BAQUE ANCHUNDIA LISBETH ALLISON

Vista previa del material en texto

UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS 
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA 
 
 
 
 COMPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO EN LA 
MICROPROPAGACIÓN DE PIÑA (Ananas comosus L. 
Merr) A PARTIR DE YEMAS AXILARES E HIJOS 
BASALES 
 
TRABAJO EXPERIMENTAL 
 
 
 
Trabajo de titulación presentado como requisito 
 para la obtención del título de 
INGENIERO AGRÓNOMO 
 
 
 
AUTOR 
BAQUE ANCHUNDIA LISBETH ALLISON 
 
 
 
TUTORA 
PhD. ARIADNE VEGAS GARCÍA 
 
 
GUAYAQUIL – ECUADOR 
 
2019 
 
 
2 
 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS 
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA 
 
 
APROBACIÓN DEL TUTOR 
 
 
 
 
 
 
3 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS 
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA 
 
 
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÒN 
 
 
 
 
4 
Dedicatoria 
 
A Dios, principalmente por darme la oportunidad de 
haber culminado esta etapa profesional, pese a toda 
circunstancia nunca me abandonó, sin El nada de 
esto hubiese sido posible por eso y mucho más esto 
se lo dedico con todo el amor del mundo. 
A mis padres, por estar y ser pilar fundamental en mi 
vida y toda mi carrera, mi mamá Ana por darme sus 
consejos cuando más lo he necesitado; mi papá 
Orlando que sin duda alguna ha sido mi mejor 
ejemplo y a pesar de las dificultades y obstáculos 
me demuestra que puedo contar con el siempre. 
A mis padrinos Mayra y Rodolfo, quienes han puesto 
su granito de arena en absolutamente todo, por su 
infinito apoyo. 
Mi abuelita Julia por ser parte de mi meta alcanzada 
y al resto de mis familiares. 
 
 
 
 
 
 
5 
Agradecimiento 
 
Mi eterno agradecimiento que nunca será suficiente 
para la persona más importante en mi vida, Jesús. 
Para aquellas personas que siempre estuvieron 
apoyándome, ya sea con una palabra de aliento o 
simplemente dándome ánimos y fuerzas para seguir 
adelante y no rendirme en todo el arduo proceso. 
Agradezco a mi tutor de tesis la Dra. Ariadne Vegas, 
por su ayuda incondicional durante todo el trabajo, 
por corregirme y guiarme hasta el último momento, 
por su eterna disposición muchas gracias. 
A mis compañeros Robin Vera, Angelo Toledo, 
Milena Garcés, Karissa Otero y Bianca Macías por 
su compañía en todo el trabajo realizado en 
laboratorio. 
 
 
 
 
 
 
 
6 
Autorización de autoría intelectual 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
Índice general 
PORTADA ………………………………………………………………………………...1 
APROBACIÓN DEL TUTOR ................................................................................. 2 
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÒN ......................................... 3 
Dedicatoria .......................................................................................................... 4 
Agradecimiento .................................................................................................... 5 
Autorización de autoría intelectual ..................................................................... 6 
Índice general ....................................................................................................... 7 
Índice de tablas .................................................................................................. 12 
Índice de figuras ................................................................................................ 13 
Resumen ............................................................................................................. 15 
Abstract .............................................................................................................. 16 
1. Introducción .................................................................................................. 17 
1.1 Antecedentes del problema......................................................................... 17 
1.2 Planteamiento y formulación del problema ............................................... 18 
1.2.1 Planteamiento del problema ................................................................ 18 
1.2.2 Formulación del problema ................................................................... 19 
1.3 Justificación ................................................................................................. 19 
1.4 Delimitación de la investigación ................................................................. 19 
1.5 Objetivo general ........................................................................................... 20 
1.6 Objetivos específicos .................................................................................. 20 
1.7 Hipótesis ....................................................................................................... 20 
2. Marco teórico ................................................................................................. 21 
2.1 Estado del arte ............................................................................................. 21 
2.2 Bases teóricas .............................................................................................. 22 
2.2.1 Generalidades de la piña ...................................................................... 22 
8 
2.2.2 Taxonomía de la piña ............................................................................ 22 
2.2.3 Descripción botánica de la piña ........................................................... 23 
2.2.4 Variedades de piña cultivadas en el Ecuador ..................................... 24 
2.2.5 Requerimientos edafoclimatológicos del cultivo de piña .................. 25 
2.2.6 Requerimientos agronómicos del cultivo de piña .............................. 26 
2.2.6.1. Fertilización ....................................................................................... 26 
2.2.6.2. Riego .................................................................................................. 26 
2.2.6.3. Control de plagas y enfermedades .................................................. 27 
2.2.6.4. Métodos de propagación .................................................................. 28 
2.2.6.4.1. Propagación vegetativa ................................................................. 28 
2.2.6.4.2. Propagación in vitro o micropropagación .................................... 29 
2.2.6.5. Medios de cultivo para micropropagación ...................................... 31 
2.2.6.5.1. Composición de medios de cultivo para células vegetales ........ 31 
2.2.7 Mantenimiento de la asepsia ................................................................ 32 
2.2.8 Latencia ................................................................................................. 33 
2.3 Marco Legal .................................................................................................. 33 
2.3.1 Constitución de la República del Ecuador (2008) ............................... 33 
3. Materiales y métodos ..................................................................................... 35 
3.1 Enfoque de la investigación ........................................................................ 35 
3.1.1 Tipo de investigación ........................................................................... 35 
3.1.2 Diseño de investigación ....................................................................... 35 
3.1.2.1. Investigación experimental .............................................................. 35 
3.1.2.2. Investigación descriptiva ................................................................. 35 
3.1.2.3. Investigación explicativa .................................................................. 35 
3.2 Metodología .................................................................................................. 35 
9 
3.2.1 Variables ................................................................................................ 38 
3.2.1.1. Variable independiente .....................................................................38 
3.2.1.2. Variable dependiente ........................................................................ 39 
3.2.2 Tratamientos ......................................................................................... 39 
3.2.3 Diseño experimental ............................................................................. 39 
3.2.4 Recolección de datos ........................................................................... 39 
3.2.4.1. Recursos............................................................................................ 39 
3.2.4.1.1. Materiales y herramientas ............................................................. 39 
3.2.4.1.2. Material experimental ..................................................................... 39 
3.2.4.1.3. Recursos humanos ........................................................................ 40 
3.2.4.1.4. Recursos económicos ................................................................... 40 
3.2.4.2. Métodos y técnicas ........................................................................... 40 
3.2.4.2.1. Método inductivo ........................................................................... 40 
3.2.4.2.2. Método deductivo .......................................................................... 40 
3.2.4.2.3. Método sintético ............................................................................. 40 
3.2.5. Análisis estadístico .............................................................................. 40 
3.2.5.1. Análisis funcional ............................................................................. 40 
3.2.5.2. Andeva no paramétrica Prueba de Kruskal-Wallis ......................... 41 
3.2.5.3. Hipótesis estadísticas....................................................................... 41 
3.2.5.4. Delimitación experimental ................................................................ 41 
3.2.5.5. Manejo del ensayo ............................................................................ 41 
3.2.5.5.1. Preparación .................................................................................... 41 
3.2.5.5.2. Material genético ............................................................................ 41 
3.2.5.5.3. Dosificación .................................................................................... 42 
3.2.5.5.4. Toma de muestra ........................................................................... 42 
10 
3.2.5.6. Variables a evaluarse ........................................................................ 42 
3.2.5.6.1. Tratamientos .................................................................................. 42 
3.2.5.6.2. Porcentaje de contaminación ........................................................ 42 
3.2.5.6.3. Número de brotes sanos ............................................................... 42 
3.2.5.6.4. Porcentaje de oxidación ................................................................ 42 
3.3 Aspectos administrativos ............................................................................ 42 
3.3.1 Recursos bibliográficos ....................................................................... 42 
3.3.2 Materiales y equipos ............................................................................. 43 
3.3.3 Recursos humanos ............................................................................... 43 
4. Resultados ...................................................................................................... 44 
4.1 Determinar el mejor método de desinfección de yemas axilares de la 
corona e hijos basales ................................................................................ 44 
4.1.1 Porcentaje de contaminación y oxidación .......................................... 44 
4.1.1.1. Primera siembra ................................................................................ 44 
4.1.1.2. Segunda siembra .............................................................................. 44 
4.1.1.3. Tercera siembra ................................................................................ 45 
4.1.1.4. Cuarta siembra .................................................................................. 46 
4.1.1.5. Quinta siembra .................................................................................. 47 
4.1.1.5.1 Medio de cultivo liquido ................................................................. 47 
4.2 Establecer el mejor medio de cultivo para obtener la iniciación de 
yemas axilares ............................................................................................. 50 
4.2.1 Número de brotes sanos ...................................................................... 50 
4.2.2 Porcentaje de oxidación ....................................................................... 51 
5. Discusión ........................................................................................................ 53 
6. Conclusiones ................................................................................................. 56 
11 
7. Recomendaciones ......................................................................................... 57 
8. Bibliografía ..................................................................................................... 58 
9. Anexos ............................................................................................................ 66 
 
 
12 
Índice de tablas 
Tabla 1. Jerarquía nomenclatural de la piña ....................................................... 23 
Tabla 2. Procedimiento de siembra ..................................................................... 38 
Tabla 3. Descripción de los tratamientos a utilizar .............................................. 39 
Tabla 4. Experimento .......................................................................................... 41 
Tabla 5. Prueba T para muestras Independientes en la primera siembra de 
yemas axilares de la corona e hijos basales. ....................................... 44 
Tabla 6. Prueba T para muestras Independientes (luz: desinfección cloro 3%) ... 45 
Tabla 7. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: desinfección 
cloro 3%) ............................................................................................... 46 
Tabla 8. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: desinfección 
cloro 4%) ............................................................................................... 46 
Tabla 9. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: desinfección 
cloro 4%) ............................................................................................... 47 
Tabla 10. Anava Prueba de Kruskal Wallis para coronas ..................................... 48 
Tabla 11. Anava Prueba de Kruskal Wallis para hijos .......................................... 49 
Tabla 12. Descripción de la contaminación en las cinco siembras realizadas ...... 50 
 
