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MANUAL DE BIOQUÍMICA
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Elmer López López 
Gustavo Miguel Moreno Echeandía 
César Alberto Guzmán Vigo 
Edwin Ricardo Alarcón Benavides 
 Ricardo Carlos Arturo Chávarry 
 
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DATOS DEL ESTUDIANTE 
 
 APELLIDOS Y NOMBRES: 
 
 CÓDIGO DE ESTUDIANTE: APODERADO: 
 DIRECCIÓN: 
 
 CORREO PERSONAL: 
 
 Correo crece: @crece.uss.edu.pe 
 FACULTAD: 
 
 ESCUELA PROFESIONAL: 
 
 SEMESTRE ACADÉMICO: CICLO y SECCIÓN: 
 
 TURNO DE PRÁCTICA: No DE MESA: 
 
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De los Autores 
Elmer López López 
Licenciado en Ciencias Biológicas. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Magister en Investigación y Docencia Universitaria. 
Doctor en Ciencias de la Salud 
Profesor Contratado TC, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Medicina USS, Pimentel, Perú 
 
Gustavo Miguel Moreno Echeandía 
Licenciado en Ciencias Biológicas. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Magister en Microbiología Clínica 
Profesor Contratado TC, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Medicina USS, Pimentel, Perú 
 
César Alberto Guzmán Vigo 
Licenciado en Ciencias Biológicas. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Magister en Morfología - Genética Humana Universidad Federal de Sao Paulo, Brasil 
Doctor en Ciencias Ambientales. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Profesor Principal TC., Facultad de Ciencias Biológicas, UNPRG-Lambayeque, Perú 
Profesor Contratado TP, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Medicina USS, Pimentel, Perú 
 
Edwin Ricardo Alarcón Benavides 
Licenciado en Ciencias Biológicas. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Magister en Investigación y Docencia universitaria 
Profesor Contratado TC, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Medicina USS, Pimentel, Perú 
 
 
Ricardo Carlos Arturo Chavarry Torres 
Licenciado en Ciencias Biológicas. UNPRG-Lambayeque, Perú 
Magister en Tecnología de Alimentos 
Profesor Contratado TC, Facultad de Ciencias de la Salud, Escuela de Medicina USS, Pimentel, Perú 
 
 
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PRESENTACIÓN 
Los análisis que se llevan a cabo en un Laboratorio de Bioquímica tienen como 
objetivo separar, caracterizar, modificar o cuantificar biomoléculas. En la mayoría 
de los casos se trabaja con muestras complejas que contienen un gran número de 
biomoléculas distintas. Por este motivo, las técnicas y los métodos utilizados tienen 
que ser altamente específicos y su determinación se basa en las propiedades físicas, 
químicas o bioquímicas de las biomoléculas. Los conocimientos metodológicos para 
su estudio avanzan a pasos agigantados y en la mayoría de los casos se requiere de 
reactivos y equipos costosos, que se van perfeccionando y simplificando con el 
avance de la ciencia y la tecnología. De otro lado, el análisis de tejidos y pruebas 
para los fluidos corporales, que se aplican en la bioquímica clínica, son 
fundamentales para el cuidado de los pacientes, contribuyendo significativamente 
al diagnóstico, tratamiento, seguimiento y pronóstico de la mayoría de 
padecimientos en el hombre. 
La Bioquímica es la ciencia que se encarga de estudiar desde una perspectiva 
química la estructura y las funciones de los seres vivos, comprendiendo las 
sustancias que se encuentran presentes en ellos y las reacciones químicas 
fundamentales en los procesos vitales; constituyéndose en una de las ciencias más 
importantes en la formación básica de los estudiantes que cursan una carrera en 
ciencias. A pesar del espectacular desarrollo que en los últimos años vienen 
experimentando las ciencias aplicadas y sus diversas tecnologías, la vigencia y 
trascendencia de las ciencias básicas se mantiene debido al notable papel que 
tienen como generadora de conceptos, principios y teorías que configuran el 
soporte teórico de toda invención tecnológica. 
El presente Manual de Laboratorio de Bioquímica, pretende ser un instrumento que 
contribuye al alcanzar las competencias curriculares propuestas para el estudiante 
a través del desarrollo de actividades, revisiones en publicaciones arbitradas, 
revisiones bibliográficas electrónicas, observaciones y evaluaciones en cada sesión 
práctica. La presente edición del Manual lleva las correcciones y sugerencias 
observadas en ediciones anteriores, también se han incorporado nuevas prácticas 
que permitirán ampliar el área de conocimientos del estudiante en esta asignatura. 
 
La presente edición se ha elaborado teniendo en cuenta los insumos adquiridos 
para los laboratorios en el presente ciclo académico. Es nuestro deseo que el 
presente manual pueda ayudar al estudiante en la comprensión teórica y ejecución 
práctica de la asignatura y en la apertura de investigaciones básicas en el gran 
campo de las Ciencias de la Salud. Se espera que el esfuerzo desplegado, cumpla su 
cometido en bien de una óptima formación profesional y una mejor comprensión 
del papel importante que cumple el estudio de la Bioquímica en el campo de las 
Ciencias Biomédicas. Así mismo se esperan las valiosas sugerencias de colegas y 
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estudiantes que permitan el perfeccionamiento de este manual en ediciones 
futuras. 
 
LOS AUTORES 
 
 
NORMAS , PRECAUSIONES PARA EL TRABAJO EN EL LABORATORIO DE 
BIOQUÍMICA 
INDICE 
PRÁCTICA 01: Bioseguridad, segregación de residuos sólidos. 7 
PRÁCTICA 02: Materiales y equipos de laboratorio. 26 
PRÁCTICA 03: Espectrofotometría. 36 
PRÁCTICA 04: Metabolismo de carbohidratos: Glucosa en ayunas y Hemoglobina 
glicosilada. 
48 
PRÁCTICA 05: Metabolismo de lípidos: Colesterol y triglicéridos. 56 
PRÁCTICA 06: Metabolismo de proteínas: Proteínas totales y albúmina. 63 
PRÁCTICA 07: Metabolismo de compuestos nitrogenados: urea, creatinina y ácido 
úrico. 
69 
PRÁCTICA 08: Determinación de hemoglobina y hemograma 77 
PRÁCTICA 09: Enzimas 1: Lipasa, Amilasa, Fosfatasa alcalina y Fosfatasa ácida. 82 
PRÁCTICA 10: Enzimas 2: Transaminasas, CK y CK-MB 93 
PRÁCTICA 11: Determinación de calcio, hierro y transferrina . 101 
PRÁCTICA 12: Factores de coagulación: TP, TTPA y Fibrinógeno. 108 
PRÁCTICA 13: Estudio bioquímico de la orina. 116 
PRÁCTICA 14: Valoración Nutricional. 126 
 
 
 
 
 
 
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NORMAS, RECOMENDACIONES Y PRECAUCIONES PARA EL TRABAJO EN EL 
LABORATORIO DE BIOLOGÍA Y BIOQUÍMICA 
 
El trabajo en el laboratorio, requiere el cumplimiento de una serie de normas de 
seguridad, a fin de evitar posibles accidentes debido a desconocimiento de lo que 
se está haciendo o a la exposición no intencionada ante una serie de agentes. Quien 
trabaja en el laboratorio está expuesto a muchos riesgos, derivados del uso de 
muestras clínicas, o por el uso de productos químicos que son tóxicos, inflamables, 
explosivos, corrosivos, carcinogénicos y, a veces, existe el peligro derivado del uso 
de equipos eléctricos, y hasta de aquellos que emanan luz ultravioleta y otras 
radiaciones. 
I. NORMAS PERSONALES 
 
1. Seguir las instrucciones y recomendaciones dadas por el docente para cada sesión 
práctica. No manipule muestras, materiales, instrumentos o equipos porsu cuenta. 
2. Procure ingresar al laboratorio a la hora señalada, con el guardapolvo puesto y 
con el material de trabajo previamente solicitado. 
3. Es conveniente la utilización de guardapolvo (mandil) ya que evita que posibles 
sustancias químicas lleguen a la piel; además, se evita posibles deterioros de las 
prendes de vestir. El guardapolvo es de uso exclusivo en el laboratorio, hay que 
sacárselo si se va abandonar el mismo. Así mismo es obligatorio el uso de gorro, 
mascarillas y guantes 
4. Si se tiene el cabello largo, es conveniente llevarlo recogido. 
5. Durante su permanencia en el laboratorio aproveche y use adecuadamente el 
tiempo, materiales de trabajo, agua, corriente eléctrica, gas, mobiliario y espacio. 
6. No arroje desechos a los lavaderos ni al piso. Procure colocarlos en los tachos 
correspondientes para que sean descartados una vez finalizada la práctica. En el 
tacho con bolsa ROJA, se desechan los residuos de materiales biológico (restos 
vegetales y animales, material contaminado con sangre u otros); en el tacho con 
bolsa NEGRA se arrojan los desperdicios comunes no contaminados (papeles, 
plásticos, etc.). 
7. Está estrictamente prohibido comer, beber y fumar dentro del laboratorio. 
8. Sobre la mesa de trabajo del laboratorio debe de tener solamente el material 
solicitado y libreta de apuntes. Coloque las carteras, mochilas, libros y otros en los 
casilleros o en los lugares destinados para ellos. 
9. Durante el desarrollo de la práctica observe y grafique con detalle los diversos 
experimentos, protocolos o vistas microscópicas; intercambie conceptos, ideas y 
puntos de vista con sus compañeros y profesor. 
10. Al término de la práctica el estudiante debe limpiar su mesa de trabajo, lavar el 
material de vidrio utilizado, lavarse cuidadosamente las manos, despojarse del 
guardapolvo y retirarse ordenadamente. 
 
