Clase 8 Automatización en Hematología ####

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Automatización en Hematología 
 
 
 
AUTOMATIZACION 
 
▪ Mecanizar todo o la mayoría de los pasos manuales en un proceso o en todo el 
procedimiento 
 
▪ “Es una solución que combina varios procesos en un solo sistema eficiente que 
elimina el riesgo de error asociado a la operatividad humana. 
 
▪ Las tareas intensivas en trabajo : etiquetado, manejo, preparación y 
almacenamiento de las muestras, que se realizan utilizando numeroso personal, 
cada uno de los cuales pueden introducir errores u otros problemas, pueden ser 
fácilmente automatizables” 
 
1 1 JAMES,David “Selecting appropiate automation for the lab” IDVT Sep. 2007 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hematología 
 
 
 
CRITERIOS PARA EVALUAR LA AUTOMATIZACIÓN 
 
▪ Complejidad del nivel hospitalario 
 
▪ Volumen de trabajo ( Rutina y Especiales ) 
 
▪ Visión de futuro ( Perspectivas ) 
 
▪ Infraestructura 
 
▪ Recursos Económicos 
 
▪ Soporte Técnico Garantizado 
 
¿PORQUÉ AUTOMATIZAR? 
 
➢ Reducir costos operativos 
 
➢ Obtener mayor eficiencia 
 
➢ Aumentar la productividad 
 
➢ Competir en un ambiente globalizado 
 
➢ Sobrevivir en el mercado 
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Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hematología 
 
 
 
AUTOMATIZACIÓN VENTAJAS 
 
▪ Incremento del número de pruebas realizado por una persona en un período de 
tiempo 
 
▪ Minimiza las variaciones en los resultados 
 
▪ Minimiza errores de la parte manual (pipeteo) 
 
▪ Usa menos muestra y reactivo por cada prueba 
 
AUTOMATIZACIÓN LIMITACIONES 
 
Metodología varía con el tipo de instrumento 
 
Costo del equipo, mantenimiento, CC 
 
Personal debe conocer operatividad y cuidados de rutina 
 
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Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hematología 
 
 
 
OBTENCIÓN DE LA MUESTRA 
 
▪ Sangre total con anticoagulante EDTA K2 (K3)en tubo al vacío 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
▪ Homogeneizar y procesar 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
PRINCIPIOS BÁSICOS 
 
➢ Impedancia electrónica 
 
➢ Radiofrecuencia 
 
➢ Dispersión óptica 
 
 
 
 
 
Impedancia electrónica 
 
El primer analizador semiautomático fue creado en 1952 por los hermanos Wallace y 
Joseph Coulter, el Coulter Counter Model A, que se basaba en el principio de Coulter o 
Impedancia eléctrica, fundamentado en la Ley de Ohm Ω 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
▪ PRINCIPIO COULTER 
 
▪ Luego de producida la acción del lisante las células son medidas y contadas por el método de impedancia – Principio 
Coulter: el número de pulsos producidos por el paso de una partícula con carga de una solución a otra conectadas y 
unidas mediante un registrador de voltaje equivale al número de partículas que se desplazan de una solución a otra y 
la duración del pulso es directamente proporcional al volumen de la partícula - 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
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 Células 
▪ DISCRIMINACION DE PULSOS 
grandes 
Células 
▪ a = Ruido Eléctrico pequeñas 
 
▪ b = Discriminador bajo 
 
▪ c = Separación de células grandes y pequeñas 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Eje de las X = Tamaño celular y eje de las Y = número de células 
Principio Coulter. El aumento transitorio en la Impedancia a través del canal por el que circula una corriente eléctrica 
es proporcional al volumen ocupado en cada instante de tiempo por la partícula que lo atraviesa. O en otras palabras, 
el volumen de la partícula es proporcional al 
área bajo la curva de R vs T. Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/Principio_Coulter
https://es.wikipedia.org/wiki/Impedancia
https://es.wikipedia.org/wiki/Impedancia
https://es.wikipedia.org/wiki/Tiempo
Automatización en Hematología 
 