 
 
 
 
 
 
13 
Índice de figuras 
Figura 1. Formula T-student ................................................................................. 40 
Figura 2. Formula prueba de Kruskal-Wallis ........................................................ 41 
Figura 3. Mapa de ubicación ................................................................................ 66 
Figura 4. A: Recolección de piña para obtención de los explantes; B: Explantes 
de piña de corona e hijos; C: Desinfección de los explantes en 
detergente; D: Desinfección de los explantes en cloro 1.8% en 
cámara de flujo laminar. ........................................................................ 66 
Figura 5. A: Primera siembra en medios de cultivos sólidos; B: contaminación 
de primera siembra. .............................................................................. 67 
Figura 6. A: Segunda siembra; B: Contaminación de segundasiembra; C: 
Contaminación de coronas; D: Contaminación de hijuelos. ............... 67 
Figura 7. A: Tercera siembra; B: Coronas contaminadas; C: Presencia de 
bacteria en coronas; D: Hijuelos contaminados. ................................... 68 
Figura 8. A: Cuarta siembra; B, C, D: Presencia de bacterias en explantes de 
coronas e hijos. .................................................................................. 68 
Figura 9. A: Quinta siembra de explantes en medios líquidos en condiciones de 
oscuridad; B, C, D: Explantes con presencia de coloración marrón en 
condiciones de luz. ............................................................................... 69 
Figura 10. A: Hijuelos con presencia de bacteria; B: Explante (hijo) con una leve 
brotación; C: Resiembra del explante verde. ...................................... 69 
Figura 11. A: Resiembra de los explantes de medios líquidos en medios 
sólidos; B: Explante oxidado; C: Explante con las mismas 
características desde el inicio de siembra; D: Explante que presentó 
una leve brotación; E: Explante oxidado. ............................................ 70 
14 
Figura 12. A: Explantes sin presencia de brotes .................................................. 70 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
Resumen 
En Ecuador, la producción de piña (Ananas comosus L. Merr.) ha cobrado un 
importante auge en los últimos años. Las técnicas de cultivo in vitro en esta 
siembra, se han utilizado con el fin de obtener mayor cantidad de plantas sanas 
libres de patógenos. En este estudio se busca comparar medios de cultivo en la 
micropropagación de piña var. Cayena a partir de yemas axilares de la corona e 
hijuelos y se realizó en el laboratorio de Biotecnología de la Universidad Agraria 
del Ecuador. Se utilizó un diseño completamente al azar, en la fase inicial 
compuesto de cuatro tratamientos: MS suplementado con BAP (1.0 y 2 mg. L-1), 
ANA (0.01, 0.5 y 2.0 mg. L-1) y Tiamina (5 mg. L-1). Se realizaron cinco siembras 
iniciales con diferentes concentraciones de hipoclorito de sodio al 1.8, 3 y 4 % 
durante el proceso de desinfección. La alta contaminación por hongos y bacterias 
de los ápices en las primeras dos siembras fue reducida significativamente (del 80 
al 28 %) incrementando la concentración de cloro al 4 % en el proceso de 
desinfección. La oxidación fenólica fue un problema en las siembras iniciales y se 
pudo disminuir (del 60 al 10 %) cuando los explantes iniciados se mantuvieron en 
condiciones de oscuridad. Aun cuando se incrementaron las concentraciones de 
BAP y tiamina en los medios de cultivo líquidos y sólidos, ningún tratamiento tuvo 
efecto para la inducción de la brotación de las yemas axilares de coronas e hijos 
basales. 
 
 Palabras clave: ápices, contaminación, desinfección, latencia, oxidación. 
 
 
16 
Abstract 
In Ecuador, pineapple production (Ananas comosus L. Merr.) has reached a 
significant boom in recent years. In vitro culture techniques in this crop have been 
used in order to obtain healthy plants free of pathogen. This study seeks to 
compare culture media in the micropropagation of pineapple var. Cayenne from 
axillary crown buds and offspring and was carried out in the Biotechnology 
Laboratory of the Agricultural University of Ecuador. A completely randomized 
design was used, in the initial phase composed of four treatments: MS 
supplemented with BAP (1.0 and 2 mg. L-1), ANA (0.01, 0.5 and 2.0 mg. L-1) and 
Tiamina (5 mg. L-1). Five initial seedlings were carried out with different 
concentrations of sodium hypochlorite at 1.8, 3 and 4% during the disinfection 
process. High fungal and bacterial contamination of apex in the first and second 
seedlings was significantly reduced (from 80 to 28 %) by increasing the chlorine 
concentration to 4 % in the disinfection process. Phenolic oxidation was a problem 
in the initial seedlings and could be decreased (from 60 to 10 %) when the initiated 
explants were kept in dark conditions. Although concentrations of BAP and 
thiamine increased in means of cultivation liquids and solids, no treatment had 
effect for the induction of the sprouting of the axillary buds of crowns and basal 
offspring. 
 
 Keywords: apex, contamination, disinfection, latency, oxidation. 
 
 
17 
1. Introducción 
1.1 Antecedentes del problema 
En Ecuador, la producción de piña (Ananas comosus L. Merr) ha cobrado un 
importante auge en los últimos años, debido a su demanda en los mercados 
internacionales MAGAP, (2014). Razón por la cual, muchos productores se han 
interesado en incursionar en este mercado; sin embargo, son varios los 
problemas que deben superarse para obtener buenos rendimientos Pineda, 
et.al., (2014). En primer lugar, se encuentra la alta inversión monetaria, 
especialmente para evitar las plagas y enfermedades, en segundo lugar, el 
largo tiempo (al menos dos años) que se requiere para la cosecha de los frutos 
y la obtención de dividendos, y por último la falta de programación en las 
cosechas (BANACOL, 2016a). 
Aunado a lo antes citado, podemos mencionar la falta de capacitaciones 
dirigidas a los productores, tanto en el manejo agronómico como en el manejo 
de postcosecha con el fin de optimizar el rendimiento de este cultivo Moreira y 
Uguña, (2018). Por tal motivo ha sido difícil obtener frutos con estándares 
internacionales de comercialización, que en este rubro son determinados por 
los grados Brix y la acidez, y se encuentran estrechamente relacionados con 
una buena fertilización y manejo agronómico del cultivo (MAGAP-
AGROCALIDAD, 2016). 
“Entre las alternativas disponibles para solventar los problemas del cultivo de 
piña, se puede mencionar la micropropagación, la cual incrementa la 
producción de plantas sanas libres de patógenos en grandes volúmenes en 
corto tiempo y garantiza la estabilidad genética del cultivar a propagar” (Kessel, 
2013). 
18 
En Ecuador, existen precedentes de estudios en biotecnología aplicada al 
cultivo de Ananas, especialmente a las variedades Champaka y Hawaiana 
Saucedo et.al., (2007), y el híbrido MD-2 Suárez, (2011); sin embargo, aún 
queda mucho por evaluar en el ámbito de la micropropagación, y es imperativo 
lograr un protocolo estandarizado de excelentes resultados para la propagación 
efectiva de este fruto. 
1.2 Planteamiento y formulación del problema 
1.2.1 Planteamiento del problema 
La piña como muchas frutas, presenta un elevado valor nutricional además de 
aportar otros elementos como fibra, por lo tanto, su consumo es de vital 
importancia para el buen desarrollo del cuerpo humano Alves, et al., (2006). 
Razón por la cual, incrementar la producción de este cultivo representa un reto 
diario. 
La micropropagación de piña a partir de yemas axilares in vitro es un método 
para obtener plantas vigorosas y sanas libres de cualquier patógeno, como 
Phythopthora parasitica y Pectobacterium carotovora. Este fruto se propaga 
comercialmente de forma asexual a partir de hijos basales, lo cual genera una alta 
tasa de transmisión de enfermedades Christianson y Warnick, (1983). De ahí la 
importancia de producción de vitroplantas sanas. Adicionalmente, es necesario 
realizar estudios para buscar frutos que no solo suplan las necesidades de 
alimentación, sino que aporten con una alta cantidad de nutrientes, que llenen de 
energía al organismo y que estén al alcance económico de un alto porcentaje de 
la población y mejoren la calidad de vida de las personas. 
 
