identificacion-de-hongos-asociados-a-suelos-agricolas

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Contenido
Resumen
Introducción
Objetivo	general
Objetivos	específicos
Justificación
Hipótesis
Revisión	de	literatura
Importancia	de	las	características	del	suelo	en	la	agricultura
Tipos	de	microorganismos	presentes	en	el	suelo
La	microbiota	fúngica
Hongos	fitopatógenos	del	suelo
Hongos	antagonistas	de	fitopatógenos	del	suelo
El	muestreo	de	suelo	como	parte	de	una	protección	fitosanitaria
Metodología
Localización	del	experimento
Trabajo	de	campo
Cuantificación	de	poblaciones	fúngicas	del	suelo
Purificación	de	hongos
Identificación	de	los	hongos	a	nivel	género
Resultados
Población	de	la	microbiota	fúngica	a	30	y	70	cm	de	profundidad	en	zonas
evaluadas
Principales	hongos	fitopatógenos	y	antagonistas	presentes	en	los	suelos
evaluados
Densidad	poblacional	de	la	microbiota	fúngica	en	cada	cultivo
Discusión
Conclusiones
Bibliografía	citada
Acerca	de	la	autora
Landmarks
Cover
Resumen
En	el	presente	estudio	se	llevó	a	cabo	una	investigación	encaminada	a	la
determinación	de	la	microbiota	fúngica	asociada	a	suelos	agrícolas	de	la	región
de	la	Paz,	BCS.	Para	ello,	se	seleccionó	el	área	del	campo	experimental	presente
en	la	Universidad	Autónoma	de	Baja	California	Sur,	donde	se	da	el
establecimiento	de	diferentes	tipos	de	cultivos.	La	toma	de	muestra	de	suelo	se
realizó	en	zigzag,	en	diez	áreas	o	cultivos:	sandia	(malla	sombra),	palmas
datileras,	cítricos,	suelo	desnudo,	maíz,	avena,	alfalfa,	calabaza,	sábila	y	melón.
El	muestreo	se	llevó	a	cabo	a	dos	profundidades:	30	y	70	cm.	Posteriormente	el
aislamiento	de	los	microorganismos	se	obtuvo	mediante	la	técnica	de	diluciones
seriadas	y	la	siembra	en	medio	de	cultivo	PDA.	Al	cabo	de	siete	días,	se	observó
la	expresión	de	los	microorganismos	presentes	y	se	realizó	el	conteo	de
poblaciones	en	cada	una	de	las	muestras,	así	como	la	purificación	e
identificación	morfológica	de	los	mismos.	Los	resultados	mostraron	que	en
ningunas	de	las	muestras	de	suelo	analizadas	tuvieron	la	presencia	de
microorganismos	antagonistas	principalmente	del	género	Trichoderma	spp.	En	el
caso	de	los	microorganismos	fitopatógenos,	se	pudo	determinar	que	en	la
mayoría	de	los	cultivos	se	encontraba	la	mayor	población	fúngica	en	la
profundidad	de	30	cm,	a	diferencia	de	los	muestreos	a	70	cm	de	profundidad.
Los	microorganismos	identificados	fueron	Penicillium	spp.	y	Fusarium	spp.	en
mayor	población,	principalmente	en	palmas,	malla	sombra,	cítricos	y	maíz.
Asimismo,	se	determinó	la	presencia	de	Rhizopus	spp.,	Morteriella	spp.,
Cladosporium	spp.	y	Helmintosporium	spp.	El	análisis	de	este	estudio	muestra
que,	para	cada	cultivo,	el	tipo	y	la	población	microbiana	es	diferente.	Esta
información	es	de	gran	relevancia	en	el	establecimiento	de	cultivos	en	los
campos	y	la	importancia	de	la	relación	de	los	microorganismos	fúngicos	que
pueden	estar	asociados	a	dichas	plantas.	Los	hongos	encontrados	en	este	estudio
poseen	la	capacidad	de	ser	parásitos	facultativos.	Pueden	alimentarse	tanto	de
materia	orgánica	viva	como	la	materia	muerta.	De	ahí	la	importancia	en	que	este
tipo	de	microorganismos	pueden	permanecer	en	el	suelo	con	o	sin	la	presencia
de	cultivos	y	una	vez	que	se	establecen	plantas	agrícolas	hospederas	para	el
patógeno,	y	se	expresan	condiciones	ambientales	favorables	para	el	mismo,
puede	incrementar	su	severidad	y	patogenicidad,	causando	un	daño	significativo
en	la	producción	o	rendimiento	de	cultivos.	De	igual	forma	es	importante	señalar
que	la	riqueza	de	la	microbiota	en	el	suelo	es	indispensable	en	la	degradación	de
materia	orgánica	y	otro	tipo	de	compuestos	químicos	que	poseen	un	gran
beneficio	para	las	plantas.
Introducción
El	suelo	es	un	ecosistema	que	presenta	una	gran	diversidad	de	microorganismos
que	cumplen	un	rol	fundamental	en	el	mantenimiento	de	sus	características
físicas	y	químicas,	por	lo	que	existe	una	relación	interdependiente,	mutua	y	vital
entre	ambas	partes	(Luna	et	al.,	2002).	La	presencia	y	máxima	actividad
microbiana	se	concentra	más	en	la	zona	de	la	rizosfera,	debido	a	que	las	raíces
secretan	exudados	que	pueden	llegar	a	contener	entre	10	y	44%	del	carbono
asimilado	y	otra	serie	de	compuestos.	Esto	contribuye	generalmente	a	la
continuidad	de	los	ciclos	biológicos	de	los	microorganismos	y	por	ende	al
incremento	de	las	densidades	poblacionales	de	los	mismos	(Calvo	et	al.,	2008).
La	microbiota	saprofítica	de	la	rizosfera	incluye	elementos	benéficos	y
patógenos	que	tienen	el	potencial	para	influir	positiva	o	negativamente	en	el
crecimiento	y	rendimiento	de	las	plantas.	Esto	es	clave	para	la	agricultura,	pues
los	microorganismos	benéficos,	principalmente	los	del	género	Trichoderma	spp.,
facilitan	la	disponibilidad	de	nutrientes	para	las	plantas,	mediante	la
mineralización	de	la	materia	orgánica	vegetal	y	animal.	Incluso	por	la	supresión
de	fitopatógenos	de	raíz	por	competencia	o	antagonismo	(Syanez,	2000).	De	esa
forma,	contribuyen	al	mantenimiento	del	equilibrio	biológico	en	la	interfase
suelo/rizosfera.	En	el	caso	de	los	microorganismos	patógenos	(hongos,
nematodos	y	bacterias),	afectan	el	crecimiento	de	las	plantas	de	manera	negativa
parasitando	sus	tejidos	vegetales	al	alimentarse	directamente	de	la	zona	radicular
de	las	plantas,	inhibiendo	el	desarrollo	y	buen	funcionamiento	de	esta	(Ulacio	et
al.,	1997).
Dentro	de	los	principales	hongos	fitopatógenos	radiculares,	podemos	encontrar	a
Fusarium,	Sclerotium,	Phytophthora,	Pythium	y	Rhizoctonia,	los	cuales	se
caracterizan	por	dañar	a	una	amplia	variedad	de	cultivos.	Además,	pueden
adaptarse	rápidamente	a	diferentes	tipos	de	condiciones	ambientales	tales	como,
humedad,	temperatura	y	tipo	de	suelo.	Uno	de	los	principales	aspectos	a	tomar
en	cuenta	para	implementar	nuevas	estrategias	de	control,	dentro	del	manejo
integrado	de	los	cultivos,	es	conocer	las	especies	de	microorganismos
fitopatógenos	y	las	poblaciones	que	existen	en	el	suelo.	Así	como	identificar	la
presencia	de	algunos	microorganismos	antagonistas	que	ayudan	a	proteger	la
planta	de	los	patógenos	que	las	atacan.	Esta	información	es	básica	y	fundamental
en	la	agricultura,	ya	que	ayuda	en	la	toma	de	decisiones	sobre	las	estrategias	de
control	a	utilizar	y	a	prevenir	la	diseminación	excesiva	de	los	microorganismos
fitopatógenos.
Objetivo	general
Identificar	la	microbiota	fúngica	asociada	a	suelos	agrícolas.
Objetivos	específicos
1)	Aislar	la	población	de	la	microbiota	fúngica	en	el	suelo	de	10	cultivos
agrícolas	a	30	y	70	cm	de	profundidad.
2)	Identificar	a	nivel	género,	los	principales	hongos	fitopatógenos	y	antagonistas
presentes	en	los	suelos	evaluados.
3)	Analizar	la	densidad	poblacional	de	los	hongos	presentes	en	cada	cultivo.
Justificación
En	Baja	California	Sur	existen	zonas	agrícolas	que	laboran	tanto	bajo	sistemas
de	agricultura	orgánica	como	de	tipo	convencional.	En	esta	última,	la	aplicación
de	agroquímicos	es	única	y	excesiva,	lo	que	acarrea	un	fuerte	problema	de
contaminación,	principalmente	del	suelo.	La	realización	de	estudios	que	ayuden
a	determinar	y	conocer	la	microbiota	fúngica	presente	en	el	suelo	de	cultivos
agrícolas	de	interés	económico,	puede	ayudar	a	implementar	estrategias	de
manejo	que	sean	oportunas	y	que	sean	amigables	con	el	ambiente.	Los	estudios
sobre	los	microorganismos	del	suelo	y	su	actividad	son	numerosos.	Sin	embargo,
a	la	fecha	no	se	ha	encontrado	reporte	alguno	en	el	que	se	haya	determinado	la
presencia	y	población	de	las	principales	especies	de	hongos	fitopatógenos	y
antagonistas	en	algunos	suelos	de	cultivos	agrícolas,	en	La	Paz,	Baja	California
Sur.	Lo	cual	ayudaría	en	la	toma	de	decisiones	consciente	y	acertada	en	el
método	de	control	químico	reduciendo	sus	aplicaciones.	Debido	a	esta
problemática	se	pretende	llevar	a	cabo	un	estudio	donde	se	determine	a	nivel	de
suelo,	la	presencia	y	población	de	microrganismos	fúngicos	asociados	a	suelos
de	cultivos	agrícolas	de	La	Paz,	Baja	California	Sur.
