Polímeros de Base Tanínica

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UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS 
FACULTAD DE TECNOLOGÍA 
CARRERA DE QUÍMICA INDUSTRIAL 
 
 
 
POLIMEROS DE BASE TANINICA PROVENIENTES DE 
MATERIAL VEGETAL PARA PURIFICAR AGUAS 
SUPERFICIALES (TURBIEDAD Y COLOR) 
 
Proyecto de grado presentado para la obtención del Título de Licenciatura 
POR: TANIA DEMSI VARGAS HUMEREZ 
 
TUTOR: Dr. ROMULO RENÉ GEMIO SIÑANI 
 
 
 
LA PAZ – BOLIVIA 
2018 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
Agradezco en primer lugar a DIOS, que siempre ha estado en mi corazón, 
dándome la fuerza necesaria para poder cumplir todas mis metas trazadas. 
 
A mi madre Marina Humerez por su constante apoyo, fuerza y consejos, ya que 
ella es parte fundamental para impulsarme a concluir este proyecto. Y a mi padre 
Hernán Vargas por su apoyo a lo largo de mi carrera. 
 
Un agradecimiento especial a mi tutor Doctor Rómulo Gemio Siñani por su 
constante apoyo, dedicación y sus valiosos conocimientos que permitieron 
terminar este proyecto de manera satisfactoria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INDICE 
CAPITULO I 
INTRODUCCIÓN 
1.1.Introducción ..................................................................................................................... 1 
1.2.Antecedentes del Estudio................................................................................................. 2 
1.3. Planteamiento del Problema ........................................................................................... 4 
1.3.1. Árbol de problema............................................................................................ 4 
1.4. Objetivos ......................................................................................................................... 5 
1.4.1. Objetivo General .............................................................................................. 5 
1.4.2. Objetivos Específicos ....................................................................................... 5 
1.5. Justificación del Estudio ................................................................................................. 5 
CAPITULO II 
MARCO TEÓRICO 
2.1. Tanino ............................................................................................................................. 6 
2.2. Características de los taninos .......................................................................................... 7 
2.3. Clasificación ................................................................................................................... 7 
2.3.1. Taninos hidrolizables ...................................................................................... 8 
2.3.2. Taninos condensados ............................................................................................. 9 
2.4. Aplicación de los taninos .............................................................................................. 11 
2.5.Extracción Solido- Liquido ........................................................................................... 13 
2.6.Aspectos importantes de la planta ................................................................................. 13 
2.6.1. Genero acacia ................................................................................................ 13 
2.6.2. Generalidades de la planta ............................................................................. 14 
2.6.3. Descripción de la planta ................................................................................. 14 
2.6.4. Fonología........................................................................................................ 15 
2.6.5. Distribución geográfica .................................................................................. 15 
2.6.6. Ecología.......................................................................................................... 16 
2.6.7. Composición química proximal de la planta .................................................. 16 
2.7. Características Organolépticas del agua ....................................................................... 17 
2.7.1. Olor y Sabor .................................................................................................. 17 
2.7.2. Color .............................................................................................................. 18 
2.7.3. Turbiedad ....................................................................................................... 18 
2.8. Coagulación .................................................................................................................. 18 
2.9. Floculación .................................................................................................................. 19 
CAPITULO III 
MARCO EXPERIMENTAL Y RESULTADOS 
 
3.1. Localización y recolección de materia prima ........................................................ 20 
3.2. Pruebas Cualitativas .............................................................................................. 21 
a) Prueba del cloruro férrico 1% .............................................................................. 21 
b) Prueba con dicromato de potasio ......................................................................... 21 
c) Prueba con acetato de plomo................................................................................ 22 
d) Prueba de la gelatina salada al 1% ....................................................................... 22 
e) Prueba con cianuro de potasio al 5% ................................................................... 22 
f) Prueba de yoduro de potasio al 5% ...................................................................... 22 
g) Prueba de formaldehido ....................................................................................... 22 
3.2.1. Ensayo fitoquimico con el extracto obtenido ................................................. 24 
3.3. Obtención de taninos ............................................................................................. 26 
3.4.Cuantificación de taninos en hojas de la planta de Prosopis laevigata (Humb & 
Bonpl.ex Willd.) M.C. Johnst var. andicola Burkart, por el método FOLIN – DENIS
 ................................................................................................................................ 29 
3.4.1. Preparación el reactivo Folin – Denis ............................................................ 29 
3.4.2. Preparación de la curva de calibración........................................................... 30 
3.4.3. Preparación de la muestra de hojas ................................................................ 32 
3.5. Rendimiento de la Extracción de taninos .............................................................. 37 
3.6. Caracterización espectrofotométrica FT-IR .......................................................... 39 
3.7. Aplicación del tanino en aguas preparadas en laboratorio .................................... 40 
3.7.1. Arcilla recolectada del rio JILUSAYA ......................................................... 40 
3.7.1.1.Estudio del tanino a diferentes masas en aguas turbias ............................. 41 
3.8. Aplicación en aguas superficiales recolectadas ..................................................... 47 
3.8.1. Pruebas con tanino obtenido .......................................................................... 50 
3.8.2. Prueba con tanino puro comercial .................................................................. 52 
3.8.3. Prueba con tanigel .......................................................................................... 53 
3.9. Disminución del color en aguas coloreadas .......................................................... 55 
3.9.1. Aplicación de tanino en soluciones coloreadas obtenidas 
de prendas que se decoloran .........................................................................55 
3.9.1.1.Espectro de absorción de la solución de azul ........................................... 56 
3.9.1.2.Espectro de absorción de la solución roja ................................................. 56 
3.9.1.3.Barrido de la solución coloreada azul ..................................................... 57 
a) Barrido de la solución azul con tanino obtenido ................................. 58 
b) Barrido de la solución azul con tanigel ............................................... 59 
c) Barrido de la solución roja con tanino comercial ............................... 60 
3.9.1.4.Barrido de la solución roja con una absorbancia de 520nm ...................... 61 
d) Barrido de la solución roja con tanino obtenido .................................. 61 
e) Barrido de la solución roja con tanigel obtenido ................................. 62 
f) Barrido de la solución roja con tanino comercial ................................ 63 
3.10 Pruebas en Equipos de Jarras....................................................................................... 64 
3.10.1 Prueba con sulfato de Aluminio ....................................................................... 65 
3.10.2 Prueba con tanino obtenido .............................................................................. 69 
3.10.3 Prueba con sulfato de aluminio y tanino .......................................................... 72 
CAPITULO V 
CONCLUSIONES Y SUGERENCIAS 
4.1.Conclusiones ............................................................................................................ 75 
4.2. Recomendaciones ................................................................................................... 76 
5. BIBLIOGRAFIA ........................................................................................................... 77 
6. ANEXOS ....................................................................................................................... 80 
6.1.ANEXO 1: Anexo de ficha de resultados de la caracterización de la planta .......... 81 
6.2. ANEXO 2:Anexo fotográfico del proceso ............................................................ 82 
6.3. ANEXO 3:Fotográfico del Proceso de Toma de Muestra de Agua ...................... 85 
INDICE DE FOTOGRAFIAS 
 
FOTO Nº 1 Lugar donde se recolecto la planta ................................................................... 20 
FOTO Nº 2 Proceso de secado ............................................................................................ 21 
FOTO Nº 3 Reactivo a utilizar para determinar si es condesando o hidrolizado ................ 25 
FOTO Nº 4 Se llevó a ebullición por 30min observando el precipitado que se forma enfriar y 
filtrar. ................................................................................................................................... 25 
FOTO Nº 5 Se filtró y observo el precipitado en el papel filtro .......................................... 25 
FOTO Nº 6 Se realizó pruebas cualitativas para determinar si es tanino hidrolizable 
 o condensado ...................................................................................................................... 26 
FOTO Nº 7 Muestra seca para la obtención de tanino ........................................................ 28 
FOTO Nº 8 Proceso de ebullición de la muestra ................................................................. 28 
FOTO Nº 9 Proceso de separación de muestra sólida y líquida .......................................... 28 
FOTO Nº 10Precipitación de tanino con alcohol Guabirá .................................................. 29 
FOTO Nº 11 Muestra en el desecador, para su posterior secado ........................................ 29 
FOTO Nº 12 Patrones para la curva de calibración, reposando 30min ............................... 33 
FOTO Nº 13 Muestras con contenido de tanino en reposo por 30 min ............................... 33 
FOTO Nº 14 Equipo BIOCHROM .................................................................................... 33 
FOTO Nº 15 Barrido del matraz #3 de las muestras patrón, donde su máxima longitud de onda 
es de 666,0 nm ..................................................................................................................... 34 
FOTO Nº 16 Lecturas hechas para la curva de calibración. ................................................ 34 
FOTO Nº 17 Tanino en polvo, muestra completamente pulverizada .................................. 38 
FOTO Nº 18 Rio JILUSAYA donde fue recolectada la muestra de Arcilla ....................... 40 
FOTO Nº 19 Muestra de greda recolectada (seca) .............................................................. 41 
FOTO Nº 20 Medición de pH con el papel tornasol ........................................................... 48 
FOTO Nº21 Equipo de pHmetro utilizado para medir el pH .............................................. 49 
FOTO Nº 22 Equipo de Turbidimetro ................................................................................. 49 
FOTO Nº 23 Rio de Botijlaca, donde se recolecto la muestra ............................................ 49 
FOTO Nº 24 Recipiente utilizado para recolectar la muestra de agua del rio de Botijlaca y la 
muestra de agua ................................................................................................................... 49 
FOTO Nº 25 Frascos de vidrio que se utilizaran, con capacidad de 20mL ......................... 50 
FOTO Nº 26 Tanino puro comercial. .................................................................................. 52 
FOTO Nº 27 Tanigel sintitizado a partir del tanino obtenido. ............................................ 54 
FOTO Nº 28 Muestra de agua coloreada de color rojo y azul ............................................ 55 
FOTO Nº 29 Barrido de la muestra coloreada de azul ....................................................... 56 
FOTO Nº 30 Barrido de la muestra coloreada rojo ............................................................. 57 
FOTO Nº 31 Muestras pesadas para el tanino obtenido, tanigel y tanino puro................... 57 
FOTO Nº 32 barrido de muestras de tanino con la solución coloreada azul ...................... 58 
FOTO Nº 33 barrido de muestras de tanigel con la solución coloreada azul ..................... 59 
FOTO Nº 34 Barrido de la muestra coloreada azul con tanino puro comercial .................. 60 
FOTO Nº 35 Muestras pesadas para el tanino obtenido, tanigel y tanino puro................... 61 
FOTO Nº 36 Barrido de la muestra coloreada roja con tanino extraído a diferentes masas.62 
FOTO Nº 37 Barrido de la muestra coloreada rojo con muestra de tanigel obtenido ......... 63 
FOTO Nº 38 Barrido de la muestra coloreada rojo con muestra de tanino puro comercial 64 
FOTO Nº 39 Equipo de Jarras ............................................................................................ 65 
FOTO Nº 40 Etapa de floculación con el sulfato de aluminio ............................................ 67 
FOTO Nº 41 Etapa de decantación de 20 min ..................................................................... 68 
FOTO Nº 42 Etapa de dosificación para el tanino .............................................................. 69 
FOTO Nº 43 Etapa de decantación de tanino a 1000ppm ................................................... 70 
FOTO Nº 44 Etapa de dosificación de tanino a 10000ppm ................................................ 72 
FOTO Nº 45 Etapa de remoción de turbiedad de mezcla de sulfato de aluminio y tanino . 74 
INDICE DE TABLAS 
 
