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Influencia de la composición de la tierra y el espaciamiento entre plantas en 
el cultivo, sobre la composición de vitamina C, clorofila, y fibra de la 
espinaca. 
Claudia Ximena Artunduaga Palechor, María Hernández Carrión 
Universidad de los Andes, Departamento de Ingeniería Química y de Alimentos. 
Resumen 
 La alimentación es una necesidad básica de los seres humanos. En la actualidad 
han nacido corrientes alimenticias como el vegetarianismo que impiden el consumo de 
carne, por lo que es necesario garantizar los nutrientes necesarios de otras fuentes; por 
ejemplo, vegetales como la espinaca. Así pues, en este documento se estudió el cambio de 
los contenidos de vitamina C, clorofila y fibra presentes en la espinaca si se varía el 
espaciamiento entre plantas y la cantidad de fertilizante usado para nutrir la tierra. Para 
esto se llevó a cabo un análisis del suelo de cultivo, y debido a los resultados se planteó la 
cantidad de fertilizante a usar, variando entre lo necesario, 5% más y 10% más. Luego se 
plantó la espinaca en el invernadero de la Universidad de los Andes a distancias de 4, 6 y 
8 pulgadas, y el 16 de noviembre se cosechó el producto. Al vegetal se le hicieron pruebas 
espectrofotométricas para determinar los contenidos de clorofila y vitamina C, además de 
una digestión enzimática y un análisis Kjeldahl por parte de los laboratorios de Ambiental 
de la Universidad de los Andes, para determinar la fibra dietética total. De aquí se 
encontró que la distancia de siembra afecta la cantidad de clorofila en la planta. Luego, 
tanto la distancia como el fertilizante contribuyen a un cambio en el contenido de 
vitamina C de la espinaca. Además de esto, el valor de la fibra fue positivamente afectado 
por las combinaciones elegidas de distancia y fertilizante. Por último, se nota que la 
investigación puede ampliarse a otros cultivos, y nutrientes. Tal es el caso de la pitaya, 
que es un producto con alto contenido de magnesio y calcio, y es una de las frutas 
mayormente exportadas por Colombia al mundo. 
Palabras clave: nutrientes, cultivo, espectrofotometría, digestión enzimática, proteína. 
 
1. Introducción 
La alimentación es una necesidad básica de los seres vivos. Durante el 2020 en Colombia 
los ciudadanos gastaron 260 billones de pesos para suplirla, lo cual se vio reflejado en un 
aumento de 1,5% en la contribución al producto interno bruto (PIB) del sector 
agropecuario [1]. Además de esto, se estima que entre 2019 y 2025 las ventas de vegetales 
frescos, y frutas y hortalizas procesadas, aumenten 3,5% y 4,5% respectivamente [2]. 
Ahora bien, han nacido corrientes alimenticias que recomiendan llevar una dieta a base 
de plantas. Según una encuesta de El Tiempo, el 37% de los colombianos practica una 
corriente alternativa de alimentación, ya sea veganismo, vegetarianismo, flexitarianismo, 
u otros [3]. En este sentido, es importante garantizar que los alimentos cumplan con los 
requerimientos nutricionales de todos los consumidores, sin importar el régimen 
alimenticio que practiquen. 
 
El requerimiento nutricional de un adulto entre los 18 y 40 años sugiere que debe tener 
una ingesta de 60% carbohidratos, 10% proteínas, y 30% grasas, además de vitaminas y 
minerales. Para suplir la necesidad de los dos últimos, se recomienda el consumo de 
vegetales y frutas [4]. En este sentido, la espinaca es una planta que pertenece a la familia 
de las Chenopodiaceae, y su especie se denomina Spinacia Oleracea. En Colombia se cultiva 
en Santander, Cundinamarca, Boyacá, Norte de Santander y Antioquia [5]. La tabla 
nutricional de la espinaca indica que tiene altos contenidos de minerales, fibra, vitaminas, 
proteína, y clorofila, la cual tiene propiedades antioxidantes. Todos estos compuestos 
convierten a la espinaca en un alimento con la capacidad de reemplazar aportes de la 
carne de res y pollo. Por ejemplo, los contenidos de proteína, vitamina C, y fibra dietética 
total (FDT) de la carne de res son de 17.2 g, 0 y 0, respectivamente; mientras que en la 
espinaca son de 2,86 g, 28.1 mg y 2.2 g en una porción de 100 gr [6, 7]. Por otra parte, la 
espinaca posee entre 4.2 y 20 mg de clorofila por gramo de espinaca [8]. Aunque es claro 
que la carne tiene mayor contenido de proteína y otros compuestos como selenio, la 
espinaca tiene mayores contenidos de FDT, vitaminas como la C, A, K, y clorofila. 
 
 
Debido al potencial nutricional de la espinaca, y su importancia en la alimentación de 
los consumidores, la ciencia debe interesarse en crear estrategias que mejoren el aporte de 
sustancias de esta. Este desarrollo se puede dar a nivel genético, o mediante estrategias 
de cultivo como el cambio de humedad, los nutrientes de la tierra y la exposición al sol 
[9]. El problema radica en que las investigaciones observadas toman en cuenta sobre todo 
el rendimiento de los cultivos, mientras que la preocupación por los requerimientos 
nutricionales del consumidor pasa a un segundo plano [9, 10, 11]. Por lo tanto, se debe 
innovar en técnicas de cultivo que mejoren el aporte nutricional de la espinaca, para que 
el consumidor pueda tener la garantía de estar llevando una dieta sana y completa 
independientemente de su elección de forma de alimentación. 
 
