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Departamento de Bioquímica, Biología 
Molecular, Inmunología y Química Orgánica 
 
 
 
Tesis Doctoral 
 
 
 
Explorando la Química de los Iluros de Azufre en la 
Síntesis de Antibióticos tipo Nucleósido: Aproximación 
Sintética de Liposidomicinas y Muraimicinas 
 
 
 
Memoria que para optar al grado de Doctor en Química 
por la Universidad de Málaga presenta 
 
 
 
Laura Martín Ortiz 
 
 
 
 
 
 
 
Málaga, Septiembre de 2006 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
D. Francisco Sarabia García, Profesor Titular del Departamento de Bioquímica, 
Biología Molecular, Inmunología y Química Orgánica de la Facultad de Ciencias de 
la Universidad de Málaga, 
 
 
CERTIFICA: 
 
Que la memoria adjunta, titulada Explorando la Química de los Iluros 
de Azufre en la Síntesis de Antibióticos tipo Nucleósido: Aproximación 
Sintética de Liposidomicinas y Muraimicinas, que para optar al grado de 
Doctor en Química presenta Dña. Laura Martín Ortiz, ha sido realizada 
bajo mi dirección en los laboratorios del Departamento de Bioquímica, 
Biología Molecular, Inmunología y Química Orgánica de la Universidad 
de Málaga. 
 
Considerando que constituye trabajo de Tesis Doctoral, autorizo su 
presentación en la Facultad de Ciencias de la Universidad de Málaga. 
 
Y para que así conste, firmo el siguiente certificado. 
 
Málaga, Septiembre de 2006 
 
 
 
 
Fdo: Francisco Sarabia García 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
Tras todo el trabajo realizado para poder presentar esta Tesis Doctoral, por fin llegó el momento 
de poder expresar, y esta vez no de una forma puramente científica, mi balance personal de 
todos estos años, los cuales, pienso que me han ayudado a adquirir grandes valores como el 
ánimo de superación, la constancia, el entusiasmo o la paciencia, dotes que creo que todo 
Químico debe alcanzar, ya que, y lo sé por propia experiencia, pienso que son en muchas 
ocasiones, armas claves para combatir, las asperezas, problemas y dificultades, que aparecen tan 
frecuentemente durante el desarrollo de un trabajo de investigación. 
 
Y desde luego que, muestro toda mi sinceridad al afirmar que para poder haber llegado 
hasta aquí, debo agradecer la contribución de muchas personas, cada una en su medida, pero 
todas imprescindibles e importantes para mí, de ahí, todos los nombres que incluyo en estas 
páginas. 
 
En primer lugar, quisiera recordar a nuestro querido y añorado Dr. D. Fidel Jorge 
López Herrera, quien colaboró en el comienzo de este trabajo, y de cuya ausencia aún no me 
termino de acostumbrar. Quisiera expresar mi admiración hacia su persona y mi agradecimiento 
por abrirme las puertas del grupo de investigación “Diseño y Síntesis de Fármacos”. Por su gran 
ayuda en mis inicios en el laboratorio, y por haberme dado un ejemplo impecable de persona 
enamorada de su trabajo y de su familia. Siempre quedará latente entre nosotros, la huella 
entrañable que nos dejó. 
 
También quiero destacar y agradecer profundamente toda la dedicación y labor 
realizada por el director de este trabajo, Dr. D. Francisco Sarabia. Por diseñar el proyecto de 
investigación sobre el que he trabajado, por haber confiado en mí para emprenderlo, a pesar de 
las muchas dificultades, y haber supervisado cada detalle. Gracias, Francis por tu apoyo 
prestado día a día, y por tu preocupación por mí, demostrada en todo momento. 
 
 
A la Dra. María Soledad Pino González, por el interés mostrado hacia mi trabajo y 
por las muchas ocasiones en las que me ha brindado su ayuda. 
 
Al resto de profesores y demás compañeros del departamento de Química Orgánica, 
especialmente a la Dra. María Valpuesta, por ser una gran referencia para mí como química y 
como persona. 
 
A mis compañeros de laboratorio con los que he trabajado y convivido durante muchas 
horas y con los que me he sentido como en familia. Gracias a todos por crear un ambiente de 
trabajo acogedor y ameno. 
A Samy, por haber sido un gran compañero de laboratorio, por todo lo que he aprendido 
de él y por su ayuda prestada diariamente. Mucha suerte en tu nueva etapa, en la que espero que 
demuestres que no hay síntesis que se te resista. 
A Antonio, por dar el toque de humor en el laboratorio y marcar un estilo especial al 
grupo. Por ser un entrañable compañero y por todas las veces que ha sido mi solución 
informática. Suerte en tu estancia en San Diego donde espero que encuentres mucho éxito. 
A Miguel, por ser un excelente relevo en el laboratorio. Por haber conectado muy bien 
conmigo, y por iniciar una nueva generación en el grupo. 
 A Noé, por su discontinua pero perseverante aparición por el laboratorio, y por su 
apacible personalidad. 
A todos los miembros que en su día formaron parte del grupo: Carmen, Desi, Elisa, 
Bea, Victoria, Álvaro y David, por haber formado parte de la historia de este grupo y haber 
creado siempre un ambiente de trabajo agradable, y a las recientes incorporaciones, Fran y 
Jose, por transmitir sus inquietudes y ganas de trabajar. 
 
 A mis compañeras de promoción, Sonia y Yolanda, por tantas experiencias vividas 
durante la carrera. 
 
 A mis padres, por todo el cariño y apoyo que he recibido estos últimos 28 años. Por 
seguir haciéndome sentir como la “pequeña” de la casa y por estar ante cualquier necesidad 
incluso antes de que se os lo pida. Por vuestra confianza y por darlo todo por mí. 
 
 
 
 A mis hermanos, por todo el interés mostrado, por tantas llamadas desde Madrid para 
darme ánimo y apoyo, y por la destacable contribución de mi hermano Jorge en este trabajo, a 
nivel computacional. 
 
A mis suegros y al resto de mi familia, por haber estado muy atentos hacia mí y por el 
apoyo constante que he recibido de todos. 
 
 A mis amigos, por vuestra preocupación más que demostrada, y por vuestro apoyo y 
cariño. 
 
 Por supuesto, a mi marido, Rafa, compañero en todos los aspectos de mi vida, por haber 
sido esencial en este camino. Por confiar en mí, y apoyarme en todos los momentos. Por haber 
sabido escucharme y animado en las malas rachas. Ya sé que no te gusta que te de las gracias, 
pero en esta ocasión, no tengo más remedio. 
 
Y por último, agradecer a la Conserjería de Educación y Ciencia de la Junta de 
Andalucía, el haberme concedido una beca de investigación de Formación de Personal Docente 
e Investigador en las Universidades y Centros de Investigación en Andalucía, la cual he 
disfrutado durante cuatro años. 
 
 
 
 
 
Laura Martín Ortiz 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A los miembros más pequeños de mi familia 
Miguel y Marcos… 
 
 
ÍNDICE Página 
 
 
1. INTRODUCCIÓN................................................................................................ 
 
1.1. IMPORTANCIA DE LA PARED CELULAR BACTERIANA EN LA ACCIÓN 
BIOLÓGICA DE ANTIBIÓTICOS.................................................................................... 
1.2. ANTIBIÓTICOS TIPO NUCLEÓSIDO..................................................................... 
1.2.1. Principales inhibidores de la enzima translocasa Fosfo-MurNAc-pentapétido (Mra 
Y)............................................................................................................................................ 
1.3. QUÍMICA Y BIOLOGÍA DE LIPOSIDOMICINAS................................................ 
1.3.1. Estructura y actividad biológica……........................................................................... 
1.3.2. Aproximaciones sintéticas............................................................................................ 
1.3.3. Síntesis de análogos de Liposidomicinas y estudios SAR............................................ 
1.4. QUÍMICA Y BIOLOGÍA DE MURAIMICINAS...................................................... 
1.4.1. Estructura y actividadbiológica................................................................................... 
1.4.2. Síntesis de análogos de Muraimicinas y estudios SAR................................................ 
 
BIBLIOGRAFÍA...................................................................................................... 
 
2. RESULTADOS Y DISCUSIÓN.......................................................................... 
 
2.1. OBJETIVOS................................................................................................................... 
2.2. APROXIMACIONES SINTÉTICAS HACIA LAS LIPOSIDOMICINAS............. 
2.2.1. Estudios sintéticos iniciales........................................................................................ 
2.2.1.1. Condensación de un derivado aldehídico de la uridina con un iluro de azufre 
estabilizado............................................................................................................................. 
2.2.1.2. Aperturas nucleofílicas regioselectivas de las epoxiamidas derivadas de 
nucleósidos.............................................................................................................................. 
2.2.1.3. Estudio de la configuración de los dos centros quirales del anillo de oxirano de las 
 1 
 
 
 4 
 11 
 
 15 
 23 
 23 
 28 
 40 
 46 
 46 
 49 
 
 59 
 
 63 
 
 63 
 66 
 66 
 
 68 
 
 69 
 
Tesis Doctoral 
 
 
 
 II
epoxiamidas derivadas de nucleósidos................................................................................... 
2.2.2. Estudios enfocados a la obtención del anillo de diazepanona mediante el 
empleo de iluros de azufre complejos................................................................................. 
2.2.2.1. Introducción............................................................................................................... 
2.2.2.2. Síntesis de las sales de sulfonio funcionalizadas 10a-c............................................. 
2.2.2.3. Ensayos de condensación de las sales de sulfonio 10a-c con el aldehido derivado 
de la uridina 4a....................................................................................................................... 
2.2.2.4. Ensayos de ciclación mediante apertura intramolecular del anillo de oxirano de la 
epoxiamida 26a....................................................................................................................... 
2.2.3. Síntesis de estructuras simples de diazepanona desde indol epoxiamidas……… 
2.2.3.1. Introducción............................................................................................................... 
2.2.3.2. Preparación de epoxiamidas indólicas mediante el uso del iluro de azufre derivado 
de la sal de sulfonio indolínica 43.......................................................................................... 
2.2.3.2.1. Síntesis de la sal de sulfonio 43 a partir de indolina............................................... 
2.2.3.2.2. Reacción de condensación de compuestos aldehídicos derivados de la uridina 
con el iluro de azufre derivado de la sal de sulfonio 43......................................................... 
2.2.3.2.3. Reacción de oxidación con DDQ de las epoxiamidas 42a y 42b para obtener los 
correspondientes epoxi indoles 12a y 12b.............................................................................. 
2.2.3.3. Estudio de la reactividad de los epoxi indoles 12a y 12b por tratamiento con 
diaminas sencillas para obtener anillos de diazepanona simples............................................ 
2.2.3.3.1. Reacción de los epoxi indoles 12a y 12b con N,N´-Dimetil-1,3-propanodiamina 
(49a)........................................................................................................................................ 
2.2.3.3.2. Reacción de los epoxi indoles 12a y 12b con N-metil-1,3-propanodiamina (49b) 
2.2.3.3.3. Reacción de los epoxi indoles 12a y 12b con N,N´-dimetil-1,3-etanodiamina 
(49c)………………………………………………………………………………………… 
2.2.3.3.4. Reacción de los epoxi indoles 12a y 12b con N,N´-dietil-1,3-propanodiamina 
(49d)........................................................................................................................................ 
2.2.3.3.5. Reacción del epoxi indol 12a con 1,3-diamino-2-propanol (49e) y con 1,4-
diaminobutano (49f)............................................................................................................... 
2.2.3.4. Estudios dirigidos hacia la inversión de la configuración de los centros C-5´ y C-
6´ con el objetivo de obtener epímeros de los productos sintetizados.................................... 
2.2.3.4.1. Introducción............................................................................................................ 
2.2.3.4.2. Ensayos realizados para la epimerización del C-5´ del producto cíclico de 
 70 
 