Tabla Nº1 Composición química proximal de la planta ..................................................... 17 
Tabla Nº2 Pruebas Cualitativas Al Extracto De Hojas ........................................................ 22 
Tabla Nº 3 Datos obtenidos en la curva de calibración ....................................................... 35 
TablaNº 4 Resultado de la cuantificación por el método Folin – Denis ............................. 36 
Tabla Nº 5 Rendimiento obtenido de tanino........................................................................ 38 
Tabla Nº 6 Turbiedad de 124 NTU...................................................................................... 42 
Tabla Nº 7Turbiedad de 96,4NTU....................................................................................... 42 
Tabla Nº 8 Turbiedad de 97,1 NTU..................................................................................... 43 
Tabla Nº 9 Turbiedad 107 NTU .......................................................................................... 43 
Tabla Nº 10 turbiedad de 68,8 NTU .................................................................................. 44 
Tabla Nº 11 Turbiedad de 77,0 NTU................................................................................... 45 
Tabla Nº 12 Turbiedad de 68,7 NTU................................................................................... 45 
Tabla Nº 13 Turbiedad de 24,5NTU ................................................................................... 46 
Tabla Nº 14 Turbiedad De 23,5 NTU .................................................................................. 47 
Tabla Nº 15 Pruebas que se tomaron al inicio de la recolección de la muestra .................. 48 
Tabla Nº 16 Pruebas que se tomaron cuando se llegó al laboratorio de Química Industrial48 
Tabla Nº 17 Turbiedad de 30,3 NTU................................................................................... 50 
Tabla Nº 18 Turbiedad de 21,3 NTU................................................................................... 51 
Tabla Nº 19 Turbiedad de 24,97 NTU................................................................................. 53 
Tabla Nº 20 Turbiedad de 20,4 NTU................................................................................... 54 
Tabla Nº 21 Espectro de absorción de la solución azul ....................................................... 56 
Tabla Nº 22 Espectro de absorción de la solución roja ....................................................... 56 
Tabla Nº 23 Resultado de la dosificación a diferentes concentraciones para el sulfato de 
Aluminio ............................................................................................................................. 67 
Tabla Nº 24 Resultado de la dosificación a diferentes concentraciones para el tanino ....... 69 
Tabla Nº 25 Resultado de la dosificación a diferentes concentraciones para el tanino de 
10000ppm ............................................................................................................................ 71 
Tabla Nº 26 Resultado de la dosificación a diferentes concentraciones para el sulfato de 
aluminio y tanino ................................................................................................................. 73 
 INDICE DE FIGURAS 
 
Fig. 1. Estructura de ácido tánico (trímero n=3).................................................................... 6 
Fig. 2 Estructura del ácido gálico .......................................................................................... 8 
Fig. 3 Estructura química de los elagitaninos ........................................................................ 8 
Fig.4 Mecanismo de obtención de elagitaninos..................................................................... 9 
Fig. 5 Estructura básica de los taninos condensados ........................................................... 10 
Fig. 6 Taninos condensados................................................................................................. 10 
Fig. 7 Proceso de extracción Solido - Líquido .................................................................... 13 
Fig 8. Prosopis laevigata var andicola Burkart .................................................................... 15 
Fig. 9 Distribución virtual de Prosopis laevigata var. Andicola Burkart ........................... 16 
Fig. 10 Proceso de coagulación ......................................................................................... 19 
Fig. 11 Procedimiento para la obtención de tanino ............................................................. 27 
Fig. 12 Procedimiento para la preparación de la curva de calibración ................................ 31 
Fig. 13 Procedimiento para la preparación de la muestra.................................................... 32 
Fig. 14 Tanino de muestra comercial de industria brasileña TANFLOC ............................ 39 
Fig. 15 Tanino extraido a partir de hojas de la planta Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. ex 
Willd.) M.C. Johnst var. andicola Burkart .......................................................................... 40 
Fig. 16 Procedimiento para las lecturas de turbiedad de 70 a 130 NTU ............................. 41 
Fig. 17 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0123g ....................................... 42 
Fig. 18 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0230g ....................................... 42 
Fig. 19 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0370g ....................................... 43 
Fig. 20 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0465g ....................................... 43 
Fig. 21 Procedimiento para las lecturas de turbiedad de 60 a 70 NTU ............................... 44 
Fig. 22 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0105g ....................................... 44 
Fig. 23 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0324g ....................................... 45 
Fig. 24 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0434g ....................................... 45 
Fig. 25 Procedimiento para las lecturas de turbiedad de 20 a 30 NTU ............................... 46 
Fig. 26 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0113g ....................................... 46 
Fig. 27 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0320g ....................................... 47 
Fig. 28 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una muestra turbia de 30,3 NTU ..................... 51 
Fig. 29 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una muestra turbia de 21,3 NTU ..................... 52 
Fig. 30 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una muestra turbia de 24,97 NTU ................... 53 
Fig. 31 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una muestra turbia de 20,4 NTU ..................... 54 
Fig. 32 Proceso de pesado de muestras de tanino obtenido en laboratorio ......................... 58 
Fig. 33 Proceso de pesado de muestras de tanigel. .............................................................. 59 
Fig. 34 Proceso de pesado de muestras de tanino puro comercial ...................................... 60 
Fig. 35 Proceso de pesado de muestras de tanino obtenido en laboratorio ......................... 61 
Fig. 36 Proceso de pesado de muestras de tanigel obtenido ................................................ 62 
Fig. 37 Proceso de pesado de muestras de tanino comercial. ............................................. 63 
Fig. 38 Gráfica turbiedad final vs. Dosis de sulfato de aluminio ........................................ 68 
Fig. 39 Grafica turbiedad final vs. Dosis de Tanino a 1000ppm ......................................... 70 
Fig. 40 Grafica turbiedad final vs. Dosis de Tanino a 10000ppm ....................................... 71 
Fig. 41 Grafica turbiedad final vs. Dosis mezcla Sulfato de Aluminio y Tanino ............... 73 
 
 
1 
 
CAPITULO I 
1. INTRODUCCIÓN 
1.1.Introducción 
 
El agua “potable", para ser aceptable desde el punto de vista estético, debe estar exenta de 
turbidez, de color y de sabor perceptibles. Las aguas naturales raramente son de calidad 
satisfactoria para el consumo humano o el uso industrial y casi siempre deben ser tratadas 
(Kiely, 1999). 
Elagua cruda debe ser sometida a un tratamiento de sedimentación para luego proceder con la 
coagulación y floculación. La coagulación, es la adición de sustancias químicas y la mezcla 
mecánica, para que las partículas se aglutinen en partículas más grandes y puedan ser retirados 
(Dempsey, 2006). Su aplicación incluye la remoción de especies químicas y la turbiedad del 
agua por adición de coagulantes químicos convencionales; además, la coagulación/floculación 
es un paso fundamental en el proceso de tratamiento del agua, esencialmente por que remueve 
las partículas responsables de la turbiedad producida por las partículas suspendidas y por el 
material coloidal, también remueve microorganismos que, a menudo se adhieren a las 
partículas (McCarthy &Zachara 1989; Antov et al. 2010); sin embargo, existen desventajas 
asociadas al uso de coagulantes, como altos costos de adquisición, producción de grandes 
volúmenes de residuos sólidos y el hecho que afectan significativamente el pH del agua 
tratada (Yin, 2010; Haaroff&Cleasby 1988). También existe evidencia que relaciona a los 
coagulantes, a base de aluminio, con el desarrollo de la enfermedad de Alzheimer en los seres 
humanos, debido a la presencia de aluminio residual en el agua tratada (Flaten, 2001; Miller et 
al. 1984). 
El uso de coagulantes extraídos de plantas en el tratamiento de aguas turbias data de varios 
milenios (Sanghi et al. 2002) y hasta ahora se han podido identificar varios tipos de plantas, 
para este propósito. El empleo de materiales naturales puede minimizar o evitar la importación 
de los coagulantes químicos (Yin, 2010). 
El objeto de esta investigación es la de dar a conocer aspectos relevantes del tanino que es 
obtenido a partir del género acacia (Legumionosa mimosoideae) Prosopis laevigata M.C. 
Johnst. var. andicola Burkart, su extracción, su identificación, eficiencia y sus aplicaciones en 
2 
 
