cv_49_Recogida_muestras_laboratorio

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Trabajo científico
Recogida de muestras para el 
laboratorio ¿Qué, cómo, cuál, 
cuánto?
Paloma Chaves Sanz
Directora técnica del laboratorio APG
Rodriguez San Pedro 10
28015 Madrid
Obtención
La primera pregunta que nos planteamos cuando te-
nemos que hacer un análisis de sangre es ¿qué tipo de 
aguja debo emplear, en que tipo de tubo tengo que reco-
gerlo, qué cantidad de sangre se necesitará? 
El uso de palomillas o agujas y el distinto calibre de las 
mismas, lo mismo que el volumen de las jeringuillas y la 
elección de la vena dependerá en ocasiones del tamaño 
del animal al que vamos a extraer la sangre.
La cantidad de sangre extraída dependerá también de 
las pruebas que solicitemos al laboratorio.
La aguja rosa es de 18G (la más gruesa), la amarilla de 
20G, la verde de 21G, la azul de 23G y la naranja de 25G 
de insulina (la más fina). (Fig. 1) 
Figura 2 ¿Qué tubo elijo? 
 Figura 3 Código 
Internacional de 
colores para recogida 
de tubos 
(Norma ISO 6740)
 
Figura 1¿Qué calibre de aguja, que jeringuilla, qué cantidad?
Dependerá del tipo de animal.
 
 
 
Recogida de muestras para el laboratorio ¿Qué, cómo, cuál, cuánto? - Chaves P.
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En cuanto a los tubos, existe un Código internacional 
de colores para recogida de tubos (norma ISO 6740), 
(Figura 3).
Dependiendo del color del tapón el anticoagulante será 
diferente y se utilizará para distintos fines. 
Tubo de tapón lila lleva EDTA sódico o potásico se usa 
para la realización de hemogramas y estudio de células 
y parásitos hemáticos.
Tubo de tapón verde lleva heparina sodio, potasio, litio 
y amonio se utiliza para perfiles bioquímicos.
Tubo de tapón azul lleva citrato sódico y se utiliza para 
pruebas de coagulación.
El tubo de tapón gris lleva fluoruro sódico y se utiliza 
para determinación de glucosa. 
Tubo de tapón rojo no lleva ningún tipo de anti-
coagulante. Con él obtenemos suero para pruebas de 
bioquímica, hormonas e inmunología.
Hemograma
El tapón lila corresponde al anticoagulante EDTA (etilendia-
minotetra-acético) en forma de sales de sodio o potasio (Fig.4). 
El EDTA es el anticoagulante que mejor conserva las cé-
lulas sanguíneas.
Actúa como anticoagulante por ser quelante del calcio 
de la muestra.
La concentración de la muestra debe ser de 1-2 mgr/ml 
de sangre. Esto lo conseguimos añadiendo la cantidad 
de sangre que nos indica el tubo.
Fig.4 
Tubos de 
EDTA
	
  
Anticoagulante
Modo de 
acción
Cantidad/ ml 
sangre
 
Ventajas Inconvenientes Utilización
Color
tapón
EDTA Na o K 
 
 
Quelante
Calcio 
1-2 mg/ml 
Conserva 
morfología 
células 
sanguíneas
Interfiere
determinaciones 
bioquímicas
Hemograma
Parásitos 
hemáticos
LILA
Heparina Na,K, 
Li, Li,NH4
Inhibe paso 
protrombina- 
trombina
20 U/ml
Conserva
pH sanguíneo
Desaconsejable 
hematología
Perfiles 
bioquímicos
VERDE
Citrato sódico
Quelante 
calcio
Sol. 3,8%:
1vol.citrato/ 9 
vol. sangre
Hemostasia
Conserva 
factores
lábiles 
coagulación 
algunas horas
Coagulación AZUL
Fluoruro
Sódico
Inhibe
glucólisis 2-4mg/ml
Conservador 
de la 
glucosa
Desaconsejable 
en otras 
determinaciones 
bioquímicas
Deter. de la 
glucosa
GRIS
Sin 
anticoagulante
Bioquímica 
Inmunología
ROJO
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Trabajo científico
Excepcionalmente podemos hacer un hemograma en tubos 
con otro tipo de anticoagulante como por ejemplo Heparina 
litio pero conserva peor la morfología celular y se producen 
con más frecuencia todavía agregados plaquetarios.
Métodos
Una vez obtenida la muestra de sangre quitamos la aguja 
de la jeringuilla y solo con esta introducimos la sangre en 
el tubo correspondiente. (Figuras 5 y 6). Tapamos con el 
tapón e invertimos suavemente varias veces (cinco o seis) 
para que la sangre se mezcle bien con el anticoagulante. 
Nunca bruscamente como si fuera una coctelera.
 