Hipótesis
El	suelo	de	los	diferentes	cultivos	agrícolas	presentará	una	población	alta	de
microorganismos	fúngicos	de	carácter	fitopatógenos	y	una	población	baja	en
microorganismosantagonistas.
Revisión	de	literatura
Importancia	de	las	características	del	suelo	en	la	agricultura
El	suelo	es	considerado	como	uno	de	los	hábitats	más	diversos	de	la	tierra,	el
cual	contiene	billones	de	bacterias	y	hongos	que	comprenden	miles	de	taxones.
También	posee	la	presencia	de	grandes	organismos	tales	como	nematodos,
hormigas	u	otro	tipo	de	insectos	(Bardgett	y	van	der	Putten,	2014).	Estas
comunidades	microbianas	se	basan	en	un	gran	número	de	individuos	para	cada
especie,	además	pueden	proliferar	rápidamente	y	tienen	altas	tasas	de	mutación
(Robbins	et	al.,	2016).	Estas	características	aumentan	la	diversificación	de	las
comunidades	microbianas,
donde	individuos	de	la	misma	especie	podrían	tener	diferentes	características
genéticas	y,	por	tanto,	diferentes	funciones	biológicas	(Bender	et	al.,	2016).
En	la	agricultura,	la	productividad	de	los	cultivos	está	determinada	en	gran
medida	por	la	fertilidad	del	suelo,	la	cual	es	evaluada	con	base	en	sus
características	físicas,	químicas	y	biológicas	(Ferrera	y	Alarcón,	2001).	Dentro
de	las	características	biológicas,	se	toma	en	cuenta	las	poblaciones	y	especies	de
microorganismos	presentes.	Estos	microorganismos	desempeñan	un	papel	clave
en	el	ciclo	de	nutrientes	como	el	nitrógeno	o	el	fósforo,	además	de	brindar
protección	a	las	plantas	contra	el	estrés	biótico	y	abiótico	(Lladó	et	al.,	2017).
Por	ello,	la	importancia	de	mantener	un	microbioma	diverso	y	bien	equilibrado
en	la	interfaz	planta-suelo	es	vital	en	la	producción	de	cultivos,	y	cualquier
aplicación	de	microbioma	debe	centrarse	en	mejorar	los	determinantes	clave	de
la	producción	de	cultivos,	como	la	disponibilidad	de	nutrientes,	la	fertilidad	del
suelo	y	la	salud	del	suelo	(Syed	et	al.,	2018).
La	agricultura	intensiva	ha	contribuido	a	aumentar	los	rendimientos	de	los
cultivos,	pero	al	mismo	tiempo	ha	tenido	efectos	perjudiciales	sobre	las
propiedades	físicas	y	biológicas	de	los	suelos	(Bouwman	et	al.,	2009).	En
sistemas	agrícolas	de	manejo	intensivo,	la	aplicación	de	fertilizantes	puede
compensar	la	pérdida	de	fertilidad	del	suelo,	mientras	que	la	labranza	interrumpe
las	comunidades	microbianas	(Johnson	et	al.,	1997).	Esto	es	particularmente
relevante	a	la	luz	de	los	sistemas	actuales	de	producción	de	cultivos	con	la
degradación	de	más	de	la	mitad	de	las	tierras	agrícolas	globales,	mientras
enfrentamos	enormes	desafíos	asociados	con	la	perturbación	de	los	ciclos	de
nitrógeno	y	fósforo.	Es	muy	probable	que	esta	situación	empeore	ante	la
perspectiva	del	cambio	climático	(Yuan	et	al.,	2018).
Tipos	de	microorganismos	presentes	en	el	suelo
Es	particularmente	difícil	asignar	una	función	a	los	grupos	de	microbiomas	y
tendemos	a	considerar	cada	grupo	microbiano	como	un	grupo	funcional	(figura
1).	Sin	embargo,	incluso	las	especies	dentro	de	un	género	en	particular	pueden
tener	estilos	de	vida	completamente	diferentes,	desde	patógenos	hasta
mutualistas	según	el	ambiente	donde	se	desarrollan	(Hiruma	et	al.,	2016).
Algunos	de	esos	microorganismos	pueden	actuar	como	patógenos	de	plantas	y
en	un	momento	dado	incrementar	sus	poblaciones	y	causar	daños	económicos	en
los	cultivos	(Villegas	y	Ramírez,	2002).	Esta	variabilidad	puede	llevar	a	cambios
dramáticos	en	los	fenotipos	microbianos	de	los	rasgos	deseados,	como	la
movilización	de	fósforo	(Lidbury	et	al.,	2016).
Figura	1
El	microbioma	de	la	planta	que	habitan	en	los	tejidos	superficiales	e
integrales	de	los	cultivos	(Gopal	y	Gupta,	2016)
La	microbiota	fúngica
Las	comunidades	fúngicas	del	suelo	son	cruciales	para	el	funcionamiento	de	los
ecosistemas	y	el	impulso	fuerte	de	las	condiciones	abióticas	del	suelo	(Cornejo
et	al.,	2017).	Y	viceversa,	los	hongos	dependen	de	las	condiciones
físicoquímicas	del	suelo,	el	estado	nutricional	de	la	planta	y	la	composición	de	la
comunidad	de	plantas.	Se	ha	confirmado	a	nivel	mundial,	que	el	pH,	P	y	Ca	son
los	principales	factores	edáficos	que	estructuran	las	comunidades	de	hongos	del
suelo	(Tedersoo	et	al.,	2014).	Adoptan	diversas	formas	en	respuesta	a
condiciones	adversas	o	desfavorables.	Producen	una	variedad	de	enzimas
extracelulares	para	descomponer	todo	tipo	de	materia	orgánica,	convirtiéndola
en	biomasa,	dióxido	de	carbono	y	ácidos	orgánicos
(Frac	et	al.,	2018).
Hongos	fitopatógenos	del	suelo
La	relación	entre	biodiversidad	del	suelo	y	la	productividad	de	las	plantas	se
asocia	a	la	división	de	recursos.	Recientemente,	se	sugirió	que	la	biota	patógena
del	suelo	juega	un	papel	clave	en	la	regulación	de	la	relación	entre	la	diversidad
de	plantas	y	la	productividad	(Mommer	et	al.,	2018).
Uno	de	los	tipos	de	microorganismos	del	suelo	que	mayor	daño	causa	en	la
agricultura	son	los	hongos	fitopatógenos.	Éstos	se	encuentran	en	menor
proporción	que	las	bacterias,	pero	tienen	la	biomasa	más	significativa	y
representan	de	un	10	a	20%	de	la	microbiota	total.	Estos	organismos	presentan
mayor	diversidad	de	especies,	toleran	diferentes	grados	de	temperaturas,
soportan	humedades	mínimas	y	son	resistentes	a	algunos	productos	químicos,
por	lo	tanto,	su	distribución	es	mayor	(Olalde	y	Aguilera,	1998).	Las
enfermedades	fúngicas	son	la	causa	de	importantes	pérdidas	en	la	producción
agrícola.	Entre	los	agentes	que	las	producen	se	destacan	los	que	lesionan	el
sistema	radicular,	invadiendo	hasta	el	cuello	de	la	planta	o	actúan	a	distancia	en
forma	indirecta	segregando	toxinas	que	alteran	la	permeabilidad	de	la	membrana
celular.	Además,	el	suelo	es	el	hábitat	temporal	de	formas	resistentes	de	muchos
hongos	que	parasitan	el	sector	aéreo	del	vegetal	(Dal,	1987).	Los	fitopatógenos
comunes	del	suelo	que	causan	daños	a	las	plantas	son	Fusarium	spp,
Phytophthora	spp.,	Pythium	spp.,	y	Rhizoctonia	ssp.	Éstos,	afectan	gran	cantidad
de	cultivos,	al	poseer	amplio	rango	de	hospederos	y	la	severidad	del	daño	varía
de	acuerdo	con	el	lugar,	cultivo	y	problema	del	que	se	trate.	Sin	embargo,	hay
reportes	que	los	cuatro	hongos	tienen	una	incidencia	de	alrededor	de	79.8%,	y
pueden	llegar	a	causar	pérdidas	de	un	40	a	70%	cada	año	en	los	cultivos
(Jiménez	et	al.,	2004).
Actualmente,	las	medidas	utilizadas	para	el	control	de	las	enfermedades	del
suelo	son	el	uso	de	productos	químicos;	sin	embargo,	su	uso	indiscriminado	ha
tenido	grandes	consecuencias	y	se	han	encontrado	aislamientos	de	hongos
resistentes	a	fungicidas.	También	provocan	una	grave	contaminación	a	la	flora	y
la	fauna,	así	como	a	la	calidad	del	aire,	agua,	suelos	y	alimentos	(Osorio	et	al.,
2009).	Algunas	propiedades	antagónicas	son	debido	a	la	producción	de
antibióticos,	sideróforos	y	enzimas	quitinolíticas,	que	rompen	las	paredes
celulares	y	lisis	del	micelio	de	los	patógenos	fúngicos	(Patkowska	et	al.,	2019).