Así mismo, es posible estudiar la influencia de los factores manipulados en cualquiera 
de los componentes de la espinaca, pero, con respecto a vitaminas, la vitamina C es la más 
abundante en este vegetal [7]. La vitamina C contribuye al fortalecimiento del sistema 
inmune, reduce la posibilidad de enfermedades cardiovasculares, problemas de salud 
prenatales, enfermedades de los ojos y la piel, entre otros [13]. En adición a esto, la 
presencia de los antioxidantes y la fibra dietética total es muy importante para el 
funcionamiento del cuerpo humano. En el caso de los antioxidantes, son necesarios para 
evitar o retrasar la oxidación de moléculas biológicamente relevantes, mientras que la 
FDT contribuye a la disminución en los niveles de colesterol y glucosa, que están 
relacionados con la diabetes tipo 2, obesidad y cáncer de colon [13, 14]. 
 
Por tanto, en el presente proyecto se analizan los cambios en los contenidos de vitamina 
C, clorofila y fibra de la espinaca al variar el espaciamiento entre plantas y la cantidad de 
fertilizante del cultivo. Para esto se plantea un diseño de experimento 32 donde los 
factores son la distancia y el fertilizante. Además, se determina la cantidad de nutrientes 
de la tierra usada mediante un análisis de suelo. 
 