 
 
▪ RADIOFRECUENCIA 
 
Conductividad (RF) es proporcional a la densidad 
interior de la célula (gránulos y núcleo) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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▪ DISPERSIÓN ÓPTICA 
Desvía la luz 
 
Las células en solución corren a través de una celda de cuarzo 
 
Enfoque hidrodinámico (líquido envolvente, “flujo laminar”) 
 
Enfoque del láser 
 
Análisis por computadora de los grupos (citogramas) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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▪ HISTOGRAMA WBC Discriminadores posicionados en el pico y valle para separar las 
células clasificadas como: Neutrofilos, Linfocitos y Mixtas (M, E y B) Altura relativa LD T1 
T2 UD Células mixtas (Monos, Eos y Basos) Células grandes (neutrófilos) Células 
pequeñas (linfocitos) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
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▪ MEDICIÓN DE LA HEMOGLOBINA 
 
▪ RBC son lisados (amonio cuaternario, ferricianuro, etc.), permite la liberación de 
 
 
 
 
 
▪ Una parte de la dilución de los WBC pasa a una cubeta espectrofotométrica para la 
medición a 540 nm 
 
▪ Existen otros métodos libres de cianuro, donde ocurre lísis de los RBCs seguido de la 
formación de un complejo imidazol-hemoglobina que posee un pico de absorción a 540 
nm. Fuente luminosa LED C. de medición Filtro Foto-detector 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
FUENTES DE ERROR 
 
▪ Aglutininas frías: 
▪ Bajos contajes de RBC y altos MCV pueden ser causados por las aglutininas de los hematíes. Si están 
presentes, también el hematocrito y los MCHCs pueden ser también incorrectos. 
▪ Pueden presentarse en la mononucleosis infecciosas y en las infecciones por mycoplasma 
(neumonía). 
▪ Si se observan RBC aglutinados en el frotis de sangre periféricas, calentar la muestra a 37°C, mezclarla y 
analizarla mientras esté caliente. 
 
▪ RBC fragmentados o microcíticos: 
▪ Pueden causar conteos bajos de RBC y pueden dar un aviso en el 
 
conteo de las plaquetas puesto que se vuelven muy cercanas al tamaño de las 
plaquetas y pueden originar un histograma plaquetario anormal. 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
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▪ Acúmulo de plaquetas y satelitosis: 
Esto causa un conteo falsamente disminuido de las plaquetas y se puede 
confirmar revisando el frotis. Siempre tratar de examinar el borde del frotis 
cuando se tienen contajes bajos de plaquetas. 
 
▪ Plaquetas gigantes: • Se aproximan al tamaño de un hematíe. Pueden causar que la 
cola derecha del histograma permanezca elevada y pueda verse a la izquierda del 
histograma de los RBC. 
 
▪ RBC Nucleados: Estos pueden interferir con los WBC en algunos instrumentos y ser 
contados como leucocitos(linfocitos) 
 
FUENTES DE ERROR EN LA MEDICIÓN DE LA HEMOGLOBINA 
 
Cualquier elemento que pueda causar turbidez e interferir con el método 
espectrofotométrico. Como ejemplos: Alto contaje de WBC, lipemia y hemoglobinas 
resistentes a la lisis (Hb S y C) 
 
Dra. María Alejandra López 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
▪ HISTOGRAMA RBC Histograma 
normal de 36- 360 fl 
▪ (24- 36 fl ) Aviso puede deberse: 
▪ 1- RBC fragmentos 
▪ 2- WBC fragmentos 
▪ 3- Plaquetas gigantes Macrocitosis 
▪ 4- Microcitos 
 
▪ Desviación a la derecha: 
▪ Leucemia 
▪ Anemia Macrocítica 
▪ A. Megaloblastica 
 
▪ Desviación a la izquierda: 
▪ Anemia microcítica Microcitosis 
 
▪ Bimodal 
▪ Aglutininas frías 
▪ Anemia Megaloblástica con transfusión. 
▪ A. Sideroblástica. 
 
