Identificación de Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum en

•

Teodoro Olivares

Marieli Cáceres

30/4/2024

¡Este material tiene más páginas!

Entonces, ¿te gustó este material?

Ayude a animar a otros estudiantes a mejorar el contenido

¿Te gustó este material? ¡Compartir! 🧡

Virus animales domésticos

180 Materiales compartidos

Descarga la aplicación para disfrutar aún más

Lea materiales sin conexión, sin usar Internet. Además de muchas otras características!

Vista previa del material en texto

IDENTIFICACIÒN DE Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum EN POLLO DE
ENGORDE DE LA LINEA ROSS 308

JOSE ANDERSSON PIÑEROS GORDILLO
MANUEL ARTURO RODRIGUEZ VASQUEZ

UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE ZOOTECNIA
2010
IDENTIFICACION DE Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum EN POLLO DE
ENGORDE DE LA LINEA ROSS 308

JOSE ANDERSSON PIÑEROS GORDILLO
MANUEL ARTURO RODRIGUEZ VASQUEZ

Trabajo de grado presentado para optar el tìtulo de Zootecnista

Director
JAVIER EDUARDO GÓMEZ
Médico veterinario ULS.

UNIVERSIDAD DE LA SALLE
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE ZOOTECNIA
BOGOTA D.C
2010
DIRECTIVAS

HERMANO CARLOS GABRIEL GÒMEZ RESTREPO F.S.C
RECTOR

HERMANO FABIO CORONADO PADILLA F.S.C
VICERRECTOR ACADEMICO

HERMANO CARLOS ALBERTO PABÒN MENESES F.S.C
VICERRECTOR DE PROMOCIÒN Y DESARROLLO HUMANO

HERMANO MANUEL CANCELADO JIMENEZ F.S.C
VICERRECTOR DE INVESTIGACIÒN Y TRASFERENCIA

DOCTOR EDUARDO ANGEL REYES
VICERRECTOR ADMINISTRATIVO

DOCTORA PATRICIA INES ORTIZ VALENCIA
SECRETARIA GENERAL

DOCTOR LUIS CARLOS VILLAMIL JIMENEZ
DECANO FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS

DOCTOR JOS LECONTE
SECRETARIO ACADEMICO
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS

DOCTOR RAFAEL IGNACIO PAREJA MEJIA
DIRECTOR DEL PROGRAMA DE ZOOTECNIA

DOCTOR ALEJANDRO TOBON GONZALEZ
ASISTENTE ACADEMICO

APROBACION

_______________________________________
DOCTOR RAFAEL IGNACIO PAREJA MEJIA
DIRECTOR DEL PROGRAMA

______________________________________
DOCTOR ALEJANDRO TOBON GONZALEZ
ASISTENTE ACADEMICO

______________________________________
DOCTOR JAVIER GÒMEZ
DIRECTOR DEL TRABAJO DE GRADO

______________________________________
DOCTORA RUTH RODRIGUEZ ANDRADE
JURADO

______________________________________
DOCTOR GUILLERMO GÒMEZ JURADO
JURADO

AGRADECIMIENTOS

A Dios por permitirnos terminar nuestra carrera.

A nuestros padres por su apoyo, por su confianza y ayuda durante toda la carrera.

A nuestro director de tesis, Doctor Javier Eduardo Gómez, por sus conocimientos y la
asesoría brindada para el desarrollo de este proyecto.

A la Universidad de la Salle por el apoyo brindado para que este proyecto se realizara.

A Rosario Santos, por su ayuda y colaboración incondicional durante las pruebas de
laboratorio requeridas para este proyecto.

DEDICATORIA

A Dios por su ayuda espiritual.

A nuestros padres por su paciencia confianza y ayuda brindada a lo largo de
nuestra vida.
A todos nuestros amigos que estuvieron con nosotros en toda nuestra carrera.

Jose Andersson Piñeros Gordillo
Manuel Arturo Rodriguez Vasquez
1

IDENTIFICACION DE Salmonella Gallinarum Y Salmonella Pullorum EN
POLLO DE ENGORDE DE LA LINEA ROSS 308

RESUMEN

La avicultura de nuestro país ha venido sufriendo un problema de gran relevancia,
consistente en la aparición de una enfermedad denominada científicamente como
salmonelosis, la cual origina problemas patológicos que ocasionan principalmente
alteraciones en los parámetros zootécnicos de las aves, situación que constituye
perdidas enormes en las empresas avícolas.

En la década de los ochenta se produjo un aumento en los casos de salmonelosis
humana trasmitida por los alimentos. La principal fuente fueron los productos avícolas.
Esto creo una gran desconfianza para los consumidores, provocando que no
compraran estos productos por prevención. También generó dificultades a los
avicultores nacionales para competir en los mercados externos. Debido a todo esto las
empresas avícolas disminuyeron sus utilidades. Lo anterior se debe a que no existen
investigaciones de salmonelosis en granja en donde se disponga de datos o
información necesaria para la implementación de estrategias, reglamentación y control
adecuado de salmonelosis aviar en las granjas de Colombia.

El principal objetivo de esta investigación fue el aislamiento, identificación y
serotipificación de Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum en pollos de engorde
de la línea Ross 308, por medio de hisopados cloacales en una granja del sector
avícola con una población de 36.000 aves, divididos en 4 lotes cada uno de 9.000
aves. Por cada lote se tomaron 20 hisopados cloacales al final de las semanas 1, 2, 3
de vida. En total se tomaron 240 hisopos cloacales equivalente a 4800 aves
representando el 10% de la población total. Para la identificación de las bacterias se
llevo a cabo en el laboratorio de control de calidad de la Universidad de La Sallé sede
norte por medio de pruebas bioquímicas y el sistema de identificación BBL Crystal. Los
2

resultados obtenidos se analizaron por medio de estadística descriptiva mostrando la
presencia de Salmonella Spp en un 80,42 %, Proteus Spp 11,67%, Enterobacter
Cloacae 5.83%, Klebsiela Spp 2,08 % y la ausencia de Salmonella Gallinarum y
Salmonella Pullorum en estas aves.

PALABRAS CLAVES: Aislamiento, Identificación, Salmonella, Pollos.

ABSTRAC

The poultry industry of our country has been facing a problem of great importance,
namely the emergence of a disease known scientifically as salmonella, which causes
problems mainly caused pathological changes in the zootechnical parameters of birds,
presenting huge losses in the poultry companies.

In the eighties there was an increase in human salmonellosis cases of foodborne. The
main source was poultry products. This created a great distrust for consumers, causing
them not to buy these products for prevention. It also generates difficulties for domestic
poultry farmers to compete in foreign markets. Because of all this poultry companies
decreased their profits. This is because there is no salmonella in farm research where
data are available or information necessary for the implementation of strategies, proper
regulation and control of avian salmonellosis on farms in Colombia.

The main objective of this research was the isolation, identification and serotyping of
Salmonella Gallinarum and Salmonella Pullorum in broilers of the Ross 308 line,
through cloacal swabs on a farm where the poultry sector has a population of 36,000
birds divided into 4 lots each of 9,000 birds. For each batch took 20 cloacal swabs at
the end of weeks 1, 2, 3 living. A total of 240 cloacal swabs were taken equivalent to
4,800 birds representing 10% of the total population. For the isolation and identification
of bacteria was carried out in the quality control laboratory of the University of La Salle
north headquarters through biochemical tests and BBL Crystal Identification System.
The results were analyzed using descriptive statistics showing the presence of
Salmonella Spp in 80,42 %,, Proteus Spp 11,67%, Enterobacter Cloacae5.83%,
Klebsiella Spp 2,08 % and the absence of Salmonella Pullorum and Salmonella
Gallinarum in birds.

KEY WORDS: Isolation, Identification, Salmonella, Chickens.

TABLA DE CONTENIDO

RESUMEN .................................................................................................................... 1
ABSTRAC ..................................................................................................................... 3
1. INTRODUCCIÒN ................................................................................................. 10
2. OBJETIVOS ........................................................................................................ 12
2.1 OBJETIVO GENERAL .......................................................................................12
2.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS ............................................................................. 12
3. MARCO TEÒRICO .............................................................................................. 13
3.1 GENERALIDADES DE LA AVICULTURA EN COLOMBIA ................................ 13
3.2 POLLO DE ENGORDE LINEA ROSS 308 ........................................................ 14
3.2.1 Parámetros Zootécnicos ................................................................................. 15
3.3 ENFERMEDADES BACTERIANAS EN LA AVICULTURA ................................ 15
3.4 GENERALIDADES DE LAS BACTERIAS ......................................................... 15
3.4.1 Clasificación De Las Bacterias ....................................................................... 16
3.5 GENERALIDADES DE LA SALMONELA .......................................................... 17
3.5.1 Estructura Antígena ........................................................................................ 19
3.5.2 Salmonella Gallinarum ................................................................................... 21
3.5.3 Salmonella Pullorum ....................................................................................... 21
3.6 SALMONELOSIS .............................................................................................. 22
3.6.1 Resistencia A Antibióticos .............................................................................. 23
3.6.2 Transmisión en el Hombre .............................................................................. 24
3.6.3 Programas De Control .................................................................................... 24
3.6.4 Diagnóstico .................................................................................................... 24
3.7 MÉTODOS PARA EL AISLAMIENTO DE SALMONELLA SPP ......................... 25
3.7.1 Preenriquecimiento en medio no selectivo ..................................................... 25
3.7.2 Medios de enriquecimiento selectivo ........................................................... 26
3.7.3 Medios de cultivo selectivos ........................................................................... 27
3.7.4 Medios de cultivo diferenciales ....................................................................... 27
3.7.4.1 Agar Xilosa Lisina Desoxicolato (XLD) ........................................................ 28
5

