UCE-FMVZ-DE LA TORRE KAREN

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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR 
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 
 
 
 
 
Detección de anticuerpos para el virus del distemper canino en tigrillos (Leopardus 
pardalis) mantenidos en cautiverio en el Ecuador 
 
 
Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de 
Médica Veterinaria Zootecnista 
 
 
AUTOR: De La Torre Manjarrez Karen Andrea 
TUTOR: MVZ, MSc. Gallo Díaz María Susana 
 
 
 
 
 
 
 Quito, enero 2021 
 
 
ii 
 
DERECHOS DE AUTOR 
 
Yo, KAREN ANDREA DE LA TORRE MANJARREZ en calidad de autor del trabajo y titular de 
los derechos morales y patrimoniales del trabajo de titulación: “Detección de anticuerpos para el 
virus del distemper canino en tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en el 
Ecuador”, modalidad presencial, de conformidad con el Art. 144 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA 
ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo 
a favor de la Universidad Central del Ecuador una licencia gratuitita, intransferible y no exclusiva 
para el uso no comercial de la obra, con fines estrictamente académicos. Conservo a mi favor todos 
los derechos de autor sobre la obra, establecidos en la normativa citada. 
Asimismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización y 
publicación de este trabajo de investigación en el repositorio virtual, de conformidad a lo dispuesto 
en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior. 
El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma de expresión y 
no infringe el derecho de autor de terceros, asumiendo la responsabilidad por cualquier reclamación 
que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad de toda responsabilidad. 
 
 ________________________________ 
Karen Andrea De La Torre Manjarrez 
CC. 1717722860 
karen_delat1.4@hotmail.com 
 
 
 
 
 
 
mailto:karen_delat1.4@hotmail.com
 
iii 
 
APROBACIÓN DEL TUTOR 
 
En mi calidad de Tutor del Trabajo de titulación, presentado por el señor KAREN ANDREA 
DE LA TORRE MANJARREZ, para optar por el Título o Grado de Médico Veterinaria 
Zootecnista, cuyo título es: “Detección de anticuerpos para el virus del distemper canino en 
tigrillos (Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en el Ecuador”. 
 Considero que dicho trabajo reúne los requisitos y méritos suficientes para ser sometido a la 
presentación pública y evaluación por parte del tribunal examinador que se designe. 
 
En la ciudad de Quito, a los 19 días del mes de enero de 2021 
 
 
 
_______________________________ 
Dra. MSc. María Susana Gallo Díaz 
DOCENTE-TUTORA 
171616583 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
APROBACIÓN DEL INFORME FINAL TÍTULO DE TRABAJO DE TITULACIÓN 
 
Tribunal constituido por: Dr. Richar Rodriguez, Dr. Edison Encalada 
 
 
Luego de calificar el Informe Final de Investigación del trabajo de titulación denominado 
DETECCIÓN DE ANTICUERPOS PARA EL VIRUS DEL DISTEMPER CANINO 
EN TIGRILLOS (LEOPARDUS PARDALIS) MANTENIDOS EN CAUTIVERIO EN 
EL ECUADOR, previo a la obtención del título (o grado Académico) de Médico Veterinario 
Zootecnista presentado la señorita Karen Andrea De La Torre Manjarrez. 
 
Emite el siguiente veredicto: (aprobado/reprobado) / ordena que se hagan las siguientes 
correcciones:……………………………………… 
 
Fecha:…………………. 
 
Para constancia de lo actuado firman 
 
 
 Nombre Apellido calificación firma 
 
Lector 1 Dr. Richar Rodríguez ………………….. ……………………. 
 
Lector 2 Dr. Edison Encalada …………………….. …………………….. 
 
 
 
 
 
 
 
 
v 
 
 
DEDICATORIA 
 
Este proyecto, la culminación de la etapa académica y la obtención del Título de grado está 
dedicado enteramente a mi madre y mis hermanos, por su ayuda, por su dedicación, por su 
entrega y su amor durante toda una vida; por no permitirme rendirme por su motivación y 
toda su ayuda incondicional durante la realización de este proyecto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
 
Agradezco a Dios por haberme permitido tener la oportunidad de culminar con mis estudios, 
de brindarme el apoyo necesario para seguir adelante y darme la fortaleza para avanzar día 
con día, en cada paso de este camino. 
 
A mi madre, por su apoyo incondicional en cada momento, en cada paso y principalmente en 
cada caída durante este proceso y durante toda mi vida. 
 
A mis hermanos, por ser junto con mi madre mi núcleo fundamental, mi fuerza y la razón 
para mi dedicación; por bríndame todo su apoyo, su sabiduría, sus consejos y su apoyo. 
 
A la Dra. Susana Gallo, mi tutora y mentora en este camino, por brindar su ayuda, paciencia 
y dedicación durante toda esta jornada, por instruirme y guiarme buscando la excelencia. 
 
A la Dra. Lucía Luje y al Dr. Marco Chico por habernos ayudado con gran dedicación durante 
la realización del proyecto y brindarnos todo su apoyo y conocimientos para garantizar el 
cumplimiento del proyecto de la mejor manera. 
 
A todo el personal del Ministerios del Ambiente, Médicos Veterinarios, administradores, 
trabajadores y personal de los centros de manejo y zoológicos que colaboraron con la 
realización del proyecto y nos brindaron su apoyo durante este proceso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vii 
 
ÍNDICE GENERAL 
 
 
 
DERECHOS DE AUTOR ...................................................................................................... ii 
APROBACIÓN DEL TUTOR .............................................................................................. iii 
APROBACIÓN DEL INFORME FINAL TÍTULO DE TRABAJO DE TITULACIÓN .... iv 
DEDICATORIA ..................................................................................................................... v 
AGRADECIMIENTOS ......................................................................................................... vi 
ÍNDICE DE CONTENIDOS……………………………………………………………….vi 
ÍNDICE DE TABLAS………………………………………………………….…………..ix 
RESUMEN ............................................................................................................................ xi 
CAPÍTULO I .......................................................................................................................... 1 
INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1 
CAPÍTULO II ......................................................................................................................... 6 
OBJETIVOS ........................................................................................................................... 6 
CAPÍTULO III ....................................................................................................................... 7 
MARCO TEÓRICO ............................................................................................................... 7 
3.1 Leopardus pardalis .................................................................................................................... 7 
3.1.1 Descripción ......................................................................................................................... 7 
3.1.2 Clasificación taxonómica ................................................................................................... 7 
3.1.3 Distribución geográfica...................................................................................................... 8 
3.1.4 Característicasfísicas ......................................................................................................... 8 
3.1.5 Alimentación ..................................................................................................................... 9 
3.1.6 Situación actual ................................................................................................................. 9 
3.2 Distemper canino .................................................................................................................... 10 
3.2.1 Etiología ........................................................................................................................... 10 
3.2.2 Taxonomía ....................................................................................................................... 14 
3.2.3 Características del virus ................................................................................................... 14 
3.2.4 Fisiopatología .................................................................................................................. 15 
3.2.5 Sintomatología ................................................................................................................ 18 
3.2.6 Diagnóstico ...................................................................................................................... 20 
 
viii 
 
3.2.7 Tratamiento ..................................................................................................................... 22 
3.2.8 Prevención y control........................................................................................................ 23 
CAPÍTULO IV ..................................................................................................................... 26 
MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................................. 26 
4.1 Materiales ............................................................................................................................... 26 
4.2 Métodos .................................................................................................................................. 27 
4.2.1 Modalidad y tipo de investigación. .................................................................................. 27 
4.2.2 Factores de estudio. ........................................................................................................ 27 
4.2.2.1 Variable dependiente .................................................................................................... 27 
4.2.2.2 Variables independientes .............................................................................................. 27 
4.2.3 Tamaño de la muestra ...................................................................................................... 28 
4.2.4 Características de las unidades experimentales ............................................................. 30 
4.2.4.1 Criterio de inclusión ...................................................................................................... 30 
4.2.4.2 Criterios de exclusión .................................................................................................... 31 
4.2.5 Análisis estadístico .......................................................................................................... 31 
4.2.6 Métodos específicos de manejo del experimento .......................................................... 32 
4.2.6.1 Contención del animal .................................................................................................. 32 
4.2.6.2 Obtención y conservación de la muestra ..................................................................... 33 
4.2.6.3 Procesamiento de las muestras .................................................................................... 33 
Procedimiento para Elisa IgG .................................................................................................... 34 
Procedimiento para Elisa IgM ................................................................................................... 36 
CAPITULO V ...................................................................................................................... 39 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN .......................................................................................... 39 
5.1 Análisis de los resultados obtenidos por centro de tenencia y manejo ................................. 41 
5.1.1 Exposición al virus sin desarrollo de la enfermedad ...................................................... 44 
5.1.2 IgM vs IgG ......................................................................................................................... 46 
5.1.3 Estudios complementarios .............................................................................................. 48 
5.2. Análisis estadístico de los factores de asociación .................................................................. 49 
5.2.2 Presencia de perros dentro de las instalaciones .............................................................. 54 
5.2.3 Presencia de perros callejeros o ferales en las cercanías del establecimiento ................ 55 
5.2.5 Frecuencia de la limpieza del recinto ............................................................................... 57 
5.2.6 Frecuencia de la desinfección del recinto ........................................................................ 58 
5.2.7 Cercanía del recinto con el de otros felinos ..................................................................... 59 
 
ix 
 
5.2.8 Cercanía del recinto de tigrillos con el de otros carnívoros. ............................................ 60 
5.2.4 Vacunación a otras especies silvestres contra el distemper canino. ............................... 62 
5.2.1 Aplicación de la vacuna contra el distemper canino a tigrillos ........................................ 63 
CAPITULO VI ..................................................................................................................... 64 
CONCLUSIONES ................................................................................................................ 64 
RECOMENDACIONES ...................................................................................................... 65 
BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................................. 66 
ANEXOS .............................................................................................................................. 75 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
x 
 