▪ Trimodal 
▪ Anemia con transfusión. 
Dra. María Alejandra López Bimodal 
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▪HISTOGRAMA PLAQUETAS 
Histograma normal de 2-20 fl. 
▪ 0-2 fL 
▪ Burbujas de aire 
▪ Polvo 
▪ Ruido eléctrico 
 
▪ > 20 fL 
▪ Microcitos 
▪ Ezquistocitos 
▪ Fragmentos WBC 
▪ Plaquetas gigantes 
▪ Aglutinación 
 
 
 
 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
BECKMAN COULTER 
 
Principios de Medición 
 
▪ Medición directa: 
▪ RBC – Impedancia 
▪ WBC - Impedancia, enfoque hidrodinámico 
▪ Plaq. – Impedancia (2-20 fl) 
▪ Hb – Cianometamoglobina modificado (525 nm) 
▪ MCV – media del volumen de RBC (histograma) 
 
▪ Medición indirecta: 
▪ Hct, MCHC, y MCH (calculados) 
 
▪ RDW y MPV (CV de sus respectivos histogramas) 
 
▪ WBC Diferencial 
▪ VCS – volumen, conductividad, dispersión 
 
▪ Reticulocitos 
▪ Coloración Supravital (nuevo azul de metileno) 
▪ VCS 
 
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Automatización en Hematología 
 
 
SYSMEX 
 
Principios de Medición 
 
Medición directa: 
▪ RBC – Impedancia, enfoque hidrodinámico 
▪ WBC – Impedancia, enfoque hidrodinámico 
▪ Plaquetas –Impedancia, enfoque hidrodinámico 
▪ Hb – SLS-Hb (555 nm) (oxihemoglobina + sodio lauril sulfato) 
▪ Ht – Detección de pulsos acumulativos 
 
▪ Medición indirecta: 
▪ MCV, MCHC y MCH (calculados) 
 
▪ RDW y MPV(CV de sus respectivos histogramas) 
 
▪ WBC Diferencial 
▪ Detección con DC/RF 
▪ Emplea lísis diferencial 
 
▪ Reticulocitos 
▪ Colorante Supravital (Aramina O) 
▪ Detección Fluorescente 
 
 
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ABBOTT 
 
Principios de Medición 
 
▪ Medición directa: 
▪ RBC – Impedancia 
▪ WBC – Dispersión óptica (primaria), Impedancia (secundaria) 
▪ Plaquetas – Impedancia (2-30 fl) 
▪ Hb – Cianomethemoglobina modificada (540 nm) 
▪ MCV – volumen medio de RBC (histograma) 
 
▪ Medición Indirecta: 
▪ Hct, MCHC y MCH (calculados) 
 
▪ RDW (valor relativo equivalente al CV) 
 
▪ WBC Diferencial 
▪ MAPSS 
 
▪ Reticulocitos 
▪ Coloración proprietaria 
▪ Dispersión Multiángulo 
▪ Detección Fluorescente 
 
 
 
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SIEMENS 
 
Principios de Medición 
 
▪ Medición directa: 
▪ RBC – Enfoque hjdrodinámico, láser de bajo y 
alto ángulo 
▪ WBC - Enfoque hjdrodinámico, dispersión 
óptica y absorpción 
▪ Plaquetas – Enfoque hidrodinámico, láser de 
ángulo bajo y alto(1-60 fL) 
▪ Hb – Cianomethamoglobina modificada (546 nm) 
▪ MCV – volumen medio de RBC (histograma) 
 
▪ Medición indirecta: 
▪ Ht, MCHC y MCH (calculados) 
 
▪ RDW y MPV (CV de sus respectivos histogramas) 
 
