CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO

Vista previa del material en texto

1 
 
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA 
Portada 
IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN 
PSITÁCIDOS DEL ‘‘CENTRO DE RESCATE NARAYANA’’ 
CHONGON-ECUADOR 
TESIS 
 
TRABAJO DE TITULACION PRESENTADO COMO REQUISITO PARA LA 
OBTENCION DE TÍTULO DE MÉDICO VETERINARIO 
 
SALUD PÚBLICA 
LINEA DE INVESTIGACIÓN VET10 
 
 
AUTOR 
CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO 
 
TUTOR 
DRA. PIÑA PAUCAR ANA LUCIA MSc. 
 
GUAYAQUIL – ECUADOR 
2023 
2 
 
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA 
 
APROBACIÓN DEL TUTOR 
 
Yo, PIÑA PAUCAR ANA LUCIA, docente de la Universidad Agraria del 
Ecuador, en mi calidad de Tutor, certifico que el presente trabajo de titulación: 
IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN 
PSITÁCIDOS DEL ‘‘CENTRO DE RESCATE NARAYANA’’ CHONGON-
ECUADOR, realizado por el estudiante CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO; 
con cédula de identidad N°1726298035 de la carrera MEDICINA 
VETERINARIA, Unidad Académica Guayaquil, ha sido orientado y revisado 
durante su ejecución; y cumple con los requisitos técnicos exigidos por la 
Universidad Agraria del Ecuador; por lo tanto se aprueba la presentación del 
mismo. 
 
Atentamente, 
 
-------------------------------- 
Dra. Ana Lucia Piña Paucar MSc. 
Guayaquil, 13 febrero 2023 
 
 
 
3 
 
 
UNIVERSIDAD AGRARIA DEL ECUADOR 
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA 
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA 
 
APROBACIÓN DEL TRIBUNAL DE SUSTENTACIÓN 
Los abajo firmantes, docentes designados por el H. Consejo Directivo como 
miembros del Tribunal de Sustentación, aprobamos la defensa del trabajo de 
titulación: ‘‘IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS GASTROINTESTINALES EN 
PSITÁCIDOS DEL ‘‘CENTRO DE RESCATE NARAYANA’’ CHONGON - 
ECUADOR’’, realizado por el estudiante CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO, 
el mismo que cumple con los requisitos exigidos por la Universidad Agraria del 
Ecuador. 
Atentamente, 
 
----------------------------------------- 
Mvz, Viviana Tapay Mendoza, MSc. 
PRESIDENTE 
 
 
---------------------------------------- 
Mvz, Ricardo Vélez Saeteros, MSc. 
EXAMINADOR PRINCIPAL 
 
 
---------------------------------------- 
Mvz, Maria Emén Delgado, MSc. 
EXAMINADOR PRINCIPAL 
 
 
 
---------------------------------------- 
Dra, Ana Lucia Piña Paucar MSc. 
EXAMINADOR SUPLENTE 
 
Guayaquil, 08 de Mayo de 2023 
4 
Dedicatoria 
Este logro le dedico a mi madre, Gladys 
Chinlle, ya que es ejemplo de persona, todo lo 
que soy se lo debo a ella y el apoyo 
incondicional que siempre me ha dado. 
A mi Tía, Blanca Chinlle por todo el apoyo 
para seguir adelante. 
A mi matriamiga, Angenis De La Cruz, quién 
fue un gran apoyo durante todo el tiempo a 
pesar de la distancia. 
A mi amiga y futura colega, Darla Benites, que 
desde el pre fue una amistad de las buenas, 
alentándonos a no rendirnos y continuar hasta 
cumplir nuestras metas. 
Y a mis michis, Isaac, Bella, Skye, Garnett y 
Oliver que diariamente estuvieron presentes 
en todo el proceso como estudiante. 
 
 
5 
 Agradecimiento 
En primera instancia a Dios porque sin el 
nada hubiera sido posible. 
También a la Dra. Ana Piña, su paciencia, 
guía y ayuda en todo el proceso de Titulación 
el cual no hubiera logrado sin usted. 
Y a todos los docentes, por compartir sus 
conocimientos. 
 
 
6 
Autorización de Autoría Intelectual 
Yo, CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO, en calidad de autor del proyecto 
realizado, sobre ‘‘IDENTIFICACIÓN DE PARÁSITOS 
GASTROINTESTINALES EN PSITÁCIDOS DEL ‘‘CENTRO DE RESCATE 
NARAYANA’’ CHONGON-ECUADOR’’ para optar el título de MEDICO 
VETERINARIO, por la presente autorizo a la UNIVERSIDAD AGRARIA DEL 
ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me pertenecen o parte de 
los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de 
investigación. Los derechos que como autor me correspondan, con excepción 
de la presente autorización, seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con 
lo establecido en los artículos 5, 6, 8; 19 y demás pertinentes de la ley 
Propiedad Intelectual y su Reglamento. 
 
Guayaquil, 08 de Mayo de 2023 
 
 
--------------------------------------------------- 
CHUSIN CHINLLE BRYAN RODRIGO 
C.I. 1726298035 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
Índice general 
Aprobación del tutor ........................................................................................... 2 
Aprobación del tribunal de sustentación ............................................................. 3 
Dedicatoria ......................................................................................................... 4 
Agradecimiento .................................................................................................. 5 
Autorización de Autoría Intelectual ..................................................................... 6 
Índice general ..................................................................................................... 7 
Índice de tablas .................................................................................................. 9 
Índice de figuras ............................................................................................... 10 
Resumen .......................................................................................................... 12 
Abstract ............................................................................................................ 13 
1. Introducción ............................................................................................... 14 
1.1 Antecedentes del problema .................................................................... 14 
1.2 Planteamiento y formulación del problema ............................................. 15 
1.3 Justificación del problema ....................................................................... 16 
1.4 Delimitación del problema ....................................................................... 17 
1.5 Objetivo general ...................................................................................... 17 
1.6 Objetivo específicos ................................................................................ 17 
1.7 Hipótesis ................................................................................................. 17 
2. Marco teórico ............................................................................................. 18 
2.1. Estado del Arte .................................................................................... 18 
2.2. Bases teóricas ..................................................................................... 20 
2.2.1 Los psitácidos ................................................................................... 20 
2.2.2 Parásitos gastrointestinales en psitácidos ........................................ 27 
2.2.2.1 Nematodos .................................................................................... 28 
2.2.2.2 Capillaria ........................................................................................ 29 
2.2.2.3 Ascaridia ........................................................................................ 30 
2.2.2.4 Cestodos ........................................................................................ 31 
2.2.2.5 Protozoarios ................................................................................... 32 
2.2.2.6 Giardia ........................................................................................... 33 
2.2.2.7 Raillietina ....................................................................................... 34 
2.2.2.8 Trematodos .................................................................................... 36 
2.2.2.9 Coccidio ......................................................................................... 36 
8 
2.2.2.10Amebas ........................................................................................ 37 
2.2.2.11 Entamoeba coli ............................................................................ 37 
2.2.2.12 Entamoeba histolytica .................................................................. 38 
2.3. Marco legal .......................................................................................... 39 
3. Materiales y Métodos ................................................................................. 44 
3.1 Enfoque de la investigación ................................................................ 44 
3.2 Metodología ........................................................................................ 44 
3.2.1 Variables ....................................................................................... 44 
3.2.2 Recolección de datos ................................................................... 45 
3.2.3 Métodos y técnicas ....................................................................... 46 
3.2.4 Análisis estadístico ....................................................................... 51 
4. Resultados ................................................................................................. 52 
5. Discusión ................................................................................................... 65 
6. Conclusión ................................................................................................. 67 
7. Recomendaciones ..................................................................................... 69 
8. Referencias ................................................................................................ 70 
9. Anexos ....................................................................................................... 75 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
Índice de tablas 
Tabla 1. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales observados en 
la primera toma de muestras. ........................................................................... 52 
Tabla 2. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales observados en 
la segunda toma de muestras. ......................................................................... 53 
Tabla 3. Casos positivos y negativos en la población total de aves psitácidas 
del centro de Rescate Narayana. ..................................................................... 54 
Tabla 4. Casos positivos según la presencia de parásitos presentes en el 
Centro de Rescate Narayana. .......................................................................... 54 
Tabla 5. Casos positivos de parásitos gastrointestinales según la especie de 
psitácidos en la primera toma de muestras. ..................................................... 55 
Tabla 6. Casos positivo de parásitos gastrointestinales según la especie de 
psitácidos en la segunda toma de muestras. ................................................... 57 
Tabla 7. Manejo realizado en el primer recinto (papagayo y loro). ................... 59 
Tabla 8. Manejo realizado en el segundo recinto (loro). ................................... 61 
Tabla 9. Manejo realizado en el tercer recinto (pericos). .................................. 63 
 
 
 
 
 
 
10 
Índice de figuras 
Figura 1. Clasificación morfológicas de los parásitos en aves. ........................ 75 
Figura 2. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales observados en 
la primera toma de muestras. ........................................................................... 75 
Figura 3. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales observados en 
la segunda toma de muestras. ......................................................................... 76 
Figura 4. Casos positivos y negativos en la población total de aves psitácidas 
del “Centro de Rescate Narayana”. .................................................................. 77 
Figura 5. Casos positivos según la presencia de parásitos presentes en el 
“Centro de Rescate Narayana”. ........................................................................ 77 
Figura 6. Casos positivos de parásitos gastrointestinales según la especie de 
psitácidos en la primera toma de muestras. ..................................................... 78 
Figura 7. Casos positivo de parásitos gastrointestinales según la especie de 
psitácidos en la segunda toma de muestras. ................................................... 79 
Figura 8. Inventario de la población de aves psitácidas del “Centro de Rescate 
Narayana”......................................................................................................... 79 
Figura 9. Preparación del recinto para la recolección de muestras de heces. . 80 
Figura 10. Muestra de hisopado de las aves psitácidos del “Centro de Rescate 
Narayana” primera toma. ................................................................................. 80 
Figura 11. Recolección de muestra de heces primera toma. ........................... 81 
Figura 12. Muestra de hisopado de las aves psitácidos del “Centro de Rescate 
Narayana” segunda toma. ................................................................................ 81 
Figura 13. Recolección de muestra de heces segunda toma. .......................... 82 
Figura 14. Procesamiento de las muestras de heces en el laboratorio. ........... 82 
11 
Figura 15. Tinción y análisis de frotis ............................................................... 83 
Figura 16. Análisis de las muestras por flotación. ............................................ 83 
Figura 17. Análisis de las muestras por sedimentación. .................................. 84 
Figura 18. Eimeria sp. ...................................................................................... 84 
Figura 19. Diphyllobothrium sp. ........................................................................ 85 
Figura 20. Giardia sp. ....................................................................................... 85 
Figura 21. Entamoeba coli................................................................................ 86 
Figura 22. Entamoeba histolytica. .................................................................... 86 
Figura 23. Estudio coproparasitarios por método de Concentración y Baerman
 ......................................................................................................................... 87 
Figura 24. Estudio coproparasitarios por método de fresco "hisopado". .......... 88 
 