Hongos	antagonistas	de	fitopatógenos	del	suelo
En	el	suelo	también	existe	una	gran	diversidad	de	hongos	antagonistas	que
actúan	de	manera	benéfica	para	la	planta,	inhibiendo	el	desarrollo	de	los	hongos
fitopatógenos	(Dibut	y	Martínez,	2006).	Entre	estos	microorganismos	se
encuentran	hongos	del	género	Trichoderma.	Este	microorganismo	se	encuentra
en	suelos	abundantes	en	materia	orgánica;	es	aeróbico	y	puede	estar	en	los	suelos
con	pH	neutro	y	hasta	ácido.	La	versatilidad,	adaptabilidad	y	fácil	manipulación
de	los	hongos	del	género	Trichoderma	ha	permitido	su	uso	en	el	control
biológico	(Osorio	et	al.,	2009).	Trchoderma	spp.	controlan	a	los	patógenos
mediante	tres	tipos	de	mecanismos:	por	competencia	directa	(por	espacio	o	por
los	nutrientes),	producción	de	metabólicos	antibióticos	y	parasitismo	directo
(Harma,	2006).	El	parasitismo	puede	ocurrir	mediante	la	penetración,
engrosamiento	de	las	hifas,	producción	de	haustorios	y	desorganización	del
contenido	celular.	La	competencia	por	el	espacio	y	los	nutrimentos	es	más
favorable,	principalmente	para	los	hongos	que	se	desarrollan	en	la	superficie	de
las	hojas	antes	de	efectuar	la	penetración,	no	actuando	sobre	aquellos	que
penetran	rápidamente	(Harman,	2000).	Una	de	las	principales	limitantes	en	la
acción	de	estos	microorganismos	es	que,	en	los	sistemas	de	producción	de	tipo
convencional,	la	aplicaciónde	plaguicidas	y	las	prácticas	que	se	realizan	en	el
suelo	pueden	afectar	la	estructura	y	el	funcionamiento	de	dicha	biodiversidad,
mediante	la	interrupción	de	la	interacción	entre	microorganismos	y	plantas,
alterando	la	densidad	así	como	la	actividad	de	las	poblaciones	rizosféricas
(Bressiano,	2004).
El	muestreo	de	suelo	como	parte	de	una	protección	fitosanitaria
Si	bien	es	cierto	que	los	fungicidas	químicos	ayudan	a	reducir	en	gran	medida	la
presencia	de	enfermedades,	también	es	cierto	que	traen	como	consecuencia
mayores	riesgos,	entre	los	cuales	está	la	eliminación	de	microorganismos
benéficos	presentes	en	el	suelo	(Harman,	2000).	Uno	de	los	principales	puntos	a
tomar	en	cuenta	para	implementar	nuevas	estrategias	de	control,	dentro	del
manejo	integrado	de	los	cultivos,	es	conocer	las	especies	de	microorganismos
fúngicos	(fitopatógenos	y	benéficos),	así	como	las	poblaciones	que	existen	en	el
suelo.	Esta	información	es	básica	y	fundamental	en	la	agricultura,	ya	que	ayuda
en	la	toma	de	decisiones	sobre	las	estrategias	de	control	a	utilizar	y	a	prevenir	la
diseminación	excesiva	de	los	microorganismos	fitopatógenos	(Stefanis	et	al.,
2013).
Las	diferentes	poblaciones	microbianas	presentes	en	el	suelo	pueden	ser
determinadas	mediante	muestreos	y	análisis	de	laboratorio,	donde	se	llevan	a
cabo	las	identificaciones	de	especies	encontradas.	Este	mecanismo	es	muy
importante,	ya	que	la	información	que	se	obtiene	de	este	tipo	de	análisis	es
fundamental	en	la	toma	de	decisiones	respecto	al	tipo	de	estrategias	a	utilizar
dentro	de	un	manejo	integral	de	los	cultivos	(García,	2009).
Metodología
Localización	del	experimento
El	proyecto	se	llevó	a	cabo	en	las	instalaciones	de	la	Universidad	Autónoma	de
Baja	California	Sur,	en	el	campo	experimental	y	el	laboratorio	de	fitopatología
perteneciente	al	Departamento	Académico	de	Agronomía.
Trabajo	de	campo
Características	del	campo	experimental
El	campo	agrícola	experimental,	comprende	una	superficie	total	de	24	hectáreas,
en	las	cuales	existen	diferentes	cultivos	sembrados	a	campo	abierto	y	bajo	malla
sombra,	con	diferentes	dimensiones	cada	lote	de	cultivo.
Muestreos	de	suelo	en	campo
Los	muestreos	de	suelo	se	realizaron	en	nueve	cultivos	diferentes	tales	como
sandía	(malla	sombra),	palmas	datileras,	cítricos,	maíz,	avena,	alfalfa,	calabaza,
melón,	sábila	y	un	suelo	sin	desnudo.	La	mayoría	de	los	cultivos	presentan	riego
por	goteo	y	un	manejo	agronómico	diferente,	debido	a	la	diferencia	fenológica
de	los	mismos	(tabla	1).
Tabla	1
Manejo	agronómico	de	los	cultivos
Tipo	de	manejo Fertilización
Sandía Convencional Constante
Palmas	datileras Convencional Baja
Cítricos Convencional Baja
Maíz Convencional Constante
Avena Convencional Baja
Alfalfa Convencional Baja
Calabaza Convencional Constante
Melón Convencional Constante
Sábila Convencional Nula
Suelo	desnudo Convencional Nula
Se	tomaron	muestras	de	suelo	a	dos	profundidades	0-30	cm	y	de	30-70	cm
cercano	a	la	rizósfera	de	los	cultivos	antes	mencionados.	La	medición	de	la
profundidad	del	muestreo	se	realizó	con	una	cinta	métrica	común.	El	método	de
muestreo	de	suelo	utilizado	fue	en	zig-zag,	tratando	de	cubrir	toda	el	área	de
cultivo	(figura	2).
Durante	el	muestreo,	se	tomaron	10	submuestras	por	cultivo	en	cada	una	de	las
profundidades	antes	mencionadas,	tomando	200	gr	aproximadamente	por
submuestra.	Posteriormente	éstas	se	mezclaron	en	una	bolsa	de	plástico,	para
obtener	una	muestra	madre	de	2	kg	(figura	3B)	y	fueron	llevadas	al	laboratorio
de	fitopatología	del	Departamento	de	Agronomía	para	realizar	los	análisis
correspondientes.
Figura	2
Áreas	de	muestreo	de	suelo,	dentro	del	campo	experimental	de	la	UABCS
En	el	caso	de	los	cítricos	y	palmas,	se	hicieron	excavaciones	a	una	distancia	de
un	metro	alejado	de	la	base	del	tronco,	debido	a	que	a	esa	distancia	se	encuentra
la	zona	de	mayor	presencia	de	microorganismos,	además	de	que	no	se	lastima	el
sistema	radicular	del	árbol	(figura	3).
Figura	3
Muestreo	en	frutales.	A)	Medición	de	la	profundidad	a	muestrear,	B)
muestras	depositadas	en	bolsas	plásticas
Trabajo	de	laboratorio
Las	muestras	obtenidas,	fueron	llevadas	al	laboratorio	de	fitopatología.	Cada	una
de	las	muestras	colectadas,	se	homogeneizaron	perfectamente	antes	de	iniciar	el
proceso	de	aislamiento.
Aislamiento	y	siembra	de	la	micoflora	presente	en	las	muestras	de	suelo
Para	el	proceso	de	aislamiento	se	utilizó	el	método	de	dilución	seriada	y	para	la
siembra	se	seleccionó	el	medio	de	cultivo	generalizado	Papa-Dextrosa-Agar	con
ácido	láctico,	donde	se	desarrollan	la	mayoría	de	los	hongos	(French	y	Hebert,
1980).
Para	la	dilución	inicial	de	cada	muestra	en	estudio,	se	pesaron	50	gr	de	suelo	y	se
depositó	en	un	matraz	de	1	lt	con	450	ml	de	agua	destilada	esterilizada,	la
solución	se	agitó	por	10	minutos	aproximadamente.	Posteriormente	en	tubos	con
9	ml	de	agua	destilada	esterilizada	se	agregó	1	ml	de	la	solución	inicial,	se	puso
en	agitación	sobre	un	minishaker	y	se	prosiguió	a	transferir	otro	mililitro	de	la
solución	a	un	nuevo	tubo,	con	esto	se	consiguieron	las	diluciones	seriadas,	10-1,
10-2	y	10-3	(figura	4).	De	cada	dilución	se	agregaron	200	microlitros	a	cajas
Petri	con	PDA	para	el	aislamiento	de	los	hongos.	Posteriormente,	la	alícuota	de
cada	dilución	fue	distribuida	uniformemente,	al	depositar	aproximadamente	20
perlas	de	cristal	esterilizadas,	realizando	movimientos	en	zig-zag	u	ondulatorios,
las	que	posteriormente	fueron	retiradas	de	cada	una	de	las	cajas	e
inmediatamente	se	incubaron	a	temperatura	de	28°C,	durante	24-120	horas,
observándose	diariamente,	para	realizar	el	conteo	y	la	purificación	una	vez
desarrolladas	las	cepas	de	microorganismos	habitantes	del	suelo.
Figura	4
Aislamiento,	siembra	y	conteo	de	colonias	fúngicas
Las	diluciones	y	siembras	fueron	realizadas	en	el	área	de	la	campana	de	flujo
laminar	para	evitar	contaminar	las	muestras.	De	cada	dilución,	se	hicieron	3
repeticiones,	una	repetición,	una	caja	Petri,	teniendo	en	total	para	cada	muestreo
9	repeticiones.
Cuantificación	de	poblaciones	fúngicas	del	suelo
Para	la	cuantificación	de	poblaciones	fúngicas,	se	contaron	las	unidades
formadoras	de	colonias	(UFC)	por	gr	de	suelo	seco,	presentes	en	las	cajas
sembradas	y	se	multiplicaron	por	el	factor	de	dilución.