▪ WBC Diferential 
▪ VCS – volumen, conductividad, dispersión 
 
▪ Reticulocitos 
▪ Coloración Supravital (Oxazina 750) 
▪ Dispersión óptica de bajo y alto ángulo 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
OTROS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Citoquímica, impedancia, 
absorbancia y citometría de 
flujo 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Automatización en Hematología 
 
 
 
▪ LH 1500 BECKMAN COULTER 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
▪ CELL-DYN WorkCell ABBOTT LABORATORIES 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hematología 
 
 
MANTENIMIENTO 
▪ Limpieza diaria 
▪ Conteo del lecturas de fondo 
▪ Chequeos electrónicos 
▪ Comparar los modos abierto y cerrado (usando muestra normal) 
▪ Correr controles (dentro de lo límites especificados) 
 
ASEGURAR FUNCIONAMIENTO ADECUADO 
▪ Chequear los contenedores de reactivo: 
▪ Verificar cantidad suficiente 
▪ Verificar fecha de vencimiento 
▪ No deben visualizarse precipitados, ni turbidez ni mostrar un color inusual 
▪ Conecciones adecuadas entre el instrumento y los contendedores 
▪ Chequear contenedor de desecho: 
▪ Capacidad suficiente 
▪ Conecciones adecuadas 
▪ Realizar inicio diario 
▪ Verificar que exista una aceptable: 
▪ Reproducibilidad 
▪ Arrastre 
▪ Resultados de control 
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Bioquímica/Farmacéutica 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AUTOMATIZACIÓN 
EN HEMOSTASIA 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hemostasia 
 
 
 
▪ HEMOSTASIA = BALANCE 
 
Coagulación plaquetas Fibrinólisis 
 
Trombosis Organismo Hemorragia 
 
FASES DE LA HEMOSTASIA 
 
▪ Hemostasia primaria 
▪ formación de un trombo plaquetario 
 
▪ Coagulación o hemostasia secundaria 
▪ formación de un trombo de fibrina 
 
▪ Fibrinólisis 
▪ rotura del coagulo de fibrina 
Automatización en Hemostasia 
 
 
OBTENCIÓN DE LA MUESTRA 
 
▪ Plasma con anticoagulante citrato trisódico Na3C6H5O7 . 2H20 al 0.109 mol/L (3.2%) 
 
▪ Sangre venosa recolectada en un tubo con citrato de sodio a una proporción de 1:10 ( 1 parte de citrato y 9 partes de sangre). 
 
▪ Tiempo de compresión no mayor a 60 seg. Un tiempo mayor puede elevar los valores de fibrinógeno. 
 
ALMACENAMIENTO DE LAS MUESTRAS 
 
▪ Las muestras deben mantenerse a temperatura ambiente (18 – 25°C). 
 
▪ El almacenamiento en hielo o en la nevera puede provocar la activación de los factores VII y XII. 
 
▪ Estabilidad de las muestras (18 – 25°C) : 
TP : 8 horas 
APTT : 4 horas (terapia con heparina 2 horas) 
Factores : 4 a 8 horas 
 
CONGELAMIENTO DE LAS MUESTRAS 
 
▪ Los plasmas libres de plaquetas se pueden alicuotar y congelar. 
 
▪ El congelamiento se debe realizar tan pronto como sea posible, de preferencia a –80°C; es suficiente a –20°C si es por un período 
corto ( 6 meses PT y APTT; 3 meses TT y Factores). 
 
▪ Las muestras se deben descongelar a 37° C por 15 minutos y sólo una vez. 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hemostasia 
 
 
 
 
RUTINA 
 
 
▪ PT 
 
▪ APTT 
 
▪ T. TROMBINA 
 
▪ FIBRINÓGENO 
 
 
 