2. Materiales y métodos 
2.1 Tierra 
La tierra elegida para llevar a cabo la plantación de la espinaca fue la Tierra 
Especial para Jardinería Ergo. Este material se obtuvo en Homecenter. 
2.2 Análisis de suelo 
Para el análisis de suelo se determinó el pH, materia orgánica, fósforo, calcio, 
magnesio y nitrógeno total. Esta experimentación se hizo por duplicado, y se adicionan 
los resultados de una tercera réplica que corresponde a un análisis realizado por el 
laboratorio Agrilab. 
Con respecto a los elementos minoritarios, además del sodio y potasio, se decidió 
tomar los resultados dados por el laboratorio mencionado, esto debido a la dificultad en 
los laboratorios de la Universidad de los Andes para conseguir algunos reactivos y por la 
falta de un espectrofotómetro de absorción atómica. 
2.2.1 Análisis de pH mediante el método potenciométrico 
Para el análisis de pH se mezclaron 100 mL de agua destilada con 100 g de tierra, 
se agitó a velocidades de 400 a 500 rpm por 15 min, luego se dejó reposar por 1 h, y por 
último se introdujeron los electrodos del multiparámetro hasta que el pH se equilibró para 
la lectura [15]. Los equipos usados fueron un agitador digital con calefacción Thermo 
Scientific modelo Cimarec, y un multiparámetro Mettler Toledo modelo SevenMulti. 
2.2.2 Determinación de materia orgánica (MO) mediante la pérdida de peso por igniciónSe tomaron 100 g de tierra, y se secaron por 8 h en una mufla 
Barnstead/Thermolyne modelo Furnace a 105 °C con el fin de eliminar el agua de la 
muestra. A continuación, se puso la muestra durante 16 h en una mufla a 350 °C para 
realizar calcinación y se dejó atemperar una vez concluido el tiempo en un desecador, para 
finalmente pesar lo que quedaba. A pesar de que la determinación habitual de MO en 
suelos por el método de muflado se da con temperaturas de 220 a 600 °C con variaciones 
de tiempo que llegan a las 48 h, se eligió esta combinación de 8 h para deshidratar y 16 h 
para calcinar dada la bibliografía encontrada. En particular, la decisión se tomó porque 
anteriormente se había intentado deshidratar una muestra de tierra a 120 °C durante 2 h, 
pero al sacarla de la mufla se notó que la muestra seguía húmeda, por lo que se decidió 
implementar el siguiente método que tenía un mejor ajuste y tiempo de deshidratación 
con otra muestra [16, 17]. 
Por último, se aplicó la ecuación 1 para calcular el porcentaje de materia orgánica 
en la muestra [16, 17]. 
𝑀𝑂(%) = (
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑢𝑒𝑙𝑜 𝑠𝑒𝑐𝑜 − 𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑢𝑒𝑙𝑜 𝑙𝑢𝑒𝑔𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑖𝑔𝑛𝑖𝑐𝑖ó𝑛
𝑃𝑒𝑠𝑜 𝑑𝑒𝑙 𝑠𝑢𝑒𝑙𝑜 𝑠𝑒𝑐𝑜
) ∗ 100 
Ecuación 1. Porcentaje de materia orgánica. 
2.2.3 Determinación de fósforo disponible mediante Bray II 
En primer lugar, fue necesario preparar cinco soluciones. Para la solución de Bray 
II se disolvieron 1,11 g de fluoruro de amonio de Millipore en 16.64 mL de HCl 6M marca 
PanReac y se llevó la mezcla a 1 L con agua destilada. A continuación, se disolvieron 1.32 
g de ácido ascórbico de Sigma Aldrich en agua destilada y se completó a un volumen de 
100 mL con el fin de formar la solución B. Con respecto a la solución A, se usaron 1.5 g de 
molibdato de amonio de Merck Chemicals disueltos en 5 mL de agua destilada, luego se 
añadieron 0.036375 g de tartrato de antimonio y potasio de marca Sigma Aldrich. 
Después, se agregaron lentamente y con agitación suave manual, 17.5 mL de ácido 
sulfúrico marca PanReac al 95%. Finalmente, la mezcla se dejó enfriar hasta T ambiente 
y se llevó a un volumen de 25 mL con agua destilada. 
Para la solución de trabajo se tomaron 25 mL de la solución A y se agregaron 800 
mL de agua. Luego, se mezcló y añadieron 10 mL de la solución B. Eso se completó el 
volumen a 1 L con agua destilada. Por último, para la solución patrón, se tomaron 
alícuotas de 0, 1, 2, 4, 8, 12, y 16 mL de una solución 50 g/mL de fosfato di hidrogenado 
de potasio marca Merck Chemicals, para luego llevarlas a 100 mL con la solución Bray II. 
Para tener la solución mencionada de potasio se disolvieron 0.2195 g de fosfato di 
hidrogenado de potasio en agua destilada y se completó a un volumen de 1 L con agua 
destilada. 
Así pues, la experimentación continuó al pesar 2.85 g de suelo en un vaso de 50 
mL, se agregaron 20 mL de la solución de Bray II previamente preparada, y se agitó 
durante 40 s en un agitador digital con calefacción Thermo Scientific modelo Cimarec a 
400 rpm. Esa solución se filtró con papel filtro con tamaño de poro 84 g/cm2, se agregaron 
18 mL de solución de trabajo a 2 mL de la muestra o el patrón, se calibró el 
espectrofotómetro Thermo Scientific modelo Génesys a 660 nm y se midió la 
concentración de fósforo. [15] 
2.2.4 Determinación de calcio (Ca) y magnesio (Mg) por complejometría 
 En primer lugar, se preparó una pasta de saturación. Para esto fue necesario tomar 
1 kg de tierra, humedecerla con aproximadamente 200 mL de agua destilada y masajear 
hasta que tomó una consistencia homogénea y pastosa. Luego, se obtuvo un extracto de 
50 mL aplicando presión a la tierra mencionada. Al tener esto, se preparó la solución A, 
para lo cual se añadieron 2 mL de trietanolamina acuosa de Millipore al 33% a 5 mL del 
extracto. Originalmente también se debía agregar cianuro de potasio, pero este compuesto 
no se tenía en laboratorio y la trietanolamina cumple la función de enmascarar calcio, 
bario y estroncio, por lo que el error se desprecia. 
 Para determinar el calcio se mezclaron 50 mg de ácido calconcarboxílico de Merck 
Chemicals mezcla sólida al 1% con sulfato de potasio de Merck Chemicals, y 1 mL de 
hidróxido de sodio (NaOH) 4N marca PanReac a la solución A. A continuación, se 
procedió a valorar con ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) 0.02 N/0.01 M de Sigma 
Aldrich hasta que la solución cambió de rojo oscuro a púrpura oscuro. Originalmente se 
debía titular el EDTA con cloruro de calcio (CaCl2) como método de ensayo, pero dada la 
falta de CaCl2 en laboratorios, se usó agua destilada para la experimentación y se 
prescindió del uso de este compuesto. 
 Luego, con el fin de hallar la cantidad de calcio y magnesio total, se añadió a la 
solución A, 2 mL de solución cloruro de amonio de Merck Chemicals/amoniaco PanReac 
con pH 10, 0.05 g de negro de eriocromo T de Sigma-Aldrich, y 0.015 g de rojo de metilo 
de Merck Chemicals. A continuación, se tituló con EDTA, pero el color viró de rojo a azul 
[18]. 
Por último, se calculó la cantidad de calcio y magnesio presentes en la mezcla ya 
que el EDTA forma complejos estables 1:1 con varios iones metálicos multivalentes. De 
esta manera, la cantidad de moles usadas de EDTA para la determinación de calcio, 
equivalen a las moles de calcio presentes en la mezcla. Luego, se hizo la misma relación en 
la práctica donde se tituló el calcio (ec. 2) y magnesio total (ec. 3), para finalmente hallar 
el magnesio mediante la resta de estos dos valores [19]. 
𝑔𝑟𝑎𝑚𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝐶𝑎 = 𝑉1 (𝐿) ∗ 𝑐𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝐸𝐷𝑇𝐴 (
𝑚𝑜𝑙
𝐿
) ∗ 𝑃𝑀 𝐶𝑎 (
𝑔
𝑚𝑜𝑙
) 
Ecuación 2. Cantidad de calcio en la muestra. 
𝑔𝑟𝑎𝑚𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑀𝑔 = [𝑉2(𝐿) − 𝑉1(𝐿)] ∗ 𝑐𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝐸𝐷𝑇𝐴 (
𝑚𝑜𝑙
𝐿
) ∗ 𝑃𝑀 𝑀𝑔 (
𝑔
𝑚𝑜𝑙
) 
Ecuación 3. Cantidad de magnesio en la muestra. 
Donde V1 = volumen de EDTA usado en la determinación de calcio, V2 = volumen 
de EDTA usado en la determinación de calcio y magnesio total, y PM = peso molecular. 
2.2.5 Cálculo de nitrógeno 
 Con respecto al nitrógeno, es posible hallar su valor al tener la cantidad de materia 
orgánica. Lo anterior debido a que la literatura indica que la materia orgánica contiene 
5% de nitrógeno total. Este nitrógeno no es asimilable, pero los organismos presentes lo 
hacen un alimento para la planta. Por lo tanto, se calcula el nitrógeno total al multiplicar 
la materia orgánica por 0.05 [20]. 
2.3 Semillas 
 En este aspecto se eligió cultivar las semillas 1507 de espinaca verde OP 
pertenecientes a la línea de Jardín de Anasac, debido a que el clima en Bogotá varía entre 
frío y templado, y estas semillas son aptas para ese tipo de clima. 
2.4 Cultivo 
 El semillero se plantó el 3 de septiembre de 2021 en el invernadero de la 
Universidad de los Andes (figura 1). A partir de ese momento se empezó a hacer un riego 
continuo día de por medio de aproximadamente 60 cm3. 
 