 
 
 
12 
Resumen 
 El presente estudio tiene como objetivo, la identificación de parásitos 
gastrointestinales en psitácidos del “Centro de Rescate Narayana” Chongon – 
Ecuador. Las muestras recolectadas por hisopado y las haces obtenidas de los 
lugares cubiertos de plástico dos veces con un intervalo de 21 días entre cada 
toma de muestra y se procesaron con las técnicas de Fresco – Teñido, 
Concentración y Baerman, para su siguiente observación de parásitos como: 
Eimeria sp., Diphyllobothrium sp., Entamoeba coli., Entamoeba histolytica., y 
Giardia sp., se identificó en el 100% de la población la presencia de parásitos, 
teniendo mayor cantidad en el género Eimeria sp., con un 67,5% de aves 
positivas, continuando el Entamoeba coli., con el 55%, Entamoeba histolytica 
con 40% y en menor cantidad el Diphyllobothrium sp. con 20% y Giardia sp., 
con 10% de casos positivos. 
 Palabras claves: psitácidos, parásitos, gastrointestinal, silvestre. 
 
13 
Abstract 
 The present study has as objective, the identification of gastrointestinal 
parasites in psitacidae of the "Narayana Rescue Center" Chongon - Ecuador. 
The samples collected by swabbing and the bundles obtained from the plastic 
covered places twice with an interval of 21 days between each sampling and 
were processed with the techniques of Fresh - Dye, Concentrationand 
Baerman, for the following observation of parasites such as: Eimeria sp., 
Diphyllobothrium sp., Entamoeba coli., Entamoeba histolytica., and Giardia sp., 
it was identified in 100% of the population the presence of parasites, having 
greater quantity in the genus Eimeria sp., with 67.5% of positive birds, 
continuing Entamoeba coli., with 55%, Entamoeba histolytica with 40% and in 
smaller quantity Diphyllobothrium sp. with 20% and Giardia sp., with 10% of 
positive cases. 
Keywords: psittacidae, parasites, gastrointestinal, wild. 
 
 
14 
1. Introducción 
1.1 Antecedentes del problema 
 
 Una de las causas primordiales para la perdida de la biodiversidad del 
Ecuador es el tráfico ilegal de la fauna silvestre, con una disminución en las 
poblaciones naturales de los animales. En Ecuador según los últimos registros 
existen 1673 especies de aves con una mayor concentración en los bosques 
tropicales del país, según el Libro rojo de las aves del Ecuador se reportan 245 
especies en amenaza: 16 especies en Peligro Crítico, 47 especies en categoría 
de Peligro, 98 Vulnerables, 70 Casi Amenazada y 14 con datos insuficientes 
donde los Psitaciformes tienes más especies incluidas en las mayores 
categorías de amenaza. (Jácome, 2017) 
 Los psitácidos conocidos como: pericos, papagayos o loros son aves con 
distintivo de tener cuerpos compactos, cuello corto, cabeza redonda con un 
pico fuerte y ganchudo donde la punta maxila sobresale de la mandíbula 
inferior, sus patas son denominadas ‘‘patas zigodáctilas’’ por presentar dos 
dedos enderezados al frente y otros dos hacia atrás. Estas aves también son 
reconocidas por el ruido, vocalizaciones especiales y por lo llamativo de sus 
patrones de colores (Sáenz, 2018). 
 Las aves silvestres portan parásitos intestinales de manera común en la 
vida silvestre, pero estos no tienden a generar enfermedades. El momento en 
que las aves silvestres son expuestas a condiciones de estrés ya sea por el 
transporte o cautividad los parásitos que estos poseen de manera natural sin 
15 
presentar procesos patológicos se reproducen de manera descontrolada 
llegando a mostrar signología y enfermedad intestinales (Ross, 2016) 
 Los parásitos gastrointestinales más usuales en psitácidos según 
(Villanueva) en 2018 son los protozoos (Atoxoplasma spp., Isospora sppp., 
Cryptosporidium spp., Toxoplasma gondii, Giardia spp., Cochlosoma spp. y 
Trichomonas spp) también se ha detectado algunos tipos de Helmintos de 
menor incidencia en las aves psitácidas pero la giardiosis y criptosporidiosis 
toman mayor relevancia por el potencial zoonótico. 
1.2 Planteamiento y formulación del problema 
 
1.1.1. Planteamiento del problema 
 Los Psitácidos tienen una vulnerabilidad en su población causada por la 
cacería, tráfico ilegal y perdida de su hábitat, llegan a ser capturadas por lo 
llamativo de tu plumaje, la capacidad de adaptación a la presencia humana 
junto con la imitación de sonidos llega a ser preferidos para comerciantes 
ilegales de fauna silvestre. 
 Las patologías en fauna silvestre son poco abordadas, ignorando el riesgo 
zoonótico al que se exponen las personas que tienen contacto con estas aves, 
también tomando en cuenta que estando en cautiverio existe la posibilidad de 
que sufran de estrés, volviendo susceptible a los agentes patógenos y al 
momento de ser reintroducidos a las poblaciones silvestres se aumenta el 
riesgo epidemiológico, son pocas las investigaciones para identificar los 
parásitos gastrointestinales y los vectores presentes en la transmisión que 
16 
pueden llegar a provocar lesiones, anorexia, diarrea, problemas reproductivos, 
pérdida de peso, muerte en casos graves y disminución del estado inmunitario. 
1.1.2. Formulación del problema 
 ¿Cuál es la importancia de llevar a cabo exámenes coproparasitarios en 
las aves psitácidas silvestres cautivas en el “Centro de Rescate 
Narayana”? 
 ¿Por qué se tiene que evaluar el manejo de las aves psitácidas 
silvestres del “Centro de Rescate Narayana”? 
1.3 Justificación del problema 
 
 La identificación de los parásitos gastrointestinales de los centros de rescate 
y los vectores que favorecen la transmisión de los estadios infectivos es 
primordial, para que sirva como referencia a los responsables del centro de 
rescate Narayana, al conocer la correlación parásito – hospedador con ello se 
implemente programas de control y prevención oportuna minimizando los 
efectos negativos sobre la salud de los animales, mejorar la calidad de vida en 
cautiverio y conservación de especies, de igual forma evitar la zoonosis 
parasitaria de trabajadores o visitantes. 
 El presente trabajo de investigación tuvo como objetivo la determinación de 
los parásitos gastrointestinales en los psitácidos, la información recopilada 
puede ser utilizada por los médicos veterinarios o encargados de los centros de 
rescate como guía para la implementación de protocolos de desparasitación. 
 
17 
1.4 Delimitación del problema 
 
 Espacio: El actual estudio se realizó en el Centro de Rescate 
‘‘Narayana’’ ubicado al oeste del Cantón Guayaquil, parroquia Chongón, 
Calle 2da. 
 Tiempo: La recolección de muestras con su respectivo análisis de 
laboratorio se efectuó con una duración de dos meses. 
 Población: En el estudio se tomó en cuenta a la totalidad de la 
población de aves psitácidas existentes y los que ingresaron en el 
tiempo que duro la investigación. 
1.5 Objetivo general 
 Determinar los parásitos gastrointestinales en los psitácidos del “Centro de 
Rescate Narayana”. 
1.6 Objetivo específicos 
 