Purificación	de	hongos
Después	de	cinco	o	siete	días,	se	llevó	a	cabo	la	purificación	de	los	hongos
presentes	en	las	cajas	Petri.	Estos	fueron	seleccionados	al	mostrar	un	desarrollo
de	morfología	diferente	y	posteriormente	fueron	transferidos	de	manera
individual	a	otra	caja	Petri,	para	su	desarrollo	en	forma	pura.	Para	ello,	se	tomó
un	disco	de	0.5	ml	de	diámetro	de	punta	de	hifa,	procurando	que	no	se
contaminara	con	el	resto	de	los	hongos	presentes	en	la	misma	caja	Petri,
posteriormente	el	disco	fue	sembrado	a	una	caja	Petri	con	medio	de	PDA	con
AL,	colocándose	en	el	centro	de	esta,	donde	posteriormente	se	incubó	a	una
temperatura	de	28°C	por	8	días.	Dicho	trabajo	se	realizó	en	la	campana	de	flujo
laminar	para	evitar	contaminación	de	las	cajas	Petri.
Identificación	de	los	hongos	a	nivel	género
La	identificación	de	la	microbiota	fúngica	presente	en	las	muestras	de	suelo,	se
llevó	a	cabo	mediante	la	determinación	de	las	características	de	la	morfología
colonial,	tomando	en	cuenta	los	caracteres	de	pigmentación,	tipo	de	crecimiento
y	textura.	Asimismo	se	determinaron	las	características	estructurales	de	cada
microorganismo,	mediante	la	preparación	de	montajes	fúngicos	en	portaobjetos
con	agua	y	azul	de	metileno	de	cada	una	de	las	cepas	fungosas,	las	cuales	fueron
observadas	bajo	el	microscopio	óptico,	donde	se	determinó	el	tipo	de	micelio,
forma	de	la	espora	y	presencia	del	cuerpo	fructífero	para	posteriormente	hacer
comparaciones	con	las	claves	fitopatológicas	de	hongos	de	Barnett	y	Hunter
(1972)	para	su	identificación	(figura	5).
Figura	5
Observación	de	muestras	fúngicas	en	el	microscopio	óptico	para	la
identificación	de	géneros
Resultados
Población	de	la	microbiota	fúngica	a	30	y	70	cm	de	profundidaden	zonas
evaluadas
En	los	resultados	obtenidos	del	análisis	de	suelo	en	los	diferentes	cultivos,	para
evaluar	la	presencia	de	hongos	fitopatógenos	y	antagonistas,	se	determinó	que	a
las	24	hrs.	después	de	haber	sembrado	en	cajas	Petri,	se	observó	el	inicio	de
crecimiento	micelial	de	los	hongos	presentes,	y	a	las	72	hrs,	se	pudieron
determinar	con	mayor	claridad	las	características	de	algunos	de	los	hongos
presentes	en	cada	muestra,	tales	como	color,	textura,	tipo	de	crecimiento	y
esporulación.	La	aparición	total	de	los	mismos,	fue	hasta	después	de	los	siete
días	después	de	la	siembra,	ya	que	se	observó	la	presencia	de	microorgnismos	de
crecimiento	lento,	los	cuales	tardaron	en	aparecer	(figura	6).
Figura	6
Crecimiento	micelial	de	los	hongos	a	las	24	hrs.	(izquierda)	y	72	hrs.
(derecha)	después	de	la	siembra	en	PDA	(AL)
En	las	poblaciones	de	hongos	encontrados	generalmente	aparecieron
microorganismos	saprofitos,	los	cuales	son	muy	comunes	en	la	mayoría	de	todo
tipo	de	sustratos,	y	su	función	es	alimentarse	y	degradar	materia	orgánica	en
descomposición.	Las	poblaciones	de	este	tipo	de	hongos,	son	de	gran	ayuda	en	la
fertilidad	de	los	suelos	e	indican	de	alguna	forma	la	calidad	del	mismo.
Se	puede	observar	que	las	poblaciones	y	tipos	de	géneros,	son	muy	variadas	en
las	dos	produndidades	a	las	que	fueron	obtenidas	las	muestras.	Para	tener	un
referente	de	las	poblaciones	en	ambos	muestreos,	se	presenta	la	siguiente
gráfica,	donde	se	establece	de	forma	general	la	cantidad	de	población,	presente	a
los	30	y	70	cm	de	profundidad	en	todo	el	campo	agrícola	experimental.	Los
datos	obtenidos	presentan	que	a	los	30	cm	se	expresó	una	población	fúngica	de
90,500	UFC	en	50	gr	de	suelo,	es	decir	más	de	1,800	UFC	por	gr	de	suelo
muestreado.	Mientras	que	en	el	caso	de	las	muestras	a	70	cm,	la	población	fue
menor	al	mostrar	tan	sólo	75,500	UFC	ó	1,520	UFC	presente	en	cada	gr	de	suelo
analizado.
Mediante	esta	información,	se	corrobora	lo	que	diversas	investigaciones
reportan,	donde	se	menciona	que	la	zona	de	mayor	presencia	de
microorganismos,	es	la	zona	de	la	rizosfera,	la	cual,	está	caracterizada	por	la
producción	y/o	“desechos”	orgánicos	que	la	planta	ya	no	necesita	para	sus
funciones	principales,	pero	que	sirve	de	alimento	para	otros	microorganismos
presentes	a	su	alrededor	(figura	7).
Figura	7
Poblacion	de	microorganismos	a	dos	profundidades	de	suelo
Principales	hongos	fitopatógenos	y	antagonistas	presentes	en	los	suelos
evaluados
Dentro	de	los	microorganismos	fúngicos	que	se	desarrollaron	en	PDA,	se	logró
aislar	a	siete	hongos	diferentes.	Dentro	de	estos,	sólo	se	encontró	la	presencia	de
un	fitopatógeno	causante	de	daño	radicular,	como	lo	fue	el	caso	de	Fusarium
spp.	Asimismo,	se	determinó	la	presencia	de	dos	hongos	foliares;	Cladosporium
spp.	y	Helminthosporium	spp.	los	cuales	tambien	son	considerados	patógenos	de
importancia	en	campo,	ya	que	en	el	caso	de	Helminthosporium,	existen	especies
que	provocan	daños	en	monocotiledóneas	y	en	el	caso	de	Cladosporium,	son
patógenos	de	solanáceas,	principalmente	tomate.	Rhizopus	spp.,	Aspergillus	y
Penicillium	spp.	fueron	también	identificados.	Estos	microorganismos	son
considerados	patógenos	severos	durante	la	etapa	postcosecha	de	frutos.
Y	por	último	se	identificó	al	hongo	Morteriella	spp.,	el	cual	generalmente	se	ha
detectado	en	suelos	comportandose	como	organismo	saprofito.	En	el	caso	de	los
microorganismos	antagonistas	como	Trichoderma,	no	se	observó	la	presencia	de
poblaciones	en	ninguno	de	los	campos	muestreados.	Este	tipo	de	información
nos	indica	que	aunque	el	suelo	de	los	diferentes	cultivos	no	presenta	densidades
poblacionales	altas	de	hongos	fitopatógenos	que	sean	un	riesgo	para	el	cultivo	en
un	momento	determinado,	tampoco	se	ve	favorecido	con	la	presencia	de	hongos
antagonistas	que	en	un	momento	dado	pudieran	inhibir	o	contrarrestar	el	inicio
de	algún	daño	provocado	por	algún	patógeno	introducido.	Además,	la	ausencia
de	antagonistas	en	el	suelo	indica	baja	concentración	de	nutrientes	y/o	una	baja
fertilidad	de	este,	lo	cual	se	observa	en	la	apariencia	y	crecimiento	de	algunas
plantas	o	árboles	frutales.	La	tabla	2,	presenta	la	densidad	poblacional.
Tabla	2
Densidad	poblacional	de	cada	hongo	presente	en	las	muestras	analizadas
Microorganismos	identificados Profundidad	(UFC/50	gr	de	suelo)
0	–	30	cm 30	–	70	cm
Penicillium	spp. 43,000 40,550
Aspergillus	spp. 10,500 7,000
Rhizopus	spp. 16,500 20,300
Mortierella	spp. 500 0
Fusarium	spp. 12,000 5,000
Cladosporium	spp. 7,500 3,000
Helminthosporium	spp. 500 0
La	tabla	anterior	indica	que	en	los	dos	muestreos	realizados	(30-70	cm)	se
encontró	el	mismo	género	de	hongos	a	ambas	profundidades,	sin	embargo,	la
densidad	poblacional	varía	en	cada	uno	de	ellos,	lo	que	nos	demuestra	que,	al	ser
hongos	saprófitos,	la	mayoría	se	presenta	en	la	parte	más	superficial	del	suelo
alimentándose	de	materia	orgánica	en	descomposición	y	no	de	los	tejidos	de	las
plantas	cultivadas.
La	mayoría	de	los	hongos	que	son	aislados	del	suelo	están	dentro	de	la	clase
hongos	imperfectos	en	virtud	del	hecho	de	que	producen	abundantes	esporas
asexuales	y	carecen	del	estado	sexual.	Los	miembros	de	esta	clase	se	distinguen
por	su	micelio	septado	y	el	conidióforo,	del	cual	se	forman	continuamente
conidios	o	esporas.
Según	Arias	y	Piñedo	2008,	los	géneros	de	hongos	más	comunes	en	los	suelos,
son	los	siguientes:	Acrostalagmus,	Aspergillus,	Acremonium,	Botryitis,
Cephalosporium,	Gliocladium,	Monilia,	Penicillium,	Scopulariopsis,	Spicaria,
Trichoderma,	Trichotecium,	Verticillium,	Alternaria,	Cladosporium,	Pillularia,
Cylindrocarpon,	Fusarium,	Absidia,	Mortierella,	Mucor,	Rhizopus,	Zygorinchus,
Pythium,	Chaetomium	y	Rhizoctonia.
Dicho	dato	concuerda	con	el	tipo	de	microorganismos	encontrados	en	nuestro
experimento,	ya	que	los	géneros	que	coinciden	con	los	que	marca	la	literatura
son;	Rhizopus,	Aspergillus,	Penicillium,	Mortierella,	Cladosporium	y	Fusarium.
A	continuación,	se	presentan	las	imágenes	de	cada	uno	de	los	microorganismos
encontrados	y	su	descripción.
Penicillium	spp.