3.7.4.2. Agar Bismuto Sulfito ................................................................................... 29
3.8 PRUEBAS BIOQUÍMICAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE SALMONELLA ..... 29
3.8.1 Prueba De Indol ............................................................................................. 29
3.8.2 Prueba de catalasa......................................................................................... 30
3.8.3 Prueba oxidasa .............................................................................................. 30
3.8.4 Prueba De Movilidad ...................................................................................... 30
3.9 SISTEMA DE IDENTIFICACIÓN BBL CRYSTAL® ........................................... 31
3.10. SEROTIPIFICACIÒN ...................................................................................... 32
3.10.1 Esquema De Kauffmann White..................................................................... 33
4. MATERIALES Y METODOS ................................................................................... 35
4.1 UBICACIÓN DEL PROYECTO .......................................................................... 35
4.2 UNIVERSO Y MUESTRA .................................................................................. 35
4.3 CARACTERIZACIÓN DE LAS GRANJAS ......................................................... 36
4.4. TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS UTILIZADOS PARA LA RECOLECCIÓN DE
LA INFORMACIÓN ................................................................................................. 37
4.4.1 Método para la recolección de muestras de Salmonella Gallinarum y
Salmonella Pullorum ............................................................................................... 37
4.4.2 Aislamiento e identificación de Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum.
................................................................................................................................ 39
4.5 DISEÑO EXPERIMENTAL ................................................................................ 47
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................................ 48
4.1 Resultados presencia / ausencia de Salmonella Spp ........................................ 48
4.2 Resultado pruebas bioquímicas ........................................................................ 49
4.3 Presencia de Salmonella Spp y otras especies ................................................. 51
4.4 Resultado muestras por lote .............................................................................. 52
4.5 Resultados semanales ...................................................................................... 53
6. CONCLUSIONES ................................................................................................ 54
7. RECOMENDACIÓNES ........................................................................................ 55
REFERENCIAS .......................................................................................................... 57
ANEXOS ..................................................................................................................... 60

TABLAS

1. Parámetros Zootécnicos Pollo De Engorde ..................................................... 15
2. Tipos de formas bacterianas ........................................................................... 16
3. Pruebas bioquímicas para la identificación de S. Gallinarum y S. Pullorum .... 18
4. Resultados pruebas bioquímicas ………………………………………………….50

FIGURAS

1. Pollo Ross 308 ............................................................................................... 14
2. Pared celular Gram negativas – Gram positivas .............................................. 17
3. Salmonella Spp. .............................................................................................. 19
4. Estructura antígena Salmonella Spp. .............................................................. 20
5. Prueba BBL Crystal ® ..................................................................................... 32
6. Muestreo con hisopo cloacal ........................................................................... 37
7. Tubos identificados para el muestreo .............................................................. 38
8. Tubos muestreados e identificados ................................................................. 38
9. Caldo Tetrationato ........................................................................................... 39
10. Siembra en caldo Tetrationato ........................................................................ 40
11. Muestras descartadas ..................................................................................... 41
12. Colonias Salmonella Spp. ............................................................................... 41
13. Prueba catalasa y oxidasa .............................................................................. 42
14. Medio SIM ....................................................................................................... 43
15. Muestras con Producción de H2S y movilidad +. ............................................. 43
16. Siembra en Agar triptiasa soya........................................................................44
17. Siembra en BBL Crystal. ®.............................................................................. 44
18. Esquema proceso de identificación de Salmonella Spp. en laboratorio ........... 46

GRAFICAS

1. Presencia / Ausencia de Salmonella Spp. ....................................................... 48
2. Porcentaje de aislamiento de Salmonella Spp y otras especies ...................... 51
3. Resultados muestras por lote. ......................................................................... 52
4. Resultados muestras semanales ..................................................................... 53

ANEXOS
1. Principales enfermedades de control oficial en Colombia. .............................. 62
2. Esquema de kauffmann white ......................................................................... 63
3. Registro de seguimiento de muestra ............................................................... 64
4. Estadística descriptiva presencia Salmonella Spp. por lotes y por semana…..75

1. INTRODUCCIÒN

En el mundo a través del tiempo ha aumentado cada vez más el interés por la
inocuidad de los alimentos en sus diferentes campos de producción. En Latinoamérica
y en Colombia se han establecido documentos legislativos los cuales están
encaminadas a la exigencia de la inocuidad de los alimentos en las diferentes etapas
de producción encaminada siempre a la evolución de la agroindustria. La carne, uno
de los productos más consumidos y base de la canasta familiar Colombiana, es uno de
los productos más importantes por sus características nutricionales y es uno de los
objetivos principales de control y vigilancia por estar considerado como de mayor
riesgo para la salud pública, según el Decreto 3075 de 1997. (MINISTERIO DE LA
PROTECCION SOCIAL, 1997)
En Colombia la avicultura constituye uno sectores más dinámico dentro de las
actividades pecuarias encaminadas a la producción de carne en las últimas tres
décadas seguido por la producción de carne bovina y la porcicultura.
La producción de pollo de engorde en Colombia es una de las principales actividades
pecuarias ya que es de gran importancia para la alimentación de los colombianos, sin
embargo las enfermedades trasmitidas por estos animales constituyen un aspecto de
especial interés para las entidades gubernamentales que apelan a la prevención de
éstas mediante exigencia de la implementación de sistemas de calidad como el Plan
de Análisis de Peligros y Puntos Críticos de Control (HACCP), que garanticen la
inocuidad de los productos. (DE LAS MERCEDES OSORIO ROJAS, 2009)
Dentro de estas enfermedades de control oficial encontramos la Salmonelosis la cual
es una enfermedad zoonotica, la cual afecta a la salud pública y produce grandes
pérdidas económicas a nivel productivo por mortalidad, pérdida de peso y una
disminución en la producción. Esta enfermedad es producida por bacterias
denominadas Salmonelas, en las cuales se han identificado más de 2300 serotipos.
Dentro de ellas encontramos las S. Gallinarum y S. Pullorum, las cuales son de gran
importancia a nivel gubernamental ya que pueden afectar la salud pública de los
colombianos y el comercio con los demás países del mundo. (CALNEK B. W., 2000)
11

Actualmente en la producción avícola de nuestro país, encontramos que hay
deficiencia de información actualizada sobre la incidencia de la salmonelosis en las
granjas de pollo de engorde que impiden facilitar las políticas de reglamentación y
control de zoonosis en el país.
El presente estudio busca aislar e identificar la presencia/ausencia de S. Gallinarum y
S. Pullorum en pollo de engorde de la línea ROSS 308, por medio de pruebas
bioquímicas y el sistema de identificación BBL Cristal para entérico no fermentadores
con el fin de proporcionar información que ayude a facilitar las políticas de
reglamentación y control de zoonosis en el país.
Este estudio hace parte de un Macro proyecto que está realizando la Universidad de
La Salle y el Ministerio de Agricultura y desarrollo rural, lo cual hace que todos los
datos obtenidos no sean totalmente expuestos ya que algunos de estos datos son
catalogados como confidenciales para el proyecto.

2. OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GENERAL

Identificación y serotipificación de Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum en
pollo de engorde de la línea Ross 308.
2.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS

Implementar el manual para la toma de muestras de Salmonella Gallinarum y
Salmonella Pullorum en pollos de engorde

Aislar la Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum en pollos de engorde de
la línea Ross 308, por medio de muestras de Hisopos cloacales.

Identificar la presencia Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum por medio
de pruebas bioquímicas.

Tipificar Salmonella Gallinarum y Salmonella Pullorum en pollos de engorde.

3. MARCO TEÒRICO

3.1 GENERALIDADES DE LA AVICULTURA EN COLOMBIA

En Colombia la avicultura se constituye en el sector más dinámico dentro de las
actividades pecuarias en las tres últimas décadas. La producción de carne bovina se
incrementó a una tasa anual del 1,4%. La porcicultura al 2,1% y la avicultura en 11,6
% para carne de pollo y 7,5% en producción de huevo. (FENAVI, 2009)

La producción de pollo de engorde en Colombia es una de las principales
producciones pecuarias ya que es de gran importancia para la alimentación de los
colombianos. Según FENAVI (Federación Nacional de Avicultores de Colombia) el
consumo per capital en los últimos años ha aumentado significativamente pasando de
20.1 kg/año en el 2006 a 23.7 kg/año en el 2009. Con respecto las demás cadenas
pecuarias el pollo se ubica en el primer lugar de consumo frente a la carne de ganado
bovino con 18 kg/año y la carne de cerdo con 4.4 kg/año. (FENAVI, 2009)

La actividad pecuaria del pollo de engorde solo se ha destinado al consumo interno ya
que la cantidad de carne de pollo (1.010.659 Ton. para el año 2008), solo abarca el
consumo de la población colombiana. (FENAVI, 2009) Solo se han registrado para la
cadena avícola exportaciones hacia Venezuela en lo que corresponde a huevo fértil y
a pollito de un día. (MORA, 2008) Las cantidades de aves encastadas para el 2008
entre hembras y machos corresponden a 607.175.424, (577.745.031 machos y
29.430.393 hembras) lo cual es de gran significancia en generación de empleo en el
país (FENAVI, 2009)

3.2 POLLO DE ENGORDE LINEA ROSS 308

El pollo Ross 308 es un pollo con características robustas especialmente en la
pechuga y patas, lo cual lo hace ver de forma redondeada. Se caracteriza por tener
una excelente velocidad de crecimiento, una magnifica conversión de peso y una
buena resistencia a enfermedades. (Figura 1) (GUTIERREZ, DISNEY, & JOSE, 2007)

FIGURA 1. Pollo Ross 308

FUENTE: (AVIAGEN, 2009)

Esta línea ingreso al país en 1997 ya que se encontraba como una de las líneas
genéticas más importantes en el mudo en lo que conlleva a la producción de pollo de
engorde especialmente para la producción de pollos Broiler (pollo de asadero, 1900
gr). (TELLES, 2008)

3.2.1 Parámetros Zootécnicos

Según los objetivos de rendimiento del manual Ross 308 se presentan los siguientes
parámetros teniendo en cuenta una producción normal de pollo Broiler a una edad de
35 en un lote de aves mixtos. (Tabla 1) (AVIAGEN CORPOREITED, 2007):

TABLA 1. Parámetros Zootécnicos Pollo De Engorde

EDAD (DÍAS) 35
PESO CORPORAL (GR) 2021
GANANCIA DIARIA (GR) 89
CONSUMO DIARIO (GR) 183
CONSUMO ACUMULADO (GR) 3248
CONVERSIÓN1.6
PESO INICIAL (GR) 42

FUENTE: (AVIAGEN CORPOREITED, 2007)

3.3 ENFERMEDADES BACTERIANAS EN LA AVICULTURA

Según el documento 3468 del COMPES indican en materia de sanidad aviar, existen
tres enfermedades de control oficial: Influenza Aviar, enfermedad de Newcastle y
Salmonelosis aviar. (Anexo 1.)