 Categorizar los tipos de parásitos gastrointestinales en los psitácidos del 
“Centro de Rescate Narayana”. 
 Establecer la prevalencia de los parásitos en los psitácidos del “Centro 
de Rescate Narayana”. 
 Caracterizar el manejo de los psitácidos silvestres del “Centro de 
Rescate Narayana”. 
1.7 Hipótesis 
 Los psitácidos del “Centro de Rescate Narayana” que están en cautiverio 
presentan parásitos gastrointestinales. 
18 
2. Marco teórico 
2.1. Estado del Arte 
 En el estudio de Crespo-Gascón. et all, (2022) ‘‘El tráfico Nacional de Fauna 
Silvestre incluye especies amenazadas: Un estudio descriptivo en Manabí 
(Ecuador)’’ rebeló que las aves son los especímenes más confiscados y en 
frecuencia las Psittaciformes obteniendo el 82,3% del total de aves 
confiscadas, 39,7% aves con la categoría de nacionales de amenaza y 31,3% 
en riesgo según la Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza. 
 En el estudio de (Vinueza Barroso, 2022) ‘‘Determinación de parásitos 
gastrointestinales y hemoparásitos en aves del orden psittaciformes de la 
fundación ecológica rescate Jambelí en la provincia de Santa Elena’’ se obtuvo 
que los parásitos gastrointestinales identificados en las muestras fecales fue 
Capillaria sp., Ascaridia sp., y Trichostronggylus sp., con una mayor incidencia 
en el tiempo del estudio, con el 92% de casos positivos Capillaria sp., Ascaridia 
sp., con el 44% y Trichostrongylus sp, el 4% de los casos., en el mismo estudio 
no se encontró parásitos que posean la capacidad de infectar personas. 
 Según el estudio de (Sciabarrasi A. , 2020) ‘‘Parásitos gastrointestinales 
hallados en Psitácidos de los géneros Amazona sp., Ara sp. Aratinga sp. 
Forpus sp. e Híbridos de Guacamayos de la Estación Biológica La Esmeralda, 
Santa Fe, Argentina’’ encontraron alta presencia parasitaria en psitácidos 
provenientes del tráfico ilegal, siendo de alta prevalencia los protozoos y 
nematodos, también se reconocieron al parásito Raillietina spp, que se 
caracteriza por el potencial zoonótico llegando a ser de peligro para las 
personas que interactúen con las aves portadoras del parásito. 
19 
 En la publicación de Gómez-Cortes y Jiménez-Rocha (2019) ‘‘Estudio 
preliminar de parásitos gastrointestinalesen la lapa roja (Ara macao), en cuatro 
centros de manejo de fauna silvestre de Costa Rica’’ de 138 muestras, 116 
muestras resultaron positivas, se identificó a cuatro especies de parásitos, 
Nematodos (Ascaridia galli y Capillaria spp.), Protozoarios (Giardia duodenalis 
y ooquistes de coccidios), de los cuales el zoonótico es la Giardia duodenalis 
que estaba presente en 95 de las 138 muestras. 
 Berkunsky et al. (2019) en la investigación denominada ‘‘Gastrointestinal 
parasites of wild blue-fronted amazons in Chaco, Argentina’’ encontraron de las 
muestras analizadas al menos un polluelo presentaba parásitos, entre los más 
usuales están los coccidios (Eimeria sp), flagelados (Giardia sp) y helmintos 
(Ascaridia sp y Capillaria sp), a comparación de otros estudios donde la 
prevalencia es menor en las especies en libertad, esto se relaciona al método 
por el cual las muestras de este estudio fueron recolectadas, al ser de forma 
seriada se amplió la posibilidad de revelar huevos y ooquistes en los diferentes 
estadios de los parásitos. 
 En el estudio de (Rodríguez, 2019) ‘‘Prevalencia de cestodos encontrados, a 
través de los reportes de necropsia, de las especies Amazona autumnalis, 
Amazona albifrons, Pionus senilis y Ara macao, en asociación de rescate y 
conservación de la vida silvestres (ARCAS), Peté, Febrero a Julio 2016’’ 
mediante los registros de ARCAS en febrero y julio del 2016 se registraron 55 
necropsias en psitácidos donde 11 casos, la atribución de la causa de muerte 
se dio por la infestación de cestodos intestinales con la prevalencia de 
Raillietina echinothrida fue de 82% y de Raillietina teragona de 18%. 
20 
2.2. Bases teóricas 
2.2.1 Los psitácidos 
 Los psitácidos son de las aves más bellas por sus característicos colores, 
morfología y comportamiento donde sus especies conservan similitud en pico, 
pies y plumas, dificultando su clasificación con características fenotípicas, el 
tamaño varia desde los 9 centímetros a 1 metro, poseen plumaje llamativo, la 
capacidad de estas aves en aprendizaje y vocalización junto con actitud 
carismática, se convierten en especies expuestas al comercio ilegal de fauna 
silvestre. (Correa A. S., 2019) 
 Los psitácidos se diferencian de otras familias de aves mediante el análisis 
de la estructura de los pies y pico, las extremidades inferiores de los loros son 
zigodáctilos esto se refiere a que dos de sus cuatro dedos son proyectados 
hacia delante y los últimos dos están hacia atrás, mediante esta característica 
pueden trepar las cortezas de árboles, agarrarse con firmeza y la manipulación 
de frutas y semillas, el resto de las aves son anisodáctilas en otras palabras 
tienen los tres dedos proyectados hacia delante y uno atrás. Otro rasgo 
característico de los Psitácidos es su pico fuerte con forma de gancho con 
curva marcada y uniforme, la mandíbula inferior posee crestas filosas que junto 
con su lengua especializada en manipulación llega a sostener semillas 
mientras utiliza el borde cortante como cincel, de esta manera parte frutos y 
abre semillas. (Correa A. S., 2019) 
 Cada especie de psitácidos que se encuentran en cautiverio tienen 
necesidades diferentes, por su tamaño, capacidad o no de volar, socialización 
con otras aves e interacción con el cuidador. El tipo de jaula tiene que poseer 
21 
sus accesorios, bebederos, comederos, perchas, juguetes para distraer al ave 
ya que estas ayudan a liberar el estrés. La malla de la jaula tiene que ser 
proporcional para evitar el ingreso de roedores u otras aves, de material 
galvanizado y con pintura libre de plomo. (Sciabarrasi & Velasco, 2020) 
 La sanidad de los psitácidos es importante en todos los elementos dentro 
del recinto, revisando todos los rincones en los cuales se pueden esconder 
parásitos que pueden afectar al ave, limpiar los bebederos y bañera evitando el 
crecimiento de algas. (Sciabarrasi & Velasco, 2020) 
 Guacamayo azul y amarillo 
Reino: Animal 
Subreino: Metazoos 
Tipo: vertebrados 
Clase: Aves 
Subclase: Neognatos 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Especie: Ara ararauna 
(Herrera & Pineda Maldonado, 2015) (Vinueza Barroso, 2022) 
 Guacamayo azul y amarillo o Ara ararauna o simplemente ararauna es uno 
de los guacamayos de mayor dimensión con 86 o 88 cm, en la frente se 
visualiza un verde que se difumina en azul claro de la cabeza a la nuca, 
22 
teniendo las bridas y mejillas de piel desnuda blanca con algunas tenues 
estrías negras. En general toda la parte superior junto con las alas y cola son 
de un color azul claro a diferencia del cuello, pecho, vientre, abdomen y parte 
inferior de las alas y cola son de color amarillo intenso. Está catalogado en Casi 
Amenazada (Ravazzi & Conzo, 2016) 
 Guacamayo escarlata 
Reino: Animal 
Subreino: Metazoos 
Tipo: vertebrados 
Clase: Aves 
Subclase: Neognatos 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Especie: Ara macao 
(Herrera & Pineda Maldonado, 2015) (Vinueza Barroso, 2022) 
 Ara macao o Guacamayo Escarlata clasificado en la lista nacional de aves 
en Casi Amenazado se lo suele encontrar en los bosques húmedos tropical 
amazónico como en las provincias de Orellana, Pastaza y Sucumbíos, está ave 
no es endémica del Ecuador. Posee una longitud promedio de 90 centímetros 
con un peso corporal de hasta 1.5 kg, presenta coloración blanca sin plumas y 
23 
piel rugosa alrededor de los ojos y mejillas. (Herrera & Pineda Maldonado, 
2015) 
 Perico cachetigris 
Reino: Animal 
Subreino: Metazoos 
Tipo: vertebrados 
Clase: Aves 
Subclase: Neognatos 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Especie: Brotogeris pyrrhoptera 
(Vinueza Barroso, 2022) 
 El Brotogeris pyrrhoptera o perico cachetigris mide entre 19 y 20,5 
centímetros. Poseen un plumaje verde, con reflejos amarillentos en partes 
inferiores, la corona de un color verde azulada frente ploma, cara y a los lados 
del cuello de un gris ceniza, cobertoras primarias de azul penetrante, 
cobertoras secundarias y axiales del ala anaranjadas, en el pico como en el 
anillo orbital son blanquecinos, el iris café oscuro y las patas con un tono 
rosado pálido. (Veintimilla, 2015) 
 
 
24 
 Perico caretirrojo 
Reino: Animal 
Subreino: Metazoos 
Tipo: vertebrados 
Clase: Aves 
Subclase: Neognatos 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Especie: Psittacara erythrogenys 
(Vinueza Barroso, 2022) 
 Psittacara erythrogenys o perico caretirrojo se la puede encontrar en 
bosques húmedos, desiertos con poca vegetación o en áreas de cultivo, por 
debajo de los 1500 metros de altura. (Fierro Calderón & Fierro Calderon, 2020). 
El perico puede una longitud aproximada de 33 – 35,5 centímetro, su peso 
estimado es 100 gramos, está catalogado por la Unión Internacional para la 
Conservación de la Naturaleza en Casi amenazado, pertenece según el CITES 
‘‘La Convención sobre el Comercio Internacional de Especies Amenazadas de 
Fauna y Flora Silvestre’’ al apéndice II, este perico tiene su distribución 
geográfica en Ecuador y Perú, cuenta con un plumaje básico verde, la cara es 
de color rojo con una línea roja curva en las ajas y cierta plumas en proximidad 
a la cara, estos no presentan esta coloración rojiza en los primeros meses. El 
25 
pico de color hueso pálido, cola larga y puntiaguda. (Murillo, Mendoza, Vento, & 
De la Puente, 2017) 
 Perico Aliamarillo 
Reino: Animal 
Subreino: Metazoos 
Tipo: vertebrados 
Clase: Aves 
Subclase: Neognatos 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Especie: Brotogeris versicolurus 
(Lepage, 2022) 
 En los registros su longitud esta entre 21,5 – 25 centímetros, el peso va 
entre 70 – 100 gramos y la Unión Internacional para la Conservación de la 
Naturaleza lo cataloga en Preocupación Menor. El color del plumaje que 
recubre la mayor parte de su cuerpo es de color verde, sus alasde plumaje 
amarillo, azul y blanco que se pueden visualizar al momento del vuelo. Esta 
especie habita en áreas de bosques nublados, sub-andinos y andinos. (Murillo, 
Mendoza, Vento, & De la Puente, 2017) (Botero Delgado & Páez, 2011) 
 