19 
1.2.2 Formulación del problema 
¿Mediante la micropropagación in vitro de piña (Ananas comosus L. Merr), 
variedad Cayena a partir de yemas axilares de la corona e hijos basales se 
logrará la producción de semilla asexual in vitro selectas y libres de 
enfermedades? 
1.3 Justificación 
Las técnicas de cultivo in vitro en piña, se han utilizado con elfin de obtener 
mayor cantidad de plantas, pese a ello, los informes que lo referencian son 
escasos en el Ecuador y en dichos estudios se han utilizado otras variedades, 
creando así la necesidad de profundizar en las investigaciones concernientes a 
esta fruta de gran importancia tanto en la seguridad alimentaria, salud y 
agricultura. 
El presente trabajo de investigación se justifica por la incidencia de plagas y 
enfermedades que constantemente presenta el cultivo de piña y la posible 
infección de la semilla comercial (hijos basales) y con la perspectiva de obtener 
plantas sanas de piña debido a los problemas fitosanitarios que presenta. 
Realizar este trabajo es fundamental para lograr producir en un tiempo corto 
plantas genéticamente idénticas, uniformes fisiológicamente, de desarrollo normal 
y libre de patógenos que puedan ser aclimatadas en un período de tiempo 
reducido. 
1.4 Delimitación de la investigación 
 Espacio: El trabajo investigación se lo realizó en el laboratorio de la 
Universidad Agraria del Ecuador. 
 Tiempo: Duración 6 meses. 
20 
1.5 Objetivo general 
 Comparar medios de cultivo en la micropropagación de Ananas comosus var. 
Cayena a partir de yemas axilares de la corona e hijos basales. 
1.6 Objetivos específicos 
 Determinar el mejor método de desinfección de yemas axilares de la corona 
e hijos basales. 
 Establecer el mejor medio de cultivo para obtener la iniciación de yemas 
axilares 
 Identificar el mejor medio de cultivo para la multiplicación de brotes 
obtenidos en la fase de iniciación. 
1.7 Hipótesis 
 Al menos uno de los tratamientos empleados resultará eficaz para la 
micropropagación de piña a partir de yemas axilares de la corona e hijos basales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
2. Marco teórico 
2.1 Estado del arte 
Según MAGAP (2014) la producción de piña en Ecuador ha venido en aumento 
(3.66%) respecto al año anterior, a pesar de registrarse una disminución de 
superficie cultivada. Esta tendencia se ha mantenido hasta el presente año. La 
producción de este fruto presenta una serie de problemas de plagas y 
enfermedades. 
Carrillo y Burgos (2015) menciona que la piña es el segundo cultivo tropical de 
importancia mundial después del banano, aportando más del 20% del volumen 
mundial de frutos tropicales. Ecuador es uno de los países en vías de 
desarrollo y con la mayor diversidad de clima tropical seco y húmedo, es muy 
rico en su flora y fauna. Posee gran gama de variedades de piña, que son 
apetecidas en los mercados americanos y europeos; debido a que es muy 
reconocida por sus grandes propiedades nutritivas, sabor y aroma inigualable 
Saucedo, et al., (2008). 
Ecuador es un país privilegiado debido a que posee grandes extensiones de 
tierra que cumplen con los requisitos edafoclimáticos requeridos para un cultivo 
con calidad. Las zonas principales en donde se cultiva la piña son: Quevedo, 
Santo Domingo de los Tsáchilas, Santa Elena, Yaguachi, Milagro, Huaquillas, 
Arenillas, Pasaje, Buena Fe, Portoviejo, Chone, San Lorenzo, entre otras. Las 
variedades más cultivadas son Española roja, Cabezona, Cayena Lisa, 
Champaka, entre otras (Revista Lideres, 2015). 
22 
2.2 Bases teóricas 
2.2.1 Generalidades de la piña 
“Ananas comosus L. Merr es una planta exuberante conocida más que por su 
belleza, por el sabor del fruto al cual se le nombra comúnmente como piña, 
pinneaple (inglés), ananá o matzatli” Asohofrucol, (2018). 
 Según Suárez (2011) “la piña es una fruta tropical originaria del sur de Brasil y 
Paraguay, de gran importancia comercial, esto se debe a la gran aceptación del 
fruto por parte de los consumidores a nivel mundial”. 
Exactamente no se ha logrado determinar la fecha en que la fruta fue difundida 
al resto de zonas tropicales de América, pero lo que sí se sabe con certeza es 
que la piña fue cultivada en Europa a finales del siglo XVII y que entre los 
siglos XVIII y XIX la productividad de la piña estaba totalmente desarrollada a 
lo largo del continente y al resto del mundo. (Ramos, 2000). 
 
2.2.2 Taxonomía de la piña 
Fue descrita inicialmente en 1754 por Carl Von Linneo, de unos especímenes 
cultivados, bajo el nombre de Bromelia comosa. Posteriormente, en 1917, Elmer 
Merrill reinterpreta este género, determina que B. comosa pertenece al taxa 
Ananas. Desde entonces hasta la fecha la clasificación taxonómica de la piña es 
la siguiente: 
 
 
 
 
 
23 
Tabla 1. Jerarquía nomenclatural de la piña 
Clase Equisetopsida 
Subclase Magnoliidae 
Superorder Lilianae Takht. 
Orden Poales Small 
Familia Bromeliaceae Juss 
Género Ananas Mill 
Especie A. comosus 
Tropicos (2018). 
2.2.3 Descripción botánica de la piña 
 Según Sandoval y Torres (2011) Ananas comosus se caracteriza por presentar 
las siguientes características organográficas de sus partes: 
2.2.3.1. Raíz 
Típicamente fasciculada, superficial se localiza entre los primeros 15 cm del 
suelo. 
2.2.3.2. Tallo 
De apariencia acaule, el cual luego de 1 – 3 años crece en longitud, 
presentándose un vástago rojizo completamente cubierto por las hojas, de 
consistencia carnosa. 
2.2.3.3. Hojas 
Hojas simples, rígidas, en roseta basal, sésiles, lanceoladas de 30 a 100 cm 
largo, estrechamente imbricadas, ligeramente cóncavas, con márgenes con 
espinas de puntas cortas o enteras, según la variedad. 
24 
2.2.3.4. Inflorescencia 
Las inflorescencias aparecen en el ápice del tallo, en forma de espiga 
fusionada, la cual alberga entre 100 y 200 flores. Las flores son hermafroditas, 
trímeras, sésiles, con brácteas inconspicuas, los sépalos externos apenas 
asimétricos y libres, de ovario súpero. 
2.2.3.5. Frutos 
Es una infrutescencia o sincarpio, de forma entre cilíndrica hasta piramidal, 
dependiendo de la variedad. Su centro es fibroso, se forma a partir del tallo axial 
engrosado, y las paredes del ovario, la base de la bráctea y los sépalos se 
transforman en una pulpa amarilla, apenas fibrosa, dulce y ácida, muy fragante. 
La flor se transforma en un escudete octogonal de cubierta dura, formada por la 
fusión del ápice de la bráctea y los tres sépalos, que formarán la dura piel cerúlea 
y espinosa del fruto. La cavidad de la flor endurece sus paredes. 
2.2.4 Variedades de piña cultivadas en el Ecuador 
 Entre las Ananas más cultivadas en el Ecuador encontramos: 
2.2.4.1. Variedad Perolera 
Es la mayormente cultivada para el consumo en fresco del Ecuador. Este 
cultivar posee hijos sin espinas. El fruto maduro es cilíndrico de color amarillo 
anaranjado y con pulpa de color amarillo cremosa, con ojos profundos, 
predomina una sola corona; dependiendo del manejo del cultivo pueden pesar 
entre 600 y más de 3000 g. (Jiménez, 2005, p.62). La pulpa es medianamente 
fibrosa, altamente apetecible suculenta y refrescante, con 13 a 16º Brix, por tal 
razón es preferida para su consumo en fresco; además es resistente al 
manipuleo y transporte, por lo que es la mayormente cultivada para el consumo 
nacional. Además, se considera resistente a Phytophthora (Moreira y Uguña, 
2018, p.3). 
 
2.2.4.2. Variedad Cayena Lisa 
No posee espinas, se cultiva en menor proporción que la Perolera; el fruto es 
cilíndrico y alargado de color amarillo naranja con un peso promedio de 2,5 Kg, 
sin embargo, eso depende del manejo del cultivo, en la realidad se observan 
tamaños desde 500 hasta más de 3000 g. El contenido de fibra es bajo y el 
25 
porcentaje de jugo alto; la pulpa tiene un color amarillento a dorado y posee un 
alto contenido de azucares, es firme y resistente, con una buena duración 
postcosecha. La desventaja de este cultivar es que emite un bajo número de 
hijos o retoños (Consejo Nacional de Producción, 2014). 
 
2.2.4.3. Variedad MD-2 (Golden Sweet) 
Pertenece al grupo Cayena, es cultivada exclusivamente con fines de 
exportación, aunque aquella fruta queno cumple con los estándares de calidad 
se la comercializa para mercado local. Este híbrido se caracteriza por alcanzar 
aproximadamente cinco veces más de contenido de ácido ascórbico (Vitamina 
C) que las demás variedades. En el mundo se la conoce con varios nombres 
comerciales, el más difundido es Golden Sweet; otros son Premium Select; Sun 
Ripe; Supersweet Pineapple, entre otros (Alatorre, 2012, p.86). 
 
2.2.5 Requerimientos edafoclimatológicos del cultivo de piña 
Entre las buenas prácticas agrícolas para el cultivo de piña se recomienda las 
siguientes condiciones edafoclimáticas: 
2.2.5.1. Clima 
“La piña se puede sembrar desde el nivel del mar hasta los 800 m de altitud, 
con un rango de temperatura entre 20 y 30 ºC. Se ha registrado que a mayores 
altitudes se ve afectada la acidez de la fruta” (Sandoval y Torres, 2011). 
 