 
 
 
Si añadimos un volumen distinto de sangre al indicado 
en el tubo tendremos problemas.
Si el volumen de sangre es mayor al del tubo se nos coa-
gulará la sangre.
Si el volumen de sangre es menor se nos producirán: 
Hemólisis, crenación de los hematíes, falsas disminucio-
nes del hematocrito, VCM y falsos aumentos de CCMH.
Se puede hacer un hemograma con 0,5 a 1 ml de sangre.
Mirad en el tubo siempre la señal hasta donde hay que 
llenarlo de sangre.
En caso de usar tubos Tapval podemos quitar la aguja e 
introducir en émbolo por el orificio superior (Fig. 8), es muy có-
modo pero si lo vamos a remitir al laboratorio, la sangre puede 
salirse y no os podéis imaginar lo que cunde una gota de sangre 
(Fig. 9) en un sobre y no podéis imaginaros como llega el tubo 
o tubos que le acompañan al laboratorio pues sigue goteando.
Por favor quitad el tapón, os llevará unos segundos más y 
hacedlo como si fuera un tubo de tapón hermético (Fig.10).
Identificación
Es importantísimo identificar los tubos con los datos del ani-
mal al que realizaremos el análisis antes incluso de depositar 
la sangre en él. Evitaremos así un posible error preanalítico 
que puede complicarse en el laboratorio. (Figura 11)
Si además acompañamos a las muestras identificadas de 
un protocolo facilitaremos mucho el trabajo al laborato-
rio, indicando:
• Los datos del animal: Nombre, raza, sexo, edad.
• Datos de la clínica o veterinario que la remite.
• Tipo de muestra.
• Breve historia clínica.
• Tratamientos empleados.
• Determinación que se solicita.	
  
 
 
 
Figura 5 Figura 6 
 SI NO 
Figura 7 El 
tubo de la 
izquierda 
tiene poco 
volumen de 
sangre y el 
de la derecha 
demasiada por 
lo que se ha 
formado un 
coágulo.
NO 
Figura 9
Figura 8
Figura 10 
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Trabajo científico
Conservación:
Lo ideal son dos horas desde la obtención de la muestra 
a temperatura ambiente o 24 horas en nevera a 4º C pa-
ra no alterar los valores del hemograma. 
JAMÁS introducir en el congelador.
Las plaquetas deben determinarse lo antes posible para 
evitar agregados.
Los frotis sanguíneos deben realizarse como máximo 
dos horas después de haber obtenido la muestra y fijar-
los en metanol durante dos minutos una vez secos.
Hay una serie de factores a considerar
Un animal estresado puede presentar Híperglucemia, 
neutrofilia madura y/o linfocitosis.
Produciremos hemólisis si usamos agujas de bajo calibre 
y jeringas de alto volumen (Figura 12).
 
 La contaminación con un exceso de antiséptico puede 
producir hemólisis debido al alcohol.
La extracción de sangre extravasada puede producir he-
mólisis y agregación plaquetaria (Fig. 13 y 14)
La contaminación con el 
líquido de fluidoterapia 
producirá una dilución de 
la muestra e incluso con-
taminación de la misma 
si el fluido lleva potasio 
produciendo hiperkalemia 
(Fig. 16).
Si el volumen de sangre es mayor al del tubo se nos coa-
gulará la sangre.
Si el volumen de sangre es menor se nos producirán: 
Hemólisis, creación de los hematíes (Fig. 15), falsas dis-
minuciones del hematocrito, VCM y falsos aumentos 
de CCMH.
Pruebas de bioquímica
Las podemos hacer prácticamente todas en suero, en 
plasma también siempre que el anticoagulante no inter-
fiera en la prueba. 
 