cuanto a remoción de la turbiedad y la disminución del color. Además, presentar 
recomendaciones y conclusiones de los principales aportes. La metodología a ser aplicada será 
del tipo cualitativo exploratorio, en donde se realizará una investigación experimental y 
aplicativa. 
1.2.Antecedentes del Estudio 
Los taninos: Tradicionalmente, se han usado para el curtido de pieles, varios de ellos también 
se han empleado como floculantes. Las principales ventajas de la utilización de coagulantes 
naturales a base de plantas como material para el tratamiento de agua son evidentes: remueven 
turbiedad orgánica e inorgánica, remueven color verdadero y aparente, producen lodo de fácil 
remoción, eliminan patógenos, destruyen algas y plancton, eliminan sustancias que producen 
sabor y olor; son rentables por los bajos costos de producción. Estas ventajas son 
especialmente aumentadas si la planta de la que se extrae el coagulante es autóctona de una 
comunidad rural. 
Los taninos aparecen como substitutos de las sales de aluminio en el tratamiento de aguas. El 
género acacia (Legumionosa mimosoideae) surge como una alternativa de obtención de 
taninos, este género está ampliamente distribuido en la región de Rio Abajo de la Cuidad de 
La Paz. Este trabajo quiere contribuir en la obtención y cuantificación de tanino para la 
aplicación en la remoción de turbiedad y color de aguas preparadas en laboratorio y 
superficiales. 
Las referencias bibliográficas en la Universidad Mayor de San Andrés se puede verificar que 
no existen trabajos ni teóricos ni prácticos acerca del género acacia (Legumionosa 
mimosoideae) Prosopis laevigata M.C. Johnst. var. andicola Burkart. 
 
Las únicas referencias dirigidas específicamente a los taninos es la tesis de grado para optar 
al título de Licenciatura en Ingeniería Química del señor Carlos Dellien Bause “Extracción de 
tanino a partir del Curupaú” en 1986 y el proyecto de grado para optar al título de Licenciatura 
en Química Industrial del señor Fanor Gomez Portillo “Extracción de taninos a partir de hojas 
y tallos de la Palta (Persea americana)” 2014. 
3 
 
En cuanto a otras bibliografía consultada se tiene a; Siban et al. (2009) utilizaron extractos de 
diferentes semillas: "Horsechestnut" (Aesculushyppocastanum), roble común (Q. robur), roble 
turco (Q. cerris), roble rojo norteño (Q. ruber) y castañea europea (C. sativa). A cada uno de 
los extractos les determinaron contenido de proteínas y su actividad coagulante, encontrando 
que la castaña europea y el roble común son las más eficientes. 
Sánchez et al. (2010a) ensayaron cuatro tipos de agua (agua superficial, agua residual 
municipal, aguas residuales de industria textil y aguas residuales de lavandería) y como agente 
coagulante TANFLOC (extracto de mimosa modificado). El resultado obtenido fue la 
remoción de turbidez del agua superficial entre 50-60%, con una dosis de 2mg/L. Sánchez et 
al. (2010b) analizaron el coagulante SILVAFLOC, un producto a base de taninos, el cual, se 
modificó mediante proceso fisicoquímico. Ellos reportan una remoción de turbidez del 90%, 
con una dosis de 20mg/L. 
Beltrán et al. (2011) reportaron un nuevo agente coagulante, a partir del extracto del tanino 
crudo de la A. mearnsii, el cual fue obtenido con NH4Cl y formaldehido. Como resultados, 
apreciaron diferencias evidentes en la eficiencia de la remoción. Respecto de la remoción de 
turbidez, encontraron que a bajas dosis de coagulante (12,5-25mg/L) es posible remover la 
casi totalidad de la turbidez inicial de las muestras. 
Entre los coagulantes vegetales no maderables usados por la sabiduría tradicional de muchas 
culturas de Sud América se destacan las semillas, tallos, hojas y flores de muchas que actúan 
como floculantes para la clarificación de agua. Sciban et al, (2009) evaluaron la capacidad de 
los extractos de semilla de las especies de castaña y bellota como coagulantes naturales en el 
tratamiento de agua para potabilización. Los componentes activos fueron extraídos de semillas 
del castaño y bellota de algunas especies de la familia de las Fagaceae tales como: roble 
común, de Turquía, rojo del Norte y castaña Europea. Los extractos estudiados presentaron 
capacidad de coagulación y sus cantidades dependieron de los valores de pH y turbidez inicial. 
El empleo de los agentes naturales para el tratamiento del agua cruda, es una técnica muy 
antigua, sin embargo, en las últimas décadas su estudio se ha profundizado generando nuevas 
alternativas mediante el uso de agentes origen vegetal o animal. Todos los extractos, de origen 
natural, ensayados y reportados en esta revisión son eficientes en la remoción de turbidez del 
4 
 
agua, comparados en algunos casos con el sulfato férrico o aluminio. La adición de 
coagulantes naturales, reduce significativamente la dosis de productos químicos. Los 
coagulantes naturales funcionan mediante un mecanismo de adsorción seguido por la 
neutralización de carga. El empleo de materiales naturales puede minimizar el impacto de los 
coagulantes químicos, reduciendo de manera significativa los costos de tratamiento si se 
dispone de ellos a nivel local. Las fuentes para la producción de agentes naturales dependen, 
en gran medida, de la disponibilidad de los recursos. 
1.3.Planteamiento del Problema 
 
El interés de esta investigación radica en evaluar el extracto de taninos, observando su 
capacidad de remoción y decoloración en aguas preparadas con arcillas recolectadas del rio 
Jilusaya y aplicadas a sistemas reales con taninos extraídos del género acacia (Legumionosa 
mimosoideae) Prosopis laevigata (Humb. &Bonpl. exWilld) M.C. Johnst. var. andicola 
Burkart colectada en la localidad de Huajchilla, Provincia Murillo del Departamento de La 
Paz. 
1.3.1. Árbol De Problema 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Utilizado en forrajes 
para animales. 
 
Planta utilizada como carbón 
y leña para venta y uso propio 
de los comunarios. 
 
Material vegetal 
desaprovechado, sin 
ningúnuso específico. 
 
EL género acacia (Legumionosa mimosoideae) 
Prosopis laevigata (Humb. &Bonpl. ex Willd) M.C. 
Johnst. var. andicola Burkart., ha sido poco estudiado. 
 
Una alternativa 
para mejorar su 
uso. 
 
Perdida de materia 
prima. 
 
Mejor aprovechamiento de 
la materia prima, ejemplo en 
la remoción de turbiedad en 
aguas superficiales. 
5 
 
1.4.Objetivos 
 
1.4.1. Objetivos General 
Obtención de polímeros de base taninica, del genero acacia (Legumionosa mimosoideae) 
Prosopis laevigata (Humb. & Bonpl. ex Willd) M.C. Johnst. var. andicola Burkart a 
recolectarse en la región de Huajchilla y su aplicación en remoción de la turbiedad y 
decoloración de aguas superficiales. 
1.4.2. Objetivos Específicos 
 Identificar la especie y género de la planta. 
 Determinar el porcentaje de taninos en la planta. 
 Proponer un método de extracción de taninos 
 Caracterización química de los taninos mediante técnicas espectrofotométricas (UV-VIS e 
IR). 
 Encontrar parámetros óptimos de cambios en la turbiedad predeterminada con arcillas del 
rio Jilusaya observando su posible capacidad de remoción de la turbiedad. 
 Encontrar parámetros óptimos del cambio de coloración en soluciones de color azul y rojo, 
extraídas de prendas de vestir. 
 Aplicar los parámetros óptimos a sistemas de aguas superficiales del río de Botijlaca. 
1.5. Justificación del Estudio 
La búsqueda de nuevos productos amigables en la remoción de turbiedad y color de aguas 
superficiales, encuentra en los productos naturales una fuente importante de este tipo de 
sustancia con estas características, el presente trabajo pretende aportar con un estudio en la 
extracción y utilización de los taninos obtenidos de las hojas del genero acacia (Legumionosa 
mimosoideae) Prosopis laevigata (Humb. & Bonpl. ex Willd) M.C. Johnst. var. andicola 
Burkart , que puede ser explotada por los comunarios para su posterior transformación como 
materia prima de obtención de taninos. La obtención del tanino no con lleva procedimientos 
largos y caros, no se necesitan productos químicos de alto presupuesto al contrario este 
procedimiento a realizarse será accesible y de mucha eficacia. 
6 
 
CAPITULO II 
2. MARCO TEÓRICO 
2.1.Tanino 
Se denominan así a un grupo de sustancias orgánicas (metabolitos secundarios) que están 
ampliamente distribuidas en el reino vegetal, en casi todas las familias. Cuando se presentan 
en cantidades considerables, suelen localizarse en determinadas partes, como las hojas, frutos, 
corteza o tallos. Es común que en las plantas herbáceas se presenten localizados en una 
cantidad considerable en las raíces, disminuyendo mucho la concentración cuando se trata de 
plantas anuales. En las plantas leñosas, tanto la localización como la abundancia son variadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 1. Estructura de ácido tánico (trímero n=3) 
Fuente: Álvaro Peña 2006 
 
En la Fig. 1 es posible apreciar un compuesto formado por 3 esqueletos de flavonol, es decir 
un tanino con grado de polimerización de 3. En cuanto al tamaño de polimerización del tanino, 
se ha podido establecer que taninos con tamaños de polimerización cercanos a diez unidades 
de flavonol (decámeros), son los más astringentes y en los casos de los cercanos a cuatro 
unidades (tetrámeros) son los más amargos. 
 