 
 
ÍNDICE DE TABLAS: 
 
 pág. 
Tabla 1. Sintomatología por sistema afectado en felinos silvestres………………………………………………18 
Tabla 2. Materiales y equipos utilizados en el estudio………………………………………………………………….26 
Tabla 3. Repartición de los tigrillos muestreados en los diferentes centros de tenencia y zoológicos 
en la primera etapa por región (Año 2017)…………………………………………………………………………………..29 
Tabla 4. Resultados de la primera etapa (2017) para determinación por Microelisa de anticuerpos 
IgG e IgM para distemper canino en tigrillos por región……………………………………………………………….41 
Tabla 5. Resultados de la segunda etapa (2019) para determinación por Microelisa de anticuerpos 
IgG e IgM de distemper canino en tigrillos por región…………………………………………………………………..42 
Tabla 6. Categorización de la titulación de anticuerpos de acuerdo a la prueba……………………..……48 
Tabla 7. Evaluación mediante diferentes pruebas (PCR y Elisa) para determinación de distemper 
canino de ocelotes que fueron recientemente extraídos de su hábitat………………………………………..49 
Tabla 8. Seropositividad para distemper canino en relación a las variables individualesen la segunda 
etapa (2019)…………………………………………………………………………………………………………….……...………….50 
Tabla 9. Seropositividad para distemper canino en relación a la Región a la que pertenece cada 
centro de la segunda etapa…………………………………………………………………………………………………………..52 
Tabla 10. Seropositividad para distemper canino en relación a los centros con las variables 
relacionadas con el contacto de perros………………………………………………………………………………………..54 
Tabla 11: Seropositividad para distemper canino en relación a la frecuencia de limpieza y 
desinfección del recinto de los tigrillos en la segunda etapa…………………………………………………………57 
Tabla 12: Seropositividad para distemper canino en relación a la cercanía de los recintos de los 
tigrillos con los recintos de otros felinos en la segunda etapa………………………………………………………59 
Tabla 13. Seropositividad para distemper canino en relación a los centros que vacunan a otras 
especies de mamíferos para el distemper canino en la segunda etapa…………………………………………62 
 
 
 
 
 
xi 
 
TÍTULO: Detección de anticuerpos para el virus del distemper canino en ocelotes 
(Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en el Ecuador. 
 
Autor: De La Torre Manjarrez Karen Andrea 
Tutor: MVZ, MSc. Gallo Díaz María Susana 
 
RESUMEN 
 
 
 
El distemper canino es una enfermedad causada por un paramixovirus de la familia 
morbilivirus que afecta a múltiples especies, entre las que se encuentran los caninos, 
mustélidos, mefítidos, hiénidos, ailúridos, procíonidos, pinnípedos, vivérridos, úrsidos, 
felinos y primates no humanos. Es una de las principales enfermedades causantes de la 
muerte de miles de caninos domésticos en todo el mundo, además de haber sido responsable 
de la muerte masiva de ejemplares silvestres, afectando así a distintos ecosistemas. En 
Ecuador, no existen estudios previos de la enfermedad en especies silvestres; sin embargo, 
está presente en poblaciones caninas domésticas, por lo que resulta de importancia 
determinar la presencia de este virus entre especies amenazadas como son los felinos 
silvestres. Este estudio se realizó en 18 centros de manejo que albergan felinos silvestres 
en las tres regiones del país: costa, sierra y oriente, para identificar anticuerpos contra el 
virus del distemper canino. La investigación se realizó en dos etapas; la primera fue el 
procesamiento de 46 muestras de suero sanguíneo de ocelotes (Leopardus pardalis) 
obtenidas en el año 2017, las cuales se conservaron a -20 °C hasta su análisis mediante la 
técnica de Microelisa IgG e IgM. Así, se encontró 69,57% (32/46) de muestras 
seropositivas para IgM y ninguna muestra positiva para IgG. La siguiente etapa consistió 
en un segundo muestreo en los mismos centros de manejo en el año 2019, donde se analizó 
el suero sanguíneo de 19 animales que inicialmente fueron IgM positivos e IgG negativos 
usando la misma técnica de laboratorio. En la segunda fase se obtuvo un 47% de muestras 
con resultado positivo (9/19) para IgM y fueron negativos para IgG (0/19). Se evaluó, 
mediante análisis estadístico, los factores de asociación, como fueron: presencia de perros 
dentro de las instalaciones, presencia de perros callejeros o ferales en las cercanías, 
vacunación a otras especies silvestres contra distemper canino dentro del centro, la 
frecuencia de la limpieza y desinfección del encierro como de las jaulas de manejo, la 
cercanía con otros felinos, con otros carnívoros y con los poblados son factores relevantes 
para la presencia del virus. Por lo que se considera que al detectar anticuerpos para 
distemper canino en los individuos, el virus se encuentra actualmente circulando en la zona. 
 
PALABRAS CLAVE: DISTEMPER CANINO, Leopardus pardalis, MICROELISA, 
FACTORES DE ASOCIACIÓN. 
 
 
 
xii 
 
TITLE: Detection of antibodies for canine distemper virus in ocelots (Leopardus pardalis) 
kept in captivity in Ecuador. 
Author: De La Torre Manjarrez Karen Andrea 
Tutor: MVZ, MSc. Gallo Díaz María Susana 
ABSTRACT 
Canine distemper is a disease caused by a paramyxovirus in the morbilivirus family that 
affects multiple species, including canines, mustelids, mephids, hyenids, ailurides, 
procyonids, pinnitides, viverrids, ursids, felines and non-human primates. It is one of the 
main diseases causing the deaths of thousands of domestic canines worldwide, as well as 
being responsible for the mass death of wild specimens, thus affecting different ecosystems. 
In Ecuador, there are no previous studies of the disease in wild species; however, it is present 
in domestic canine populations, so it is important to determine the presence of this virus 
among threatened species such as wild felines. This study was conducted at 18 management 
centers housing wild felines in the three regions of the country: coast, saw and east, to 
identify antibodies against the canine distemper virus. The research was conducted in two 
stages; the first was the processing of 46 blood serum samples of ocelots (Leopardus 
pardalis) obtained in 2017, which were kept at -20oC until analysis using the Microelisa 
IgG and IgM technique. Thus, 69.57% (32/46) of HIV-positive samples for IgM and no 
positive samples for IgG were found. The next stage consisted of a second sampling in the 
same management centers in 2019, where the blood serum of 19 animals that were initially 
IgM positive and IgG negative was analyzed using the same laboratory technique. In the 
second phase, 47% of samples were obtained with positive result (9/19) for IgM and were 
negative for IgG (0/19). Through statistical analysis, association factors were assessed, such 
as: the presence of dogs within the premises, the presence of stray or feral dogs nearby, 
vaccination of other wild species against canine distemper within the center, the frequency 
of cleaning and disinfection of the lockdown as well as the driving cages, the proximity to 
other felines, other carnivores and with the villages are relevant factors for the presence of 
the virus. So it is considered that when detecting antibodies for canine distemper in 
individuals, the virus is currently circulating in the area. 
KEYWORDS: CANINE DISTEMPER, Leopardus pardalis, MICROELISA, 
ASSOCIATION FACTORS. 
I certify that the text above is a complete and exact translation of the original document 
in Spanish. 
 
MSc. Mirian Cuenca Fernández 
Certified Translator 
ID: 1102409859 
Registration number: 1045-14-86045372 Registration date: 20-03-2014 
 
1 
 
CAPÍTULO I 
 
INTRODUCCIÓN 
 
 En los últimos años, se ha observado una significativa disminución de poblaciones de 
animales silvestres en todo el mundo, incluso algunas ya se encuentran extintas en vida libre. 
Las causas están directamente relacionadas con la intervención del hombre en los 
ecosistemas, afectando de manera significativa al hábitat de múltiples especies, siendo estas 
incapaces de adaptarse a dichos cambios y de esta manera se reducen las poblaciones de 
animales salvajes. La fragmentación de su hábitat, la expansión de la frontera agrícola y 
ganadera y el incremento de la población humana en zonas urbanas y rurales son las causas 
asociadas más importantes (Castellanos, 2006; Ceballos, Chávez, List, & Zarza, 2007; 
Medina-Vogel, 2010). De esta forma, existe mayor oportunidad para que los animales 
silvestres entren en contacto con agentes infecciosos provenientes de animales domésticos, 
causando así enfermedad y muerte para dichas especies. Como es el caso del virus de 
distemper en focas, parvovirus en leones, micosis en anfibios, tuberculosis en mustélidos, 
entre otros (Ceballos et al., 2007; Medina-Vogel, 2010). 
Una de las principales fuentes de infecciones de tipo viral para los animales silvestres son los 
perros domésticos; siendo más común, la transmisión de estos agentes a los carnívoros 
(Weber, 2010). 
El virus del distemper canino corresponde a la familia Paramixoviridae, del género 
Morbillivirus, conocido por ser uno de losprincipales agentes causantes de mortalidad en 
caninos domésticos (Canis familiaris) y una amenaza significativa para la conservación de 
especies silvestres en peligro de extinción. Este virus afecta a animales jóvenes y/o 
 
2 
 
susceptibles; aquellos animales que no posean inmunidad, pueden adquirir el virus a 
cualquier edad (Céspedes, Cruz, & Navarro, 2010; Greene, 2012; Quin et al., 2011). 
El virus afecta a varias especies silvestres presentando en ellos sintomatología muy similar a 
la que se observa en el canino doméstico; es decir, presenta síntomas respiratorios y 
gastrointestinales, inclusive pueden desarrollar la fase nerviosa de la enfermedad, con una 
evolución aproximada de un mes de duración, que puede variar en cada individuo (Appel et 
al., 1994; Carter, Wise, & Flores, 2005; Fenner et al., 2011). 
Alrededor del mundo, se conoce sobre la presencia del virus en diversas especies de felinos 
y su impacto en ellas, debido a que no han sido previamente expuestas, provocando así 
problemas de conservación (Ceballos et al., 2007; Rossi, 2012). 
Varios estudios a lo largo de los años demuestran su existencia en ecosistemas en todo el 
mundo. Se han encontrado e identificado serotipos en África, reconociendo la semejanza 
entre las cepas encontradas en leones y hienas en Serengueti. (Avendaño et al., 2016; Chaber, 
Cozzi, Broekhuis, Hartley, & W. McNutt, 2017; Furtado et al., 2016; Sulikhan et al., 2018). 
En América latina, se ha demostrado la presencia del virus en Brasil, donde se estudiaron 
ocho especies de carnívoros, de las cuales resultaron ser positivos a la detección de 
anticuerpos neutralizantes, el lobo amelenado (Chrysocyon brachyurus), el zorro come 
cangrejos (Cerdocyon thous) y el ocelote o tigrillo (Furtado et al., 2016). Adicionalmente, se 
ha comprobado la presencia del virus en Costa Rica, mediante la identificación del virus en 
heces con la prueba molecular de PCR, en donde se muestrearon felinos de vida libre, 
encontrando una prevalecía del 2% para este virus en tigrillos, pumas (Puma concolor) y 
jaguares (Panthera onca); aunque la prevalencia sea baja (Avendaño et al., 2016). 
 