 
26 
 Loro cabeciazul 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Género: Pionus 
Especie: Pionus menstruus 
(Lepage, 2022) 
 Este loro tiene una media en porte de 28 centímetros. Cuenta con la 
cabeza, cuello de color azul con una franja roja en la zona de la garganta, el 
plumaje de la zona de las orejas es de un negro opaco, su pico es oscuro con 
una mancha roja en la base. Pertenece según el CITES al apéndice II, estos 
habitan en los bosques tropicales de tierras bajas, bosques lluviosos, zonas 
subtropicales, plantaciones y áreas cultivadas. (Cantún Guzmán & Sánchez 
Saldaña, 2021) 
 Amazona alinaranja 
Orden: Psittaciformes 
Familia: Psittacidae 
Género: Amazona 
Especie: Amazona amazónica 
(Lepage, Orange-winged Parrot, 2022) 
 Tiene una longitud entre los 32 - 41 centímetros con peso promedio de 540 
– 700 gramos, según la Unión Internacional para la Conservación de la 
27 
Naturaleza está en la categoría de Preocupación menor, el plumaje primordial 
es de color verde, amarillo la corona y mejillas. Las plumas secundarias, cara 
interna de las alas son de color anaranjado. Los ojos tienen bordes de color 
azul en medio de la corona y el pico también posee anillo ocular grisáceo. 
(Murillo, Mendoza, Vento, & De la Puente, 2017) 
2.2.2 Parásitos gastrointestinales en psitácidos 
 Los parásitos son aquellos organismos que viven a expensas de otro ser 
vivo. El animal que posee el parásito se lo denomina hospedador, gran parte de 
los parásitos internos tienen la característica de poner huevos que se propagan 
por las haces y al ser consumidas por otro animal estos se reproducen 
comenzando un ciclo. Los parásitos gastrointestinales se pueden llegar a 
localizar en diversas estructuras de los intestinos llegando a provocar al 
hospedador diversas patologías. (Manual de prevención y control de 
enfermedades parásitarias, 2017) 
 Las enfermedades parasitarias son de las patologías más frecuentes 
encontradas en aves silvestres que se encuentran en cautiverio principalmente 
psitácidos, galliformes, anseriformes, falconiformes y estrigiformes., la 
signología gastrointestinal que se observa es la pérdida de peso, decaimiento, 
debilidad, plumaje erizado, anorexia, perdida de la capacidad reproductiva y en 
los casos más evolucionados, muerte. (Burbano, Acosta, Montaño, & Martines, 
2003) 
 El problema más frecuente en las aves silvestres son las enfermedades 
parasitarias presentando casos variados desde infecciones que alteran el 
28 
comportamiento y desempeño reproductivo, en casos más graves la muerte. 
(Lyra de Freitas, y otros, 2002). Los psitácidos al estar en un entorno ajeno al 
natural las condiciones alimenticias son inapropiadas para satisfacer sus 
necesidades, aquellas condiciones favorecen a una mayor facilidad de estrés e 
inmunodepresión que ponen al ave en peligro de enfermedades. (Barrera, 
Varela, & Robledo, 2015). 
2.2.2.1 Nematodos 
 Los nematodos se encuentran distribuidos en diferentes hábitats, como en 
vida libre otros son parásitos de plantas y de animales vertebrados e 
invertebrados, las características de su cuerpo son: forma cilindroide, redonda 
en sección transversal cubiertos por cutícula relativamente resistente a la 
digestión intestinal, poseen también un tracto intestinal y una cavidad general. 
Los nematodos toman importancia por la elevada morbilidad que los 
caracteriza e interrumpiendo un buen desarrollo de crecimiento, el parásito 
puede estar alojado en órganos, pero es más frecuente encontrar en el tracto 
digestivo. (Romero H. Q., 1990) 
 En (Biodiversidad de Nematoda parásitos de vertebrados en México, 2014) 
menciona que su tamaño puede llegar a varias de milímetros hasta más de 8 
metros, estos parásitos se pueden llegar a alojar en cualquier órgano, aunque 
frecuentemente se alojan en el tubo digestivo y glándulas anexas, 
Clico biológico 
 El desarrollo va desde un huevo, cuatro estados larvarios y el adulto donde 
entre los diferentes estados larvarios se da una muda de la cutícula, los ciclos 
29 
evolutivos varían diferenciándolos como directo o monoxenos que tienen un 
solo de huésped y los indirectos que tienen más de un huésped intermediario. 
En los ciclos directos el estado infectante se desarrolla dentro del huevo donde 
se alimenta y desarrolla hasta el tercer estado larvario, en el ciclo indirecto la 
larva ingresa al huésped intermediario donde se desarrolla hasta llegar a la 
fase infestante. (Romero H. Q., 1990). 
2.2.2.2 Capillaria 
Reino: Animalia 
Filo: Nematoda 
Clase: Adenophorea 
Subclase: Enoplia 
Orden: Trichurida 
Familia: Capillaridae 
Género: Capillaria 
(Chologuinga, 2019) 
 Son un grupo grande parásitos de todas las clases de vertebrados, con 
diferencia en morfología y ciclo biológico, el cuerpo en el adulto es pequeño, 
semejante al trichuris, encontrándolo mayormente incrustado en las 
membranas mucosas o en el tejido. Los huevos de Capillaria se distinguen de 
las especies de trichuris por algunos detalles descritos por Campbell. 
(Bowman, 2011). 
30 
 Los capillarios ocasionan alteraciones fisiológicas ocasionadas por su 
incrustación, movimiento y alimentación como la anemia ocasionada por la 
pérdida de sangre, disminución de apetito por el dolor causa por el parásito, 
aumento de la actividad metabólica como medida de compensar la pérdida de 
sangre y proteínas consumida por el parásito, alterando el estado de nutrición. 
(Rodríguez Camon M, 2012) 
Ciclo biológico 
 Los huevos no segmentados expulsados al exterior mediante las heces del 
hospedador, ya embrionados sin excepción. Los capilarias de desarrollan 
directamente, los huevos embrionados ingresan mediante piensos o el agua, 
dejando en libertad el estadio de larva 1 en intestinos donde se situarán en 
mucosa o submucosa hasta alcanzar la cuarta edad larvaria, el proceso puede 
llevar 19 días teniendo una puesta en 2 a 5 días, poseen tropismo positivo en la 
mucosa penetrando la parte esofágico en el tejido subepitelial dejando el 
cuerpo libre rodeado de mucus. (Hurtado William, Gómez Villalva, & Mora 
Rodriguez, 2020) 
2.2.2.3 Ascaridia 
Reino: Animalia 
Filo: Nematoda 
Clase: Secernentea 
Familia: Ascarididae 
Género: Ascaridia 
31 
(Chologuinga, 2019) 
 Conocidos por los parásitos más grandes y comunes presenten en el tracto 
digestivo, el tamaño de estos va desde unos pocos centímetros registrándose 
casos de 60 centímetro de tamaño. Su boca está rodeada de tres labios 
carnosos (uno dorsal y dos subcentrales), la cola del macho se caracteriza por 
una curvatura ventral. (Bowman, 2011) 
Ciclo biológico 
 Cuando se ingieren los huevos estos eclosionan en el intestino, las lavas 
pasan la pared intestinal, estas transitan por la cavidad peritoneal llegando al 
hígado, una gran cantidad de los parásitos alcanzan el hígado por medio del 
torrente sanguíneo hepatoportal. Las larvas tardan un aproximado de 24 horas 
en llegar al hígado, los registros mencionan un transporte mediante la sangre al 
corazón y pulmones alojándose en los capilares, otras pueden pasar por la 
circulación arterial alcanzando otros órganos. Las larvas presentes en los 
alveolos pasan por el conducto alveolar a los bronquios y ascienden por el 
árbol bronquial (ruta traqueal) las larvas migran de la tráquea a la faringe, ya 
deglutidos las larvas de tercer estado llegan al intestino en 7 o 8 días después 
de la infestación. (Hurtado William, Gómez Villalva, & Mora Rodriguez, 2020) 
2.2.2.4 Cestodos 
 Perteneciente de la clase Cestoda del Phylum platelmintos semejantes a los 
trematodos por el cuerpo acelomados parenquimatososy hermafroditas. Los 
cestodos adultos tienen fases evolutivas lineales iniciando con el escólex y 
termina en el extremo distal, el cuerpo es plano teniendo dos superficies y 
32 
bordes por donde absorbe los nutrientes estos pueden llegar a variar de 
tamaño teniendo registro de medidas hasta 3,6 metros. (Bowman, Helmintos, 
2011) 
Ciclo biológico 
 Los huevos se eliminan en el intestino del animal hospedador. El parásito 
aproximadamente en una semana y media la formación de la larva 1 concluye, 
el coracidio eclosiona levantando el opérculo en 10 – 12 días con una 
temperatura de 27 grados, con claridad y aguas poco profundas. El coracidio 
tiene una vida en el agua de 24 horas, cuando es ingerido por crustáceos 
inferiores que se alimenten de plancton. En el intestino de este hospedador la 
cubierta ciliada libera la oncosfera que en una hora penetra la cavidad general 
del crustáceo, al paso de dos o tres semanas pasa a ser un procercoide. En el 
intestino del hospedador definitivo ya evaginado el escólex en la pared 
intestinal el crecimiento rápido de los proglotis alcanza la madures sexual 
transcurridas las 3 – 6 semanas eliminando sus primeros huevos pocos días 
después. (Hurtado William, Gómez Villalva, & Mora Rodriguez, 2020) 
2.2.2.5 Protozoarios 
 Los protozoarios tienen su cuerpo formado por una sola célula realizando 
todas sus funciones a través de complejas estructuras, por su estructuras 
orgánicas que poseen toman el nombre de organelos por ser diferentes 
porciones de la célula. Los protozoarios tienen uno o más núcleos de varios 
tipos, como los ciliados donde el núcleo es vesicular. Los protozoarios se 
mueven gracias a los cilios, flagelos, seudópodos o membranas ondulares. El 
33 
axonema formado por nueve fibras periféricas y dos centrales, en algunas el 
flagelo pasa por todo el cuerpo atravesándolo y adherido por medio de la 
membrana ondulante. (Romero H. Q., 1990) 
2.2.2.6 Giardia 
Reino: Protista 
Subreino: Protozoa 
Phylum: Sarcomastigophora 
Familia: Diplomanadida 
Orden: Hexamitidae 
Género: Giardia 
(Chologuinga, 2019) 
 Las especies de Giardia existentes aún no se han cuantificado, se 
diferencian algunas especies como Giardia muris en ratones, Giardia agilis en 
anfibios y Giardia psittaci en aves, en el transcurso del tiempo se han 
desarrollado diferentes métodos para ir diferenciándolas, las Giardias se 
pueden adherir a la mucosa epitelial del intestino delgado en su estructura 
encontraremos el Trofozoito con forma comparada a la de una lagrima, lado 
cóncavo formando un disco de succión y dentro de la célula cuenta con dos 
núcleos con endosoma grandes, en las estructuras subcelulares tenemos un 
par de axonemas delgados, cuatro pares de flagelos y un par de cuerpos 
medios. (Bowman, 2011) 
 