3.4 GENERALIDADES DE LAS BACTERIAS

Las bacterias son generalmente unicelulares las cuales hacen parte del grupo de los
protistas inferiores. Estas presentan una estructura menos compleja que la de las
células de los organismos superiores. Son células procariotas (su núcleo está formado
por único cromosoma y carecen de membrana nuclear). (AVIAGEN, 2009)
Las bacterias tienen diferentes tipos de morfología como: cocos (esféricos), bacilos
(bastón), espirilos (espiras). (Tabla 2.)
. Estos distintos tipos de morfología celulares
16

deben de haberse originados por mecanismos evolutivos, a saber, por selección y
estabilización adaptiva frente a las distintas presiones ambientales presentes en
diferentes nichos ecológicos. (AVIAGEN, 2009)

TABLA 2.Tipos de formas bacterianas

Forma Aspecto
Cocos Células más o menos esféricas
Bacilos En forma de bastón, alargados, que a su vez pueden tener
varios aspectos:
Cilíndricos
Fusiformes
En forma de masa, etc.
Espirilos Atendiendo a los tipos de extremos, estos pueden ser:
Redondeados (lo más frecuente)
Cuadrados
Biselados
Afilados
Vibrios Forma de espiral, con una o más de una vuelta de hélice.
Otros tipos de
formas
Proyectada su imagen sobre el plano tienen forma de coma.
Filamentos, ramificados o no.
Anillos casi cerrados
Formas con prolongaciones.
FUENTE: (LANES, 1998)

3.4.1 Clasificación De Las Bacterias

Aparte de la clasificación morfológica también se basa en gran medida en
características tales como forma, capacidad de formar esporas, métodos de
producción de energía (glucolisis en las anaerobias, respiración celular en las
aerobias) y la reacción a la tinción de Gram. (Figura 2).

(AVIAGEN, 2009)

FIGURA 2. Pared celular Gram negativas – Gram positivas

FUENTE: (BIOLOGYCORNER, 2009)

3.5 GENERALIDADES DE LA SALMONELA

El género Salmonella recibe su nombre gracias al microbiólogo Daniel Elmer Salmon
(1850-1914). Este género de bacterias es de gran importancia a nivel de salud pública
ya que la Salmonella puede habitar tanto en animales como en humanos.
Las diversas especies de Salmonelas se trasmiten por contacto con animales
enfermos como animales portadores sanos, aunque por lo general la enfermedad
producida tiene un origen alimentario debido a la ingesta de alimentos contaminados,
teniendo en cuenta que la materia fecal es una de las principales fuentes de
contaminación a nivel ambiental.
La Salmonela corresponde a bacterias Gram negativas que pertenecen a la familia
Enterobacteriaceas y están compuestas por una sola especie denominada Salmonella
Entérica. (Figura 3) Generalmente son móviles por flagelos a excepción de S.
Gallinarum y S. Pullorum, las cuales causan tifoidea aviar y pullorosis
respectivamente. Podemos encontrar aerobias y anaerobias facultativas y tienen un
18

amplio rango de temperatura de crecimiento destacando que la mejor temperatura de
crecimiento es de 37⁰C y pueden desarrollarse en un pH entre 4 y 9.Son ubicuas en la
naturaleza, son sensibles a la pasteurización, se inactivan a 64⁰C por un minuto (la S.
Gallinarum es inactivada a 60⁰C por 10 minutos). (CALNEK B. W., 2000) La gran
mayoría de estas bacterias se encuentran en el intestino animal lo cual nos indica que
se diseminan fácilmente en el ambiente.
Estas bacterias son incapaces de fermentar lactosa o sacarosa pero si fermentan
glucosa con producción de acido y gas. Según su metabolismo estas bacterias para
ser identificadas deben tener los siguientes resultados bioquímicamente. Cabe
mencionar que la S. Gallinarum y S. Pullorum son inmóviles y no producen H2S (Tabla
3.)

TABLA 3. Pruebas bioquímicas para la identificación de S. Gallinarum y S.
Pullorum

PRUEBA
BIOQUIMICA
RESULTADO
Oxidasa -
Catalasa +
Indol -
H2S -
Movilidad -
FUENTE: Adaptación (TERRAGNO, CAFFER, & BRUNA, 2003)

FIGURA 3. Salmonella Spp.

FUENTE: (MENDEZ, 2007)

3.5.1 Estructura Antígena

En la Salmonela encontramos dos clases de antígenos principales el antígeno
somático O y antígeno flagelar H. el antígeno O lo encontramos en la pared de la
bacteria y está conformada por polisacáridos. Estos antígenos son resistentes y
termoestables a ácidos diluidos y alcohol el antígeno H se encuentra formado por
proteína flagelina el cual como su nombre lo dice esta referenciado a la presencia del
flagelo en la bacteria. (Figura 4)

FIGURA 4. Estructura antígena Salmonella Spp.

Existen otros antígenos como el K y el VI que están presente en algunas especies esto
debido a algunos genes específicos.
Para identificar el antígeno “O” se hace con números arábigos y dada la participación
de fracciones somáticas en algunas Salmonelas, se organizan en grupos cuyos
miembros comparten uno o más antígenos somáticos.
El antígeno flagelar es difásico (La primera fase inespecífica, se identifica con letras
minúsculas, y la segunda fase especifica, con números arábigos).
En lo que corresponde en la estructura antígena de la estructura antígena de la S.
Gallinarum solamente contiene antígenos somáticos “o” la formula antígena de esta
Salmonella es de 9 – 12 al igual que la S. Gallinarum. Sin en embargo la fracción 12
esta subdividida en 122 y
123 y según la predominancia de estas fracciones tenemos
los tipos variantes, estándar o intermedios. La S. Pullorum estándar posee dominancia
en la fracción 123 mientras que en la variante domina la fracción 122 y en las
intermedias ambas fracciones se encuentran sin dominancia todo esto basado en el
esquema de Kauffmann White. (MACFADDIN J. , 2000)

ANTIGENO “H”
ANTIGENO
“O”
ANTIGENO “VI”

3.5.2 Salmonella Gallinarum

Es un bacilo corto y grueso sin flagelos no forma esporas ni cápsulas, se tiñe con
colorantes ordinarios es Gram negativo, puede aislarse fácilmente de la sangre e
hígado. Es aerobio y anaerobio facultativo y su temperatura óptima para el crecimiento
es los 37 grados centígrados. Posee antígenos O1,9 y 12 similar al grupo D de la
clasificación de las Salmonelas. (SENASICA, 2008)
Los signos incluyen mortalidad repentina o esporádica, apatía, diarrea verde o amarilla
(acompañada de la adhesión de las plumas cercanas al ano), pérdida de apetito,
incremento de sed y una apariencia pálida de la cresta y carúncula (INSPECCION DE
SALUD ANIMALY VEGETAL DE USDA DE TEXAS, 2003).

3.5.3 Salmonella Pullorum

Es un germen Gram negativo, no posee flagelos, aerobio y anaerobio facultativo,
puede aislarse de la sangre, hígado y bazo de aves infectadas. Este germen produce
colonias lisas, brillantes opalescentes y de bordes continuos en cultivos de Agar EMB.
Su temperatura óptima para crecimiento es de 37 grados centígrados con un PH de 7.
Los signos clínicos principalmente son la falta de apetito, una disminución en el peso,
alta mortalidad y la presencia de diarrea denominada diarrea bacilar blanca. (BWD,
por sus siglas en ingles.) (INSPECCION DE SALUD ANIMALY VEGETAL DE USDA DE
TEXAS, 2003)
Bioquímicamente una completa diferenciación de la S. Pullorum y S. Gallinarum puede
darse por la descarboxilación de la ornitina, la cual es positiva para la S. Pullorum.
(SENASICA, 2008)
.

