tesis22

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PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS 
CARRERA MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL 
 
 
 
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE 
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUÍR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE 
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA. 
 
 
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO 
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL 
 
 
DIRECTOR 
Mic. Rodrigo Fabián Calderón Muñoz 
 
 
 
ASESOR 
MSc. Luis David Gómez Méndez 
 
 
 
PROYECTO DE TRABAJO DE GRADO 
Presentado como requisito parcial 
Para optar al tíulo de Microbiólogo Industrial 
 
 
MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL 
BOGOTA, D.C
 
 
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE 
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUÍR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE 
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA. 
 
 
 
 
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO 
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL 
 
 
 
____________________________ 
RODRIGO FABIÁN CALDERÓN MUÑOZ 
DIRECTOR 
 
 
 
_____________________________ 
LUIS DAVID GÓMEZ MÉNDEZ 
ASESOR 
 
 
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA 
FACULTAD DE CIENCIAS 
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL 
BOGOTÁ, D.C. 
2007 
 
 
 
 
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE 
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUIR EL CRECIMIENTO MICROBIANO DE 
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVERICA. 
 
 
 
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO 
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL 
 
 
 
APROBADO 
 
 
 
 
________________________ ________________________ 
 Rodrigo Fabián Calderón Luis David Gómez 
 Microbiólogo Industrial Microbiólogo Msc 
 Director Asesor 
 
 
 
 
 
_______________________ _______________________ 
 Janeth Arias Palacios Clara Santafé M 
 Bacterióloga Msc. Bióloga Msc. 
 Jurado Jurado 
 
 
 
 
 
 
DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MINIMA INHIBITORIA DE 
FORMALDEHÍDO CAPAZ DE DISMINUIR EL CRECIMIENTO BACTERIANO DE 
CEPAS OBTENIDAS EN PISCINAS DE CONSERVACIÓN CADAVÉRICA. 
 
 
 
 
 
JESSICA ANDREA PULIDO GUERRERO 
JEIMMY ASTRID VALDERRAMA SANDOVAL 
 
 
 
 
 
APROBADO 
 
 
 
 
_______________________ _______________________ 
 Ángela Umaña Luis David Gómez 
 Decana Académica Microbiólogo MSC 
 Director de Carrera 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“La universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por sus 
alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velará por que no se publique nada 
contrario al dogma y a la moral católica y por que las tesis no contengan ataques 
personales contra persona alguna, antes bien se vea en ellas el anhelo de buscar 
la verdad y la justicia” 
 
 
Articulo 23 de la Resolución Número 13 de julio de 1946. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Queremos expresar nuestros más sinceros agradecimientos a: 
 
La Facultad de Biología de la Universidad El Bosque por permitirnos utilizar sus 
Laboratorios de Microbiología y su Anfiteatro para llevar a cabo el desarrollo de 
nuestra investigación. Así mismo por el material de laboratorio que nos brindaron 
para hacer posible este estudio. 
 
Al Departamento de Ciencias de la Universidad Central por colaborarnos 
brindándonos la asesoría, los materiales y medios de cultivo necesarios para el 
desarrollo de este proyecto. En especial a Fabián Calderón, Director de Tesis, por 
creer en nuestras capacidades, dándonos la oportunidad de llevar a cabo esta 
investigación. 
 
A la Universidad Javeriana, en especial a Maria Mercedes Martínez, quien nos 
apoyo en todo momento y nos oriento de manera que pudiéramos ver de forma 
más clara y sencilla lo que en realidad queríamos hacer. 
 
A la persona encargada del cuidado del anfiteatro de la Universidad Javeriana, 
Don José Fiesco, quien muy amablemente nos abrió las puertas del Anfiteatro. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mi hija por ser la razón de mi vida, por darle sentido a todo lo que hago, por 
brindarme sus sonrisas cada vez que siento desfallecer, por que sin darse cuenta 
le da alegría a mi vida. 
 
A mis padres por enseñarme el valor de las cosas, por enseñarme a luchar por lo 
realmente quiero, por ser un apoyo incondicional en mi vida, por guiarme día a día 
sin descanso, por su paciencia, su comprensión pero en especial por su entrega 
incondicional. 
 
A Andrés por acompañarme y apoyarme en todo lo que quiero hacer, por su ayuda 
y por su gran amor. 
 
A mi familia en especial a mi Hermano, por creer en mí, por acompañarme durante 
toda mi vida. 
 
Pero principalmente a Dios, por darme la posibilidad de estar hoy aquí, por 
brindarme tantas oportunidades, por llenarme de alegrías, por permitirme estar 
rodeada de personas admirables, por permitirme luchar y crecer cada día más 
pero sobretodo por estar a mi lado. 
 
Jeimmy Valderrama S. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A Dios, por darme la oportunidad de disfrutar esta maravillosa meta, estar al lado 
de tantos seres queridos, de haberme guiado por el mejor camino y por llenarme 
de valor para continuar en los momentos más difíciles. 
 
A mi hijo, por ser la motivación mas grande que tengo para salir adelante, por 
tenerme toda la paciencia del mundo al no poderle dedicar todo el tiempo que 
necesitaba, por ser el centro de mi existencia y apoyarme en todos los pasos de 
mi vida. 
 
A mis padres, porque a ellos les debo todo lo que soy y lo que seré, porque fueron 
los encargados de ponerme en este camino y en ningún momento me dejaron 
sola, pusieron toda su fe en mí y me apoyaron siempre. 
 
A Javier, por su amor y constante apoyo, por compartir mis ideales y aceptarme tal 
cual soy, por ser la fuerza que me alienta y por su inigualable comprensión. 
 
A mi hermano solamente quiero decirle un gracias de aquellos que solamente 
alcanzan para agradecer uno de los tantos momentos en los que me ha ayudado y 
de saber que parte de lo que soy se lo debo a él. 
 
A todas y cada una de las personas que me han rodeado y que han girado en 
torno a mi vida, dando por hecho que tanto las buenas como las malas 
experiencias son las que enriquecen el diario vivir. 
 
Jessica Pulido G 
 
 
 
 
 
 
TABLA DE CONTENIDO 
 
 
RESUMEN 17 
ABSTRACT 19 
 
1. INTRODUCCIÓN 21 
 
2. MARCO TEÓRICO 23 
2.1. HISTORIA DE LAS TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN. 23 
2.2 PUTREFACCIÓN 26 
2.3 PROCESO DE PUTREFACCIÓN 26 
2.4. ANFITEATROS 28 
2.5. MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA 30 
2.6. FORMALDEHÍDO (FORMOL) 32 
2.6.1 PROPIEDADES FÍSICAS DEL FORMALDEHÍDO . 32 
2.6.2 PROPIEDADES QUÍMICAS DEL FORMALDEHÍDO 33 
2.6.3 ANTECEDENTES DEL FORMALDEHÍDO 33 
2.6.4. DISOLUCIONES ACUOSAS: FORMALINA. 34 
2.6.5. BIOQUÍMICA Y METABOLISMO DEL FORMALDEHÍDO. 37 
2.6.6. TOXICIDAD DEL FORMALDEHÍDO 39 
2.6.7. DESVENTAJAS DEL USO DE FORMALDEHÍDO 40 
2.6.8. APLICACIONES DEL FORMALDEHÍDO 42 
2.6.9. MITIGACIÓN DE LOS EFECTOS DEL FORMALDEHÍDO 42 
2.6.9.1 Actuaciones sobre el entorno 43 
2.6.9.2 Actuación sobre la persona expuesta 43 
2.6.9.3 Actuaciones sobre la fuente de riesgo 44 
 
3. JUSTIFICACIÓN 45 
 
 
4. OBJETIVOS 47 
4.1. OBJETIVO GENERAL 47 
4.2. OBJETIVOS ESPECÍFICOS 47 
 
5. MATERIALES Y MÉTODOS 485.1. ÁREA DE ESTUDIO 48 
5.2. BÚSQUEDA Y REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 48 
5.3. VISITA ANFITEATRO A Y B 48 
5.3.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO 49 
5.3.2. TOMA DE MUESTRAS 49 
5.3.2.1. Material utilizado para la toma de muestras 49 
5.3.2.2. Procedimiento para toma de Muestras 49 
5.3.2.3. Transporte de las muestras 50 
5.3.3. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 50 
5.3.3.1. Prueba de ambientes por sedimentación 50 
5.3.3.2 Cultivo, Aislamiento e Identificación de microorganismos 
nativos del formol utilizado en las piscinas de conservación 53 
5.3.3.2.1 Sistema de identificación (API 20E) 54 
5.3.3.2.1.1. Procedimiento 54 
5.4. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA 
 INHIBITORIA DE FORMALDEHÍDO 55 
5.4.1. PROCEDIMIENTO 55 
5.5. EVALUACIÓN DE LA PERSISTENCIA DEL EFECTO DEL 
FORMALDEHÍDO EN EL TIEMPO 56 
5.6. ANÁLISIS ESTADÍSTICO 59 
5.7. FILTRACIÓN POR MEMBRANA MUESTRA DE 
FORMALDEHÍDO DEL ANFITEATRO A. 60 
 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 61 
 
6.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO 61 
6.1.1. ANFITEATRO A. 61 
6.1.1.1. Iluminación del anfiteatro. 63 
6.1.1.2. Ventilación Del Anfiteatro 63 
6.1.1.3. Instalaciones en general del anfiteatro 64 
6.1.2. ANFITEATRO B. 64 
6.1.2.1. Iluminación del anfiteatro. 65 
6.1.2.2. Ventilación del Anfiteatro 66 
6.1.2.3. Instalaciones en general del anfiteatro. 66 
6.2. DENSIDAD POBLACIONAL DEL AMBIENTE DE LOS 
ANFITEATROS. 66 
6.3. MUESTREO DIRECTO DE FORMALDEHÍDO. 69 
6.3.1. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 69 
6.3.2. AISLAMIENTO DE MICROORGANISMOS 70 
6.3.2.1. Recuperación de microorganismos 70 
6.3.3. PROCEDIMIENTO ANFITEATRO B 70 
6.3.3.1. Caracterización macroscópica y microscópica de los 
microorganismos. 72 
6.3.3.2. Identificación bioquímica. 74 
6.3.3.3. Determinación de la concentración mínima inhibitoria 75 
6.3.3.4. Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído 
en el tiempo. 80 
6.3.3.5. Análisis estadístico 81 
6.3.4. PROCEDIMIENTO ANFITEATRO A. 86 
6.3.4.1. Determinación de la concentración mínima inhibitoria 86 
6.3.4.2. Filtración por membrana 87 
6.4. COMPARACIÓN Y ANÁLISIS DE RESULTADOS 
 ANFITEATRO A Y ANFITEATRO B. 87 
 