3 
 
A nivel mundial, el ocelote recibe la clasificación de ¨Preocupación menor¨ de acuerdo a la 
Lista Roja de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN), debido 
a que no existe un riesgo significativo para su extinción; sin embargo, la tendencia de la 
población sigue siendo hacia la disminución de los ejemplares; esto se debe a la reducción 
de su hábitat y a la reducción de especies que sirven como principal fuente de alimento, pero 
también se conoce que su territorio se ve limitado. Estos animales entran cada vez más en 
contacto con animales domésticos, principalmente perros, ya que estos felinos se desplazan 
hacia zonas pobladas en busca de alimento, lo que indica la necesidad de estudiar si ciertos 
patógenos originarios del perro, también pueden ser causantes del declive de la especie 
(Paviolo et al., 2016). 
En el Ecuador, el Tigrillo se encuentra bajo estado de alerta, ya que está en la categoría de 
especie ¨Casi amenazada¨, según el Libro Rojo de Mamíferos del Ecuador. Las amenazas 
puntuales para la especie son la pérdida de hábitat y la presión de cacería, tomando en cuenta 
que se desconoce completamente el estado sanitario de sus poblaciones (Espinosa, Tirira, & 
Zapata R., 2011). 
Los felinos domésticos (Felis catus), no desarrollan la enfermedad como en el perro, pero se 
ha reportado presencia de anticuerpos para distemper canino, mostrándose asintomáticos o 
con pequeños cambios como fiebre y leucopenia transitoria; sin embargo, han presentado 
lesiones cutáneas en coinfección con orthopoxvirus (Beineke, Baumgärtner, & Wohlsein, 
2015; Ikeda et al., 2001; Wiener, Welle, & Origgi, 2013). 
Debido a las amenazas antes mencionadas sobre las especies de fauna silvestre, en el 
Ecuador, existen varios centros creados para su protección, siendo los centros de rescate y 
tenencia los encargados de albergar y proteger a estas especies en peligro de extinción. En el 
 
4 
 
Ecuador, existen alrededor de 40 centros distribuidos en las zonas de mayor biodiversidad y 
pese a varios avances en temas de bienestar animal y de monitoreo de salud, no se realizan 
estudios a fondo respecto a los riesgos epidemiológicos que estos animales pueden enfrentar 
(Ministerio de Agricultura, Ganaderia & Agrocalidad, 2017; Ministerio del Ambiente, 2015). 
En definitiva, es hace importante tener una línea base acerca del estado sanitario de los 
ejemplares de felinos que actualmente se encuentran bajo cuidado humano en el Ecuador; 
para conocer si además de las amenazas antes expuestas, también se encuentran en peligro 
por la presencia de patógenos como el virus de distemper canino en especies silvestre, pues 
este estudio, sería el primero en obtener información respecto al virus del distemper canino 
en una especie de felino silvestre en el país; además, es importante conocer cuáles son los 
indicadores epidemiológicos que podrían contribuir a la presencia del virus y qué medidas 
de control podrían implementarse para la disminución del riesgo de transmisión. De esta 
forma, las entidades responsables de conservar a estas especies pueden tomar decisiones 
informadas en cuanto al tipo de medidas necesarias en temas de medicina preventiva y 
vigilancia epidemiológica, que se pueden implementar para conservar efectivamente a este y 
otros felinos ecuatorianos. 
La identificación de los centros de tenencia y manejo que posean ejemplares expuestos, 
reflejaría el contacto que los individuos tengan con caninos domésticos, por lo que resulta 
importante identificar aquellos centros que podrían tener fallas en su manejo y bioseguridad 
con las especies que protege; aunque en este estudio se incluye únicamente tigrillos 
(Leopardus pardalis), el riesgo resulta potencial para las demás especies susceptibles al 
distemper canino, de esta manera y mediante la identificación de factores de asociación se 
 
5 
 
pueden realizar mejores protocolos de manejo y cuidado para especies protegidas, además de 
establecer un punto de partida para futuras investigaciones en el tema.. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
CAPÍTULO II 
 
OBJETIVOS 
 
2.1. Objetivo general 
 Determinar la presencia de anticuerpos para el virus del distemper canino en tigrillos 
(Leopardus pardalis) mantenidos en cautiverio en el Ecuador. 
 
2.2. Objetivos específicos 
- Determinar la presencia del virus mediante la detección de anticuerpos IgG e IgM en 
muestras de suero sanguíneo de los ocelotes o tigrillos mantenidos en cautiverio en el 
Ecuador. 
- Identificar los factores de riesgo asociados a la presencia del virus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
CAPÍTULO III 
 
 MARCO TEÓRICO 
 
3.1 Leopardus pardalis 
 3.1.1 Descripción 
 También conocido como gato onza, manigordo, ocelote, jaguarcito, cunaguaro, jaguatrica, 
jaguarete o tigrillo, pertenece a la familia de los félidos (Castagnino, 2015; Paviolo et al., 
2016). La palabra “ocelote” proviene de la palabra azteca “tlalocelot” que significa tigre de 
campo (Castagnino Vera, 2015). 
El género Leopardus proviene del latín Leo que significa un león; y pardus, refiriéndose a 
una pantera o un leopardo, “un león leopardo”. El calificativo pardalis proviene del latín 
pardus y alis, que significa, perteneciente; es decir relacionado al leopardo. Se le considera 
actualmente la especie felina más abundante en Latinoamérica (Vallejo, 2017). 
 
 3.1.2 Clasificación taxonómica 
Reino: Animalia 
Filo: Chordata 
Clase: Mammalia 
Orden: Carnivora 
Familia: Felidae 
Subfamilia: Felinae 
 
8 
 
Género: Leopardus 
Especie: Pardalis 
Subespecies: pardalis, pseudapardalis, aequatorialis, melanurus, albescens, mitis, nelsoni, 
pusaeus, sonoriensis y steinbachi (Clavijo & Ramirez,2009; Paviolo et al., 2016; Wilson & 
DeeAnn, 2005). 
 
 3.1.3 Distribución geográfica 
 El tigrillo está distribuido a lo largo de América, desde Estados Unidos y México bajando 
hacia Centro y Sudamérica, hasta Argentina, el sur de Brasil y norte de Uruguay. Se 
encuentra en todos los países de Sudamérica menos en Chile; en Estados Unidos, se lo ha 
visto en Arizona y algunas partes de Texas. Es el felino pequeño más largo que existe 
(Kolowski & Alonso, 2010; Paviolo et al., 2016; Vallejo, 2017). En el Ecuador, se encuentra 
distribuido en todo el Oriente, toda la Costa y en algunas provincias de las Sierra, siendo el 
felino silvestre más abundante del país (Vallejo, 2017). 
Habitan en zonas húmedas, pantanos, bosques tropicales, manglares, etc.; prefiriendo zonas 
de alta densidad para mayor facilidad de obtención de sus presas. Pueden habitar a la altura 
del mar y hasta los 1200 msnm; sin embargo, se adaptan a cualquier clima y altura en 
cautiverio (Castagnino Vera, 2015; Sunquist & Sunquist, 2002). 
 
 3.1.4 Características físicas 
 Se caracteriza por su estatura mediana, con un peso entre 8 a 11 kilogramos, largo de 1,4 
metros y altura de 50 centímetros, siendo el macho más grande que la hembra (Paviolo et al., 
 
9 
 
2016; Sunquist & Sunquist, 2002; Vallejo, 2017). Su actividad es principalmente nocturna; 
sin embargo, pueden llegar a tener actividad diurna (Paviolo et al., 2016). 
Posee pelaje corto y suave, su color es amarillo dorado y amarillo grisáceo; posee patrón de 
manchas únicas en cada individuo y presenta manchas negras en el cuello y cola (Castagnino 
Vera, 2015). Alcanza la madurez sexual a los 2 años aproximadamente, y su gestación dura 
entre 79 y 82 días, pare entre una y dos crías, teniendo un intervalo entre partos 
aproximadamente de 2 años (Vallejo, 2017). 
 
 3.1.5 Alimentación 
 Obtiene su alimentación a nivel del suelo y de los árboles; se alimenta principalmente de 
mamíferos pequeños y en ocasiones de peces, reptiles pequeños y aves que pesen menos de 
un kilogramo o que representen menos del 10% de su peso total (Sunquist & Sunquist, 2002; 
Vallejo, 2017). 
 