3.6 SALMONELOSIS

Es una enfermedad de gran importancia económica, ya que produce grandes pérdidas
por mortalidad, pérdida de peso y una disminución en la producción. Es producida por
bacterias denominadas Salmonelas. Las cuales pertenecen a la familia de las
enterobacteriaslas cuales son Gram negativas. Se han identificado más de 2300
serotipos. En las cuales se encuentran como únicas inmóviles las S. Gallinarum y S.
Pullorum. Estas bacterias son sensibles a la a pasterización y se inactivan a 64°c por
un minuto a excepción de la S. Gallinarum, es inactivada a 60°c por 10 minutos.
(CALNEK B. , 2000)
Algunos tipos de Salmonela son altamente específicos las especies como lo es el caso
de S. Thyphy en donde el hombre es el único que se considera como hospedador de
este serotipo. En el caso de S. Gallinarum y S. Pullorum, las aves y los pájaros son los
mayores hospedadores para estos dos serotipos. (SHIVAPRASAD, 2000)
Las enfermedades causadas por la S. Gallinarum y S. Pullorum son denominadas
como tifosis aviar y pullorosis respectivamente. Se caracterizan por ser septicémicas y
afectan principalmente a pollos y pavos refiriéndose a aves para consumo humano ya
que como se menciono anteriormente puede darse en general en las aves.
Los signos clínicos que más presentan estas enfermedades son anorexia, diarrea,
deshidratación, decaimiento y elevada mortalidad. Las lesiones macroscópicas y
microscópicas comprenden hepatitis, tiflitis, onfalitis, miocarditis, ventriculitis,
neumonía, sinovitis, peritonitis y oftamilitis. Las aves maduras pueden presentar
ooforitis, salpingitis, peritonitis y perihepatitis.
Por otra parte a nivel reproductivo, la Salmonela produce infección transovaricamente
el cual provoca contaminación en los huevos y continuamente a los pollitos, dando a
conocer que esta enfermedad entre los mecanismos de transmisión como uno de los
más importantes para el proceso productivo. (VELASQUEZ, 1999)

3.6.1 Resistencia A Antibióticos

Durante varios años las cepas de Salmonela han desarrollado resistencia a varios
antibióticos. Los cual dificulta su control. Por otra parte el manejo indebido de
antibióticos ha generado que estas bacterias sean resistentes a los antibióticos.
Según la Organización Mundial de la Salud OMS (1997) el uso indebido de antibióticos
en la producción animal intensiva incide para que la resistencia bacteriana se haya
incrementado a un ritmo alarmante y es factible para que continué aumentando a
proporciones mayores si no se realiza un debido control de antibióticos o agentes
antimicrobianos.
En los años 90 se identifico una cepa S. Typhimurium la cual es resistente a un amplio
rango de antibióticos en donde se encuentra la ampicilina, estreptomicina, tetraciclina
dando origen a la nomenclatura S. Typhimurium R-type ACSSUT esta cepa se ha
encontrado en muestras de trabajadores de granjas, algunos mamíferos, aves y
mascotas domesticas. (OMS, 1997)
la resistencia a los antibióticos por Salmonelas procedente de las aves y de los
humanos muestra que todas las cepas presentaron una sensibilidad del 100% ante el
antibiótico Imipenen, mientras que el mayor porcentaje de resistencia la presento el
antibiótico sulfametasol – trimetoprim y el antibiótico Gentamicina. Por otra parte se
observa que la resistencia de antibióticos se presenta más en las cepas obtenidas en
humanos que de cepas aviares. (VELASQUEZ, 1999)

3.6.2 Transmisión en el Hombre

La principal ruta de infección en el hombre es por la ingestión de alimentos y agua
contaminada, en los alimentos principalmente de origen animal como carne de res,
cerdo, aves, huevos y leche, sin dejar atrás las frutas y vegetales. (OMS, 1997)
Esta contaminación en los alimentos se puede dar por la manipulación indebida de los
procesos de producción, distribución y preparación. Además otros orígenes de
infección por Salmonella Spp, es la transmisión de persona a persona y el contacto
con animales o mascotas.

3.6.3 Programas De Control

El control de salmonelosis es muy complejo, para esto se debe reducir el riesgo de
contaminación en los procesos de producción, transporte y preparación partiendo de
una excelente bioseguridad de los procesos en granjas como también en plantas de
beneficio y vehículos que trasportan los alimentos.
Además se debe evaluar constantemente los puntos críticos que son importante para
la inocuidad de los alimentos de origen animal, que conlleven hacia una producción
limpia de residuos que brindan confianza y seguridad a los consumidores.
En último lugar se debe concientizar a los consumidores al buen manejo de los
alimentos y de los animales dentro de los hogares y así evitar posibles
contaminaciones que afecten la salud y bienestar de las personas.
3.6.4 Diagnóstico

Actualmente existen diferentes métodos para diagnósticos diferentes que pueden
realizarse para la identificación de Salmonella Spp. la mayoría de los estudios
realizados, demuestran que el cultivo microbiológico es la prueba más comúnmente
implementada para la identificación de la bacteria a partir de tejidos y excrementos. El
método apropiado debe tener una alta sensibilidad y especificidad y ser al mismo
25

tiempo simple, rápido y económico. Actualmente no existe ningún método que cumpla
con todos los criterios y ninguno es óptimo para todas las condiciones, dado que
pueden presentarse alteraciones en los medios de cultivo y algunas pruebas
bioquímicas; por lo tanto es aconsejable apoyarse también en los nuevos métodos de
diagnóstico que están innovando para el aislamiento de Salmonella Spp. Mediante el
uso de pruebas serológicas y moleculares como ELISA y PCR respectivamente; esta
última tiene la capacidad de detectar un pequeño número de organismos del género
Salmonella (102 a 104). Estos métodos arrojan resultados favorables y confiables en
menos tiempo, pero tienen la desventaja de ser costosos. (TERRAGNO, CAFFER, &
BRUNA, 2003)
Ante la sospecha de salmonelosis, el material que debe remitirse al laboratorio debe
ser variado. Se enviará en caso de infección intestinal, muestra de heces. En
enfermedad sistémica, se recoge una muestra de sangre para realizar un cultivo
estándar. (STANCHI, 2007)

3.7 MÉTODOS PARA EL AISLAMIENTO DE SALMONELLA SPP

Según Luna (1991) clasifica los métodos para el aislamiento de la bacteria, en tres
etapas sucesivas las cuales son: Enriquecimiento No Selectivo, Enriquecimiento
Selectivo, Siembra en Placa con medios sólidos selectivos y diferenciales.
Posteriormente se lleva a cabo el estudio de las características Bioquímicas de las
colonias sospechosas en los medios adecuados para su identificación y finalmente el
Análisis Antigénico.

3.7.1 Preenriquecimiento en medio no selectivo

Se utiliza cuando la muestra en estudio ha sufrido un proceso de desecación o
irradiación, cuando ha estado congelada por mucho tiempo o si el pH del medio es
muy bajo, este tratamiento puede determinar que las bacterias presentes en la
26

muestra se encuentren en un estado semi latente y tiene como finalidad la
revitalización de los microorganismos afectados por las diferentes condiciones de
tratamientos industriales o de almacenamiento, permitiendo que las células
bacterianas comiencen el proceso de multiplicación normal sin estar expuestas a
sustancias inhibidoras o selectivas que puedan llegar a ser tóxicas para estas
bacterias (debilitadas), sustancias que si están presentes en los medios selectivos de
enriquecimiento. Se realiza en caldo peptonado bufferado al 0,1%, para incrementar la
recuperación de especies de Salmonelas deterioradas por técnicas de elaboración,
preservación, preservantes, presión osmótica alta, cambios bruscos de pH. (LUNA,
1991.)

3.7.2 Medios de enriquecimiento selectivo

Se realiza en caldos de enriquecimiento, los cuales estimulan el crecimiento de formas
compatibles con Salmonella Spp, e inhiben el desarrollo de bacterias intestinales y
coliformes. Entre los caldos mayormente usados para el enriquecimiento selectivo de
Salmonella Spp. Se encuentra el caldo Tetrationato el cual Es utilizadocomo un medio
de enriquecimiento selectivo para especies de Salmonella Spp, Que pueden estar
presentes en pequeñas cantidades y que compiten con otras bacterias de la flora
intestinal. (LABORATORIOS MCD, 2008)
Este medio que junto con el tiosulfato excedente, inhibe de igual forma coliformes y
otras bacterias acompañantes, sin alterar las bacterias reductoras de Tetrationato
como Salmonella Spp. y Proteus Spp. Adicionalmente, las sales biliares que contiene
inhiben considerablemente a todos los microorganismos de presencia obligatoria en el
intestino. (PALUMBO, 1999)

Mueller demostró la efectividad del Caldo Tetrationato para el enriquecimiento de
bacilos tifoídico y paratifoídicos y la inhibición de coliformes. En una modificación del
medio de Mueller, Kauffma incrementó el número de aislamientos positivos de
27

Salmonella Spp. La base de Caldo Tetrationato está especificada en los Métodos
Estándar para las pruebas de Salmonella Spp. (LABORATORIOS MCD, 2008)

3.7.3 Medios de cultivo selectivos

Son aquellos que permiten seleccionar ciertos microorganismos deteniendo el
desarrollo de otros; esto se logra con el agregado de sustancias inhibidoras como
antibióticos, ciertos colorantes y sales biliares. Entre la gran variedad de medios
selectivos encontramos el Agar MaCconkey el cual permite detectar con rapidez los
microorganismos no fermentadores de lactosa como Salmonella Spp y Shigella Spp el
agente inhibidor de este medio son las sales biliares. (STANCHI, 2007)
Este medio se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil desarrollo,
aerobios y anaerobios facultativos. Permite diferenciar bacterias que utilizan, lactosa
en muestras clínicas, de agua y alimentos. Las peptonas, aportan los nutrientes
necesarios para el desarrollo bacteriano, la lactosa es el hidrato de carbono
fermentable, la mezcla de sales biliares y el cristal violeta son los agentes selectivos
que inhiben el desarrollo de gran parte de la flora Gram positiva. Los microorganismos
no fermentadores de lactosa producen colonias incoloras. (LABORATORIOS BRITANIA,
2009)

3.7.4 Medios de cultivo diferenciales

Son aquellos que permiten diferenciar bioquímicamente las bacterias por su actividad
metabólica. Poseen un sustrato, sobre el cual actúa o no la bacteria y esa actividad se
revela por variación del pH del medio o por alguna actividad enzimática que modifica
su aspecto. En el proceso de recuperación de Salmonella Spp los aislamientos
sospechosos por ser No fermentadores de lactosa en el Medio Selectivo, son
sembrados en medios diferenciales que permiten la observación de colonias
28

características y propias de la bacteria (STANCHI, 2007). Los medios más reconocidos
para el aislamiento de Salmonella Spp. Son:

3.7.4.1 Agar Xilosa Lisina Desoxicolato (XLD)

El Agar XLD (por sus siglas Xilosa, Lisina, Desoxicolato) es utilizado para el
aislamiento y diferenciación de bacilos entéricos Gram negativos, especialmente del
género Shigella y Providencia. (LABORATORIOS MCD, 2009)
El efecto inhibidor de este medio de cultivo es débil. El desoxicolato genera la
inhibición de bacterias coliformes y permite la dispersión de cepas de Proteus que
puede llegar a confundirse con las colonias producidas por Salmonela.
Adicionalmente, la diferenciación entre Salmonella Spp. y Shigella Spp. Se da porque
la primera produce fermentación de Xilosa, descarboxilación de Lisina y genera ácido
sulfhídrico. (HURTADO, 2001.)
Este medio presenta la ventaja de facilitar el crecimiento de gérmenes exigentes ya
que otros medios contienen inhibidores excesivamente tóxicos. Las bacterias que
descarboxilan la lisina, se reconocen por la presencia de un color rojo- purpúreo,
debido al aumento del pH alrededor de sus colonias. (MURRAY & SHEA., 2004) Varias
de estas reacciones pueden presentarse simultáneamente o sucesivamente, lo que
puede dar lugar a diversos matices de color del indicador de pH, ó a un viraje de
amarillo a rojo en el transcurso de una incubación más prolongada. Las colonias de
Salmonella Spp. Se observan con pigmentación rosa o roja, algunas veces
transparentes con o sin centro negro o completamente negras. Las colonias
sospechosas de Shigella Spp. son transparentes y del mismo color que el medio de
cultivo. Este género bacteriano al no fermentar la xilosa, la lactosa ni la sacarosa, no
da lugar a que vire a amarillo, el rojo fenol; como tampoco decarboxilan la lisina, no se
produce color rojo púrpura alrededor de las colonias, al no haberse producido
cadaverina. (MURRAY & SHEA., 2004)

3.7.4.2. Agar Bismuto Sulfito

Es un medio diferencial y selectivo, usado para el aislamiento e identificación de
Salmonela entérica Serovar Typhi y otras bacterias entéricas. El medio contiene
peptona y tejidos animales, extracto de carne, glucosa, sulfato férrico y sulfito bismuto
que actúa como inhibidor de la mayoría de organismos comensales. Las colonias
típicas de Salmonella Spp. Pueden ser café, gris o negras con o sin brillo metálico,
generalmente el medio circundante (halo) es café que posteriormente se torna negro;
algunas cepas producen colonias verdes sin la formación del halo oscuro. (MURRAY &
SHEA., 2004)

3.8 PRUEBAS BIOQUÍMICAS PARA LA IDENTIFICACIÓN DE
SALMONELLA

En la identificación bioquímica para diagnostico de Salmonella Spp. Se utilizan
diferentes métodos los cuales son muy efectivos. Entre ellos se encuentran:

3.8.1 Prueba De Indol

Esta prueba consiste en verificar si la bacteria a analizar es capaz de desdoblar el
Indol de la molécula de triptófano ya que el Indol es una molécula resultado de la
degradación del triptófano. Las bacterias contiene triptofanasa las cuales tienen la
función de desdoblar e hidrolizar el triptófano produciendo acido pirúvico, amoniaco e
Indol.
La prueba consiste en la formación de un complejo rojo cuando el Indol reacciona con
el grupo aldehído del Dimetilaminobenzaldehido. Por lo cual se utiliza reactivo de
Kovacs para realizar este procedimiento. Para la identificación de Salmonella Spp con
respecto a esta prueba no hay producción de Indol ya que estas bacterias no tienen la
capacidad de producir Indol. (MACFADDIN J. , 2000)
30

3.8.2 Prueba de catalasa

Esta prueba consiste en la identificación de la enzima catalasa en los
microorganismos, las cuales desdoblan el peróxido de hidrogeno en oxigeno y agua.
Generalmente todos los microorganismos poseen esta enzima.

2H2O2 2H2O+O2

Para la identificación en laboratorio se deposita una muestra del microorganismo a
analizar en un portaobjetos y se agrega una gota de peróxido de hidrogeno. A los
pocos segundos se observa la reacción de con la presencia de gran cantidad de
burbujas por un determinado tiempo. (WHEELIS, STANIE, & INGRAHAM, 1996)

3.8.3 Prueba oxidasa

La prueba de oxidasa consiste en la detección de la enzima oxidasa del indofenol, la
cual se descubre por su reacción con dimetil o tetrametil p-fenilendiamina. Se utiliza
como reactivó recién preparado al 1 por 100 de agua de α-naftol, para la prueba se
manipula una muestra de la bacteria a analizar en un portaobjetos o en papel filtro
empapado con el reactivo. La prueba es positiva si aparece una mancha de color
purpura o negro. (CARPHIER, 1996)

3.8.4 Prueba De Movilidad

Esta prueba consiste en determinar si un organismo es móvil o inmóvil. Se realiza en
un medio de cultivo semisólido (SIM), al mismo también es evaluada la producción de
indol y de ácido sulfhídrico que es producida por los microorganismos. La movilidad de
las bacterias es consecuencia de la presencia de flagelos que se encuentran
principalmente entre los bacilos, aunque algunas formas de cocos son móviles. Las
bacterias móviles producirán un enturbiamiento homogéneo del medio debido a la
31

distribución aleatoria de losmicroorganismos. Por el contrario las bacterias inmóviles
permanecerán en la misma picadura donde se sembraron (MacFADDIN, 2000).

La mayoría de las Salmonelas son móviles a excepción de S. pullorum y S. gallinarum,
huéspedes específicas de aves, responsables además de las enfermedades
Pulorosis y Tifoidea aviar respectivamente (HERRERA, INFANTE, LEÓN, & DE
NOGUERA, 1991) .

3.9 SISTEMA DE IDENTIFICACIÓN BBL CRYSTAL®

El sistema de identificación BBL Crystal (ID) de bacterias entéricas no fermentadoras
(E/NF) sirve para la identificación de bacterias aerobias Gram-negativas que
pertenecen a la familia Enterobacteriaceae así como también de los bacilos Gram-
negativos fermentadores y no fermentadores de glucosa aislados con más frecuencia.
El sistema BBL Crystal es un método miniaturizado de identificación. Muchos de los
análisis utilizados son modificaciones de los métodos clásicos. Estos incluyen test para
la fermentación, oxidación, degradación e hidrólisis de diversos sustratos. Además
contienen sustratos unidos a un cromógeno para detectar las enzimas que utilizan los
microbios para metabolizar los diferentes sustratos.

El kit BBL Crystal E/NF ID está compuesto (I) las tapas de BBL Crystal E/NF, (II) las
bases del BBL Crystal, (III) los tubos del fluido y (If) de inoculo para organismos
entéricos/heces BBL Crystal ID. El panel contiene 30 sustratos deshidratados en las
puntas de los dientes. La base tiene 30 pocillos de reacción. El inoculo del análisis
está preparado con el fluido de inoculo y se utiliza para llenar los 30 pocillos de la
base. Cuando se alinea la tapa con la base y se cierra en su lugar el inoculo del
análisis rehidrata los sustratos secos e inicia las reacciones del análisis.

Después de un periodo de incubación, se examinan los pocillos para observar cambios
de color. Los cambios de color se producen como resultado de actividades
metabólicas de los microorganismos. El patrón resultante de las 30 reacciones se
32

convierte en número de perfil de 10 dígitos que se utilizan como base para la
identificación. Los patrones de la reacción bioquímica y enzimática de los 30 sustratos
BBL Crystal E/NF con una amplia variedad de microorganismos son almacenados en
la base de datos de BBL Crysta E/NF ID. (Anexo 3) La identificación se deriva de un
análisis comparativo del patrón de redacción del aislado del análisis con aquellos que
existen en la base de datos. (Figura 5)

FIGURA 5. Prueba BBL Crystal ®

3.10. SEROTIPIFICACIÒN

La serotipificación constituye un importante complemento de la identificación
bioquímica y desde el punto de vista epidemiológico permite determinar la prevalencia
de una serovariedad en distintas zonas geográficas, como así también es de utilidad
para el estudio de brotes y para conocer la fuente de infección y las vías de
transmisión. La base de la serotipificación para todas las enterobacterias es similar: se
pone en evidencia la presencia de antígenos somática, flagelares y capsulares. En el
caso de, las serovariedades surgen como consecuencia de una asociación particular
de factores antigénicos somáticos O y flagelares H. (CAFERR & TERRAGNO, 2001)
33

La Salmonella Spp. Está serotipificada de acuerdo a sus antígenos somáticos de
superficie (LPS, antígenos O), antígenos flagelares (proteínas, antígenos H) y
antígeno capsular (Vi) (TERRAGNO & CAFFER, 2003). Los antígenos se identifican con
anticuerpos monovalentes y polivalentes disponibles comercialmente, mediante
pruebas de aglutinación en lámina. Para identificar los antígenos O, se hace una
prueba con antisueros contra los grupos del O1 (A) al O67, luego se prueba el
antisuero Vi para antígeno capsular, y por último se incluyen los antisueros contra los
antígenos flagelares H (CUBILLOS, 2009).