2.2.5.2. Precipitación 
El óptimo de precipitación debe encontrarse entre 1200 – 2000 mm por año, 
siendo los requerimientos mínimos diarios de aproximadamente 50 mm. De 
presentarse una precipitación anual menor a 1200 mm, se debe pensar en la 
necesidad de riego (García y Rodríguez, 2016). 
2.2.5.3. Luminosidad 
Este factor afecta directamente el rendimiento del cultivo, una deficiencia de luz 
genera frutos opacos, un exceso de luz por su parte quema la planta. Por lo tanto, 
requiere medio mensual, entre 1200 y 1500 horas de luz al año (Valverde, 2014). 
26 
2.2.5.4. Viento 
La piña es susceptible a períodos largos de viento, disminuyendo su talla hasta 
un 25%. Cuando se acompaña de lluvias abundantes los hongos penetran por las 
heridas o roturas causadas por el frotamiento entre las hojas (Morales, 2005). 
2.2.5.5. Suelo 
Es recomendable suelos con alto contenido de materia orgánica con buen 
drenaje, el pH entre 5 a 6. En el caso de suelos arcillosos, se debe hacer énfasis 
en un buen drenaje, ya que estos tienden a retener mayor cantidad de agua, 
situación que propicia el desarrollo de enfermedades fungosas (BANACOL, 
2016b). 
2.2.6 Requerimientos agronómicos del cultivo de piña 
2.2.6.1. Fertilización 
 Según Asohofrucol (2018) el nitrógeno y potasio son los elementos más 
importantes dentro del cultivo de piña influyen sustancialmente en la calidad del 
fruto. Deben establecerse planes anuales de riego con estos componentes, 
especialmente en el primer año, donde se recomienda adicionar fosforo para 
contribuir a un buen desarrollo radicular. 
2.2.6.2. Riego 
Según Agrocalidad (2016) la piña a pesar de ser una monocotiledónea con 
metabolismo CAM, altamente adaptada a la sequía, requiere de al menos 15 a 35 
mm de riego por semana, el cual puede proporcionarse a la planta bien sea por 
goteo o aspersión. 
27 
2.2.6.3. Control de plagas y enfermedades 
Según Agrocalidad (2016) entre las plagas y enfermedades más comunes que 
atacan los cultivos de piña podemos mencionar las siguientes: 
 Cochinilla arenosa: Dysmicoccus brevipes (Cochinilla rosada), 
Dysmicoccus neobrevipes (Cochinilla gris). Daño: Esta plaga ataca 
cualquier parte de la planta durante todo el ciclo del cultivo. Las hembras 
maduras y ninfas chupan savia de los tallos y raíces, secretando toxinas 
que provocan el retardo del crecimiento y el desecamiento de la planta. 
 Sinfilidos: Hanseniella spp, Scutigerella spp, Symphylella spp. Daño: Se 
alimentan de las secciones más jóvenes de las raíces, afectando la 
absorción de elementos nutritivos de la planta. 
 Caracoles: Opeas pumilum, Cecilioides aperta. Daño: se alimentan de los 
ápices, provocando síntomas de enanismo, des-uniformidad en la 
plantación (parches). 
 Picudo: Metamasius dimidiatipennis. Daño: Plaga esporádica en cultivos 
poco tratados. 
 Nemátodos: (Meloidogyne, Rotylenchulus, Helicotylenchus, 
Pratylenchus y Criconemoides). Daños: Depende del modo de 
alimentación, se ejercerá un daño determinado en la planta 
 Barredor del fruto: (Strymon basilide). Daño: Las larvas de esta mariposa 
penetran en los frutos, creando cavidades que lo destruyen internamente. 
 Gusano soldado: (Elaphria nucicolora). Daño: Las larvas raspan y comen 
superficialmente la cáscara de la fruta. 
 Según BANACOL (2016a) las enfermedades más comunes de la piña son: 
28 
 Pudrición del cogollo: (Phytophthora parasitica). Daño: Históricamente 
este hongo ha atacado los cultivos alrededor del mundo. 
 Pudrición del fruto: (Phytophthora cinnamomi). Daño: En follaje presencia 
de clorosis, en frutos aparición de tejido blando, necrótico, momificado. 
 Fusarium: (Fusarium sp.). Daño: deshidratación foliar, acucharamiento del 
follaje y emisión de espinas, frutos pequeños y momificación. 
 Hoja de tamal o Pudrición bacterial del fruto: (Pectobacterium carotovora). 
Daño: Se considera la segunda enfermedad más importante de este cultivo. 
 Pudrición acuosa o fruta bofa: (Thelaviopsis paradoxa). Daño: Afecta el 
material de siembra, tallo, hojas y frutos. 
2.2.6.4. Métodos de propagación 
Según Uriza (2011) “la multiplicación de la piña se puede dar por medio de 
semillas (las cuales deben ser previamente desinfectadas), la propagación 
vegetativa y propagación in vitro.” 
2.2.6.4.1. Propagación vegetativa 
Según indica Medina, et.al., (2014) y Vázquez, et.al., (2015) esta es una 
técnica de reproducción de las plantas por vía asexual, para ello se utiliza 
tejidos vegetales que conservan la potencialidad de multiplicación y 
diferenciación celular para generar nuevos tallos y raíces a partir de diferentes 
órganos de la planta. En la piña la propagación vegetativa se puede dar de 
diferentes partes de la planta, entre los más comunes encontramos: 
 Hijos basales: nacen de la base de la planta, son los más vigorosos; emiten 
raíces que penetran el suelo, teniendo generalmente hojas más largas. 
29 
 Brote del tallo: es el que se desarrolla en las axilas de las hojas. Es 
vigoroso, resistente y asegura la segunda cosecha 
 Hijo intermedio: es el brote que nace entre el brote de tallo y el brote del 
pedúnculo del fruto, llamado bulbillo. 
 Bulbillo: es el hijo que se desarrolla a partir de una yema axilar del 
pedúnculo. Debe recolectarse en el momento de la cosecha del fruto porque 
si se deja para después, su desarrollo se interrumpe al desecarse el 
pedúnculo y luego cae al suelo. 
 Corona: es el penacho de hojas ubicado en la parte superior de la fruta. 
Para ser utilizada en la propagación, es preciso que la base de la misma 
esté seca, para evitar su pudrición. 
2.2.6.4.2. Propagación in vitro o micropropagación 
Es una técnica que consiste en aislar una porción de la planta, a la cual se le 
llamará explante o propágulo, a este se le proporcionará artificialmente las 
condiciones físicas y químicas que requiera, para que las células expresen su 
potencial intrínseco; los principios en los que se fundamenta la técnica son el 
de totipotencialidad y regulación hormonal Rojas, et.al., (2014). 
Como indica Olmos, et.al., (2010), la micropropagación puede llevarse a cabo a 
través de tres vías de regeneración, a saber: brotación de yemas axilares 
preexistentes, producción de yemas de novo y embriogénesis somática. 
Partiendo de este material vegetal, para completar esta técnica es necesario 
cumplir cinco etapas fundamentales, que son: 
30 
 Preparatoria o fase 0: Selección de las plantas madres que sean sanas, 
vigorosas y fuera de estrés, es decir libres de deficiencias o enfermedades 
por hongos o virus para poder obtener inóculos de buena calidad. 
 Establecimiento o iniciación del cultivo: Consiste en el acondicionamiento 
del explante para garantizar su supervivencia en condiciones de laboratorio. 
Es la fase más importante desde el punto de vista aséptico, pues se debe 
evitar al máximo problemas de contaminación y de oxidación que pueden 
causar la muerte del explante. 
 Multiplicación de vástagos o embriones: Concluida la fase de 
establecimiento del cultivo, es momento de pasarel brote a un nuevo medio 
de cultivo, con adición de algunas fitohormonas o reguladores de 
crecimiento cuyo balance generalmente favorece a las citocininas, 
necesarias en el proceso de organogénesis. A medida que el explante 
comienza a crecer y multiplicarse es subdividido y cada nuevo explante es 
cultivado individualmente en un nuevo medio de cultivo, una vez 
multiplicado y desarrollado, nuevamente es subdividido y a esta parte se le 
llama subcultivo; el número de subdivisiones depende de la especie, pero 
en general no se puede exagerar este proceso porque puede haber efectos 
negativos en las vitroplántulas. 
 Enraizamiento: como su nombre lo indica en esta etapa se produce la 
formación de raíces adventicias, lo cual puede llevarse a cabo tanto in vitro 
como ex vitro. En el primer caso suelen emplearse reguladores de 
crecimiento y sustratos apropiados, en el segundo caso, suelen emplearse 
previamente esterilizados tierra, abono, arena mezclado en diferentes 
proporciones. 
31 
 Aclimatación de las plántulas: consiste en un acondicionamiento de las 
plántulas entre el laboratorio y las condiciones medioambientales de su 
nuevo entorno en un sustrato estéril. 
2.2.6.5. Medios de cultivo para micropropagación 
Los medios de cultivos empleados comúnmente en la micropropagación de 
células vegetales, se pueden sintetizar de la siguiente manera: 
2.2.6.5.1. Composición de medios de cultivo para células vegetales 
Según Argenbio (2018) la composición de medios de cultivo para células 
vegetales se detalla a continuación. 
 Agua destilada: Representa el 95% del medio nutritivo. 
 Fuente de carbono: Generalmente se utiliza sacarosa. La fuente de carbono 
es necesaria porque los explantes no son totalmente autotróficos y la 
fotosíntesis in vitro no aporta las necesidades de las células 
 Compuestos inorgánicos: Macroelementos (N, P, K, Ca, Mg, S) y 
Microelementos (Fe, Co, Zn, Ni, B, Al, Mn, Mo, Cu, I), en una proporción 
que depende del medio o base elegido. 
 Vitaminas: Mioinositol, vitamina B1 (tiamina), ácido nicotínico (niacina), 
vitamina B6 (piridoxina), pantotenato de calcio, ácido fólico, vitamina B2 
(riboflavina), vitamina C (ácido ascórbico), vitamina H (biotina), ácido para-
aminobenzoico y vitamina E (tocoferol) 
 Hormonas reguladoras de crecimiento: Auxinas, estas promueven la 
elongación celular, la formación de callos y de raíces adventicias; inhiben la 
formación de brotes axilares y adventicios y, a veces, la embriogénesis en 
suspensiones celulares. Ejemplos: IAA (ácido indol acético), NAA (ácido 
32 
naftalenoacético), IBA (ácidoindolbutírico), 2,4 D (2,4- diclorofenoxiacético). 
Citocininas: Estas promueven la división celular, regulan el crecimiento y el 
desarrollo de los tejidos vegetales. Ejemplos: cinetina, 2iP (2- 
isopentiladenina), BAP (benzilaminopurina), zeatina. Otros compuestos. 
Ejemplos: giberelinas y ácido abcísico. 
 Mezclas de compuestos poco definidos: Extracto de levadura, extractos 
vegetales, hidrolizados de caseína, peptona y triptona. La tendencia actual 
en investigación es la de sustituirlos por medios de composición definida. 
 Materiales inertes: Utilizados como soporte. Ejemplos: agar, agarosa, otros 
polisacáridos (Gelrite, Phytagel), lana de vidrio, papel de filtro, arena, 
esponjas de poliestireno. 
Sin embargo, uno de los medios más utilizados es el de Murashige & Skoog 
(M&S), este es una mezcla compleja de sales complementadas con vitaminas, a 
la cual se agrega sacarosa y agar. 
2.2.7 Mantenimiento de la asepsia 
Como es conocido generalmente, las técnicas de cultivo in vitro necesitan 
conservar un control estricto de la asepsia para mantener el adecuado 
desarrollo y producción de plántulas y, las técnicas de cultivo en medios 
líquidos como el Sistema de Inmersión Temporal no son la excepción (Zamora 
y Juárez 2008). Es así que, en este tipo de sistemas, la probabilidad de 
contaminación se puede desplegar más rápidamente y dispersar con mayor 
facilidad en el medio líquido y puede acarrear perdidas hasta del 100% del 
cultivo (Senamhi, 2009). Por ello, el material vegetal a ser inoculado en el 
Sistema de Inmersión Temporal debe estar sometido previamente a subcultivos 
33 
que permitan asegurar su asepsia en fin de controlar el crecimiento indeseado 
de microorganismos patógenos (Albarracín, 2012). 
2.2.8 Latencia 
Para el cultivo in vitro de piña, se debe de cumplir con una fase inicial de 
rompimiento de la latencia de las yemas, lo cual puede lograrse con la adicion 
de reguladores de crecimiento al medio de cultivo (Saucedo, 2008). En el caso 
de yemas provenientes de hijos basales de piña, se puede lograr romper la 
latencia en aproximadamente 40%, adicionando 1 mg.L
-1
 de ácido 
naftalenacético, 0.001 mg.L-1 de benzilaminopurina y 0.0001 mg.L-1 de ácido 
giberélico, al medio MS-62, semisolidificado con 4 g.L-1 de agar. Las 
condiciones de cultivo son: fotoperiodo de 16 horas/luz, con una intensidad 
entre 3000 y 4000 lux y temperatura promedio de 26°C Tapia, et.al., (2005). 
2.3 Marco Legal 
2.3.1 Constitución de la República del Ecuador (2008) 
Como fundamento legal se considera lo establecido en la Constitución de la 
República del Ecuador 2008 – Derechos del Buen Vivir. Donde uno de los 
objetivos del plan nacional del Buen Vivir es garantizar los derechos de la 
naturaleza y promover un ambiente sano y sustentable. Sección primera: Agua 
y alimentación y sección segunda: Ambiente sano. 
 