 3.1.6 Situación actual 
 A nivel mundial, el tigrillo recibe la clasificación de ¨Preocupación menor¨, de acuerdo a 
la Lista Roja de la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza (UICN) debido 
a que no existe un riesgo significativo para su extinción; sin embargo, la tendencia es hacia 
la disminución (Paviolo et al., 2016). Su población se ha visto reducida principalmente a 
causa de la cacería para obtener su piel, además de la fragmentación del hábitat y de la 
disminución de especies que sirven para su alimento (Clavijo & Ramirez, 2009). 
 
10 
 
En Latinoamérica, su población también se ha visto disminuida aunque no se encuentra en 
estado de riesgo; sin embargo, en Norte América, especialmente en la zona sur de Estados 
Unidos, es una especie considerada en alto riesgo de desaparición (Clavijo & Ramirez, 2009; 
Espinosa et al., 2011). 
En el Ecuador, se encuentra en la categoría de especie ¨Casi amenazada¨; según el Libro 
Rojo de mamíferos del Ecuador, siendo las amenazas más importantes, la pérdida de hábitat 
y la presión de cacería; se desconoce el estado sanitario actual de sus poblaciones (Espinosa 
et al., 2011). 
 
3.2 Distemper canino 
 3.2.1 Etiología 
 El distemper canino, enfermedad de Carré o moquillo, es una enfermedad producida por 
un virus de distribución mundial, que causa infecciones sistémicas involucrando a múltiples 
órganos, siendo altamente contagioso y febril (Carter et al., 2005; Quin et al., 2011). La 
enfermedad del distemper canino es producida por un Paramixovirus del género 
Morbillivirus, que afecta a varias especies de mamíferos, entre las que se encuentran los 
caninos, mustélidos, mefítidos, hiénidos, ailúridos, procíonidos, pinnípedos, vivérridos, 
úrsidos, felinos y primates no humanos (Feng et al., 2016; Fenner et al., 2011; Jin et al., 2017; 
Quin et al., 2011; Rossi, 2012). 
Este virus se aisló por primera vez en felinos en 1988 en Des Moines, Iowa mediante la 
técnica de inmunofluorescencia indirecta; los primeros casos sintomáticos en felinos se 
 
11 
 
identificaron en 1991 y 1992, en individuos de cautiverio en reservas y zoológicos de Estados 
Unidos (Appel et al., 1994). Los individuos afectados fueron leopardos (Panthera pardus), 
tigres (Panthera tigris), leones (Panthera leo), y jaguares (Panthera onca) , donde se observó 
una alta mortalidad (Appel et al., 1994; T. A. Seimon et al., 2013). 
En 1994, se presentó un brote en África, que causó la muerte del 30% de la población total 
de leones en el Serengueti, siendo este uno de los casos más relevantes en felinos (Fenner et 
al., 2011; Quin et al., 2011; Rossi, 2012). Es importante mencionar que, algunos de los felinos 
silvestres que han sido afectados por el virus, muestran un cambio de comportamiento 
característico, que incluye la pérdida de miedo a las poblaciones humanas; esto se reporta 
debido a avistamientos de individuos infectados cerca de poblados, representado así un riesgo 
para ellos y para la población humana. El caso más conocido, se dio en Rusia en la zona de 
Primorskii Krai; en donde un Leopardo del lejano oriente (Pantera pardus orientalis), se 
acercó a la población, siendo capturado y comprobándose posteriormente que estaba 
infectado por el virus; atribuyendo que, su cambio de comportamiento, su mal estado de salud 
y su baja condición corporal se debían a la infección por distemper canino (Guiserix, Bahi-
Jaber, Fouchet, Sauvage, & Pontier, 2007; Sulikhan et al., 2018). 
También, se conocen casos en Rusia y China, en donde a partir del 2001, se observaron varios 
ejemplares de tigre de Amur (Panthera tigris altaica), con sintomatología nerviosa; por lo 
que en el 2010, se estudiaron individuos con esta sintomatología que murieron o fueron 
asesinados, comprobando la presencia de este virus (Seimon, Miquelle, & Chang, 2013). 
Además de los felinos, ha causado disminución significativa de algunas especies como las 
focas (Phoca vitulina) en Holanda en 1988 y el perro salvaje (Licaon pictus) en África, en 
2002; asimismo, es responsable de que se encuentre en peligro de extinción el hurón de 
 
12 
 
patas negras (Mustela nigripes) (Medina-Vogel, 2010; Rossi, 2012; Van de Bildt et al., 
2002). 
Varios estudios a lo largo de los años demuestran la existencia del virus en ecosistemas en 
todo el mundo, afectando principalmente a individuos que no hayan tenido contacto previo 
con el distemper canino. Se han encontrado e identificado serotipos en África, reconociendo 
así, la semejanza entre las cepas encontradas en leones y hienas en Serengueti, siendo la zona 
de Botswana la de más alta prevalencia, con un 26% en el año 2016 (Chaber et al., 2017; 
Nikolin, Wibbelt, Michler, Wolf, & East, 2012; Quin et al., 2011). 
En América latina, se ha demostrado la presencia de distemper canino en poblaciones de 
carnívoros silvestres; tanto en Brasil como en Costa Rica con prevalencias variables. 
(Avendaño et al., 2016; Furtado et al., 2016). 
Cabe destacar que en varios estudios se ha verificado la presencia del virus sin haber 
observado sintomatología evidente, pudiendo así encontrar individuos que no cursan la 
enfermedad de manera clínica o de la forma típica observada en perros (Avendaño et al., 
2016; Chaber et al., 2017; Furtado et al., 2016; Nikolin et al., 2012). 
Las zonas más estudiadas en felinos silvestres respecto a la enfermedad, son las 
pertenecientes a África, dado que son zonas de mayor riesgo por su abundancia de felinos en 
peligro de extinción y los casos de brotes que han causado muertes masivas. En Uganda, se 
observó una prevalencia de 79% (11/14) en leones de vida libre, En Namibia, se observó una 
prevalencia de 24% (17/70) en guepardos (Acinonyx jabatus). En Botswana,en leones de 
vida libre se obtuvo una prevalencia de 4,8% (1/21); todos estos casos corresponden a grupos 
 
13 
 
de individuos asintomáticos (Alexander et al., 2010; Driciru et al., 2006; Munson et al., 2004; 
Ramsauer, Bay, Meli, Hofmann-lehmann, & Lutz, 2007). 
En Estados Unidos, se evidenció una prevalencia de 2,9% (12/417) en jaguares utilizando la 
técnica de seronutralización. Mientras que en Canadá, en el año 2009, se reportó anticuerpos 
en linces (Lynx canadienses) de vida libre, con un prevalencia del 3% (5/196) y previamente 
en el año 2002, un 33% (2/6) (Biek et al., 2002, Biek et al 2006; Daoust, Mcburney, Godson, 
Bildt, & Osterhaus, 2009). 
En Ecuador, no existen datos acerca de la presencia del virus en felinos silvestres ni en 
ninguna otra especie de mamífero silvestre. Sin embargo, existe evidencia epidemiológica en 
caninos domésticos en el Ecuador, ya que es una enfermedad que se atiende frecuentemente 
en clínicas veterinarias de especies menores, existiendo algunos estudios que demuestran 
una prevalencia aproximada del 66% (101/154) de los caninos muestreados que han acudido 
a un centro de atención veterinaria debido a síntomas que concuerda con el distemper canino 
en ciertas zonas de Quito ( Digangi et al., 2019). 
En el caso de los felinos domésticos (Felis catus), no se han reportado afectación sistémica, 
como es el caso de la presentación característica gastroentérica, respiratoria y/o nerviosa en 
el perro; solo se ha observado titulación positiva para anticuerpos de distemper canino, 
mostrándose asintomáticos, con síntomas muy leves como fiebre ligera y leucopenia 
transitoria; sin embargo, han presentado lesiones cutáneas en coinfección con orthopoxvirus 
(Beineke et al., 2015; Ikeda et al., 2001; Wiener et al., 2013). 
 
 
14 
 
 3.2.2 Taxonomía 
Orden: Mononegavirales 
Familia: Paramyxoviridae 
Género: Morbillivirus 
Especie: Morbillivirus canino 
 (International Committee on Taxonomy of Viruses, 2017). 
 
 3.2.3 Características del virus 
 Es un virus ARN de genoma no segmentado, de una cadena sencilla o simple, con 
polaridad negativa. Es un virus envuelto, pleomórfico de tamaño 150 a 300 nanómetros (nm), 
posee nucleocápside helicoidal simétrica. Su envoltura posee una cubierta de espículas de 
glicoproteína. Este virus se replica en el citoplasma del hospedador, mientras que adquiere 
su envoltura de la membrana celular (Carter et al., 2005; Fenner et al., 2011; Quin et al., 
2011; Stanchi, 2007). 
La estructura genómica del virión está compuesta por dos proteínas de membrana, 
Hemoaglutinina (HA) y proteína de fusión (F); la proteína de matriz (M), la proteína de 
nucleocápside (N) y dos proteínas que integran el complejo ARN polimerasa ARN 
dependiente, la proteína larga (L) y la fosfoproteína (P) (Sarute et al., 2011). 
Los morbillivirus unen sus proteínas (HA) y (F) a las moléculas de activación de linfocitos 
de señalización (MALS), que se encuentran en los linfocitos T y B actuando como receptores 
e ingresan a las células inmunológicas. Los aminoácidos de las MALS y las HA son 
específicos de especie. 
 