 73 
 73 
 74 
 
 77 
 
 80 
 82 
 82 
 
 83 
 83 
 
 85 
 
 87 
 
 89 
 
 90 
 99 
 
102 
 
104 
 
105 
 
107 
107 
 
ÍNDICE 
 
 
 
 
 III
diazepanona 50a..................................................................................................................... 
2.2.3.4.3. Ensayos de isomerización de la epoxiamida 42b, para dar lugar a la epoxiamida 
de configuración tipo cis......................................................................................................... 
2.2.3.4.4. Epimerización de las posiciones C-5´ y C-6´ por desplazamiento nucleofílico de 
sustituyentes incorporados en productos de apertura derivados de la epoxiamida 42a.......... 
2.2.3.4.5. Reacción de oxidación con DDQ de la epoxiamida cis 57 para obtener el 
correspondiente epoxi indol 73............................................................................................... 
2.2.3.4.6. Obtención de estructuras cíclicas de diazepanona de configuración 5´S, 6´S, a 
partir del tratamiento del epoxi indol 73 con diaminas sencillas............................................ 
2.2.3.4.7. Estudios teóricos comparativos de los procesos de formación de las 
diazepanonas sencillas 51a y 56a…………………………………………………………... 
2.2.4. Estudios sintéticos dirigidos hacia la construcción del anillo de diazepanona 
funcionalizado presente en las estructuras de Liposidomicinas....................................... 
2.2.4.1. Introducción............................................................................................................... 
2.2.4.2. Estudios iniciales dirigidos a la síntesis del anillo de diazepanona funcionalizado 
mediante el empleo de una alil amida como modelo más sencillo......................................... 
2.2.4.2.1. Sustitución nucleofílica del resto indólico de los epoxi indoles 12a y 12b por 
reacción con alilamina............................................................................................................ 
2.2.4.2.2. Reacción de epoxidación de la N-alil amida 26c empleando mCPBA como 
agente oxidante y posterior tratamiento con metilamina........................................................ 
2.2.4.3. Estudio de la reactividad del epoxi indol 12a por tratamiento con distintas aminas 
asimétricas………………….................................................................................................. 
2.2.4.3.1. Síntesis de las aminas secundarias complejas 80a-f partiendo de la epoxiamida 
17 derivada de IDG................................................................................................................. 
2.2.4.3.2. Tratamiento del epoxi indol 12a con las aminas 80a-c.......................................... 
2.2.4.3.3. Tratamiento del epoxi indol 12a con la amina 80d................................................ 
2.2.4.3.4. Tratamiento del epoxi indol 12a con las aminas 80e y 
80f...........................................................................................................................................2.2.4.3.5. Síntesis de la mezcla de aminas 80g/80´g y posterior reacción con el epoxi indol 
12a.......................................................................................................................................... 
2.2.4.4. Estudios enfocados hacia la síntesis de la estructura de diazepanona mediante la 
conexión entre un producto epóxi indólico y un fragmento olefínico asimétrico.................. 
108 
 
112 
 
117 
 
119 
 
120 
 
123 
 
128 
128 
 
129 
 
129 
 
131 
 
135 
 
136 
139 
142 
 
148 
 
151 
 
155 
Tesis Doctoral 
 
 
 
 IV
2.2.4.4.1. Introducción............................................................................................................ 
2.2.4.4.2. Intentos de funcionalización del alqueno terminal de precursores sencillos a 
compuestos cíclicos de diazepanona....................................................................................... 
2.2.4.4.3. Síntesis de los fragmentos asimétricos 103........................................................... 
2.2.4.4.4. Conexión de los compuestos asimétricos 103a-c y 136 con productos de 
estructura epoxi indólica......................................................................................................... 
2.2.4.4.5. Intentos de funcionalización del alqueno terminal presente en los productos de 
acoplamiento 104a-c............................................................................................................... 
2.2.4.4.6. Aproximación a la síntesis de una estructura cíclica de diazepanona a partir del 
producto de acoplamiento 138................................................................................................ 
2.2.4.5. Estudios enfocados hacia la síntesis de la estructura de diazepanona mediante el 
empleo de la química de diazo compuestos............................................................................ 
2.2.4.5.1. Introducción............................................................................................................ 
2.2.4.5.2. Intentos de introducir el grupo diazo en un producto nucleosídico........................ 
2.2.4.5.3. Acoplamiento de un epoxi ácido derivado de nucleósido con una amina que 
incorpora el grupo diazo......................................................................................................... 
2.2.4.6. Aproximación sintética al anillo de diazepanona mediante el empleo de 2-amino-
1,3,4-butanotrioles (ABTs) protegidos …………………………………………………….. 
2.2.4.6.1. Introducción……………………………………………………………………… 
2.2.4.6.2. Síntesis de la amina asimétrica 172……………………………………………... 
2.2.4.6.3. Acoplamiento de la amina 172 con un epoxi ácido derivado de nucleósido e 
intentos de realizar la ciclación intramolecular para construir la estructura de 
diazepanona………………………………………………………………………………… 
 
2.3. APROXIMACIONES SINTÉTICAS HACIA LAS 
MURAIMICINAS................................................................................................................. 
2.3.1. Introducción................................................................................................................ 
2.3.2. Estudios sintéticos dirigidos a la construcción de productos 5´ epímeros 
derivados de Muraimicinas.................................................................................................. 
2.3.2.1. Síntesis del primer derivado peptídico sencillo de Muraimicinas partiendo de una 
epoxiamida indolínica............................................................................................................. 
2.3.2.2. Síntesis del primer derivado peptídico sencillo de Muraimicinas partiendo de una 
epoxiamida indólica................................................................................................................ 
155 
 
156 
167 
 
171 
 
174 
 
177 
 
179 
179 
180 
 
181 
 
185 
185 
186 
 
 
188 
 
 
193 
193 
 
195 
 
195 
 
199 
ÍNDICE 
 
 
 
 
 V
2.3.2.3. Estudios sintéticos de derivados sencillos de Muraimicinas a partir de epoxi éster 
tbutílico................................................................................................................................... 
2.3.2.4. Síntesis de derivados peptídicos sencillos de Muraimicinas a partir de la apertura 
nucleofílica de una epoxiamida indolínica con 1-azido-3-propanoamina.............................. 
2.3.2.5. Aperturas de epoxiamidas indolínicas con aminas que poseen un resto de 
aminoácido.............................................................................................................................. 
 
BIBLIOGRAFÍA...................................................................................................... 
 
3. PARTE EXPERIMENTAL................................................................................. 
 
3.1. APROXIMACIONES SINTÉTICAS HACIA LAS LIPOSIDOMICINAS............. 
3.1.1. Estudios sintéticos iniciales.......................................................................................... 
3.1.2. Estudios enfocados a la obtención del anillo de diazepanona mediante el empleo de 
iluros de azufre complejos..................................................................................................... 
3.1.3. Síntesis de estructuras simples de diazepanona desde indol epoxiamidas…………... 
3.1.4. Estudios sintéticos dirigidos hacia la construcción del anillo de diazepanona 
funcionalizado presente en las estructuras de Liposidomicinas............................................. 
3.2. APROXIMACIONES SINTÉTICAS HACIA LAS 
MURAIMICINAS................................................................................................................. 
3.2.1. Estudios sintéticos dirigidos a la construcción de productos 5´ epímeros derivados 
de Muraimicinas..................................................................................................................... 
 
BIBLIOGRAFÍA...................................................................................................... 
 
4. CONCLUSIONES................................................................................................ 
 
ANEXO I: ABREVIATURAS................................................................................. 
 
ANEXO II: TÉCNICAS EXPERIMENTALES…................................................ 
 
ANEXO III: LISTADO DE PRODUCTOS……………….……………….……. 
 
202 
 
204 
 
206 
 
209
 
215
 
215 
215 
 
223 
230 
 
265 
 
316 
 
316 
 
351
 
353
 
359
 
361
 
363
Tesis Doctoral 
 
 
 
 VI
 
ANEXO IV: ESPECTROS……………………………………………………….. 
 
 
371
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
 
 
Los antibióticos son productos naturales ó sintéticos, caracterizados por su capacidad de inhibir 
el crecimiento de ciertos microorganismos, tanto de origen bacteriano como fúngico, o de 
producir su destrucción directamente. Los antibióticos que detienen el crecimiento de las 
bacterias se denominan bacteriostáticos, mientras que los que causan la muerte celular 
bacteriana se conocen como bactericidas. Algunos antibióticos pueden adquirir ambas 
funciones y actuar de una forma u otra según el carácter de la infección producida. A su vez, los 
antibióticos naturales son producidos por bacterias u hongos, siendo la especie bacteriana 
actinomycetes la mayor fuente de producción de antibióticos de distintos tipos. La mayoría de 
los antibióticos clínicamente aplicados en tratamientos con humanos en los últimos sesenta años 
han sido de origen natural, elaborados por un microorganismo en un hábitat y condiciones 
específicas. 
 