7 
 
2.2.Características de los taninos 
Son polifenoles naturales, que son metabolitos secundarios ampliamente distribuidos en varios 
sectores del reino de las plantas superiores. Se distinguen por las siguientes características 
generales: 
 Solubilidad en agua 
 Masa molecular entre 500 y 3000 – 5000 
 Estructura y carácter polifenólico (12-16 grupos fenólicos y 5 -7 anillos aromáticos por 
cada 1000 unidades de masa molecular relativa) 
 Con las sales férricas dan coloraciones negro azuladas o verdosas. 
 Produce un color rojo intenso con ferricianuro de potasio y amoníaco, e indica la 
presencia de tanino condensado. 
 Produce un precipitado naranja con dicromato de potasio. 
 Se presenta un precipitado blanco con Acetato de plomo. 
 Pruebas con gelatina salada y ácido sulfúrico, se presenta un precipitado blanco. 
 Produce un color amarrillo con el cianuro de potasio al 5%. 
 Produce un precipitado naranja con yoduro de potasio al 5%, además nos indica que es 
tanino gálico. 
 Un precipitado beige con Formaldehido, indica la presencia de tanino condensado. 
 Precipitan a las proteínas en solución y se combinan con ellas, haciéndolas resistentes a 
la enzimas proteolíticas. Esta propiedad, denominada astringencia. 
2.3.Clasificación 
Dado que estos compuestos se han investigado durante más de 100 años, se diseñaron 
diferentes clasificaciones de acuerdo con el nivel del conocimiento que de éstos se tenía en los 
diferentes períodos de tiempo. 
La clasificación de Freudenberg, que actualmente es empleada, tiene su fundamento en el tipo 
de estructura base del tanino. Es así que los agrupa en dos grandes clases: taninos hidrolizables 
y taninos condensados, con las siguientes características: 
 
8 
 
2.3.1. Taninos hidrolizables 
 
Los llamados taninos hidrolizables son esteres que pueden hidrolizarse hirviéndoles con ácido 
clorhídrico diluido, el componente alcohólico del ester generalmente es un azúcar. 
El ácido gálico probablemente es uno de los más comunes, el ácido elagico es un producto 
secundario que se forma por hidrolisis de algunos taninos que son esteres del ácido 
hexaoxidifenico. Estos taninos se encuentran en la nuez en la corteza del roble o encino y en la 
corteza del granado. 
Las estructuras de componentes ácidos de taninos hidrolizables son: 
 
Fig. 2 Estructura del ácido gálico 
Fuente: Gross 1992 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 3 Estructura química de los elagitaninos 
Fuente: Gross 1992 
 
 
9 
 
 
 
 
 
 
 
 Ácido hexahidroxidifenoico Ácido elágico 
Fig.4 Mecanismo de obtención de elagitaninos. 
Fuente: Gross 1992 
Los estudios más relevantes sobre estos taninos han sido los realizados por Haslam (1981), 
dirigidos fundamentalmente a la determinación de las estructuras de los galotaninos simples. 
Más recientemente, Okuda et al. (1990) han caracterizado y clasificado los taninos 
hidrolizables más complejos. 
 
La extracción de los taninos hidrolizables se puede realizar con diversos disolventes como 
hexano, diclorometano, metanol y agua (Okuda et al. 1990). A diferencia de los taninos 
condensados, los hidrolizables pueden presentar reacciones diversas en función del disolvente 
empleado. Así por ejemplo, una disolución acuosa de tanino a 60 ºC es suficiente para liberar 
ácido gálico (Tedder et al. 1972) y a 100 ºC los elagitaninos se pueden descomponer dando 
lugar al ácido elágico (Nishimura et al.1 986). 
 
2.3.2. Taninos condensados 
Los taninos condensados conocidos genéricamente como poliflavonoides oproantocianidinas 
están constituidos por flavonoides con diferentes grados de condensación (flavan-3-ol y 
flavan-3,4-diol) así como otros flavonoides análogos, carbohidratos y trazas de amino e imino 
ácidos. La estructura básica de los taninos se presenta en: 
 
 
 
 
 
 
10 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 5 Estructura básica de los taninos condensados 
Fuente:Hon y Shiraishi 2001 
 
Cuando se hidrolizan dan fenoles polihidricos simples como el ácido gálico del que se obtiene 
pirogalol o bien, ácido protocatequico que su vez produce el catecol para dar lugar a los 
taninos condesandos o catequinas. 
En este caso, los núcleos están unidos por átomos de carbono y no se separan por la acción de 
las enzimas hidrolizantes ni de los ácidos diluidos. 
Fig. 6 Taninos condensados 
Fuente: GomezFanor 2001 
 
11 
 
Los taninos condensados, son no hidrolizables; y son característicos de los taninos de mayor 
importancia comercial como mimosa, quebracho, mangrove, hemlock. Estos taninos son másastringentes (curten más rápido) que los taninos hidrolizables, tienen también moléculas más 
grandes. Los taninos condensados dejan menor sedimento, o por lo menos pierden menos 
durante el curtido, pero el cuero frecuentemente tiende a colorearse de rojo cuando se expone 
a la luz; producen flabofenos o rojos. 
2.4.Aplicación de los taninos 
Los taninos tienen un sin número de aplicaciones a nivel industrial, ya que son polímeros 
orgánicos naturales que han llegado a convertirse en gran interés, debido a que son 
compuestos que no generan efectos altamente nocivos al medio ambiente y la salud humana, 
dada su naturaleza orgánica además de obtenerlos a un bajo costo. 
 
 En este contexto, los taninos catiónicos pueden ser el recurso de nuevos agentes de 
coagulación. A escala experimental, se ha demostrado que es posible sintetizar coagulantes 
derivados de los taninos a partir de varias materias primas: Acacia meamsii, Sch. Balansae, P. 
pinaster, C. sativa, a travez de un procedimiento simple, que involucra la reacción de Mannish. 
Yin (2010) y Ozacar & Sengil (2003) estudiaron la aplicación del tanino como coagulante 
autónomo o como ayuda de coagulación, para el tratamiento de agua. El tanino usado en su 
estudio, se extrajo de la Valonia. Donde el tanino combinado con el sulfato de aluminio es un 
excelente sustituto de los coagulantes químicos. 
 
Los taninos han sido utilizados durante siglos como elementos curtientes de un sin número de 
pieles de animales, las que luego se destinan a la elaboración de múltiples artículos: maletas de 
viaje, bolsos, zapatos, chaquetas, monturas para caballería, etc. La utilización de estos 
principios de curtido, se debe a la particularidad de convertir una piel en cuero. Este proceso 
se logra gracias a que los taninos reaccionan con las proteínas, como la gelatina, 
distribuyéndose en forma uniforme por todas las uniones peptídicas, con lo cual se logra un 
cuero de características muy especiales, de acuerdo con la calidad y procesos utilizados en 
características muy especiales. Un cuero debidamente curtido tiene la ventaja de ser flexible y 
durable. Según el elemento curtiente utilizado, los cueros además de tomar un color 
12 
 
característico, se torna inmunes al ataque de agentes externos (virus, bacterias, hongos), y no 
se hidrolizan al contacto con el agua. 
 
Por la propiedad que tienen los taninos de reaccionar en forma fácil con sales férricas, 
proporcionando productos de tonos muy variados, los que han sido utilizados universalmente 
en la tintorería y por ende en la elaboración de tintas. 
 
Los taninos en ciertas condiciones pueden obrar como medios clarificantes y al mismo tiempo 
como preservantes; por esto se utilizan en gran escala en la industria de enlatadas y 
embotellados de productos como jamones, sardinas, embutidos, jugos, vinos, etc. 
 
Es muy importante el empleo del tanino en terapéutica, como astringente. La supresión de la 
secreción mucosa del conducto intestinal se funda, aparentemente en su acción astringente. El 
tanino, lo mismo que sus derivados, se elimina del organismo en forma de ácido gálico, así 
queda excluida la acción astringente. Sin embargo, debe notarse que en solución concentrada 
actúa como cáustico sobre la piel y mucosas. 
Se emplea al exterior contra las hemorragias y en los procesos con separación (extracción de 
pus), en las enfermedades de las encías, difteria, caída del cabello y como contraveneno de los 
compuestos metálicos y alcaloides. Es extraordinariamente grande el número de preparados 
medicinales en los cuales se ha combinado con otros compuestos, en parte para disminuir sus 
propiedades cáusticas, insolubilizarlo, a fin de hacer menos perceptible su gusto desagradable 
o para que actúe más lejos, por ejemplo, en el conducto intestinal, para hacer insolubles a otros 
medicamentos (los alcaloides pierden así el sabor amargo), y finalmente para coadyuvar con 
su acción medicamentosa. 
 
Actualmente, en algunos países, son utilizados para lo conservación de aparejos de pesca, 
debido a sus propiedades bactericidas y fungicidas, en la fabricación de plástico y adhesivos, 
por su facilidad de reaccionar con el aldehído fórmico; fabricación de moldes cerámicos y en 
perforación de pozos petroleros, gracias a su acción dispersante y el control de viscosidad de 
lodos; como desincrustante de calderas de vapor y como clarificador del vino, principalmente 
como ácido tánico. 
13 
 
2.5. Extracción Sólido – Líquido 
 
La extracción sólido-líquido es una operación unitaria cuya finalidad es la separación de uno o 
más componentes de una fase sólida, mediante la utilización de uno o más componentes 
contenidos en una fase sólida, mediante la utilización de una fase líquida o disolvente. El 
componente o componentes que se transfieren de la fase sólida a la líquida reciben el nombre 
de soluto, mientras que el sólido insoluble se denomina inerte. Entre más grande sea la 
superficie de contacto entre la parte sólida y el líquido que le atraviesa aumenta la eficiencia 
de la extracción y para que se dé esto es necesario que la parte sólida se le someta a un pre 
tratamiento que normalmente es el secado y la molienda de la muestra. 
 
Esquema de la extracción; antes de la extracción (Izquierda) y después de la extracción (derecha). 
1 Disolvente, 2 material de extracción (base portadora solido con soluto), 3 soluto, 4 fase portadora solida 
lixiviada, 5 disolvente con el soluto de transición en el disuelto. 
 