15 
 
Las HA son las proteínas más variables del virus del distemper canino, debido a que están 
encargadas del tropismo celular y la especificidad del hospedador; mientras que la proteína 
F, al recibir la señal por un cambio en la proteína HA, media la fusión del virus con la célula 
del hospedador (Kapil & Yeary, 2011; Zhao et al., 2010). La mutaciones en los aminoácidos 
530 y 549 de las HA del virus sugieren ser las causantes del salto entre especies, 
observándose que en algunos casos, el virus con variaciones en estos aminoácidos pueden 
afectar a múltiples especies (Terio & Craft, 2013). 
Debido a que el gen HA es el que le otorga el tropismo celular al virus y confiere le 
variabilidad, también le diferencia al virus en linajes. A causa de la variación genética y el 
polimorfismo de este gen en particular, existen brotes de la enfermedad en poblaciones 
caninas protegidas con la vacuna y en especies silvestres (Cespedes, Carlos, Paulina, & 
Cornejo, 2010; Duque-valencia & Olarte-castillo, 2019). 
Se han reconocido 17 diferentes linajes del virus del distemper canino, de acuerdo al análisis 
de secuencia del gen HA hasta el momento, entre los que se encuentran: Asia-1, Asia-2, Asia-
3, Asia 4, América-1, América-2, América-3, América-4, Ártico, Europeo silvestre, Europeo, 
Africano-1, Africano-2, Rockborn, Sudamericano-1, Sudamericano-2 y Sudamericano 3; 
posiblemente se encuentren más en el futuro (Duque-valencia & Olarte-castillo, 2019; Fenner 
et al., 2011; Gámiz et al., 2011; Woma, van Vuuren, Bosman, Quan, & Oosthuizen, 2010). 
 
 3.2.4 Fisiopatología 
 El virus ingresa al sistema respiratorio del hospedador a través de aerosoles, y se replica 
en los macrófagos y células dendríticas del tracto respiratorio superior después de ser 
 
16 
 
fagocitados, para luego dirigirse a las tonsilas y linfonodos bronquiales tras dos días de la 
infección (Céspedes et al., 2010; Fenner et al., 2011; Quin et al., 2011). 
Luego, se dirige a la sangre entre el segundo y tercer día de la exposición encontrándose en 
los linfocitos B y T infectados, pudiendo provocar fiebre en esta etapa y posteriormente llega 
al timo, linfonodos retrofaríngeos y bazo (Fenner et al., 2011; Quin et al., 2011; Rossi, 2012). 
La replicación viral se produce en los órganos linfáticos, generando de esta manera 
leucopenia, causando inmunosupresión y facilitando infecciones secundarias en el 
hospedador (Quin et al., 2011). El grado de la enfermedad y la velocidad de diseminación a 
otros sistemas como: sistema respiratorio, gastrointestinal y nervioso, dependerán de la 
repuesta del sistema inmune del individuo y la cepa asociada a la infección (Couto & Nelson, 
2010). 
La infección se disemina a través del sistema linfático a los tejidos linfoideos del intestino y 
las células de Kupffer del hígado; los viriones que se formaron en estos sitios, son llevados 
por la sangre causando la segunda viremia y el segundo pico de fiebre; se diseminan a las 
células epiteliales del intestino, vejiga y piel (Fenner et al., 2011). 
Finalmente, llega al sistema nervioso en la mayoría de los animales infectados, presentando 
sintomatología evidente sin respuesta inmune desarrollada. (Couto & Nelson, 2010; Fenner 
et al., 2011). En algunos individuos con una baja respuesta inmunitaria, entre los 9 y 14 días 
se produce viremia masiva y generalmente mueren por fallo multisistémico. En el caso de 
animales con respuesta inmune elevada, el virus se eliminará completamente a los 14 días 
post infección y, en la mayoría de casos, los pacientes no presentarán sintomatología clínica 
(Couto & Nelson, 2010). 
 
17 
 
Durante las primeras semanas de infección, la unión de antígeno con los linfocitos B 
primerizos causa la formación de anticuerpos de tipo IgM e IgD; conforme se vaya 
produciendo la infección, los linfocitos B que ya tuvieron previo contacto con el antígeno, 
empiezan a cambiar estos anticuerpos para formar los anticuerpos de tipo IgG, IgA e IgE, 
este proceso se lo conoce como conmutación de clase o “class switching”, que permite 
aumentar la capacidad del sistema inmune para eliminar el patógeno (Stavnezer, Schrader, 
Stavnezer, & Schrader, 2014). 
 
 
 
18 
 
 3.2.5 Sintomatología 
Tabla 1. Sintomatología por sistema afectado en felinos silvestres 
Sistema afectado Signo y Síntoma Bibliografía 
General 
 
 
 
 
 
 
Digestivo 
 
 
 
 
 
 
 
Respiratorio 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Nervioso 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ocular 
- Decaimiento 
- Pérdida de peso 
- Anorexia 
- Fiebre 
- Adipsia 
- Deshidratación 
 
- Gastroenteritis 
- Diarrea fétida, hematoquécica o 
mucosa 
- Vómitos 
- Tenesmo 
- Intususepsión 
 
- Secresión oculonasal 
- Tos 
- Disnea 
- Traquobronquitis 
- Faringitis 
- Neumonía- Anosmia 
- Tonsilitis 
 
- Hiperestesia 
- Convulsiones (pueden llegar a estado 
epiléptico) 
- Paresia o tetraparesia 
- Mioclonos (con movimientos 
masticatorios) 
- Psialorre. 
- Cambio de comportamiento 
- Rigidez cervical o paraespinal 
- Síntomas vestibulares y cerebelosos 
- Tremores musculares 
 
- Queratoconjuntivitis ulcerativa 
- Conjuntivitis mucopurulenta 
- Pupilas sin respuesta 
- Uveítis 
Appel et al., 1994; Fenner 
et al., 2011; Georoff, 2019; 
Greene, 2012; Quin et al., 
2011; Rossi, 2012; Stanchi, 
2007. 
 
 
 
 
 
Fenner et al., 2011; 
Greene, 2012; Quin et al., 
2011. 
 
 
 
 
 
Couto & Nelson, 2010; 
Ettinger & Edward C. 
Feldman, 2013; Fenner 
et al., 2011; Greene, 
2012; Quin et al., 2011; 
Rossi, 2012; Stanchi, 
2007. 
 
 
 
 
 
Fenner et al., 2011; 
Greene, 2012; Timm C. 
Harder et al., 1995; 
Quin et al., 2011; Rossi, 
2012; Sulikhan et al., 
2018. 
 
 
 
 
 
S. Ettinger & Feldman, 
2007; Greene, 2012; 
Stanchi, 2007. 
 
19 
 
 En la Tabla.1 se indica la sintomatología que los felinos afectados pueden desarrollar, de 
acuerdo al sistema afectado. El periodo de incubación puede ser de hasta 4 semanas 
aproximadamente (Quin et al., 2011). 
La enfermedad puede presentarse de forma aguda o crónica, siendo más común la forma 
aguda en felinos silvestres; en general en aquellos animales que no han desarrollado una 
respuesta inmune previa (Appel et al., 1994; Sulikhan et al., 2018). 
Los sistemas que se afectan principalmente son: el sistema respiratorio, gastrointestinal y 
nervioso; sin embargo, pueden estar comprometidos otros sistemas, dependiendo de la 
severidad de la infección. En felinos silvestres no se han reportado lesiones dérmicas 
pustulares ni hiperqueratosis en pulpejos, como se ha identificado en el perro (Couto & 
Nelson, 2010; Quin et al., 2011; Rossi, 2012). 
La signología nerviosa se observa entre la primera y tercera semana posterior al inicio de los 
síntomas. El distemper canino debe ser un diagnóstico diferencial ante cualquier síntoma 
nervioso general o focal, así no incluyan los síntomas nerviosos comúnmente presentados en 
la enfermedad. Cuando dichos signos y síntomas se desarrollan, el pronóstico es desfavorable 
o malo (Amude, Alfieri, & Alfieri, 2007; Couto & Nelson, 2010; Fenner et al., 2011). En 
felinos, se han notado marcados cambios de comportamiento, como la ausencia de temor al 
acercarse a poblaciones humanas (Sulikhan et al., 2018). 
Existe evidencia de la presencia del virus en gatos domésticos, se han reportado casos 
asintomáticos, pero desarrollan anticuerpos para el distemper canino. Sin embargo, existe 
morbilidad causada por el virus en co-infección con otro agente que es el orthopoxvirus, 
observándose lesiones cutáneas (Ikeda et al., 2001; Wiener et al., 2013). 
 
20 
 
 3.2.6 Diagnóstico 
 El diagnóstico se hace en base a las evidencias clínicas, hallazgos histopatológicos, 
observaciones por diagnóstico de imagen y exámenes de laboratorio serológicos, aislamiento 
viral y moleculares (Couto & Nelson, 2010). 
En exámenes complementarios como el hemograma, se puede observar linfopenia y 
trombocitopenia y menos común, monocitosis. En placas radiográficas de tórax se identifica 
un patrón intersticial o patrón alveolar; en muestras de líquido cefalorraquídeo (LCR), si la 
infección ha llegado hasta el sistema nervioso, puede verse incrementada la concentración de 
proteínas y células mononucleares, incluso en algunos casos puede hallarse antígenos o 
anticuerpos presentes del virus en LCR. El aislamiento viral por este medio, se puede realizar 
únicamente si se ha desarrollado encefalitis (Fenner et al., 2011; Pinotti, 2011). 
Se pueden tomar muestras mediante hisopado conjuntival y de secreciones nasales, muestras 
de sangre tanto para aislamiento viral, pruebas moleculares, como para serología. Se pueden 
realizar análisis histopatológicos de cerebro, vejiga, piel, pulmones y estómago. Hallazgos 
de infiltraciones eosinofílicas en cerebelo y epitelios son característicos de animales con la 
enfermedad (Quin et al., 2011; Rossi, 2012). 
Pruebas de inmunohistoquímica o de inmunofluorescencia en muestras de conjuntiva, 
biopsia de piel en animales vivos o post mortem, resultan útiles en el diagnóstico. (Fenner et 
al., 2011). Las pruebas moleculares son de mayor importancia en la actualidad, debido a su 
alta especificidad y sensibilidad, siendo el PCR en tiempo real el más usado (Nemeth, 
Oesterle, Campbell, Ojkic, & Jardine, 2018; Quin et al., 2011). 
 