34 
Ciclo biológico 
 Este parásito cuenta con dos estadios en su cilio de vida, infectante o quiste 
este puede resistir en el medio ambiente periodos largos contaminando 
acuíferos y alimentos. El trofozoíto es la forma vegetativa coloniza la parte 
proximal del intestino delgado del hospedador es aquí donde se presentan la 
sintomatología de giardiosis. G. guodenalis inicia cuando el hospedador ingiere 
los quistes ya sea por medio del agua o alimento contaminados, van por el 
tracto digestivo, al momento de ser expuestos a los ácidos gástricos este 
induce el proceso de desenquistamiento, se liberan los trofozoítos mismos que 
se adhieren al epitelio intestinal permaneciendo ahí mientras inician el proceso 
de enquistamientos al moverse a la parte distal del intestino delgado. Por la 
bilis y ausencia de colesterol se forman los quistes que serán expulsados en 
las heces así contaminando otros alimentos o agua. (Rodrigo Quezada Lázoro, 
2017) 
2.2.2.7 Raillietina 
Reino: Animalia 
Filo: Platyhelminthes 
Clase Cestoda 
Orden Cyclophyllidea 
Familia: Davaineidae 
Género: Raillietina 
Especies: R. Cesticillus, R. echinobothrida, R. tetragona, R. bonini 
35 
(Chologuinga, 2019) 
 La raillienetiniasis o railletiniasis tiene diferentes agentes que la pueden 
causar, como Raillietina cesticillus: En gallinas, palomas y aves silvestres, 
Reillietina echinobothrida: Gallinas, palomas y faisanes, Raillietina tetragona: 
aves domésticas como en aves silvestres, Raillietina bonini: palomas. Estos 
parásitos cuentan con ventosas no tan especializadas, también en referente a 
su fisonomía son acintados, blancos y las recubren un filamento, cuentan con 
estróbilo constituido por las proglótides que se agrandan de proximal a distal. 
La infestación de estos gusanos intestinales es habitual en aves del exterior, el 
órgano donde más se las encuentra es en el intestino delgado. (Chologuinga, 
2019) 
Ciclo biológico 
 Cada una de las especies tiene ciclos indirectos como hormigas, moscas o 
coleópteros, caracoles y babosas de tierra, cada especie de Raillietina cuenta 
con sus propios hospedadores intermediarios específicos. (Chologuinga, 2019) 
Los proglotidos gravios están presentes en las heces donde se dispersan hasta 
que son ingeridos por linacos o tlaconetes, luego se libera la oncosfera 
desarrollándose el cisticercoide en unas tres semanas, cuando las se infestan 
al ingerir los tlaconetes y al paso de 14 días el parásito llega a su madurez 
sexual. Su periodo de propotencia tiene una duración aproximada de 8 días. 
(Cobas, 2007) 
 
36 
2.2.2.8 Trematodos 
Reino: Animalia 
Filo: Platyhelminthes 
Clase: Trematoda 
(Lunaschi, 1951) 
 Son platyhelminthes endoparásitos no segmentados, que poseen órgano de 
fijación que puede llegar a estar ausente, figurado por ventosas o adhesivo 
tabicado, ubicado ventral al cuerpo. La boca está rodeada por un ventosa 
seguida por una faringe continuando por uno o dos ciegos llegando a ser 
ramificadas. La mayoría pueden ser hermafroditas dioicos, la vesícula 
abriéndose posteriormente del cuerpo puede ser ramificada. 
Ciclo biológicos 
 Caracterizada por una reproducción asexual de larvas, el ciclo de vida 
básico incluye tres hospedadores, el hospedador definitivo es un vertebrado en 
el cual el parásito alcanza la madures sexual, en el hospedador intermediario, 
se produce la reproducción asexual en el cual hay mayor especificidad, este 
hospedador puede ser moluscos gasterópodo, tanto acuáticos como terrestres 
hay un segundo hospedador que puede ser vertebrado o invertebrado el cual 
sirve para trasladarlo a un hospedador definitivo. (Lunaschi, 1951) 
2.2.2.9 Coccidio 
Clase: Sporozoea 
Orden: Eucoccidiida 
37 
Familia: Eimeriidae 
Género: Eimeria 
(Rossanigo, 2013) 
 Es un protozoario que se caracteriza por tener un complejo apical ubicados 
en diferentes organelos permitiéndole invadir y replicarse en el huésped, el 
contagio se da por medio de ingerir alimentos o bebidas contaminadas (García 
Dávila & Rivera Fernández, 2017). 
Ciclo de vida 
 El ciclo de vida de estos parasitos es continuo, ocurriendo su gran mayoría 
en el intestino delgado, al ingresar el parásito este se reproduce en el yeyuno e 
íleon, al cabo de unos 16 días la infección llega al intestino grueso, en 21 o 28 
días el parásito es depuesto en las heces. (Rossanigo, 2013) 
2.2.2.10 Amebas 
 Engloba a las especies de los géneros Entamoeba, Endolimaz y 
Iodamoeba, estas amebas intestinales presentan membrana delgada de una 
varios de tamaños y formas diversas, los quites tienen pared lisa y uniforme 
pueden ser esféricos, subesfericos o alargados en estos no hay tanta variedad 
en el tamaño. (Gomila Sarda Bárbara, 2011). 
2.2.2.11 Entamoeba coli 
Clase: Lobosea 
Orden: Amoebida 
Familia: Entamoebidae 
38 
(Unzaga & Zonta, 2018) 
 Según su morfología en trofoíto su núcleo con cariosoma es grande, la 
cromatina periférica nuclear es gruesa y dispuesta de manera irregular, su 
tamaño puede variar de 15-40 µm. el quiste que posee una doble pared 
retráctil,puede tener de uno a cuatros núcleos con una vacuola central cuando 
es inmaduro, cuando el quiste madura este puede llegar a presentar hasta 
ocho núcleos con cariosoma excéntrico el tamaño puede variar de 10-25 µm. 
Ciclo biológico 
 El hospedador infectado inicia mediante la ingesta de los quistes ya sea por 
transmisión directa o indirecta, al llegar al intestino delgado se da un 
desenquistamiento gracias a la fisión binaria hasta que se produce el 
enquistamiento después llegan a salir a las haces. (Unzaga & Zonta, 2018). 
2.2.2.12 Entamoeba histolytica 
 Organismo unicelular con un ciclo de vida bifásico en las cuales es 
diferente, la trofozoíto este presente del intestino del hospedador humano, el 
quiste el cual puede resistir a ambientes externos (Chávez Munguía Bibiana, 
2013). 
Ciclo de vida 
 El parásitos se establece en el intestino en el cual puede llegar a causar 
destrucción en el tejido, el ciclo es oral – fecal iniciando cuando se consume 
alientos contaminados con quistes, en el estómago se puede reblandecer la 
pared de quitina por el ontacto con el contenido gástrico, al llegas al intestino 
delgado se da el desenquistamiento, en el intestino grueso los trofozoítos 
39 
proliferan y otros se enquistan, al momento de salir los quistes están listos para 
un nuevo ciclo biológico. (Saavedra & Olivos García, 2017) 
2.3. Marco legal 
 