Fig 7. Proceso de extracción Sólido – Líquido 
Fuente: Brenan 1988 
2.6. Aspectos importantes de la planta 
2.6.1. Genero acacia 
El género Acacia, el segundo más grande en la familia (después de Astragalus), cuenta con 
aproximadamente 1200 especies ampliamente distribuidas en los trópicos del mundo. Se trata 
del único género dentro de la tribu Acacieaey posee unas 890 especies en Australia, y en 
América, aproximadamente 200 especies. 
 
Las especies de Acacia poseen una variabilidad morfológica en algunos caracteres 
taxonómicos que pueden dificultar su identificación. Este hecho además ha contribuido en 
parte a que se hayan acumulado numerosos sinónimos para algunas de las especies. Por 
14 
 
ejemplo, la presencia de espinas es una de las características que ayudan a identificar los 
materiales herborizados. Cuando se toma la muestra de las partes maduras de la planta, dichas 
estructuras están presentes y son muy evidentes. Por contra, en las porciones más jóvenes y 
generalmente en las asociadas a las inflorescencias o frutos, las espinas y aguijones no se han 
desarrollado en el momento de la herborización. 
 
2.6.2. Generalidades de la planta 
Nombre científico: Prosopislaevigata (H. B. ex Willd.) Johnst. M.C 
Nombre común: “Mezquite” (México), “Algarrobo”, “Thaco” (Bolivia) 
Familia: Mimosaceae (Leguminoseae: Mimosoideae) 
Género: Acacia 
2.6.3. Descripción de la planta 
 
Arbusto de 1-3 metros o arboles de 5 – 8 metros de alto, glabros, ramas vigorosas, muy 
flexibles, espinas germinadas, axilares de 4 – 9 centímetros de largo por 5-6 milímetros de 
ancho en la base. Hojas uniyugas, pinnas de 5-9 centímetros, de largo con 16 – 24 pares de 
folilos, estos subcoriaceos, linear – oblongo, obtusos a subagudos, nerviación reticulada de 5 – 
12 milímetros de largo por 1.5 – 1.2 milímetros de ancho, los márgenes de los foliolos se tocan 
o si están distanciados, esta distancia es menor al ancho del mismo. Legumbre subfalcada, 7 – 
20 centímetros de largo por 1.1 – 1.4 centímetros de ancho comprimidas con los márgenes 
ondulados o cercanamente paralelos como se muestra en la siguiente figura: 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig 8. Prosopis laevigata var andicola Burkart 
Fuente: M.Atahuachi et al. 514 Bolivia 
 
2.6.4. Fonología 
 
Flor de septiembre a marzo. Desarrolla los frutos de septiembre a mayo. 
 
2.6.5. Distribución geográficaChuquisaca NorCinti, 16 km al norte de Camargo, J.C. Solomon 11331 (LPB) Yamparnez a 
12 km de Sucre a Tarabuco, M. Atahuachi 7 (BOLV) Cochabamba, Arani, Cerro de arani, 
Cardenas 3647(SI), Arque, Rio Sayari, frente a Changollatacopaya rio Comuna, P. Ibisch 642 
(LPB): cerca atacopaya , rio comuna, P. Ibich 603 (LPB). Campero, camino hacia omeregue, 
km 181 borde de camino, C. Antezana 396 (BOLV), Rumirancho a 17 km de aquile, R. Yucra 
1, 2,3 ,4, 6, 7, 9, 11, (LPB); Cercado, a 12 km de A quile, R. Yucra 12, 13, 14,16, 18. 
Capinota, F Pedrotti s/n (LPB). Mizque, cantón Molinero Raqay pampa, M. sigle 102 (LPB). 
En La Paz se encuentra en la florida 17 km rio Abajo, Beck &Liberman 12485 (LPB); de 
La Paz hacia rio abajo, Beck 11210 (LPB); 2 km de Mecapaca J. C. Solomon 5098 (LPB). 
Potosí, sud Chichas, bajando a Cazonn, 64 km Tupiza, G. Torrico& C. Peca 442 (LPB); Rio 
juan del oro, M. Atahuahi, G. Navarro &Arrazola 514 (BOLV). Saavedra, a 40 km sobre la 
carretera Potosí – Sucre, M. Atahuachi 2 (BOLV). Santa Cruz, Cordillera a 4 km de Boyoibe 
hacia Charagua; E. Fernandez& C. Antezana 77 (BOLV). Tarija Cercado, T. Meyer 17965 
(SI); Pinos bee, K, Fiebrig2492 (SI). 
16 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 9 Distribución virtual de Prosopis laevigata var. Andicola Burkart 
Fuente: M. Atahuachi et al. 514 Bolivia 
 
2.6.6. Ecología 
 
Especie xerófila, forma parte fundamental de las etapas seriales de los bosques Xerofíticos de 
Schinopsishaenkeana en chaparrales degradados. Freatofito (son plantas que se abastecen con 
aguas subterráneas) solo en climas cálidos. 
 
2.6.7. Composición química proximal de la planta 
El fruto de mezquite es una legumbre con altos contenidos de proteínas y carbohidratos que 
varían de tamaño, color y características químicas según la especie véase (tabla Nº1). 
 
 
 
 
17 
 
Tabla Nº 1 Composición quimica proximal de la vaina de diferentes especies de prosopis, de 
acuerdo a diversos autores. 
Especie y 
Autor 
Humedad 
(%) 
Cenizas 
(%) 
Proteina 
(%) 
Grasas 
(%) 
Fibra(%) Carbohidratos 
(%) 
P. laevigata 
Ramirez et al., 
(2000) 
3 3 12 5 25 52 
P. laevigata 
Ruiz (2011) 
9.22 4.2 10.28 3.9 16.88 48.1 
P. glandulosa 
var, Torreyana 
Solorio (2001) 
7.41 4.98 13.27 1.99 25.27 47.08 
P. glandulosa 
var. glandulosa 
Carrillo (2006) 
no 
determinado 
3.15 20.15 1.95 23.9 50.86 
Fuente: Karina Lisbet Resendez, 2014 
Según Ramírez et al 2000, las vainas de las especie Prosopis son ricas en carbohidratos (ver 
tabla Nº1). Este hecho hace que los extractos acuosos de este órgano tiendan a caramelizarse, 
lo que dificulta la extracción de taninos, los tallos presentan pectinas y gomas que ocasionan el 
mismo efecto anterior. Por estas razones no son objetos de estudio estos órganos, siendo las 
hojas un sistema de estudio y aplicación en el presente trabajo. 
2.7. Características Organolépticas del agua 
2.7.1. Olor y Sabor 
Fisiológicamente, los sentidos del gusto y el olfato están íntimamente relacionados ya que las 
papilas linguales y las olfativas detectan estímulos simultáneos y complementarios. 
En la situación habitual, las sustancias con capacidad de producir olor/sabor en un agua 
pueden interactuar en tres formas: 
Aditividad: suma simple de olores/sabores. 
Sinergismos: incremento del olor/ sabor resultante con relación a lo esperado por adición 
simple. 
Antagonismo: reducción del olor/ sabor resultante con relación a lo esperado por adición 
simple. 
 
18 
 
2.7.2. Color 
El color de un agua se debe, fundamentalmente, a diferentes sustancias coloreadas existentes 
en suspensión o disueltas en ella. En aguas naturales el color proviene de las numerosas 
materias orgánicas procedentes de la descomposición de vegetales, así como de diversos 
productos y metabolitos orgánicos que habitualmente se encuentran en ellas (colocaciones 
amarillentas). Además, la presencia de sales solubles de Fe y Mn (aguas subterráneas y 
superficiales poco oxigenadas) también produce un cierto color en el agua. 
2.7.3. Turbiedad 
Es una forma indirecta de medir la concentración de las partículas suspendidas en un líquido; 
mide el efecto de la dispersión que estas partículas presentan al paso de la luz; y es función del 
número, tamaño y forma de partículas. 
 
2.8. Coagulación 
Es un proceso de desestabilización química de las partículas coloidales (son suspensiones 
estables, por lo que es imposible sus sedimentación natural, son sustancias responsables de la 
turbiedad y del color del agua), que se producen al neutralizar las fuerzas que los mantienen 
separados, por medio de la adición de los coagulantes químicos, naturales o sintéticos y la 
aplicación de la energía mezclado. 
En la figura 10 se muestra como las sustancias químicas anulan las cargas eléctricas de la 
superficie del coloide permitiendo que las partículas coloidales se aglomeren formando 
floculos. 
 
19 
 
 
Fig. 10 Proceso de coagulación 
Fuente: Yolanda Cárdenas, 2000 
 
En la coagulación se agrega al agua una sustancia denominada coagulante para poder cambiar 
el comportamiento de las partículas en suspensión. Esta hace que las partículas, que 
anteriormente tendían a repelerse unas a otras, sean atraídas las unas a las otras o hacia el 
material agregado. 
 
2.9. Floculación 
 
La floculación es el proceso que sigue a la coagulación, que consiste en la agitación de la masa 
coagulada que sirve para permitir el crecimiento y aglomeración de los flóculos recién 
formados con la finalidad de aumentar el tamaño y peso necesarios para sedimentar con 
facilidad. 
Estos flóculos inicialmente pequeños, crean al juntarse aglomerados mayores que son capaces 
de sedimentar. 
 