Figura 1. Semillero de espinaca. 
El cultivo evolucionó relativamente rápido y el 13 de septiembre (Figura 2a) varias 
plántulas habían brotado. Para el 1 de octubre (Figura 2b) se pudo ver que la mayoría de 
las semillas lograron germinar. Sin embargo, las heladas de la madrugada no favorecieron 
el crecimiento. 
 
(a) (b) 
Figura 2. Semillero de espinaca el 13 de septiembre (a) y 1 de octubre (b). 
El 12 de octubre se llevó a cabo el trasplante y fertilización de las plantas. Para 
esto se usaron tres tipos de distancia de cultivo de 4, 6 y 8 pulgadas (figura 3), y tres tipos 
de cantidad de fertilizante (tabla 1). De esta manera se plantaron 3 espinacas por tipo de 
combinación y se hizo un blanco al que no se le aplicó fertilizante en cada una de las 
materas, para un total de 36 plantas. A cada combinación se la denominó por un código 
de letra y número, donde las letras A, B y C corresponden a las materas de 4, 6y 8 
pulgadas, respectivamente. Luego, el número corresponde a la cantidad de fertilizante 
aplicado, donde 0 es el blanco, 1 se refiere a las plantas donde se aplicó el fertilizante 
necesario, 2 donde se aplicó 5% más, y 3 donde se puso 10% más del fertilizante requerido. 
Así pues, por ejemplo, las plantas A0 son los blancos de la matera de 4 pulgadas. 
 
Figura 3. Plantas de espinaca trasplantadas. 
Tabla 1. Combinación de distancia entre plantas y fertilizante a aplicar. 
Matera Requerido (mL) 5% más (mL) 10% más (mL) 
4 pulgadas 2.60 2.73 2.86 
6 pulgadas 3.90 4.10 4.29 
8 pulgadas 5.20 5.46 5.72 
 
El riego se decidió que fuera de aproximadamente 20 cm3 diarios por planta. El 
cultivo se mantuvo bajo observación constante hasta el 16 de octubre, cuando se cosechó 
la espinaca y se procedió a realizar el análisis de clorofila, vitamina C y FDT [21]. 
2.5 Pruebas a la espinaca 
2.5.1 Determinación de clorofila 
En el procedimiento primero fue necesario tomar muestras de 0.125 g, las cuales 
se cortaron y maceraron en mortero con adición de 1.25 mL de acetona marca Carl Roth 
al 80%. Luego, se puso la muestra en la centrífuga Thermo Scientific serie Heraeus modelo 
pico 17 durante 10 min a 2000 rpm, se separó el sobrenadante y se ajustó a 1.5 mL con 
acetona. A continuación, se tomaron 0.125 mL de la muestra anterior y se ajustó a 1.25 
mL con acetona, como se puede observar en la figura 4a. Lo anterior se realizó tres veces 
para poder suplir la cantidad requerida de líquido de las celdas de la figura 4b. Por último, 
se realizó la medición en el espectrofotómetro Thermo Scientific modelo Génesys, con 
longitudes de 645 y 663 nm, usando acetona como blanco [22]. 
 
(2) (b) 
Figura 4. Soluciones usadas espectrofotometría para determinación de clorofila. 
Al tener los valores de la absorbancia a las longitudes mencionadas se procedió a 
calcular la concentración de clorofila total (CT) con la ecuación 4, y los resultados se 
obtuvieron en miligramos de clorofila por gramo de espinaca húmeda y fresca. 
𝐶𝑇 = [(20.2 𝑥 𝐴𝑏𝑠 645) + (8.02 𝑥 𝐴𝑏𝑠 663)] (
6.25
1000 ∗ 0.125
) (
𝑚𝑔
𝑐𝑚𝑚
3 ) ∗ (
1.5 𝑚𝐿𝑚
0.125 𝑔𝑚
) 
Ecuación 4. Cantidad de clorofila en la muestra [22, 23]. 
2.5.2 Determinación de vitamina c 
Primero se produjo una solución buffer pH 5.4 con 0.816 g de fosfato mono 
potásico de Merck Chemicals, 0.032 g de fosfato sódico de Merck Chemicals y 200 mL de 
agua destilada. Luego, se disolvieron 0.15 g de oxalato de sodio de Sigma Aldrich en la 
solución buffer y se obtuvo la solución estabilizadora de oxalato de sodio. 
A continuación, se tomó 0.5 g de espinaca y se maceró con ayuda de 1.5 mL de 
solución equilibradora. Se extrajo el líquido por presión y se llevó a la centrífuga Thermo 
Scientific serie Heraeus modelo pico 17 durante 10 min a 2000 rpm (figura 5). Se tomó el 
sobrenadante y se añadieron 2.5 mL de solución. Por último, se midió en el 
espectrofotómetro Thermo Scientific modelo Génesys a 266 nm contra el blanco de 
oxalato de sodio. 
 