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II. NORMAS DE UTILIZACIÓN DE PRODUCTOS QUÍMICOS 
 
1. Antes de utilizar un compuesto químico, asegurarse de que es el que se necesita. 
2. No devolver a los frascos de origen los sobrantes de los productos químicos o 
medios de cultivo. Si existiese sobrante, desecharlo. 
3. No tocar con las manos y menos con la boca, los productos químicos, utilizar peras 
de succión o propipetas. 
4. Los ácidos requieren un cuidado especial, cuando haya que diluirlos, nunca echar 
agua sobre ellos; por el contrario, se debe agregar el ácido sobre agua. 
5. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) no deben estar cerca de 
fuentes de calor. Si hay que calentar tubos con estos productos, se hará al baño 
maría, nunca directamente a la llama. 
6. Si se vierte sobre la piel cualquier ácido o producto corrosivo, lavarse 
inmediatamente con abundante agua y avisar al encargado del laboratorio. 
7. Si se preparan soluciones químicas, éstas deben colocarse en un frasco limpio y 
seco y rotulado convenientemente. 
 
 
II. NORMAS DE UTILIZACIÓN DEL MATERIAL DE VIDRIO 
 
1. Tener cuidado con los bordes y puntas cortantes de los tubos u objetos de vidrio. 
2. El vidrio caliente no se diferencia a simple vista del vidrio frio. Para evitar 
quemaduras, dejarlo enfriar antes de tocarlo. 
3. Las pipetas usadas deben colocarse en recipientes que contienen una solución 
desinfectante (mezcla sulfocrómica o bicloruro de mercurio). De la misma manera 
se procede para tubos de ensayo, láminas cubreobjetos y laminillas. 
4. Si se tiene que calentar a la llama el contenido de un tubo de ensayo, debe 
considerarse lo siguiente: 
a) La boca del tubo de ensayo no debe apuntar a ningún compañero de 
trabajo ni a sí mismo. Puede hervir el líquido y salir disparado, ocasionando un 
accidente. 
b) El tubo de ensayo debe calentarse por la parte lateral, nunca por el fondo, 
agitando suavemente. 
 
Todos los que trabajan en el laboratorio, deben saber dónde está el botiquín, el 
equipo de lavado de ojos, y los extintores de incendio. 
 
 
 
 
 
 
 
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II. INTRODUCCIÓN: 
 
Los laboratorios son ambientes complejos y dinámicos que están destinados a fines 
académicos, investugación y diagnóstico, por lo que tiene que adaptarse a las 
necesidades a las que están orientados. El desarrollo de las actividades en su interior, 
obliga a los responsables, a aplicar todas las medidas de seguridad necesarias, y a 
mantener los principios de bioseguridad, con la finalidad de realizar un trabajo seguro 
y responsable que garantize la minimización de accidentes y riesgos a los que están 
sometidos a quienes en su interior. 
 
«Seguridad biológica» (o «bioseguridad») es el término utilizado para referirse a los 
principios, técnicas y prácticas aplicadas con el fin de evitar la exposición no 
intencional a patógenos y toxinas, o su liberación accidental. En cambio, la 
«protección biológica» (o «bioprotección») se refiere a las medidas de protección de 
la institución y del personal destinadas a reducir el riesgo de pérdida, robo, uso 
incorrecto, desviaciones o liberación intencional de patógenos o toxinas. 
 
La bioseguridad del trabajo en el laboratorio de enseñanza, trata de los riesgos 
intrínsecos por el uso de una serie de agentes a los que nos enfrentamos sean de 
naturaleza física, química o biológica que pueden afectar a la salud humana y medio 
ambiente. 
 
El material biológico y los organismos vivos no son intrínsecamente peligrosos ni 
intrínsecamente seguros. Cualquier peligro dependerá de las características del 
material o de los organismos. La OMS, ha clasificado a los microorganismos 
infecciosos según el riesgo que representa su trabajo o manipulación Tabla 1. No 
representa el mismo nivel de riesgo trabajar con patógenos humanos comunes como 
E.coli, que con Denguevirus ó Hantavirus. 
PRACTICA N° 1: BIOSEGURIDAD EN EL 
LABORATORIO Y SEGREGACIÓN DE RESIDUOS 
SÓLIDOS 
I. CAPACIADES: 
1. Conoce las normativas para proteger la salud de las personas que puedan estar 
expuestas a riesgos relacionados con la exposición a agentes biológicos, químicos, 
físicos, ergonómicos y psicosociales, en el laboratorio. 
2. Comprende el manejo y eliminación de residuos generados en el laboratorio. 
3. Reconoce símbolos internacionales para su desempeño correcto dentro y fuera de las 
instalaciones del laboratorio. 
4. Reconoce los diferentes equipos e instrumentos utilizados en el desarrollo de la parte 
práctica del curso de Bioquímica. 
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La patogenicidad de un organismo indica si un organismo, por ejemplo, una bacteria, 
un virus, un hongo o un parásito, puede causar una enfermedad en una planta, animal 
o humano. Factores como la dosis infecciosa, la virulencia y la producción de toxinas 
por el patógeno juegan un papel en la medida en que el organismo puede causar 
enfermedades. 
La toxicidad es la capacidad de una sustancia química de producir efectos perjudiciales 
sobre un ser vivo, al entrar en contacto con él, tiene también un significado de 
envenenamiento. La mayoría de las sustancias no son venenosas cuando se usan en 
circunstancias normales. La toxicidad de una sustancia se da principalmente como LD50 
para vertebrados en unidades de peso por kilogramo de peso corporal. El LD50 (LD 
significa: dosis letal). La LD50 es la cantidad a la que la exposición a la sustancia conduce 
a la muerte del 50% de los animales expuestos. Cuando se considera la toxicidad de los 
organismos vivos (especialmente las bacterias), la toxicidad a menudo coincide con la 
patogenicidad. 
 
La alergenicidad es una reacción no deseada, no tóxica, mediada por el sistema 
inmunitario del cuerpo a una sustancia o agente. La inmunoglobulina E (IgE) y los 
mastocitos (células del sistema inmunitarioa menudo juegan un papel en la reacción 
alérgica. Una reacción alérgica puede provocar estornudos, irritación de la piel, ataques 
de asma, trastornos pulmonares crónicos y, a veces, incluso un shock potencialmente 
mortal. 
 
A veces hay otros efectos no deseados que lo impulsan a ser aún más cauteloso al 
manipular material biológico. El personal de laboratorio se encuentra expuesto a 
riesgos producto de la ubicación y diseño de las instalaciones así como a riesgos 
especiales , como resultado de las actividades y del tipo materiales, reactivos y equipos 
que se emplean en las actividades. El riesgo de exposición accidental a sustancias 
químicas, obliga a tomar una serie de medidas de precaución, toda vez que cada uno de 
ellos por su naturaleza provoca una serie de efectos como asociados a su manipulación 
y alñmacenamiento. Las sustancias pueden representar un peligro tóxico, 
carcinógenico, teratogénico o mutágenico, por lo que es necesario la identificación de 
los peligros que entraña su uso. 
 
El personal que desarrolla prácticas de laboratorio en bioquímica, no sólo a está 
expuesto a microorganismos patogénicos, por el hecho de trabajar con muestras 
biológicas fluidas, sino también a los peligros que entrañan las sustancias químicas de 
los kits que se utilizan en la cuantificación de analitos. Es importante que el personal 
tenga los debidos conocimientos acerca de los efectos tóxicos de esas sustancias 
químicas, las vías de exposición y los peligros. Los fabricantes y/o proveedores de Kits 
facilitan hojas informativas sobre el procedimiento, datos sobre la seguridad de los 
materiales y otras informaciones sobre los peligros químicos. Esas hojas deben estar 
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disponibles en el laboratorio, o como parte de un manual de seguridad o de 
operaciones. 
 
Tabla 1. Clasificación de grupos e riesgo de la OMS (2003) para microorganismos 
infecciosos. 
Grupo de 
riesgo 
Descripción 
1 Grupo de riesgo 1 (riesgo individual y comunitario escaso o nulo). 
Microorganismos que tienen pocas probabilidades de provocar 
enfermedades en el ser humano o los animales. 
2 Grupo de riesgo 2 (riesgo individual moderado, riesgo comunitario 
bajo). 
Aquellos agentes patógenos que pueden ocasionar enfermedades 
humanas o animales pero que tienen pocas probabilidades de entrañar 
un riesgo serio para el personal de laboratorio, la comunidad, el ganado o 
el medio ambiente. La exposición al agente en el laboratorio pudiera 
ocasionar infecciones graves pero existen medidas preventivas y 
terapéuticas eficaces por lo que el riesgo de propagación de la infección 
entre humanos es bajo. 
3 Grupo de riesgo 3 (riesgo individual elevado, riesgo comunitario bajo). 
Agentes patógenos que suelen provocar enfermedades humanas o 
animales graves pero que 
ordinariamente no se propagan de un individuo a otro. Existen medidas 
preventivas y terapéuticas 
eficaces. 
4 Grupo de riesgo 4 (riesgo individual y comunitario elevado). 
Agentes patógenos que suelen provocar enfermedades graves en el ser 
humano o los animales y que se transmiten fácilmente de un individuo a 
otro, directa o indirectamente. Normalmente no existen medidas 
preventivas ni terapéuticas eficaces. 
 
Cada uno de los grupos de riesgo señalados en la Tabla 1, requiere de la adopción de 
medidas de contención y seguridad distintas y equiparables a la magnitud del riesgo 
que representan. La asignación a cierto nivel de bioseguridad depende de la evaluación 
integral del grupo de riesgo bajo el cual cae un organismo dado, lo que permite 
establecer las medidas de protección primaria, el tipo de técnicas de laboratorio y los 
tipos de laboratorios que deben ser empleados para su segura manipulación. 
 