 
 
 
 
20 
 
CAPITULO III 
3. MARCO EXPERIMENTAL Y RESULTADOS 
 
3.1. Localización y recolección de materia prima 
La planta de la familia Leg. Mimosoideae Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. ex Willd.) M.C. 
Johnst var. andicola Burkart fue recolectada en la región de Huajchilla ubicada a 22,2 km 
desde la plaza Murillo, del departamento de La Paz, provincia Murillo. 
La planta fue recolectada a finales del mes de mayo, al ser una planta silvestre se lo encuentra 
alrededor de los caminos y cerros en gran mayoría. 
 Para su recolección se utilizó guantes, el cual proporciona comodidad, ya que al tener espinas 
este tipo de planta dificulta su manipulación. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 1 Lugar donde se recolecto la planta. 
Fuente: Elaboración propia 
 
Una vez recolectada la planta de Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. ex Willd.) M.C. Johnst 
var. andicola Burkart, se tomó una pequeña muestra para que se lo analice en el HERBARIO 
NACIONAL DE BOLIVIA (LPB), y de esta forma nos proporcionen veracidad en su 
nombre, género al que pertenece en cuanto a la planta recolectada. La muestra fue examinada 
por ROSSY DE MICHEL (LPB), corroborando su pertenencia a la familia de Leg. 
Mimosoideae Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. ex Willd.) M.C. Johnst var. andicola 
Burkart. (Ver anexo 1). 
21 
 
Paralelamente a la caracterización de la planta, se procedió al secado en un lugar exenta de luz 
solar y en un ambiente ventilado, durante 18 días. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 2 Proceso de secado. 
Fuente: Elaboración propia 
 
3.2. Pruebas Cualitativas 
 
Se realizaron las siguientes pruebas cualitativas para establecer la presencia de tanino y el tipo 
de tanino al que pertenece, ya sea tanino gálico o condensado. 
Para esto se realizó lo siguiente: 
 
 
 
 
 
 
 
 
a) Prueba del cloruro férrico 1%: Se introduce en un tubo de ensayo 1 mL del extracto, 
se adiciona 2 mL de agua destilada y 2 mL de cloruro férrico al 1%, la presencia de un 
precipitado verde oscuro es prueba positiva para tanino condensado 
 
b) Prueba con dicromato de potasio: A una mezcla de 1 mL del extracto y 2mL de agua 
destilada, se agregó 2mLde dicromato de potasio al 5%, la presencia de un precipitado 
naranja es prueba positiva de tanino. 
 
5 gramos de muestra+ 70 mL de agua destilada 
Calentar a ebullición durante 20 minutos 
Enfriar y filtrar y en el filtrado realizar las pruebas 
22 
 
c) Prueba con acetato de plomo: A 1mL de extracto y se adiciono 2mL de agua 
destilada, para luego añadir 2 mL de acetato de plomo al 5%, un precipitado blanco 
indica la presencia de taninos. 
 
d) Prueba de la gelatina salada al 1%: a 5mL del extracto se añade 3 gotas de solución 
de gelatina al 1% (NaCl al 10%), y 2mL de ácido sulfúrico concentrado, observándose 
un precipitado blanco que indica la presencia de taninos. 
 
e) Prueba con cianuro de potasio al 5%: a 1mL del extracto se adiciona 2mL de agua 
destilada y 2mL de cianuro de potasio al 5%, un precipitado de color amarrillo indica 
la existencia de taninos. 
 
f) Prueba de yoduro de potasio al 5%: a 1mL del extracto acuoso de la muestra se 
añade 2mL de agua destilada y 1 mL de yoduro de potasio al 5%, no se observa un 
precipitado color naranja, indica la presencia de tanino gálico. 
 
g) Prueba de formaldehido: se mezclan 2 mL de extracto y 1mL de formaldehido, la 
presencia de un precipitado beige indica la presencia de taninos condensados. 
 
Tabla Nº2 Pruebas Cualitativas al Extracto de Hojas 
MUESTRA # REACTIVO TIPO DE TANINO PRECIPITADO FOTO 
E
X
T
R
A
C
T
O
 
A
C
U
O
S
O
 
D
E
 
H
O
J
A
S
 
D
E
 
2
0
m
L
 
D
E
 
M
U
E
S
T
R
A
 
1 K2Cr2O7 5% 
prueba 
positiva 
para tanino 
++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Precipitado 
naranja 
23 
 
2 
Pb(CH3COO)2 
5% 
prueba 
positiva 
para tanino 
+++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Precipitado 
blanco 
3 
Gelatina 
salada al 1% 
prueba 
positiva 
para tanino 
++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Precipitado 
blanco 
4 KCN 5% 
prueba 
positiva 
para tanino 
+++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Precipitado 
amarrillo 
5 FeCl3 1% 
prueba 
positiva 
para tanino 
condensado 
++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Precipitado 
verde 
oscuro 
24 
 
6 KI 5% 
prueba 
positiva 
para tanino 
gálico 
- 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
no hay 
precipitado 
naranja 
7 Formaldehido 
prueba 
positiva 
para tanino 
condensado 
++ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
precipitado 
beige 
(-) ausencia; (+) poca presencia; (++) moderado; (+++) abundancia 
FUENTE: elaboración propia 
 
Con la pruebas realizadas que se muestran en la TABLA Nº1, se observa que en las pruebas 1, 
2, 3 y 4 confirman que la muestra es tanino. Mientras la pruebas 5 y 7, se determina que el 
extracto es tanino condesando y la prueba 6 muestra que el extracto no es tanino gálico. 
3.2.1. Ensayo fitoquímico con el extracto obtenido 
El ensayo fotoquímico se realizó con una extracción acuosa en caliente de 5g de muestra de 
hojas con 100mL de agua filtrada llevar a ebullición por 25 min, luego filtrar y comprobar la 
presencia de taninos con FeCl3. 
A 15mL de extracto acuoso se adiciona igual volumen de reactivo Stiasny (mezcla de HCl y 
formol 1:1), se lleva a ebullición por 30 min en baño María. Se Filtra y en el papel filtro se 
detecta la presencia de taninos catequicos, añadiendo sobre el papel filtro unas gotas de FeCl3 
y amoniaco. Si es positivo aparecerá color azul- verdoso. En el filtrado detectar la presencia de 
25 
 
taninos gálicos añadiendo una pequeña fracción (tubo de ensayo) FeCl3 y acetato de sodio. Si 
es positivo apareceré color azul. 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 3 Reactivo a utilizar para determinar si es condesando o hidrolizado. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 4 Se llevó a ebullición por 30min observando el precipitado que se forma enfriar y 
filtrar. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 5 Se filtró y observo el precipitado en el papel filtro. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
26 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 6 Se realizó pruebas cualitativas para determinar si es tanino hidrolizable o 
condensado. 
Fuente: Elaboración propia 
 
Una vez filtrada la muestra de extracto de hojas se observa un precipitado en el papel filtro el 
cual cambia de color añadiendo cloruro férrico al 1% y amoniaco una gotas para darle el 
medio adecuado, al reaccionar se torna un color verde oscuro como se muestra en la FOTO 
Nº6 del papel filtro. 
A su vez a la parte filtrada se le añadió unas gotas de cloruro férrico al 1% y de esta forma 
observar el cambio de color azul, lo cual no cambio, esto indica que las hojas de la planta no 
tiene tanino gálico. 
 
3.3. Obtención de taninos 
Para la obtención de tanino se siguió el siguiente procedimiento: 
 
 
 
 
Al precipitado se añade FeCl3 
1% y amoniaco. 
Se observa un cambio de color 
verde el cual es positivo para 
tanino condensado. 
Al filtrado se le añade FeCl3 1% 
y acetato de sodio, y no se 
observa ningún cambio de color 
azul. 
27 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 11 Procedimiento para la obtención de tanino 
Fuente: elaboración propia 
 
 
 
290,9 g de hojas secas 
Añadir 6 L de agua, llevar a ebullición durante 6 
horas, remover cada cierto tiempo 
Enfriar a temperatura 
ambiente y filtrar 
Fase acuosa, realizar 
prueba específica 
para taninos 
Hojas húmedas 
humedas 
Concentrar por 
evaporación a un 
medio de su volumen 
hasta 
Filtrar al vacío 
Concentrar nuevamente 
hasta un cuarto de su 
volumen original en 
baño maría 
Precipitar los taninos 
añadiendo etanol al 96 %, 
dejando reposar durante una 
noche 
Separar el 
precipitado, secar en 
un desecador hasta 
completa sequedad 
Pesar y calcular el 
rendimiento de 
extracción 
28 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 7 Muestra seca para la obtención de tanino 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 8 Proceso de ebullición de la muestra. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 9 Proceso de separación de Muestra sólida y líquida 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 10 Precipitación de tanino con alcohol Guabirá. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 11 Muestra en el desecador, para su posterior secado. 
Fuente: Elaboración propia 
 
3.4.Cuantificación de taninos en hojas de la planta de Prosopis laevigata (Humb & 
Bonpl. ex Willd.) M.C. Johnst var. andicola Burkart, por el método FOLIN – 
DENIS 
 
3.4.1. Preparación el reactivo Folin – Denis: 
5 g de wolframato de sodio dihidratado (WO4 Na2 .2H2O) 
1 g de ácido fosfomolíbdico. 
2,5 ml de ácido fosfórico (PO4 H3) 
Hervir a reflujo durante dos horas, enfriar y trasvasar a un matraz aforado de 50mL, enrasar 
con agua destilada. 
 Además preparar la solución de carbonato de sodio al 35% y dejarlo reposar toda una noche 
para utilizarlo. 
 