El	hongo	Penicillium	spp.	presentó	una	colonia	de	coloración	blanca	al	inicio,
pero	posteriormente	se	tornó	a	una	pigmentación	verde	olivo.	Su	crecimiento	fue
rápido,	donde	al	cabo	de	las	24	hrs.,	ya	presentaba	un	desarrollo	micelial
consistente	y	cercano	a	los	2	cm.	El	tipo	de	crecimiento	fue	plano	y	radial	con
suaves	formas	circulares.	La	base	o	reverso	de	la	colonia	no	mostró
pigmentación	y	sólo	se	observó	un	color	blanquecino	del	micelio.	Al	cabo	de	5
días,	la	esporulación	se	mostraba	profusa	y	constante.	En	el	caso	de	la
observación	bajo	el	microscopio,	se	pudo	determinar	formas	claras	de	su	cuerpo
fructífero,	el	cual	mostraba	una	morfología	alargada	con	ápices	ramificados	de
los	cuales	se	observaban	de	cuatro	a	cinco	fiálides	en	la	base	con	presencia	de
esporas	dispuestas	en	forma	de	cadenas.	La	morfología	de	las	esporas	era	de	tipo
circular,	hialinas	y	en	algunos	casos	se	mostraban	con	tendencias	ovoides	(figura
8).
Figura	8
Crecimiento	micelial	en	PDA-AL	y	cuerpo	fructífero	de	Penicilliun	spp.
Aspergillus	spp.
Aspergillus	spp.,	presentó	en	su	colonia	una	colocación	de	intensidad	oscura.	Su
crecimiento	fue	rápido	y	de	tipo	radial	con	anillos	de	crecimiento	cercano	uno
del	otro	a	diferencia	de	Penicillium	spp.	donde	éstos	aparecieron	más	alejados.
Al	cabo	de	pocas	horas	su	esporulación	se	mostró	intensa.	La	morfología
estructural	del	hongo	observada	bajo	el	microscopio	fue	consistente	con	la
presencia	de	hifas	o	talos	alargados	de	un	grosor	mayor	al	del	hongo	anterior,
los	cuales	consistían	en	el	cuerpo	fructífero.
Figura	9
Crecimiento	micelial	en	PDA-AL	y	cuerpo	fructífero	de	Aspergillus	spp.
En	el	ápice	de	éste	se	mostró	la	presencia	de	una	base	de	forma	redondeada	a
partir	de	la	cual	surgían	las	esporas.	Estas	últimas	eran	de	color	negro	o	café
marrón	oscuro.	De	forma	circular	dispuestas	alrededor	de	la	base	del	cuerpo
fructífero	(figura	9).
Rhizopus	spp.
El	hongo	Rhizopus	spp.,	mostró	una	coloración	de	tonalidadgrisácea	con	puntos
negros	en	la	parte	superficial	de	la	colonia.	El	crecimiento	de	este
microorganismo	fue	rápido	e	irregular	con	textura	algodonosa	y	producción	de
esporas	en	la	parte	aérea	del	mismo.	Al	reverso	de	la	caja	Petri	la	pigmentación
fue	la	misma.	La	estructura	fúngica	del	mismo	bajo	el	microscopio	fue	con
presencia	de	un	talo	alargado,	donde	el	ápice	de	este	mostró	una	estructura
redondeada	de	coloración	café	marrón.	Dentro	de	la	misma	se	encontraba
inmersas	las	esporas.	Estas	últimas	presentaban	morfología	circular	de
coloración	marrón	y	pared	gruesa.	El	micelio	o	hifas	de	este	patógeno	fue	hialino
con	septos	no	continuos	(figura	10).
Figura	10
Crecimiento	micelial	y	cuerpo	fructífero	de	Rhizopus	spp.
Fusarium	spp.
Fusarium	spp.,	presentó	en	su	morfología	colonial,	una	pigmentación	de	color
púrpura	al	inicio,	la	cual	posteriormente	se	tornó	rosa	intenso	debido	a	la
madurez	del	organismo.	En	la	parte	reversa	de	la	caja	Petri	se	mostró	una
coloración	intensa.	Su	crecimiento	fue	lento,	donde	al	cabo	de	las	24	hrs.,
presentaba	un	crecimiento	micelial	de	tan	sólo	0.5	cm	de	diámetro	comparado
con	los	hongos	anteriores.	La	colonia	mostraba	un	crecimiento	de	tipo	plano	y
radial.	Bajo	el	microscopio	se	observaron	cuerpos	fructíferos	que	consistían	en
fiálides	largas	de	las	cuales	surgían	esporas	hialinas	con	morfología	alargada	y
extremos	agudos.	Dichas	esporas	se	presentaban	de	tamaño	pequeño	con	forma
bacilar	con	extremos	agudos,	mostrando	de	cero	a	un	septo,	mientras	que	las
esporas	de	mayor	tamaño	mostraban	de	cuatro	a	siete	divisiones	en	su	parte
interior	(figura	11).
Figura	11
Cuerpo	fructífero	y	crecimiento	micelial	de	Fusarium	spp.
Mortierella	spp.
El	hongo	Mortieriella	spp.,	presentó	en	su	morfología	colonial	una	pigmentación
blanca	con	ciertas	tonalidades	grisáceas.	La	parte	del	reverso	de	la	colonia
mostró	la	misma	tonalidad.	El	crecimiento	del	hongo	fue	irregular	al	mostrar	en
el	borde	de	punta	de	hifas,	desarrollo	no	homogéneo.	Además,	se	observó	la
presencia	de	crecimiento	plano	y/o	algodonoso.
Figura	12
Crecimiento	micelial	y	cuerpo	fructífero	de	Mortierella	spp.
Este	microorganismo	fue	uno	de	los	que	tardó	más	tiempo	en	crecer	al
presentarse	su	crecimiento	hasta	los	tres	días	posteriores	a	la	siembra.	La
observación	bajo	el	microscopio	mostro	hifas	hialinas,	septadas	con	presencia	de
cuerpo	fructífero	con	morfología	alargada	donde	la	parte	del	ápice	mostraba	una
base	circular	de	donde	surgen	las	esporas.	Las	esporas	presentaron	forma
circular,	hialina	y	unida	entre	sí	(figura	12).
Helminthosporium	spp.
Helminthosporium	spp.,	presentó	caracteres	morfológicos	coloniales
diferenciados.	La	pigmentación	de	su	colonia	fue	café	marrón	oscura,	visto	de
ambos	lados	de	la	caja	Petri.	El	crecimiento	de	este	hongo	fue	de	tipo	plano	y
radial	sin	presentar	la	producción	de	anillos	concéntricos.	La	velocidad	de
crecimiento	fue	media,	al	crecer	en	el	mismo	intervalo	que	Rhizopus	spp.;	la
morfología	bajo	el	microscopio	mostró	un	micelio	septado	de	color	café.	Se
observó,	además,	la	presencia	de	esporas	adheridas	al	micelio	o	hifas.	Estas
esporas	presentaban	una	morfología	de	tipo	bacilar	con	extremos	que	iban	de
redondos	a	ligeramente	agudos.	Cada	espora	contenía	de	uno	a	tres	divisiones
(figura	13).
Figura	13
Crecimiento	micelial	y	cuerpo
fructífero	de	Helminthosporium	spp.
Cladosporium	spp.
Cladosporium	spp.,	es	un	microorganismo	que	presenta	en	su	colonia	una
pigmentación	que	va	del	café	oscuro	a	verde	olivo	en	ambos	lados	de	la	caja
Petri.	Su	crecimiento	es	circular	o	radial,	sin	la	presencia	de	anillos
concéntricos.	Su	morfología	colonial	muestra	un	desarrollo	micelial	de	tipo
plano.	Bajo	la	observación	microscópica,	muestra	la	presencia	de	hifas	o
micelio	septado	de	coloración	café.	El	cuerpo	fructífero	del	mismo	consta	de	un
talo	alargado	el	cual	posee	ramificaciones	similares	a	una	cruz,	donde	en	la
parte	de	sus	extremos	apicales	se	encuentran	adheridas	las	esporas.	Estas
últimas	son	de	tipo	redondeadas	al	inicio	y	posteriormente	se	vuelven	fusiforme,
elongadas	con	extremos	ligeramente	agudos	(figura	14).
Figura	14
Crecimiento	micelial	y	cuerpo	fructífero	de	Cladosporium	spp.
Densidad	poblacional	de	la	microbiota	fúngica	en	cada	cultivo
La	figura	15,	muestra	los	tipos	de	hongos	encontrados,	así	como	sus	poblaciones
presentes	por	mililitro	o	gramo	de	muestra	obtenida.	En	ella	se	observa	que	el
único	hongo	encontrado	de	mayor	interés	agronómico	es	Fusarium	spp.,
presentando	240	Unidades	Formadoras	de	Colonias	por	mililitro	(240	UFC/ml)
en	la	profundidad	de	0-30	cm.	Este	microorganismo	es	uno	de	los	hongos
fitopatógenos	más	severos	en	la	agricultura,	el	cual	generalmente	ataca	una	gran
diversidad	de	cultivos	y	puede	estar	presentes	bajo	diferentes	condiciones
ambientales.	En	ocasiones	puede	estar	actuando	como	saprofito	en	el	suelo,
mientras	aparecen	condiciones	climáticas	favorables	y	cultivos	susceptibles	para
iniciar	su	infección.
La	misma	gráfica	nos	revela	que	no	se	observó	la	presencia	de	hongos
antagonistas	como	Trichoderma	spp.	lo	cual	es	muy	extraño,	debido	a	que	este
tipo	de	hongos,	por	lo	general,	están	presentes	en	todo	tipo	de	suelos	y	climas.
Además,	pueden	desarrollarse	en	sustratos	muy	variados	y	lo	que	los	caracteriza
es	su	rápido	crecimiento	sobre	medios	de	cultivos.	Sin	embargo,	una	causa
pudiera	ser	que	el	pH	y/o	salinidad	de	los	suelos	muestreados	esté	afectando	su
desarrollo	en	los	mismos.