7. CONCLUSIONES 93 
 
 
8. RECOMENDACIONES 94 
 
BIBLIOGRAFÍA 
 
ANEXOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
 
TABLA 1. Principales agentes químicos antimicrobianos 33 
TABLA 2. Propiedades físicas del formaldehído 34 
TABLA 3. Determinación del porcentaje de inhibición por medio de la 
 lectura del método de estrías. 59 
TABLA 4. Número de Bacterias presentes en la prueba de 
 ambientes provenientes del anfiteatro A 67 
TABLA 5. Número de Bacterias presentes en la prueba de ambientes 
provenientes del anfiteatro B 67 
TABLA 6. Crecimiento de microorganismos por siembra masiva 71 
TABLA 7. Caracterización de los microorganismos hallados. 72 
TABLA 8. Recuentos de microorganismos encontrados 
 Concentración 1 %. 76 
TABLA 9. Recuentos de microorganismos encontrados 
Concentración 5 %. 76 
TABLA 10. Medida de los halos de inhibición. Salmonella choleraesuis 77 
TABLA 11. Medida de los halos de inhibición. Cromobacterium violaceum 78 
TABLA 12. Medida de los halos de inhibición. Aeromonas salmonicida 79 
TABLA 13. Crecimiento de microorganismos por siembra masiva 86 
TABLA 14. Comparación de las sustancias utilizadas en las muestras 
 provenientes de ambos anfiteatros 91 
 
 
 
 
 
 
 
 
INDICE DE FIGURAS 
 
 
FIGURA 1. Formula química del formaldehído 33 
FIGURA 2. Formalina. Disolución acuosa 34 
FIGURA 3. Metabolización del formaldehído 38 
FIGURA 5. Anfiteatro A. Prueba de Ambientes 51 
FIGURA 6. Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A 52 
FIGURA 7. Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B 52 
FIGURA 8. Método de siembra por estrías. 57 
FIGURA 9. Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído 
 en el tiempo 58 
FIGURA 10. Rampa ingreso de cadáveres al anfiteatro 61 
FIGURA 11. Piscinas de conservación de cadáveres 61 
FIGURA 12. Estante de productos de aseo 62 
FIGURA 13. Amasijo tejidos blandos en descomposición 62 
FIGURA 14. Área de investigación estudiantil 62 
FIGURA 15. Iluminación artificial y natural en el anfiteatro 63 
FIGURA 16. Ventilación artificial por medio de extractores 63 
FIGURA 17. Museo Anatomía 65 
FIGURA 18. Área de mesas de disección 65 
FIGURA 19. Piscina de Conservación de cadáveres 65 
FIGURA 20. Crecimiento de microorganismos mesofilos. Prueba de 
 Ambientes 68 
FIGURA 21. Crecimiento de microorganismos en la siembra masiva 71 
FIGURA 22. Tipos de colonias encontradas 73 
FIGURA 23. Crecimiento de las colonias en Agar Mac Conkey 73 
FIGURA 24. Identificación bioquímica de los microorganismos. Método 
API 20E. 75 
 
FIGURA 25. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 1. 
 Salmonella choleraesuis 77 
FIGURA 26. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 2. 
 Cromobacterium violaceum 78 
FIGURA 27. Foto de los halos inhibición microorganismo tipo 3. 
 Aeromonas salmonicida 79 
FIGURA 28. Media del Porcentaje de inhibición vs tiempo de exposición 
al formaldehído frente a Aeromonas salmonicida, 
 Cromobacterium violaceum y Salmonella choleraesuis 81 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE DE ANEXOS 
 
 
ANEXO A. Agar Nutritivo (g/L). Merck 2000. 
ANEXO B. Sistema de Identificación API 20E 
ANEXO C. Procedimiento API 20 E. Biomerieux 
ANEXO D. Ficha de Datos de Seguridad FORMALDEHÍDO 
ANEXO E. Ficha de Datos de Seguridad FENOL. 
ANEXO F. Principales agentes antimicrobianos 
ANEXO G. Porcentaje de inhibición microbiano. 
ANEXO H. Tabla Análisis Estadístico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMEN 
 
 
Durante variadas investigaciones post – mortem se han encontrado diversos 
efectos negativos que posee el formaldehído frente al medio ambiente y 
principalmente frente a la salud de las personas que lo manipulan continuamente, 
presentando un alto nivel de toxicidad, lo cual puede generar diversas 
complicaciones. 
 
Se evaluó indirectamente la efectividad del formaldehído como método de 
conservación con el propósito de aislar los microorganismos presentes y 
determinar la Concentración Mínima Inhibitoria de formaldehído capaz de 
disminuir el crecimiento bacteriano de estas cepas. El estudio se realizó partiendo 
de muestras de formaldehído proveniente de los anfiteatros A y B. 
 
Inicialmente se midió la carga microbiana presente en los ambientes de los 
anfiteatros, encontrando una densidad poblacional de 54 UFC / 15 min. de 
exposición en el Anfiteatro B y 9 UFC / 15 min. de exposición en el Anfiteatro A. 
Se realizaron diversos estudios con el fin de analizar los diferentes factores que 
influyen en el hecho de que se genere un mayor lapso de tiempo de la adecuada 
conservación y preservación de los cadáveres. 
 
En el anfiteatro A, no se evidenció crecimiento a ninguna concentración; se realizó 
el método de filtración por membrana para descartar la presencia de algún 
microorganismo, reafirmándose la ausencia de crecimiento. 
 
Tres cepas de microorganismos nativosfueron aisladas a partir de muestras de 
formaldehído de las piscinas de conservación cadavérica del anfiteatro B, 
Aeromonas salmonicida, Salmonella choleraesuis y presuntivamente 
 
Chomobacterium violaceum. Con las cuales se determinó que la concentración 
Mínima Inhibitoria es 1 %, 2 % y 3 % respectivamente. 
 
De igual forma se evaluó la persistencia de las tres cepas en el tiempo frente a la 
acción del formaldehído, encontrando que la cepa que más resiste las condiciones 
evaluadas fue Salmonella choleraesuis; lo cual se reafirmó mediante el uso de una 
regresión lineal con estimación de mínimos cuadrados ordinarios. 
 
Palabras claves: Formaldehido, Concentracion Minima inhibitoria (CMI), 
persistencia, toxicidad. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
 
During varied investigations post-mortem have been diverse effects negative that it 
as opposed to has formaldehyde the environment and mainly as opposed to the 
health of the people who manipulate it continuously, presenting/displaying a high 
level of toxicity, which can generate several complications. 
 
In this study the effectiveness of formaldehyde like method of conservation with the 
purpose of isolating the present microorganisms was evaluated indirectly and 
determining the Inhibiting formaldehyde Harassing concentration able to inhibit the 
microbial growth of these native stocks. The investigation we made dividing of 
formaldehyde originating samples of the amphitheatres A and the B. 
 
Initially the microbial load was moderate present in atmospheres of the 
amphitheatres, finding a population density of 54 UFC/ 15 min. of exhibition in the 
Amphitheatre B and 9 UFC / 15 min. of exhibition in the Amphitheatre A. Diverse 
studies with the purpose of analyzing the different factors were made that influence 
in the fact that it is generated a greater time interval of the suitable conservation 
and preservation of corpses. 
 
In the Amphitheatre A, we are not demonstrate growth some to any concentration; 
we made the method of filtration by membrane to discard the presence of some 
microorganism, reaffirming itself the growth absence. 
 
Three stocks of native microorganisms were isolated from formaldehyde samples 
of the swimming pools of deathly pale conservation of the Amphitheatre B, 
Chromobacterium spp, Salmonella choleraesuis, Aeromonas salmonicida. With 
 
which one determined that the Inhibiting Harassing concentration is 3%, 2% and 
1% respectively. 
 
Similarly evaluo the persistence of the three stocks in the time as opposed to the 
action of formaldehyde, being that the stock that more resists the evaluated 
conditions was Salmonella choleraesuis; which we reaffirm myself by means of the 
use of a linear regression with estimation of ordinary square minimums. 
 
Key words: Formaldehyde, Inhibiting Minima Concentration (CMI), persistence, 
toxicity 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1. INTRODUCCIÓN 
 
 
El proceso para llevar a cabo la conservación de los cadaveres no se encuentra 
establecido bajo ningún criterio en Colombia, por ende mucho menos se encuentra 
estandarizado. De hecho los avances en el área de la Microbiología Forense son 
bastante escasos. 
 
El control eficaz de las condiciones de conservación de los cadaveres juega un 
papel relevante no solo en las condiciones de durabilidad y mantenimiento del 
cadaver para su estudio; sino también en el sostenimiento de las condiciones de 
salud de las personas que se encuuentran directamente involucradas en el 
proceso de conservación. 
 
Para analizar a fondo estos procedimientos es necesario tener en cuenta 
condiciones que influyen directa o indirectamente en la acción antimicrobiana; 
como la temperatura, clase y estado fisiológico de los microorganismos y su 
ambiente; de igual manera el modo de acción de los agentes antimicrobianos 
determinando el posible daño que estos pueden causar. 
 
Uno de los métodos más utilizados para llevar a cabo la conservación de 
cadáveres es el uso del formaldehído, en algunas ocasiones mezclado con otro 
tipo de sustancias de caracter antimicrobiano con el único objetivo de maximizar el 
tiempo de mantenimiento de los cadáveres ya que comunmente éstos son 
utilizados para su estudio en diversas Universidades y Centros Cientificos. 
 