Los laboratorios de investigación biomédica se clasifican en cuatro tipos (Tabla 2): 1) 
laboratorios básicos con nivel de bioseguridad 1 (BSL-1), laboratorios básicos (BSL-2), 
laboratorios de contención biológica (BSL-3) y laboratorios de máxima contención (BSL-
4). Esta clasificación de laboratorios por nivel de bioseguridad se basa en diferencias de 
diseño de ingeniería, disposición arquitectónica, tipo de equipo de protección 
disponible, tipo de prácticas laboratoriales y el tipo de procedimientos que son 
realizados en cada uno de ellos. 
 
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La evaluación inicial de bioseguridad debe complementarse con un análisis exhaustivo 
de riesgos y en caso de duda, preferiblemente inclinarse por exagerar las medidas de 
bioseguridad en vez de menospreciar el riesgo. Será obligación de cada laboratorio 
diseñar su propia clasificación de bioseguridad y riesgos en base las características 
epidemiológicas e incluso geográficas de su región para incluir:1) Patogenicidad del 
organismo. 2) Modo de transmisión y diversidad de vectores hospedadores que posee 
el organismo. 3) Disponibilidad local de medidas preventivas efectivas. 
4) Disponibilidad local de medidas de tratamiento efectivas. 
 
Tabla 2. Asignación de niveles de bioseguridad para organismos según su grupo de 
riesgo. 
Grupo de 
riesgo 
Nivel de 
bioseguridad 
Tipo de 
laboratorio 
Prácticas de 
laboratorio 
Protección 
primaria 
1 Básico 
BSL-1 
 
Básico de 
enseñanza. 
Técnicas 
microbiológicas 
apropiadas (TMA) 
Ninguna, área de 
trabajo 
Abierta 
2 Básico 
BSL-2 
 
Servicios 
diagnósticos 
primarios de 
salud, 
investigación. 
 
TMA + 
indumentaria 
protectora, señal 
de 
biopeligro. 
 
Área de trabajo 
abierta y 
disponibilidad de 
Gabinete de 
Seguridad 
Biológica (GSB) 
para 
algunos 
procedimientos. 
3 Contención 
BSL-3 
 
Servicios de 
diagnóstico 
especializado, 
investigación. 
 
Las de BSL-2 + 
indumentaria 
protectora 
especial, acceso 
controlado 
y flujo direccional 
del aire 
GSB y otros 
dispositivos de 
protección 
primaria para toda 
actividad (tapas de 
cubeta de 
centrifuga, etc.). 
4 Máxima 
contención 
BSL-4 
 
Unidades de 
diagnóstico 
e investigación 
en 
patógenos 
especiales. 
 
Las de BSL-3 + 
acceso por 
transfer, uso 
rutinario de 
regadera al 
entrar/salir. 
 
GSB clase III o 
trajes de 
presión positiva y 
GSB de clase II, 
autoclave de 
doble puerta y 
abastecimiento de 
aire 
purificado 
(ambiental y de 
trajes). 
 
 
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Principios de Bioseguridad 
 
1. Universalidad, está referida a que el cumplimiento de las normas deben ser acatadas 
por todas las personas que participan de labores en un área donde se trabaja muestras 
biológicas, o se manejan pacientes de todos los swervicios. Todo el personal debe 
cumplir con las precauciones de los estándares habitualmente señalados para evitar la 
exposición que podría provocar el origen de enfermedades y accidentes. Tambien se 
parte de la premisa que cualquiera de los que asisten a un Laboratorio puede ser 
portador de un agente responsable de una enfermedad infecciosa. 
 
2. Uso de barreras de contención, establece el concepto de evitar la exposición directa a todo 
tipo de muestras potencialmente contaminantes, mediante la utilización de materiales o 
barreras adecuadas que se interpongan al contacto con las mismas, minimizando los 
accidentes. El concepto de barrera primaria incluye elementos de protección personal, tales 
como: guantes, delantales, cobertores de zapatos, botas, respiradores, máscaras faciales, 
anteojos de seguridad, cabinas de seguridad biológica. Las barreras secundarias corresponden 
al diseño y la adecuada ubicación de los compartimentos especializados, así como la 
disponibilidad del material y el equipo requeridos. Contribuyen a la protección del personal, del 
ambiente y de la comunidad externa. 
 
3. Manejo de residuos sólidos, es el conjunto de dispositivos y procedimientos a través de los 
cuales seprocesan y eliminan muestras biológicas sin riesgo para los operadores y la 
comunidad. 
 
4. Evaluación de riesgos. Es el proceso de análisis de la probabilidad de que ocurran daños, 
heridas o infecciones en un laboratorio. Debe ser efectuada por el personal de laboratorio más 
familiarizado con el procesamiento de los agentes de riesgo, el uso del equipamiento e 
insumos, los modelos animales usados y la contención correspondiente. 
 
Manipulación de Residuos 
 
Se considera residuo, todo aquello que debe descartarse. En el Laboratorio de 
Bioquímica, se generan los siguientes tipos de residuos: 
 
Residuos ordinarios: Son aquellos residuos comúnes consistentes en papel, cartón, 
plásticos, etc. Que 
serán dispuestos en bolsas de color negro y en recipientes etiquetados con el nombre 
de RESIDUOS NO-TÓXICOS. 
Residuos tóxicos: Los desechos tóxicos en estado sólido (carbón activado o polvos de 
absorción química, que se utilizan para su disposición final) serán colocados en bolsas 
de color amarillo debidamente etiquetadas como RESIDUOS TÓXICOS 
Residuos biológico-infecciosos: Los desechos biológicos sólidos serán esterilizados en 
autoclave y posteriormente colocados en bolsas de plástico de color rojo las cuales 
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serán etiquetadas como RESIDUOS BIOLÓGICOS. Estas bolsas serán retiradas por el 
personal de laboratorio. 
Residuos radiológicos: Los materiales consumibles desechables, material biológico 
radiomarcado, las sustancias tóxicas expuestas a radiación beta y gamma deberán ser 
desechados bajo los criterios de seguridad radiológica indicados para el radioisótopo 
correspondiente. 
Todos los consumibles de plástico que hayan entrado en contacto con medios de cultivo 
tisular o células cultivadas serán esterilizados en autoclave antes de ser lavados para su 
reutilización o desechados en bolsas rojas de RESIDUOS BIOLÓGICOS. 
Punzo-cortantes: 
Las agujas hipodérmicas no se deben volver a tapar, cortar ni retirar de las jeringuillas 
desechables después de utilizarlas. El conjunto comple (agujas, navajas, escalpelos, 
microcapilares, cristalería rota, pipetas de vidrio, capilares, etc.) etc.) debe colocarse en 
un recipiente de eliminación específico, de color rojo. 
Las jeringuillas desechables, utilizadas con o sin aguja, se introducirán en recipientes de 
eliminación apropiados y se incinerarán, esterilizándolas previamente en autoclave si 
fuera necesario. 
Los recipientes de eliminación de objetos cortantes y punzantes serán resistentes a la 
perforación y no se llenarán por completo. Cuando estén llenos en sus tres cuartas 
partes se colocarán en un recipiente de «desechos infecciosos» y se incinerarán, 
esterilizándolos primero en autoclave si la práctica del laboratorio lo exige. 
Los desechos punzo-cortantes que hayan sido empleados para manipular muestras 
clínicas o bioespecímenes (contaminados biológicamente) serán sometidos a 
procedimientos de esterilización que minimicen la posibilidad de liberar 
microorganismos o agentes patógenos al medio-ambiente 
 
En los laboratorios, la descontaminación y la eliminación de desechos son operaciones 
estrechamente relacionadas. En el trabajo cotidiano, son pocos los materiales 
contaminados que es preciso colocar en los botes de residuos que para estos propósitos 
existe en el Laboratorio. 
 
PICTOGRAMAS 
 
En términos generales, un pictograma es un símbolo o imagen que representa una 
palabra o idea. Según el Sistema Globalmente Armonizado (GHS), un pictograma es una 
representación de composición gráfica que incluye un símbolo más otros elementos 
gráficos, como un borde, un diseño de fondo o colores con la intención de transmitir 
información específica. En términos más sencillos, un pictograma es una imagen más un 
borde utilizados para transmitir información. 
 
Un pictograma de de uso en el Laboratorio o ambientes de salud, es una imagen 
adosada a una etiqueta que incluye un símbolo de advertencia y colores específicos con 
el fin de transmitir información sobre el daño que una determinada sustancia o mezcla 
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puede provocar a la salud o al medio ambiente. El uso de pictogramas, forma parte de 
la señalización obligatoria en un Laboratorio, entendiéndose la señalización, como el 
arte de la comunicación visual que estudia las relaciones funcionales entre los signos de 
orientación en el espacio y el comportamiento de las personas. Se aplica al servicio de 
las personas, a su orientación en un espacio a un lugar determinado, para una mejor y 
más rápida accesibilidad a los servicios requeridos y para una mayor seguridad en los 
desplazamientos y las acciones. 
 