21 
 
Adicionalmente, las pruebas serológicas para la identificación de anticuerpos en respuesta a 
la presencia del virus se utilizan de forma rutinaria, estas permiten identificar la etapa de la 
enfermedad en la que un paciente se encuentra, siendo los anticuerpos IgG e IgM los más 
comunes (Couto & Nelson, 2010; Greene, 2012). 
Las ventajas de las pruebas de inmunoensayo, son su alta sensibilidad y especificidad, bajo 
costo, procedimientos rápidos y sencillos y su versatilidad por presentar variedad de 
cromógenos y sustratos (Ochoa, 2012). 
Se han realizado algunos estudios para distemper canino en felinos silvestres utilizando la 
técnica de Elisa, en leones en Japón y en el gato montés (Felis silvestris) en Portugal (Duarte, 
Fernandes, Santos, & Tavares, 2012; Endo, Uema, Miura, Tsukiyama-kohara, & Tsujimoto, 
2004). 
Para el diagnóstico clínico, es de gran importancia conocer si los felinos están o no 
vacunados, la vacunación contra distemper canino en felinos silvestres no es obligatoria, pero 
se recomienda su aplicación cuando existe riesgo de exposición (Información completa sobre 
la vacuna se encuentra en el capitulo de Prevención y control), y la edad (Couto & Nelson, 
2010; Georoff, 2019). En especies de vida silvestre, se ha realizado el diagnóstico mediante 
inmunofluorescencia, Elisa indirecto, RT-PCR, aislamiento viral y neutralización sérica 
(Avendaño et al., 2016; Furtado et al., 2016; Nava et al., 2008). 
Existen grandes diferencias entre cada método, aquellos que identifican la presencia del 
antígeno (RT-PCR, aislamiento viral, Elisa directo) y aquellos que miden los anticuerpos 
(Inmunofluorescencia, Neutralización sérica, Elisa indirecto) en cada método su eficacia se 
ve relacionada con la habilidad de los técnicos a cargo, la integridad de los sustratos y 
 
22 
 
compuestos a usarse, y la toma correcta de la muestra junto con su adecuada conservación 
(Crespo Ortiz, 2000). 
 
 3.2.7 Tratamiento 
 No existe un tratamiento específico para combatir la enfermedad causada por este virus; 
por lo que únicamente se aplica terapia de soporte. Se recomienda el uso de antibióticos para 
combatir las infecciones gastrointestinales y respiratorias secundarias, e incluir fluidoterapia 
para compensar la deshidratación debido a las pérdidas por vómitos y diarrea (Carter et al., 
2005; Fenner et al., 2011; Pinotti, 2011; Quin et al., 2011). Para el control de los síntomas 
respiratorios, se recomienda el uso de expectorantes, nebulización y aplicación de 
antibióticos de amplio espectro (Greene, 2012). 
La administración de multivitamínicos es recomendable, aunque su efecto no esté 
completamente comprobado. La suplementación de complejo B ayuda a reponer las pérdidas 
de estas vitaminas producidas por diarrea, vómito y diuresis, además de estimular el apetito; 
la administración de vitamina A y E también se recomienda, mientras que el uso de la 
vitamina C debe ser moderado o restringido en etapas avanzadas (Céspedes et al., 2010; 
Pinotti, 2011). 
Se recomienda el uso de anticonvulsivantes, tales como benzodiacepinas (Diazepam) para el 
control de las convulsiones en el momento y barbitúricos (Fenobarbital) para el 
mantenimiento y prevención de mioclonos. Los corticoides están contraindicados en el 
transcurso de la enfermedad, debido a que si ya existe daño a nivelnervioso, este exacerbará 
el deterioro ; sin embargo, puede ser utilizado en animales que presenten daño nervioso 
 
23 
 
crónico, una vez superada la enfermedad; como es el caso de la encefalitis del perro viejo 
que suele presentarse como secuela de la enfermedad (Céspedes et al., 2010; Couto & Nelson, 
2010; Greene, 2012; Plum, 2007). Esta terapéutica no ha sido probada con éxito en felinos 
silvestres. 
Existen ciertas pautas de tratamiento que en ocasiones han resultado útiles en caninos; como 
el uso de la Ribavirina (antiviral), la Azatioprina (antiviral) y los lipopolisacaridos de origen 
bacteriano (inmunoestimulador), pero no existe eficacia comprobada en felinos silvestres 
(Céspedes et al., 2010; Pinotti, 2011; Plum, 2007; Sumano & Ocampo, 2006). 
En animales silvestres, resulta más complicado el manejo frente a la enfermedad, por lo que 
el primer paso es la cuarentena, debido al riesgo alto de transmisión a otros individuos. El 
tratamiento de soporte es administrado durante los primeros síntomas; sin embargo, al 
presentarse la fase nerviosa, siendo esta de mal pronóstico, se procede a la eutanasia (Appel 
et al., 1994; Georoff, 2019; T. C. Harder et al., 1996). 
 
 3.2.8 Prevención y control 
 La prevención y el control están enfocados principalmente a la identificación de los 
animales enfermos para aislarlos mediante cuarentena y sanitización (Fenner et al., 2011). 
Existen vacunas para este virus que son eficaces en perros, pero han tenido diversos 
resultados en carnívoros no domésticos. Las vacunas para el distemper canino pueden ser de 
dos tipos: vivas atenuadas (son comúnmente utilizados en perros) y las recombinantes 
vectorizadas de Canary-poxvirus. (Connolly, Thomas, Woodroffe, & Raphael, 2014; Fenner 
et al., 2011; Zhang et al., 2017). 
 
24 
 
La vacuna viva atenuada ha demostrado no tener la eficacia necesaria, en la mayoría de 
carnívoros no-domésticos, la titulación de anticuerpos resulta muy baja o nula; sin embargo, 
aún está sujeta a investigaciones en felinos silvestres (Fenner et al., 2011; Georoff, 2019; 
Sadler et al., 2015). 
La vacuna vectorizada presenta mayor eficacia, generando mayor titulación de anticuerpo 
debido a que pueden presentar una respuesta de tipo celular y humoral simultáneamente 
(Georoff, 2019) 
Actualmente, las vacunas contra distemper canino no son utilizadas como parte del 
calendario vacunal de los felinos silvestres; sin embargo, en países desarrollados se ha 
utilizado la vacuna vectorizada en situaciones de riesgo ante un posible brote de la 
enfermedad; no obstante, se requieren más estudios que garanticen su eficacia y seguridad. 
No se recomiendan como parte de un protocolo sanitario debido a que su eficacia es 
controvertida en algunas especies como los felinos silvestres (Chinnadurai, Kinsel, 
Adkesson, & Terio, 2017; Georoff, 2019; Johnson, Asa, & Baker, 2016; Zhang et al., 2017). 
Existe garantía de una eficaz seroconversión en canidos no domésticos, pandas y mapaches 
con el uso de la vacuna vectorizada (Georoff, 2019). 
Algunas especies como los hurones de patas rojas (Mustela nigripes), los pandas (Ailuropoda 
melanoleuca) y algunos vivérridos que han presentado sensibilidad a la vacuna viva 
atenuada, causando en algunos casos la enfermedad, reacciones anafilácticas y encefalitis 
(Reed-Smith, Lombardy, Winkler, & Kimble, 2011). 
El virus puede permanecer en el ambiente mediante la ayuda de antioxidantes y proteínas 
circundantes, además de poder sobrevivir por semanas a temperatura baja, entre los 0 y 4 °C; 
 
25 
 
sin embargo, es susceptible al calor y a la resequedad. Por lo tanto, la inactivación puede 
realizarse utilizando luz ultravioleta además de ser sensible a los desinfectantes comunes. 
(Greene, 2012). 
Como parte de los protocolos de prevención de la enfermedad, se incluye la limpieza y 
desinfección de los espacios con frecuencia, la desinfección de los insumos y equipo 
utilizados por los cuidadores para el manejo de los animales, control de fauna urbana y 
silvestre en las cercanías de los centros (Céspedes et al., 2010; Georoff, 2019). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
CAPÍTULO IV 
 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 4.1 Materiales 
 Los materiales usados en el estudio se detallan a continuación en la Tabla 2. 
Tabla 2.- Materiales y equipos utilizados en el estudio 
Fases del estudio Materiales Equipos 
Contención del 
animal 
Jeringas con agujas calibre 21G x1 1/2 de 
3ml 
Redes de manejo 
Anestésicos (Xilacina + Ketamina) Guantes de manejo 
Toma, 
conservación y 
transporte de la 
muestra 
Jeringas con agujas calibre 21G x1 1/2 de 
3 a 5 ml. 
Torniquete 
Tubos para muestra sanguínea sin 
anticoagulante de 4 ml 
Cooler 
Guantes de latex Refrigerantes 
Alcohol Centrífuga 
Algodón Gradilla 
Pipetas plásticas Pasteur 
Tubos de microcentrífuga de 2ml. 
Análisis de la 
muestra para IgG 
Placas con pocillos Lector cromatográfico 
Guantes de látex Micropipetas 
Control positivo y negativo 
Puntas plásticas paras micropipetas 
Solución de lavado 
Solución de conjugado 
Solución de sustrato 
Solución de frenado 
Análisis de la 
muestra para IgM 
Placas con pocillos Lector cromatográfico 
Guantes de látex Micropipetas 
Control positivo y negativo Incubadora 
Puntas plásticas paras micropipetas 
Solución de lavado 
Solución de conjugado 
Antígeno preparado 
Solución de sustrato 
Solución de frenado 
 
27 
 
 4.2 Métodos 
 4.2.1 Modalidad y tipo de investigación. 
 Es un estudio observacional de tipo descriptivo y transversal, a conveniencia del 
investigador. 
 