En el género existe un solo tipo capsular, el tipo Vi (de virulencia), aunque la mayoría
de las Salmonelas no producen cápsula (CUBILLOS, 2009). La constitución antigénica
de la fracción polisacarídica del lipopolisacarido (LPS) define en gran parte la especie;
así mismo, la clase y el número de azúcares junto con los enlaces existentes entre los
mismos, definen los determinantes antigénicos que contienen los antígenos O de un
determinado aislamiento; dichos antígenos O, junto con los determinantes antigénicos
existentes en la superficie de los flagelos (antígenos H), que poseen la mayoría de las
Salmonelas, contribuyen, desde el punto de vista serológico, a definir como especie un
determinado aislamiento. Este esquema de clasificación se le denomina de
Kauffmann-White (CUBILLOS, 2009).

3.10.1 Esquema De Kauffmann White

Sobre la base de los componentes antigénicos somáticos O y flagelares H se ha
establecido lo que se denomina el Esquema de Kauffmann-White, que agrupa a todas
las serovariedades conocidas (CAFERR & TERRAGNO, 2001). (Anexo 2).

Esta comprende 3 columnas:

Primera columna: Indica el nombre de la serovariedad, si la misma pertenece a S.
entérica sub especie. Entérica (I) ó las siglas S. II, S. IIIa, S. IIIb, S. IV, S. V, S. VI;
indicando que la serovariedad considerada pertenece a la subespecie II ó III a, etc.
Segunda columna: Antígenos somáticos (O). Los números indican el ó los factores
del antígeno O y se escriben, separados por una coma. Las serovariedades son
agrupadas en grupos somáticos, cada uno de ellos caracterizado por un factor O
mayor. Así se determínalos grupos A, B, C, etc. Por ej. el grupo O:2 (A) está integrado
por S. Paratyphi A (1,2,12:a:-) entre otras, el grupo O:4 (B) por S. Typhimurium
(1,4,5,12:i:1,2); S. Agona (1,4,12:f,g,s:- ); S. Saintpaul (1,4,5,12:e,h:1,2), entre otras. El
Esquema de Kauffmann-White presenta 67 grupos O, desde el grupo A hasta el Z y
luego continúa con números, desde el O: 51 hasta el O: 67
Tercera y cuarta columna: Antígenos flagelares (H). Se indican los factores de las
fases 1 y 2, del antígeno H, respectivamente. Para la fase 1 los factores se denominan
con letras minúsculas, seguidas algunas veces por un número que figura como
subíndice y para la fase 2 se emplean en general números arábigos, aunque también
se utilizan letras minúsculas. Un signo (negativo) indica que la fase considerada está
ausente y por lo tanto la serovariedad es monofásica. Los símbolos para los factores
somáticos determinados por conversión fágica están subrayados (por ej. 1, 2,12)
Los factores O o H entre corchetes, no subrayados, pueden estar presentes o
ausentes sin relación con la conversión fágica. Por ej. Factor [5] del grupo O: 4 (B).
Cuando los factores H están entre corchetes significa que ellos se encuentran
excepcionalmente en cepas salvajes. (CAFERR & TERRAGNO, 2001)

4. MATERIALES Y METODOS

4.1 UBICACIÓN DEL PROYECTO

El trabajo de investigación se desarrolló en una granja correspondiente a una empresa
del sector avícola especializada en la producción, levante y engorde de pollo de la
línea Ross 308. La cual se encuentra localizada en el municipio de San Francisco de
Sales (Cundinamarca) con una altitud 1520 m.s.n.m. y una temperatura promedio de
20°C.
En cuanto el análisis de muestras se realizó en el laboratorio de control de calidad de
la Universidad de La Sallé, sede Norte, ubicado en la ciudad de Bogotá en donde se
realizaron todos los procesos de aislamiento e identificación de Salmonella Spp.

4.2 UNIVERSO Y MUESTRA

Para este estudio se manejo una granja de una empresa del sector avícola la cual
cuenta con 4 lotes diferentes (83, 84, 85, 86) y una capacidad promedio de 36.000
aves de la línea Ross 308, cada lote con una población de 9000 aves, dividida
equitativamente entre machos y hembras. Por cada lote se tomaron 20 hisopados
cloacales al final de las semanas 1, 2, 3 de vida, para un total de 80 hisopados por
semana. Cada hisopo correspondiente a 20 animalespara un total de 1600 animales
por semana.
En total se tomaron 240 hisopos cloacales equivalente a 4800 aves representando el
10% de la población total. Las aves para este muestreo fueron tomadas
completamente al azar con el fin de que toda la población tuviera la posibilidad de ser
escogidas.

4.3 CARACTERIZACIÓN DE LAS GRANJAS

Las granjas visitadas en donde se realizó el muestreo cumplían con todas la normas
de bioseguridad que estableció la resolución 3283 del instituto Colombiano
Agropecuario (ICA), las cuales presentan:
Cuenta con un cerco perimetral en buen estado que restringe el libre acceso de
personas, vehículos y animales.
Dispone de una zona limpia para desinfección de todo personal que ingrese a
la granja y objetos ajenos que ingresen.
La granja posee arco de desinfección para vehículos.
Disponen de registros de todo personal o vehículos que ingresen o salgan de la
granja.
Manipulan registros indicando cada protocolo que recomienda el ICA para la
desinfección de los galpones.
Cuentan con registros para manejo de mortalidad de las aves.
Disponen de Pediluvios en la entrada de cada galpón para lavado y
desinfección de botas.
La granja posee en cada galpón una bodega con respectivas estibas para el
almacenamiento del concentrado.
La granja presenta una bodega general para almacenar desinfectantes y
drogas.
Los galpones en general disponen de una excelente infraestructura.
Los operarios portan una dotación adecuada para las labores que se realizan
en la granja.

4.4. TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS UTILIZADOS PARA LA
RECOLECCIÓN DE LA INFORMACIÓN

4.4.1 Método para la recolección de muestras de Salmonella Gallinarum y
Salmonella Pullorum

Para la toma de muestras se implemento el manual de toma de muestras en las
explotaciones avícolas, para diagnóstico de Salmonella Spp Procedimiento
Operacional Estandarizado (POE). (VENEGAS, SANCHEZ, GOMEZ, & SANTOS, 2009)
Se utilizaron hisopos cloacales estériles, (Figura 6.) los cuales después de ser
utilizados en el muestreo de las aves, fueron inmediatamente a insertados en tubos
con agua peptonada, que fueron rotulados e identificados previamente. (Figura 7) En
seguida estos tubos fueron empacados en neveras de icopor y sellados con el fin de
mantenerlos refrigerados e identificados cada uno con el respectivo lote. (Figura 8)

FIGURA 6. Muestreo con hisopo cloacal

FIGURA 7. Tubos identificados para el muestreo

FIGURA 8. Tubos muestreados e identificados

4.4.2 Aislamiento e identificación de Salmonella Gallinarum y Salmonella
Pullorum.

Para el aislamiento e identificación las muestras fueron trasladadas al laboratorio de
control de calidad de la Universidad de La Sallé en un tiempo aproximado de 2 horas,
en donde se sometieron a incubación a una temperatura de 37°C por un tiempo de 12
horas.
Pasadas las 12 horas se procedió a agitar los tubos y posteriormente a retirar los
hisopos. Inmediatamente se tomo 1ml de cada tubo y se sembró en tubos que
contenian, 9ml de caldo Tetrationato con solución yodo – yoduro. (Figura 9) estos
fueron incubados a una temperatura de 37°C en un lapso de 12 a 24 horas. (Figura 10)

FIGURA 9. Caldo Tetrationato

FIGURA 10. Siembra en caldo Tetrationato

Transcurridas las 12 a 24 horas se realizó la toma de muestra de cada unos de los
tubos anteriormente mencionados, con un asa estéril para posteriormente ser
sembrados por la técnica de agotamiento en cajas de petri en el medio de cultivo XLD,
los cuales se llevaron a incubadora por un lapso de 12 a 24 horas a una temperatura
de 37°C. De estas cajas incubadas, se comenzó a dar lectura macroscópica a las
muestras, con el fin de identificar las posibles colonias de Salmonella Spp. (Colonias
trasparentes con centro negro, colonias totalmente negras y colonias de color rosa)
Además descartar las cajas que no presentaron crecimiento de la bacteria. (Figura 11 y
12)

FIGURA 11. Muestras descartadas

FIGURA 12. Colonias Salmonella Spp.

A todo estos procedimientos se les realizo un seguimiento escrito con el fin de tener
documentado todos los procesos y resultados. (Anexo 3)

De las colonias identificadas como posibles Salmonellas Spp. se tomaron muestras
con asas redondas para posteriormente ser puestas en láminas portaobjetos para
realizarse las pruebas de catalasa y oxidasa (Figura 13). Otras muestras para ser
sembradas en medios de cultivo Sim, que fueron incubados a una temperatura de
37°C durante un tiempo de 12 horas. Con el fin de realizar respectivamente la prueba
de Indol, producción H2S y movilidad las cuales son necesarias para la identificación
bioquímica S. Gallinarum y S. Pullorum. (Figura 14).

FIGURA 13. Prueba catalasa y oxidasa

FIGURA 14. Medio SIM

Trascurrido el tiempo de incubación se efectuó la lectura a cada uno de los medios
sembrados con el fin de comparar estos resultados, con resultados de la literatura
consultada que muestran cómo deben ser para que sean confirmados como S.
Gallinarum y S. Pullorum. (Tabla 3) (Figura 15)

FIGURA 15. Muestras con Producción de H2S y movilidad +.

Realizadas esta pruebas bioquímicas necesarias para la identificación S. Gallinarum y
S. Pullorum, Se sembraron las muestras en Agar tripticasa soya las cuales fueron
incubadas a 37°C por un lapso de 12 a 24 horas. (Figura 16)

FIGURA 16. Siembra en Agar triptiasa soya

Pasadas las 24 horas, se realizó la identificación bioquímica con el kit de diagnóstico
rápido para la identificación de microorganismos entéricos no fermentadores BBL
Crystal ®. Realizando el montaje y la lectura como lo indica el fabricante. (Figura 17).