 
ESPECIALES 
 
 
▪ FACTORES 
 
TROMBOSIS 
 
▪ LA – AC. ANTICARDIOLIPINA 
▪ PROTEÍNA C 
▪ PROTEÍNA S 
▪ APC– R 
▪ ANTITROMBINA 
 
FIBRINÓLISIS 
 
▪ DÍMERO D 
▪ PLASMINÓGENO 
▪ TPA (Activ.Plasm.Tisular) 
▪ PAI – 1 (Inhib.Act. Plasm.) 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Automatización en Hemostasia 
▪ Métodos de detección 
Automatización en Hemostasia 
 
 
▪ Métodos de detección 
 
Automatización en Hemostasia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CITOMETRÍA DE FLUJO 
ESCUELA DE TÉCNICOS HOSP. GRAL. DE AGUDOS DR. I. 
PIROVANO 
Citometría de Flujo 
 
 
La citometría de flujo es una tecnología biofísica basada en la utilización de luz láser, empleada en el recuento y 
clasificación de células según sus características morfológicas, presencia de biomarcadores, y en la ingeniería de 
proteínas. 
 
En los citómetros de flujo, las células suspendidas en un fluido atraviesan un finísimo tubo transparente sobre el que incide 
un delgado rayo de luz láser, la luz transmitida y dispersada por el pasaje de las células a través del tubo se recoge por 
medio de unos dispositivos de detección, permitiendo hacer inferencias en cuanto a tamaño y complejidad de las células. 
 
También permite el análisis multiparamétrico simultáneo de otras características físicas y químicas, evaluando en 
promedio más de dos mil partículas por segundo. 
 
La citometría de flujo es una técnica utilizada en forma rutinaria en muchos centros de salud para el diagnóstico y 
seguimiento de muchas enfermedades tales como 
las leucemias, granulomatosis crónica, y SIDA; sin embargo tiene muchísimas otras aplicaciones en 
investigación básica, práctica y ensayos clínicos. 
 
Una variante común de esta técnica es la separación física de partículas según sus propiedades, empleándose 
por ejemplo para purificar poblaciones de interés. 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/L%C3%A1ser
https://es.wikipedia.org/wiki/Biomarcadorhttps://es.wikipedia.org/wiki/Leucemia
https://es.wikipedia.org/wiki/Granulomatosis_cr%C3%B3nica
https://es.wikipedia.org/wiki/SIDA
Citometría de Flujo 
 
 
▪ Principio 
 
▪ Un rayo de luz monocromático, usualmente de luz láser, es dirigido hacia un finísimo 
chorro de líquido hidrodinámicamente enfocado. Se coloca una serie de detectores en el 
punto en el que el chorro de líquido atraviesa el rayo de luz. Uno se coloca en línea con el 
rayo de luz (a este detector se lo conoce como FSC, por Forward Scatter o detector de 
Dispersión Frontal), y varios angularmente a la trayectoria del rayo (a estos se los conoce 
como SSC, por Side Scatter, o detectores de Dispersión Lateral); además de uno o más 
detectores de fluorescencia. Cada una de las partículas suspendidas con un tamaño de 
entre 0,2 a 0,150 micrómetros que atraviesan el rayo de luz lo dispersan, y las sustancias 
químicas fluorescentes que se encuentran dentro o adheridas a la partículas son excitadas 
hasta emitir luz a una longitud de onda mayor que la de la fuente de luz. Esta combinación 
de luz dispersada y fluorescencia es recogida por los detectores, y por medio de un 
análisis en la fluctuación de la intensidad luminosa recogida por cada detector, es posible 
derivar varios tipos de información acerca de la estructura física y química de cada 
partícula individual. 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/L%C3%A1ser
https://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Enfoque_hidrodin%C3%A1mico&action=edit&redlink=1
https://es.wikipedia.org/wiki/Fluorescencia
Citometría de Flujo 
 