Desde el descubrimiento de la penicilina en 1929 por A. Fleming1 y su posterior uso 
clínico como antibiótico a partir de 1946, comienza una nueva etapa en la lucha contra 
enfermedades infecciosas.2Sin embargo, cuando parece que la medicina estaba consiguiendo 
grandes logros en la erradicación de éstas, surgen signos evidentes de la resistencia del mundo 
bacteriano frente al ataque de los antibióticos hasta entonces eficaces.3 La aparición de ciertas 
cepas de bacterias con mutaciones y modificaciones genéticas con respecto a las ya conocidas, y 
no susceptibles a la acción de los fármacos existentes, supone una gran amenaza a la seguridad 
y bienestar de la salud mundial. Algunas de ellas son Staphylococcus aureus, Enterococcus 
faecalis, Mycobacterium tuberculosis o Pseudomonas aeruginosa, resistentes a antibióticos tipo 
β-lactámicos como las Penicilinas (1), azucarado como la Streptomicina4 (2), macrólidos como 
la Eritromicina B (3) o los pertenecientes a la familia de las Tetraciclinas (4). Muchas de estas 
bacterias dejaron de ser una amenaza a partir de los avances en el hallazgo y aislamiento de 
nuevos agentes antibacterianos de origen natural de naturaleza polipeptídica como la 
Vancomicina5 (5), o la Everninomicina6 (6), y con diferentes mecanismos de acción con 
respecto a los antibióticos clásicos (figura 1). Sin embargo, al cabo de unos años, el problema 
Tesis Doctoral 
 
 2
vuelve a surgir ya que siguen reapareciendo nuevas cepas activas e inalterables incluso frente a 
las armas terapéuticas más recientes. Algunas causas posibles que podrían justificar esta 
resistencia bacteriana son, por una parte, el uso excesivo de los antibióticos tanto en humanos 
como en animales, y por otra, el incorrecto seguimiento que en ocasiones se realiza en el curso 
de los tratamientos con antibióticos por parte de los pacientes. 
 
Penicilina (1)
N
S
CO2H
H
N
O
H
O
PhO
O
O
O
OH
O
O
OH
Eritromicina B (3)
O OOH
CONH2
OH
OH
H
NMe2
HHO
Tetraciclina (4)
OH
O
OMe
OH
O
HO
NMe2
HO
O
HO
MeHN O
O
Me
HO
OHC
O
HO O HN
NH
HO OH
NH2
NH
NH
H2N
Streptomicina (2)
O
O O
O
OH
OH
O
OH
O
HO NH2
N
H
H
N
O
N
H
O O H
N
O
O
HN
HO
O
HO
HO
NH
O
H
N
OH
Cl
Vancomicina (5)
O
O O
Cl
HO
Cl
OMe
O
O
MeO
O2N
HO
O
O
O
O
OH
O
MeO
O
OH
O
OMe
OH OMe
O
O
HO
O
O
O O
O
OH
OH
Everninomicina (6)
O
O
O
O
NH2
O
Cl
OH
OH
 
 
Figura 1. 
 
Los mecanismos generales por los que los microorganismos patógenos desarrollan 
resistencia7 a los antibióticos son muy diversos. A partir de estos procesos, las bacterias pueden: 
a) Expulsar el fármaco a través de un proceso de bombeo 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 3
b) Modificar o destruir al agente antibacteriano por acción enzimática 
c) Alterar el centro objetivo del antibiótico 
d) Provocar procesos de mutación genética o adquirir genes resistentes provenientes de 
otras bacterias 
e) Inducir la sobreproducción del centro objetivo del antibiótico 
 
Los procesos de autodefensa (figura 2) se manifiestan en determinadas zonas de la 
célula bacteriana, siendo la mayoría de ellas, centros objetivos claves para los distintos 
fármacos. Por una parte, es destacable que, gracias a la importancia que tiene la envoltura 
celular para la vida de la bacteria, existe un buen grupo de antibióticos que actúan a nivel de la 
membrana bacteriana. Esto justifica que, dentro del descubrimiento de nuevos agentes 
antibióticos, haya cobrado una gran prioridad el conocimiento de la biosíntesis de la pared 
celular de bacterias.8 No obstante, existen otras regiones de la célula, con elevada actividad 
proteica, que también son objetivos importantes para la acción de numerosos fármacos. Por 
ejemplo, es abundante la acción antibiótica, ejercida especialmente por compuestos macrólidos 
y aminoglicósidos, basada en la inhibición biosintética de proteínas bacterianas por unión a 
ribosomas. 
 
Genes
 resistentes
Receptor
Fármaco
Enzimas
modificantes
Fármaco
Receptor modificado
Fármaco
A) Mecanismo de bombeo B) Modificación enzimática del fármaco C) Alteración del centro objetivo
Fármaco modificado
Enzimas
modificantes
 
 
Figura 2. 
 
Por otra parte, en procesos de generación de energía metabólica y reconocimiento 
celular, es fundamental la intervención de ciertos compuestos azucarados, por tanto, es lógico 
pensar que exista una amplia familia de compuestos antibióticos que contengan en su estructura 
fragmentos tipo carbohidrato. La mayoría de estos compuestos antibacterianos son naturales o 
semisintéticos. Aunque aparentemente el estudio de agentes terapéuticos basados en 
Tesis Doctoral 
 
 4
carbohidratos parece ser de una gran importancia, en la realidad, existen graves obstáculos para 
poder llevar a cabo una extensa investigación sobre este tipo de compuestos. Por un lado, los 
carbohidratos están funcionalizados principalmente por grupos hidroxilos, lo cual, dificulta en 
gran medida su síntesis y obtención de compuestos puros. Además las interacciones que 
establecen con los diferentes centros objetivos son de relativa baja afinidad. 
 
También desde el punto de vista de la química médica, los carbohidratos son 
comúnmente demasiado complejos para su desarrollo en la industria farmacéutica y su 
biodisponibilidad se ve desfavorecida debido a su elevado carácter hidrofílico, el cual, impide 
que estos productos sean fácilmente suministrables por vía oral. Una forma de poder solucionar 
estos problemas sería a través de la síntesis de miméticos de carbohidratos con propiedades 
favorables en cuanto a su diseño, síntesis, especificidad, afinidad y estabilidad, y que a su vez, 
no presentaran las características indeseables propias de los compuestos carbohidratos para su 
aplicación como fármacos. Por lo tanto, como conclusión, cabe resaltar la gran importancia de 
la búsqueda de nuevos agentes antibióticos9 que actúen eficazmente sobre las bacterias, tarea 
que debe estar encaminada hacia la renovación incesante de los agentes antibacterianos 
conocidos, con el fin de que sus mecanismos de acción representen una continua línea defensiva 
frente a las especies de bacterias y otros microorganismos que se resistan a ser combatidos. 
 
1.1. IMPORTANCIA DE LA PARED CELULAR BACTERIANA EN LA 
ACCIÓN BIOLÓGICA DE ANTIBIÓTICOS 
 
El citoplasma de la bacteria se separa del exterior a través de la membrana citoplasmática, cuya 
estructura de bicapa lipídica actúa como una barrera de permeabilidad de la membrana. 
Históricamente, las bacterias han sido clasificadas como Gram-positiva o Gram-negativa, 
dependiendo de la estructura de la envoltura celular. La mayoría de las bacterias Gram-
positivas, como Staphylococcus aureus o Bacillus subtilis, están rodeadas por una pared celular 
integrada por peptidoglicanos, compuesta por cadenas de polipéptidos y polisacáridos unidos 
covalentemente y que presenta una pequeña resistencia a la difusión de moléculas pequeñas. 
Esta capa proporciona gran parte de la resistencia y rigidez necesaria para soportar la alta 
presión osmótica interna que existe dentro de la célula. La superficie externa de las bacterias 
Gram-positivas está compuesta mayormente por ácidos teicóicos, polímeros fosfodiéster que a 
menudo contienen lipopolisacáridos (LPS) en sus posiciones terminales. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 5
 Por otro lado, las bacterias Gram-negativas, como Escherichia coli o Pseudomonas 
aeruginosa contienen una membrana adicional que recubre la capa de peptidoglicanos, cuya 
cara externa está compuesta por lipopolisacáridos (LPS), proteínas y fosfolípidos, que confieren 
a la membrana una baja permeabilidad, dificultando así la fluidez de moléculas hidrofóbicas a 
través de ella, y actuando como una eficaz barrera frente a la rápida penetración de antibióticos 
lipofílicos (figura 3). El espacio acuoso que separa a las dos membranas (interna y externa) se 
denomina periplasma o espacio periplasmático, el cual contiene a la capa de peptidoglicanos 
además de proteínas, azúcares y otros nutrientes. La diferencia estructural entre los dos tipos de 
bacterias, explica el hecho de que existandiversos antibióticos efectivos ante bacterias Gram-
positivas, pero totalmente inactivos frente a bacterias Gram-negativas. Aquellos agentes 
antibacterianos activos a los dos tipos de bacterias son denominados de amplio espectro. 
Actualmente se pone un gran énfasis en el descubrimiento de nuevos fármacos que sean activos 
frente a las especies Gram-positivas, ya que éstas son las que más resistencia están ofreciendo a 
la acción de los antibióticos que actualmente se emplean en medicina. 
 
Bacteria
LPS
Gram-positiva
Gram-negativa
 Membrana 
citoplasmática Peptidoglicano
 Membrana 
citoplasmática Peptidoglicano
Pe
rip
l a
s m
a
 Membrana 
externa
 
 
Figura 3. 
 
Los mecanismos de acción por los que muchos antibióticos9 exhiben sus propiedades 
antibacterianas, se basan en la destrucción de la integridad de su pared celular, siendo 
posiblemente, la inhibición de la biosíntesis de peptidoglicanos, uno de los más efectivos. Otros 
procesos que atentan contra la pared celular son la inhibición de la biosíntesis de 
Tesis Doctoral 
 
 6
lipopolisacáridos (LPS), exclusivamente observada en bacterias Gram-negativas, o la formación 
de poros en la membrana. La estructura de los peptidoglicanos9 presentes en la pared celular, 
está compuesta por glicanos unidos mediante enlaces β-1,4 en los que se van alternando 
unidades azucaradas de N-acetilglucosamina (GlcNAc) (7) y ácido N-acetilmurámico (MurNAc) 
(8). La posición 3 de éste, se conecta a una cadena peptídica lateral, generalmente de secuencia 
L-Ala-D-γ-Glu-X-D-Ala-D-Ala, donde X puede ser L-Lys (en bacterias Gram-positivas) o ácido 
meso-diaminopimélico (mDAP), en bacterias Gram-negativas, dando lugar a la estructura 
representada como MurNAc-pentapéptido10 (9) (figura 4). La cadena de peptidoglicano se va 
ensamblando a través de una unión entrecruzada, vía amida, entre el ε-amino de una unidad de 
L-Lys o de mDAP, y el carbonilo de la unidad de D-Ala situada en la posición 4 de la cadena 
paralela. 
D-Glu
m-DAP ó L-Lys
D-Ala
L-Ala
OH
H
H
NHH
OH
CH2OH
H
O
C O
CH3
O
H
O
H
H
H
CH2OH
H O
NH
C O
CH3
O
HC CH3
C
NH
O
HC CH3
C O
NH
CHCO2H
CH2
CH2
C O
NH
HC
C
(CH2)3 CH
NH2
CO2HO
NH
HC
CO2H
CH3
D-Glu
m-DAP ó L-Lys
D-Ala
D-Ala
L-Ala
enlace amida
β-1,4
Estructura primaria de 
peptidoglicanos
HO
O
HO
OHAcHN
HO
GlcNAc (7)
HO
O
O
OHAcHN
HO
MurNAc (8)
O
O
HO
O
O
OHAcHN
HO
D-Glu
m-DAP ó L-Lys
D-Ala
D-Ala
L-Ala
MurNAc-pentapéptido (9)
O
 