 
 
30 
 
3.4.2. Preparación de la curva de calibración 
Para la preparación la preparación de patrones. Se utiliza el método de Folin – Denis, donde se 
pesa 10mg de ácido tanino, diluyendo a 100mL, presentando una concentración de 
0,10mg/mL. A partir de esta solución se preparó las soluciones patrón. 
 Para una concentración de 0,1mg/100mL el volumen requerido se la solución madre se 
calcula de la siguiente manera: 
𝐶1 𝑥 𝑉1 = 𝐶2 𝑥 𝑉2 
Despejando V2: 
𝑉2 = 
𝐶1 𝑥 𝑉1
𝐶2
 
Donde: 
C1= Concentración con la que se trabajara de 0,1: 0,15; 0,20: 0,25: 0,3 mg/100mL 
V1= Volumen de 100mL, al cual se afora 
C2= Solución madre de concentración 0,10 mg/mL 
𝑉2 =
0,1𝑚𝑔
100𝑚𝐿
 𝑥 100𝑚𝐿
0,1
𝑚𝑔
𝑚𝐿
= 1,0 𝑚𝐿 
 Para 0,15mg/100ml : 
 
𝑉2 =
0,15𝑚𝑔
100𝑚𝐿
 𝑥 100𝑚𝐿
0,1
𝑚𝑔
𝑚𝐿
= 1,5 𝑚𝐿 
 Para 0,20mg/100ml : 
 
𝑉2 =
0,20𝑚𝑔
100𝑚𝐿
 𝑥 100𝑚𝐿
0,1
𝑚𝑔
𝑚𝐿
= 2,0𝑚𝐿 
 
 Para 0,25mg/100ml : 
 
𝑉2 =
0,25𝑚𝑔
100𝑚𝐿
 𝑥 100𝑚𝐿
0,1
𝑚𝑔
𝑚𝐿
= 2,5𝑚𝐿 
 
 
31 
 
 Para 0,30mg/100ml : 
𝑉2 =
0,30𝑚𝑔
100𝑚𝐿
 𝑥 100𝑚𝐿
0,1
𝑚𝑔
𝑚𝐿= 3,0𝑚𝐿 
Luego de hacer cálculos se sigue con la siguiente preparación: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 12 Procedimiento para la preparación de la curva de calibración. 
Fuente: elaboración propia 
Preparación de soluciones patrón en 
matraces aforados de 100mL 
Matraz 
1 
Matraz 
2 
Matraz 
3 
Matraz 
4 
Matraz 
5 
Agua 
destilada 
Agua 
destilada 
Agua 
destilada 
Agua 
destilada 
Agua 
destilada 
3ml sol. 
Patrón 
2,5ml sol 
patrón 
2ml sol. 
Patrón 
1,5 ml sol. 
Patrón 
1ml sol. 
Patrón 
2ml Folin 
- Denis 
2ml Folin 
- Denis 
2ml Folin 
- Denis 
2ml Folin 
- Denis 
2ml Folin 
- Denis 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
Enrasar con 
agua 
destilada a 
100mL 
Enrasar con 
agua 
destilada a 
100mL 
Enrasar con 
agua 
destilada a 
100mL 
Enrasar con 
agua 
destilada a 
100mL 
Enrasar con 
agua 
destilada a 
100mL 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
la 
absorbancia 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
la 
absorbancia 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
la 
absorbancia 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
la 
absorbancia 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
la 
absorbancia 
32 
 
3.4.3. Preparación de la muestra de hojas 
Para determinar el contenido de tanino en las hojas secas se toma 2 g de muestra se hierve 
15min en 100mL de agua destilada, filtrar y aforar en un matraz aforado de 250mL, para luego 
proseguir con el siguiente procedimiento: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 13 Procedimiento para la preparación de la muestra 
Fuente: elaboración propia 
Preparación de la muestra por 
triplicado en matraces aforados de 
100mL 
Muestra 
Agua 
destilada 
5 ml de 
muestra 
2ml Folin 
- Denis 
5 ml sol. 
NaCO3 35% 
Enrasar con 
agua destilada 
a 100mL 
Agitar y 
esperar 
30min y leer 
las 
absorbancias 
33 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 12 Patrones para la curva de calibración, reposando 30min. 
Fuente: Elaboración propia 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 13 Muestras con contenido de tanino en reposo por 30 min. 
Fuente: Elaboración propia 
 
Preparados los estándares y las muestras, luego de 30 minutos, re realizo un barrido para 
obtener un espectro UV-VIS, el cual se muestra en la siguiente figura: 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 14 Equipo BIOCHROM 
Fuente: Elaboración propia 
34 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 15 Barrido del matraz #3 de las muestras patrón, donde su máxima longitud de onda 
es de 666,0 nm. 
Fuente: Elaboración propia 
 
Con el dato experimental de la longitud de onda de máxima absorción, 666 nm, se traza la 
curva de calibración, que permite el cálculo de taninos presentes en la muestra. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 16 Lecturas hechas para la curva de calibración. 
Fuente: Elaboración propia 
35 
 
Tabla Nº 3 Datos obtenidos en la curva de calibración. 
# 
matraz 
Concentración (C) 
(mg/100mL) 
A 
1 0,00 0,00 
2 0,10 0,085 
3 0,15 0,120 
4 0,20 0,148 
5 0,25 0,173 
6 0,30 0,194 
M1 - 0,138 
M2 - 0,142 
M3 - 0,142 
Fuente: Elaboración propia 
 
Donde r2=0.9930, el coeficiente de correlación tiende a ser 1 lo cual es ideal. Para hallar la 
concentración de taninos se utilizara la ecuación que representa la recta de calibración. 
 [𝑌] = 0,7002[𝑋] (1) 
Y = es las absorbancias de la muestras. 
X = concentración a hallar. 
Primeramente se despejara [x] de la ecuación (1): 
[𝑌] = 0,7002[𝑋] 
Despejando [X]: 
[𝑋] =
𝑌
0,7002
 
Remplazando datos: 
[𝑋1] =
0,138
0,7002
=
0,197 𝑚𝑔
100 𝑚𝐿
= 0,00197
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
 
[𝑋2] =
0,142
0,7002
=
0,203 𝑚𝑔
100 𝑚𝐿
= 0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
 
[𝑋3] =
0,142
0,7002
=
0,203 𝑚𝑔
100 𝑚𝐿
= 0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
 
36 
 
TABLA Nº 4 Resultado de la cuantificación por el método Folin - Denis 
Número de 
muestra # 1 
 
Concentración tanino de las hojas secas. 
1 X1=0,00197
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
2 X2=0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
3 X3=0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
total X =(0,00201 mg/ mL ± 0,00003mg/mL) 
Fuente: Elaboración propia 
La cantidad de 0,00201mg/mL hay de 5ml que se tomó de muestra para diluir en 100mL. 
Para determinar la cantidad de tanino que hay en 250ml, primeramente se halla el factor de 
dilución el cual es: 
 
Entonces el factor de dilución es 
250𝑚𝐿
5𝑚𝐿
= 50 
 
Posteriormente hallamos la concentración de las muestras en 250mL. 
 
𝑀1: 0,00197
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 𝑥 50 = 0,0985
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
 
𝑀2: 0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 𝑥 50 = 0,1015
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
 
𝑀3: 0,00203
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 𝑥 50 = 0,1015
𝑚𝑔
𝑚𝐿
 
37 
 
Una vez halladas las concentraciones a 250mL se realizan cálculos para determinar la cantidad 
de tanino en gramos: 
M1: 250𝑚𝐿 𝑥
0,0985 𝑚𝑔
1𝑚𝑙
 𝑥 
1 𝑔
1000𝑚𝑔
= 0,0246 𝑔 
𝑀2: 250𝑚𝐿 𝑥
0,1015𝑚𝑔
1𝑚𝑙
 𝑥 
1 𝑔
1000𝑚𝑔
= 0,0254 𝑔 
𝑀3: 250𝑚𝐿 𝑥
0,1015𝑚𝑔
1𝑚𝑙
 𝑥 
1 𝑔
1000𝑚𝑔
= 0,0254 𝑔 
Hallando el promedio en total es: 
𝑝𝑟𝑜𝑚𝑒𝑑𝑖𝑜 = 
(0,0246 + 0,0254 + 0,0254)
3
= 0,0251 𝑔 𝑑𝑒 𝑡𝑎𝑛𝑖𝑛𝑜 
El porcentaje de tanino es: 
% 𝑡𝑎𝑛𝑖𝑛𝑜 =
𝑚 𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙
𝑚 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙
∗ 100% 
 
% 𝑡𝑎𝑛𝑖𝑛𝑜 = 
0,0251 𝑔
2𝑔
𝑥 100% = 1,255% 𝑑𝑒 𝑡𝑎𝑛𝑖𝑛𝑜 
Donde 0,0251g de tanino se tiene en 250ml de solución. Lo cual en porcentaje es de 1, 255% 
de tanino en 2 gramos de hojas, realizado por el método Folin – Dennis. 
 
3.5. Rendimiento de la Extracción de taninos 
 
Las muestras de tanino en un inicio se pesaron 290,6 g de hojas secas, luego de realizar una 
extracción solido – líquido, donde el tanino seco tiene una masa total de 32,6 gramos, el cual 
fue secado en el desecador. 
Posteriormente se halló el rendimiento de: 
 
%𝑅 =
𝑚 𝑓𝑖𝑛𝑎𝑙
𝑚 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙
∗ 100% 
 
%𝑅 =
32,6 𝑔
290,6𝑔
∗ 100% = 11,218% 
 
 
 
 
 
38 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 17 Tanino en polvo 
Fuente: Elaboración propia 
 
Posteriormente se realizó una comparación con otros rendimientos obtenidos para verificar si 
se tiene un rendimiento adecuado. 
TABLA Nº 5 Rendimiento obtenido de tanino 
Rendimiento de 
tanino obtenido de 
la planta Prosopis 
laevigata 
Rendimiento 
obtenido extractos 
tánicos de corteza 
de Pinus Caribaea 
por el método de 
extracción en 
etapas sucesivas 
con agua y solución 
Acuosa de sulfito 
de sodio al 2%. 
Rendimiento 
obtenido extractos 
tánicos de corteza 
de Rhizophora 
mangle (mangle 
colorado)por el 
método de 
extracción en 
etapas sucesivas 
con agua y solución 
Acuosa de sulfito 
de sodio al 2%. 
Rendimiento 
de Taninos a 
partir de 
hojas y tallos 
de la palta 
(parsea 
americana)- 
11,218% 15.71% * 33,04%** Hojas 2,684% 
Tallos 4,553% 
*** 
Fuente: Elaboración propia 
*Método de extracción con maceración mecánica con sulfito de sodio al 2%, Suchini L. J.M., 2002. 
**Método de extracción con maceración mecánica con sulfito de sodio al 1%, para las alturas de toma 
de muestras de 1.30 m. Akú Ramirez, I.L. 2000. 
*** Extracción de taninos a partir de hojas y tallos de la palta (parsea americana)- de Gomez Portillo 
2001. 
 
