
La caracterización inicial del ARD permitió determinar las concentraciones en las cuales 
se encontraban tanto los microorganismos como los parámetros fisicoquímicos 
evaluados durante el estudio. Con base en esto fue posible seleccionar las diluciones y 
rangos que se emplearon para su cuantificación. 
 
De igual forma, teniendo en cuenta el conjunto de los valores de los parámetros se 
estableció que el ARD a tratar presentaba una concentración entre moderada y alta de 
contaminantes (Tabla 14 y tabla 15), de acuerdo con Metcalf y Eddy (2003). 
6.2.1. Parámetros microbiológicos 
Los coliformes totales y fecales, son parámetros microbiológicos relacionados con la 
calidad del agua. Los recuentos obtenidos para estos microorganismos se encontraron 
en concentraciones bajas (10
4
) para un AR, según la clasificación de Metcalf y Eddy 
(2003). 
 
Los análisis microbiológicos que se realizaron inicialmente al ARD, indicaron la presencia 
de microorganismos que pueden ser encontrados en EM®. Esto puede ser atribuido a 
que el ARD del pozo séptico del vivero que Fundases deseaba reutilizar, ya había sido 
tratada con estos microorganismos dos meses antes de la toma de muestra, y 
probablemente, las condiciones del pozo permitieron su permanencia, y además, las 
31 
 
levaduras y los lactobacilos pueden estar presentes como parte de la carga microbiana 
normal de un ARD (Tabla 14) 
 
Tabla 14. Caracterización microbiológica inicial del ARD del pozo séptico del vivero 
Coraflor 
 
Microorganismos Recuento (UFC/mL) 
Lactobacilos 1.0 x 10
4 
± 1.7 
Fototróficas 7.0 x 10
4 
± 2.7 
Levaduras 1.0 x 10
2 
± 1.2 
Heterótrofos 1.7 x 10
6 
± 2.6 
Coliformes totales 2.6 x 10
4 
± 9.8 
Coliformes fecales 3.0 x 10
3 
± 7.0 
 
6.2.2. Parámetros fisicoquímicos 
Al comparar los valores obtenidos (Tabla 15) con los reportados por Metcalf y Eddy