Con el objeto de evaluar la efectividad del formaldehído como método de 
conservación de cadáveres se realizarón análisis del mismo, en las piscinas de 
conservación cadavérica de los anfiteatros A y B, determinando la Concentración 
 
Mínima Inhibitoria, así como los microorganismos capaces de resistir distintas 
concentraciones de formaldehído con el fin de evaluar si las concentraciones 
usadas actualmente son las apropiadas. 
 
A través del estudio se evidenciaron diferencias bastante significativas en las 
condiciones de conservación de los cadáveres en ambos anfiteatros. En uno de 
ellos se utiliza la formalina (formaldehído al 25 - 30 % de concentración) con 
adición de otras sustancias como el fenol, la glicerina, el cloruro de sodio y agua, 
mientras en el otro solo se utiliza una mezcla de formalina (formaldehído al 25 - 30 
% de concentración), cloruro de sodio y agua, en ambos casos con el único fin de 
deshidratar los tejidos celulares blandos, preservándolos con el fin de llevar a cabo 
investigaciones post – mortem. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. MARCO TEORICO 
 
2.1. HISTORIA DE LAS TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN. 
 
Los procedimientos modernos de embalsamamiento siguen la línea de los 
métodos preparados por Jean-Nicolás Gannal en el siglo pasado: antiguo oficial 
del Gran Ejército; se consagró a investigaciones cuyo valor fue reconocido en los 
medios científicos, cuando, hacia 1840, numerosas exhumaciones revelaron la 
eficacia de su técnica revolucionaria. Hasta entonces se utilizaban métodos 
artesanales más o menos inspirados en los métodos antiguos que consistían en 
untar, espolvorear, hacer macerar y, a veces envolver los cadáveres eviscerados. 
Jean-Nicolás Gannal describe en su histoire des embaumements (1841) las 
preparaciones heteróclitas que se utilizaron para tratar a los reyes de Francia o a 
miembros de su familia: vinagre, trementina, aguardiente, sal y sustancias 
aromáticas de toda clase se utilizaban en cantidades abundantes y en forma 
anárquica. (Louis, 1989) 
 
Jean-Nicolás Gannal tuvo la idea de reemplazar estas fastidiosas manipulaciones 
por una sencilla inyección arterial que seria “evacuante, repletiva, antiséptica y 
conservadora”. Ya en el siglo anterior, los hermanos Hunter, sabios ingleses, 
habían procedido de la misma manera para preparar piezas anatómicas. La 
composición del fluido que se inyecta fue modificada varias veces luego de 
muchos intentos: fosfato de calcio, nitrato de potasio, cloruro de sodio, alumbre, 
ácido de arsénico y, después de 1848, cuando Luis Felipe prohibió la utilización 
del arsénico, se retuvo la mezcla de acetato de aluminio a 10% y cloruro de 
aluminio a 20% en partes iguales. Más tarde cuando Jean-Nicolás Gannal vendió 
su patente a varios estados, su técnica fue mejorada y otros productos se pusieron 
de moda. En Estados Unidos, durante la guerra de secesión, se perfeccionó el 
tratamiento trabajando con soldados muertos en acción y enviados a sus 
 
familiares: la inyección que practicaba en la arteria femoral y en la carótida y se 
complementaba luego con drenaje venoso. Reformo también la formula del líquido 
inyectado, adoptando finalmente una mezcla de fenol, sulfato de creosota, 
alumbre, acetato de plomo y sulfato o cloruro de cinc. (Louis, 1989) 
 
Las técnicas actuales que designamos con el nombre de tanatopraxia, están 
inspiradas directamente en Jean-Nicolás Gannal. En Francia, en 1963 se creó el 
Instituto Francés de Tanatopraxia, que se encarga de la enseñanza, difusióny 
control de las técnicas designadas en los medios profesionales con el término de 
procedimiento IFT. Comprenden un doble tratamiento destinado a suspender la 
putrefacción y la autólisis cadavérica; la primera fase concierne a los vasos 
sanguíneos: inyección arterial y drenaje venoso; la segunda fase a las cavidades: 
desagüe e inyección del tórax y del abdomen. Además hay cuidados 
complementarios de índole estética destinados a corregir los efectos aparentes de 
la tanatomorfosis. 
 
El tratamiento de los vasos sanguíneos se lleva a cabo después de haber 
manipulado las articulaciones para hacer cesar la rigidez cadavérica que 
dificultaría la irrigación de los músculos. Puesto que el éxito está supeditado al 
grado de permeabilidad, la tarea del tanatopráctico se dificulta en algunos casos 
particulares: en los obesos, el fluido se difunde mal en el tejido adiposo, que oculta 
además la infiltración, las infecciones agudas que provocan microtrombosis. En 
principio, la inyección puede hacerse por incisiones de las arterias carótidas, 
axilares y femorales, pero a veces ocurre que es suficiente con una sola vía de 
acceso, elegida en forma indiferente. Al mismo tiempo se abre la vena 
correspondiente para facilitar el drenaje y la sangre es expulsada en forma 
progresiva por el fluido inyectado a presión. Esta debe ajustarse a las condiciones 
de la circulación, pero por lo general se tarda un cuarto de hora para la perfusión 
de los diez litros que constituyen la cantidad requerida para un adulto de 70 Kg. 
Los masajes en la cara y en los miembros favorecen la difusión del líquido que 
 
restituye gradualmente la coloración y tonicidad a la piel. El fluido que se inyecta 
en el procedimiento IFT se conoce como Thanatyl A; se trata de una solución que 
contiene 2.5% de formaldehído, a lo que se agregan elementos como glicerina 
para facilitar la progresión y una solución de amaranto para impedir la 
decoloración de los tegumentos. (González, 1986) 
 
El tratamiento de las cavidades que siguen al tratamiento arterial incluye 
manipulaciones mucho más brutales, pues utiliza un trocar de metal de (50 a 60 
cm. de largo y 1.5 cm. de diámetro) conectado a una gran bomba. Una vez 
introducido en el abdomen vacía todos los órganos de gases, líquidos y materia 
fecal, que constituyen un medio altamente séptico. Luego, por el mismo trocar se 
inyecta alrededor de un litro de fluido de cavidad, que también hay que inyectar 
directamente en el hígado. Este líquido, con una fuerte concentración de 
formaldehído, tiene un gran poder antiséptico. El thanatyl C se somete a un control 
riguroso, al igual que el thanatyl A. Luego del desagüe y la inyección, se 
impregnan los tapones de algodón hidrófilo destinados a obturar los orificios 
naturales. (González, 1986) 
 
El tratamiento de las arterias y las cavidades, realizado en buenas condiciones 
(estado del cadáver y rapidez de la intervención), permite un tiempo de 
conservación que se extiende de una semana a varios meses. (Louis, 1989) 
 
Al retrasar la putrefacción se limita el deterioro visible y se suprimen los malos 
olores; la inyección arterial, por sus efectos rehidratantes y colorantes, otorga a la 
piel un aspecto tranquilizante, infla los globos oculares y limita el hundimiento; el 
masaje de la cara y de las orejas durante el tratamiento hace desaparecer o 
atenúa las livideces. 
 
 
 
 
2.2 PUTREFACCIÓN 
 
La putrefacción es la descomposición de las materias albuminoideas con 
producción de gases pútridos como ácido carbónico, ácido sulfihídrico, amoniaco e 
hidrógeno; es la desintegración de la materia orgánica por la acción de ciertos 
microorganismos aerobios y anaerobios, influenciada por condiciones de 
temperatura, humedad y aire. (Montiel, 1994) 
 
El inicio de la putrefacción de un cadáver se manifiesta en los intestinos y se 
detecta con la aparición de la llamada “mancha verde” que aparece situada en el 
abdomen, la cual se extiende progresivamente al resto de los tegumentos y va 
adquiriendo un tinte mas oscuro, por otra parte la acumulación de gases en el 
intestino y en la cavidad peritoneal aumenta las dimensiones del tronco y una 
especie de edema subcutáneo le imprime a las fracciones proporciones 
exageradas al grado de dificultar su identificación. 
 
Dos cadáveres no se pudren jamás de la misma manera, aún cuando la 
putrefacción tenga lugar en el mismo medio. Dicha putrefacción es un proceso 
muy complejo, en el que intervienen multitud de influencias, difíciles de precisar o 
conocer en muchos casos. El estudio que se realice de la fauna y de la flora 
cadavérica, auxiliará para determinar el tiempo transcurrido después de la muerte. 
(Montiel, 1994) 
 
2.3 PROCESO DE PUTREFACCIÓN 
 
Los agentes destructores de la carne tienen dos orígenes: unos ya estaban 
albergados en el ser vivo, otros provienen del medio. Los primeros son las 
bacterias de la muerte, se liberan súbitamente y proliferan con rapidez, sin otras 
limitaciones que las del medio nutritivo y el oxigeno: se trata de la flora digestiva 
(Escherichia coli, Bacillus, Megatherium, Lactobacilos, Proteus, Klebsiella, 
 
Pseudomonas, Estreptococos y Enterococos y pulmonar, Estafilococo blanco, 
Pseudomonas, Klebsiella pneumonae) sin dejar de lado la del tracto genital, en 
especial la de la vagina (Clostridium Goñi). Si bien predomina la flora aerobia, 
también interviene cuando el cadáver esta al descubierto, o si hay fisuras en la 
tumba que permitan las infiltraciones de agua. Son las bacterias del orden de los 
Clostidios y las enzimas las principales responsables de la putrefacción y de la 
posterior mineralización de los componentes orgánicos. (Louis, 1989) 
 
Se resume de la siguiente manera los procesos que allí ocurren: la fermentación 
de los glúcidos sintetiza los ácidos orgánicos complejos y produce eliminación de 
agua y de gas carbónico. La de los lípidos se convierte en ácidos grasos y en 
carburos de hidrógeno, también con la liberación de agua y de gas carbónico. Los 
prótidos, bajo la acción de las enzimas proteolíticas bacterianas, se ven 
“recortadas” en aminoácidos que, a raíz de la intervención de las descarboxilasas 
bacterianas que se sirven del sulfato de piridoxina como coenzima, pierden su 
función ácida y nos dan las ptomaínas o sustancias amíneas tóxicas: la 
cadaverina, la putrescina, las ptomaínas oxigenadas (betaína) o cíclicas (tiramina); 
el escátolo y el éndolo son el resultado del mismo proceso. Luego las 
monoaminas oxidasas bacterianas, por desaminación oxidativa o por perdida de la 
función amínea, descomponen las ptomaínas en aldehídos y en amoniaco. 
Finalmente la metabolización de la parte carbonada (los aldehídos) convierte a 
estas últimas en gas carbónico, agua y en formol, siempre a través del vector 
bacteriano. (Louis, 1989) 
 