 4.2.2 Factores de estudio. 
 4.2.2.1 Variable dependiente 
Presencia o ausencia de anticuerpos IgG o IgM de distemper canino detectados 
mediante la técnica de Microelisa indirecta. 
En este caso se toman como individuos positivos para el análisis estadístico a aquellos que 
resultaros positivos en la segunda etapa (2019). 
 4.2.2.2 Variables independientes 
- Edad 
- Región 
- Sexo 
- Vacunación a los tigrillos contra el distemper 
- Vacunación a otras especies contra el distemper canino 
- Presencia de perros dentro de las instalaciones 
- Presencia de perros ferales o callejeros en las cercanías 
- Cercanía de los recintos de tigrillos con los recintos de otros felinos. 
- Cercanía de los recintos de tigrillos con recintos de carnívoros no felinos. 
- Distancia del centro con el poblado más cercano 
Los detalles de las variables se encuentran en el Anexo 1. 
 
 
28 
 
 4.2.3 Tamaño de la muestra 
 Existen alrededor de 40 centros de manejo y tenencia de animales silvestres en el Ecuador, 
de los cuales 17 centros mantienen tigrillos en sus instalaciones con un total aproximado de 
75 ejemplares en cautiverio en el Ecuador de acuerdo con los datos de MAE (Ministerio del 
Ambiente del Ecuador; 2017). 
Primera etapa (2017): Se cuenta con 46 muestras de suero sanguíneo de tigrillos, obtenidas 
durante el periodo de julio a diciembre de 2017. Estas muestras provienen de 15 centros que 
fueron parte de proyectos de investigación previos a este (Tabla 3). 
La estructura de este muestreo es la siguiente: 
- En aquellos lugares que tienen más de 5 ejemplares, se decidió muestrear al menos a 
5 de ellos, en algunos casos se logró muestrear a más individuos. 
- En aquellos centros con menos de 5 individuos, se realizó el muestreo a todos los 
animales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
Tabla 3.- Repartición de los tigrillos muestreados en los diferentes centros de tenencia y 
zoológicos en la primera etapa por región (Año 2017). 
Región Centro de 
tenencia y 
manejo 
N° de tigrillos 
muestreados /N° de 
tigrillos en el centro 
Costa 
A 
B 
C 
D 
E 
4/4 
9/20 
4/4 
0/2 
5/6 
Sierra 
F 
G 
H 
I 
2/2 
2/2 
3/4 
3/3 
Amazonía 
J 
K 
L 
M 
N 
O 
2/4 
5/6 
1/1 
1/3 
3/32/2 
Total 15 46/66 
Nota: El numerador representa el número de tigrillos que fueron muestreados por cada centro, mientras que el 
denominador representa el número de animales que cada centro tenía al momento del muestreo. 
 
Segunda etapa (2019): Se realizó un muestreo entre enero a julio de 2019 de aquellos 
tigrillos que resultaron seropositivos en la primera etapa (2017). 
 
 
30 
 
 4.2.4 Características de las unidades experimentales 
 - La primera etapa (2017) está conformada por 46 muestras de suero sanguíneo de 
tigrillos (Leopardus pardalis), mantenidos en cautiverio en 7 centros de rescate y en 8 
zoológicos de las regiones costa, sierra y amazonía del Ecuador, obtenidas durante el periodo 
comprendido entre junio y diciembre de 2017, conservadas a -20 °C, en el laboratorio 
UNIETAR, ubicado en la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad 
Central del Ecuador. 
Los tigrillos a los que pertenecen las muestras son animales de ambos sexos de varias edades 
(entre los rangos jóvenes, jóvenes adultos y gerontes), que se encontraban aparentemente 
sanos. 
Para la segunda etapa (2019), las unidades experimentales fueron todos aquellos individuos 
que resultaron positivos en 2017. 
 
 4.2.4.1 Criterio de inclusión 
Primera etapa (2017): Todos los sueros sanguíneos obtenidos de los tigrillos mantenidos en 
cautiverio en el Ecuador, que se encuentran almacenados en UNIETAR. 
Segunda etapa (2019): Todos los animales que resultaron seropositivos en el primer 
muestreo. 
 
 
31 
 
 4.2.4.2 Criterios de exclusión 
Primera etapa (2017): 
- Cantidad insuficiente de suero sanguíneo 
 
Segunda etapa (2019): 
- Defunción del animal 
- Estado de salud no recomendable para la sedación 
- Animales mantenidos en instalaciones que no permiten el ingreso 
 
 4.2.5 Análisis estadístico 
 Se utilizaron tablas de frecuencia para evaluar la presencia de anticuerpos IgG e IgM para 
el virus del distemper canino. 
Para la determinación de los factores de asociación en relación con la exposición al virus del 
distemper canino, se utilizó la prueba exacta de Chi cuadrado de Pearson o Fisher. La 
elección de los dos test se realizó conforme a los resultados de las tablas de frecuencia, si las 
frecuencias son mayores a 5, se utiliza la prueba de Chi cuadrado de Pearson. Los resultados 
se considerarán estadísticamente significativos cuando p<0.10. 
Para la obtención de los datos necesarios se realizó una encuesta con preguntas generales 
sobre cada centro de tenencia y por cada grupo de felinos, dicha encuesta se realizó al 
encargado del centro. El análisis de los factores de riesgo se realizó de los centros fueron 
 
32 
 
muestreados durante la segunda etapa, tomando en consideración a cada individuo que fue 
muestreado (2019). 
 
 4.2.6 Métodos específicos de manejo del experimento 
 La investigación está dividida en dos etapas: 
- Primera etapa (2017): Se realizó el procesamiento de las muestras de suero 
sanguíneo de tigrillos obtenidos en investigaciones previas, mediante la técnica de 
Microelisa para detección de anticuerpos de distemper canino IgG e IgM. Las 
muestras se tomaron de 46 tigrillos de una población total de 75 tigrillos en cautiverio 
en el Ecuador; estas muestras se han mantenido congeladas en el laboratorio 
UNIETAR de la Universidad Central del Ecuador. 
 
- Segunda etapa (2019): Se tomaron muestras de los individuos positivos 
identificados en la primera etapa; además, se recolectaron datos mediante encuestas 
a los encargados de cada centro de manejo y tenencia. Posteriormente, se realizó el 
procesamiento de las muestras obtenidas en esta etapa y análisis estadístico de los 
factores de asociación. 
 
 4.2.6.1 Contención del animal 
 En cada centro se tomaron las muestras, realizando contención física y/o química previa. 
 
33 
 
Contención física: Se realizó mediante el uso de redes de manejo, se capturó al individuo en 
el recinto, con ayuda de los encargados de cada centro. Existieron casos en donde se tomó la 
muestra únicamente mediante contención física (Herrera, Landa, Gonzales, Camarillo, & 
Gual, 2018). 
Contención química: La contención química se realizó por sedación, utilizando la mezcla 
de dos anestésicos: Ketamina y Xilacina. La Ketamina se utilizó a dosis de 2,5 a 10 mg/Kg 
junto con Xilacina a dosis de 0,3 a 1 mg/Kg, por vía Intramuscular (IM) (Buss & Miller, 
2019; Herrera et al., 2018; Restrepo, 2013). 
 
 4.2.6.2 Obtención y conservación de la muestra 
 Una vez que el animal se encontraba contenido, se realizó la extracción de 3 a 5 ml de 
sangre de una vena que en este caso fue: cefálica, safena o de yugular, se colocó en los tubos 
sin anticoagulante, para posterior centrifugación. El suero obtenido se colocó en tubos de 
microcentrífuga, previamente identificados para transportarlos hasta el Laboratorio 
UNIETAR de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Central del 
Ecuador, en donde se mantuvieron a -20°C hasta el momento de su análisis. 
 
 4.2.6.3 Procesamiento de las muestras 
 El estudio se realizó mediante el procesamiento de las muestras de suero sanguíneo, 
previamente obtenidas de los tigrillos (Leopardus pardalis), mediante la técnica de Elisa 
indirecto (Ensayo inmunoenzimático de captura para la detección y/o cuantificación de IgM 
 
34 
 
e IgG específica frente al virus del distemper canino en suero), que determina la presencia de 
anticuerpos IgG e IgM. 
 
 Procedimiento para Elisa IgG 
 Las pruebas se realizaron mediante el Kit Ensayo inmunoenzimático de tipo indirecto, 
para la detección y/o cuantificación de IgG especificas frente al virus de Moquillo (INGEZIM 
MOQUILLO IgG) del laboratorio INGENASA (Inmunología y genética aplicada SA). 
 
- Se coloca aproximadamente 5 ul de la muestra de cada tigrillo en 500 ul de diluyente 
en un tubo de microcentrífuga por cada muestra. 
 
- Utilizando un pocillo para cada una de las muestras, que previamente poseía el 
antígeno específico del virus, se coloca 100 ul de los sueros diluidos previamente 
preparados. Se cubre cada pocillo y se dejó reposar 10 minutos. 
 
- Posteriormente, se procede a lavar los pocillos, para remover antígenos o anticuerpos 
que no se unieron, es decir, aquellos que formaron la unión se mantendrán en los 
pocillos, el lavado se realiza con una solución de lavado previamente preparado. Este 
procedimiento se realiza 4 veces. 
 
- Una vez lavado, se procede a colocar el anti-anticuerpo ligado a la enzima, que es el 
conjugado que se unirá al complejo antígeno- anticuerpo, la enzima posee un elevado 
 
35 
 
poder catalítico. Se coloca 100 ul se vuelve a cubrir y se deja reposar 10 minutos 
(Ochoa, 2012). Se realiza nuevamente el proceso de lavado 4 veces. 
 