 
▪ Principio 
 
▪ El detector frontal o FSC brinda información acerca del volumen de la partícula, mientras que los 
detectores laterales o SSC brindan información acerca de la complejidad interna de la misma 
(por ejemplo la forma del núcleo celular, la cantidad y tipo de gránulos citoplasmáticos o la 
rugosidad de la membrana plasmática). Esto es debido a que los componentes internos de las 
células dispersan la luz. Algunos de los citómetros de flujo presentes en el mercado han 
eliminado la necesidad de un detector de fluorescencia y utilizan tan sólo la información de luz 
dispersada para las mediciones. Otros citómetros de flujo son capaces de generar gráficos de 
los datos obtenidos de la fluorescencia de las células, luz dispersada y luz transmitida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/N%C3%BAcleo_celular
https://es.wikipedia.org/wiki/Citoplasma
https://es.wikipedia.org/wiki/Membrana_plasm%C3%A1tica
Citometría de Flujo 
 
 
▪ Principio 
 
Los citómetros de flujo modernos son capaces de analizar varios miles de partículas por segundo, en tiempo real , y pueden 
separar y aislar activamente partículas de acuerdo a propiedades específicas. Un citómetro de flujo es en cierta forma similar 
a un microscopio, salvo que, en vez de producir imágenes de las células, los citómetros de flujo ofrecen una cuantificación 
automática de una serie de parámetros con altísima calidad. Para analizar tejidos sólidos es posible preparar en primera 
instancia una suspensión de células. 
 
Componentes de un citómetro de flujo 
 
▪ La celda de flujo laminar. 
 
▪ Un sistema de medición, los más comúnmente utilizados son la medición de la impedancia o conductividad 
(principio Coulter) y los sistemas ópticos. 
 
▪ Un sistema de iluminación formado ya sea por lámparas de alta luminosidad (de mercurio, xenón) láseres de alta potencia 
refrigerados por agua (de argón, de criptón, de tinturas), láseres de baja potencia refrigerados por aire (de argón λ 488 
nm), láser rojo de helio -neón (λ 633 nm), verde de helio-neón, ultravioleta de helio- cadmio; láseres de diodo de baja 
potencia (azul, verde, rojo, violeta). 
 
▪ Un detector y un conversor de señales ADC (análogo a digital), los cuales registran la señal producida (sea FSC, SSC, 
SFL) y la convierten en una señal eléctrica que puede ser procesada por un computador. 
 
▪ Un sistema de amplificación, lineal o logarítmico. 
 
▪ Un ordenador para el análisis de las señales. 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/Principio_Coulter
Citometría de Flujo 
 
 
▪ El proceso de recolección de datos a partir de las muestras utilizando un citómetro de 
flujo es conocido como adquisición. 
 
▪ La adquisición es mediada por un software presente en un ordenador físicamente 
conectado al citómetro de flujo. 
 
▪ PROCESAMIENTO: 
 
La mezcla de células teñidas con diferentes fluorocromos es forzada a pasar a través de una 
aguja creando una delgada fila de líquido que contiene las células. 
 
A medida que cada célula pasa en frente del láser, desvía el rayo incidente y las moléculas 
teñidas unidas a la célula van a ser excitadas y emiten luz fluorescente. 
 
Tubos fotomultiplicadores detectan tanto la luz desviada y las emisiones fluorescentes, la 
información es digitalizada y procesada por el computador. 
 
Los resultados son presentados a manera de histogramas o "dot-plots".(Gating) 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
https://es.wikipedia.org/wiki/Software
Citometría de Flujo 
 
 
▪ El proceso de recolección de datos a partir de las muestras utilizando un citómetro de 
flujo es conocido como adquisición. 
 
▪ La adquisición es mediada por un software presente en un ordenador físicamente 
conectado al citómetro de flujo. 
 
▪ PROCESAMIENTO: 
 
La mezcla de células teñidas con diferentes fluorocromos es forzada a pasar a través de una 
aguja creando una delgada fila de líquido que contiene las células. 
 
A medida que cada célula pasa en frente del láser, desvía el rayo incidente y las moléculas 
teñidas unidas a la célula van a ser excitadas y emiten luz fluorescente. 
 
Tubos fotomultiplicadores detectan tanto la luz desviada y las emisiones fluorescentes, la 
información es digitalizada y procesada por el computador. 
 