Figura 5. Extracto luego de salir de la centrífuga. 
 Para el cálculo se usó la ecuación 5 donde A es la absorbancia, 𝜀 es el coeficiente 
de extinción con valor de 1.42 𝑥 104 𝑑𝑚3
𝑚𝑜𝑙 𝑐𝑚
, C es la concentración que se obtiene en 
𝑚𝑜𝑙
𝑑𝑚3, 
y ℓ es el paso óptico con valor de 1 cm [24, 25]. 
𝐶 =
𝐴
𝜀ℓ
 
Ecuación 5. Concentración de vitamina C en base a la absorbancia. 
2.5.3 Determinación de FDT 
Primero se elaboró la solución buffer MES-TRIS. Para esto se tomaron 4.88 g de 
ácido 2-morfolinoetanosulfónico monohidrato (MES) y 3.05 g de 
tris(hidroximetil)aminometano (TRIS), ambos marca Sigma Aldrich, y se diluyeron en 
425 mL de agua destilada. Se ajustó el pH a 8.2 con algunas gotas de NaOH 6N PanReac 
y se terminó de llevar a 0.5 L con agua destilada. 
A continuación, se pesó 1 g de muestra deshidratada previamente en el horno 
Memmert a 95 °C por 1 h. Luego se le añadieron 40 mL de tampón MES-TRIS, para agitar 
con agitador Thermo Scientific modelo Cimarec a 400 rpm por 10 min, y se agregaron 50 
𝜇g de -amilasa de Sigma Aldrich. Esta muestra se puso en un frasco Iso de 250 mL y se 
incubó a 95 °C durante 15 min en agitación continua en el baño shaker Kasai BS-11, para 
luego dejar enfriar a 60 °C. Después, se añadieron 100 L de proteasa, la cual se preparó 
diluyendo 0.07 g de proteasa Sigma Aldrich en 1.4 mL de buffer MES-TRIS, y se incubó 
durante 30 min a 60 °C en agitación. A la muestra se le añadieron 5 mL de ácido 
clorhídrico (HCl) 0.561 N, y se ajustó el pH a 4-4.7 con NaOH 1N sin cambiar la 
temperatura de 60 °C. A continuación, se añadieron 300 𝜇g de amiloglucosidasa Sigma 
Aldrich, y se incubó a 60 °C durante 30 min en agitación continua. Luego, se calentó 
etanol Sigma Aldrich del 96% a 60 °C, se añadieron 225 mL a cada muestra y se dejó 
reposar por 1 h como se puede observar en la figura 6a. Esto se filtró al vacío, se obtuvo 
la pasta de la figura 6b, se pesó cada crisol y se secó en la mufla Barnstead/Thermolyne 
modelo Furnace durante la noche (20 h) a 105 °C. Los crisoles se dejaron enfriar en 
desecador por 20 min y se pesaron. 
 
(a) (b) 
Figura 6. Digestión enzimática, luego de agregar etanol, 6a, y luego de filtrar, 6b. 
Esta práctica se debía hacer por duplicado, pero no había suficiente 
amiloglucosidasa en el laboratorio, así que las muestras digeridas por enzimas se llevaron 
al laboratorio de Ambiental de la universidad de los Andes con el fin de solicitar un análisis 
de nitrógeno total Kjeldahl (NTK). En paralelo, para la determinación del porcentaje de 
cenizas, se tomaron muestras de 2 g y se pusieron por 4 h a 500 °C en la mufla, figura 7a, 
luego se dejaron en desecador por 1 h, figura 7b. 
 
(a) (b) 
Figura 7. Determinación de cenizas, al inicio del muflado, 7a, y al final de este, 7b. 
Así pues, se calculó la FDT con la ecuación 6, donde 𝑊𝑟 es el peso del residuo luego 
del procedimiento enzimático, en mg, P es el porcentaje de nitrógeno del análisis 
NTK convertido a proteína al multiplicar por el factor 6.25, A es el porcentaje de 
cenizas, y 𝑊𝑠 es el peso de la muestra en miligramos [26]. 
𝐹𝐷𝑇, % = 100𝑥
𝑊𝑟 − [(𝑃 + 𝐴)/100]𝑥𝑊𝑟
𝑊𝑠
 