 
Figura 4. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 7
La biosíntesis de peptidoglicanos7a (figura 5) comienza con la transferencia de un grupo 
enolpiruvil desde una molécula de fosfoenolpiruvato (PEP) a la posición 3´-hidroxi de una 
unidad de uridina-5´-difosfo-N-acetilglucosamina (UDP-GlcNAc), auto construída a partir de 
GlcNAc por acción de la enzima bifuncional GlmU, generando el ácido UDP-N-acetilmurámico 
(UDP-MurNAc). Éste representa el fragmento básico para la construcción del polisacárido que 
constituye el armazón estructural del peptidoglicano. Este monosacárido activado se sintetiza en 
el citoplasma mediante la acción enzimática de la transferasa MurA y la reductasa MurB. El 
siguiente paso de la síntesis de péptidoglicanos consiste en la formación del MurNAc-
pentapéptido por unión secuencial de cada aminoácido a través de la intervención de la ligasa 
correspondiente (MurC-MurE) y por último la conexión del dipéptido D-Ala-D-Ala, mediante la 
acción de la enzima MurF. Todas estas reacciones se caracterizan por ser dependientes de ATP. 
 
A continuación, se da lugar la transferencia de una unidad de fosfo-MurNAc-
pentapéptido o Lípido I, a través de la membrana citoplasmática gracias a la intervención de la 
molécula lipídica transportadora, C55 undecaprenil fosfato, situada en la superficie de la parte 
interna de la membrana. El oxígeno del grupo fosfato de la molécula lipídica ataca a la unión de 
tipo pirofosfato presente en la estructura de UDP, liberando una molécula de UMP y generando 
un nuevo enlace pirofosfato entre el MurNAc-pentapéptido y el resto lipídico. Este proceso está 
regulado por la enzima MraY, también denominada translocasa I,8a la cual constituye el centro 
objetivo de numerosos antibióticos que actúan a nivel de pared celular. La importancia de la 
función de esta enzima se debe a que es la responsable del primer paso del ciclo lipídico de 
reacciones que ocurren en el interior de la membrana citoplasmática (figura 5). 
 
Posteriormente, la posición 4 del intermedio Lípido I se conecta con una segunda 
unidad de GlcNAc procedente de otra molécula de UDP-GlcNAc a través de una reacción 
catalizada por la glicosil transferasa MurG o translocasa II, proporcionando el intermedio 
Lípido II. En muchas bacterias Gram-positivas, tras la formación de este disacárido, se 
adicionan nuevos aminoácidos, generalmente de tipo glicina, al grupo ε-amino del resto de 
lisina. El péptido complejo Lípido II es transportado a través de la membrana citoplasmática 
hacia la superficie de la célula, lugar donde los fragmentos de disacáridos se van polimerizando 
mediante reacciones de transglicosilación, en las que el grupo α-difosfo-undecaprenil es 
desplazado por el hidroxilo de la posición 4 de otra unidad de GlcNAc, dando lugar a una 
inversión de la configuración de dicho centro. Estas reacciones están catalizadas por enzimas 
Tesis Doctoral 
 
 8
transglicosilasas, que suelen ser miembros de la familia de proteínas de tipo “penicillin-
binding” (PBPs). 
 
UDP UDP
Mur A Mur B
CO2-
OPO32-
Mur C - Mur F
UDP
P
MraY
PP
PP
UDP
Transglicosilasa
PP
Transpeptidasa
D-cicloserina
Amfomicina
Mureidomicina
Tunicamicina
Capuramicina
FR-900493
Caprazamicina
Enduracidina
Lipopeptina
Moenomicina
Ramoplanina
β-lactamas
Vancomicina
Bacitracina
Ribosoma
Aminoglicósidos
Macrólidos= GlcNAc
= MurNAc
= MurNAc pentapéptido
P = Undecaprenil fosfato
Liposidomicina
Muraimicina
UMP
UDP
Mur G
P
Lípido I
Lípido II
β1,4
Fosfomicina
PA
R
ED
 C
EL
U
L A
R
M
EM
B
R
A
N
A
C
IT
O
PL
A
SM
A
 
Figura 5. 
 
El paso final de esta biosíntesis consiste en la unión entrecruzada de dos cadenas 
paralelas de polisacáridos a través de la acción de enzimas transpeptidasas, construyéndose así, 
la base estructural del peptidoglicano.9 Las reacciones de transpeptidación ocurren entre los 
grupos ε-amino de los restos de mDAP de una cadena azucarada, y los grupos carbonilos de los 
residuos de D-Ala de la posición 4 de la cadena vecina. Esta disposición estructural confiere al 
peptidoglicano, la solidez requerida para mantener la estabilidad de la célula y soportar la alta 
presión osmótica. Tal y como se representa en la figura 5, cada uno de los fármacos que se 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 9
indican, es específicamente activo en una etapa concreta de la serie de reacciones que 
constituyen el proceso biosíntético, lo cual viene condicionado por la función y el carácter de la 
enzima que constituye el centro receptor de cada antibiótico en cuestión. Debido a que la 
biosíntesis de peptidoglicanos es imprescindible para el mantenimiento de la pared celular y por 
tanto, para la vida de la bacteria, es evidente que exista un gran número de antibióticos cuya 
acción biológica se manifieste dentro de este proceso biosintético9 (figura 6). 
 
O
O
OH
OAcHN
HO
P O-
O
O-
OHN
P
O
O-
CO2-
CO2-
O P OR
O
O-
OHN
P
O
O-
CO2-
CO2-
R = OH
R = UMP
Inhibidores de MurC (11a y 11b)
D-Phe
L-His-D-Asp-D-Asn
D-Ile-D-Orn-L-Lys-D-Ile
D-Glu
L-Leu
O
N
S
NH2
Bacitracina (10)
PO32-
O
Fosfomicina (14)
HN O
NH2
O
D-cicloserina (15)
NH-R-N
O
-OOC
Amfomicina (16)
4-Tiazolidinona 2,3,5-trisustituída (13)
N
H
H
N
O
N
N
H
N
N
H
OH
NH2
O
O
O
O
O
N
H
O
O
HO
HO
HO
O
NH
O
O
CO2H
Ph
10
H2N
O
Lipopeptina A (12)
N
S
O
O
H
N NHPh
HOOC
O
R = Asp-MeAsp-Asp-Gly-Asp-Gly-Dab-Val-Pro-Dab
 
 
Figura 6. 
 
Los antibióticos más comunes, como las Penicilinasy las Cefalosporinas, actúan sobre 
las enzimas transpeptidasas, sin embargo, la resistencia bacteriana por actuación de ciertas β-
Tesis Doctoral 
 
 10
lactamasas que catalizan la hidrólisis de los enlaces β-lactámicos y por tanto inactivan la acción 
del fármaco, ha provocado la necesidad de emplear antibióticos alternativos que actúen en 
etapas anteriores dentro del proceso biosíntético de peptidoglicanos. 
 
Así por ejemplo, la Fosfomicina11 (14), es un producto análogo a la molécula de 
fosfoenolpiruvato, y por tanto un inhibidor irreversible de la enzima UDP-GlcNAc enolpiruvil 
transferasa (MurA). La estructura cristalina del complejo MurA/Fosfomicina revela que el 
antibiótico se une covalentemente a un resto de cisteína (Cys-115) situada en el sitio activo. La 
inhibición de la enzima se produce debido a un ataque nucleofílico por parte del grupo tiol de la 
cisteína al epóxido existente en la molécula de Fosfomicina. Por otra parte, la enzima 
enolpiruvil-UDP-GlcNAc reductasa (MurB) ha sido estudiada más recientemente, 
encontrándose algunos compuestos que inhiben su acción, tales como las 4-Tiazolidinonas-
2,3,5-trisustituídas (13), que han sido diseñadas como miméticos del substrato de la enzima en 
cuestión. 
 
Como se ha indicado anteriormente, las enzimas MurC-MurF son las responsables de la 
formación de los enlaces peptídicos secuenciales de los aminoácidos que conforman la cadena 
lateral pentapeptídica. Los agentes inhibidores que actúan sobre estas enzimas, tales como los 
compuestos 11a y 11b, mimetizan los intermedios de reacción incorporando grupos que 
contienen restos fosforados en lugar de enlaces peptídicos. Las enzimas D-Ala-D-Ala racemasas 
y D-Ala-D-Ala ligasas también se ven afectadas por el antibiótico D-Cicloserina (15), ya que 
presenta una inhibición competitiva al poseer una estructura análoga a la de D-Ala. Por otro 
lado, la Bacitracina12 (10) es un péptido cíclico que inhibe la regeneración de la molécula 
lipídica transportadora C55 undecaprenil fosfato por complejación de la unidad de pirofosfato en 
presencia de iones magnesio. 
 
Como ya se tratará con más detalle en la presente memoria, en cuanto a los antibióticos 
que inhiben la acción de la enzima fosfo-MurNAc-pentapétido translocasa o translocasa I 
(MraY), caben destacar diversos tipos de compuestos tipo nucleósido13, tales como 
Tunicamicinas,14 Mureidomicinas,15 Liposidomicinas16 (LPDs) o Muraimicinas,17 cuyos 
aspectos químicos y biológicos, constituyen el centro de interés de la presente Tesis Doctoral. 
 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 11
La Lipopeptina A18 (12), es uno de los productos naturales que inhiben a la enzima 
GlcNAc transferasa (MurG). No se conocen muchos agentes inhibidores que actúan sobre ella, 
ya que el estudio tanto de la MurG como de su substrato, se ha visto dificultado por el hecho de 
que se trata de una enzima que está presente en la célula en cantidades muy pequeñas. 
Recientemente han sido aislados algunos cristales puros, por lo que su estructura ha podido ser 
finalmente elucidada. 
 