CÓDICO ORGÁNICO INTEGRAL PENAL 
Suplemento – Registro Oficial N°180 
REPÚBLICA DEL ECUADOR ASAMBLEA NACIONAL 
Oficio No. SAN-2014-0138 
CAPÍTULO CUARTO 
Delitos contra el ambiente y la naturaleza o Pacha Mama 
SECCIÓN PRIMERA 
Delitos contra la biodiversidad 
Art 245. Invasión de áreas de importancia ecológica. – La persona que invada 
las áreas del Sistema Nacional de Áreas Protegidas o Ecosistemas frágiles, 
será sancionada con la pena privativa de libertad de uno a tres años. 
Se aplicará el máximo de la pena prevista cuando: 
1. Como consecuencia de la invasión, se causen daños graves a la 
biodiversidad y recursos naturales. 
2. Se promueva, financie o dirija la invasión aprovechándose de la gente 
con engaño o falsas promesas. 
40 
Art 247. Delitos contra la flora y fauna silvestre. – La persona que cace, 
pesque, capture, recolecte, extraiga, tenga, transporte, trafique, se beneficie, 
permute o comercialice, especímenes o sus partes, sus elementos 
constitutivos, productos y derivados, de flora o fauna silvestre, marina o 
acuática, de especies amenazadas, en peligro de extinción y migratorias, 
listadas a nivel nacional por la Autoridad Ambiental Nacional así como 
instrumentos o tratados internacionales ratificados por el Estado, será 
sancionada con la pena privativa de libertad de uno a tres años. 
Se aplicará el máximo de la pena prevista si concurre alguna de las siguientes 
circunstancias: 
1. El hecho se cometa en período o zona de producción de semilla o de 
reproducción o de incubación, anidación, parto, crianza o crecimiento de 
las especies. 
2. El hecho se realice dentro del Sistema Nacional de Áreas Protegidas. 
Se exceptúan de la presente disposición, únicamente la cacería, la pesca o 
captura por subsistencia, las prácticas de medicina tradicional, así como el uso 
y consumo doméstico de la madera realizada por las comunidades en sus 
territorios, cuyos fines no sean comerciales ni de lucro, los cuales deberán ser 
coordinados con la Autoridad Ambiental Nacional. 
Art 256. Definiciones y normal de la Autoridad Ambiental Nacional. - la 
autoridad ambiental nacional determinará para cada delito contra el ambiente y 
la naturaleza las definiciones técnicas y alcances de daño el derecho de 
restauración, la identificación, ecosistemas frágiles y las listas de las especies 
41 
de flora y fauna silvestre de especies amenazadas, en peligro de extinción y 
migratorias. 
CODIGO ORGANICO DEL AMBIENTE 
Oficio No. T.4700-SGJ-17-0182 
TITULO III 
CONSERVACIÓN EXSITU 
CAPITULO I 
DE LA CONSERVACIÓN EXSITU 
Art. 64. Conservación y manejo ex situ. La conservación ex situ procurará la 
protección, conservación, aprovechamiento sostenible y supervivencia de las 
especies de la vida silvestre, a fin de potenciar las oportunidades para la 
educación ambiental, la investigación y desarrollo científico, desarrollo 
biotecnología) y comercial de los componentes de la biodiversidad y sus 
productos sintetizados. 
La conservación ex situ constituye un soporte complementario para la 
conservación in situ. Además, deberán servir como mecanismos de promoción 
del conocimiento de la importancia de las especies de vida silvestre. La 
Autoridad Ambiental Nacional evaluará la sostenibilidad de dichas actividades 
periódicamente. 
Art. 65. Especies objeto de conservación ex situ. Entre las especies de vida 
silvestre susceptibles de una conservación ex situ se incluyen: 
42 
1. Las que se encuentren reducidas en su tamaño poblacional o de 
distribución restringida, las amenazadas de extinción, las amenazadas 
por erosión del patrimonio genético nacional o por cualquier otra causa, 
y las que no puedan ser conservadas in situ; 
2. Las que posean particular importancia científica, económica, alimentaria 
o medicinal, actual o potencial; 
3. Las que sean aptas para la crianza, cultivo o mejoramiento genético de 
sus parientes; 
4. Las que hayan sido objeto de mejoramiento, selección, cultivo y 
domesticación o que se encuentren en colecciones y bancos de 
germoplasma; 
5. Las que cumplan una función clave en las cadenas tróficas; 
6. Las que no pueden ser reintroducidas a su medio natural de 
conformidad con criterios técnicos; 
7. Las que sean de utilidad para el control biológico; y, 
8. Las demás que determine la Autoridad Ambiental Nacional. 
Art. 66. Medios de conservación y manejo. Son medios de conservación y 
manejo ex situ de especies de vida silvestre, los que se detallan a continuación: 
1. Viveros; 
2. Jardines botánicos; 
3. Zoológicos; 
4. Centros de cría y reproducción sostenible; 
5. Centros de rescate y rehabilitación; 
6. Bancos de germoplasma; 
43 
7. Acuarios; y, 
8. Otros establecidos por la Autoridad Ambiental Nacional. 
Los medios de conservación y manejo ex situ se considerarán centros de 
documentación y registro de biodiversidad, administrada y regulada por la 
Autoridad Ambiental Nacional, excepto los bancos de germoplasma, que serán 
administrados y regulados por el Instituto Público de Investigación Científica 
sobre la biodiversidad. Estos medios servirán para la recuperación, uso y 
manejo sostenible de la biodiversidad. Se establecerán sistemas de 
trazabilidad de las especies de vida silvestre, cadenas de custodia o 
certificados de origen de las especies de cría y reproducción autorizadas. 
Los Herbarios y Museos se considerarán como centros de documentación y 
registro de la biodiversidad. 
De conformidad con los criterios técnicos y veterinarios, los centros de 
conservación ex situ para especies de vida silvestre, deberán contemplar los 
mecanismos técnicos necesarios para mantener a los animales bajo 
condiciones de bienestar animal establecidas en este Código. 
 
 
 
44 
3. Materiales y Métodos 
3.1 Enfoque de la investigación 
 
3.1.1 Tipo de investigación 
 El presente estudio fue de tipo descriptivo, cumpliendo con la recolección de 
muestras en el “Centro de Rescate Narayana” y su análisis en laboratorio. 
3.1.2 Diseño de investigación 
 La investigación fue de tipo no experimental de corte transversal, no se 
modificaron las condiciones de las aves psitácidas mientras duro el estudio 
para determinar la presencia de parásitos gastrointestinales. 
3.2 Metodología 
 
3.2.1 Variables 
 
Variables independientes 
 El manejo de las aves psitácidas silvestres en el Centro de 
Rescate: lugar, agua de consumo, población. 
 Tipos de parásitos encontrados. 
 Especie: Ara ararauna, Ara macao, Brotogeris pyrrhoptera,Psittacara erythrogenys, Brotogeris versicolurus, Pionus 
menstruus y Amazona amazónica. 
Variables dependientes 
 La presencia de parásitos gastrointestinales. 
 
45 
3.2.2 Recolección de datos 
 
Recursos bibliográficos 
 Tesis 
 Revistas científicas 
 Páginas web 
 Libros 
 Artículos científicos 
Equipo de laboratorio 
 Microscopio 
 Centrifugador 
 Pipeta de microlitro 
Materiales de campo 
 Guantes de manipulación 
 Red de captura grande 
 Plástico protector de suelo 
 Envase para muestras 
 Hisopos 
 Guantes de examinación 
 Marcador 
 Hielera 
Materiales de laboratorio 
 Portaobjetos 
 Cubreobjetos 
46 
 Tubos de ensayo 
 Cubre bocas 
 Guantes 
 Mandil 
 Lugol 
 Solución saturada 
 Solución formulada al 10% 
Recursos humanos 
 Estudiante investigador: Bryan Chusin Chinlle. 
 Docente auspiciante: Dra. Ana Piña Paucar, MSc. 
 Docente estadístico: Ing. David Rugel González, MSc. 
 Médico Veterinario del laboratorio: Dra. Glenda Llaguno, 
MSc. 
3.2.3 Métodos y técnicas 
 
 Para la recolección de las muestras los recintos de las aves psitácidas, se 
preparó la zona un día antes, limpiando el recinto y cubriendo la superficie del 
suelo con plástico para que las muestras de heces se mantengan lo menos 
contaminadas posibles, con esto conseguimos una cantidad de heces 
apropiada para utilizarla en las técnicas coproparasitarios de sedimentación 
método de Baerman, flotación de Willis y examen directo hisopado. Se alimentó 
a las aves con un día de anticipación con frutas que ayuden al proceso de 
digestión. 
47 
 Se obtuvo las muestras de heces y se almacenó de manera segura en una 
hielera para su traslado, disminuyendo el crecimiento bacteriano por el calor, 
también se recolectó muestras mediante la técnica del hisopado cloacal directo 
y marcando a las aves muestreadas para evitar reincidir en el muestreo. 
 Las muestras recolectadas que se analizaron por el método de Willis y de 
Baerman, fueron obtenidas después de la limpieza del recinto, colocación del 
plástico que evite el contacto con la superficie del suelo y la alimentación con 
fruta que estimule a la defecación del ave. Al tomar las muestras para los 
examenes estas se recolectaron utilizando material estéril como guantes, 
pinzas y embace, la conservación y traslado se realizó con la utilización de una 
hielera que mantuvo las muestras fresca para su próximo análisis. 
 Para la muestra del hisopado cloacal se tomó al ave con la ayuda del 
cuidador, mediante la utilización de la red para atrapar aves, se tomó al ave 
con cuidando de no lastimar sus alas, para eso se utilizara guantes de cuero 
que facilitan la manipulación de las aves psitácidas ya que estas por naturaleza 
tienden a picar, con el ave ya bien sujeta se procedió a despejar la zona cloacal 
de cualquier tipo de material que pudo contaminar la muestra, con el área ya 
despejada se recolectó la muestra con material estéril como guantes, isotopos 
y frasco, se introdujo la cabeza del isotopo remojado con suero fisiológico y 
con movimientos suaves se girara el isotopo procurando recolectar muestra de 
las paredes de la cloaca, al retirar el isotopo este va directamente al frasco 
estéril con aproximadamente 5ml de suero fisiológico para su próximo análisis 
en el laboratorio. 
48 
 En la técnica para la evaluación de las muestras de heces por medio de la 
técnica de flotación de Willis utiliza una solución saturada de cloruro de sodio, 
esta técnica permitirá la observación de quistes de protozoos y huevos de 
algunos helmintos, los preparados con esta técnica resultan más limpios a 
diferencia de aquellas obtenidas por sedimentación (Navoe, y otros, 2005). 
 El método de sedimentación de Baerman se utiliza para la exploración de 
larvas de nematodos, la técnica de base en termotropismo como en el 
hidrotropismo positivo de las larvas, es una opción cuando el método de 
observación directo no se aprecia parásitos y también se incrementa la 
probabilidad de observación en las muestras analizadas. (Vargas, 2010) 
 Las muestras tomadas fueron analizadas en el laboratorio de UnimeVet 
ubicado en la avenida de las Américas 103. 
 La investigación tuvo una duración de dos meses, donde se realizaron 2 
recolecciones de las muestras, el día 1 y 21., y el análisis de estas en el 
laboratorio. 
Método de Willis 
 La técnica se basa en el peso de los huevos de helmintos siendo menor que 
la solución saturada, por lo cual estos suben y pegan en el portaobjetos. 
(Inmaculada Puerta Jimenes, 2015). Los pasos por seguir para la examinación 
de las muestras son: 
1. La muestra de haces debe tener un tamaño aproximado a un garbanzo 
con un peso promedio de 5 gramos, y colocar en un tubo de ensayo de 
boca estrecha. 
49 
2. Se agrega en pequeñas cantidades solución de cloruro sódico a 
saturación para disolver la muestra, cuando la muestra este disuelta se 
llenará el recipiente hasta el borde utilizando la misma solución. 
3. Se coloca un portaobjetos en el extremo del recipiente de forma que 
contacte con el líquido, evitando la formación de burbujas de aire entre 
el portaobjetos y el líquido. 
4. Dejamos reposar de 15 a 20 minutos, se retira el portaobjetos y coloca el 
cubreobjetos para proseguir con la observación al microscopio. 
Técnica de Baerman 
 Esta técnica de trabajo con heces frescas, estandarizada en gran cantidad 
de laboratorios de parasitología consiste en: 
1. En un embudo de forma cónica se le llena con agua a 40° o 45°C. 
2. En el recipiente con una cantidad de 5 a 10 gramos de haces se le 
coloca gasas templadas, en contacto con el agua, sin sumergirse. 
3. En las gasas de extiende la muestras de heces, se deja reposar 
alrededor de 3 horas. 
4. Luego se desecha el agua sobrante quedándonos con la sedimentación 
del fondo del frasco. 
5. Colocamos la sedimentación obtenida en un portaobjeto. 
6. Se observamos, puede utilizar gotas de suero y se examina al 
microscopio a 10x al inicio y posterior a 40x. 
7. Se recomienda para tener una mejor visualización al microscopio se 
añade Lugol al portaobjetos en que se deposite la muestra. 
50 
(Salvatella & Eirale, 1996) 
Examen directo hisopado cloacal 
 Con la técnica se busca encontrar huevos de parásitos sin necesitar 
instrumentos de diagnóstico especializados, el procedimiento no cuantifica la 
carga parasitaria, ayuda a identificar las formas parasitarias. (C. García, 2009) 
1. Con un hisopo estéril se introduce en la cloaca, se gira lentamente para 
la obtención de la muestra. 
2. El hisopo es conservado en un tubo estéril 
3. Posteriormente en un portaobjeto se agregan 3 gotas de solución salina 
4. Con el hisopo se macera las partículas gruesas para obtener un 
extendido delgado 
5. Adicionamos gotas de Lugol y reposando de 3 a 5 minutos 
6. Tras pasar el tiempo, se prosigue a la observación en el microscopio a 
20x. 
Población: Se trabajó con todas las Aves Psitácidas que se encuentran en el 
Centro de Rescate ‘‘Narayana’’, para más detalle ver anexos: Especies de 
psitácidos del “Centro de Rescate Narayana”. 
Muestra: No se aplicó ningún tipo de muestra, se trabajó con toda la población 
de las Aves Psitácidas. Se analizó la muestra de manera individual y general 
que se encuentran en un solo recinto. 
 