La duración de la putrefacción depende de tres variantes. En primer lugar de la 
edad del difunto, de su peso y de su estado en el momento del deceso; la 
gangrena, la peste, el cólera y la ingestión de ciertos venenos aceleran la 
velocidad de la descomposición. Después están las condiciones del medio 
ambiente. Los cadáveres abandonados en un medio acuoso presentan, en primer 
lugar manchas verdosas en la cara y el esternón; luego aparecen los gases que 
 
distienden la carne y hacen que el cuerpo salga a flote. Posteriormente, los 
cadáveres se hunden poco a poco; entonces se produce la saponificación de las 
grasas (producción de adipoceras, jabón amoniacal denominado ”grasa de 
cadáver”) que acompañadas por una impregnación calcarea, aseguran una 
conservación mas larga, siempre que el cadáver no sea devorado por animales 
marinos. En caso de inhumación, las propiedades nutritivas del medio ambiente, la 
naturaleza del suelo, su pH, su grado de sequedad o de humedad y su 
temperatura ejercen una influencia indiscutible. (González, 1986)Así, en un terreno arenoso, seco y calido, donde se encuentran tuberías frías y 
húmedas, se prolonga la conservación; pero en un medio nutritivo, rico que 
favorece la reproducción bacteriana y el desarrollo de los insectos necrófagos 
encontramos un poder de aceleración de la destrucción. (Louis, 1989) 
 
2.4. ANFITEATROS 
 
Durante las prácticas funerarias se ha mencionado durante muchos años las 
casas de los muertos, sitio donde todo está preparado para su tránsito y el último 
adiós. La legislación francesa había previsto, desde 1889, la creación de cámaras 
mortuorias. Solamente existían en la forma de depósitos de cadáveres más o 
menos siniestros, a veces relacionados con los hospitales hasta que en 1962 se 
construyó el ateneo de Mentón, reproduciendo el modelo de los funeralhomes 
estadounidenses. Los complejos funerarios que se construyeron después fueron 
llamados ocasionalmente funerariums: pero el término ataneo es el que por lo 
general se prefiere utilizar: el prefijo privativo a, asociado a la raíz griega thanatos 
(la muerte). (Louis, 1989) 
 
Actualmente el anfiteatro está considerado como un laboratorio de morfología 
microscópica, cuenta con una sala de disección y demostración en donde se hace 
énfasis en la correlación anatomo-clínica. A la vez se hace gran énfasis en la 
 
correlación anatómico-radiológica, contando con un extenso archivo de diversas 
imágenes diagnósticas y varios negatoscopios donde se complementa 
permanentemente el conocimiento de morfología macroscópica con su 
visualización en las diversas modalidades de imágenes. 
 
Cuando el cadáver ingresa al anfiteatro, se emplean dos tipos de identificación: 
indiciarios y fehacientes. Primero se hace una descripción de las características 
físicas (indiciarias) del individuo, como color de la piel, contextura física, talla, 
cabello, ojos, boca, facciones, señales particulares, pertenencias y vestuario, 
después se toman fotografías y, en algunos casos, un registro de video. (Castaño, 
2003). 
 
Luego se llevan a cabo los métodos fehacientes: dactiloscopia, carta dental y 
ADN. En la primera, conocida como necrodactilia, se toman las diez huellas de las 
manos del difunto, para cotejarlas con las de la tarjeta de preparación de la cédula 
en la Registraduría Nacional. Para ello se les solicita a los familiares la cédula, o 
en su defecto, el número o cualquier documento que contenga las impresiones 
dactilares. Después se toma la carta dental, un método adoptado por la Ley 38 de 
1993 como obligatorio junto a la dactiloscopia y la información indiciaria. Esta 
técnica describe las características de los tejidos duros y blandos de la cavidad 
oral como la posición de los dientes, prótesis, mal posiciones, malformaciones, 
enfermedades periodontales y rugosidades del paladar. Finalmente quedan los 
dientes, cuyo esmalte es el tejido más duro del organismo y puede resistir hasta 3 
mil grados centígrados. (Spencer, 1997) 
 
En casos especiales se hace una prueba de ADN, que consiste en tomar una 
muestra ósea, dental o de sangre para compararla con la del presunto familiar en 
primer o segundo grado de consanguinidad, o algún estudio genético previo a la 
muerte del individuo. Sólo se lleva a cabo bajo la orden de un fiscal para efectos 
judiciales o cuando existen muchas dudas. Además de costoso es un proceso muy 
 
lento y aún no hay en Colombia un banco de información de ADN que permita 
hacer la comparación como podemos hacerlo con las huellas. 
 
Existen además, como métodos complementarios, manejados en su mayoría por 
el grupo de Identificación Especializada del CTI de la Fiscalía, que cuenta con el 
Laboratorio de Investigación Científica –Labici-, conformado por antropólogos, 
odontólogos, médicos, morfólogos, lofoscopistas y genetistas. Este grupo opera 
fundamentalmente cuando los cadáveres no son recientes, o son víctimas de 
masacres, accidentes o catástrofes naturales que requieren de técnicas más 
avanzadas. 
 
A pesar de que la mayoría de los cadáveres son identificados, cerca del 5% 
quedan en la morgue como N.N. porque no tienen información para realizar 
comparaciones. En ese caso las instituciones universitarias se responsabilizan de 
la custodia y la conservación del cadáver; dada la circunstancia de que el cuerpo 
necesite ser inhumado o sus familiares lo reclamen. (Castaño, 2003) 
 
2.5. MEDICIÓN DE LA ACTIVIDAD ANTIMICROBIANA 
 
La actividad antimicrobiana se mide determinando la cantidad más pequeña del 
agente que se necesita para inhibir el crecimiento de un organismo control, valor 
que se conoce como concentración mínima inhibitoria (MIC). (Brock, y Madigan, 
1991) 
 
Para determinar la MIC se prepara una serie de tubos, cada uno de los cuales 
contiene medio con una concentración diferente del agente, y se inoculan todos 
los tubos de la serie. Después de la incubación, se observa en que tubos no ha 
habido crecimiento (lo indica la ausencia de turbidez visible) y se determina así la 
MIC. Este sencillo y eficaz procedimiento se denomina con frecuencia técnica de 
la dilución en tubo. La MIC no es una constante de un determinado agente porque 
 
se ve afectada por la naturaleza del organismo utilizado como control en la 
prueba, el tamaño del inoculo, la composición de! medio de cultivo, el tiempo de 
incubación y las condiciones de incubación tales como la temperatura, el pH, y la 
aireación. Cuando todas las condiciones están rigurosamente estandarizadas, es 
posible comparar entre sí distintos agentes antimicrobianos y determinar cuál de 
ellos es el más efectivo frente a un determinado organismo o valorar la actividad 
de un agente frente a una variedad de organismos. (Brock y Madigan, 1991) 
 
Otro procedimiento comúnmente utilizado para estudiar la acción antimicrobiana 
es el método de difusión en agar. Se prepara una placa que contenga un medio 
con agar y se inocula de forma uniforme con el organismo control. Se añaden 
cantidades conocidas del agente antimicrobiano a pequeños discos de papel de 
filtro que luego se colocan sobre la superficie del agar. Durante la incubación, el 
agente difunde desde el papel de filtro al agar; cuanto más se aleja del papel de 
filtro, menor es la concentración del agente. Se ha creado por tanto una zona de 
inhibición y el diámetro de esta zona es proporcional a la cantidad de agente 
antimicrobiano añadida al disco y a la efectividad total del agente. (Brock y 
Madigan, 1991) 
 
Los distintos procedimientos y sustancias antimicrobianas, manifiestan su forma 
de acción de distinto modo. Una célula viva normal, posee múltiples enzimas 
indispensables para los procesos metabólicos. Una membrana, la citoplásmica, 
mantiene la integridad del contenido celular; ésta membrana regula el paso de 
sustancias entre la célula y el medio externo e incluso es el sitio donde reaccionan 
algunas enzimas. La pared celular proporciona a la célula una cubierta protectora, 
además, de participar en procesos fisiológicos. El daño en algunas de éstas 
estructuras inicia las alteraciones que llevan a la célula a la muerte. Es necesario 
tener en cuenta que hay muchos sitios vulnerables de la célula y que el daño lo 
causa una, o más de una, variedad de agente. (Pelczar, 1994). Anexo F. 
Principales agentes químicos antimicrobianos 
 
2.6. FORMALDEHIDO (FORMOL) 
 
Algunos aldehídos poseen un amplio espectro de actividad frente a las bacterias, 
hongos, micobacterias esporas y virus. El formaldehído es, entre ellos el mejor 
conocido y seguramente el más introducido en la desinfección. Requiere que el 
valor de la humedad relativa sea alto para conseguir una eficacia óptima. 
(Rodríguez, 2002) 
 
El formaldehído o metanal es un compuesto de carbono, hidrógeno y oxígeno de 
fórmula HCHO o CH2O. (P.M. 30,03), es un gas incoloro de olor sofocante, muy 
soluble en agua. Su solución acuosa, habitualmente del 37 al 50%, esconocida 
como formol, formalina, aldehído fórmico o metanal, siendo esta solución la 
utilizada como conservante; es el primer miembro de las series de los aldehídos 
alifáticos. (Cobo, 2003). Anexo D. Ficha de Datos de Seguridad Formaldehído. 
 
El formaldehído actúa sobre las proteínas por desnaturalización y sobre los ácidos 
nucleicos (y también proteínas) mediante alquilación: Alteran grupos que forman 
parte de los centros activos de enzimas y otras proteínas. (Camargo, 2003) 
A elevada concentración, este compuesto provoca la lisis de las membranas. 
(Foye W, 1984). 
 