Señales de Seguridad y Salud en el trabajo 
Éstas señales están referidas a imágenes o señas de objetos, actividades o situación 
determinadas, que proporcionan una indicación o una obligación relativa a la seguridad 
o la salud en el trabajo mediante una señal de una forma determinada, un color, una 
señal y aveces una ecueta información. Algunas características son señaladas abajo y en 
el cuadro que se muestra a continuación 
 
Color rojo: 
Significado 1: Prohibición. 
Indicaciones: Comportamientos peligrosos. 
Significado 2: Peligro / Alarma 
Indicaciones: Alto / parada / dispositivos de desconexión o emergencia / 
Evacuación. 
Significado 3: Contra incendios 
Indicaciones: Identificación y localización. 
Color amarillo o anaranjado: 
Significado: Advertencia. 
Indicaciones: Atención / precaución / verificación. 
Color azul: 
Significado: Obligación. 
Indicaciones: Comportamiento o acción específica / Uso de equipos de 
protección. 
Color Verde: 
Significado 1: Salvamento, ayuda. 
Indicaciones: Puertas / salidas / pasajes / material / puestos de salvamento 
o socorro / locales.. 
Significado 2: Situación de seguridad. 
Indicaciones: Situación normal. 
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 Cuadro de seguridad, de contrastes y símbolos, así como su significado y 
aplicaciones 
 
 
 
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III. MATERIAL Y MÉTODOS 
MATERIAL 
Ambiente físico del Laboratorio de Bioquímica 
Figuras e imágenes utilizados en seguridad y salud en el trabajo 
Matriales y Equipo de Laboratorio en Bioquímica 
MÉTODO 
1. Observación y descripcción de conductas apropiadas que minimicen los riesgos o 
peligros dentro del Laboratorio de Bioquímica. 
2. Desarrollar cuestionario 
 
IV. RESULTADOS 
1. Haga una lista de Microorganismos, según su nivel de riesgo, y el tipo de laboratorio 
adecuado para su manejo 
2. Según los símbolos de peligro para sustancias químicas, que aparece en la figura, 
indique la clase y categoría de peligro que representan 
3. Coloque debajo de los pictogramas que no tienen información, el significado que 
expresan. 
 
 
 
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VI. BIBLIOGRAFÍA 
 
1. Custers R. Biosafety in the laboratory. 3rd, revised edition. Flanders Iinteruniversity 
Institute For Biotechnology. VIB. Belgium, 2004. 
 
2. García Ch., Noyola D., Argüello J. Manual de Bioseguridad Para Laboratorios de 
Investigación Biomédica. Quinta Edición. Laboratorio de Genómica Viral y Humana de la 
Facultad de Medicina . Universidad Autónoma de San Luis Potosí, México. 2012 
 
3. Sistema Globalmente Armonizado (GHS) de Clasificación y Etiquetado de Productos 
Químicos. Hoja de Información N° 1 Pictogramas 
https://schc.memberclicks.net/assets/docs/ghs_info_sheets/es/schc_ghs_fs1_pictogra
ms.es-us-final.pdf. 
 
4. OMS. Manual de Bioseguridad en el Laboratorio. Tercera Edición. Organización 
Mundial de la salud.Ginebra, 2005 
 
5. Pictogramas vectoriales médicos y de la salud para corte en plotter. 
https://www.logo-arte.com/salud7.htm 
 
6. Comisión de Higiene y Seguridad en el Trabajo. PRINCIPIOS Y RECOMENDACIONES 
GENERALES DE BIOSEGURIDAD PARA LA FACULTAD DE BIOQUIMICA Y CIENCIAS 
BIOLOGICAS – UNL. 
 https://www.fbcb.unl.edu.ar/institucional/wp-
content/uploads/sites/7/2017/08/Principios-y-Recomnedaciones-Grales-
Bioseguridad.pdf 
 
7. SS COVADONGA. CATÁLOGO GENERAL DE SEÑALES DE SEGURIDAD. Madrid, 2018. 
https://www.sscovadonga.com/assets/pdf/CATALOGO%20COVADONGA%20SE%C3%91
ALES%20DE%20SEGURIDAD%202018%20versionweb.pdf 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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https://schc.memberclicks.net/assets/docs/ghs_info_sheets/es/schc_ghs_fs1_pictograms.es-us-final.pdf
https://schc.memberclicks.net/assets/docs/ghs_info_sheets/es/schc_ghs_fs1_pictograms.es-us-final.pdf
https://www.logo-arte.com/salud7.htm
https://www.fbcb.unl.edu.ar/institucional/wp-content/uploads/sites/7/2017/08/Principios-y-Recomnedaciones-Grales-Bioseguridad.pdf
https://www.fbcb.unl.edu.ar/institucional/wp-content/uploads/sites/7/2017/08/Principios-y-Recomnedaciones-Grales-Bioseguridad.pdf
https://www.fbcb.unl.edu.ar/institucional/wp-content/uploads/sites/7/2017/08/Principios-y-Recomnedaciones-Grales-Bioseguridad.pdf
https://www.sscovadonga.com/assets/pdf/CATALOGO%20COVADONGA%20SE%C3%91ALES%20DE%20SEGURIDAD%202018%20versionweb.pdf
https://www.sscovadonga.com/assets/pdf/CATALOGO%20COVADONGA%20SE%C3%91ALES%20DE%20SEGURIDAD%202018%20versionweb.pdf
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II. INTRODUCCIÓN 
 
El laboratorio de Bioquímica es un espacio físico de enseñanza – aprendizaje, que 
posibilita la comprensión de conceptos específicos en el estudio de la bioquímica, a 
través del desarrollo de habilidades en el uso correcto y seguro de equipos, 
predisposición para hacer observaciones y comportamientos para hacer 
procedimientos definidos, que evidencien un complemento en la demostración de 
hechos o información previamente adquirida. 
 
El equipo del laboratorio de Bioquímica, comprende una serie de aparatos diseñados, 
que complementados, son utilizados para hacer cuantificaciones de analitos, cuyas 
determinaciones permitan ser utilizadas como parámetros en el diagnóstico de 
enfermedades o trastornos en el hombre. Sin embargo, es necesario señalar que se 
requieren resultados de laboratorio de calidad para respaldar el diagnóstico clínico, 
racionalizar y controlar el tratamiento, con fines epidemiológicos, para la vigilancia y 
el control de enfermedades de importancia para la salud pública, y para proporcionar 
una alerta temprana de brotes de enfermedades. 
 
Nuestro Laboratorio de Bioquímica, por ser de naturaleza académica, las experiencias 
prácticas están sujetas a errores, toda vez que a pesar se seguir procedimientos 
estandarizados pueden producirse éstos en algunas de las fases de los 
procedimientos de diagnóstico, como las que se menciona a continuación: En la fase 
pre analítica (Solicitud de prueba o selección de prueba incorrecta, Formularios de 
solicitud de laboratorio incompletos, Recolección, etiquetado y transporte 
incorrectos de muestras; en la fase analítica (Uso de equipo defectuoso, uso 
incorrecto del equipo, Uso de reactivos de baja calidad o caducados, Preparación y 
almacenamiento incorrectos de reactivos, Procedimientos técnicos incorrectos, 
incumplimiento de los procedimientos operativos estándar (SOP) o control de calidad 
interno (IQC); en la fase pos analítica (Informes y grabaciones inexactos, Cálculos, 
cómputos o transcripciones inexactos, Devolución de resultados al médico 
demasiado tarde para influir en la gestión del paciente, Interpretación incorrecta de 
los resultados. 
 
PRACTICA N°2: INSTRUMENTOS UTILIZADOS EN EL 
LABORATORIO DE BIOQUÍMICA 
I. CAPACIADES: 
1. Identifica y manipula los equipos e instrumentos utilizados en un laboratorio de 
análisis bioquímicos. 
2. Explica la importancia su uso y calibración de equipos e instrumentos de 
laboratorio. 
 
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Las equipos de laboratorio son herramientas estándar, que a menudo presentan un 
simple interruptor "Encendido" y a los que al inicio de sus actividades y 
periódicamente se deben realizar calibraciones sensibles para garantizar que la tarea 
se realice exactamente y los resultados expresen confiabilidad en el desarrollo de 
pruebas diagnósticas. Estas calibraciones deben ser realizadas por personal técnico 
especializado. 
 
Los parámetros bioquímicos que sirven de ayuda a diagnóstico y pronóstico de 
enfermedades, requieren el concurso de equipos que el estudiante de medicina 
debe conocer no solo la descripción, sino el principio de su funcionamiento y de 
todos los peligros potenciales y las medidas de seguridad que debe adoptar en 
relación al uso. 
 
ESPECTROFOTÓMETRO 
La palabra espectrofotómetro se deriva de la palabra latina espectro, que significa 
imagen, y la palabra griega phos o photos, que significa luz. El espectrofotómetro es 
uno de los principales instrumentos en el laboratorio de bioquímica clínica. Utiliza las 
propiedades de la luz y su interacción con otras sustancias. En general, la luz de una 
lámpara con características especiales se guía a través de un dispositivo, que 
selecciona y separa una longitud de onda determinada y hace que pase a través de 
una muestra. La intensidad de la luz que sale de la muestra se captura y se compara 
con la que pasó a través de la muestra. La transmitancia, que depende de factores 
como la concentración de la sustancia, se calcula a partir de esta relación de 
intensidad. 
El espectrofotómetro se usa en el laboratorio para determinar la presencia o 
concentración de una sustancia en una solución, lo que permite un análisis cualitativo 
o cuantitativo de la muestra. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig 1. Espectrofotómetro UNICO S2100UV 
 
COMPONENTES DEL ESPECTROFOTÓMETRO 
Un espectrofotómetro consta de los siguientes componentes clave: 
1. La fuente de luz: Que genera una banda ancha de radiación electromagnética. 
Puede ser una lámpara halógena o de volframio que suministra la luz de la zona 
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visible del espectro (400 – 700nm), o de neón, argón o de hidrógeno, para la zona 
ultravioleta (200 – 400 nm) 
2. El monocromador: Que es dispositivo de dispersión que selecciona una longitud 
de onda particular de la radiación de la fuente. Comúnmente, se utilizan prismas y 
redes halográficas de difracción, que junto a una rendija de entrada y otra de salida 
configuran el monocromador 
3. El portador de muestra ó área de muestra: Es una cubeta transparente a la 
radiación incidente monocromáticaque contiene el material bajo estudio disuelto en 
un solvente adecuado. Suele ser de 1 cm. De espesor 
4. El sistema detector: Medir la intensidad de la radiación: Normalmente, es un tubo 
fotomultiplicador o un tubo fotodiodo. El sistema de detección puede diseñarse con 
fotocélulas, fototubos, fotodiodos o fotomultiplicadores. Esto depende de los rangos 
de longitud de onda, la sensibilidad y la velocidad de respuesta requerida. El sistema 
de detección recibe luz de la muestra y la convierte en una señal eléctrica 
proporcional a la energía recibida. Esta señal eléctrica puede procesarse y 
amplificarse para ser interpretada por el sistema de lectura. 
5. El sistema de lectura: La señal que sale del detector pasa por varias 
transformaciones. Se amplifica y transforma hasta que su intensidad se convierte en 
un porcentaje proporcional de transmitancia / absorbancia. Existen sistemas de 
lectura análogos (que muestran resultados en una escala de lectura) o digitales (que 
muestran resultados en una pantalla). 
 