Art. 13.- Las personas y colectividades tienen derecho al acceso seguro y 
permanente a alimentos sanos, suficientes y nutritivos; preferentemente 
producidos a nivel local y en correspondencia con sus diversas identidades y 
tradiciones culturales. El Estado ecuatoriano promoverá la soberanía 
alimentaria. 
 
Art. 14.- Se reconoce el derecho de la población a vivir en un ambiente sano y 
ecológicamente equilibrado, que garantice la sostenibilidad y el Buen Vivir, 
Sumak Kawsay. Se declara de interés público la preservación del ambiente, la 
conservación de los ecosistemas, la biodiversidad y la integridad del patrimonio 
genético del país, la prevención del daño ambiental y la recuperación de los 
espacios naturales degradados (Ley Organica de Biodiversidad, Semillas y 
Fomento de la Agricultura Sostenible, 2017). 
 
34 
Art. 21.- Los parámetros de calidad de piña dependen del mercado, los mismos 
que, si bien varían, tienen condiciones generales: 
- Cantidad de sólidos solubles o grados brix mínimo de 12° hasta 14° y 
aumenta un grado cada tres días. 
- Translucidez de 0,8-1. – Porosidad 1, en una escala de 1-4. 
- Las condiciones de luminosidad son importantes para el color de la fruta. 
 
Art 23.- Dentro de los parámetros de empaque, se debe contar con 
especificaciones documentadas de lo siguiente como mínimo: grados Brix, 
traslucidez, color, tamaño, forma, variedad, peso con o sin corona, y 
temperatura de almacenamiento. Estos datos deben ser obtenidos de los 
requerimientos del cliente, el mercado o especificaciones internas de la 
empresa. 
 
Art. 73.- EI Estado aplicará medidas de precaución y restricción para las 
actividades que puedan conducir a la extinción de especies, la destrucción de 
ecosistemas o la alteración permanente de los ciclos naturales. Se prohíbe la 
introducción de organismos y material orgánico e inorgánico que puedan alterar 
de manera definitiva el patrimonio genético nacional. 
 
Art. 400.- El Estado ejercerá la soberanía sobre la biodiversidad, cuya 
administración y gestión se realizará con responsabilidad intergeneracional. Se 
declara de interés público la conservación de la biodiversidad y todos sus 
componentes, en particular la biodiversidad agrícola y silvestre y el patrimonio 
genético del país. 
 
Art. 406.- El Estado regulará la conservación, manejo y uso sustentable, 
recuperación, y limitaciones de dominio de los ecosistemas frágiles y 
amenazados; entre otros, los páramos, humedales,bosques nublados, 
bosques tropicales secos y húmedos y manglares, ecosistemas marinos y 
marinos-costeros (Constitucion del Ecuador 2015). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
35 
3. Materiales y métodos 
3.1 Enfoque de la investigación 
Se detalla el tipo, nivel de conocimiento y diseño de investigación. 
3.1.1 Tipo de investigación 
 La presente investigación es de carácter inductivo con características 
aplicadas y por el movimiento de las variables de concepción experimental, 
mediante la recolección de datos que permitió probar la hipótesis mediante el 
análisis estadístico. 
3.1.2 Diseño de investigación 
3.1.2.1. Investigación experimental 
 Este tipo de investigación permitió manipular las variables y medir su efecto 
sobre las variables dependientes. 
3.1.2.2. Investigación descriptiva 
 Permitió recolectar los datos sobre la base de la hipótesis, exponiendo y 
resumiendo la información para analizar minuciosamente los resultados a fin de 
extraer generalizaciones significativas que contribuyeron en la relación que 
existen entre dos o más variables. 
3.1.2.3. Investigación explicativa 
 Permitió explicar el porqué de un fenómeno o hecho determinado. 
3.2 Metodología 
 Para la iniciación de las siembras se implementó el siguiente procedimiento: a 
las coronas e hijuelos basales se les eliminó totalmente las hojas para exponer las 
yemas. 
 Al material vegetal (piña) se procedió a quitarle las hojas tanto de la corona 
como de los hijos basales, quedando pequeñas porciones para extraer las yemas. 
36 
Una vez eliminada las hojas a los brotes se lavaron con detergente líquido 
transferidos a una solución diluida al 1.8 y 4 % i.a. de cloro comercial por 20 min, 
para después lavarlos con agua del grifo eliminando todo el jabón, luego lavados 
tres veces en agua destilada estéril en una cabina de flujo laminar (Daquinta 
et.al., 1995; Dolgov et.al., 1998), y así se obtuvo los explantes primarios: yemas 
de la corona e hijuelos (Fitchet-Purnell, 1993). 
El proceso de siembra se llevó a cabo en la cámara de flujo laminar, donde se 
desinfectaron todas las superficies de contacto y el material utilizado para la 
siembra utilizando un aspersor que contenía isopropanol al 70%. 
 Primera siembra 
 La desinfección con cloro se hizo en la cámara de flujo laminar, una vez lista 
los brotes se colocaron cloro al 1.8% por 10min y luego se los lavaron tres veces 
con agua destilada estéril. 
 Para el proceso de siembra se colocaron explantes con yemas en servilletas 
esterilizadas para que se sequen 10 minutos aproximadamente. Luego se 
procedió a realizar pequeños cortes de los hijos basales para sembrarlos en los 
medios de cultivos. 
 Así mismo con la corona se hizo pequeños cortes de 0.5 cm de y se los colocó 
en los medios de cultivos MS BAP (0.5mg.L-1). Fueron en total 10 ápices de 
corona y 10 de Hijos. Los explantes implantados se colocaron en condiciones de 
luz (8 h luz/16 h de oscuridad. 
 Segunda siembra 
 En la segunda siembra se lavó los brotes y se dejaron por 30 minutos en cloro 
al 3%, para después ponerlos a secar en servilletas esterilizadas. Se sembraron 
37 
en 20 frascos de vidrio, (10) ápices de corona y (10) ápices de hijos, y se 
colocaron en condiciones de luz. 
 Tercera siembra 
 En esta siembra se procedió a hacer la desinfección de los explantes con cloro 
al 3 %. Se sembraron las yemas axilares de coronas (12) e hijos (18) en medios 
de cultivo BAP 1 mg y se realizaron cortes de 1 cm aproximadamente para cada 
frasco de medio de cultivo. Una vez finalizada la siembra se procedió a dejar los 
explantes iniciados en condiciones de oscuridad. 
 Cuarta siembra 
 En esta siembra se procedió a hacer la desinfección de los explantes con 
cloro al 4 %. Se implantaron yemas axilares de corona (8) y yemas de hijuelos (8) 
en medios de cultivo Ms suplementados con BAP (1mg.L-1). Se colocaron una 
semana en oscuridad y luego se pasaron a las condiciones de luz. 
 Quinta siembra 
 En esta siembra se procedió a hacer la desinfección de los explantes con cloro 
al 4 %. Se implantaron yemas axilares puentes de Heller, en tubos de ensayos 
contentivos de cuatro medios de cultivo MS líquidos suplementados con 
diferentes concentraciones de ANA y BAP en tubos de ensayo, con 20 
repeticiones por tratamiento haciendo un total de 80 unidades: 
 T1: MS BAP (1 mg.L-1); ANA (0,5mg.L-1) 
 T2: MS BAP (1mg.L-1); ANA (0,01mg.L-1) 
 T3: MS BAP(1mg.L-1); ANA (2mg.L-1) 
 T4: MS BAP (2mg.L-1); ANA (0,5mg.L-1) 
 Los explantes sembrados se dejaron una semana en la oscuridad. 
38 
 Después de 3 semanas se realizó una resiembra de los ápices de piña no 
contaminados en medios de cultivo sólidos MS con dosis de BAP (0,5 mg.L-1), 
ANA (5mg.L-1), tiamina (5mg.L-1) 
Tabla 2. Procedimiento de siembra 
Nº Siembra 
de Iniciación 
[ ] de cloro 
 