2.6.1 PROPIEDADES FÍSICAS DEL FORMALDEHÍDO. 
 
A temperaturas y presión ordinaria es un gas incoloro, de olor picante e irritante a 
concentraciones superiores a 1 ppm. Es soluble en el agua y los disolventes 
orgánicos usuales, pero insoluble en el éter de petróleo. Se comercializa 
principalmente en forma de solución acuosa (por lo general con 37% de HCHO en 
peso) y del polímero sólido hidratado, para-formaldehído (CH2O)n.H2O. (Cobo, 
2003) 
 
 
2.6.2 PROPIEDADES QUÍMICAS DEL FORMALDEHÍDO 
 
El formaldehído es un compuesto extremadamente reactivo. Se polimeriza muy 
fácilmente, incluso en frío, dando polímeros insolubles que enturbian las 
soluciones acuosas. Para evitar este inconveniente se les añaden estabilizantes, 
particularmente alcohol metílico. 
 
Los oxidantes reaccionan enérgicamente con el formol. La mayoría de las 
reacciones de oxidación conducen a la formación de ácido fórmico, y la oxidación 
completa da lugar a anhídrido carbónico y agua. 
 
A pesar de su fuerte reactividad, es un compuesto relativamente estable. El calor 
no lo descompone sensiblemente más que por encima de 300 ºC, con formación 
de óxido de carbono e hidrógeno. (Cobo, 2003) 
 
2.6.3 ANTECEDENTES DEL FORMALDEHÍDO 
 
El arreglo de los muertos anunciaba la preocupación por proteger el cadáver, por 
que era importante retrasar la putrefacción y para ello hacer desaparecer las 
primeras manifestaciones, y era usado también como protección simbólica para 
lavar el muerto de su impureza, según los ingredientes y las recetas rituales, se 
logra una preservación más o menos prolongada. 
 
La desecación por el sol o por el fuego es igualmente un procedimiento que 
encontramos todavía en el Tíbet, en guinea y en Benin, en Papuasia (Nueva 
Guinea), al noroeste de Australia. También se recurre a la fumigación en 
Indonesia y en ciertas regiones de África. 
 
La legislación europea, por medio del decreto del 31 de diciembre de1941, ha 
estipulado las condiciones legales del “embalsamamiento” de forma restrictiva en 
 
cuanto a la decisión del acto, a las condiciones del transporte del cadáver y a los 
posibles controles de las técnicas utilizadas. Los decretos del 2 de enero de 1968 
y del 21 de marzo de 1975 (completados por la circular del 5 de junio de1975), por 
un lado alargan el procedimiento y por otro lo simplifican. La autorización depende 
de tres condiciones previas: la expresión por escrito de la ultima voluntad de la 
persona muerta o de un pedido de la persona que tenga autoridad para ordenar 
los funerales; una declaración que indique “la forma operativa”, el producto que se 
va a utilizar, el lugar y el momento de la operación, el nombre y el organismo (o 
del sujeto) ejecutor; el certificado del médico encargado por el oficial de estado 
civil de asegurarse del deceso y de comprobar que éste no presenta problemas 
medico-legales. (Louis, 1989) 
 
2.6.4. DISOLUCIONES ACUOSAS: FORMALINA. 
 
El formaldehído gaseoso se disuelve fácilmente en agua, con la cual, reacciona 
para formar una mezcla en equilibrio del monohidrato disuelto, metanodiol, y una 
serie de hidratos polímeros de peso molecular bajo. (Cobo, 2003) 
 
La reactividad del compuesto con agua propicia la obtención de concentraciones 
elevadas, habiéndose obtenido disoluciones del 95% en peso, aunque las más 
comunes están comprendidas entre 30 y 55%; en todos los casos, se produce una 
lenta polimerización que puede conducir a la formación de precipitados, cuya 
secuencia se indica mediante las reacciones de equilibrio siguientes: 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Formalina. Disolución acuosa (González, 1986) 
 
Resulta de interés destacar: 
 
1. La concentración del monómero libre CH2O es muy pequeña, inferior al 
0.1%. 
 
2. Como cabria esperar por la reversibilidad de las reacciones anteriores a 
bajas concentraciones se favorece la presencia de metilenglicol, mientras 
que conforme aumenta ésta, predominan los glicoles polioximetilenicos. 
3. La solubilidad de los polímeros decrece al aumentar el peso molecular de los 
mismos, y por lo anterior, crece la precipitación al incrementarse la 
concentración. 
 
4. Al aumentar la temperatura se desplazan a la izquierda las reacciones 
anteriores, dado el carácter exotérmico de las mismas, y como consecuencia 
de ello, crece la solubilidad; así, disoluciones al 30 % pueden almacenarse a 
20 ° C sin observarse precipitaciones durante periodos de 6 a 12 meses, 
mientras que las disoluciones al 37% deben mantenerse al menos a 35 ° C. 
 
5. La adición de alcoholes conduce a reacciones análogas a las anteriormente 
indicadas: 
 
 
 
 
 
 O bien: 
Estos productos resultan más estables y solubles que los hidratos, por ello, 
las disoluciones acuosas se estabilizan con metanol que propicia la 
formación de hemiacetales, disminuyendo la concentración de los glicoles 
polioximetilenicos. (González, 1986) 
 
6. Durante el almacenamiento, además de la formación de los polímeros 
citados pueden verificarse las reacciones siguientes: 
 
• Dismutación del formaldehído mediante la reacción de Cannizaro: 
 
 
 
Este proceso que aumenta con la temperatura y esta catalizado por la 
presencia de iones metálicos, explica el aumento de acidez en ausencia de 
oxigeno. 
 
 
• Oxidación a ácido fórmico: 
 
 
 
• Formación de metilal: 
 
 
 
• Reacciones de condensación que originan hidroaldehidos y polialcoholes. 
 
7. El carácter ligeramente ácido de las disoluciones propicia la corrosión de 
algunos metales, por lo que se recomienda su almacenamiento en 
recipientes de acero inoxidable 347, 316 o 304 ELC. Debe evitarse el 
contacto directo con cobre, níquel, hierro y aleaciones de cinc; el aluminio es 
atacado inicialmente pero llega a formarse una película impermeable; no 
obstante, tampoco se recomienda su utilización a temperaturas superiores a 
las normales. 
 
 
Las propiedades del formaldehído acuoso dependen de que en el estado disuelto 
esté polimerizado e hidratado. Puesto que suele manejarse como solución la 
composición y las propiedades del sistema formaldehído-agua tiene especial 
importancia. Las investigaciones realizadas han demostrado que el formaldehído 
disuelto es esencialmente una mezcla en equilibrio. Sin embargo, el espectro de 
absorción ultravioleta indica que hay pequeñas cantidades del monómero no 
hidratado en algunas condiciones de temperatura y concentración. (Cobo, 2003) 
 
En estado de equilibrio depende de la concentración y temperatura. En 
concentraciones del 2% o menos el formaldehído está prácticamente como glicol 
metilénico, en concentraciones mayores, la solución contiene proporciones 
crecientes de polímeros hidratados, y aumenta el grado de polimerización al 
aumentar la concentración del formaldehído disuelto. La rapidez con que se 
alcanza el equilibrio, después de un cambio de temperatura o concentración, es 
pequeña a temperaturas bajas y exige más de dos días a 0 ºC. 
 
Las soluciones concentradas (más de 30% de HCHO) tienen que conservarse 
calientes si se quiere evitar la precipitación. Los alcoholes, como el metanol 
aumentan la estabilidad de la solución, por la formación de hemiacetales. La 
presión parcial del formaldehído en equilibrio con la solución es baja y es una 
función de la concentración delglicol metilénico más que del contenido total del 
formaldehído. 
 
2.6.5. BIOQUÍMICA Y METABOLISMO DEL FORMALDEHÍDO. 
 
El formaldehído es un producto metabólico producido en la mayoría de los seres 
vivos, siendo, además, un precursor o ingrediente vital en la síntesis de 
sustancias bioquímicas esenciales para los mamíferos y, por ende, para el 
hombre, entre las que destacan: 
 
 
1. Síntesis de purina, timina, histidina y serina. 
2. Esta implicado en el metabolismo de los lípidos. 
 
En pequeñas dosis no está considerado como un producto tóxico ya que es 
rápidamente metabolizado, en el hígado y por eritrocitos, estimándose un tiempo 
medio de reacción no superior a 1.5 minutos. Luwak – Man y Kendal observaron 
que la metabolización puede realizarse “in Vitro” con preparados de hígado, 
produciéndose la dismutación del compuesto en metanol y ácido fórmico. Según 
Malorny Y cols., los eritrocitos “in vitro” oxidan rápidamente el compuesto, no 
descartando la capacidad metabólica de otros tejidos. (González, 1986). 
 
El mecanismo bioquímico más aceptado esta constituido por las etapas siguientes: 
 
• Formación de un hemiacetal con la glutationa – GSH- 
• Oxidación del anterior con la enzima formaldehído – deshidrogenada 
actuando el NAD como aceptor de hidrogeno. 
• Hidrólisis, que conduce a la formación del ácido fórmico. 
• Eliminación de ácidos como formiato por la orina y oxidación de éste a 
dióxido de carbono, eliminándose por la vía respiratoria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3, Metabolización del formaldehído 
 
Además de lo indicado, el formaldehído reacciona con los grupos aminos de las 
proteínas, DNA y RNA: 
 
 
 
2.6.6. TOXICIDAD DEL FORMALDEHÍDO 
 
Las propiedades del formaldehído (HCHO) en los procesos de preservación y 
conservación de los tejidos se descubrieron en 1893, no obstante, para ese 
momento se desconocía su alto potencial tóxico. 
 