BAÑO MARÍA 
 
El baño maría es un instrumento utilizado en el laboratorio para realizar pruebas 
serológicas, de aglutinación, inactivación, biomédicas y farmacéuticas e incluso para 
procedimientos de incubación industrial. En general usa como material para el 
mantenimiento de una temperatura determinada. El rango de temperatura a la que 
se usan normalmente el baño maría varía entre la temperatura ambiente y 60 ° C. Se 
pueden seleccionar temperaturas de 100 ° C, utilizando una cubierta con 
características especiales. Los baños de agua se fabrican con cámaras de una 
capacidad de 2 a 30 litros. 
El baño maría está hecho de acero y generalmente están cubiertos con pintura 
electrostática con alta adherencia y resistencia a las condiciones ambientales de 
laboratorio. El baño maría tiene un panel externo en el que se pueden encontrar los 
controles. También tienen un tanque hecho de material a prueba de herrumbre con 
una colección de resistencias eléctricas montadas en su parte inferior. Por medio de 
estos, el calor se transfiere al medio (agua) hasta alcanzar la temperatura 
seleccionada con el dispositivo de control (termostato o similar) 
 
DIAGRAMA DEL BAÑO MARÍA 
El diagrama básico que se muestra a continuación, se puede identificar el switch de 
encendido, pantalla, control de temperatura, bandeja difusora de calor, la cubierta, 
válvula de drenaje y el tanque. 
 
 
 
 
 
 
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CENTRÍFUGA 
 
 
 
La palabra centrífuga proviene de la palabra latina centrum que significa centro y 
fugere que significa escapar. La centrífuga está diseñada para usar la fuerza 
centrífuga generada en los movimientos de rotación para separar los elementos 
constitutivos de una mezcla. Existe una amplia gama de centrifugas capaces de 
satisfacer las necesidades específicas del análisis 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
La centrífuga utiliza la fuerza centrífuga (la fuerza generada cuando un objeto gira 
alrededor de un solo punto), para separar sólidos suspendidos en un líquido por 
sedimentación, o líquidos de diversa densidad. Los movimientos de rotación 
permiten que se generen fuerzas mucho mayores que la gravedad en períodos 
controlados de tiempo. En el laboratorio, las centrífugas se usan generalmente en 
procesos como la separación de componentes sólidos de líquidos biológicos a través 
de la sedimentación y en particular de componentes sanguíneos: glóbulos rojos, 
glóbulos blancos, plaquetas entre otros y para realizar múltiples pruebas y 
tratamientos. 
 
Existen varios tipos de centrífugaas. Los más utilizados en laboratorios de salud 
pública, vigilancia y clínica son la centrífuga de mesa, la ultracentrífuga, la centrífuga 
de hematocrito y la centrífuga de pie. 
 
 
 
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En la centrifugación, es importante diferenciar entre la velocidad de centrifugación 
(revoluciones por minuto, RPM) y la fuerza centrífuga relativa (RCF o G), ya que a 
menudo se confunden. La fuerza centrífuga generada por una centrífuga se puede 
calcular fácilmente a partir de la ecuación: 
RCF = 11.18 X R X (RPM/1000)2 
donde R es la distancia desde el centro de rotación en centímetros; es decir, la fuerza 
centrífuga aumenta a medida que las partículas se mueven por el tubo de centrífuga. 
Como regla general, cuanto mayor es la fuerza centrífuga, menor es el tiempo de 
separación. Sin embargo, la centrifugación también genera fuerzas hidrostáticas 
dentro de la solución y, por lo tanto, las fuerzas de centrifugación excesiva pueden 
alterar algunas partículas biológicas como los ribosomas. 
 
Las centrífugas utilizadas en los laboratorios variarán desde pequeños dispositivos de 
sobremesa hasta máquinas grandes, de gran capacidad y alta velocidad. Las 
clasificaciones típicas de velocidad de operación de la centrífuga son: 
Baja velocidad < 8000 rpm 
Mediana velocidad 8000 ~ 30000 rpm 
Alta velocidad 30000 ~ 80000 rpm 
Ultracentrifuga > 80000 rpm 
 
Es necesario recordar que cuando se colocan tubos de prueba/centrífuga, para 
realizar una separación, éstos tienen que estar equilibrados en el rotor del aparato, 
según se muestra a continuación: 
 
 
 
 
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MEDICION DE VOLÚMENES 
MICROPIPETAS 
Las micropipetas son instrumentos de laboratorio utilizadas para medir y transferir 
pequeños volúmenes de líquidos. Estan diseñadas para transferir volúmenes de 
forma exacta y precisa en el rango de microlitros. Las micropipetas se utilizan de 
manera diversa en el laboratorio para muchas tareas de rutina, incluida la medición 
cuantitativa y la dispensación de muestras analíticas y reactivos. Es necesario que se 
recuerde la relación entre unidades de volúmen a través de la siguiente equivalencia: 
1 microlitro (abbreviado µL) = 10-3 millilitro (mL) = 10-6 litro (L) 
 
Partes de una micropipeta monocanal 
1. Botón pulsador/Embolo 
2. Varilla del botón pulsador 
3. Empuñadura 
4. Expulsador de puntas 
5. Pantalla 
6. Mango 
7. Collar 
8. Cono 
9. Puntas o “tips” (descartables) 
 
 
 
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Tres tamaños de micropipetas. 
Las micropipetas en este laboratorio vienen en tres tamaños diferentes, cada uno de 
los cuales mide un rango diferente de volúmenes. Los tres tamaños son P20, P200 y 
P1000. Estos tamaños se indican en la parte superior del botón del émbolo. 
Tamaño Micropipeta Rango de volúmenes medidos 
 P20 0.5-20µl 
 P200 20-200 µl 
 P1000 100-1000µl 
 
Ajuste de volumen en micropipetas 
El dial de ajuste de volumen negro cerca de la parte superior de la micropipeta le 
permite ajustar el volumen que se mide. Se puede marcar a la izquierda o derecha 
para aumentar o disminuir el volumen. 
Dial de ajuste de volumen 
La lectura digital muestra el volumen que se medirá. A medida que gira el dial de 
ajuste de volumen, los números en la lectura digital cambiarán. La lectura digital 
muestra el volumen que 
haber instalado. En cada uno de los tres tamaños de micropipetas (P20, P200, 
P1000), la lectura digital tiene tres números. Los números después de la "P" se 
refieren al número máximo de microlitros que la micropipeta está diseñada para 
transferir. Estos tres números corresponden a diferentes volúmenes en las pipetas 
de diferentes tamaños. 
 
 Micropipetas: Lectura del volúmen 
 
 
 Volúmen establecido: 220 µl Volúmen establecido: 22 µl Volúmen 
establecido: 2. 2 µl 
 
En una P100, el número superior se refiere a 1000 de µl, el número central se refiere 
a 100 µl y el número inferior se refiere a 10 de µl. 
En una P200, el número superiorse refiere a 100 de µl, el número central se refiere a 
10 µl y el número inferior se refiere a 1 µl. 
En una P20, el número superior se refiere a 10 de µl, el número del medio se refiere 
a 1 µl y el número inferior se refiere a 1/10 de µl. 
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Transferencia de volúmenes con precisión 
 
Las micropipetas funcionan por desplazamiento de aire. El operador presiona el 
émbolo que mueve un pistón interno a una de dos posiciones diferentes. La primera 
parada se usa para llenar la punta de la micropipeta, y la segunda parada se usa para 
dispensar el contenido de la punta. A medida que el operador presiona el émbolo 
hasta el primer tope, un pistón interno desplaza un volumen de aire igual al volumen 
que se muestra en el dial del indicador de volumen. La segunda parada se usa solo 
para dispensar el contenido de la punta (Fig. ) 
 
 
 Inicio Primera parada Segunda parada 
 
 
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Llenando la micropipeta 
 
1. Retirar la tapa de la caja que contiene el tamaño correcto de puntas para la 
micropipeta en uso. Las puntas P-1000 pueden ser azules o claras, mientras que las 
puntas P-20 y P-200 son amarillas o claras. 
2. Sujetar la punta insertando el eje de la micropipeta en la punta y presionando 
firmemente (figura). 
3. Esto debería producir un sello hermético entre la punta y el eje de la micropipeta. 
4. Volver a colocar la tapa de la caja de puntas para mantenerlas estériles las puntas 
restantes. Evitar tocar la punta (especialmente el extremo más delgado), porque las 
puntas son estériles. 
5. Presionar el émbolo de la micropipeta hasta el primer tope. 
6. Sumerjir la punta unos pocos milímetros debajo de la superficie de la solución que 
la que se está introduciendo la micropipeta. El pipeteo es más preciso cuando la 
pipeta se mantiene vertical. Mantener el ángulo menos de 20˚ de vertical para 
mejores resultados. 
7. Soltar el émbolo despacio, permitiendo que la punta se llene suavemente. Hacer 
una pausa breve para asegurarse de que el volumen completo de la muestra ha 
entrado en la punta. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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BIBLIOGRAFÍA 
 