 
51 
3.2.4 Análisis estadístico 
 
Análisis descriptivo no experimental con los resultados expresados en tablas de 
distribución de frecuencia, gráficos de barra y circulares descriptivos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
52 
4. Resultados 
4.1 Categorización de los tipos de parásitos gastrointestinales en los 
psitácidos del “Centro de Rescate Narayana”. 
 En el estudio realizado en el “Centro de Rescate Narayana” con una 
población total de 20 aves psitácidas se identificó a los parásitos 
gastrointestinales:Eimeria sp., Entamoeba coli., Entamoeba histolytica., 
Giardia sp., y Diphyllobothrium sp. de los cuales los Protozoarios están más 
presentes en las aves psitácidas del “Centro de Rescate Narayana” 
 En el estudio realizado se encontraron parásitos de carácter zoonótico como 
lo es la Giardia sp, Entamoeba coli y Entamoeba histolytica. 
Tabla 1. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales 
observados en la primera toma de muestras. 
 Protozoarios Helmintos 
Coccidio Amebas Flagelados Cestodos 
Especie de 
aves 
Eimeria 
sp. 
Entamoeba 
coli. 
Entamoeba 
histolytica. 
Giardia sp. 
Diphyllobothrium 
sp. 
Ara ararauna 4 3 3 2 3 
Ara macao 2 3 3 0 1 
Brotegeris 
pyrrhoptera 
2 1 0 0 0 
Amazona 
autumnalis 
1 0 0 0 0 
Brotogeris 
versicolurus 
1 0 0 0 0 
Pionus 
menstruus 
0 1 1 0 0 
Amazona 
amazónica 
3 2 1 2 0 
TOTAL 13 10 8 4 4 
Chusin, 2023 
53 
 En la tabla 1 El principal parásito encontrado en las muestras es la Eimeria 
sp., con 13 casos positivos a parásitos de 20 aves, le sigue la ameba 
Entamoeba coli., con un total de 10 aves positivas de 20 y la Entamoeba 
histolytica., con 8 positivos de las 20, el siguiente es el protozoo Giardia sp. con 
un total de 4 casos positivos de las 20 aves muestreadas, por último tenemos 
al cestodo Diphyllobothrium sp. con 4 casos positivos de las 20 aves 
muestreadas la primera vez. 
Tabla 2. Casos positivos según los parásitos gastrointestinales 
observados en la segunda toma de muestras. 
 