Las manifestaciones clínicas determinadas por la exposición al formaldehído 
dependen, por lo general, de las concentraciones elevadas del compuesto; los 
síntomas son inmediatos y severos. En los casos graves, la muerte ocurre 
generalmente dentro de las primeras 10 horas de exposición al aldehído. Cuando 
las concentraciones a las que se estuvo expuesto no son tan altas; en el 50% de 
estos casos la recuperación es rápida y el pronóstico es bueno, aunque en 
algunos pacientes y de modo muy excepcional, se detecta la presencia de úlceras 
gástricas. Entre los síntomas de intoxicación se encuentran: fuerte olor de 
formaldehído en el aire aspirado, vómitos, irritación de los ojos, edema pulmonar, 
disnea y en ocasiones se observa la aparición de una neumonía secundaria. 
 
Posteriormente se puede presentar irritación y constricción de la garganta, piel 
pegajosa, vértigo, dolor abdominal, diarrea, convulsiones, daño renal, hematuria, 
anuria y en casos extremos: colapso cardiovascular, shock secundario, acidosis 
metabólica, coma y muerte. Si el paciente muestra una mejoría de su 
sintomatología en las primeras 48 horas, el pronóstico es bueno. 
 
En la exposición al HCHO a concentraciones entre 0.1-5ppm., las manifestaciones 
son principalmente de tipo ocular y se caracterizan por una sensación quemante y 
 
de lagrimeo profuso. Cuando accidentalmente se salpica una solución acuosa del 
compuesto, se produce una severa irritación de los ojos y ocasionalmente puede 
presentarse un daño permanente de los mismos. Estas concentraciones, además 
irritan la garganta. Con 10 ppm se produce una sensación de asfixia, mientras que 
las concentraciones a 50 ppm pueden causar daños severos. 
 
Se ha comprobado que las personas expuestas habitualmente al HCHO toleran 
mayores concentraciones del mismo, con pérdida de su capacidad para percibir 
los olores. La mucosa nasal comienza a engrosarse a concentraciones de 0.16 
ppm del aldehído y con 1.2 ppm se produce tos y constricción en el pecho. 
 
Además, el HCHO puede ser un " facilitador " para otros agentes oncogéneos. 
Opinión compartida por Olsen y cols. (1984), Keiger (1983), Jensen (1980), y 
Sterling (1986).Sin embargo, numerosos trabajos realizados en humanos no han 
demostrado este efecto cancerígeno de HCHO descrito en animales de 
experimentación. (Moret, 1990) 
 
2.6.7. DESVENTAJAS DEL USO DE FORMALDEHÍDO 
 
Aunque las manifestaciones clínicas determinadas por la exposición al 
formaldehído dependen de varios factores principalmente se generan desventajas 
como: 
 
• Riesgos sobre la salud, sus propiedades fisicoquímicas lo convierten en un gas 
incoloro y soluble en agua, cuya emisión a la atmósfera afecta no sólo a las 
personas que manipulan el producto sino también a todo el personal presente 
en las instalaciones, determinando: 
 
- Sobre la mucosa ocular los vapores son irritantes y las salpicaduras pueden 
causar quemaduras cornéales graves. 
 
 
- Su inhalación produce a bajas concentraciones irritación de la mucosa nasal 
y del tracto respiratorio superior, que puede llegar a procesos pulmonares 
tipo asmático, bronquítico e incluso edema de pulmón y muerte, si las 
concentraciones son muy elevadas y el tiempo de exposición prolongado. 
 
- También es irritante de los tejidos cutáneos; así, el contacto repetido con los 
tegumentos da lugar a eczemas y, a veces, verdaderas úlceras, pudiendo 
motivar cuadros de sensibilización y dermatitis de tipo alérgico. 
 
• Rigidez de estructuras, que en la disección anatómica no es del agrado ni del 
docente ni del discente. 
 
Pero sin duda, la gran polémica del formol surge a partir de 1979, con la 
publicación por el Instituto de Toxicología Química Industrial de EE.UU. de uno de 
los primeros trabajos relacionados con la toxicidad del formaldehído, concluyendo 
que éste, en elevadas concentraciones y períodos de exposición prolongados, es 
capaz de inducir carcinoma escamoso en la mucosa nasal de ratas, alertando al 
mismo tiempo del posible riesgo que podría representar para la salud humana. 
Estos resultados fueron confirmados por múltiples autores. (Complucad, 1997) 
 
En la actualidad, la información toxicológica disponible ha llevado a la Agencia 
Internacional para la Investigación del Cáncer de Lyón y a la Conferencia 
Gubernamental Americana de Higienistas Industriales a considerar al 
formaldehído como probable genotóxico y carcinógeno humano. A ello debemos 
unir que en las múltiples fórmulas para embalsamamiento de cadáveres se 
adicionan una serie de alcoholes como el etanol o el fenol, con efectos 
fundamentalmente depresores del Sistema Nervioso Central SNC. 
 
 
2.6.8. APLICACIONES DEL FORMALDEHÍDO 
 
El formaldehído es uno de los compuestos orgánicos básicos más importantes de 
la industria química. Se utiliza en la producción de diversos productos desde 
medicamentos hasta la melamina, la baquelita etc. Antiguamente se utilizaba una 
disolución del 35% de formaldehído en agua como desinfectante y en la 
conservación de muestras biológicas y cadáveres. 
 
Otro uso es la fabricación de textiles libres de arrugas. En éstas el contenido en 
formaldehído libre podía alcanzar hasta el 2% del peso total del textil. Actualmente 
se ha bajado el contenido y si supera el 0,15% este debe ser declarado en la 
etiqueta con la recomendación de lavar la prenda antes de usarla. (Complucad, 
1997) 
 
Aún se utiliza como conservante en la formulación de algunos cosméticos y 
productos de higiene personal como champúes. Además se usa en síntesis 
orgánica, para producir abonos, papel, madera contrachapada, resinas de urea-
formaldehído, colorantes y explosivos, entre otros usos. (Cobo, C. 2003) 
 
2.6.9. MITIGACIÓN DE LOS EFECTOS DEL FORMALDEHÍDO 
 
No debemos olvidar que el formaldehído es uno de los productos químicos de 
mayor utilización industrial, no sólo en cuanto a su producción, sino, además, por 
su diversidad de aplicaciones. 
 
Estas consideraciones hanmotivado que una serie de Organismos Nacionales e 
Internacionales del ámbito de la Salud Ocupacional y de protección 
medioambiental hayan dictado una serie de normas y restricciones legislativas 
para su uso. 
 
 
En la Sala de Disección, para mitigar los efectos de su exposición, podemos 
realizar varios tipos de actuaciones, esquematizadas en las siguientes líneas: 
 
2.6.9.1. Actuaciones sobre el entorno 
 
CONDICIONES AMBIENTALES: 
1.- Humedad ambiental inferior al 50 % 
2.- Temperatura ambiental de 10,5 ºC 
 
SISTEMAS DE VENTILACIÓN: 
1.- Apertura de ventanas 
2.- Ventilación mecánica: renovación del aire 20-30 veces 1 hora. 
 
FILTRADO QUÍMICO DEL AIRE: 
1.- De la sala de disección en su totalidad 
 
 
2.6.9.2. Actuación sobre la persona expuesta 
 
A) INFORMACIÓN Y FORMACIÓN DE LOS RIESGOS VERDADEROS 
 
B) RESTRINGIR LA PERMANENCIA EN LA SALA 
 - 20 a 30 minutos máximo 
 
C) USO DE EQUIPOS DE PROTECCIÓN PERSONAL 
 - Trajes protectores de goma 
 - Respiradores y/o máscaras con filtros 
 
 
 
 
2.6.9.3. Actuaciones sobre la fuente de riesgo 
 
A) REDUCIR LA FUENTE DE RIESGO 
Reducir cantidad o concentración de formol: 
1.1En el método de embalsamamiento: 
a) Procedimiento universidad de cambrigde 
b) Técnica de plastinación 
1.2 En el tipo de almacenamiento: 
a) Fenoxietanol 
b) Bolsas de polietileno 
 
B) ELIMINAR LA FUENTE DE RIESGO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
 
 
La muerte involucra una serie de procesos que pueden llevar a la descomposición 
parcial o total de un organismo y abarca todo lo relacionado con la transformación, 
preservación, transporte, desgaste e infiltración de los restos humanos. 
 
Todos los procesos que surgen posteriores a la muerte de un individuo involucran 
agentes bióticos como los microorganismos y su interrelación con condiciones 
ambientales, los cuales son los más involucrados en la degradación cadavérica y 
al mismo tiempo los menos estudiados. 
 
Los cambios " post-mortem " en células y tejidos se pueden retardar y/o prevenir 
mediante fijadores químicos. El formaldehído es el componente principal de la 
sustancia de embalsamiento de los cadáveres y hace parte de las técnicas 
histológicas, las cuales se basan en el uso de estos agentes, para procurar que 
los tejidos tratados permanezcan tan semejantes a los vivos, como sea posible. 
 
Aunque los primeros histólogos utilizaron como fijador el alcohol etílico, sin 
resultados satisfactorios, desde hace aproximadamente 100 años, el formaldehído 
se considera como el "Fijador clásico" y actualmente es el más usado con estos 
fines, en los laboratorios de Anatomía Humana Normal y Patológica, a nivel de 
Anfiteatros y Hospitales. 
 
El hecho de evidenciar que no existen métodos y procedimientos estandarizados 
para la conservacion de tejidos y la preservacion de los muertos, nos exije estudiar 
el comportamiento de los microorganismos en diferentes condiciones en las que 
se esta llevando a cabo el proceso de conservación cadavérica. Es claro que la 
informacion que se maneja en los anfiteatros para llevar a cabo el proceso de 
 
conservacion es mínima, se tiene entendido que se debe manejar una 
concentración mayor de 10 % de formaldehído con el único fin de evitar la 
proliferación de microorganismos. Sin embargo no existe ningún documento que 
indique que tanto se debe superar o minimizar esta concentración para lograr la 
adecuada conservación de los cadaveres. 
 
Este tipo de estudios generaría un aporte interesante en cuanto a la efectividad del 
formaldehído como método de preservación y conservación de cadáveres para 
estudios posteriores, ya que éste es considerado el mejor preservante a pesar de 
que tiene la capacidad de generar efectos adversos en la salud de las personas 
que lo manipulan. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4. OBJETIVOS 
 
 
4.1 OBJETIVO GENERAL 
 
• Determinar la Concentración Mínima Inhibitoria de formaldehído capaz de 
disminuir el crecimiento de cepas bacterianas obtenidas a partir de piscinas 
de conservación cadavérica. 
 