1. WHO. Maintenance manual for laboratory equipment, 2nd ed. World Health 
Organization. Spain, 2008 
2. WHO. Laboratory Quality Standards and their Implementation. World Health 
Organization. India, 2011 
3. Rickwood D. Centrifugation Techniques. ENCYCLOPEDIA OF LIFE SCIENCES. John 
Wiley & Sons, Ltd. 2001 
4. The University of Nottingham. Centrifuges. 
https://www.nottingham.ac.uk/safety/documents/centrifuges.pdf 
5. Use of Micropipettes. 
http://faculty.buffalostate.edu/wadswogj/courses/bio211%20page/resources/micro
pipetting%20lab.pdf 
6. Mastering the micropipette. Chapter 2. https://capricorn.bc.edu//bi204/wp-
content/uploads/2015/08/Chapter-2-2015.pdf 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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https://www.nottingham.ac.uk/safety/documents/centrifuges.pdf
http://faculty.buffalostate.edu/wadswogj/courses/bio211%20page/resources/micropipetting%20lab.pdf
http://faculty.buffalostate.edu/wadswogj/courses/bio211%20page/resources/micropipetting%20lab.pdf
https://capricorn.bc.edu/bi204/wp-content/uploads/2015/08/Chapter-2-2015.pdf
https://capricorn.bc.edu/bi204/wp-content/uploads/2015/08/Chapter-2-2015.pdf
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 II. INTRODUCCIÓN. 
 
La espectrofotometría se ocupa de la medición de la interacción de la luz con la 
materia. La luz se puede reflejar, transmitir, dispersar o absorber, y un material 
puede emitir luz, ya sea porque ha absorbido algo de luz y la reemite, porque ha 
ganado energía de alguna otra manera (por ejemplo, electroluminiscencia), o porque 
emite luz debido a su temperatura (incandescencia) 
 
Propiedades fundamentales de Radiación Electromagnética (EM) 
La radiación electromagnética se compone de una corriente de partículas llamadas 
fotones, que viajan en un patrón ondulatorio a la velocidad de la luz. Cada fotón de 
EM posee una cierta cantidad de energía. El tipo de radiación se define por la 
cantidad de energía que se encuentra en los fotones y exhibe propiedades tanto de 
la partícula como de onda, conocida como dualidad onda-partícula, y comprende 
campos eléctricos y magnéticos. El espectro EM comprende radiación, que va desde 
ondas de radio hasta rayos gamma ( Fig. 1.). Las ondas de radio tienen fotones con 
bajas energías, los fotones de microondas tienen un poco más de energía que las 
ondas de radio, los fotones infrarrojos tienen aún más, luego rayos ultravioleta, 
rayos X visibles y, el más enérgico de todos, los rayos gamma 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. 1 Radiaciones electromagnéticas de diferentes longitudes de onda 
I. CAPACIADES: 
1.Explica las bases teóricas del uso y funcionamiento de un espectrofotómetro. 
2.Manipula y opera correctamente el espectrofotómetro UNICO S2100 – UV. 
3.Comprende el concepto de Espectrofotometría. 
4.Aplica la técnica de la fotometría en la medición de la concentración desconocida de un 
colorante a través de una curva de calibración previamente construida. 
 
PRACTICA N° 3: ESPECTROFOTOMETRÍA 
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Tradicionalmente, la luz de 185 nm a 760 nm generalmente se denomina región 
visible -ultravioleta (UV - VIS). Sin embargo, con el avance de la tecnología, los 
espectrofotómetros modernos vienen con un rango extendido de longitud de onda 
de 185 nm a 2100 nm. Para saber qué longitud de onda de luz absorbe un analito 
contenido en una muestra dada, debemos conocer (o determinar) el espectro de 
absorción UV - VIS de la muestra estándar que deseamos estudiar. 
 
Fundamento de la Espectrofotometría 
 
La espectrofotometría se basa en la capacidad que tienen las moléculas para 
absorber radiaciones, entre ellas las radiaciones dentro del espectro UV-visible. Las 
longitudes de onda de las radiaciones que una molécula puede absorber y la 
eficiencia con la que se absorben dependen de la estructura atómica y de las 
condiciones del medio (pH, temperatura, fuerza iónica, constante dieléctrica), por lo 
que dicha técnica constituye un valioso instrumento para la determinación y 
caracterización de biomoléculas. 
 
Las moléculas pueden absorber energía luminosa y almacenarla en forma de energía 
interna. Esto permite poner en funcionamiento ciclos vitales como la fotosíntesis en 
plantas y bacterias. Cuando la luz (considerada como energía) es absorbida por una 
molécula se origina un salto desde un estado energético basal o fundamental, E1, a 
un estado de mayor energía (estado excitado), E2. y sólo se absorberá la energía que 
permita el salto al estado excitado. 
 
Cada molécula tiene una serie de estados excitados (o bandas) que la distingue del 
resto de moléculas. Como consecuencia, la absorción que a distintas longitudes de 
onda presenta una molécula constituye una señal de identidad de la misma. Por 
último, la molécula en forma excitada libera la energía absorbida hasta el estado 
energético fundamental. En espectrofotometría el término luz no sólo se aplica a la 
forma visible de radiación electromagnética, sino también a las formas UV e IR, que 
son invisibles. En espectrofotometría de absorbancia se utilizan las regiones del 
ultravioleta (UV cercano, de 195-400 nm) y el visible (400-780 nm). 
 
La región UV se define como el rango de longitudesde onda de 195 a 400 nm. Es 
una región de energía muy alta. Provoca daño al ojo humano así como quemadura 
común. Los compuestos con dobles enlaces aislados, triples enlaces, enlaces 
peptídicos, sistemas aromáticos, grupos carbonilos y otros heteroátomos tienen su 
máxima absorbancia en la región UV, por lo que ésta es muy importante para la 
determinación cualitativa y cuantitativa de compuestos orgánicos. Diversos 
factores - como pH, concentración de sal y el disolvente - que alteran la carga de las 
moléculas, provocan desplazamientos de los espectros UV. La fuente de radiación 
ultravioleta es una lámpara de deuterio 
 
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En la región visible apreciamos el color visible de una solución y que corresponde a 
las longitudes de onda de luz que transmite Tabla 1, no que absorbe. El color que 
absorbe es el complementario del color que transmite. Por tanto, para realizar 
mediciones de absorción es necesario utilizar la longitud de onda en la que absorbe 
luz la solución coloreada Fig 2. El color es una propiedad importante de una 
sustancia. El color de la materia está relacionado con su capacidad de absorción o 
reflectividad 
 
 Tabla 1. Relación entre la longitud de onda y los colores observados 
 
 
Nota: El color observado es una característica subjetiva y, por lo tanto, los rangos de longitud de 
onda son aproximados. 
 
TRASMITANCIA Y ABSORBANCIA 
 
Cuando la luz atraviesa o se refleja de una muestra, la cantidad de luz absorbida 
es la diferencia entre el incidente radiación (Io) y la radiación transmitida (I). La 
cantidad de la luz absorbida se expresa como transmitancia o absorbancia. La 
transmitancia generalmente se da en términos de una fracción de 1 o como 
porcentaje y se define de la siguiente manera: 
 
 
 
La absorbancia se define de la siguiente manera: 
 
 
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 Fig 2. Absorbancia y colores complementarios. 
 
A medida que la luz pasa a través de una muestra, su potencia disminuye a medida 
que parte de ella se absorbe (Fig 3). Esta atenuación de la radiación se describe 
cuantitativamente por dos términos separados, pero relacionados: transmitancia y 
absorbancia. 
 
 
Transmitancia y Absorbancia: Cuando un rayo de luz de una determinada longitud 
de onda de intensidad Io incide perpendicularmente sobre una disolución de un 
compuesto químico que absorbe luz o cromóforo, el compuesto absorberá una 
parte de la radiación incidente (Io) y dejará pasar el resto (I), de forma que se 
cumple: Io = Ia + I 
 
La Transmitancia (T) de una sustancia en solución es la relación entre la cantidad 
de luz transmitida que llega al detector una vez que ha atravesado la muestra, y la 
cantidad de luz que incidió sobre ella, y se representa normalmente en tanto por 
ciento: % T. La transmitancia nos da una medida física de la relación de intensidad 
incidente y transmitida al pasar por la muestra. La relación entre %T y la 
concentración no es lineal, pero asume una relación logarítmica inversa. 
 
 
 
 
La absorbancia (A) es un concepto más relacionado con la muestra puesto que nos 
indica la cantidad de luz absorbida por la misma, y se define como el logaritmo de 
1/T, en consecuencia: 
A = log 1/T = -log T 
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Cuando la intensidad incidente y transmitida son iguales (Io = I), la transmitancia es 
del 100% e indica que la muestra no absorbe a una determinada longitud de onda, 
y entonces A vale log 1 = 0. La cantidad de luz absorbida dependerá de la distancia 
que atraviesa la luz a través de la solución del cromóforo y de la concentración de 
éste. 
 