Figura	15
Poblaciones	de	hongos	aislados	por	gr	de	suelo	en	todo	el	campo	agricola
experimental	en	dos	tipos	de	profundidades
En	el	caso	de	Helminthosporium	spp.	y	Mortierella	spp.,	fueron	los	patógenos
que	presentaron	una	menor	densidad	poblacional	en	el	suelo.	Mientras	que
Clasoporium	spp.,	le	siguió	en	orden	de	los	de	menor	población,	pero	aun
considerable	dentro	de	posibles	umbrales	de	daño.
En	el	caso	de	Fusarium,	a	los	30	cm,	se	observa	que	generalmente	esta	presente
en	palmas	(170	UFC/ml),	sábila	(10	UFC/ml),	cítricos	(40	UFC/ml)	y	alfalfa	(20
UFC/ml)	(figura	16).	Durante	el	muestreo	se	pudo	observar	que	este	tipo	de
plantas	presentaban	un	deterioro	de	decaimiento	vegetal	en	sus	tejidos,	dentro	de
los	que	cabe	destacar	amarillamiento	y	muerte	de	tejidos.	Al	mismo	tiempo	se
puede	observar	que	en	el	caso	de	cítricos	y	sábila	se	muestra	una	mayor	cantidad
de	varibilidad	de	microbiota,	dado	que	en	los	cultivos	restantes	sólo	se	puede
observar	la	presencia	de	uno	o	dos	microorganismos	a	diferencia	de	los	cultivos
antes	señalados.
Figura	16
Población	de	microorganismos	en	los	diferentes	cultivos	muestreados	a	los
30	cm	de	profundidad
En	la	figura	17	se	muestran	las	poblaciones	a	los	70	cm	de	profundidad,	y	se
puede	observar	que	los	cultivos	con	presencia	de	Fusarium	son	los	mismos,	sin
embargo,	con	poblaciones	diferentes,	por	lo	general,	menores.	En	malla	sombra
o	invernadero	se	puede	apreciar	la	aparicion	de	este	hongo,	lo	cual	nos	indica
que	existen	esporas	latentes,	comunmente	clamidosporas	que	se	encuentran	en
forma	de	estructuras	de	resistencia	cuando	no	existen	condiciones	favorables	de
desarrollo	y	que	inicia	la	producción	de	conidios	al	cambiar	dichas	condiciones
para	entrar	en	etapa	infectiva.	De	manera	inversa,	a	la	profundidad	de	70	cm,	se
pudo	observar	mayor	cantidad	de	microorganismos	en	el	caso	de	la	sandía	en	la
malla	sombra	o	invernadero,	así	como	en	el	caso	del	melón.
Figura	17
Población	de	microorganismos	en	los	diferentes	cultivos	muestreados	a	los	70
cm	de	profundidad
Discusión
La	microbiota	presente	en	un	suelo,	ha	sido	de	gran	interés	para	diversos	tipos	de
estudios	(Lockwood,	1988).	El	‘microbioma’	es	la	comunidad	de
microorganismos	asociados	con	una	diversidad	de	ambientes	únicos	(Gilbert	et
al.,	2014).	Todos	los	microorganismos	cumplen	un	rol	fundamental	en	el
mantenimiento	del	suelo	como	ecosistema	(Loynachan,	2001).	La	identificación
y	la	comprensión	de	microbiomas	tienen	el	potencial	de	contribuir	al
mejoramiento	de	las	prácticas	agrícolas	y	al	desarrollo	de	nuevos	enfoques
biotecnológicoscon	fines	diagnósticos	y	terapéuticos	(Rosier	et	al.,	2016).	En
este	estudio,	se	observó	que	la	mayor	población	microbiana	de	tipo	fúngica	fue
mayor	a	los	30	cm	de	profundidad	independientemente	del	cultivo	establecido.
Se	ha	comprobado	que	la	respuesta	de	la	densidad	de	población	microbiana
puede	estar	asociada	a	la	presencia	de	una	mayor	cantidad	de	nutrientes	en	la
zona	de	la	rizosfera.	Como	lo	señala	Primavesi	(1984),	al	determinar	que	los
exudados	rizosféricos	pueden	llegar	a	contener	entre	10	y	44%	del	carbono
asimilado	y	otra	serie	de	compuestos,	lo	que	contribuye	generalmente	a	un
incremento	de	las	densidades	poblacionales	de	los	microorganismos.	Aunque	la
interacción	que	se	establece	entre	los	microorganismos	y	las	plantas	puede	ser	de
tipo	beneficiosa	o	negativa,	su	respuesta	está	relacionada	con	los	factores
externos	o	de	tipo	fisiológicos	tales	como	hospedero,	fertilidad	del	suelo,
ambiente	y	tipo	de	microbiota	(Calvo	et	al.,	2008).	Al	respecto,	Olalde	y
Aguilera	(1998),	mencionan	que	los	procesos	agrícolas,	así	como	el	manejo	de
los	recursos	vegetales	inciden	sobre	este	componente	afectando	tanto	a	su
biodiversidad	como	a	la	densidad	de	las	poblaciones	microbianas	implicadas;	los
resultados	a	mediano	y	largo	plazo	pueden	ser	la	pérdida	de	fertilidad	de	los
suelos	y	su	progresiva	depauperación.
Como	ya	se	ha	señalado,	las	plantas	crecen	en	estrecha	asociación	con	grandes
comunidades	de	microbios,	sin	embargo,	se	sabe	relativamente	poco	sobre	estas
relaciones	y	el	impacto	de	las	interacciones	hacia	los	tipos	de	estrés	biótico	y
abiótico	que,	en	última	instancia,	afectan	el	vigor,	la	protección	y	el	rendimiento
de	los	cultivos.	Dentro	de	ésta	microbiota,	los	hongos	son	uno	de	los
microorganismos	más	comunes	que	conforman	dicho	grupo	(Rosier	et	al.,	2016).
En	el	presente	trabajo	de	investigación,	se	pudo	determinar	la	presencia	de	una
variabilidad	considerable	de	este	tipo	de	organismos,	donde	principalmente
sobresalieron	el	género	en	mayor	población;	Penicillium	spp.,	Fusarium	spp.	y
Rhizopus	spp.	En	el	caso	de	estos	microorganismos	se	ha	documentado	a	través
de	los	años	que	son	unos	de	los	más	comunes	en	el	suelo,	o	establecidos	en	los
tejidos	externos	de	las	raíces	de	sus	hospederos.	Tal	es	el	caso	de	lo	reportado
por	Burges	(1960),	quien	encontró	una	variabilidad	de	especies	de	hongos
aislados	del	suelo,	cifrándolas	en	un	total	de	617,	de	las	cuales,	ordenados	según
su	contenido	de	mayor	a	menor	número	de	especies,	más	del	50%	estaba
relacionada	con	los	géneros	Penicillium	spp.,	Fusarium	spp.,	Mucor	spp.,
Aspergillus	spp.,	Achlya	spp.,	Mortierella	spp.,	Pythium	spp.,	Saprolegnia	spp.,
Monosporium	spp.	y	Chaetomiun	spp.
Muchos	de	estos	organismos,	pueden	actuar	como	mutualistas,	patogénicos	o
simbiontes	o	estar	asociados	a	la	planta	en	forma	de	organismos	saprofitos,	los
cuales	no	dañan	los	tejidos	vegetales,	sino	que	se	alimentan	de	materia	muerta,	o
los	exudados	de	las	raíces	del	hospedero	(Philippot	et	al.,	2013).	Su	acción	puede
provocar	un	beneficio	en	el	desarrollo	de	la	planta	y	actuar	como	un	organismo
benéfico,	ya	que,	aunque	no	son	esenciales	para	la	reproducción	o	supervivencia
de	la	planta,	pueden	tener	efectos	considerables	en	los	rasgos	asociados	con	el
crecimiento,	la	utilización	de	nutrientes	y	la	protección	contra	enemigos
naturales	(Oliver	et	al.,	2010;	Harris	et	al.,	2015).	Este	tipo	de	respuestas	es	de
gran	interés	en	el	ámbito	agronómico,	donde	los	cultivos	agrícolas	están
generalmente	establecidos	en	el	suelo	y	constantemente	expuestos	a
microorganismos	que	suelen	alimentarse	de	sus	compuestos.
En	los	cultivos	evaluados	se	observó	que	el	caso	de	sandía,	palmas,	cítricos	y
melón,	la	población	fue	mayor.	Esto	pudo	ser	debido	al	tipo	de	compuestos	que
esto	cultivos	secretan	en	el	suelo,	así	como	su	nutrición,	etapa	fenológica	y
desarrollo	radicular.	Tal	como	lo	reporta	Lakshmanan	et	al.,	(2014),	al	mencionar
que	la	estructura	y	la	comunidad	rizosférica	está	determinada	por	varios	factores
de	las	plantas	tales	como,	el	genoma	del	hospedero,	el	estado	de	desarrollo,	la
arquitectura	de	las	raíces,	el	pH,	la	temperatura,	la	variación	estacional,	la
humedad	y	los	tratamientos	con	agroquímicos.
Los	hongos	identificados	en	esta	investigación	podrían	ser	de	especial	interés	en
diversos	estudios	biológicos-agronómicos,	sobre	todo	en	el	aspecto	de	conocer
su	asociación	con	los	cultivos	establecidos	y	resistencia	a	factores	ambientales
que	se	presentan	en	zonas	áridas,	tales	como	el	aspecto	de	salinidad	en	el	suelo,
baja	humedad	y	las	altas	temperaturas.	A	pesar	de	que	la	población	de	la
microbiota	encontrada	fue	baja,	debido	a	la	baja	fertilidad	del	suelo,	con	este
estudio	se	tiene	información	relevante	respecto	al	tipo	de	hongos	presentes,	así
como	sus	poblaciones	y	la	diversidad	en	cada	área	de	cultivo.	Además,	con	ello,
se	podría	establecer	la	aplicación	de	enmiendas	o	abonos	orgánicos	para
aumentar	la	microbiota	y	volver	dicho	suelo,	un	suelo	supresivo,	donde	se	vea
favorecida	la	riqueza	microbiana,	la	cual	ayudara	a	la	rápida	descomposición	y
asimilación	de	la	materia	orgánica	útil	para	las	plantas.