 
4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS 
 
• Aislar cepas bacterianas a partir de muestras de formaldehído tomadas de 
las piscinas de conservación cadavérica de los anfiteatros A y B. 
 
• Determinar la concentración mínima inhibitoria de formaldehído según las 
concentraciones usadas en el anfiteatro A y B. 
 
• Evaluar si las concentraciones de formaldehído utilizadas actualmente en 
los anfiteatros A y B son las pertinentes a la conservación de piezas. 
 
• Definir si las concentraciones de formaldehído utilizadas actualmente 
disminuyen el riesgo ocasionado en la salud de las personas que están 
involucradas en el proceso de conservación debido a la alta toxicidad del 
mismo. 
 
 
 
 
 
 
5. MATERIALES Y MÉTODOS 
 
 
5.1. ÁREA DE ESTUDIO 
 
Durante el desarrollo de este trabajo se evaluaron diferentes concentraciones de 
formaldehído con microorganismos nativos con el fin de determinar la 
Concentración Mínima Inhibitoria (MIC) de dicho conservante; este procedimiento 
se llevo a cabo en los anfiteatros A y B; el estudio se realizó en el Laboratorio de 
Microbiología Ambiental del Departamento de Microbiología de la Universidad El 
Bosque. 
 
5.2. BÚSQUEDA Y REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 
 
Se llevo a cabo una revisión de los aspectos más relevantes del formaldehído, lo 
cual fue muy importante para comprender su metabolismo en el organismo, la 
razón o razones por las cuales es utilizado como conservante y el mecanismo de 
resistencia que poseen los microorganismos frente a éste. Gracias al presente 
estudio se determino que aunque el tamaño de muestra a utilizar es reducido, 
puede arrojar resultados que pueden contribuir a prolongar la conservación de 
cadáveres en anfiteatros. Para cumplir con este objetivo se decidió determinar la 
MIC de formaldehído utilizado para la conservación cadavérica con el fin de 
evaluar los microorganismos nativos. 
 
5.3. VISITA ANFITEATROS A Y B. 
 
Se llevo a cabo una visita inicial a los anfiteatros, con el fin de llevar a cabo un 
reconocimiento del lugar y realizar los muestreos superficiales de las piscinas de 
conservación cadavérica. 
 
5.3.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO 
 
Para este estudio es muy importante hacer un análisis profundo de todos los 
factores que podrían intervenir en los posibles hallazgos; por lo cual se decidió 
hacer una descripción detallada del área de muestreo. Se analizaron factores 
claves como la iluminación, la humedad y la ventilación, entre otros. 
 
5.3.2. TOMA DE MUESTRAS 
 
5.3.2.1. Material utilizado para la toma de muestras 
 
Las muestras para los estudios microbiológicos se recogieron en frascos de vidrio 
de fácil esterilización, de capacidad de 200 ml, lavados y aclarados, debidamente 
tapados y rotulados (la información que contenía el rótulo era: fecha, nombre de la 
encargada, lugar del muestreo, número de muestra) 
 
5.3.2.2. Procedimiento para toma de Muestras 
 
Las cajas de Petri utilizadas para realizar las pruebas de ambientes se 
mantuvieron refrigeradas, cerradas y envueltas en papel vinipel, con el objeto de 
evitar posible contaminación con ambientes diferentes a los de los anfiteatros. Las 
cajas se mantuvieron expuestas al medio ambiente por 15 minutos para tomar la 
muestra por sedimentación, una vez cumplido el tiempo, éstas se cerraron y se 
envolvieron nuevamente en papel vinipel, con sus respectivos rótulos. 
 
Para tomar las muestras de formol se tomó el frasco por la base con una mano, y 
con la otra se retiró la tapa. Luego el frasco se sumergió en las piscinas con la 
boca hacia arriba y se llenó dejando un espacio de aproximadamente 3 cm para 
facilitar la agitación antes de proceder a realizar las diluciones y las siembras. 
 
 
5.3.2.3.Transporte de las muestras 
 
Las muestrastanto de ambientes como del formol fueron almacenadas y 
transportadas en neveras plásticas mantenidas con pilas de hielo a 4 °C 
aproximadamente hasta su procesamiento en el laboratorio de Microbiología 
Ambiental de la Universidad del Bosque. 
 
5.3.3. ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO 
 
Con las muestras por sedimentación realizadas en el Anfiteatro A y B se determinó 
la flora presente en dichos ambientes. 
 
A partir de las muestras de formol tomadas de las piscinas de conservación de 
cadáveres en ambos anfiteatros, se realizó la recuperación de las cepas presentes 
en dicho preservante a una concentración del 25 – 30%. 
Para permitir mayor grado de confiabilidad en los resultados obtenidos, los análisis 
se realizaron por triplicado. 
 
5.3.3.1. Prueba de ambientes por sedimentación 
 
Se realizó una visita a los anfiteatros durante la cual se llevo a cabo una prueba de 
ambientes con el fin de evaluar la densidad poblacional de microorganismos en el 
ambiente de las diferentes áreas de los mismos. 
 
Para la realización de este estudio se tomaron muestras de ambientes en los 
puntos cercanos a posibles fuentes de contaminación dentro del anfiteatro A 
(figura 5 – Pruebas de Ambientes). Se recolectaron muestras de formol de cada 
una de las cuatro piscinas de conservación cadavérica del anfiteatro A, teniendo 
en cuenta que en la piscina No.1 no estaba inmerso el cadáver; en la piscina No. 2 
había solo un cadáver inmerso, en la piscina No. 3 se encontraban dos cuerpos en 
 
proceso de conservación y en la piscina No. 4 se encontraban vísceras, y algunos 
órganos del cuerpo. (Figura 6 – Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A). 
 
En la misma fecha se tomaron muestras de ambientes en el anfiteatro B. 
Adicionalmente se muestreo el formol de la única piscina de conservación utilizada 
en el anfiteatro, la cual tenía inmersos 6 cadáveres con fines de estudios 
universitarios. (FIGURA 7 – Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Figura 5. Foto Anfiteatro A. Prueba de ambientes 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Foto Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro A 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 7. Foto Piscinas de conservación cadavérica anfiteatro B 
 
 
 
5.3.3.2 Cultivo, Aislamiento e Identificación de microorganismos nativos 
del formol utilizado en las piscinas de conservación 
 
Para obtener las colonias de microorganismos nativos del formol utilizado en la 
conservación de cadáveres se efectuaron diluciones seriadas de 10, 15, 20 y 25 – 
30% (dependiendo del anfiteatro del cual provenían las muestras). Se procedió a 
sembrar masivamente en agar nutritivo ya que proporciona los nutrientes 
indispensables en forma que los microorganismos de interés puedan utilizarlos, 
reconociendo desde un principio aquellos que se encuentran involucrados con el 
deterioro de los restos óseos y la contaminación del espacio de custodia. 
(Calderon, 2004). Las placas se incubaron a 37 °C por 48 horas. Los 
microorganismos que crecieron en las cajas de Petri fueron aislados y purificados 
por pases consecutivos en agar nutritivo. Anexo A. Agar nutritivo. 
 
A partir de las colonias obtenidas se realizó caracterización morfológica por medio 
de coloración de Gram; posterior a esto se hizo recuento en placa de las colonias 
presentes. De las morfologías microscópicas obtenidas se utilizó como medio 
selectivo el Agar Mac Conkey el cual contiene sales biliares y colorantes como el 
Cristal Violeta, los cuales actúan como inhibidores de la flora Gram positiva; 
además posee lactosa, junto con el indicador de pH Rojo neutro, los cuales sirven 
para la comprobación de la degradación de dicho azúcar. (Merck, 2000) 
 
La identificación de los microorganismos por las características de las colonias en 
medios sólidos selectivos conlleva limitaciones inherentes a las variaciones 
biológicas de determinados organismos y no puede ser fiable para una 
identificación provisional por lo que las colonias que crecieron en éste medio 
sólido selectivo fueron purificadas y caracterizadas mediante un sistema de 
identificación. 
 
 
 
5.3.3.2.1 Sistema de identificación (API 20E) 
 
Una vez obtenido el crecimiento de las colonias bacterianas se procedió a realizar 
identificación bioquímica por medio del montaje de una batería de pruebas API 
20E, el cual es un sistema de identificación rápida para bacterias de la familia 
Enterobacteriaceae y otras bacterias Gram(-). Básicamente consta de 23 tests 
bioquímicos estandarizados y miniaturizados y una base de datos. (Mateos, 2004). 
Anexo B. Sistema de identificación API20 E. 
 
Se utilizó el método de identificación API 20E, debido a que las colonias se 
obtuvieron en medio selectivo MacConkey y mostraron morfología Gram. negativa, 
con lo cual se asumió presuntamente que las colonias halladas pertenecían a la 
familia de enterobacterias. 
 
Las galerías API 20 E se presentan en una bolsa de aluminio con bolsitas 
deshidratantes. La galería API 20 E no debe ser utilizada directamente a partir de 
muestras de origen clínico o de otro tipo. (BioMerieux, 2007) 
 
5.3.3.2.1.1. Procedimiento 
 
Inicialmente se tomo un tubo que contenía 5 mililitros de agua destilada estéril. 
Con una pipeta se extrajo una sola colonia bien aislada sobre un medio agar, se 
recomienda utilizar preferiblemente cultivos jóvenes. Posterior a esto se llenaron 
los tubulos y las cúpulas como es recomendado por la casa comercial, en los 
casos necesarios se adiciona parafina o aceite mineral para crear anaerobiosis. 
Se cierra la cámara y se lleva a incubar a 36 º C +/- 2 ºC durante 18 a 24 horas. 
Pasado el tiempo se hace la lectura del test remitiéndose a la tabla de lectura de la 
casa comercial. (Anexo C. Procedimiento API 20 E) 
 
 
 
La lectura de los resultados se llevo a cabo por comparación de reacciones y 
como resultado se obtuvo un perfil numérico de 9 cifras, el cual se introdujo en un 
programa de datos dando como resultado la identificación de los microorganismos. 
 