ABSORBANCIA y la LEY de LAMBERT-BEER 
 
La ley fundamental de la espectrofotometría establece una relación entre la 
reducción de la intensidad de la luz causada por una solución absorbente y la 
concentración y recorrido de la luz en esa solución. 
La expresión matemática de la ley puede derivarse considerando la cubeta 
representada en la Fig 3, que contiene el soluto absorbente a una concentración c a 
través de la cual pasa un haz de luz paralelo monocromático (longitud de onda 
única) con una intensidad de Io. 
El haz de luz atraviesa la cubeta de longitud b y emerge con una intensidad de I. La 
longitud de la cubeta b se divide en una serie de distancias iguales db. A medida 
que la luz atraviesa cada sección, la intensidad disminuye a I1, I2, I3, …, In-1, In. La 
tasa de reducción de la intensidad de la luz es constante a lo largo de la longitud 
total del camino, como se expresa en la ecuación abajo. 
 
 
Fig. 3. Esquema para la demostración de la Ley de Lambert - Beer. Reducción de 
I0 a I de la intensidad de un haz de luz monocromático al pasar a través de una 
celda con longitud de trayectoria b. 
 
 
 
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Por ejemplo, en el caso de una atenuación del 5% por sección: 
 I1 = 0.95 x Io , I2 = 0.903 x Io, I3 = 0. 857 x Io, etc. 
 
El valor absoluto de la atenuación de la luz por sección es proporcional a la 
intensidad de la luz que incide sobre ella y al grosor de la capa, siendo K la 
constante k el coeficiente de proporcionalidad. 
 
Como se señaló en el grafico, la intensidad del haz de luz se va atenuando a medida 
que atraviesa la cubeta debido a la absorción de las moléculas de la muestra. El 
ritmo de absorción depende de la intensidad inicial de luz y de la concentración de 
moléculas. De esta manera, cuando un haz de luz de intensidad I recorre una 
distancia dL en una muestra con una concentración de moléculas [B], se produce 
una atenuación de intensidad dI dada por: 
 
La constante k se denomina coeficiente de absortividad molar. La expresión 
anterior se puede integrar de la siguiente forma: 
 
 
 
lo cual da lugar a la ley de Beer-Lambert para la absorción que relaciona la 
intensidad a la salida e la muestra If, con la intensidad inicial Io, la concentración de 
moléculas y la distancia recorrida por la luz en la muestra, L: 
 
El espectrofotómetro, en lugar de la intensidad, mide la absorbancia A que se 
define por: 
 
Las mediciones espectrofotométricas son más confiables con valores de 
absorbancia en el intervalo de 0.187 a 0.824, o bien, con valores de transmitancia 
entre 15 y 65%, debido a que si la absorbancia es muy grande y pasa muy poca luz a 
través de la muestra es difícil medir esta energía radiante, y si por el contrario pasa 
demasiada luz (absorbancia muy pequeña), es difícil apreciar la diferencia entre la 
muestra y el blanco o referencia (disolución que lleva todos los reactivos menos el 
analito. 
 
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En el análisis espectrofotométrico, normalmente se escoge la longitud de onda de 
máxima absorbancia del analito (λMax) debido, entre otras razones, a que la 
sensibilidad del análisis es máxima a esta λ, es decir, se consigue la máxima 
respuesta para una concentración dada de analito. La λMax se obtiene mediante 
un espectro de absorción que es una gráfica que muestra como varía la 
absorbancia (A) o la absortividad molar (ε) al variar la longitud de onda y se obtiene 
efectuando mediciones de absorbancia del analito en un intervalo amplio de 
longitudes de onda, por ejemplo de 380a 780 nm en la región del visible. 
 
Las cubetas o depósitos transparentes que contienen la muestra (analito en 
disolución) o el blanco pueden ser de cuarzo, vidrio óptico o plástico y 
generalmente tienen 1 cm de longitud de paso óptico. Las de cuarzo se usan para 
medidas espectrofotométricas en el UVVisible, las de vidrio óptico, como absorben 
radiación ultravioleta, sólo son apropiadas para mediciones en la región del visible, 
y las de plástico sólo se utilizan para disoluciones acuosas y las hay para mediciones 
en el visible, y recientemente, en el ultravioleta. 
 
Ley de Lambert-Beer 
Esta ley expresa la relación entre absorbancia de luz monocromática (de longitud de onda 
fija) y concentración de un cromóforo en solución: 
 
A = log I/Io = ε·c·l 
 
La absorbancia de una solución es directamente proporcional a su concentración – a mayor 
número de moléculas mayor interacción de la luz con ellas -; también depende de la 
distancia que recorre la luz por la solución – a igual concentración, cuanto mayor distancia 
recorre la luz por la muestra más moléculas se encontrará -; y por último, depende de ε, una 
constante de proporcionalidad -denominada coeficiente de extinción- que es específica de 
cada cromóforo. Como A es adimensional, las dimensiones de ε dependen de las de c y l. La 
segunda magnitud (l) se expresa siempre en cm mientras que la primera (c) se hace, 
siempre que sea posible, en M, con lo que las dimensiones de ε resultan ser M-1·cm-1. Este 
coeficiente así expresado, en términos de unidades de concentración molar (o un submúltiplo 
apropiado), se denomina coeficiente de extinción molar (εM). Cuando, por desconocerse el 
peso molecular del soluto, la concentración de la disolución se expresa en otras unidades 
distintas de M, por ejemplo g·L-1, las dimensiones de ε resultan ser distintas, por ejemplo g-
1·L·cm-1, y al coeficiente así expresado se denomina coeficiente de extinción específico (εs). 
 
ESPECTROFOTÓMETRO 
 
El Espectrofotómetro es un instrumento que envía radiación electromagnética a un 
objetivo y mide la interacción resultante de la energía y el objetivo. Estas 
mediciones se traducen en valores de trasmitancia o absorbancia de una muestra, 
en función de la longitud de onda de la radiación electromagnética. 
 
El espectrofotómetro es un equipo utilizado para la medición de color; sin 
embargo, no mide directamente el color, mide la luz reflejada o transmitida por un 
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material. Esta información, después de una integración de estímulos, se transforma 
en expresiones numéricas del color. 
 
Desde el punto de vista operativo, el primer paso es seleccionar la fuente de luz y 
longitud de onda a la que se va a realizar la medición. Hay espectrofotómetros de 
un solo haz (con una sola celdilla para alojar la cubeta con la muestra) y de doble 
haz (con dos celdillas para dos cubetas); en nuestro caso se trabajará con los de un 
solo haz, pero con cámara para cuatro cubetas. Se mide primero la absorbancia del 
disolvente (conocido como blanco, en algunos casos será el agua) y al que se le 
asigna el valor de cero mediante el ajuste del mando, de forma que la intensidad 
incidente y transmitida sean iguales (Io= It), y por tanto la absorbancia es cero. A 
continuación se pone en la celdilla la cubeta con la muestra y se lee la absorbancia 
de ésta. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Fig. EXPECTROFOTÓMETRO Marca Unico 
 
 
COMPONENTES DEL ESPECTROFOTÓMETRO 
 
1. Una fuente de energía radiante 
La fuente de luz para la región visible del espectro es, por lo general, la lámpara 
Halógena o de tungsteno. El tiempo de vida de un filamento de tungsteno se puede 
incrementar de manera significativa por la presencia de vapor de ioduro o bromuro 
a baja presión. Sin embargo, esta lámpara no suministra suficiente energía radiante 
para mediciones por debajo de 320 nm. Para mediciones en el ultravioleta (UV) se 
utilizan diferentes tipos de lámparas.Las lámparas de hidrógeno, deuterio 
(deuterium), xenón y de mercurio a alta presión dan un espectro continuo en la 
región ultravioleta. 
2. Un Monocromador para la selección de radiaciones de una determinada 
longitud de onda 
 Se trata de un dispositivo para aislar una longitud de onda característica y excluir 
las demás. Se utilizan con este propósito, filtros, prismas y redes de difracción.El 
tipo más simple de filtro consiste en una capa delgada de vidrio coloreado. Algunos 
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compuestos de metales o sus sales, disueltos o suspendidos en vidrio, producen un 
color correspondiente a la luz transmitida 
3. Un compartimento (Celdas) donde se aloja un recipiente transparente, las 
cubetas que contenga la muestra. Pueden ser de vidrio, cuarzo o plástico 
transparente. Hay cubetas de diferentes formas y tamaños. La más común de todas 
tiene un paso de luz de 1 cm. La mayoría están fabricadas de vidrio (borosilicato), lo 
cual permite trabajar con longitudes de onda entre 340 y 1000 nm. Cuando se 
requiere realizar mediciones espectrofotométricas por debajo de 340 nm se 
requiere utilizar cubetas de cuarzo (sílice). También existen cubetas de material 
plástico. Para medir en UV se deben usar las de cuarzo o sílice fundido, porque el 
vidrio no transmite la radiación UV. 
4. Un detector de luz y un amplificador convertidor de las señales luminosas en 
señales eléctricas. 
5. Un registrador o sistema de lectura de datos. 
 
 
 Esquema de un espectrofotómetro convencional. 
 
La Figura muestra un esquema de un solo haz convencional del espectrofotómetro 
La luz policromática de la fuente se enfoca en la ranura de entrada de un 
monocromador, que transmite selectivamente una banda estrecha de luz. Esta luz 
luego pasa a través del área de muestra al detector. La absorbancia de una muestra 
se determina midiendo la intensidad de la luz que llega al detector sin la muestra 
(el blanco) y comparándola con la intensidad de la luz que llega al detector después 
de pasar a través de la muestra. 
 