 
 
 
Figura 10 Fig.13. Agregados plaquetarios. Fig. 14. Hemólisis 
Fig. 15. Crenación de hematíes
 SI NO 
Figura 12 
NO 
Figura 16 
NO 
Recogida de muestras para el laboratorio ¿Qué, cómo, cuál, cuánto? - Chaves P.
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Los tubos de suero no llevan ningún tipo de anticoagu-
lante y el tapón es de color rojo, según las norma ISO 
6710 (Fig.17). En el mercado hay tubos sin anticoagu-
lante que no siguen esta norma y hay tapones de todos 
los colores. Tenemos que asegurarnos que el tubo ele-
gido para suero no lleve anticoagulante de ningún tipo.
Para inmunología el tubo de elección es el de suero lomismo que para la determinación de hormonas.
 
Las pruebas de bioquí-
mica también pueden 
hacerse en plasma re-
cogido en un tubo con 
heparina litio, tubos 
con tapón verde (Fig. 
17) pues no interfie-
ren los resultados sin 
embrago en EDTA in-
terfieren las pruebas 
enzimáticas (fosfatasa 
alcalina) y los iones Ca 
y K.
Manejo de las muestras
Si recogemos la sangre en tubo de suero, tenemos que 
dejarlo en posición vertical y a temperatura ambiente 
Fig. (18 y 19). No debemos refrigerarlo antes de su coa-
gulación y retracción del coagulo (de treinta minutos a 
una hora después de la recogida) pues produciríamos 
hemólisis. 
 
Si la sangre no desuera bien, esto suele ser lo habitual, 
centrifugaremos a 2.500-3000 rpm durante 5-10 mi-
nutos.
Lo ideal es separarlos antes de las dos horas de recogida 
de la sangre.
Si la sangre la recogemos en tubo de heparina litio po-
demos centrifugarla inmediatamente después para la 
obtención del plasma.
Diferencias entre el suero y el plasma
Suero
• Riesgo de hemólisis mayor que en suero
• Centrifugación tras coagulación
• Muestra idónea para la mayoría de pruebas: bioquí-
micas e inmunológicas
• No contiene fibrinógeno
Plasma
• Riesgo de hemólisis menor que en suero
• Centrifugación inmediata
• En pruebas bioquímicas posible interferencia con an-
ticoagulante (mínimas con heparina Litio)
• Contiene fibrinógeno
Conservación de suero o plasma
Se conserva 3 días a 4º C y congelado a – 20º C durante 
mucho tiempo
Conservación de las muestras
 
	
  