Estudios	similares	y	que	confirman	este	hecho	de	supresividad,	son	los
reportados	por	Chialva	et	al.,	(2018),	quienes	comprobaron	que	las	plantas	de
tomate	cultivadas	en	suelos	nativos	con	su	complejo	de	microbiota,	responden	de
manera	diferente	al	cultivo	de	tomate	en	un	sustrato	estéril.	Ellos	evaluaron	dos
suelos	supresivos	a	Fusarium	oxysporum,	un	genotipo	susceptible	y	otro
resistente	al	mismo	patógeno.	El	trabajo	destacó	que	la	microbiota	de	los	dos
suelos,	independientemente	de	su	composición	taxonómica,	activaron
rápidamente	la	ruta	de	inmunidad	como	primer	nivel	de	defensa	de	la	planta,	así
como	un	aumento	de	la	síntesis	de	lignina,	lo	que	lleva	a	una	protección	activa
cuando	Fusarium	oxysporum	está	presente	en	el	suelo.
Conclusiones
Con	los	resultados	obtenidos,	se	puede	concluir	que,	en	el	caso	de	los
microorganismos	encontrados,	sólo	se	pudo	observar	la	presencia	de	una
población	microbiana	baja	a	diferencia	de	otros	reportes.	Los	siete	géneros	de
hongos	identificados	correspondieron	a	agentes	fitopatógenos,	los	cuales,	al
tener	las	condiciones	favorables,	pueden	causar	daños	en	diferentes	etapas	de
crecimiento	de	la	planta.	Dentro	de	estos	organismos	encontrados,	Fusarium	spp.
se	considera	una	de	las	problemáticas	más	comunes	en	campo,	al	causar	daño	de
pudrición	radicular.	Asimismo,	en	las	áreas	de	cultivo	evaluadas,	no	se
presentaron	poblaciones	de	hongos	antagonistas	del	género	Trichoderma	spp.,	el
cual	se	estimaba	que	sí	estuviera	presente,	debido	a	que	es	un	microorganismo
que	se	adapta	fácilmente	a	diferentes	ambientes	y	sustratos.	Un	factor
determinante	pudiera	ser	la	fertilidad	y/o	concentración	de	materia	orgánica	de
este	tipo	de	suelos,	es	probable	que	sea	muy	pobre,	por	lo	tanto,	no	tiene	la
posibilidad	de	mantenerse	en	los	sustratos.	Por	lo	anterior,	se	establece	que,	en
dicho	estudio,	la	población	de	hongos	fitopatógenos	fue	mayor	comparada	con	la
de	los	antagonistas	fúngicos.
Bibliografía	citada
Arias,	C.	E.	L.	y	Piñedo	E.	P.	A.	(2008).	Aislamiento	e	identificación	de	hongos
filamentosos	de	muestras	de	suelo	de	los	Paramos	de	Guasca	y	Cruz	Verde.
Universidad	Javeriana,	Bogotá.	Tesis.	Recuperado	de:
https://repository.javeriana.edu.cc
Barnett,	L.	H.	y	Hunter,	B.	B.	(1972).	Illustred	genera	of	imperfect	fungi.
Departament	of	biology	California	State	College	California	Pennsylvania.
Bardgett,	R.	D.,	y	van	der	Putten,	W.	H.	(2014).	“Below	ground	biodiversity	and
ecosystem	functioning”.	Nature,	515;	505-511.	Doi:	10.1038/nature13855.
Bender,	S.	F.,	Wagg,	C.,	y	van	der	Heijden,	M.	G.	A.	(2016).	“An	underground
revolution:	biodiversity	and	soil	ecological	engineering	for	agricultural
sustainability”.	Trends	Ecol.	vol.	31;	440-452.	Doi:10.1016/j.tree.2016.02.016.
Bouwman,	A.	F.,	Beusen,	A.	H.	W.	y	Billen,	G.	(2009).	“Human	alteration	of	the
global	nitrogen	and	phosphorus	soil	balances	for	the	period	1970-2050”.	Glob.
Biogeochem.	Cycles23;	1-16.	Doi:10.1029/2009GB003576.
Bressiano,	D.	(2004).	La	diversidad	biológica	y	la	agricultura.	Ecología	Agraria
Ciclo	IRA,	Facultad	de	Agronomía,	Río	de	Janeiro.
Burges,	A.	(1960).	Introducción	a	la	microbiología	del	suelo.	Editorial	Acribia.
Zaragoza.	España.
Calvo,	V.	P.,	Meneses,	L.	R.	y	Zúñiga,	D.	D.	(2008).	“Estudio	de	las	poblaciones
microbianas	de	la	rizósfera	del	cultivo	de	papa	(Solanum	tuberosum)	en	zonas
altoandinas”.	Departamento	Académico	de	Biología,	Universidad	Nacional
Agraria.	La	Molina,	Lima-Perú.	Pp.	141-148.
Chialva,	M.	Yang,	Z.,	Spadaro,	D.	y	Bonfante,	P.,	2018.	“Not	only	priming:	soil
microbiota	may	protect	tomato	from	root	pathogens”.	Journal	Plant	Signaling
and	Behavior,	Volume	13	(8).	DOI:	10.1080/15592324.2018.1464855.
Cornejo,	P.,	Meier,	S.,	García,	S.,	Ferrol,	N.,	Durán,	P.,	Borie,	F.,	Seguel,	A.
(2017).	“Contribution	of	inoculation	with	arbuscular	mycorrhizal	fungi	to	the
bioremediation	of	a	copper	contaminated	soil	using	Oenothera	picensis”.	J.	Soil
Sci.	Plant	Nutr.	17(1);	14-21.	Recuperado	de:	http://dx.doi.org/10.4067/SO718-
95162016005000070
Dal,	B.	G.	M.	(1987).	“Hongos	fitopatógenos	en	suelos	de	la	región	hortícola
platense:	estudios	cualitativos	y	de	patogenicidad”.	Facultad	de	Agronomía,
Universidad	Autónoma	Nacional	de	La	Plata.	Ciencia	del	suelo,	vol.	5.
Dibut,	A.	B.	y	Martínez,	V.	R.	(2006).	“Obtención	y	manejo	de	biofertilizantes
como	insumos	indispensables	de	la	agricultura	sostenible”.	Instituto	de
Investigaciones	Fundamentales	en	Agricultura	Tropical,	“Alejandro	de
Humboldt”	(INIFAT).	La	Habana,	Cuba	1-10.
Ferrera,	C.	R.	y	Alarcón,	A.	(2001).	“La	microbiología	del	suelo	en	la
agricultura	sostenible”.	Ciencias	Ergo	Sum,	julio,	vol.	8	(2).	Universidad
Autónoma	de	México,	Toluca	México.	175-183.
Frac	M.,	Hannula	S.E.,	Bełka	M.	and	Edryczka	M.	J.,	2018.	“Fungal
Biodiversity	and	Their	Role	in	Soil	Health”.	Frontiers	in	microbiology,	vol.	9:1-
9.
French,	R.	E.	y	Hebert	Y.	T.	(1980).	Métodos	de	investigación	fitopatológica.
Instituto	Interamericano	de	Ciencias	Agrícolas,	San	José,	Costa	Rica.
García,	J.	M.	(2009).	“¿Cómo	impactan	la	biodiversidad	y	los	exudados
radiculares	la	productividad	agrícola?	Soluciones	anticipadas	para	problemas
precisos”.	La	innovación	constante	para	la	agricultura	sustentable,	parte	I	vol.
14,	Universidad	Agraria	de	La	Molina,	Lima-Perú.	1-2.	Recuperado	de:
http://www.innovakglobal.com
Gilbert,	J.	A.,	Jansson,	J.	K.,	Knight,	R.	(2014).	“The	earth	microbiome	project:
successes	and	aspirations”.	BMC	Biol	12:69.	Recuperado	de:
http://www.earthmicrobiome.com
Gopal,	M.	y	Gupta	A.	(2016).	“Microbioma	selection	could	spur	next-generation
plant	breeding	strategies”.	Front	Microbiol.,	vol	7;	1971.	Doi
10.3389/micb.2016.01971.
Harman,	G.	E.	(2000).	“Myths	and	dogmas	of	biocontrol.	Changes	in
perceptions	derived	from	research	on	Trichoderma	harzianum	T-22”.	Plant	Dis.
84:377-393.	Recuperado	de:	https://apsjournals.apsnet.org
Harman,	G.	E.	(2006).	“Overview	of	mechanisms	and	uses	of	Trichoderma	spp.
Phytopathology”,	96:190-194.	Recuperado	de:	https://www.ncbi.nlm.nih.gov
Harris,	M.	O,	Friesen,	T.	L.,	Xu,	S.	S.,	Chen,	M.	S.,	Giron,	D.,	Stuart,	J.	J.
(2015).	“Pivoting	from	Arabidopsis	to	wheat	to	understand	how	agricultural
plants	integrate	responses	to	biotic	stress”,	Doi:10.1093/jxb/eru465.
Hiruma,	K.,	Gerlach,	N.,	Sacristán,	S”.,	Nakano,	R.	T.,	Hacquard,	S.,	Kracher,
B.,	et	al.	(2016).	Root	endophyte	Colletotrichum	tofieldiae	confers	plant	fitness
benefits	that	are	phosphate	status	dependent.	Cell.	165;	464-474.
doi:10.1016/j.cell.2016.	02.028.
Jiménez,	D.	R.	M.,	Castillo,	C.	P.,	Navas,	C.	J.	A.	(2004).	“Muestreo,
cuantificación	y	caracterización	patogénica	de	hongos	y	nematodos
fitopatógenos	en	el	suelo:	implicaciones	para	el	control	de	enfermedades”.