Realizando una comparación del rendimiento obtenido con otros rendimientos de taninos 
obtenidos de diferentes plantas se observa que se tiene un rendimiento óptimo en cuanto a la 
obtención de tanino de la planta Prosopis laevigata. 
 
39 
 
3.6. Caracterización espectrofotométrica FT-IR 
El análisis de los espectros infrarrojo (FT-IR) de una muestra comercial de taninos de industria 
Brasileña TANFLOC, presenta una banda ancha entre 2800 a 3450 cm-1, características de los 
grupos hidroxilo (–OH) presentes comúnmente en compuestos fenólicos. Otras señales a 1620 
cm-1 y 1615 cm-1 son producto del alargamiento de los dobles enlaces carbono-carbono de las 
estructuras aromáticas presentes en este tipo de metabolitos.Fig. 14 Tanino de muestra comercial de industria brasileña TANFLOC. 
Fuente: elaboración propia 
 
En el IR del tanino obtenido a partir de hojas de la planta Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. 
ex Willd.) M.C. Johnst var. andicola Burkart, se observa una banda ancha en 3333 cm-1, típica 
de grupos OH presentes comúnmente en compuestos fenólicos; una banda estrecha de 
intensidad media en 1630 cm-1son producto del alargamiento de los dobles enlaces carbono-
carbono de las estructuras aromáticas presentes en este tipo de metabolitos. 
 
 
 
 
4000.0 3000 2000 1500 1000 700.0
68.2
80
90
100
110
122.7
cm-1
%T 
Tanino
40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 15 Tanino extraido a partir de hojas de la planta Prosopis laevigata (Humb & Bonpl. ex 
Willd.) M.C. Johnst var. andicola Burkart, 
Fuente: Elaboración propia 
 
Por el análisis del espectro FT-IR del tanino comercial y la de la muestra se puede concluir 
que el producto se trata de tanino condensable. Porque en la banda estrecha de intensidad 
media en 1630 cm-1 ha un alargamiento de dobles enlaces carbono - carbono por ende este nos 
da la característica de ser un tanino condensable. 
3.7. Aplicación del tanino en aguas preparadas en laboratorio 
 
3.7.1. Arcilla recolectada del rio JILUSAYA 
La arcilla es recolectada en el rio Jilusaya ubicada en el campus de Cota Cota, el cual se 
encontraba húmeda por entonces se lo seco 1 semana, una vez seca fue utilizado para preparar 
soluciones de diferente turbiedad para ser sometidas a una remoción de turbiedad con tanino. 
 
 
 
 
 FOTO Nº 18 Rio JILUSAYA donde fue recolectada la muestra de Arcilla. 
Fuente: Elaboración propia 
 
4000.0 3000 2000 1500 1000 700.0
91.1
100
110
120
130
140
147.7
cm-1
%T 
Tanino 1
41 
 
 
 
 
 
 
 
 
FOTO Nº 19 Muestra de Arcilla recolectada (seca) 
Fuente: Elaboración propia 
Una vez seca y triturada la muestra, se llevó a molerla para luego pesar diferentes cantidades 
de masa de 0,2g, 0,5g, 0,8g, 2g y 3g los cuales se disolvieron en 500mL de agua, se midió su 
turbiedad y observar la remoción de turbiedad a diferentes masas de tanino 
3.7.1.1.Estudio del tanino a diferentes masas en aguas turbias 
Para poder estudiar al tanino se trabajó a diferentes masas y distintas turbiedades de agua 
preparadas con la arcilla recolectada en el rio Jilusaya, donde a diferentes tiempos se midió la 
turbiedad para así apreciar la remoción de turbiedad que existiera. 
Una vez preparada las aguas turbias se pesaron diferentes masas de tanino como se especifican 
a continuación: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 16 Procedimiento para las lecturas de turbiedad de 70 a 130 NTU 
Fuente: elaboración propia 
A su vez se calculó el % de remoción en cada una de las pruebas con la siguiente formula: 
%𝑅𝑒𝑚𝑜𝑐𝑖ó𝑛 =
(𝐵𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜) − (𝐵 + 𝑇𝑎𝑛𝑖𝑛𝑜)
𝑇𝑢𝑟𝑏𝑖𝑒𝑑𝑎𝑑 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙
 𝑥 100% 
Para 70 a 
130 NTU de 
turbiedad 
Se pesó las siguientes 
masas de tanino 
0,01 gramos 
de tanino 
0,02 gramos 
de tanino 
0,03 gramos 
de tanino 
0,04 gramos 
de tanino 
42 
 
50
60
70
80
90
100
110
120
130
0 20 40 60 80 100 120 140
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo min
B + Tanino Blanco
54
59
64
69
74
79
84
89
94
99
-1 9 19 29 39 49 59 69
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo (min)
B + Tanino Blanco
Tabla Nº 6 Turbiedad de 
 124 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 17 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0123g 
Fuente: Elaboración propia 
 
El efecto de la adición de tanino a una muestra de agua turbia de 124 NTU, permite observar 
una mínima disminución de turbiedad a los 120 minutos donde se observa que la turbiedad se 
reduce a 55,6 NTU. Lo cual indica que él % de remoción de turbiedad es el 9,4% para una 
masa de 0,0123 g. 
 
Tabla Nº7 Turbiedad de 
 96,4NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 18 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0230g 
Fuente: Elaboración propia 
Para una masa de 0,0123g 
de tanino y una turbidez 
de 124 NTU 
Blanco B + 
Tanino 
Tiempo 
minutos 
124 124 0 
110 104 10 
89,3 78,4 20 
75,0 59,9 40 
73,6 61,8 60 
67,2 55,6 120 
Para una masa de 0,0230g 
de tanino y una turbidez 
de 96,4NTU 
Blanco B + 
Tanino 
Tiempo 
minutos 
96,4 96,4 0 
84,8 83,2 10 
81,2 72,7 20 
76,0 66,0 40 
62,0 55,6 60 
43 
 
43
53
63
73
83
93
103
-2 18 38 58 78 98
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo (min)
B + Tanino
Blanco
50
70
90
110
130
150
170
190
-2 18 38 58 78 98
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo (min)
B + Tanino Blanco
El añadido de 0,0230 g de tanino a una solución con 96,4 NTU de turbiedad, ocasiona una 
disminución de la misma hasta niveles de 55,6 NTU en 60 minutos, lo cual nos indica 6,6%, 
con respecto a una solución de la turbiedad inicial. 
 
Tabla Nº8 Turbiedad de 
97,1 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 19 Grafica Turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0370g 
Fuente: Elaboración propia 
 
La presencia de 0,0370 g de tanino a una solución con 97,1 NTU de turbiedad, no ocasiona 
una disminución de la turbiedad ya que el blanco tiene menor turbiedad en 90 minutos, por lo 
cual el porcentaje de remoción es de – 3,5% 
Tabla Nº 9 Turbiedad 
 107 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 20 Grafica Turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0465g 
Fuente: Elaboración propia 
Para una masa de 
0,0370g de tanino y una 
turbidez de 97,1NTU 
Blanco B + 
Tanino 
tiempo 
97,1 97,1 0 
81,5 75,9 10 
59,4 66,2 20 
57,8 63,2 40 
54,5 56,2 60 
44,5 47,9 90 
Para una masa de 
0,0465g de tanino y una 
turbidez de 107NTU 
Blanco B + 
Tanino 
tiempo 
107 107 0 
62,9 183 10 
60,3 125 20 
59,3 98,4 40 
56,0 87,3 60 
52,1 85,2 90 
44 
 
10
20
30
40
50
60
70
80
-2 8 18 28 38 48 58 68
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo (min)
B + Tanino Blanco
El añadido de 0,0465 g de tanino a una solución con 107 NTU de turbiedad, no ocasiona una 
disminución de turbiedad, por lo cual el porcentaje de remoción es de un -30,93%. 
 
Posteriormente se realizó pruebas con tanino para turbiedades que se encontraban de 60 a 70 
NTU. De la siguiente forma: 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 21 Procedimiento para las lecturas de turbiedad de 60 a 70 NTU 
Fuente: elaboración propia 
 
Tabla Nº 10 turbiedad de 
 68,8 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 22 Grafica Turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0105g 
Fuente: Elaboración propia 
 
El añadido de 0,0105 g de tanino a una solución con 68,8 NTU de turbiedad, ocasiona una 
disminución de 56,7 unidades de NTU, es decir un 4,2% en 60 minutos, con respecto a una 
solución con la misma turbiedad inicial. 
Para una masa de 0,0105g 
de tanino y una turbidez de 
68,7NTU 
Blanco B + 
Tanino 
tiempo 
68,8 68,8 0 
23,4 27,4 10 
18,9 19,7 20 
16,3 15,1 40 
15,9 12,1 60 
Se pesó las siguientes 
masas de tanino 
0,01 gramos 
de tanino 
0,03 gramos 
de tanino 
0,04 gramos 
de tanino 
Turbiedad de 60 a 
70 NTU 
45 
 
45
50
55
60
65
70
75
80
-2 18 38 58 78 98
Tu
rb
ie
d
ad
 N
TU
Tiempo (min)
B + Tanino Blanco
 Tabla Nº 11 Turbiedad 
de 77,0 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 23 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0324g 
de tanino 
Fuente: Elaboración propia 
 
El añadido de 0,0324 g de tanino a una solución con 77,0 NTU de turbiedad, no ocasiona una 
disminución de turbiedad pasado los 90 min con respecto a una solución con la misma 
turbiedad inicial, por lo cual solo se tiene un % de remoción de -2,5%. 
 
Tabla Nº 12 Turbiedad 
 de 68,7 NTU 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig.24 Grafica turbiedad vs. Tiempo para una masa de 0,0434g 
Fuente: Elaboración propia 
 
El añadido de 0,0434 g de tanino a una solución con 68,7 NTU de turbiedad, no ocasiona una 
disminución de turbiedad por lo cual el porcentaje de remoción de turbiedad es del -7.7%. 
Para una masa de 0,0324g de 
tanino y una turbidez de 
77,0NTU 
Blanco B