Dentro de las enzimas que actúan en la biosíntesis de peptidoglicanos, la 
transglicosilasa responsable de la polimerización de las unidades de disacárido, constituye 
quizás uno de los centros objetivos más interesantes para los agentes antibacterianos. Uno de los 
motivos podría ser porque se localiza en la superficie celular, lo cual la hace más accesible a la 
acción de los fármacos de menor tamaño molecular. Los productos naturales que inhiben las 
reacciones de transglicosilación pueden dividirse en dos categorías diferentes: 
 
- Aquellos que inhiben directamente a las enzimas, como por ejemplo la Moenomicina. 
- Aquellos que se unen al Lípido II en el sitio que representa el substrato en la 
transglicosilación, como por ejemplo Lantibióticos tipo B (que contienen unidades de 
aminoácidos no usuales como lantionina o metil-lantionina) como Mersacidina o 
Actagardina, y antibióticos glicopeptídicos. 
 
1.2. ANTIBIÓTICOS TIPO NUCLEÓSIDO 
 
Desde la elucidación de la estructura de doble hélice del ADN por Watson y Crick19 en 1953, la 
química de nucleósidos y nucleótidos ha cobrado una gran importancia en diversos campos de 
investigación. Dentro de la química de productos naturales, existe un gran grupo de metabolitos 
secundarios de origen microbiano, que componen la familia de los antibióticos nucleósidos.13 
Estos compuestos se basan en productos nucleósidos y nucleótidos modificados 
estructuralmente que presentan una amplia gama de propiedades biológicas, actuando como 
agentes antibacterianos, antifúngicos, antivíricos, antitumorales, inmunoestimuladores, 
inmunosupresores, herbicidas e insecticidas, entre otros. 
 
 Esta diversificación en la actividad biológica, es debida a que los nucleósidos juegan 
papeles fundamentales en la mayoría de las rutas metabólicas celulares, actuando como 
Tesis Doctoral 
 
 12
metabolitos de transporte, dadores de energía, mensajeros secundarios o cofactores de ciertas 
enzimas. Esto justifica que los centros objetivos de acción para los antibióticos nucleósidos se 
sitúen no sólo en la síntesis de ácidos nucleicos, sino también en la de proteínas, glicanos y 
glicoproteínas. Las proteínas quinasas, por ejemplo, enzimas claves en la proliferación y 
diferenciación celular, también requieren la intervención de los nucleótidos como dadores de 
grupos fosfato. Por tanto, esto justifica que los antibióticos nucleótidos se consideren como los 
principales responsables de la regulación de la mayoría de los aspectos relacionados con el 
crecimiento y diferenciación celular. 
 
Centrándonos en aquellos con propiedades antibióticas, en general son clasificados 
comúnmente en función a su centro objetivo y mecanismo de acción, sin embargo, una forma 
posible de catalogar a los antibióticos nucleósidos se basa en atender a su esqueleto 
estructural.13b De esta manera, hasta 163 antibióticos nucleósidos han sido clasificados en base a 
su estructura, divididos en cuatro grandes grupos, que a su vez se subdividen en distintas clases 
de compuestos (figuras 7 y 8). Esta ordenación es puramente convencional, ya que algunos 
productos presentan aspectos estructurales que están contenidos en más de dos categorías dentro 
de la clasificación: 
 
1. Análogos de bases. Estos compuestos contienen bases heterocíclicas modificadas. 
Ej. 8-Azaguanina (17) 
 
2. Nucleósidos simples: 
2.1. Análogos de Adenosina. Ej. Cordicepina (18) 
2.2. Análogos de Guanosina. Ej. Oxanosina (19) 
2.3. Análogos de Uridina. Ej. 2´-azida-2´-deoxiuridina (20) 
2.4. Nucleósidos derivados de Pirrolopirimidina. Ej. Tubercidina (21) 
2.5. Nucleósidos derivados de Tetrahidroimidazodiazepina. Ej. Coformicina (22) 
2.6. C-Nucleósidos. Ej. Pirazomicina (23) 
2.7. Nucleósidos Indólicos. Ej. Neosidomicina (24) 
2.7. Otros. Compuestos que presentan un heterociclo diferente al de cualquier base 
nitrogenada o que contienen anillos azucarados distintos al de ribofuranosa, y que 
además, no están recogidos en ninguna otra categoría. Ej. Neburalina (25) 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 13
8-Azaguanina (17)
N
N
N
NH2
Cordicepina (18)
O
N
N
O
NH2N
Oxanosina (19)
N
N
NH2
N
Tubercidina (21)
N
N
Coformicina (22)
N
NH
OHH
H
N
N OH
NH2
O
OH3COOC
OH
OH
N
H2NOC
Pirazomicina (23) Neosidomicina (24)
NH
O
ON
2´-azida-2´-deoxiuridina (20)
O
OH
HO
N
NH
O
NH2
N
N
N
H
O
OH
HO
OH
O
N3
HO
OH
O
OH
HO
OH
O
OH
HO
OH
O
OH
HO
OH
N
N
N
N
O
OH
HO
OH
Neburalina (25) 
 
Figura 7. 
 
3. Acil y Glicosil Nucleósidos: 
3.1. Sulfamoil Nucleósidos. Ej. Nucleocidina (26) 
3.2. 3´-Aminoacil-3´-deoxiadenosinas. Ej. Lisilaminoadenosina (27) 
3.3. 4´-Aminoacil-4´-deoxihexosa (piranosil) citosinas. Ej. Blasticidina (28) 
3.4. Glicosil Nucleósidos. Ej. Capuramicina (29) 
3.5. Peptidil Nucleósidos. Ej. Mureidomicina A (30) 
3.6. Nucleósidos quecontienen un azúcar de cadena larga. Ej. Ácido octosil A (31) 
3.7. Nucleósidos que contienen una cadena de ácido graso. Ej. Tunicaminica V (32) 
 
4. Nucleótidos. Ej. Agrocina 84 (33) 
 
 
Tesis Doctoral 
 
 14
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
HN
N
O
NH2
OH
O
NH
O
NH
S
O2C
HO
N
N
N
NH2
N
Nucleocidina (26)
N
N
N
NH2
N
OHHN
Lisilaminoadenosina (27)
CCH(CH2)4NH2O
O
N
N
NH2
HO2C
NH
O
Blasticidina (28)
Capuramicina (29)
NH
O
ONO
OH
OH
H
NH
O
NH
O
N
NH
O
O
HO2C
O
O
OH
HO
HO2C
Ácido octosil A (31)
O
N
NH
OHOH
O
OHHO
O
O
OH
HO
HO O
HO
AcHN
O
O
9 NH
Tunicamicina V (32-V)
Mureidomicina A (30-A)
O
OHOH
OS
O
O
H2N
O
HO
O
OHOR
O
NH2
N
NN
N
HN
O
O
P
OHP
O
O
H
NO
OHHO
O
O
OH
OH
HO
OH
Agrocina 84 (33)
NH2
CO
CH2
CHH2N
CH2
H2C N C
CH3
NH2
NH
O
R = CH3
O
O
 
 
Figura 8. 
 
Dentro de esta amplia familia de antibióticos, existe un reducido grupo de compuestos, 
mayormente de tipo peptidil nucleósido y de nucleósidos que contienen una cadena de ácido 
graso que presentan actividad antimicrobiana mediante inhibición de la biosíntesis de 
peptidoglicanos, además, sólo unos pocos, presentan actividad biológica específica para la 
inhibición de la translocasa I. 
 
 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 15
1.2.1. Principales inhibidores de la enzima translocasa Fosfo-MurNAc-pentapétido 
(Mra Y) 
 
Como se ha indicado anteriormente, la enzima translocasa I ó MraY cataliza la reacción en la 
que interviene UDP-MurNAc-pentapétido con undecaprenil fosfato para generar el intermedio 
Lípido I (undecaprenil-P-P-MurNAc-pentapétido), liberando una unidad de UMP. Este proceso 
requiere la presencia de cationes Mg2+ que actúan como cofactor (figura 9). En la actualidad, 
existen tres familias representativas de antibióticos que actúan sobre MraY y que han sido 
ampliamente estudiadas. Están constituídas por el conjunto de compuestos que forman las 
Tunicamicinas14 (TM) (32), las Mureidomicinas15 (MRDs) (30) y las Liposidomicinas16 (LPMs) 
(38). 
O
N
NH
OHOH
O
O
O
O
AcHN OPO
O
O
P
O
O
O
HO
OH
D-Glu
m-DAP
D-Ala
D-Ala
L-Ala
UDP-MurNAc-pentapéptido
Translocasa I Mg2+
OPO
O
O
N
NH
OHOH
O
O
OPO
O
O
Undecaprenil fosfato
UMP
9
Undecaprenil-P-P-MurNAc-pentapéptido (intermedio Lípido I)
O
O
O
AcHN PO
O
O
P
O
O
O
HO
OH
D-Glu
m-DAP
D-Ala
D-Ala
L-Ala
O
O
9
O
 
 
Figura 9. 
Tesis Doctoral 
 
 16
Las Tunicamicinas (32) (figura 10),14,9a fueron aisladas en 1971 por Takatsuki y 
Tamura, del caldo de fermentación de Streptomyces glysosuperificus nov. sp., encontrando 
actividad antivírica, antitumoral y antibacteriana en estos compuestos. Están clasificadas dentro 
del conjunto de nucleósidos que contienen una cadena de ácido graso, y se conocen hasta trece 
estructuras que poseen un grupo uracilo, dos restos azucarados unidos por enlace O-glicosídico 
(fragmento de tunicamina), y una cadena grasa que es distinta en cada una de ellas, de entre las 
que se destaca la Tunicamicina V (32-V). La elucidación estructural de estos productos se 
desarrolló a partir de los datos espectroscópicos de 1H-RMN y espectrometría de masas de sus 
derivados de degradación por tratamiento básico. 
 
O
N
NH
OHOH
O
OHHO
O
O
OH
HO
HO O
HO
AcHN
OR
O
N
H
Tunicamicinas (32)
32-I: R = (CH2)7CH(CH3)2 
32-II: R = (CH2)8CH(CH3)2 
32-III: R = (CH2)10CH3 
32-IV: R = C12H25
32-V: R = (CH2)9CH(CH3)2
32-VI: R = (CH2)11CH(CH3)2
32-VII: R = (CH2)10CH(CH3)2
32-VIII: R = (CH2)12CH3 
 
Figura 10. 
 