Ecuación 6. Porcentaje de FDT. 
2.6 Análisis de datos 
 Para el tratamiento de datos se decidió utilizar dos métodos. El primero es el Test 
de Grubbs para descartar datos atípicos. En este se toma el dato de interés y se compara 
con la media y la varianza del conjunto. De esta manera, si el valor G calculado (Gc) es 
menor al tabulado para el número de datos, y el nivel de confianza establecido, el dato no 
se descarta [27]. El G tabulado para una confianza del 95% y tres datos es 1.153 [28]. 
 El segundo método es una regresión factorial general en el software Minitab. El 
tratamiento consiste en el análisis de un experimento, con dos factores y tres niveles en 
este caso (32), donde se revisa la significancia de los factores mediante un diagrama de 
Pareto y el comportamiento en general de los datos [29]. 
3. Resultados y análisis 
3.1 Análisis de suelo 
Con el fin de hacer los resultados comparables, se partió de la muestra que se usó 
y se multiplicó hasta alcanzar el equivalente a un kilogramo de muestra. Los valores que 
se muestran a continuación (Tabla 2) corresponden a las pruebas 1 y 2 llevadas a cabo en 
el laboratorio de la Universidad de los Andes y los resultados dados por Agrilab. 
Tabla 2. Resultados de laboratorios y test de Grubbs. 
Variable P1 P2 Agrilab Promedio Unidades Gc 
pH 5.32 5.35 5.31 5.32 pH 1.12 
Materia orgánica (MO) 11.9 12.3 10.5 11.6 % 0.35 
Fósforo (P) 40 38 39 39 mg/kg 1 
Calcio (Ca) 1453 1522 1590 1522 mg/kg 1 
Magnesio (Mg) 150 167 173 163 mg/kg 1.12 
Nitrógeno (N) 0.595 0.615 0.507 0.572 % 1.14 
 A continuación, se presentan algunos datos (Tabla 3) obtenidos de Agrilab, debido 
a que espertinente tomarlos en cuenta para hacer la correcta formulación del abono para 
el cultivo de la espinaca. 
Tabla 3. Resultados adicionales de Agrilab. 
Variable Valor Unidades 
Sodio (Na) 50.3 mg/kg 
Potasio (K) 340 mg/kg 
Azufre (S) 47 mg/kg 
Hierro (Fe) 8.84 mg/kg 
Manganeso (Mn) 18.8 mg/kg 
Cobre (Cu) No Detectado mg/kg 
Zinc (Zn) 4.19 mg/kg 
Densidad 884 kg/m3 
Teniendo en cuenta la tabla 2 donde se indican los valores de pH, materia orgánica, 
fósforo, calcio, magnesio y nitrógeno total, se pueden observar diferencias especialmente 
para los valores de materia orgánica, pero estas no son significativas. Es decir, dada la 
prueba de Grubbs, ningún dato de las variables implicadas se debe descartar para una 
confianza del 95%. El resultado obtenido concuerda con la literatura que indica que el 
método de pérdida de peso por ignición presenta valores mayores a los que se obtienen al 
hacer oxidación Walkley-Black, que es el método usado por el laboratorio Agrilab [17]. 
Por otra parte, los valores de fósforo en las tres pruebas son similares, lo cual se atribuye 
al uso del mismo método. Luego el calcio y magnesio indican cantidades diferentes en los 
dos tipos de pruebas, esto debido al uso de la complejometría y una espectroscopía de 
emisión óptica, respectivamente. Con respecto al nitrógeno, el dato se asocia al de MO 
obtenido. En este sentido, se considera que todos los datos son válidos por no representar 
una diferencia significativa. 
 Ahora bien, debido al requerimiento de macroelementos del cultivo de espinaca en 
un ciclo, y la densidad de la tierra de 884 kg/m3, se observa deficiencia en algunos 
compuestos (tabla 4), los cuales fueron calculados con base en el promedio de las tablas 2 
y 3 donde se toman en cuenta tanto los valores hallados en los laboratorios de la 
Universidad de los Andes, como los hallados por Agrilab. Principalmente se nota que hay 
una deficiencia de nitrógeno, fósforo, potasio y azufre, mientras que la tierra es rica en 
calcio y magnesio. De esta forma, se van a tomar en cuenta los macroelementos faltantes 
para nutrir el suelo. 
Tabla 4. Presencia y requerimiento de macroelementos en la tierra [5]. 
Macroelemento Requerido (kg/m2) 
Presente 
(kg por kg de tierra/m2) 
Nitrógeno (N) 0.012 0.00672 
Óxido de fósforo V(P2O5) 0.0045 0.00678 
Óxido de potasio (K2O) 0.02 0.014 
Óxido de calcio (CaO) 0.0116 0.023 
Óxido de magnesio (MgO) 0.0035 0.01 
Azufre (S) 0.008 0.007 
Por otra parte, en la tabla 3 se puede observar que no se detectó cobre en el suelo. 
Al ser este un elemento menor fundamental para el crecimiento de la planta, se decidió 
brindar este nutriente con el fertilizante [5]. 
3.2 Cultivo 
 La espinaca se cosechó el 16 de noviembre. Para esa fecha las plantas tenían una 
altura de aproximadamente 15 cm en promedio. En la mayoría de los casos se notó que, 
de las tres plantas sembradas por tipo de combinación, sólo sobrevivieron 2 de las mismas, 
como se puede observar en la figura 8. Además de esto, el peso de las plantas 
individualmente fue de alrededor de 2 g. Dado que el peso individual de las muestras no 
alcanzaba para llevar a cabo todos los análisis, se decidió medir el peso total (PT) de las 
espinacas de cada tipo de planta (TP), como se puede ver en la tabla 5. 
 