FIGURA 17. Siembra en BBL Crystal. ®

Finalmente se analizaron los datos obtenidos de los procedimientos anteriormente
mencionados para así poder determinar si era necesario realizar las pruebas de
serotipificación en las muestras identificadas como Salmonella Spp y así identificar su
serovariedad. (Figura 18)

Figura 18. Esquema proceso de identificación de Salmonella Spp. En
laboratorio

Toma de muestra
SI
Siembra en medio XLD
Transporte laboratorio
Incubación muestras 12 horas,
37°c
Retiro incubadora y Retiro del hisopo
Siembra en caldo Tetrationato

12 a 24 horas, 37°c
Incubación tubos
Retiro incubadora
Incubación cajas

Retiro incubadora
Crecimiento
bacteria

No
Siembra agar tripticasa soya
Retiro incubadora
Incubación cajas

12 a 24 horas, 37

12 a 24 horas, 37
Esterilización y
Desecho muestras
BBL Crystal E/NF
Serotipificación
Pruebas:
Catalasa,
oxidada,
indol,
movilidad
yH2S.
47

4.5 DISEÑO EXPERIMENTAL

Para la toma de muestras se hizo una selección completamente al azar hasta
completar el número de aves totales por muestreo. El cual se le realizo a 4 lotes de
pollo de engorde de la línea Ross 308, en donde se tomaron 20 muestras por lote.
(Cada muestra corresponde a un grupo de 20 aves), durante 3 semanas para un total
de muestras 240 correspondiente a ,4800 aves muestreadas. (4X20X3)
Para el análisis de datos se utilizo estadística descriptiva, los cuales se representaron
con tablas, gráficos circulares entre otros.

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Los siguientes resultados surgen de la implementación del manual para toma de
muestras de S. Gallinarum y S. Pullorum en pollo de engorde y de la evaluación de los
datos obtenidos en el Laboratorio de control de calidad de la Universidad de la Salle,
en donde se tuvoen cuenta como indicadores la presencia / ausencia de salmonella
Spp, análisis de datos de las pruebas bioquímicas necesarias para la identificación de
S. Gallinarum y S. Pullorum (catalasa, oxidasa, indol, producción de H2S, movilidad) y
la presencia de salmonella Spp y de otras especies, por lotes y por semanas. El
proceso de toma de muestras y análisis de laboratorio tuvo una duración de 2 meses.

4.1 Resultados presencia / ausencia de Salmonella Spp

GRAFICA 1. Presencia / Ausencia de Salmonella Spp.

PRESENCIA
80,42%
AUSENCIA,
19,58%
49

De las 240 muestras analizadas en 193 muestras fueron aisladas e identificadas como
colonias típicas de Salmonella Spp (con pigmentación rosa o roja, algunas veces
transparentes con o sin centro negro o completamente negras), Que representan el
80,42 %. El restante equivalente 19,58 % (47 muestras) fueron identificadas como
colonias no típicas para Salmonellas Spp (Colonias de color blanco, diferentes formas,
con cambios en el aspecto del medio a color amarillo).
De el número total de muestras aisladas como sospechosas para Salmonella Spp. la
totalidad fueron identificadas por medio del kit de diagnostico rápido BBL Crystal para
entéricos no fermentadores como Salmonella Spp con un nivel de confianza promedio
de 0.9879. Estudios realizados por (RUANO, 1996), mostraron un aislamiento total de
30 cepas de Salmonella Spp. en pollitos de 8 días de nacidos en granjas avícolas, de
muestras de materia fecal, saco vitelino, hígado y ciego. Lo cual evidencia la presencia
de Salmonella Spp en pollos de engorde en granja, además de la poca información de
aislamiento de Salmonela por medio de hisopados cloacales.

4.2 Resultado pruebas bioquímicas

Tabla 4 Resultado pruebas bioquímicas
Prueba Muestras
positivas
Muestras
negativas
S. Gallinarum y
S. Pullorum
Indol 0 193 -
Catalasa 193 0 +
Oxidasa 0 193 -
Producción H2S 193 0 -
Movilidad 193 0 -

En cuanto a las 193 muestras identificadas como Salmonella Spp. (80.42 %), se
analizaron los datos registrados en el formato de seguimiento de muestras necesarias
para la identificación de S. Gallinarum y S. Pullorum mostrando que la totalidad de las
muestras identificadas como Salmonella Spp no pertenecen a las serovariedades
50

Gallinarum y Pullorum si no a otras serovariedades imposibilitando así la realización
de la serotipificación.(Anexo 3) Según investigaciones realizadas por (BERCHIERI &
asociados, 1999) determinaron que la presencia de S. Gallinarum y S. Pullorum
dependen de la susceptibilidad de la línea de las aves, para este caso la línea Ross
308 como lo mencionamos anteriormente es un animal que presenta una buena
resistencia a enfermedades lo cual es una de las principales características de la línea.
Por otra parte concluyeron que no es fácil identificar S. Gallinarum y S. Pullorum en
ausencia de signos clínicos característicos de las enfermedades causadas por estas
bacterias, en este caso las aves encontradas en la granja no presentaban ningún
signo clínico producido por estas dos bacterias lo cual comprueba lo mencionado
anteriormente.
Por otra parte en un estudio realizado (CUBILLOS, 2009) la S. Gallinarum y S. Pullorum
es una bacteria que no posee flagelos lo cual nos indica que es inmóvil. También estas
serovariedades no producen H2S gracias que en su metabolismo no reduce el hierro
presente en el medio. Por consiguiente no se realizo la prueba de serotipificación.

4.3 Presencia de Salmonella Spp y otras especies

GRAFICA 2. Porcentaje de aislamiento de Salmonella Spp y otras especies

De las colonias identificadas como colonias no típicas para Salmonella Spp (19.58 %),
el 11,67% equivalente a 28 muestras, fueron identificadas como Proteus Spp, con un
nivel de confianza promedio de 0.9678. El 5.83% correspondiente a 14 muestras
fueron identificas como Enterobacter Cloacae, con un nivel confianza promedio 0.9870
y 2,08 % correspondiente a 5 muestras fueron identificadas como Klebsiella Spp con
un nivel de confianza 0.9029.

80,42%,
11,67%
5,83% 2,08%
Sallmonella Proteus sp Enterobacter cloacae Klebsiella sp
52

4.4 Resultado muestras por lote

GRAFICA 3. Resultados muestras por lote.

Con respecto a los lotes, en el lote 83 se identificaron 50 muestras en total como
Salmonella Spp. 5 muestras como Proteus Spp, 2 muestras como Klebsiella Spp y 3
muestras como Enterobacter Cloacae. Para el lote 84 se identificaron 46 muestras en
total como Salmonella Spp. 4 muestras como Proteus Spp, 1 muestras como
Klebsiella Spp y muestras como 9 Enterobacter Cloacae. Para el lote 85 se
identificaron 52 muestras en total como Salmonella Spp. 6 muestras como Proteus
Spp, 1 muestra como Klebsiella Spp y 1 muestra como Enterobacter Cloacae.
Finalmente para el lote 86 se identificaron muestras en total 45 como Salmonella Spp.
13 muestras como Proteus Spp, 1 muestra como Klebsiella Spp y 1 muestra como
Enterobacter Cloacae. Lo cual demuestra que no hay diferencias significativas
(P<0.05) en los lotes con respecto a la presencia de Salmonella Spp.(Anexo 4)

50
46
52
45
5 4 6
13
2 1 1 13
9
1 1
0
10
20
30
40
50
60
LOTE 83 LOTE 84 LOTE 85 LOTE 86
Salmonella spp. Proteus spp
Klebsiella spp. Enterobacter cloacae.
53

4.5 Resultados semanales

GRAFICA 4 Resultados muestras semanales

Por otro lado correspondiente a las semanas muestreadas, en la semana 1 se
identificaron 65 muestras como Salmonellas Spp. 9 muestras como Proteus Spp. 1
muestra como Klebsiella Spp y 5 como Enterobacter Cloacae. Para la segunda
semana se identificaron 65 muestras como salmonellas Spp. 9 muestras como Proteus
Spp. 2 muestra como Klebsiella Spp y 4 como Enterobacter Cloacae. Y finalmente
para la tercera semana se identificaron 63 muestras como salmonellas Spp. 10
muestras como Proteus Spp. 2 muestra como Klebsiella Spp y 5 como Enterobacter
Cloacae. Evidenciado que no hay diferencias significativas con respecto a la presencia
de Salmonella Spp. (P<0.05) en las primeras semanas de vida. (Anexo 4) Además se
comprueba que la edad de las aves no influye en el aumento o disminución de la
prevalencia de S. Gallinarum y S. pullorum. (Grafica 4). En el trabajo realizado por
(BERCHIERI & asociados, 1999) también concluyeron que la presencia de las
enfermedades causadas por salmonelas no depende de la edad de las aves si no de
la resistencia de la línea y de la cantidad de anticuerpos obtenidos horizontalmente.
65 65 63
9 9 10
1 2 2
5 4 5
0
10
20
30
40
50
60
70
SEMANA 1 SEMANA 2 SEMANA 3
Salmonella spp. Proteus spp
Klebsiella spp Enterobacter cloacae.
54

6. CONCLUSIONES

Las técnicas sugeridas por el manual para la toma de muestras de S.
Gallinarum y S. Pullorum en granja permiten la correcta ejecución de muestreo
en campo.

Es difícil el aislamiento e identificación de S. Gallinarum y S. Pullorum por
medio de hisopados cloacales en ausencia de signos clínicos característicos de
las enfermedades causadas por estas bacterias.