- Finalmente se agrega el sustrato, que será el responsable de causar cambios de color 
si la prueba resulta positiva, se coloca 100 ul se vuelve a cubrir y se espera 5 minutos. 
(Ochoa, 2012; Tortora, Funke, & Case, 2007). 
 
- Se coloca 100 ul de solución de frenado en cada pocillo. 
 
- Se coloca los pocillos en el lector cromatográfico y se obtienen los resultados. 
 
Lectura de resultados: 
La lectura se realizó con a una longitud de onda de 450 nm. Como valor de cada muestra y 
controles se tomó la media aritmética del duplicado. Se realizó la validación del kit con el 
control + y control - conforme a las indicaciones del fabricante: 
- Abs450nmcontrol positivo 1 
- Abs450nm control negativo < 0.2 
 
Interpretación: 
Se consideraron muestras negativas a aquellas cuyo valor de absorbancia fue menor al punto 
de corte ( 0,419) y positivas a aquellas con un valor de absorbancia mayor según las 
siguientes categorías: 
 
36 
 
Títulos bajos: 0,419-0,839; Títulos medios: 0,840- 1,678y Títulos altos: mayores a 1,679 
(Inmunologíay Genética Aplicada, S.A., 2013a). 
 
 Procedimiento para Elisa IgM 
 Las pruebas se realizaron mediante el Kit Ensayo inmunoenzimático de captura, para la 
detección y/o cuantificación de IgM especifica frente al virus de Moquillo (INGEZIM 
MOQUILLO IgM) del laboratorio INGENASA (Inmunología y genética aplicada SA). 
- Se coloca aproximadamente 5 ul de la muestra de cada tigrillo en 500 ul de diluyente 
en un tubo de microcentrífuga por cada muestra. 
 
- Utilizando un pocillo para cada una de las muestras, se coloca 100 ul de los sueros 
diluidos previamente preparados. Se cubre cada pocillo y se coloca en la incubadora 
a 37°C por 15 minutos. 
 
- Posteriormente, se procede a lavar los pocillos, para remover antígenos o anticuerpos 
que no se unieron, es decir, aquellos que formaron la unión se mantendrán en los 
pocillos, el lavado se realiza con una solución de lavado previamente preparado. Este 
procedimiento se lo realizará 4 veces. 
 
- Se añade 100ul de antígeno previamente preparado en relación 1 a 100, se procede a 
cubrirlo y a incubar a 37°C por 15 minutos. Se vuelve a realizar el proceso de lavado 
4 veces. 
 
 
37 
 
- Se coloca 100 ul de conjugado a cada pocillo, se cubre y se procede a incubar por 15 
min a 37° C, y se realiza el proceso de lavado 4 veces. 
 
- Se coloca 100ul de la solución de sustrato, se cubre y se mantiene la reacción por 5 
minutos a temperatura ambiente. 
 
- Se añade 100 ul de solución de frenado a cada pocillo. 
 
- Se coloca los pocillos en el lector cromatográfico y se obtienen los resultados. 
 
 
Lectura de resultados: 
La lectura se realizó con a una longitud de onda de 450 nm. Como valor de cada muestra y 
controles se tomó la media aritmética del duplicado. Se realizó la validación del kit con el 
control + y control - , conforme a las indicaciones del fabricante: 
 
Abs450nm control positivo 0.8 
Abs450nm control negativo < 0.15 
 
Interpretación: 
Se consideraron muestras negativas a aquellas cuyo valor de absorbancia fue menor al 
punto de corte ( 0,295) y positivas a aquellas con un valor de absorbancia mayor, según 
las siguientes categorías: 
Títulos bajos 0,295 – 1.0 y Títulos altos: mayores a 1,1 
 
 
38 
 
(Inmunología y Genética Aplicada, S.A., 2013b). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
CAPITULO V 
 
 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 
 Al momento del muestreo inicial en el año 2017, la población de tigrillos en cautiverio en 
el Ecuador era de 75 individuos aproximadamente, distribuidos en 3 regiones del país. Para 
esta investigación se logró procesar efectivamente muestras del 61,33% (46/75) de la 
población total en cautiverio en el país hasta ese momento (Ministerio del Ambiente, 2017). 
Esta investigación fue realizada en dos etapas: 
En la primera etapa, se analizaron 46 muestras obtenidas de suero sanguíneo de 
ocelotes en cautiverio, recolectadas en el año 2017. De estas muestras, el 69% (32/46) 
fueron positivas para anticuerpos de tipo IgM y no se obtuvieron muestras 
seropositivas para anticuerpos de tipo IgG (0/46); los resultados se observan en la 
Tabla 4. Los individuos al momento del muestreo se encontraban aparentemente 
sanos de acuerdo a sus signos vitales, apariencia general y antecedentes por parte del 
personal del centro. 
 
La segunda etapa, realizada en el año 2019, consistió en la toma de muestras de sangre 
de los 32 animales que tuvieron titulación positiva para IgM identificados 
previamente en la primera etapa (Tabla 4), ya que no se encontraron individuos 
positivos para IgG. Sin embargo, no fue posible tomar muestras de 13 individuos, ya 
que uno de estos había fallecido por obstrucción de vías urinarias y los restantes se 
encuentran en centros que no accedieron a la realización de este estudio. Por tanto, se 
trabajó con 19 animales seropositivos a IgM. De esta forma, en la segunda etapa se 
 
40 
 
obtuvo un total de 47% (9/19) de individuos con titulación positiva para IgM y no se 
encontraron anticuerpos de tipo IgG. Los resultados se observan en la Tabla 5. Los 
individuos al momento del muestreo se encontraban aparentemente sanos de acuerdo 
a sus signos vitales, apariencia general y antecedentes por parte del personal del 
centro. 
 
Se tomaron muestras de 3 tigrillos nuevos durante la segunda etapa que no estaban 
incluidos en la primera etapa, debido a que son individuos recientemente llegados a 
los recintos, por lo que no estaban incluidos en remuestreo que se planificó de acuerdo 
con los resultados de la Tabla 4, de los cuales 1 fue seropositivo para IgM, estos 
individuos no fueron tomados en cuenta para el análisis estadístico del estudio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
41 
 
5.1 Análisis de los resultados obtenidos por centro de tenencia y manejo 
Tabla 4. Resultados de la primera etapa (2017) para determinación por microelisa de 
anticuerpos IgG e IgM para distemper canino en tigrillos por región. 
Región 
Centro de 
tenencia y manejo 
Animales positivos a 
anticuerpos IgG 
Animales positivos a 
anticuerpos IgM 
Costa 
Aa 
Ba 
Ca 
Da 
Ea 
0/3 
0/9 
0/4 
0/1 
0/5 
2/3 
6/9 
4/4 
1/1 
3/5 
Sierra 
Fa 
Ga 
Ha 
Ia 
0/2 
0/2 
0/3 
0/3 
1/2 
2/2 
1/3 
3/3 
Oriente 
J 
Ka 
La 
M 
Na 
Oa 
0/2 
0/5 
0/1 
0/1 
0/3 
0/2 
0/2 
4/5 
1/1 
0/1 
2/3 
2/2 
Total 15 0/46 32/46 
Nota: Las letras mayúsculas representan a cada uno de los centros muestreados que por cuestión de confidencialidad no se colocan los 
nombres. El numerador indica el número de animales positivos a cada examen y el denominador representa el número de animales 
muestreados en cada centro. 
(a)Centros de manejo, tenencia y zoológicos que entran en la segunda etapa de muestreo por tener individuos positivos. 
 
 
 
 
 
42 
 
Tabla 5. Resultados de la segunda etapa (2019) para determinación por Microelisa de 
anticuerpos IgG e IgM de distemper canino en tigrillos por región. 
Región 
Centro de tenencia y 
manejo 
Animales positivos a 
anticuerpos IgG 
Animales positivos a 
anticuerpos IgM 
Costa 
B 
C 
E 
0/3 
0/4 
0/2 
3/3 
3/4 
0/2 
Sierra 
F 
G 
I 
0/1 
0/1 
0/2 
0/1 
0/1 
0/2 
Oriente 
K 
N 
O 
0/4 
0/1 
0/1 
3/4 
0/1 
0/1 
Total 13 0/19 9/19 
Nota: El numerador indica el número de animales positivos a cada examen y el denominador representa el 
número de animales muestreados en cada centro. 
 
Es importante mencionar que los animales se encontraban aparentemente sanos al momento 
del examen clínico y sin antecedentes de signos compatibles con esta enfermedad u otras, 
conforme lo indican los responsables de los centros; demostrando que, estos individuos 
presentan anticuerpos, sin mostrar desarrollo aparente de la enfermedad. 
En estudios previos, se ha observado una prevalencia para distemper del 4% en ocelotes de 
vida libre en Costa Rica, mediante la detección por PCR en heces (Avendaño et al., 2016). 
En Brasil, se encontró una prevalencia del 18% en ocelotes de vida libre, mediante la técnica 
de sero-neutralización; mientras que, en un estudio previo en ese país, no se encontró ningún 
 
43 
 
ejemplar positivo (Furtado et al., 2016; Nava et al., 2008). En Panamá, tampoco encontraron 
ejemplares positivos mediante la misma técnica (Franklin et al., 2008). En Bolivia, se 
observó prevalencia del 70% (7/10) en ocelotes de vida libre, siendo la más alta para 
Latinoamérica (Fiorello, Noss, Deem, Maffei, & Dubovi, 2007). 
En el presente estudio, se obtiene una seroprevalencia de 54% (25/46) en la primera etapa y 
de 47% (9/19) en la segunda etapa, siendo estas prevalencias mayores que las encontradas en 
los estudios mencionados, con excepción del estudio de Fiorello (2007) en Bolivia. La 
diferencia fundamental con los estudios antes descritos radica en que los ocelotes de esta 
investigación están en cautiverio y no en vida libre. Esto