Figura 8. Cultivo al momento de la cosecha. 
Tabla 5. Peso de las espinacas por tipo de planta. 
TP A0 A1 A2 A3 B0 B1 B2 B3 C0 C1 C2 C3 
PT (g) 4.53 6.32 4.7 3.76 3.57 4.1 3.46 3.63 6.05 5.48 5.25 3.58 
 Con respecto al análisis de datos, se realizó la prueba de Grubbs para 12 datos con 
confianza del 95%. En este caso el G tabulado es 2.285, y ningún dato cuestionado tuvo 
un G calculado superior a este, por lo que se toman en cuenta todos los valores. 
 Ahora bien, dado el tiempo restringido que se tuvo para llevar a cabo el proyecto, 
la espinaca se cosechó al mes del trasplante, y la literatura sugiere que el tiempo sea entre 
40 y 50 días [30]. Además, el clima en Bogotá durante los meses de octubre y noviembre 
tuvo temperaturas de hasta 3 °C [31]. Se considera que ambos factores ayudaron a que el 
tamaño de la planta no fuera el óptimo. En adición, el fertilizante fue el único aporte 
externo a la planta, lo cual sería anormal en un cultivo donde se aplican varios productos 
para incentivar a la planta a crecer. Por lo tanto, para futuras pruebas se recomienda 
agregar productos tales como el extracto de algas marinas, que mejora la tolerancia de la 
planta al estrés producido por cambios en el pH, salinidad, altas temperaturas y heladas. 
Además, mejora la productividad del cultivo, lo que contribuye al crecimiento de plantas 
más grandes y fuertes [32]. 
Dados los valores obtenidos, se deliberó realizar los análisis de clorofila y vitamina 
C por duplicado, ambos al total de TP, y el de fibra a los dos TP de cada maceta con más 
peso. Estos fueron A1, A2, B1, B3, C0 y C3, de donde no se realizó C3 por falta de 
amiloglucosidasa. 
3.3 Análisis de la espinaca 
3.3.1 Clorofila 
En la figura 9 los valores de clorofila tienen un comportamiento creciente a medida 
que se aumenta el fertilizante para A, pero decreciente en el caso de la distancia C. Por 
otra parte, los valores de clorofila en la distancia B varían sin algún patrón aparente. Con 
respecto al diagrama de Pareto (figura 10), podemos observar que la distancia de las 
plantas es un factor significativo, pero la cantidad de fertilizante no lo es, por lo que el 
comportamiento anteriormente mencionado se explica. Además, la interacción de ambos 
factores es significativo. En este sentido, se puede concluir que la distancia de siembra 
afecta el contenido de clorofila de la espinaca, mientras que la cantidad de fertilizante no, 
además, al aplicarlos de manera conjunta, ambos factores afectan el valor de la clorofila. 
Por otra parte, la literatura señala que el contenido de clorofila de la espinaca varía 
entre 4.2 y 20 mg/g de muestra fresca, pero los resultados obtenidos muestran valores 
inferiores a los establecidos en este rango. Lo anterior se debe a que la planta fue 
cosechada antes de tiempo, por lo que las hojas más jóvenes (figura 8), no presentan todo 
el pigmento que suele presentar una hoja madura (figura 11). 
 
Figura 9. Cantidad de clorofila. 
 
Figura 10. Diagrama de Pareto para clorofila. 
 
Figura 11. Espinaca madura. 
Ahora bien, en la figura 12, la gráfica de normalidad indica que los residuos tienen 
un comportamiento normal. En la de residuo vs. ajustes se observa una varianza 
constante dada la aleatoriedad de los datos, pero hay dos números que se alejan bastante 
de los demás. Esos dos valores nombrados son probablemente los que se observan 
alterados en el histograma y la gráfica de residuo vs. Orden. Dado el comportamiento de 
los mismos, se elaboró una prueba Bartlett que dio como resultado un p=0.163. Al ser el 
valor obtenido mayor a 0.05, se concluye que las varianzas son homogéneas y el 
experimento es válido. 
 Además de esto, en la gráfica de residuo vs. orden se nota que los residuos de la 
primera mitad tienen un comportamiento negativo, mientras que los de la segunda mitad 
se comportan de forma positiva, lo cual se debe al orden de la toma de datos. Así pues, las 
pruebas son estadísticamente comparables ya que cumplen con aleatoriedad de los datos 
y tienen distribución normal. 
 
Figura 12. Gráficas de residuos para Clorofila. 
3.3.2 Vitamina C 
El diagrama de Pareto (figura 13) muestra que la distancia, la cantidad de 
fertilizante, y la interacción entre estos son significativos. Por lo tanto, la 
experimentación demostró que la cantidad de fertilizante, la distancia de siembra y la 
interacción de los factores afectan la cantidad de vitamina C en la espinaca. Sobre todo, 
la cantidad de fertilizante es una variable importante que afecta de manera directa el 
valor de la vitamina C en la espinaca (figura 14). 
 De igual importancia, laliteratura sugiere que el valor de vitamina C está 
alrededor de 0.281 mg/g de espinaca, pero los valores hallados van de 0.11 a 0.17 mg/g de 
espinaca fresca. En este caso, además del posible efecto de la cosecha temprana, se observa 
que el método usado para la determinación de ácido ascórbico (vitamina C) tiene límites 
de detección y cuantificación, además de un rango de dinámica lineal con valores de 0.257 
𝜇g/cm3, 0.857 𝜇g/cm3 y 0.857-12 𝜇g/cm3 respectivamente [24]. La muestra usada para la 
determinación tiene una concentración teórica de 35 𝜇g/cm3 de muestra, por lo tanto, se 
nota que excede los límites del método, y probablemente los del equipo utilizado [7]. 
 