 
 III. MATERIAL Y MÉTODOS 
 
 MATERIALES: 
 10Tubos de ensayo 13x100 
 Azul de Metileno 0.1 mg/mL 
 Safranina 0.1 mg/mL 
 Agua destilada 500 ml 
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 Equipos e instrumentos: 
01 Espectrofotómetro Único 2100 UV-VISIBLE 
Micropipetas automáticas de 2-20, 100-1000 µL. 
Otros: 
10 cubetas para espectrofotómetro. 
03 gradilla 
03 Marcadores indelebles 
Tips para micropipeta de rango variable 
 
 
 
 MÉTODOS 
 
 DETERMINACIÓN DEL ESPECTRO DE ABSORCIÓN DE UN COLORANTE Y SU 
CONCENTRACION EN 
 UNA MUESTRA 
 
1. Determinación de los espectros de absorción: Se medirá el espectro de 
absorción de una disolución que contiene el colorante safranina y se localizará su 
máximo de absorción. 
1.Llenar hasta lo permitido una cubeta para espectrofotómetro con colorante 
azul de metileno (realizar lo mismo con la solución de safranina). 
2. Llevar a cero de absorbancia el equipo, con agua destilada. 
3. Leer la absorbancia del colorante preparado para cada una de las longitudes 
de onda en el espectrofotómetro, según lo señalado en la tabla 1 y anotar los 
resultados. 
4. Reconocer cual es la longitud de onda, que corresponde a la máxima 
Absorbancia. 
Construir una gráfica, colocando las absorbancias en las ordenadas y las 
longitudes de onda en las abscisas. 
2. Preparación de una curva de calibración: Determinado el máximo de absorción 
para el colorante. Se medirá la absorbancia de 4 disoluciones de concentración 
conocida decolorante. 
1.Preparar 5 diluciones del colorante proporcionado (1:2, 1:4, 1:8, 1:16 y 1:32), 
utilizando agua destilada como diluyente. 
2.Leer cada dilución a la longitud de onda seleccionada en la experiencia 
anterior. 
3. Construir un gráfico en un papel milimetrado colocando la Absorbancia en el 
eje de las ordenadas y las concentraciones en el eje de las abcisas. Tener en 
consideración que la concentración menos diluida es 1:32 (0.03125 de colorante 
y 1.9687 de agua). 
4. Preparar una solución de colorante (0,1 mg/ml) utilizada, leer la absorbancia y 
utilizando la curva de calibración determine su concentración. 
 
IV. RESULTADOS. 
 
Tabla 1: Absorbancias para azul de metileno (0.1 mg/mL), según longitudes de onda. 
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 Tabla 2: Absorbancias para diluciones de azul de metileno (0.1 mg/mL), a una 
longitud de onda de: 
 
 
 
 
 
 
V. CONCLUSIONES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Longitud de onda  Absorbancia Azul de metileno 
410 
460 
510 
560 
610 
660 
Longitud de onda  Absorbancia Azul de metileno 
1:2 
1:4 
1:8 
1:16 
1:32 
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VI. BIBLIOGRAFÍA 
 
1. Fernández R. Bioquímica clínica. Principios y guías para el laboratorio. Segunda 
edición. Editorial Ciencias Médicas. La Habana, Cuba, 2016. 
 
2. Kafle, B. P. Spectrophotometry and its application in chemical analysis. Chemical 
Analysis and Material Characterization by Spectrophotometry. Elsevier Inc. 2020. 
 
3. Owen T. Fundamentals of UV-visible spectroscopy. A Primer. Hewlett-Packard 
Company. Germany, 1996. 
 
4. Görög, S. Ultraviolet-visible spectrophotometry in pharmaceutical analysis. CRC 
Press. Boca Raton, FL. Reissued 2018. 
 
5. Fundamentos de Química-Práctica 4. Espectrofotometría. 
https://www.upo.es/depa/webdex/quimfis/docencia/quimbiotec/FQpractica4.pdf 
 
6. Cuantificación de Cafeína por Espectrofotometría. Práctica N° 7. 
http://sgpwe.izt.uam.mx/files/users/uami/gmta/practicas_QA_Nuevo_plan/Espect
rofotometria-cafeina_GMTA.pdf 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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https://www.upo.es/depa/webdex/quimfis/docencia/quimbiotec/FQpractica4.pdf
http://sgpwe.izt.uam.mx/files/users/uami/gmta/practicas_QA_Nuevo_plan/Espectrofotometria-cafeina_GMTA.pdf
http://sgpwe.izt.uam.mx/files/users/uami/gmta/practicas_QA_Nuevo_plan/Espectrofotometria-cafeina_GMTA.pdf
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II. INTRODUCCIÓN. 
Los carbohidratos se definen como aldehídos y cetonas polihidroxílicos (aldosas 
y cetosas, respectivamente). Los carbohidratos simples como la glucosa se 
denominan monosacáridos. Dos monosacáridos ligados por un puente llamado 
glucosídico forman un disacárido. Más de dos monosacáridos unidos por 
puentes glucosídicos se denomina polisacárido. Los carbohidratos de la dieta 
consisten de monosacáridos tales como la glucosa, fructosa y galactosa; de 
disacáridos tales como la sacarosa, lactosa y maltosa y de polisacáridos tales 
como el almidón. Las enzimas intestinales convierten a los disacáridos y 
polisacáridos en monosacáridos. 
 
Las principales rutas del metabolismo glucosídico empiezan o terminan en la 
glucosa, la cual se usa como fuente de energía, y que se origina también a partir 
de precursores no glucosídicos, esta se almacena en forma de glucógeno para su 
utilización posterior liberación para la utilización por parte de las células, la 
glucosa es la forma principal en la que los glúcidos que provienen del tranco 
intestinal son presentados al resto de las células corporales. La glucosa es el 
único combustible utilizado en proporción apreciable por unas pocas células 
especializadas y es el principal combustible utilizado por el cerebro 
La formación y utilización de reservas de triacilgliceroles y glucógeno, y el grado 
en el cual los tejidos captan glucosa y la oxidan, están en su mayor parte 
controlados por las hormonas insulina y glucagón. En la diabetes mellitus están 
alteradas ya sea la síntesis o secreción de insulina (diabetes tipo 1, a veces 
llamada diabetes de inicio juvenil o diabetes insulinodependiente) o bien 
sensibilidad alterada de los tejidos a la acción de la insulina (diabetes tipo 2, a 
PRACTICA N° 4: METABOLISMO DE 
CARBOHIDRATOS: GLUCOSA EN AYUNAS, 
HEMOGLOBINA GLICOSILADA 
I. CAPACIADES: 
1. Determina y explica la concentración de glucosa en estado basal en una muestra 
biológica mediante el método enzimático colorimétrico. 
2. Mide y explica la hemoglobina glucosilada según método enzimático de HbA1c en 
sangre entera. 
3. Explica la importancia de este procedimiento y su aplicación en la práctica clínica 
 
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veces llamada diabetes de inicio en el adulto o no insulinodependiente), que 
lleva a alteración metabólica grave. 
Cuando se tiene un exceso de glucosa en la sangre por arriba del límite superior 
normal para una edad, se presenta la hiperglucemia. Aunque los valores altos de 
glucosa sérica en ayunas se relacionan con suma frecuencia con la presencia de 
diabetes sacarina, el número de enfermedades y trastornos fisiológicos que 
pueden llevar a incrementos mayores es vasto. El aumento de la concentración 
de glucosa sérica se dan en: respuesta a la tensión, enfermedad de Cushing, 
diabetes mellitus, acromegalia, hipertiroidismo, pancreatitis crónica, 
administración de algunos fármacos como diuréticos clorotiacídicos porque 
suprimen la secreción de insulina, coma hiperosmolar no cetónico. 
 
La hipoglucemia es un trastorno caracterizado por una concentración de glucosa 
en ayunas, menor al límite inferior normal para el grupo de edad y esto sucede 
en: enfermedad hepática, desnutrición, posgastrectomía, tolerancia deficiente a 
la glucosa, administración excesiva de insulina, hipoglucemia funcional o 
espontánea, ingestión de alcohol en ayunas. Debido a que la concentración de 
glucosa sérica por lo general se vuelve anormal sólo cuando hay un trastorno 
grave de esta interacción, el verificar la glucosa sérica ayuda a evaluar la función 
e integridad del sistema. La prueba de glucosa en ayunas evalúa de modo 
aproximado la capacidad del cuerpo para regular la glucosa y proporciona 
información acerca de la clase de anormalidad, si es que la hay. No se tomarán 
alimentos ni bebidas, excepto agua, cuando menos por ocho horas antes de 
tomar la muestra. 
 
El control glicémico periódico permite prevenir los trastornos agudos y reducir el 
riesgo de las complicaciones tardías de la enfermedad (retinopatía, nefropatía, 
neuropatía y enfermedades cardiovasculares). La relación entre el desarrollo y 
progresión de las complicaciones microvasculares y el control glicémico ha sido 
debatida por muchos años, en parte debido a los métodos inadecuados para 
realizar un control glicémico retrospectivo. Los métodos tradicionales de 
medición de glucosa en sangre y orina tienen un valor limitado para este 
propósito, y sólo fue con el desarrollo de determinaciones para proteínas 
glicosiladas o glicadas, que se ha logrado un conocimiento exacto y objetivo del 
estado glicémico a largo plazo. Las glicohemoglobinas, también llamadas 
hemoglobinas glicosiladas o glicadas, fueron descritas por primera vez en 1968 
por Rahbar como "hemoglobinas diabéticas". Su producción depende de la 
concentración de glucosa y ocurre a través de un proceso no enzimático post-
traduccional llamado glicación, donde el azúcar es unido a los grupos amino de 
las moléculas de hemoglobina (Hb). La glicación de los aminoácidos N terminales 
de las cadenas α y β como así también los grupos ε-amino de los residuos de 
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