Los resultados son presentados a manera de histogramas o "dot-plots".(Gating) 
https://es.wikipedia.org/wiki/Software
Citometría de Flujo 
 
 
▪ REALIZACIÓN DE CITOMETRIA DE FLUJO SE 
HACE EN 3 ETAPAS INDEPENDIENTES : 
▪ Fase pre-citometría: preparación de los reactivos, preparación de las células, diseño del 
protocolo y coloración de las células con los reactivos fluorescentes. 
 
▪ Fase de citometría de flujo : involucra el procesamiento de las células marcadas y la 
recolección de los datos para cada una de las medidas (parámetros) realizados en cada 
célula individual. 
 
▪ Fase de análisis: análisis de los datos recolectados 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Citometría de Flujo 
 
 
▪ INMUNOTIPIFICACIÓN: es el proceso para determinar marcadores expresados en la 
superficie celular. 
 
▪ ENSAYO DE CAPTURA DE SECRECION: para la cuantificar la secreción de citoquinas. 
 
▪ DETERMINACION DEL CONTENIDO CELULAR DE DNA, Este análisis nos da información 
además sobre la distribución de las célula en las diferentes fases del ciclo celular (G1, S, G2 o 
M). También ha sido utilizada para determinar el grado de aploidía de células malignas y el 
porcentaje de estas que se encuentran en fase S. 
 
▪ APOPTOSIS La apoptosis es la muerte celular programada. Hay varias enzimas implicadas en 
este proceso celular que pueden ser medidas por citometría de flujo. 
 
▪ FAGOCITOSIS Marcando bacterias con un colorante fluorescente, se puede analizar el 
proceso de fagocitosis de estas por parte de macrófagos y neutrófilos 
 
▪ CELL SORTING” es el proceso de separación física de poblaciones celulares que se 
diferencian en uno o varios parámetros que son analizables por citometría de flujo. 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Citometría de Flujo 
 
 
▪ VENTAJAS DE LA CITOMETRIA DE FLUJO 
 
▪ Análisis de un número estadísticamente significativo de células ( 1000 a más de 
100.000 células).▪ Múltiples marcajes de una sola célula. 
 
▪ Análisis de alto numero de partículas en corto tiempo (5.000 eventos /seg). 
 
▪ Alta sensibilidad y objetividad. 
 
▪ Medidas separadas de cada célula (no sólo el promedio). 
 
▪ Medidas cuantitativas : discriminación de las células según la cantidad de marcador. 
 
▪ Múltiples parámetros : define subpoblaciones complejas. 
 
▪ Miles de células por segundo 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Citometría de Flujo 
 
 
▪ DESVENTAJAS DE LA CITOMETRIA DE FLUJO 
 
▪ Poca información morfológica de la célula 
 
▪ No proporciona información de la localización celular en un tejido 
 
▪ Puede analizar solamente una cantidad limitada de material (10 millones de células / 
hora) 
 
▪ Necesita suspensión de células individuales . 
 
▪ Costos de la tecnología 
 
▪ Método destructivo. 
 
▪ Incapacidad de visualizar las células que se analizan. 
 
▪ Personal entrenado. 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica 
Citometría de Flujo 
 
 
▪ APLICACIONES 
 
▪ Hematología: tipificacion y conteo de células, reticulocitos y análisis de medula ósea. 
 
▪ Farmacología: estudios de cinética celular. 
 
▪ Inmunología: subpoblaciones de linfocitos ,tipaje tisular. 
 
▪ Oncología: Diagnostico y pronostico, monitores de tratamientos. 
 
▪ Microbiología: diagnostico bacteriano y vírico ,estudios de sensibilidad a los 
antibióticos. 
 
▪ Genética: Cariotipo y diagnostico de portador y diagnóstico prenatal. 
 
▪ Fertilidad 
 
 
 
 
 
Dra. María Alejandra López 
Bioquímica/Farmacéutica