Figura 13. Diagrama de Pareto para Vitamina C. 
 
Figura 14. Cantidad de vitamina C. 
 En cuanto a los residuos (figura 15), se observa que estos tienen un 
comportamiento normal, además de que la gráfica de residuo vs. ajustes sugiere la 
aleatoriedad de estos sin ningún comportamiento evidente. La prueba de Bartlett arroja 
el valor 0.28 que es mayor a 0.05, por lo tanto, se considera que las varianzas son iguales 
y el análisis estadístico se puede llevar a cabo. Por último, la gráfica de residuo vs. orden 
no muestra alguna tendencia, así que se descarta el error sistemático. De este modo, las 
pruebas son estadísticamente comparables ya que los datos tienen distribución normal y 
son aleatorios. 
 
Figura 15. Gráficas de residuos para vitamina C. 
3.3.3 Fibra dietética total 
 Los datos de fibra obtenidos van de 2.3% al 7% (figura 16), pero la literatura 
indica valores de 2.2% [7]. Se ve un aumento considerable sobre todo en los valores para 
A1 y C0, pero al elaborar una prueba de Grubbs (tabla 6), ninguno de los datos queda 
descartado al ser Gc menor al G tabulado de 1.672 [28]. Ahora bien, la alteración de los 
datos, sobre todo de A1 y C0, se atribuye a que se usó más que todo tallo de la planta, en 
lugar de las hojas de esta, y el tallo es conocido por ser la fibra de las plantas [34]. Además 
de esto, dado que la planta fue cultivada con los valores normales de riego, y ninguna 
alteración adicional, se entiende que el diseño de cultivo planteado tuvo un impacto en el 
porcentaje de FTD. Es decir, los factores evaluados contribuyeron a aumentar el 
porcentaje de fibra de la espinaca. Por lo tanto, se considera que el porcentaje aumentó 
significativamente dada la formulación de cultivo y el uso de tallos en el análisis de fibra. 
 
 
Figura 16. Cantidad de fibra. 
Tabla 6. Test de Grubbs para fibra. 
TP A1 A2 B1 B3 C0 
Gc 1.56 0.65 0.45 0.88 0.42 
 
4. Conclusiones 
 Los análisis de suelo resultaron tener valores similares para las pruebas que se 
hicieron en laboratorio y las que realizó Agrilab. Por otra parte, los datos demostraron 
que el sustrato usado tiene deficiencia en nitrógeno, fósforo, potasio y azufre, además de 
la inexistencia de cobre. Por lo tanto, se decidió aplicar el abono necesario, un 5% más y 
un 10% para cada uno de los niveles de fertilizante. Con respecto a la distancia a sembrar 
se decidió usar un espaciamiento de 4, 8 y 12 pulgadas en todos los sentidos. 
 Con respecto al cultivo, se notó que el crecimiento fue lento. Esto se atribuyó al 
clima, a la cosecha temprana y a la falta de estimulantes adicionales como el extracto de 
algas que puede mejorar la resistencia de la planta al estrés. El haber usado la planta 
antes de tiempo también repercutió en una disminución de la cantidad de clorofila. 
 Ahora bien, con respecto a la clorofila, se encontró que la distancia de sembrado 
afectó el valor de esta, pero el fertilizante no. Además, la interacción de ambos factores 
afectó el valor de la variable observaba. Por otra parte, el contenido de vitamina C se vio 
afectado por ambos factores y la interacción de los mismos, pero la cantidad de fertilizante 
tuvo una consecuencia directa y mayor. Los valores en este caso dieron menores a lo 
esperado, y se cree que esto se debe al uso incorrecto de los límites de detección y 
cuantificación del método usado. El valor de fibra fue superior al esperado, pero ninguno 
de los datos es descartable, por lo que se atribuye este desbalance al uso de los tallos para 
el análisis, y a un aporte positivo debido a la forma de cultivo planteada. 
 Por último, la investigación se podría ampliar en varios sentidos. Primero que 
todo, la espinaca tiene altos contenidos de potasio [7]. Este nutriente podría ser analizado 
con los mismos parámetros de cultivo evaluados en este proyecto. Además, existen otros 
cultivos de interés, que no necesariamente se limitan al campo de las hortalizas. Tal es el 
caso de las frutas, y Colombia es un gran exportador de piña, gulupa, y pitaya [35]. En 
particular, la pitaya tiene un atractivo exótico, y es rica en magnesio y calcio, por lo que 
sería interesante estudiarla [36]. Por último, la investigación puede tomar otro enfoque y 
llegar al punto en el que se observe el impacto de ciertos nutrientes del suelo en factores 
de la planta como la clorofila, vitaminas y minerales. 
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