Consistencia 
de los medios 
Composición del 
MS (Reguladores 
de crecimiento) 
Fotoperiodo 
Siembra 1 Cloro 1.8 % Sólido BAP (0,5 mg.L-1) Luz (1) 
Siembra 2 Cloro 3 % Sólido BAP (0,5 mg.L-1) Luz 
Siembra 3 Cloro 3 % Sólido 
 
BAP (1 mg.L-1) 
 
 
Luz 
Siembra 4 Cloro 4 % Sólido 
 
BAP (1mg.L-1) 
 
 
Oscuridad(2) 
 
 
 
 
 
Siembra 5 
 
Cloro 4 % 
 
 
Líquido 
 
BAP (1 mg.L-1) + 
ANA (0.5 mg.L-1) 
BAP (1 mg.L
-1
) + 
ANA (0.01 mg.L-1) 
BAP (1 mg.L-1) 
+ANA (2 mg.L-1) 
BAP (2 mg.L-1)+ 
ANA( 0.5 mg.L-1) 
Oscuridad 
 
 
 
 
Baque, 2019 
(1): Condiciones de luz: 8 h luz/ 16 h oscuridad 
(2): Condiciones de oscuridad. Se colocaron en la oscuridad por una semana. 
3.2.1 Variables 
3.2.1.1. Variable independiente 
Medios de cultivo complementados con BAP, ANA y Tiamina para la iniciación 
de yemas de corona e hijos basales. 
39 
3.2.1.2. Variable dependiente 
Número de brotes sanos, porcentaje de contaminación, porcentaje de 
oxidación. 
3.2.2 Tratamientos 
Tabla 3. Descripción de los tratamientos a utilizar 
 Baque, 2019 
3.2.3 Diseño experimental 
Para llevar a cabo esta investigación se utilizó un diseño completamente al 
azar (DCA) con análisis de varianza no paramétrica. Así mismo, se realizó la 
prueba de Kruskal-Wallis, en la fase inicial compuesto de 4 tratamientos con 20 
repeticiones, que dan un total de 80 unidades experimentales a evaluar, en este 
caso cada unidad experimental estuvo constituida por un envase (por ejemplo, de 
compota o similar). 
3.2.4 Recolección de datos 
3.2.4.1. Recursos 
3.2.4.1.1. Materiales y herramientas 
 Agua, cinta, papel aluminio, libreta de apuntes, cámara fotográfica e insumos. 
3.2.4.1.2. Material experimental 
 Medios de cultivo, coronas e hijuelos basales de A. comosus. 
 
No. Tratamiento Descripción 
Iniciación 
T1 
T2 
T3 
T4 
 MS + MS + BAP 1mg.L-1 + ANA 0,5mg.L-1 + tiamina-HCl 4mg.L-1 
MS + BAP 1mg.L-1 + ANA 0,01mg.L-1 + tiamina-HCl 4mg.L-
1 
MS + BAP 1mg.L-1 + ANA 2 mg.L-1 + tiamina-HCl 4mg.L-1 
MS + BAP 2mg.L-1 + ANA 0,5mg.L-1 + tiamina-HCl 4mg.L-1 
40 
3.2.4.1.3. Recursos humanos 
 Tesista, tutor. 
3.2.4.1.4. Recursos económicos 
 El presente trabajo de investigación es financiado por recursos propios del 
Tesista y la Universidad Agraria del Ecuador. 
3.2.4.2. Métodos y técnicas 
3.2.4.2.1. Método inductivo 
 Este método permitió observar los resultados obtenidos con la finalidad de 
cumplir los objetivos e hipótesis planteadas. 
3.2.4.2.2. Método deductivo 
 Permitió observar casos particulares de la investigación a través de principios, 
teorías y leyes. 
3.2.4.2.3. Método sintético 
 Permitió establecer y relacionar los resultados para construir la discusión, 
conclusiones relacionadas bajo la perspectiva de totalidad de la investigación. 
3.2.5. Análisis estadístico 
3.2.5.1. Análisis funcional 
 Con los resultados por obtener en cada unidad experimental en función de las 
variablesa medir se realizó un análisis de varianza (ANDEVA) y prueba de T-
student que es una distribución de la probabilidad, que surge para estimar la 
media de una población, aplicando software estadístico INFOSTAT. 
La fórmula de la prueba de T-student se detalla a continuación: 
 
Figura 1. Formula T-student 
41 
3.2.5.2. Andeva no paramétrica Prueba de Kruskal-Wallis 
 
Figura 2. Formula prueba de Kruskal-Wallis 
Baque, 2019 
3.2.5.3. Hipótesis estadísticas 
 Ho: No habrá diferencia entre los tratamientos aplicados en la 
micropropagación de piña (Ananas comosus L. Merr.) 
 Ha: Habrá diferencias entre los tratamientos aplicados en la micropropagación 
de piña (Ananas comosus L. Merr.) 
3.2.5.4. Delimitación experimental 
Tabla 4. Experimento 
Variable Descripción 
Iniciación 
Tipo de Siembra In vitro 
Número de tratamientos 4 
Número de Repeticiones 20 
Número de unidades experimentales 80 
Baque, 2019 
3.2.5.5. Manejo del ensayo 
3.2.5.5.1. Preparación 
 Se realizó en forma manual, con diversos medios de cultivo y explantes de A. 
comosus. 
3.2.5.5.2. Material genético 
 A. comosus var. Cayena 
42 
3.2.5.5.3. Dosificación 
 Se realizó diferentes tratamientos para poder demostrar cuál es el más idóneo 
para el desarrollo del material genético. 
3.2.5.5.4. Toma de muestra 
 La muestra se debió tomar de la parte central de los cuadros. 
3.2.5.6. Variables a evaluarse 
3.2.5.6.1. Tratamientos 
 Se realizó 4 tratamientos para determinar cuál fue el mejor medio de cultivo, y 
variaron de acuerdo a las siembras. 
3.2.5.6.2. Porcentaje de contaminación 
 Se evaluó y contabilizó en el proceso de iniciación de la micropropagación de 
las yemas de A. comosus por siete días. 
3.2.5.6.3. Número de brotes sanos 
 La extracción y siembra de las yemas se realizó en la cámara de flujo laminar 
después de haber sido desinfectadas. Las yemas aisladas se cultivarón en el 
medio de cultivo semisólido, se incubaron inicialmente en condiciones de 
oscuridad por 7 días y luego en condiciones de fotoperíodo con luz blanca, hasta 
obtener brotes de 1 cm de longitud aproximadamente. 
3.2.5.6.4. Porcentaje de oxidación 
 Se evaluó y contabilizó las yemas de A. comosus que se encuentran 
oxidadas. 
3.3 Aspectos administrativos 
3.3.1 Recursos bibliográficos 
 Los recursos de consulta que se utilizó son: 
 Biblioteca de la Universidad Agraria del Ecuador. 
43 
 Tesis de grados de varias universidades 
 Informes técnicos 
 Revistas agrícolas 
 Boletines de instituciones de investigación 
 Páginas Web 
3.3.2 Materiales y equipos 
Los materiales que se utilizaron para recopilar la información de carácter 
experimental son: 
 Hojas 
 Bolígrafos 
 Instrumentos de laboratorio 
 Cámara fotográfica 
 CPU, impresora 
 Mapa de Ubicación 
3.3.3 Recursos humanos 
El recurso más importante para levantar esta investigación es el talento 
humano, tales como: 
 Estudiante Tesista 
 Catedrático de la Universidad Agraria del Ecuador 
 
 
 
 
 
 
 
44 
4. Resultados 
4.1 Determinar el mejor método de desinfección de yemas axilares de la 
corona e hijos basales 
4.1.1 Porcentaje de contaminación y oxidación 
4.1.1.1. Primera siembra 
 A los siete días de la siembra se registró la contaminación, presentándose 80 
% de contaminación en los ápices de corona y 90 % de contaminación en los 
ápices de hijuelos por hongos y bacterias procedentes del explante. 
Cabe recalcar que los ápices que no se contaminaron se oxidaron y por ende no 
se obtuvieron brotes. 
 Aplicando la t-student con el valor p =0.0342 es < a α=0.05 a los datos 
obtenidos se evidencia que existen diferencias significativas en el porcentaje de 
contaminación entre las siembras de coronas e hijos de piña (Tabla 5). 
Tabla 5. Prueba T para muestras Independientes en la primera siembra de 
yemas axilares de la corona e hijos basales. 
 Variable: Arcoseno_porc - Clasific: Material - Prueba: Bilateral 
 Grupo 1 Grupo 2 
 Corona Hijos 
n 2 2 
Media 81.50 91.00 
Media (1)- Media (2) -9.50 
LI(95) -17.26 
LS(95) -1.74 
pHomVar 0.7487 
T -5.27 
p-valor 0.0342 
Baque, 2019 
4.1.1.2. Segunda siembra 
 Al incrementar la concentración de cloro al 3% (i.a) se obtuvo 20 % de 
contaminación en las siembras de ápices de coronas y 10 % en los hijuelos, tanto 
45 
bacteriana como fúngica. Las yemas axilares tanto de coronas e hijos presentaron 
oxidación de una coloración marrón. 
 Según los datos obtenidos aplicando la t-student con el valor p =0.0817 es > a 
α=0.05 por lo que no existen diferencias significativas en el porcentaje de 
contaminación entre las siembras de coronas e hijos de piña (Tabla 6). 
Tabla 6. Prueba T para muestras Independientes (luz: desinfección cloro 3%) 
 Variable: Arcoseno_porc - Clasific: Material - Prueba: Bilateral 
 Grupo 1 Grupo 2 
 Corona Hijos 
n 2 2 
Media 22.50 12.00 
Media (1)- Media (2) 10.50 
LI(95) -3.28 
LS(95) 24.28 
pHomVar 0.8591 
T 3.28 
p-valor 0.0817 
Baque, 2019 
4.1.1.3. Tercera siembra 
 Utilizando el mismo procedimiento de desinfección a la siembra anterior se 
presentó un 25 % de contaminación en coronas y 50 % en hijuelos. 
 Según los datos obtenidos mediante la t-student con el valor p =0.0126 es < a 
α=0.05 por lo que si existen diferencias significativas en el porcentaje de 
contaminación entre las siembras de coronas e hijos de piña (Tabla 7). 
 