Protozoarios Helmintos 
Coccidio Amebas Cestodos 
Especie de aves Eimeria sp. 
Entamoeba 
coli. 
Entamoeba 
histolytica. 
Diphyllobothrium 
sp. 
Ara ararauna 5 4 2 2 
Ara macao 2 3 3 2 
Brotegeris pyrrhoptera 2 1 1 0 
Amazona autumnalis 1 0 0 0 
Brotogeris versicolurus 1 0 0 0 
Pionus menstruus 0 1 0 0 
Amazona amazónica 3 3 2 0 
TOTAL 14 12 8 4 
Chusin, 2023 
 El principal parásito encontrado en las muestras es la Eimeria sp., con 14 
aves positivas de 20, le sigue la ameba Entamoeba coli., con un total de 12 
aves positivas de 20 y la Entamoeba histolytica., con 8 positivos de las 20, en 
la segunda toma de muestras no se encontró al protozoo Giardia sp. por 
últimos tenemos al cestodo Diphyllobothrium sp. con 4 casos positivos de las 
20 aves muestreadas la segunda vez. 
54 
4.2 Prevalencia de los parásitos en los psitácidos del “Centro de 
Rescate Narayana”. 
Tabla 3. Casos positivos y negativos en la población total de aves 
psitácidas del “Centro de Rescate Narayana”. 
 1ra toma de muestra 2da toma de muestra 
Positivo 20 (100%) 20 (100%) 
Negativo 0 0 
Total 20 20 
Chusin, 2023 
 Primera toma de muestra: En la población total de 20 aves se observó que 
todas poseen al menos un tipo de parásito gastrointestinal, representando el 
100% de la población. 
 Segunda toma de muestra: de una población de 20 aves se detectó que se 
mantenían los casos positivos en todas las aves, representando 100% de la 
población. 
Tabla 4. Casos positivos según la presencia de parásitos presentes en el 
“Centro de Rescate Narayana”. 
 1ra toma de muestra 2da toma de muestra 
Eimeria sp. 13 (65%) 14 (70%) 
Diphyllobothrium sp. 4 (20%) 4 (20%) 
Entamoeba coli. 10 (50%) 12 (60%) 
Entamoeba histolytica. 8 (40%) 8 (40%) 
Giardia sp. 4 (20%) 0 (0%) 
Chusin, 2023 
 Del total de la población de 20 aves se encontró que el 100% posee algún 
tipo de parásito gastrointestinal teniendo una prevalencia del 100% de los 
cuales Eimeria sp. tiene mayor prevalencia en la primera toma de muestra con 
55 
un 65% de casos positivos (13) y en la segunda toma de muestra presento un 
aumento teniendo 70% de casos positivos (14), mientras que la Entamoeba 
coli, presento un 50% en la primera toma de muestra (10), en cambio en la 
segunda toma de muestra se registró un 60% (12), la Entamoeba histolytica se 
mantuvo en ambas tomas de muestra con un 40% de los casos positivos (8), 
asi tenemos a Diphyllobothrium sp., con el 20% de casos positivos en las dos 
diferentes tomas de muestras (4) y la Giardia sp., solo en el 20% de los casos 
en la primera toma de muestra (4). 
Tabla 5. Casos positivos de parásitos gastrointestinales según la especie 
de psitácidos en la primera toma de muestras. 
 Ara 
ararauna 
Ara 
macao 
Brotegeris 
pyrrhoptera 
Amazona 
autumnalis 
Brotogeris 
versicolurus 
Pionus 
menstruus 
Amazona 
amazónica 
TOTAL 
Eimeria sp. 2 2 1 1 1 - - 7 
Eimeria sp., y 
Diphyllobothrium 
sp. 
1 - - - - - - 1 
Diphyllobothrium 
sp. y Giardia sp. 
1 - - - - - - 1 
Eimeria sp. y 
Entamoeba coli. 
- - 1 - - - - 1 
Eimeria sp. y 
Giardia sp. 
- - - - - - 1 1 
Entamoeba coli. 
Y Entamoeba 
histolytica. 
1 2 - - - 1 - 4 
Eimeria sp., 
Entamoeba coli. 
Y Giardia sp. 
- - - - - - 1 1 
Eimeria sp., 
Entamoeba coli., 
y Entamoeba 
histolytica 
- - - - - - 1 1 
Entamoeba coli., 
Entamoeba 
histolytica. Y 
Giardia sp. 
1 - - - - - - 1 
56 
Diphyllobothrium 
sp., Entamoeba 
coli., y 
Entamoeba 
histolytica. 
- 1 - - - - - 1 
Eimeria sp., 
Diphyllobothrium 
sp., Entamoeba 
coli. Y 
Entamoeba 
histolytica. 
1 - - - - - - 1 
TOTAL 7 5 2 1 1 1 3 20 
Chusin, 2023 
 La especie de Ara ararauna posee una población total de 7 individuos en los 
cuales se encontró que el 100% muestran contagio de parásitos, de los cuales 
el 28,57% (2 individuos) presentan infección única de Eimeria sp., mientras que 
el 42,86% de individuos presentaron una infección múltiple de dos parásitos 
(Eimeria sp., y Diphyllobothrium sp.), (Diphyllobothrium sp. y Giardia sp) y 
(Entamoeba coli. Y Entamoeba histolytica.); el restante 28, 57% mostro una 
infección triple de parásitos (Entamoeba coli., Entamoeba histolytica. y Giardia 
sp.) y (Eimeria sp., Diphyllobothrium sp., Entamoeba coli. y Entamoeba 
histolytica.). 
 La especie de Ara macao con la población total de 5 individuos de los 
cuales el 100% es positivo a parásitos, en que el 40% (2 individuos) 
presentaron infección de Eimeria sp., también se registró 40% de infecciones 
múltiples de dos parásitos (Entamoeba coli., y Entamoeba histolytica.) y el 20% 
(1 individuo) una infección triple de parásitos (Diphyllobothrium sp., Entamoeba 
coli., y Entamoeba histolytica.) 
 La especie de Amazona amazónica tiene una población de 3 individuos de 
los cuales el 100% es positivo a parásitos, el 33,33% (1 individuo) registro 
infección múltiple de dos parásitos (Eimeria sp., y Giardia sp.) y el 66,67% (2 
57 
individuos) con infección triple de parásitos (Eimeria sp., Entamoeba coli. Y 
Giardia sp.) y (Eimeria sp., Entamoeba coli., y Entamoeba histolytica). 
 La especie de Brotegeris pyrrhoptera con una población de 2 individuos 
mismos que el 100% es positivo a parásitos, 50% (1 individuo) presento 
infección al parásito Eimeria sp., el restante 50% de la población poseía una 
infección múltiple de dos parásitos (Eimeria sp., y Entamoeba coli.) 
 En la especie Amazona autumnalis de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección parasitaria de Eimeria sp. 
 En la especie Brotogeris versicolurus de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección parasitaria de Eimeria sp. 
 En la especie de Pionus menstruus de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección múltiple de dos parásitos (Entamoeba coli., y 
Entamoeba histolytica.). 
Tabla 6. Casos positivo de parásitos gastrointestinales según la especie 
de psitácidos en la segunda toma de muestras. 
 Ara 
ararauna 
Ara 
macao 
Brotegeris 
pyrrhoptera 
Amazona 
autumnalis 
Brotogeris 
versicolurus 
Pionus 
menstruus 
Amazona 
amazónica 
TOTAL 
Eimeria sp. 3 2 - 1 1 - - 7 
Eimeria sp. y 
Entamoeba 
coli. 
1 1 - - - 1 3 
Entamoeba 
coli. 
- - - - - 1 - 1 
Eimeria sp., y 
Entamoeba 
histolytica 
- - 1 - - - - 1 
Eimeria sp., 
Diphyllobothri
um sp., y 
Entamoeba 
coli. 
1 - - - - - - 1 
58 
Entamoeba 
coli. Y 
Entamoeba 
histolytica. 
1 1 - -- - - 2 
Eimeria sp., 
Entamoeba 
coli., y 
Entamoeba 
histolytica 
- - - - - - 2 2 
Diphyllobothri
um sp., 
Entamoeba 
coli., y 
Entamoeba 
histolytica. 
1 2 - - - - - 3 
TOTAL 7 5 2 1 1 1 3 20 
Chusin, 2023 
 La especie de Ara ararauna posee una población total de 7 individuos en los 
cuales se encontró que el 100% muestran contagio de parásitos, de los cuales 
el 42,86% (3 individuos) presentan infección única de Eimeria sp., mientras que 
el 28,57% (2 individuos) presentaron una infección múltiple de dos parásitos 
(Eimeria sp. y Entamoeba coli.) y (Entamoeba coli., y Entamoeba histolytica.) el 
restante 42,86% mostro una infección triple de parásitos (Eimeria sp., 
Diphyllobothrium sp., y Entamoeba coli.) y (Diphyllobothrium sp., Entamoeba 
coli., y Entamoeba histolytica). 
 La especie de Ara macao con la población total de 5 individuos de los 
cuales el 100% es positivo a parásitos, en que el 40% (2 individuos) 
presentaron infección de Eimeria sp., el 20% (1 individuo) una infección 
múltiple de dos parásitos (Entamoeba coli., y Entamoeba histolytica.), también 
se registró 40% de infecciones triple de parásitos (Diphyllobothrium sp., 
Entamoeba coli., y Entamoeba histolytica.) 
 La especie de Amazona amazónica tiene una población de 3 individuos de 
los cuales el 100% es positivo a parásitos, el 33,33% (1 individuo) registro 
59 
infección múltiple de dos parásitos (Eimeria sp., y Entamoeba coli.) y el 66,67% 
(2 individuos) con infección triple de parásitos (Eimeria sp., Entamoeba coli. Y 
Entamoeba histolytica.). 
 La especie de Brotegeris pyrrhoptera con una población de 2 individuos 
mismos que el 100% es positivo a parásitos, 50% (1 individuo) presento 
infección múltiple de dos parásitos (Eimeria sp. y Entamoeba coli.), el restante 
50% de la población poseía una infección múltiple de dos parásitos (Eimeria 
sp., y Entamoeba histolytica.) 
 En la especie Amazona autumnalis de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección parasitaria de Eimeria sp. 
 En la especie Brotogeris versicolurus de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección parasitaria de Eimeria sp. 
 En la especie de Pionus menstruus de un solo individuo se registró que el 
100% poseía infección parasitaria de Entamoeba coli. 
4.3 Caracterización del manejo de los psitácidos silvestres del “Centro 
de Rescate Narayana”. 
Tabla 7. Manejo realizado en el primer recinto (papagayo y loro). 
Manejo Descripción Justificación 
Alimentación 
Se alimenta 1 vez al día, con 
balanceado, plátano, papaya, 
manzana, zanahoria y brócoli 
en trozos, en los dos 
comederos grandes bajo la 
zona techada y en el suelo 
El alimento expuesto al 
ambiente se contamina, la 
presencia de moscas, 
ratones y otros tipos de 
insectos o animales toman 
importancia en los parásitos 
60 
de tierra. encontrados en los 
animales. 
Cantidad de aves 
por recinto 
El recinto aloja al 80% (16 
individuos) del Centro de 
Rescate en el cual se 
presenció Giardia sp. 
Se constata que mientras 
más individuos estén 
compartiendo un mismo 
recinto puede ser más 
probable que los animales 
estén parasitados. El recinto 
con 16 individuos el 100% 
dio positivo a parásitos 
Limpieza de 
bebederos y 
comederos 
No se realiza la limpieza de 
los bebederos ni comederos, 
la comida sobrante en los 
comederos es desechada a 
poco metros de donde se 
establecen los comederos. 
Las aves son abastecidas 
con agua proveniente del 
suministro del cantón por lo 
que no limpiar los 
bebederos puede 
considerarse factor en los 
contagios. 
Limpieza de 
recinto 
La recolección de los 
desechos de las aves no se 
realiza, los otros desechos 
tampoco son retirados. 
La inexistencia de limpieza 
del recinto expone a las 
aves a diferentes factores 
que favorezcan a la 
parasitosis. 
Tipo de suelo de 
recinto 
El recinto tiene suelo de tierra 
en el cual no crece ningún 
tipo de hierbas. 
El suelo de tierra favorece a 
mayor parasitismo. 
Coprológicos 
previos 
No se han realizado 
coprológicos. 
El no realizar examenes 
coprológicos mínimo una 
vez al año, deja expuesta a 
más casos positivos de 
parasitosis. 
Desparasitación y 
vitaminas previos 
No se realiza desparasitación 
ni se suministra vitaminas. 
La implementación de 
vitaminas y desparasitación 
61 
mejoraría el desarrollo 
inmune de las aves y 
mejorar a los efectos de las 
condiciones de estrés. 
Presencia de otros 
animales dentro 
de los recintos 
La estructura del recinto 
permite el ingreso de otros 
animales ajenos a las aves 
establecidas. 
La presencia de otros 
animales es un factor 
importante ya que estos 
pueden llegar a traer 
parásitos ajenos a los ya 
observados. 
Chusin, 2023 
Tabla 8. Manejo realizado en el segundo recinto (loro). 
Manejo Descripción Justificación 
Alimentación 
Se alimenta 1 vez al día, 
con balanceado, plátano, 
papaya, manzana, 
zanahoria y brócoli en 
trozos, en los dos 
comederos grandes bajo la 
zona techada y en el suelo 
de tierra. 
El alimento expuesto al 
ambiente se contamina, la 
presencia de moscas, ratones 
y otros tipos de insectos o 
animales toman importancia 
en los parásitos encontrados 
en los animales. 
Cantidad de aves 
por recinto 
El recinto aloja al 5% (1 
individuos) del Centro de 
Rescate 
A pesar de que en el recinto 
solo hay 1 individuo este 
resulto positivo. 
Limpieza de 
bebederos y 
comederos 
No se realiza la limpieza 
de los bebederos ni 
comederos, la comida 
sobrante en los comederos 
es desechada. 
El ave es abastecida con agua 
proveniente del suministro del 
cantón por lo que no limpiar 
los bebederos puede 
considerarse factor en los 
contagios. 
62 
Limpieza de 
recinto 
La recolección de los 
desechos de las aves no 
se realiza, los otros 
desechos tampoco son 
retirados. 
La inexistencia de limpieza del 
recinto expone a las aves a 
diferentes factores que 
favorezcan a la parásitosis. 
Tipo de suelo de 
recinto 
El recinto tiene suelo de 
tierra en el cual no crece 
ningún tipo de hierbas. 
El suelo de tierra favorece a 
mayor parasitismo. 
Coprológicos 
previos 
No se han realizado 
coprológicos. 
El no realizar examenes 
coprológicos mínimo una vez 
al año, deja expuesta a más 
casos positivos de parasitosis. 
Desparasitación y 
vitaminas previos 
No se realiza 
desparasitación ni se 
suministra vitaminas. 
La implementación de 
vitaminas y desparasitación 
mejoraría el desarrollo inmune 
de las aves y mejorar a los 
efectos de las condiciones de 
estrés. 
Presencia de otros 
animales dentro 
de los recintos 
La estructura del recinto 
permite el ingreso de otros 
animales ajenos a las aves 
establecidas. 
La presencia de otros 
animales es un factor 
importante ya que estos 
pueden llegar a traer parásitos 
ajenos a los ya observados. 
Chusin, 2023 
 
 
 
63 
Tabla 9. Manejo realizado en el tercer recinto (pericos). 
Manejo Descripción Justificación 
Alimentación 
Se alimenta 1 vez al día, con 
balanceado, plátano, papaya, 
manzana, zanahoria y brócoli 
en trozos, en los dos 
comederos grandes bajo la 
zona techada y en el suelo 
de tierra. 
El alimento expuesto al 
ambiente se contamina, la 
presencia de moscas, 
ratones y otros tipos de 
insectos o animales toman 
importancia en los parásitos 
encontrados en los 
animales. 
Cantidad de aves 
por recinto 
El recinto aloja al 15% (3 
individuos) del Centro de 
Rescate. 
Se constata que mientras 
más individuos estén 
compartiendo un mismo 
recinto puede ser más 
probable que los animales 
estén parasitados. El recinto 
con 3 individuos el 100% dio 
positivo a parásitos 
Limpieza de 
bebederos y 
comederos 
No se realiza la limpieza de 
los bebederos ni comederos, 
la comida sobrante en los 
comederos es desechada a 
poco metros de donde se 
establecen