Symposium	Internacional.	El	muestreo	como	herramienta	esencial	en	la
protección	integrada.	España.	Vol.	164.	Recuperado	de:
https://www.phytoma.com
Johnson,	N.	C.,	Graham,	J.	H.	y	Smith,	F.	A.	(1997).	“Functioning	of
mycorrhizal	associations	along	the	mutualism-parasitism	continuum”.	New
Phytol.	135;	575-585.doi:10.1046/j.1469-8137.1997.00729.x.
Lakshmanan,	V.,	Selvaraj,	G.,	Bais,	H.	P.	(2014).	“Functional	soil	microbiome:
below	ground	solutions	to	an	above	ground	problem”.	Plant	Physiol	166:689-
700.	Recuperado	de:	https://www.researchgate.net
Lidbury,	I.	D.,	Murphy,	A.	R.	J.,	Scanlan,	D.	J.,	Bending,	G.	D.,	Jones,	A.	M.	E.,
Moore,	J.	D.,	et	al.	(2016).	“Comparative	genomic,	proteomic	and	exoproteomic
an	alises	of	three	Pseudomonas	strains	reveals	novel	in	sights	in	to	the
phosphorus	scavenging	capabilities	of	soil	bacteria”.	Environ.	Microbiol.
18;3535-3549.doi:	10.1111/1462-2920.13390.
Lladó,	S.,	López-Mondéjar,	R.	y	Baldrian,	P.	(2017).	“Forest	soil	bacteria:
diversity,	involvement	in	ecosystem	processes,	and	response	to	global	change”.
Microbiol.	Mol.	Biol.	Rev.	81:e00063-16.	doi:	10.1128/MMBR.00	063-16.
Lockwood,	1988.	“Evolution	of	concepts	asociated	with	soilborne	plant
pathogens.	Ann”.	Rev.	Phytopathol,	26;	93-121.	Recuperado	de:
https://www.annualreviews.org
Loynachan,	T.	E.	(2001).	Soil	Microbiol	Ecology	Laboratory	Manual.	Iowa	State
University	(EE.	UU).	Recuperado	de:	https://www.fao.org
Luna,	G.,	Vega,	J.,	Franco,	H.,	Vásquez,	S.	U.,	Trujillo,	N.	T.	y	Ramírez	E.	F.	y
Dendooven,	L.	(2002).	Actividad	microbiana	en	suelos.	Departamento	de
Biotecnología	y	Bioingeniería	del	Cinvestav.	Revista	Avance	y	Perspectiva,	vol.
21.	Texcoco.	México	D.F.	328-332.
Mommer	L.,	Cotton	T.	E.	A.,	Raaijmakers	J.	M.,	Termorshuizen	A.	J.,	Ruijven	J.
V.,	Hendriks	M.,	van	Rijssel	S.	Q.,	van	de	Mortel	J.	E.,	van	der	Paauw	J.	W.,
Schijlen	E.	J.	W.	M.,	Smit-Tiekstra	A.	E.,	Berendse	F.,	Kroon	H.	and	Dumbrell
A.	J.,	2018.	“Lost	in	diversity:	the	interactions	between	soil-borne	fungi,
biodiversity	and	plant	productivity”.	New	Phytologist	218:	542-553.
Olalde,	V.	P	y	Aguilera,	G.	L.	L.	(1998).	“Microorganismos	y	biodiversidad”.
Departamento	de	Biotecnología	y	Bioquímica,	Centro	de	Investigación	y	de
Estudios	Avanzados	IPN,	Terra	volumen	16	(3),	unidad	Irapuato	Gto.,	México.
289-292.
Oliver,	K.	M.,	Degnan,	P.	H.,	Burke,	G.	R.,	Moran,	N.	A.	(2010).	“Facultative
symbionts	of	aphids	and	the	horizontal	transfer	of	ecologically	important	traits”.
Annu	Rev	Entomol	55:247-266.	Recuperado	de:	https://www.ncbi.nlm.nih.gov
Osorio,	H.	E.,	Rodríguez,	H.	R.	y	Hernández,	C.	F.	D.,	(2009).	“Trichoderma
spp.,	una	alternativa	para	el	control	de	hongos	fitopatógenos”.	Departamento	de
Parasitología	Universidad	Autónoma	Agraria	Antonio	Narro.	Cienciacierta,
núm.	17.
Patkowska	E.,	Jamiołkowska	A.	and	Mielniczuk	E.,	2019.	Antagonistic	fungi	in
the	soil	after	Daucus	carota	L.	cultivation.	Plant,	Soil	and	Environment,	65(3):
159-164.
Philippot,	L.,	Raaijmakers,	J.	M.,	Lemanceau,	P.,	van	der	Putten,	W.	H.	(2013).
“Going	back	to	the	roots:	the	microbial	ecology	of	the	rhizosphere”.	Nat	Rev
Microbiol	11:789-799.	Doi:10.1038/nrmicro3109.epub.
Primavesi,	A.	(1984).	Manejo	Ecológico	del	Suelo.	Editorial	El	Ateneo.	Buenos
Aires,	Argentina.
Robbins,	R.	J.,	Krishtalka,	L.,	y	Wooley,	J.	C.	(2016).	“Advances	in	biodiversity:
metagenomics	and	the	unveiling	of	biological	dark	matter”.	Stand.Genomic
Sci.11:69.doi:10.1186/s40793-016-0180-8.
Rosier,	A.,	Bishnoi,	U.,	Lakshmanan,	V.,	Sherrier,	D.	J.	y	Bais,	H.	P.	(2016).	“A
perspective	on	inter-kingdom	signaling	in	plant–beneficial	microbe
interactions”.	Plant	Mol	Biol	90:537-548.	DOI	10.1007/s11103-016-0433-3.
Stefanis,	C.,	Alexopoulos,	A.,	Voidarou,	C.,	Vavias,	S.	y	Bezirtzoglou,	E.	(2013).
“Principal	methods	for	isolation	and	identification	of	soil	microbial
communities”.	Folia	Microbiol.	58:61-68.	DOI	10.1007/s12223-012-0179-5.
Syanez,	2000.	La	microflora	bacteriana	y	fúngica	de	la	rizosfera	del	pino	(Abies
vejari)	en	la	sierra	la	Carolina	de	la	Marta,	municipio	de	Arteaga,	Coah.,
México.
Syed,	A.	b.,	Rahman,	S.	F.,	Singh,	E.,	Pieterse,	C.	M.	J.,	y	Schenk,	P.	M.	(2018).
“Emerging	microbial	biocontrol	strategies	for	plant	pathogens”.	Plant	Sci.
267;102-111.doi:10.1016/j.plantsci.2017.11.012.Tedersoo,	L.,	Bahram,	M.,	Polme,	S.	Koljalg,	U.,	Yorou,	N.	S.,	Wijesundera,	R.,
y	Abarenkov	K.	(2014).	“Global	diversity	and	geography	of	soil	fungi”.	Science,
346,	1256688.	Recuperado	de:	https://science.sciencemag.org
Ulacio,	D.,	Pérez,	C.	y	Pineda,	J.	(1997).	“Micoflora	asociada	a	las	raíces	de	las
plantas	de	tabaco	(Nicotiana	tabacum)	provenientes	del	estado	portuguesa”.
Departamento	de	Agrobiologico,	decanato	de	Agronomia	UCLA.	Revista
Bioagro,	vol.	9,	núm.	1.
Villegas,	H.	M.	y	Ramírez	A.	H.	O.	(2002).	“Productores	Orgánicos	de	Tepentu,
una	opción	de	Agricultura	Sustentable	En	Baja	California	Sur”.	Congreso
Nacional	y	Reunión	Mesoamericana	de	Manejo	de	Cuencas	Hidrográficas.
Fideicomiso	de	Riesgo	Compartido	(FIRCO).	Universidad	Autónoma	de	Baja
California	Sur.	1-7.
Yuan,	Z.,	Jiang,	S.,	Sheng,	H.,	Liu,	X.,	Hua,	H.,	Liu,	X.,	et	al.,	(2018).	“Human
perturbation	of	the	global	phosphorus	cycle:	changes	and	consequences”.
Environ.	Sci.	Technol.	52;2438-2450.	DOI:	10.1021/acs.est.7b03910.
Acerca	de	la	autora
Mirella	Romero	Bastidas	es	profesora-investigadora	del	Departamento
Académico	de	Agronomía	de	la	Universidad	Autónoma	de	Baja	California	Sur.
Responsable	Académica	del	área	de	Fitopatología.	Doctorado	en	Ciencias	en	el
Uso,	Manejo	y	Preservación	de	los	Recursos	Naturales,	en	el	área	de	estudio	de
hongos	fitopatógenos	en	plantas	aromáticas	y	la	implementación	de	alternativas
de	manejo.	Principales	áreas	de	Investigación:	diagnóstico	y	control	de	hongos,
bacterias	y	nemátodos	en	plantas.
	Cover Page
	Identificación de hongos asociados a suelos agrícolas
	Resumen
	Introducción
	Objetivo general
	Objetivos específicos
	Justificación
	Hipótesis
	Revisión de literatura
	Importancia de las características del suelo en la agricultura
	Tipos de microorganismos presentes en el suelo
	La microbiota fúngica
	Hongos fitopatógenos del suelo
	Hongos antagonistas de fitopatógenos del suelo
	El muestreo de suelo como parte de una protección fitosanitaria
	Metodología
	Localización del experimento
	Trabajo de campo
	Cuantificación de poblaciones fúngicas del suelo
	Purificación de hongos
	Identificación de los hongos a nivel género
	Resultados
	Población de la microbiota fúngica a 30 y 70 cm de profundidad en zonas evaluadas
	Principales hongos fitopatógenos y antagonistas presentes en los suelos evaluados
	Densidad poblacional de la microbiota fúngica en cada cultivo
	Discusión
	Conclusiones
	Bibliografía citada
	Acerca de la autora