 
 
 
 
46 
Tabla 7. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: 
desinfección cloro 3%) 
 Variable: Arcoseno_porc - Clasific: Material - Prueba: Bilateral 
 Grupo 1 Grupo 2 
 Corona Hijos 
n 2 2 
Media 27.00 52.00 
Media (1)- Media (2) -25.00 
LI(95) -37.17 
LS(95) -12.83 
pHomVar <0.9999 
T -8.84 
p-valor 0.0126 
Baque, 2019 
4.1.1.4. Cuarta siembra 
 Debido a que se incrementó al 4 % la concentración de cloro no hubo 
contaminación en coronas, y presentó un 37.5 % de contaminación en los 
hijuelos. 
 Según los datos obtenidos mediante la t-student con el valor p =0.0165 es < a 
α=0.05 por lo que si existen diferencias significativas en el porcentaje de 
contaminación entre las siembras de coronas e hijos de piña (Tabla 8). 
Tabla 8. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: 
desinfección cloro 4%) 
 Variable: Arcoseno_porc - Clasific: Material - Prueba: Bilateral 
 Grupo 1 Grupo 2 
 Corona Hijos 
n 2 2 
Media 0.00 38.50 
Media (1)- Media (2) -38.50 
LI(95) -51.21 
LS(95) -25.79 
pHomVar <0.0001 
T -38.50 
p-valor 0.0165 
Baque, 2019 
47 
4.1.1.5. Quinta siembra 
4.1.1.5.1 Medio de cultivo liquido 
 Después de una semana de la siembra en condiciones de oscuridad, algunos 
ápices presentaron una coloración marrón, pero no hubo mayor contaminación 
(24.50%) como en las anteriores siembras. Como estaban en oscuridad se 
procedió a pasarlos a condiciones de luz. Pasada dos semanas, uno de los 
explantes sembrados presentó una leve coloración verde. 
 Según los datos obtenidos mediante la t-student con el valor p =0.8612 es > a 
α=0.05 no existen diferencias significativas en el porcentaje de contaminación 
entre las siembras de coronas e hijos de piña (Tabla 9). 
Tabla9. Prueba T para muestras Independientes (oscuridad y luz: 
desinfección cloro 4%) 
 Variable: Arcseno_porc - Clasific: Material - Prueba: Bilateral 
 Grupo 1 Grupo 2 
 Corona Hijos 
n 4 4 
Media 22.00 24.50 
Media (1)- Media (2) -2.50 
LI(95) -36.01 
LS(95) 31.01 
pHomVar 0.8112 
T -0.18 
p-valor 0.8612 
Baque, 2019 
 En la tabla 10 se observan todos los promedios de los porcentaje de 
contaminación en las coronas de la piña obtenidos al evaluar cada siembra con 
diferentes concentraciones de cloro en la desinfección. Según el análisis de 
varianza no paramétrico no se obtuvo diferencias significativas entre las siembra. 
Se muestra que en las últimas siembras cuatro y cinco con la desinfección al 4% 
48 
de cloro (0%; 18.38%) se obtuvieron los menores porcentajes de contaminación 
en las coronas. 
Tabla 10. Anava Prueba de Kruskal Wallis para coronas 
Variable % 
cloro 
Siembra N Medias D.E. Medianas H p 
% contaminación 
corona 
1.8 1 1 80.00 0.00 80.00 4.00 >0.9999 
% contaminación 
corona 
3 2 1 20.00 0.00 20.00 
% contaminación 
corona 
3 3 1 25.00 0.00 25.00 
% contaminación 
corona 
4 4 1 0.00 0.00 0.00 
% contaminación 
corona 
4 5 1 18.38 0.00 18.38 
Baque, 2019 
 En la tabla 11 se observan todos los promedios obtenidos al evaluar el número 
de siembra con las diferentes formas de desinfección en relación al porcentaje de 
contaminación existente en los hijos de la piña. En el análisis de varianza no 
paramétrico no se obtuvo diferencias significativas con respecto a la 
contaminación entre las siembras. En la segunda siembra con desinfección al 3 % 
de cloro se obtuvo menor contaminación que en la tercera, cuarta y quinta 
siembra, debido al tiempo en que se procedió a sembrar el material vegetal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
49 
Tabla 11. Anava Prueba de Kruskal Wallis para hijos 
Variable % 
cloro 
Siembra N Medias D.E. Medianas H p 
% contaminación 
hijos 
1.8 1 1 90.00 0.00 90.00 4.00 >0.9999 
% contaminación 
hijos 
3 2 1 10.00 0.00 10.00 
% contaminación 
hijos 
3 3 1 50.00 0.00 50.00 
% contaminación 
hijos 
4 4 1 37.50 0.00 37.50 
% contaminación 
hijos 
4 5 1 28.59 0.00 28.59 
Baque, 2019 
 En general, en la primera siembra se observó que todos los ápices se 
contaminaron, pero al incrementar la concentración del cloro disminuyó la 
contaminación y las yemas, tanto de corona como de hijos, conservaron las 
mismas características en las que se sembró, lo que significa que no 
respondieron a los medios de cultivo. Esto nos demuestra que si se realiza el 
proceso de desinfección con las concentraciones de productos y el tiempo 
adecuado se puede evitar presencia de contaminación de los explantes de piña. 
Considerando las cinco siembras existió un leve incremento en la contaminación 
en los ápices de los hijos (34.48%) con respecto al de las coronas (24.81%), 
observándose la presencia de bacterias y hongos (tabla 12). 
 
 
 
 
 
 
50 
Tabla 12. Descripción de la contaminación en las cinco siembras realizadas 
Número 
siembra 
% Contaminación 
coronas 
% Contaminación 
hijos 
Organismos 
presentes 
% 
Brotación 
1 80 90 Bacterias y 
hongos 
No 
2 20 10 Bacterias y 
hongos 
No 
3 25 50 Bacterias y 
hongos 
No 
4 0 37.5 Bacterias y 
hongos 
No 
5 28 0 Bacterias y 
hongos 
No 
 0 12.5 Bacterias y 
hongos 
No 
 33 33 Bacterias y 
hongos 
No 
 12.5 42.85 Bacterias y 
hongos 
No 
Promedio 
general 
24.81 34.48 
Baque, 2019 
4.2 Establecer el mejor medio de cultivo para obtener la iniciación de 
yemas axilares 
4.2.1 Número de brotes sanos 
 Los ápices que no presentaron contaminación y poca oxidación de las 
siembras se procedió a quitarles una ligera capa de tejido externo para 
resembrarlos en un nuevo medio de cultivo MS suplementado con 0,5mg.L-1BAP, 
5mg.L-1ANA, 5mg.L-1 tiamina (sólido) con la finalidad de romper latencia y 
disminuir la oxidación. Se evidenció que al remover el tejido oxidado los ápices 
presentaban un color crema y no estaban oxidados internamente. Trascurridos 30 
días no se observó la brotación de los ápices, los cuales terminaron contaminados 
por bacterias y hongos y terminaron oxidándose. 
 