En general, actúan contra bacterias Gram-positivas, especialmente frente a las de género 
Bacillus (MIC = 0.1-20 µg mL-1). A pesar de que se ha comprobado su actividad inhibidora 
hacia la biosíntesis de peptidoglicanos, su acción biológica no es selectiva frente a la translocasa 
I, siendo mucho más potente y eficaz su efecto inhibidor en procesos biosíntéticos de 
glicoproteínas de células de mamíferos. Relacionados a las Tunicamicinas, existen otros grupos 
de compuestos9 tales como las Streptovirudinas (34) o las Corinetoxinas (35), cuyas estructuras 
difieren de las anteriores, en que presentan una cadena de ácido graso más corta, o que, como 
ocurre en una serie de Streptovirudinas, contienen un resto dihidrouracilo en lugar de una 
unidad de uracilo (figura 11). Otros compuestos como la Micospocidina,9b el antibiótico 240109c 
o el MM 19290,9d pertenecen también a la familia de las Tunicamicinas, pero aún no han sido 
estudiados en profundidad. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 17
O
N
NH
OHOH
O
OHHO
O
O
OH
HO
HO O
HO
AcHN
OR
O
N
H
Streptovirudinas (34)
= uracilo ó dihidrouracilo
O
N
NH
OHOH
O
OHHO
O
O
OH
HO
HO O
HO
AcHN
OR
O
N
H
Corinetoxinas (35)
34-I: R (variable): CH2CH=CH(CH2)6CH(CH3)2 35-I: R (variable): (CH2)11CH(CH3)CH2CH3
 
 
Figura 11. 
 
El segundo conjunto de antibióticos que poseen potente acción frente a la translocasa I, 
lo componen las Mureidomicinas (30) (figura 12),15,9 aisladas del caldo de fermentación de 
Streptomyces flavidoviridens SANK60486 en 1989 por Isono e Inukai. Constituyen una familia 
compuesta por seis productos naturales de carácter peptidil nucleósido que contienen una unidad 
de 3´-deoxiuridina, que está unida, vía enlace enamida, a una cadena peptídica, que en el caso 
de la Mureidomicina A (30-A), está compuesta por dos restos de meta-tirosina, uno de 
metionina y un residuo de ácido N-metil-2,3-diamino butírico. 
 
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
HN
N
R
O
O
NH
O
NH
S
HO2C
HO
Mureidomicinas (30)
= uracilo ó dihidrouracilo
R = Variable
 
 
Figura 12. 
 
El grupo funcional enamida es bastante inusual en la química de productos naturales, sin 
embargo su reactividad ha sido ampliamente estudiada en la literatura, conociendo que, bajo 
condiciones ácidas, puede tautomerizar al correspondiente catión N-acil iminio, el cual es 
susceptible al ataque nucleofílico por parte de un gran número de agentes nucleófilos. De hecho, 
Tesis Doctoral 
 
 18
algunos autores han postulado un mecanismo de inhibición basado precisamente en la 
electrofilia del ion iminio para explicar la acción de la Mureidomicina A frente a la enzima 
translocasa I (figura 13). Estos compuestos no presentan actividad frente a la biosíntesis de 
glicoproteínas de células de mamíferos, lo cual puede estar relacionado con el hecho de que no 
poseen fragmentos lipídicos en su esqueleto, sin embargo sí hay que destacar su selectiva acción 
inhibidora en la formación del intermedio Lípido I, especialmente frente a cepas de 
Pseudomonas (MIC = 0.1-3.13 µg/mL) , presentando además un bajo nivel de toxicidad. 
 
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
H
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
H
EnzX
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
H
EnzX
 
 
Figura 13. 
 
Otros antibióticos peptidil nucleósidos relacionados con las Mureidomicinas, son las 
Pacidamicinas20 (36) o las Napsamicinas21 (37) (figura 14), que disponen de otros restos de 
aminoácidos en la cadena peptídica. La división existente entre las tres clases de compuestos se 
debe a que son aislados de cepas de Streptomyces distintas. 
 
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
HN
N
O
NHR1
OH
O
NH
O
R2HN
Pacidamicinas (36)
O
N
NH
OH
O
O
NH
O
HN
N
O
NH
O
NH
O
NH
S
HO2C
HO
R
HO
Napsamicinas (37)
R = H ó CH3
= uracilo ó dihidrouracilo
R1 = H, Ala ó Gly
R2 = Trp, Phe ó m-Tyr 
 
Figura 14. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 19
El tercer grupo de antibióticos representativos de la inhibición frente a la translocasa I 
es el de las Liposidomicinas16 (38), que conforman una familia de antibióticos incluída dentro 
de la categoría de nucleósidos que contienen una cadena de ácido graso (figura 15), y que 
constituyen gran parte del objeto de estudio de la presente memoria. Son productos naturales 
producidos por un hongo aislado de muestras de tierra recogidas en Misaka, Yamanashi-ken, en 
Japón. Según sus estudios taxónomicosse conoce que pertenece a Streptomyces 
griseosporeus.22 Su nivel de toxicidad es muy baja, pudiéndose administrar en dosis de hasta 
500 mg/Kg, cantidad perfectamente suministrable mediante inyección intravenosa. El interés 
que merece el estudio de estos compuestos, radica en que presentan una actividad biológica muy 
específica hacia la translocasa I.23,8a Estudios dirigidos hacia la identificación del farmacóforo 
de las Liposidomicinas, apuntan que la unidad de ribosamina presente en su estructura mimetiza 
al grupo pirofosfato del fragmento UDP-MurNAc-pentapéptido. 
 
R2 = H ó SO3H
R1 = Cadena lipídica variable
O
N N
O
HO2C
O
Liposidomicinas (38)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OR2
H2N
O
R1
 
 
Figura 15. 
 
Además de los inhibidores de la enzima MraY que se han descrito, se conocen otros 
tipos de productos naturales menos estudiados o investigados más recientemente, que poseen el 
mismo centro receptor de acción, como la Amfomicina9 (16), la Capuramicina9 (29), FR-
90049324 (39a), las Caprazamicinas25 (40) y las Muraimicinas17 (41). La Anfomicina (16), no es 
un antibiótico nucleósido, sino un antibiótico lipopeptídico que fue aislado de Streptomyces 
canus en 1953 y cuya estructura se compone de un undecapéptido cuyo residuo terminal de 
ácido aspártico está unido mediante enlace amida a un resto de ácido graso (figura 6). Presenta 
acción inhibidora frente a la translocasa I de especies Bacillus megaterium. 
Tesis Doctoral 
 
 20
Por otro lado, la Capuramicina9 (29) es un glicosil nucleósido que posee un resto de 
ácido urónico insaturado y un sustituyente tipo caprolactama. Fue aislado de Streptomyces 
griseus 446-S3 en 1985 y presenta actividad frente a S. pneumoniae y M. smegmatis ATCC 607 
con valores de MIC de 12.5 y 3.13 µg/mL, respectivamente. Recientemente se ha descubierto 
una familia de nuevos análogos de estos compuestos, denominada A-500359s (29a-e), que 
presenta una importante actividad frente a la translocasa I (figura 16 y tabla 1). 
 
O
R3O OH
N
NH
O
OOO
R2
OH
NH
O
NH
O
R1
CONH2
Capuramicinas (29) 
 
Figura 16. 
 
Capuramicina R1 R2 R3 IC50 (µg/mL) 
29a CH3 OH CH3 0.01 
29b H OH CH3 0.01 
29c CH3 OH H 0.07 
29d CH3 H CH3 0.3 
29e H OH H 0.08 
 
Tabla 1. 
 
El compuesto FR-90049324 (39a), fue aislado de Bacillus cereus No.2045 (FERMBP-
1791) y constituye un nuevo agente antimicrobiano frente a bacterias Gram-positivas, con 
valores de MIC en torno a 3.0 µg/mL. Como se comprobará más adelante, este compuesto es 
similar a ciertos análogos sintéticos de Liposidomicinas o de Muraimicinas. Se han sintetizado 
hasta 170 estructuras análogas de FR-900493, presentando muchas de ellas actividad antibiótica 
destacable frente a S. aureus 2550 y E. coli 29 con valores de MIC = 6.25 y 12.5 µg/mL, 
respectivamente (figura 17). 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 21
O
FR-900493 (39a): R1 = R2 = NH2
Análogo nº77 (39b): R1 = 
 R2 = NH2
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OH
R2
CO2HNR1
NHC(O)H2C
O(CH2)7CH3
 
 
Figura 17. 
 
 Las Caprazamicinas25 (40) (figura 18) son antibióticos de tipo ácido graso, 
estrechamente relacionados con las Liposidomicinas. Se aislaron en 2003 de cultivos de 
Streptomyces sp. MK730-62F2 y su estructura contiene un monosacárido (3,4,5-trimetoxi-6-
metiltetrahidropiran-2-ol) unido al ácido 3-metaglutárico a través de un enlace tipo éster. 
Además poseen residuos de ácido graso (R) con cadenas de diferentes longitudes. 
 
Caprazamicinas (40)
 R
A (40a)
B (40b)
C (40c)
D (40d)
O
HO OH
N
NH
O
O
N
N
O
HO2C
O
O
R
O
O
O
O
O
H3CO
OCH3
OCH3 O
O
HO
HO
NH2
G (40g)
E (40e)
F (40f)
 R
 
 
Figura 18. 
 
Tesis Doctoral 
 
 22
El compuesto más abundante es la Caprazamicina B (40b) y presenta una potente 
actividad frente a cepas de Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MIC: 3.13 µg/mL) y de 
Mycobacterium Avium Complex (MAC) (MIC = 0.05-0.78 µg/mL), con valores comparables a 
los de la Liposidomicina C-III. Se ha demostrado además su efecto terapéutico en casos de 
tuberculosis pulmonar en dosis de 1.5 mg/Kg por día mediante administración nasal, gracias a 
sus niveles de toxicidad poco significantes. 
 
Por último, las Muraimicinas17 (41) (figura 19) conforman una familia de antibióticos 
nucleósido lipopeptídicos aislados en 2002 de Streptomyces sp. LL-AA896. Son inhibidores de 
la biosíntesis de peptidoglicanos efectivos frente a la translocasa I según los estudios in vivo e in 
vitro realizados. Estos compuestos presentan actividad antimicrobiana frente a bacterias Gram 
positivas y actividad inhibidora ante cepas de E. coli, dando resultados comparables a los 
ofrecidos por Liposidomicina C ó Mureidomicina A. 
 
O
Muraimicinas (41)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OR2
H2N
H
N CO2H
H
N
O
H
N
H
H
N
H
N
O
HO2C
O
HN
N
H
HN
H
H
R1
3
H
 
Figura 19. 
 