 
Fig. 17. Tubos de Heparina Li 
y sin nada 
Fig. 18 Fig.19
El microtubo de la Fig. 18 se dejó en posición horizontal el de 
la Fig. 19 en posición vertical, en los dos se ve el coagulo y su 
retracción. 
Compuesto 20 – 25 º C 4º C -20º C
Albúmina 6 días 6 días Varios meses
ALT (GPT) 1 día 7 días 1 mes
AST (GOT) 3 días 7 días 1 mes
Bilirrubina 
total
Solo muestra 
reciente - -
Calcio 10 días 10 días 8 meses
Colesterol 6 días 6 días 4 meses
Creatinina 1 día 1 día Varios meses
Fosfatasa 
alcalina
 10%actividad 
en 7 d.
7 días 1 mes
Fósforo 
inorgánico 2 días 7 días Varios meses
GGT 5 días 10 días 1 mes
Glucosa 
(en FlNa) 1 día 2 días -
Potasio 2 semanas 2 semanas Varios meses
Proteínas 
totales 7 días 1 mes Varios meses
Urea 1 día 3 días 6 meses
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Trabajo científico
Determinación de glucosa
La sangre la podemos recoger en un tubo de suero, en 
cuyo caso la deberemos centrifugar en el momento que 
se haya coagulado o en un tubo con Heparina Litio en 
cuyo caso deberemos centrifugar inmediatamente o en 
un tubo de Fluoruro sódico, tubo de tapón gris (Fig. 20), 
que inhibirá las enzimas de la glucólisis y conserva el va-
lor de glucosa durante 24 horas a temperatura ambiente 
o 48 horas a 4 º C.
Si no lo hacemos siguiendo 
este protocolo no podre-
mos valorar la glucosa pues 
se produce un consumo de 
esta por parte de los he-
matíes.
Coagulación
La sangre se recogerá en un 
tubo de citrato sódico, tubo 
de tapón azul (Fig. 21). 
Las cantidades de sangre se-
rán las correspondientes al 
volumen de anticoagulante, 
(9 partes de sangre por 1 de 
anticoagulante). 
Centrifugar antes de los 30 
minutos de extracción de la 
sangre a 3.000 rpm durante 
15 minutos.
Refrigerar un máximo de 2 
horas o congelar a -20 ºC.
Urianálisis
Recomendamos NO USAR frascos de orina para remitir 
la muestra al laboratorio, a no ser que sean herméticos 
es preferible remitirla en tubos. Durante el transporte 
suelen ser frecuentes los accidentes.
Para el urianálisis solo son necesarios 5 ó 10 ml de orina.
Conviene indicar la forma de recogida de la muestra: 
micción espontánea, sonda o cistocentesis y especial-
mente cuando se trate de urocultivos, en cuyo caso el 
frasco o tubo deberá ser estéril.
Se conservan perfectamente de 12 a 24 horas a 4 ºC.
Análisis de heces
Lo ideal son los análisis seriados de 3 a 5 días en caso de 
diagnóstico de giardias por ejemplo. 
Se conservaran a 4ºC excepto la última muestra que se 
enviará a temperatura ambiente y lo más fresca posible. 
Usar recipientes adecuados NO USAR BOLSAS DE 
PLASTICO o PAPEL DE ALUMINIO para remitir las 
muestras.
Para coprocultivos los frascos deberán ser estériles.
Líquidos orgánicos
Se remitirán en dos tubos, uno con EDTA para el recuen-
to de células y la citología y otro de suero para pruebas 
bioquímicas en caso de que se soliciten.
Para el cultivo bacteriológico se empleará un tubo estéril 
o la propia jeringuilla de extracción.
Los portas con las extensiones para las citologías deben 
ir fijadas en metanol.
Citologías y biopsias
Citologías
Materiales: Agujas, jeringuillas y portas.
Métodos: Podemos 
realizarla de dos for-
mas: Punción con 
aguja fina o pun-
ción–aspiración con 
aguja fina. 
 
	
  
 
Fig. 20 Tubos de fluoruro 
Na 
Fig. 21 Tubos de Citrato 
sódico 
Fig. 22
Recogida de muestras para el laboratorio ¿Qué, cómo, cuál, cuánto? - Chaves P.
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Las dos técnicas son 
muy similares. La pri-
mera es ideal para 
ganglios pues al ser 
estos muy frágiles ase-
gura la integridad de 
las células y en tejidos 
muy vascularizados 
para minimizar la con-
taminación sanguínea.
No tomaremos muestras de zonas ulceradas pues solo 
reflejara el proceso inflamatorio.
En lesiones de gran tamaño la zona central suele estar 
necrosada/inflamada por tanto debemos ir a los bordes.
Introducimos la aguja y aspiramos con una jeringuilla 
de 10 ml.
Sacamos la aguja y la volvemos a introducir en otra di-
rección y aspiramos de nuevo.
Una vez realizada la aspiración, separamos la aguja y lle-
namos la jeringuilla de aire.
Ponemos la aguja de nuevo y vaciamos la jeringa en un 
porta (Fig. 22).
Hacemos la extensión inmediatamente por el procedi-
miento de squash o aplastamiento (Fig. 23). Es decir, 
ponemos sobre el porta que contiene la gota otro porta 
formando una cruz con el anterior y lo deslizamos sua-
ve y rápidamente.
Dejamos secar y fijamos con metanol.
Lo remitimos al laboratorio sin teñir. Se enviarán en 
porta- preparaciones de plástico o envueltas en papel ab-
sorbente para acolcharlas. 
Si lo visualizamos nosotros se teñirá con técnicas 
Romanowsky.
Biopsias
Materiales: Bisturí, tijeras, pinzas, punch, frascos her-
méticos, fijador (Fig.24).
Métodos:
Tamaño
El tamaño ideal 
de la muestra se-
ria de 1cm x 1cm aproximadamente. En caso de muestras de 
mayor tamaño deberemos hacer cortes cada 1,5 cms perpen-
diculares al eje mayor o tomar varias muestras incluyendo los 
márgenes de extirpación (Fig. 25). 
 