 
51 
4.2.2 Porcentaje de oxidación 
 En las cinco siembras realizadas se pudo observar que las yemas se oxidaban 
con el pasar de los días. En las primeras siembras se observó que la oxidación 
fue alta, entre 25 y 60 % para las yemas de coronas, y entre 54 y 80 % para las 
yemas de los hijos. Sin embargo al colocar las yemas de la corona en condiciones 
de oscuridad disminuyó la oxidación entre 0 y 25 %, y de los hijos basales entre 0 
y 30 % (tabla 13). En todos los casos las yemas conservaron las mismas 
características en las que se sembró, hasta que progresivamente se 
contaminaron con bacterias y hongos. 
Tabla 13. Porcentaje de oxidación de coronas e hijos 
Número de siembra % oxidación corona % oxidación hijos Fotoperiodo 
1 60 80 Luz (1) 
2 40 54 Luz 
3 25 60 Luz 
4 15 35 Oscuridad (2) 
5 (Tratamiento 1) 10 0 Oscuridad 
 (Tratamiento 2) 0 15 Oscuridad 
 (Tratamiento 3) 25 25 Oscuridad 
 (Tratamiento 4) 10 30 Oscuridad 
Promedio general 23.13 37.38 
Baque, 2019 
(1): Condiciones de luz: 16 h luz/ 8 h oscuridad 
(2): Condiciones de oscuridad. Se colocaron en la oscuridad por una semana. 
 En general, la oxidación en las cinco siembras fue mayor en los explantes de 
los hijos, con un porcentaje general de 37.38% mientras que en las coronas fue 
de 23.13%. 
52 
 Se acepta la hipótesis nula porque ningún tratamiento resulto efectivo para la 
brotación de los ápices de corona e hijos de piña (Ananas comosus L. Merr). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
53 
5. Discusión 
 El propósito del estudio fue comparar medios de cultivo en la 
micropropagación de piña (Ananas comosus L.) variedad Cayena lisa partir de 
yemas axilares de coronas e hijos basales. 
 En la primera y segunda siembra hubo problemas graves de contaminación y 
solo sobrevivió el 20 % de los explantes. Esta situación se solventó aumentando 
la concentración de cloro en el proceso de desinfección. Entre la tercera y cuarta 
siembra no existió diferencia ya que se presentó un 38 % de contaminación, y en 
la quinta siembra disminuyó al 20 %. Por lo tanto, en esta investigacion se pudo 
observar que en las primeras siembras utilizando en el proceso de desinfección 
cloro 1.8 % durante 10 min. el porcentaje de contaminación fue alto en los 
explantes tanto coronas como hijos. Sin embargo, Leiva y Amaya (2016) en su 
estudio señalan que el tratamiento de desinfección y esterilización del material 
vegetativo T3 que consistió en alcohol al 70% durante 1 min., seguido de 
hipoclorito de sodio al 1.6 % durante 15 min. proporcionó los mejores resultados 
para poder sembrar asépticamente las yemas en el medio de cultivo. Por el otro 
lado, Vallecillos, et.al. (1996) utilizando una desinfección con hipoclorito de sodio 
al 0.5 % en la variedad Hawaiana, tuvieron un alto porcentaje de contaminación 
por microorganismos que alcanzó el 70 %, comparable con los porcentajes 
obtenidos en esta tesis, en la primera y segunda siembra. Los porcentajes de 
contaminación registrados en las últimas siembras al aumentar al 3 y 4 % el 
hipoclorito de sodio están en concordancia con lo expuesto por Llanos (2015), 
usando similares condiciones (cloro 4% durante 30 min.), donde se obtuvo poca 
presencia de contaminación de los explantes tanto coronas como hijos de la piña 
en la propagación in vitro, demostrando que con mayor concentración de 
54 
desinfectante mejoró el procesode desinfección. No obstante Llanos (2015) 
señala en su estudio que el tratamiento más adecuado para la introducción y 
desinfección de yemas de la corona var. MD2 es el tratamiento 5 que consistió en 
1.3 % de lejía por 10‟ para la primera desinfección, seguido por 0.8 % de lejía por 
10‟ para la segunda desinfección, el cual se caracteriza por tener porcentajes de 
lejía bajos y tiempos intermedios de exposición a estas concentraciones. Esto 
asegura la limpieza y además daña en menor grado a las células de las yemas, 
permitiendo así su proliferación y multiplicación. 
 En esta tesis se utilizaron dos tipos de explantes (corona e hijos) con 
diferentes medios de cultivos y se pudo observar que hubo una concordancia con 
Mathews y Rao (1988) y Litz y Jaiswal (1991) debido a que se presentó poca 
oxidacion en los apices de las coronas (entre 0 y 25 %) y en los ápices de hijos 
(entre 0 y 30 %) en las últimas siembras, las cuales permanecieron por siete dias 
en condiciones de oscuridad. Litz y Jaiswal (1991) explican que en los cultivos in 
vitro de la papaya y la piña, la oxidacion es muy poca o nula ya que estas no 
producen fenoles u otras sustancias que se oxiden, lo cual contrasta con los 
resultados de esta investigaciòn, ademàs que ellos obtuvieron mayor oxidacion 
en las yemas axilares de coronas. 
A pesar que la concentración de BAP fue incrementándose al igual que la 
concentración de tiamina en los medios de cultivo, ningún tratamiento resultó 
factible para la inducción de la brotación de las yemas axilares que no se 
contaminaron ni oxidaron. Garita y Gómez (2000) afirman en su estudio que los 
tratamientos de desinfección con concentraciones de NAOCl mayores al 2 % 
permitieron obtener un alto porcentaje de explantes limpios, pero produjeron una 
inhibición total del crecimiento de las yemas. Resultados similares fueron 
55 
descritos por Aghion y Beauchesne (1960). Los tratamientos de desinfección 
implican un compromiso entre explantes libres de contaminación y explantes que 
conserven la capacidad de crecer y desarrollarse in vitro. En este trabajo los 
ápices soportaron concentraciones de NAOCl de hasta 4%, sin embargo la falta 
de respuesta en las yemas pudo haber sido consecuencia del proceso de 
desinfección, aunado a la contaminación y oxidación posterior de estos explantes. 
 Por lo anteriormente expuesto en la presente investigación se acepta la 
hipótesis nula porque ningún tratamiento resultó efectivo para la 
micropropagación de piña a partir de yemas axilares de la corona e hijos basales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
6. Conclusiones 
La alta contaminación por hongos y bacterias de los ápices axilares 
provenientes de coronas e hijos de piña de la variedad Cayena lisa en las 
primeras dos siembras fue reducida significativamente, incrementando la 
concentración de cloro al 4 % en el proceso de desinfección en las ultimas 
siembras la contaminación aumentó posiblemente al tiempo en que fue sembrado 
el material vegetal en los medios de cultivo. 
 La oxidación fenólica constituye otro de los problemas graves en la 
micropropagación de piña a nivel mundial en laboratorio, sin embargo se puede 
disminuir cuando los explantes iniciados se mantienen en condiciones de 
oscuridad por siete días. 
 Aun cuando se incrementaron las concentraciones de BAP y tiamina en los 
medios de cultivo líquidos y sólidos ningún tratamiento tuvo efecto para la 
inducción de la brotación de las yemas axilares de coronas e hijos basales. 
 Se aprueba la hipótesis nula, puesto que para Ananas comosus var. Cayena 
lisa no se pudieron obtener brotes a partir del cultivo in vitro posiblemente debido 
a la contaminación, oxidación y falta de inducción de los mismos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
57 
7. Recomendaciones 
 Continuar con las investigaciones utilizando otros explantes de piña. Se han 
utilizado bases de hojas para obtener brotes de piña con buenos resultados. De 
esta manera se podrá seguir con las etapas como son multiplicación, 
enraizamiento y aclimatación. 
 Evaluar otros reguladores de crecimiento, dosis e interacciones entre 
citocininas y auxinas en los medios de cultivo de establecimiento para obtener la 
inducción de yemas y la subsecuente producción de vitroplantas. 
 Realizar nuevos procesos de desinfección de explantes para evitar la 
presencia de microorganismos patógenos que no permiten la germinación de 
vitroplantas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
58 
8. Bibliografía 
AGROCALIDAD (2016). Buenas prácticas agrícolas para la piña. Recuperado de 
http://www.agrocalidad.gob.ec/documentos/dia/guia-bp-agricola-para-pina-
30-11-2016.pdf 
Alatorre, C. F. (2012). Estudio morfogénico e histológico del híbrido Vanilla 
planifolia x Vanilla pompona Schiede obtenido in vitro. Chapingo, México: 
Tesis. Bach. Agr. Universidad Autónoma de Chapingo. 
Albarracín, A. CP. (2012). Evaluación de la eficiencia de un sistema de inmersión 
temporal frente al método de propagación convencional en la multiplicación 
in vitro de cilantro cimarrón (Eryngium foetidum) a partir de hojas, yemas y 
segmentos nodales. Sangolquí, EC: Tesis Ing. Biotecnología. 
Alves, G. V. (2006). Micropropagation of the Brazilian endemic bromeliad Vriesea 
reitzii trough nodule clusters culture. Scientia Horticulturae 110. 
Argenbio (2018). Los cultivos vegetales y sus aplicaciones II. Recuperado de 
http://www.argenbio.org/adc/uploads/pdf/Cultivos%20celulares%20II%20Eu
ge.pdf 
Asohofrucol (2018). Manejo integrado del cultivo de piña. Recuperado de 
http://www.asohofrucol.com.co/archivos/biblioteca/biblioteca_281_Manejo%
20Integrado%20del%20Cultivo%20de%20pi%C3%B1a.pdf 
BANACOL (2016a). Guía de identificación y manejo integrado de plagas y 
enfermedades de la piña. Recuperado de 
http://cep.unep.org/repcar/proyectos-demostrativos/costa-rica-
1/publicaciones-banacol/guia%20identificacion5.pdf 
BANACOL (2016b). Manual de buenas prácticas agrícolas para la producción de 
piña en Costa rica. Proyecto: Colombia, Costa Rica, Nicaragua: reduciendo 
http://www.agrocalidad.gob.ec/documentos/dia/guia-bp-agricola-para-pina-30-11-2016.pdf
http://www.agrocalidad.gob.ec/documentos/dia/guia-bp-agricola-para-pina-30-11-2016.pdf
59 
plaguicidas al mar Caribe. Recuperado de 
http://cep.unep.org/repcar/proyectosdemostrativos/costa-rica-
1/publicaciones banacol/Manual%20BPA%20Banacol.pdf 
Carrillo, G. y Burgos, C. (2015). Proyecto de factibilidad para la creación de una 
empresa de acopio y exportación de piña cayena lisa hacia el mercado 
chileno, ubicada en el Cantón Mira en la Provincia del Carchi. Tesis de 
Pregrado. Universidad Politécnica Salesiana (Sede Quito). Recuperado de 
https://dspace.ups.edu.ec/bitstream/123456789/8805/1/UPS-QT06550.pdf 
Christianson, M. & Warnick, A. (1983). Competence and determination in the 
process of in vitro shoot organogenesis. Environmental Biology 95. 
Consejo Nacional de Producción (2014). Frutas y vegetales. San José, Costa 
Rica: Subgerencia de Desarrollo Agropecuario, Dirección de Mercadeo y 
Agroindustria.http://www.mercanet.cnp.go.cr/SIM/Frutas_y_Vegetales/docu
mentospdf/Fruta 
Constitucion del Ecuador (2015). Constitución del Ecuador. Obtenido de 
http://www.wipo.int/edocs/lexdocs/laws/es/ec/ec030es.pdf 
Daquinta, M., Benega, R., Martínez, T. y Castillo, R. (1995). Estaquillado de hojas 
de piña in vitro. Centro de Bioplantas, Instituto Superior Agrícola de Ciego 
de Ávila, Cuba. Centro Agrícola. 2: 82-7. 
Dolgov, V, Shushkova, V, Firsov, P. (1998). Pineapple (Ananas comosus Mess.) 
regeneration from leaf explants. Acta Hort. 461: 439-44. 
Escalona, M. y Lorenzo, J. C. (1999). Pineapple (Ananas comosus L. Merr) 
micropropagation in temporary immersion systems. Plant Cell Reprts. 
Fitchet-Purnell, M. (1993). Maximum utilization of pineapple crowns for 
micropropagation.