 En el caso de las Muraimicinas, se han aislado e identificado hasta la fecha, diecinueve 
miembros mediante la combinación de técnicas de cromatografía de adsorción, de intercambio 
iónico y HPLC. Estos productos se han caracterizado a partir de estudios espectroscópicos a 
través de experimentos mono y bidimensionales, incluyendo 1H, 13C, COSY, TOCSY, HMQC, 
HMBC, y NOESY. Además, aplicando la técnica de FT-ICR/MS, se ha obtenido la 
composición elemental y los fragmentos ionizados mayoritarios para el caso de la Muraimicina 
B1 (41f). Las estructuras de los productos aislados de las Muraimicinas difieren principalmente 
en el amino azúcar terminal (R2) y en la cadena lipídica contenida en uno de los restos de amino 
ácido (R1). Por ejemplo, cuando en lugar de leucina, lo que existe es un resto de hidroxileucina, 
se forman distintos ésteres derivados dependiendo de la estructura de amino azúcar presente. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 23
1.3. QUÍMICA Y BIOLOGÍA DE LIPOSIDOMICINAS 
 
1.3.1. Estructura y actividad biológica 
 
Fue en 1985 cuando se aislaron las Liposidomicinas, por Kimura e Isono, demostrando además 
que eran activas frente a la biosíntesis de peptidoglicanos,23,8a y que además, presentan un 
mecanismo de inhibición distinto al de las Tunicamicinas, ya que inhiben la biosíntesis de la 
molécula de undecaprenol pirofosfato N-acetilmuramil pentapéptido. Comparando la actividad 
inhibidora de ambos antibióticos,26 se ha llegado a comprobar que las Liposidomicinas son de 
30 a 500 veces más potentes que las Tunicamicinas en la inhibición de la biosíntesis de 
peptidoglicanos, pero entre 30 y 300 veces menos eficaces que éstas, en cuanto a la biosíntesis 
de glicoproteínas.27 Con respecto a los niveles de toxicidad, las Liposidomicinas no presentan 
actividad citotóxica frente a células BALB/3T3 incluso a concentraciones del orden de 25 
μg/mL, mientras que las Tunicamicinas son potencialmente citotóxicas en valores en torno a 
0.05 μg/mL. 
El índice de inhibición (IC50) de estos compuestos para la translocasa I de E. coli es de 
0.03 μg/mL.16a A pesar de la potente actividad in vitro que presentan, las Liposidomicinas 
poseen baja actividad antimicrobiana frente a bacterias Gram-positivas y Gram-negativas, 
debido a que la eficacia del transporte del agente antibiótico a través de la pared celular 
bacteriana se ve desfavorecida por la presencia de grupos hidrofílicos, tales como los restos 
sulfónicos26 presentes en la posición 2´´ del fragmento de 5-aminopentosa, que aparecen en las 
Liposidomicinas de la serie I y II. Se ha demostrado que la especie más sensible a la acción de 
estos fármacos es Mycobacterium phlei IFO 3158 con un valor de MIC de 1.6 μg/mL.16a 
 
La familia de compuestos9,22 que constituyen las Liposidomicinas, se divide en cuatro 
grupos, siendo conocidos en la actualidad, hasta un total de veintiséis miembros, que se 
caracterizan por contener el mismo sistema cíclico 3,6,7-trisustituído-1,4-dimetildiazepan-2-
ona, el cual está unido aun resto de uridina nucleósido a través de un átomo de carbono. En esta 
misma posición, se localiza un grupo hidroxilo conectado, mediante un enlace glicosídico,28h a 
un residuo de 5-amino-5-deoxi-β- D-ribofuranosilo,28b, 28g que en algunos casos incorpora un 
resto de grupo sulfónico en su posición 2. La diferencias entre los distintos miembros de 
Liposidomicinas, se basan en variaciones existentes en la cadena lipídica lateral,28f y en la 
existencia o no del grupo sulfónico en la molécula (figura 20). 
Tesis Doctoral 
 
 24
 
Figura 20. 
N N
O
O
HO2C
O
O
R1
O
O
HO
O
Liposidomicinas (I y III)
R2 = SO3H R1
A-I (38a)
B-I (38b)
C-I (38c)
Z-I (38d)
H-I (38e)
G-I (38f)
L-I (38g)
M-I (38h)
K-I (38i)
N-I (38j)
R2 = H R1
A-III (38k)
B-III (38l)
C-III (38m)
Z-III (38n)
H-III (38ñ)
G-III (38o)
L-III (38p)
M-III (38q)
K-III (38r)
N-III (38s)
X-III (38t)
Y-III (38u)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OR2
H2N
O
N N
O
HO2C
O
O
R1
Liposidomicinas (II y IV)
R2 = SO3H R1
A-II (38v)
C-II (38w)
R2 = H R1
A-IV (38x)
C-IV (38y)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OR2
H2N
INTRODUCCIÓN 
 
 
 25
Resulta de gran valor la información obtenida al realizar estudios de relación estructura-
actividad26 de estos compuestos. Así por ejemplo, se observa que el orden de acción inhibidora 
in vitro frente a Mra Y para los cuatro tipos de Liposidomicina A, es el siguiente: A-I (38a) > 
A-III (38k) > A-IV (38x) > A-II (38v), por lo que se concluye que el resto de ácido 3-metil 
glutárico presenta un papel crítico en la inhibición de esta enzima. Aunque según los estudios in 
vitro, todos los tipos de Liposidomicinas poseen una eficacia similar frente a la biosíntesis de 
peptidoglicanos, a partir de los estudios in vivo, se ha comprobado que los compuestos tipo III y 
IV presentan mayor índice de inhibición que los tipos I y II, ya que no contienen en su 
estructura el grupo sulfónico, lo que les aporta un mayor carácter lipofílico que les permite una 
penetración más eficaz a través de la membrana celular (figura 21 y tabla 2). 
 
N N
O
O
HO2C
O
O
R
Liposidomicinas (I y II)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OSO3H
H2N
O
N N
O
HO2C
O
O
R
Liposidomicinas (III y IV)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OH
H2N
Pared celular
Periplasma
Membrana 
Citoplasmática
Citoplasma
Translocasa I
 
 
Figura 21. 
 
Tipo 
 
Resto 
Sulfónico 
 
Resto de ácido 
3-metil glutárico 
Inhibición frente a la 
translocasa I 
((%) a 0.1 µg/mL) 
Zona de inhibición frente a 
Mycobacterium phlei 
(mm) a 2µg/disc 
I Sí Sí 77 0 
II Sí No 54 0 
III No Sí 71 14.3 
IV No No 67 23.4 
 
Tabla 2. 
Tesis Doctoral 
 
 26
Además, se sospecha que la presencia del resto de ácido graso en la estructura resulta de 
gran importancia para incrementar la actividad biológica de las Liposidomicinas, posiblemente 
por el hecho de que proporciona mayor permeabilidad para atravesar la membrana. De hecho, se 
ha comprobado que la inhibición frente a la translocasa I decrece 200 veces para el caso de la 
estructura deacil Liposidomicina 42 (figura 22) en comparación a sus congéneros naturales. 
 
N N
O
O
HO2C
Deacil Liposidomicina (42)
O
HO OH
N
NH
O
O
O
HO OH
H2N
 
 
Figura 22. 
 
En cuanto a los ensayos in vivo, por ejemplo, se ha detectado una notable actividad 
antimicrobiana por parte de la Liposidomicina C-III frente a cepas de Staphylococcus aureus y 
Escherichia coli BE 1186, además de un potente efecto frente a Mycobacterium phlei IFO 3158. 
Por el contrario, se observó que las Tunicamicinas no presentan una potente acción frente a 
ninguna de estas cepas bacterianas. En la tabla 3 se representa la actividad microbiana medida 
mediante el diámetro de inhibición, para el caso de la Liposidomicina C-III y Tunicamicina 
frente a distintos microorganismos (20 µg/disc). 
 
Diámetro de inhibición (mm) 
Microorganismos Liposidomicina C-III Tunicamicina 
Escherichia coli BE 1186 17.1 0 
Staphylococcus aureus 11.7 0 
Bacillus subtilis rec+ 13.5 20.6 
Bacillus subtilis rec- 14.7 21.2 
Mycobacterium phlei IFO 3158 34.3 10.6 
 
Tabla 3. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 27
A nivel estructural, las Liposidomicinas más abundantes A, B y C, de tipo I y III, han 
sido perfectamente elucidadas16, 22b mediante procesos de degradación, espectrometría de masas 
y estudios de RMN, no obstante, aún no ha sido establecida de forma definitiva la configuración 
relativa y absoluta de los tres centros quirales del anillo de diazepanona (C-2´´´, C-3´´´ y C-6´) 
ni tampoco la del carbono C-5´, que conecta este ciclo con el fragmento nucleósido (figura 23). 
 
N N
O
HO
R1
R2
= Configuraciones
 absolutas aún
 por determinar
5'
6'
2'''
3'''
Producto de hidrólisis (43): R1 = CO2H
O
HO OH
N
NH
O
O
R2 = OH 
 
Figura 23. 
 
Algunos de los inconvenientes encontrados para determinar dicha información, se deben 
a la flexibilidad del anillo de siete miembros y a la naturaleza inusual, tanto de los átomos que 
conforman el ciclo de diazepanona como la de sus sustituyentes. Esto provoca que ni las 
constantes de acoplamiento vecinales JH-H´ ni los estudios bidimensionales tipo NOE, aporten 
una real e inequívoca información acerca de la disposición relativa de los centros quirales 
vecinos incorporados dentro del anillo C-2´´´ y C-3´´´. Sin embargo, el factor más determinante 
ha sido el hecho de que aún no haya sido posible aislar suficientes cantidades de cristales puros 
de Liposidomicinas, para realizar un completo análisis de rayos X. 
 
Por tanto, puesto que el nivel de producción de Liposidomicinas a partir de su fuente 
natural es escaso, resultando muy laborioso el procedimiento experimental para aislar un 
producto puro, la síntesis de compuestos modelos o del producto que se obtiene por procesos de 
degradación por hidrólisis del producto natural (43) (figura 23), se convierte en una herramienta 
esencial para la asignación estructural y estereoquímica de estas sustancias. 
 
 
 
Tesis Doctoral 
 
 28
1.3.2. Aproximaciones sintéticas 
 
En los últimos años, el diseño de determinadas rutas sintéticas enfocadas hacia la síntesis 
estereoselectiva de fragmentos de Liposidomicinas,28 ha sido la consecuencia de, por una parte, 
el interés por precisar la configuración relativa o absoluta de los centros quirales pendientes por 
asignar,28a y por otra, el reto de establecer una metodología adecuada para la síntesis total de 
estos productos naturales. 
 
La mayoría de las aproximaciones sintéticas que se han descrito, se han centrado en la 
construcción del esqueleto diazepanona-nucleósido29 presente en la estructura, que representa 
la principal dificultad sintética. Esta es la causa por la que, este fragmento de Liposidomicinas 
haya sido, y actualmente sea, el objeto de estudio por parte de diversos grupos de 
investigación.30 Adicionalmente, los productos sintetizados para este fin, también han sido 
empleados para la elucidación de la estereoquímica de los centros no asignados,31, 28a por 
comparación de sus propiedades espectroscópicas con la de los productos de degradación e 
incluso con las del producto natural. Además, estos compuestos también han sido utilizados en 
estudios biológicos,32 con la finalidad de poder designar qué grupos de la molécula juegan un 
papel determinante en la acción biológica del producto. 
 