Fijación 
La fijación de las muestras para oncología se hace por méto-
dos químicos (fijadores). El más común es el formol al 10%.
Formol al 10%: Se prepara con 1 parte de formaldehído 
al 40%, 9 partes de agua (también puede substituirse el 
agua por solución salina fisiológica al 9%). Hay otras fór-
mulas pero esta es la más común.
Recipientes
Existen distintos tipos de recipientes, la única condición es 
que sea hermético y adecuado para la muestra (Fig. 26 y 27).
Deberá ir perfectamente identificado.
 
 
 
 
Fig. 22
Fig. 24
Fig. 25
Fig. 26
24
Trabajo científico
Volumen de fijador 
Deberá superar el volumen de la muestra en una propor-
ción 20:1 o 40:1
Se debe sumergir el material en el fijador y no a la in-
versa para evitar el contacto de esta con las paredes y el 
fondo del recipiente, evitando que se adhiera.
Si la muestra flotara (pulmón) la sumergiremos total-
mente en el fijador.
Duración de la fijación 
Generalmente las muestras están fijadas a las 24-36 ho-
ras de haberlas introducido en el fijador.
En formol las muestras no se alteran en semanas o meses.
Protocolo 
Las muestras deberán ir acompañadas de un protoco-
lo con:
• Los datos del animal: nombre, raza, sexo, edad.
• Datos de la clínica o veterinario que la remite.
• Historia clínica. 
• Localización: Día y hora de la extracción y fijación.
• Tratamientos empleados y respuestas a estos.
• Analíticas si las hubiera.
Por favorrecordad que enviáis la muestra a un citólogo o 
a un patólogo no a un adivino.
Errores 
Figura 28
• No es aconsejable el uso de frascos de cristal pues du-
rante el transporte pueden ocurrir accidentes.
• El volumen del fijador no es el adecuado. 
• La muestra no está fileteada en porciones de 1,5 cms, 
está entera.
• No está etiquetado o identificado el frasco
Figura 29
• El frasco es de plástico y hermético pero demasiado 
pequeño para la muestra.
• La muestra no está fileteada en porciones de 1,5 cm.
• No hay fijador en el frasco, está vacío.
Bibliografía
1. Bush B.M.: Manual del Laboratorio Veterinario de Análisis Clínicos. 
Ed. Acribia
2. BE Powers “The Pathology of Neoplasia” Small Animal Clinical 
Oncology 2.001-WD Saunders Co
3. Cowell RL,Tayler RD: Diagnostic Cytology of dog and cat. Ed. 
American Veterinary publications, Inc 1.989
4. CowellRL, Tayler RD, Meinkoth JH: Diagnostic cytology and hema-
tology of the dog and cat. Ed. Mosby 1.999
5. Davidsohn I. Henry J.B.: Diagnóstico clínico por el laboratorio. Ed. 
Salvat 6ª edición
6. Martínez de Merlo, E.: Atlas de citología clínica del perro y el gato. 
Ed. Servet 2.008
7. Steven E. Weisbrode: “The Histopathology laboratory in Diagnosis 
of Neoplasia”
 Fig. 27
 
Figura 28 Figura 29 
 NO NO