5.4. DETERMINACIÓN DE LA CONCENTRACIÓN MÍNIMA INHIBITORIA DE 
FORMALDEHÍDO 
 
Esta prueba se realizo con el fin de determinar la sensibilidad in Vitro de los 
microorganismos frente a diferentes concentraciones de formaldehído y esta 
definida como la concentración mínima de sustancia en la cual no se observa 
desarrollo bacteriano tras su incubación. (San Martín, 1996). 
 
5.4.1. PROCEDIMIENTO 
 
Para realizar esta prueba se llevo a cabo la técnica de la placa en el agar; en la 
cual se inocula una placa que contenga medio de cultivo solido con el 
microorganismo utilizado como prueba. El agente químico se coloca en el centro 
de la placa, impregnado en un disco de papel filtro. Al cabo de 24 a 48 horas se 
observan halos de inhibición (crecimiento negativo) alrededor del agente químico. 
 
Una modificación de esta técnica es la incorporación del agente químico en el 
medio de cultivo antes de verterlo sobre la placa. Una vez solidificado se inocula 
con el microorganismo utilizado como prueba, se incuba y se examina el 
crecimiento microbiano. (Gerhald, 2000) 
 
Para determinar la CMI se prepararon concentraciones de 5, 10, 15, 25 y 30% con 
el formol utilizado en los anfiteatros. Cada una de estas soluciones a diferentes 
concentraciones se incorporo al medio de cultivo nutritivo, una vez adicionado se 
sirvió en placas de Petri, a las cuales al estar solidificadas se les inoculó cada uno 
de los microorganismos hallados anteriormente, con el fin de determinar el 
 
crecimiento microbiano a las diferentes concentraciones y establecer la CMI. 
 
Posterior a esto al disminuir el rango de concentraciones en las cuales se 
evidenciaba poco o nada de crecimiento, se utilizo la técnica de discos 
impregnados con el nuevo rango de concentraciones (0.5, 1.0, 2.0, 3.0, 4.0,5.0, 
6.0 y 7.0 %). Se utilizo agua destilada como control negativo, al mismo tiempo 
como control positivo de crecimiento se inoculó el microorganismo en una caja de 
agar nutritivo para evidenciar que las condiciones de crecimiento del mismo fueran 
adecuadas. 
 
Estos cultivos se llevaron a incubar a 37°C +/- 0.2 durante 48 horas. Se determino 
la Concentración Mínima inhibitoria. 
 
5.5. EVALUACIÓN DE LA PERSISTENCIA DEL EFECTO DEL 
FORMALDEHÍDO EN EL TIEMPO 
 
Se tomaron 10 mililitros de cada una de las concentraciones inhibitorias 
determinadas anteriormente para cada uno de los microorganismos; las cuales se 
ubicaron en tres beakers, cada una con la concentración hallada. 
 
Se preparo una suspensión de cada microorganismo, equivalente a 60 * 10 7 
células / mililitro; lo cual se midió comparándolo con el tubo número 2 de Mac 
Farland. 
 
Con la suspensión de cada uno de los microorganismos se llevo a cabo la siembra 
en una caja de Petri con agar Nutritivo, utilizando el método de estrías, en el cual 
se llevaba a cabo la siembra con asa calibrada; con el fin de verificar las 
condiciones de crecimiento de cada uno; al igual que tener un punto de 
comparación para evaluar el crecimiento a los diferentes tiempos de exposición 
del formaldehído. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 8. Método de siembra por estrías. 
 
 
Posteriormente, se adiciono un mililitro de la suspensión de cada microorganismo 
a los 100 mililitros de la concentración mínima inhibitoria de cada uno del ellos, las 
cuales fueron determinadas anteriormente. Se procedió a agitar constantemente, 
y de manera inmediata se tomo una caja de Petri pequeña con Agar Nutritivo, en 
la cual se realizaron cinco estrías de la suspensión preparada anteriormente; esta 
caja fue marcada como tiempo cero y se llevo a incubar a 37º +/- 0.2 ºC por 24 a 
48 horas. 
 
Posterior a esto se evaluaron tiempos de contacto cada cuatro horas para evaluar 
el efecto que presentaba el formaldehído frente a cada uno de los 
microorganismos utilizados; hasta evidenciar el tiempo en el cual el porcentaje de 
inhibición encontrado fuera del 100 %. 
 
 
 
 
 
 
A continuación se puede observar un esquema del procedimiento llevada a cabo: 
 
 
Suspensión de 
 microorganismo 
 
 
Concentración de 
Formaldehído 
 
 Caja control 
 de crecimiento Siembra por método de 
estría por triplicado a 
diversos tiempos 
 
 
Tiempo de persistencia del microorganismo 
frente a la concentración mencionada de formaldehído 
 
 
Figura 9. Evaluación de la persistencia del efecto del formaldehído en el tiempo 
 
La lectura de las cajas se hizo teniendo en cuenta como patrón evaluador la caja 
control del microorganismo sembrada inicialmente; se busco evaluar la misma 
densidad microbiana presente en la caja control. 
 
Se asigno un valor representativo a cada una de las estrías elaboradas en la caja 
con el fin de evaluar más fácilmente el porcentaje de inhibición del formaldehído a 
las diferentes concentraciones establecidas, frente a cada uno de los 
microorganismos evaluados. 
 
 
 
 
El valor de las estrías se interpreto de la siguiente manera: 
 
Numero de estrías que presentan 
crecimiento 
Porcentaje de inhibición 
correspondiente 
5 No hubo inhibición 
4 20 % de inhibición 
3 40 % de inhibición 
2 60 % de inhibición 
1 80 % de inhibición 
0 100 % de inhibición 
 
Tabla 3. Determinación del porcentaje de inhibición por medio de la lectura del método de estrías. 
 
Es importante hacer mención, de que en algunos casos se evidencio la presencia 
de crecimiento microbiano, solamente en una pequeña parte de la estría, lo cual 
fue también tenido en cuenta otorgando en estos casos el valor intermedio 
correspondiente. 
 
5.6. ANÁLISIS ESTADÍSTICO 
 
Se realizó un análisis estadístico de tipo descriptivo para la mayoría de los datos 
teniendo en cuenta que el numero de valores hallados es muy pequeño (valor n) 
por lo cual no es recomendable aplicar un modelo estadístico mas complejo ya 
que la exactitud del modelo disminuiría considerablemente. 
 
Con los datos obtenidos a partir de la evaluación de la persistencia del efecto del 
formaldehído en el tiempo; se llevo a cabo un análisis estadístico mediante el uso 
de una regresión lineal con una estimación de mínimos cuadrados ordinarios; con 
el fin de demostrar matemáticamente que existe diferencia significativa de que los 
tres microorganismos se comportan de manera diferente frente al efecto del 
 
formaldehído. Hallando un valor denominado índice de letalidad por hora; el cual 
varia según la persistencia que tenga cada microorganismo frente al efecto que le 
causa el formaldehído por la acción del tiempo de exposición. 
 
5.7. FILTRACIÓN POR MEMBRANA DE LA MUESTRA DE FORMALDEHÍDO 
DEL ANFITEATRO A. 
 
De la muestra de formol tomada de las piscinas de conservación cadavérica se 
tomaron 100 mililitros para ser filtrados en un equipo de filtración por membrana. 
Se realizó este procedimiento por triplicado. 
 
Se utilizaron filtros de nitrocelulosa con el fin de determinar la presencia de algún 
microorganismo, los filtros se ubicaron en el equipo y se llevo a cabo la filtración 
de la muestra; posterior a esto se tomaron los filtros y se colocaron en una caja de 
petri con agar nutritivo para favorecer el crecimiento de cualquier tipo de 
microorganismo. Se incubo por 48 horas a 37 +/- 0.2 ºC, revisando el crecimiento 
diariamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
 
6.1. DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE MUESTREO 
 
Se hizo una visita inicial los anfiteatros con el fin de verificar las condiciones de los 
mismos, analizando factores como la iluminación, la humedad y la ventilación 
entre otros. A continuación se mencionaran los hallazgos más importantes. 
 
6.1.1. ANFITEATRO A. 
 
El anfiteatro se encuentra divido en tres áreas, la primera de ellas consta de una 
rampa por la cual ingresan los cadáveres (Figura 10) que pasan inmediatamente a 
cualquiera de las cuatro piscinas de conservación (Figura 11) donde se conservan 
por un espacio de tiempo de cuatro meses aproximadamente. Pasado este tiempo 
son ubicados en la tercer área, que es donde se lleva a cabo la etapa de 
investigación por parte de los estudiantes de medicina. (Figura 14) 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 10. Rampa ingreso de cadáveres Figura 11. Piscinas de conservación de cadáveres 
 al anfiteatro 
 
 
 
En frente de las piscinas de conservación cadavérica se encuentran dos estantes, 
uno de ellos cuenta con todos los recipientes de aseo y productos de conservación 
(Figura 12) y el otro con variados instrumentos para llevar a cabo el adecuado 
manejo del cadáver. Se observa también una mesa con amasijo de tejido blando 
en descomposición (Figura 13). 
 
Analizando el ambiente en general de esta área se puede decir que cumple en 
aspectos tales como iluminación, humedad y ventilación debido a que no se 
presentó acumulación de malos olores y no se imposibilitó la observación de los 
cadáveres presentes en las piscinas de conservación. 
 
 
 
 
 
 
 Figura 12. Estante de productos de aseo Figura 13. Amasijo tejidos blandos en 
descomposición 
 
La tercer área que se encuentra en el anfiteatro es propia para el estudio de los 
cadáveres, dentro de ella se encuentran quince mesones con cadáveres para 
diferentes estudios fisiológicos y morfológicos (Figura 14). 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 14. Área de investigación estudiantil 
 
6.1.1.1. Iluminación del anfiteatro. 
 
El anfiteatro cuenta con suficiente iluminación, presenta iluminación de tipo natural 
y de tipo artificial; la natural se evidencia por la presencia de amplias ventanas y 
cuatro claraboyas ubicadas en algunas secciones del anfiteatro y la de