Con este estudio se comprueba la baja prevalencia de Salmonelosis aviar
causadas por S. Gallinarum y S. Pullorum en pollos de engorde en la línea
Ross 308.

Este estudio es el primer reporte mediante el cual se trata de aislar la S.
Gallinarum y S. Pullorum por medio de Hisopado cloacal en pollo de engorde
de la línea Ross 308 en nuestro país.

7. RECOMENDACIÓNES

Seguir implementando los manuales para la identificación de agentes
patógenos que afecten la producción avícola y las demás producciones
pecuarias, que conlleve a mejorar cada vez más las cadenas productivas.

Identificar S. Gallinarum y S. Pullorum con Hisopado de arrastre de cama,
Hisopado en diferentes partesdel galpón e Hisopados en los órganos de las
aves con el fin de obtener más información sobre estas bacterias.

Realizar periódicamente chequeos rutinarios en todas las granjas avícolas con
el fin de controlar la trasmisión, diseminación y obtener información
actualizada de estos agentes bacterianos.

La empresa evaluada implementa un buen manejo de bioseguridad en sus
granjas y en sus procesos que anteceden como son la reproducción del pollito,
incubación y transporte las granjas respectivas. Sin embargo se debe mejorar
cada día más lo programas de bioseguridad para prevenir no solamente la
Salmonelosis si no otras enfermedades que también afecten a la empresas y
también en la salud pública en general.

Se debe concientizar cada vez a los productores (pequeños, mediano y
grandes), que las medidas sanitarias que se toman en la granjas son para
beneficios de ellos en la parte productiva y económica.

Se debe tener claro que todos los procesos de bioseguridad que se realizan en
las granjas no son para la erradicación de las diferentes enfermedades ya que
es muy difícil eliminar todos los agentes patógenos que se encuentran en
nuestro medio, Pero si para establecer un control y evitar trasmisiones que
afecten a la población avícola y lo más importante que afecte la salud pública
de los colombianos.

Efectuar investigaciones complementarias sobre los tipos de salmonellas
aisladas en este trabajo

REFERENCIAS

AVIAGEN CORPOREITED. (2007). www.aviagen.com. Retrieved 10 24, 2009, from
Broiler objetivos de rendimiento:
http://www.aviagen.com/docs/Objetivos%20de%20rendimi%20Chico.pdf
AVIAGEN. (2009). Manual de Manejo Ross 308.
BERCHIERI, & asociados. (1999). Disase information salmonellosis. general
information frecuently esked questions. Atlanta.
BIOLOGYCORNER. (2009). (www.biologycorner.com). Retrieved noviembre 5, 2009
CAFERR, M., & TERRAGNO, R. (2001). Manual de procedimientos para la
caracterizacion de salmonella. Buenos Aires: Instituto nacional de enfermedades
infecciosas.
CALNEK, B. (2000). Enfermedad de las aves. pag 96. manual moderno.
CARPHIER, F. (1996). Microbiologia de carphier. Barcelona: Barcelona.
CUBILLOS, D. A. (2009). Aislamiento, identificación y serotipificación de
enterobacterias del género salmonella en una población de crocodylus intermedius y
testudinos mantenidos en cautiverio en la estación de biologiae.b.t.r.b de la facultad de
ciencias –universidad nacional. Bogota: pontifica universidad javeriana.
DE LAS MERCEDES OSORIO ROJAS, O. P. (2009). Determinación de salmonella sp
antes y después del proceso de descontaminación (punto crítico de control) con ácido
acético en canales porcinas en una planta de beneficio de bogotá. Bogota: Universidad
Nacional.
FENAVI. (2009). www.fenavi.org. Retrieved 10 24, 2009, from produccion avicola y
encasetamiento anual.
FENAVI. (2009). www.fenavi.org. Retrieved 10 24, 2009, from consumo percapital
1970-2009: http://www.fenavi.org/fenavi/consumo-per-capita2.php?idm=42
GOBERNACION DE CUNDINAMARCA. (2009). sasaima cundinamarca y sanfrancisco
cundinamarca. Retrieved 01 15, 2010, from sasaima cundinamarca y sanfrancisco
cundinamarca: http://sasaima
cundinamarca.gov.co/nuestromunicipio.shtml?apc=m1I1--&m=f y http://sanfrancisco-
cundinamarca.gov.co/index.shtml
58

GUTIERREZ, C., DISNEY, M., & JOSE, L. (2007). evaluacion de la calidad del agua
(microbiologica y fisicoquimica)en pollos de engorde con peroxido de cloro. Bogota
D.C.
HERRERA, A., INFANTE, D., LEÓN, A., & DE NOGUERA, C. y. (1991). Aislamiento
de Salmonelas en aves y pollos beneficiados. Fonaiap divulga. , 37.
HURTADO, F. (2001.). Obtención de un hidrolizado proteico utilizando excedentes de
la. Guayaquil: Facultad de Ingeniería Mecánica y Ciencias de la Producción.
INSPECCION DE SALUD ANIMALY VEGETAL DE USDA DE TEXAS. (2003).
Pulorosis y tifoidea Aviar Comision de Salud Animal de Texas (TAHC). Pulorosis y
Tifoidea Aviar .
LAB MERIAL; INMUNE FUNDATION. (2000). bbuilding blocks to performance. Inmune
fundation.
LABORATORIOS BRITANIA. (2009, Octubre 27). www.britanialab.com.ar. Retrieved
Enero 29, 2010, from www.britanialab.com.ar:
www.britanialab.com.ar/esp/productos/b02/embagar.htm
LABORATORIOS MCD. (2008, Enero 14). www.mcd.com.mx. Retrieved Enero
Febrero 3, 2010, from www.mcd.com.mx:
http://www.mcd.com.mx/pdfs/base_caldo_tetrationato.pdf
LABORATORIOS MCD. (2009). www.mcd.com.mx. Retrieved 11 17, 2009, from
www.mcd.com.mx: www.mcd.com.mx/pdfs/AGAR%20XLD.pdf
LANES, E. (1998, agosto 17). La celula procariota. Retrieved Septiembre 17, 2009,
from www.fai.unne.edu.ar/biologia/microgeneral/micro-lanez102-micro.htm.
LUNA, G. (1991.). Manual Operativo de Análisis Microbiológicos Para Alimentos.
Bogotá: Fundacion Universidad de Bogotà Jorge Tadeo Lozano.
MACFADDIN, J. (2000). Pruebas bioquimicas para la identificación de bacterias de
Importacia Clinica. Buenos Aires: Panamericana.
MENDEZ, I. (2007). Epidemiologia de la salmonelosis.
MINISTERIO DE AGRICULTURA. (1976). Resolucion numero 1476., (p. 22). Bogota.
MINISTERIO DE LA PROTECCION SOCIAL. (1997). DECRETO 3075 DE 1997 Por el
cual se reglamenta parcialmente la Ley 09 de 1979 y se dictan otras disposiciones.
(pp. 5-7). Bogota: Presidencia de la republica.
59

MORA, J. (2008). www.agro.unalmed.edu.co. Retrieved 10 24, 2009, from La
produccion avicola en colombia. cognotaciones:
http://www.agro.unalmed.edu.co/departamentos/panimal/docs/AVICULTURAENCOL1.
pdf
MURRAY, P., & SHEA. (2004). Pocket Guide to Clinical Microbiology. Washington:
ASM.
ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD, . (1997). word health statistics
quaterly,food safety and foodborne diseases: foodborne samonelosis. OMS.
PALUMBO, S. y. (1999). Inhibitory action of tetrathionate enrichment broth.
RUANO, j. (1996). utilizacion de la huella genomica, PCR y ribotipificacion PCR para
estudios de caracterizacion molecular de sepas salmonellas enteritidis aisladas en
planteles avicolas. Bogota: pontificia universidad javeriana.
SENASICA. (2008). Inforural.com.py. Retrieved 07 30, 2009, from Inforural.com.py:
http://www.inforural.com.py/nota/208/salmonelosis-aviar-salmonella-gallinarum
SHIVAPRASAD, H. (2000). Tifosis Aviar y Pullorosis. Rev.Sci.Tech , 425-429.
STANCHI, O. (2007). Microbiología Veterinaria. Republica Argentina.: Intermedica.
TELLES, S. (2008). Evaluacion del rayado en pollo de engorde. Bogota D.C.
TERRAGNO, M., & CAFFER, R. (2003). Manual de Procedimientos -Salmonella: Parte
I. Aislamiento, Identificación y Serotipificación. Buenos aires: Instituto Nacional de
Enfermedades Infecciosas.
TERRAGNO, R., CAFFER, M., & BRUNA, S. y. (2003). Manual de Procedimientos.
Salmonella:Aislamiento , Iidenficiacion y Serotipificacion. Buenos Aires : Instituto
Nacional de Enfermedades Infecciosas, Global Salm.
VELASQUEZ, E. (1999). Caracterizacion genotipica de Salmonella SPP.
VENEGAS, C., SANCHEZ, M., GOMEZ, J. E., & SANTOS, R. (2009). Toma de
muestras en las explotaciones avicolas para el diagnostico de Sallmonella sp (POE).
Santa Fe de Bogota: Ministerio Agricultura y Universidad de la Salle.
WHEELIS, R., STANIE, J., & INGRAHAM, M. (1996). MICROBILOGIA. Barcelona:
REVERTE S.A.
60

ANEXOS

ANEXO 4 Principales enfermedades de control oficial en Colombia.
ENFERMEDAD AGENTE TRASMISION SINTOMAS
INFLUENCIA AVIAR Virus de la familia Orthomyxoviridae
El contacto con las heces y el aire
contaminado son las vías de
contagio.
-Aumento de la secreción nasal con tos, estornudos, pérdida del
apetito y hasta sinusitis.
-Disminución