 Dentro de los grupos de investigadores que han abordado la síntesis de distintas 
estructuras relacionadas con las Liposidomicinas, destaca el de M. Ubukata y sus 
colaboradores,30a quienes en 1992, sintetizaron un ribosil-diazepanona derivado 48 mediante el 
acoplamiento del ácido carboxílico 46 y de la amina 47, y posterior ciclación del anillo vía 
formación intramolecular de una base de Schiff (esquema 1). El fragmento47 se preparó a partir 
del cis-2-buten-1,4-diol a través de 7 etapas, de entre las que destaca, la apertura regioselectiva 
de un epoxialcohol quiral con azida sódica, proporcionando dos regioisómeros separables por 
cromatografía en columna. Por lo tanto esta secuencia sintética permitiría la síntesis de otros 
estereoisómeros del producto final. 
Cabe destacar que la síntesis se dirigió hacia la preparación del diastereoisómero 5S, 
2´S (48) basándose en los estudios espectroscópicos que los mismos autores habían realizado 
previamente16a, 16b sobre productos de degradación de Liposidomicina B-I (38b), a partir de los 
cuales, propusieron la configuración (S) para los centros 5´ y 2´ de los derivados de 
Liposidomicinas estudiados. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 29
Reactivos y condiciones: (a) (F3CCH2O)2P(O)CH2COOCH3, 0.5 M KN(TMS)2, tolueno, 18-corona-6-éter, THF, 80%,
(b) 1.0 M DIBAL-H, CH2Cl2, -20ºC, 81%, (c) L-(+)-DET, Ti(OIsp)4, 80% cumeno hidroperóxido, 78%, (d) NaN3, NH4Cl,
CH3OCH2CH2OH, H2O (8:1), reflujo, (e) TBDMSCl, imidazol, (f) NaH, BnBr, THF, 25ºC, 77%, 3 etapas, (g) TBAF, THF, 
25ºC, 95%, (h) PDC, PTFA, DMF, 25ºC, (i) HOBt/DCC, DMF, 60%, (j) DDQ, CH2Cl2, H2O, 63%, (k) CrO3/Piridina,
CH2Cl2, 68%, (l) H2, Pd/C, AcOEt, 36%.
O OCH3
O O
44
O OCH3
O O
45
N3 OH
OPMB
OTBDMSH2N
BnO
47
O OCH3
O O
N3 OBn
HO2C
46
O OCH3
O O
OBn
48
N
N
H O
BnO
SS
52´
TBDMSO
HO(a)-(d) (e)-(h)
(i)(j)-(l)
O
 
 
Esquema 1. 
 
Por otra parte, el grupo de investigación dirigido por Kwan Soo Kim,29b, 28c dedicó 
extensos estudios hacia la preparación de la primera estructura de diazepanona-nucleósido, 
describiendo la síntesis del derivado 1,4-dimetil-1,4-diazepan-2-ona 52 y su enantiómero, 
mediante el empleo del ácido L-ascórbico 49 como materia de partida. El producto cíclico 50, de 
estereoquímica definida y con los grupos alcoholes adecuadamente protegidos, se utilizó en la 
generación de un enolato, que se hizo reaccionar con el derivado aldehídico 5133 de la uridina a 
través de una condensación aldólica. En el crudo de reacción se detectó una mezcla 
diastereomérica de cuatro aductos distintos, los cuales se separaron por repetidas 
cromatografías, aislando el producto mayoritario 52 en una proporción 70:21:5:4, con respecto a 
los otros tres diastereoisómeros puros (esquema 2). 
 
La estereoquímica de los centros 5´ y 6´ para el compuesto 52, fue determinada 
mediante un amplio estudio de las constantes de acoplamiento de las señales de 1H-RMN (600 
MHz) y de las interacciones NOE del producto 53, obtenido desde 52 en cuatro etapas 
sintéticas. A partir de la información extraída de los estudios espectroscópicos, se pudieron 
establecer las configuraciones absolutas de los centros C-5´ y C-6´ como (S), tanto para el 
Tesis Doctoral 
 
 30
producto 53 como para su precursor 52, concluyendo por tanto, que la configuración relativa 
entre ambos centros, es de tipo syn. 
 
Reactivos y condiciones: (a) n-BuLi, THF, -78ºC, 30 min, (b) THF, -78ºC, 1 h 30 min, 61%, (c) 1 N HCl, THF, 50-
60ºC, 90%, (d) NaIO4, EtOH, H2O, (e) NaBH4, MeOH, 90%, 2 etapas, (f) (CH2O)n, TsOH, CH2Cl2, 76%
N
N
O
TBDPSO
50
BnO
O O
HO OH
HO
HO
49
(a)
O
O O
OH
52
N
N
O
TBDPSO
BnO
O
O O
N
N
O
PMB
O
O
51
N
N
PMB
O
O5´6´
(b)
(c)-(f)N
N
O
TBDPSO
BnO
N
N
PMB
O
O
OH
OO
O
H5´6´
53
16 etapas
 
 
Esquema 2. 
 
La configuración (S) del carbono C-5´ del producto mayoritario generado en la reacción 
aldólica entre 50 y 51, puede explicarse gracias al efecto quelante del litio procedente de la base 
utilizada en la formación del enolato, estando coordinado tanto al oxígeno del anillo de ribosa 
como al del grupo carbonilo del aldehido. En la figura 24 se representa la conformación 
preferente del aldehido quelado por el catión litio, justificando de ese modo el ataque del 
enolato derivado del compuesto 50 por la cara si del grupo carbonilo del aldehido 51. 
 
O
N
N
O
O
PMB
O
O
H
O
H
Li+
51
N
N
O
TBDPSO
BnO
 
Figura 24. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 31
Otra alternativa para la construcción de estructuras tipo 2-ribosil-1,4-diazepan-3-ona 
(59a/59b), fue descrita por el grupo de Y. Le Merrer,29c, 28e, 28k de acuerdo con una estrategia 
sintética asimétrica y flexible, basada en la conexión del enantiómero puro (2R,3R)-3-azido-4-
tert-butildifenilsililoxi-1,2-epoxibutano 58 y un α-ribosil aminoácido 57a/57b, obtenidos a 
partir del ácido L-ascórbico y de D-ribosa, respectivamente (esquema 3). 
 
Reactivos y condiciones: (a) 54, LDA, -78ºC, 30 min a -78ºC, 10 min a 20ºC, 44, -78ºC, (b), KOH, EtOH, 80ºC,
(c) CH2N2, CH2Cl2, 47%, 3 etapas (d) KOH, H2O, 100ºC, 72%, (e) Etil isociano acetato, Et3N, THF, 10ºC, (f) 1.
Me3OBF4, CH2Cl2, 2. NaHCO3 (aq.), 76%, 2 etapas, (g) 2 N KOH, 80ºC, 4 h, 50%, (h) 57a ó 57b, t-BuONa, 100ºC, 
48 h, (i) H2, Pd-C, MeOH, 65%, 2 etapas, (j) DCC, CH2Cl2, 0ºC, 34%, (k) TBAF, THF, 74%.
58
O OCH3
O O
O OCH3
O O
OH
59a
N
N
H O
HO
HON3
O
TBDPSO
O
Ruta A Ruta B
N CO2tBu
Cbz
O OCH3
O O
ON
O
BuO2Ct
44
55
O OCH3
O O
ON
EtO2C
56
O OCH3
O O
OHMeHN
HO2C
O OCH3
O O
OHMeHN
HO2C
SR
SS
RR
RR
O OCH3
O O
OH
59b
N
N
H O
HO
HO
óS S RR
2´ 5
6´
5´
+
57a 57b
Ruta A: 97 (57a) : 3 (57b) 
Ruta B: 30 (57a) : 70 (57b)
(a)
(b)-(d)
(e)
(f)-(g)
(h)-(k)
54
 
 
Esquema 3. 
Tesis Doctoral 
 
 32
Además de considerar los estudios previos realizados en cuanto a la asignación de la 
estereoquímica de los centros quirales claves, uno de los factores que los autores tuvieron en 
cuenta en el diseño de las secuencias sintéticas, fue el de suponer que la ruta biosintética de 
Liposidomicinas incorpora la participación de estructuras de aminoácidos naturales, por lo que 
la configuración de los centros 5, 2´, 5´ y 6´ se postularon como (S) en todos los casos. 
 
Dependiendo de la ruta utilizada para sintetizar el intermedio aminoácido 57a/57b, se 
obtuvo uno de los dos diastereoisómeros threo de 59. Ambas vías se caracterizan por involucrar 
en su secuencia sintética a compuestos heterocíclicos diferentes. En el caso de la ruta A, el 
aldehido 44 derivado de la D-ribosa, se hizo condensar con el anión procedente del compuesto 
tert-butil N-benciloxisarcosinato 54 para dar mayoritariamente la cis-oxazolidinona 55 (J5, 6 = 
7.8 Hz) de configuración 5S, 6R y en proporción 97:3 con respecto a la de configuración 5R, 
6S. Este producto pudo ser fácilmente isomerizado a la trans-oxazolidinona correspondiente, 
termodinámicamente más estable, mediante tratamiento básico en caliente, proporcionando, tras 
sucesivas etapas, el α-ribosil aminoácido 57a de configuración 5S, 6S como diastereoisómero 
mayoritario. 
 
En cuanto a la ruta B, el aldehido 44 se condensó con etil isocianoacetato, para dar una 
mezcla 30:70 de trans-oxazolinas, siendo el diastereoisómero mayoritario 56 el de 
configuración relativa 5R, 6R (J5, 6 = 7.2 Hz). Tras metilar el grupo amino y someter el producto 
resultante a un tratamiento básico en caliente, se obtuvo una mezcla de aminoácidos 57a/57b en 
la misma proporción (30:70). 
 
Una vez obtenidos los productos aminoácidos 57a/57b, la síntesis de las estructuras 
ribosil-diazepanona 59a/59b concluyó con la apertura regioespecífica del epóxido 58 por parte 
del grupo metil amino del compuesto aminoácido, reducción del grupo azida por hidrogenación 
en presencia de paladio, acoplamiento peptídico para dar lugar a la forma cíclica de diazepanona 
y, finalmente, tratamiento con fluoruro para desproteger el silil éter del hidroxilo primario 
(esquema 3). 
 
Dentro de las investigaciones llevadas a cabo para establecer la configuración absoluta y 
relativa de los centros quirales que quedan pendientes por asignar de los compuestos tipo 
Liposidomicinas, destaca el trabajo desarrollado por el grupo de investigación dirigido por S. 
INTRODUCCIÓN 
 
 
 33
Knapp.28a, 29a, 30b Sus estudios han abordado