Crecimiento-poblacional-y-contenido-de-protenas-y-lpidos-de-cuatro-microalgas-en-diferentes-tipos-de-cultivos

Vista previa del material en texto

FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
IZTACALA 
 
CRECIMIENTO POBLACIONAL Y 
CONTENIDO DE PROTEÍNAS Y 
LÍPIDOS DE CUATRO 
MICROALGAS EN DIFERENTES 
TIPOS DE CULTIVOS 
 T E S I S 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
 
 B I Ó L O G A 
 
 P R E S E N T A 
 
CELINA MAGAÑA LÓPEZ 
 
DIRECTORA DE TESIS 
M. en C. GLORIA GARDUÑO SOLÓRZANO 
 
LOS REYES IZTACALA, ESTADO DE MÉXICO, 2014 
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo se realizó con el apoyo de los proyectos: 
“Desarrollo del cultivo de langostinos nativos de la Cuenca del 
Papaloapan como una alternativa de conservación y de desarrollo 
regional” del Fondo FORDECYT-CONACYT y “Determinación de los 
requerimientos nutricionales de langostinos nativos (Macrobrachium 
carcinus y M. acathurus) y desarrollo de dietas balanceadas para su 
cultivo” de la UNAM a través del Programa de Apoyo a Proyectos de 
Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT) con número 
IN218313. 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS: 
Quiero agradecer principalmente a Dios por permitirme llegar hasta aquí y lograr 
esta meta en mi vida, esto no sería posible si Él no estuviera en cada paso de mi 
vida. Agradezco todo lo que me ha dado y le pido por un futuro próspero. 
A la M. en C. Gloria Garduño Solórzano: 
Por su paciencia y cariño, por compartirme de su tiempo, espacio, conocimiento y 
recursos y apoyarme en todos los sentidos en que un maestro lo puede hacer. 
Gracias por aceptarme como parte de su laboratorio y dirigir mi tesis. Le tengo una 
profunda admiración y respeto por todo lo que ha logrado durante su vida. La 
quiero y aprecio sinceramente. 
A la M. en C. Emelia Campoy Otero quien formó parte de mis sinodales y ha tenido 
siempre un consejo para mí desde que la conocí cuando inicié esta carrera. A mis 
sinodales que laboran en el Laboratorio de Producción Acuícola (Acuario) “Juan Luis 
Cifuentes Lemus” por su tiempo y las aportaciones que me brindaron, así como por 
el espacio en su área de trabajo donde desarrollé gran parte de este proyecto: Dr. 
Luis Héctor Hernández Hernández, M. en C. Mario Alfredo Fernández Araiza y 
Biól. Omar Ángeles López. 
A todos los profesores que me brindaron su ayuda durante la realización de esta 
tesis, en especial a la Mtra. Zehila Elvira Reyes Fernández de la Universidad 
Autónoma del Carmen por brindarnos dos de los cultivos estudiados en este 
trabajo. Al Dr. Jorge Ricardo Gersenowies Rodríguez de la Unidad de 
Morfofisiología y Función de la FES Iztacala por su ayuda en el análisis estadístico. 
Al M. en C. Luis Barbo Hernández Portilla de la Unidad de Biotecnología y 
Prototipos de la FES Iztacala por su contribución en la realización del HPLC. Al Biól. 
Daniel Sánchez Ávila por su apoyo en la cuantificación de proteínas y lípidos. 
 
 
 
 
 
A mis amigos Cecilia y Alan que tengo el gusto de conocerlos desde el CCH. Me la 
he pasado increíble con ustedes y sé que aunque nos vemos con poca frecuencia, 
celebran conmigo cada éxito y me acompañan en los mejores y peores momentos. 
Me llena de satisfacción saber que ahora todos somos profesionistas. Los quiero. 
A mi querido amigo Víctor, muchas gracias por tus consejos, los momentos de 
alegría que compartimos y los proyectos donde estuvimos juntos. Te aprecio 
sinceramente. 
A Jimena y Armando que conocí los últimos dos años. Me hubiera encantado 
compartir un aula de clases con ustedes. No olvidaré tantas cosas que hemos pasado 
juntos, buenas y malas. Los llevo siempre en mi corazón. 
A Carlos por motivarme a elegir esta carrera, por celebrar conmigo momentos 
importantes y por haberme ayudado incontables veces, tanto en lo académico, 
como en lo personal. Eres para mí como el hermano mayor que no tuve. Te quiero 
mucho. 
A Adrián por acompañarme durante tanto tiempo, dándome todo su apoyo, cariño 
y ayuda en momentos difíciles. Muchas gracias por compartir todo de ti conmigo. 
Te quiero muchísimo. 
A Mauricio, te agradezco toda la fortaleza que me has dado, la seguridad que haces 
que tenga. Tú me motivas y me reanimas en los momentos difíciles, has sido un 
pilar para mí. Tienes mi cariño y confianza enteros. 
Por último agradezco a la UNAM, que fue mi segundo hogar desde hace ocho años. 
He pasado mucho tiempo entre sus aulas y me ha permitido conocer a grandes 
maestros, amigos y personas de quienes me llevo un aprendizaje invaluable. 
Representaré orgullosa a ésta, nuestra máxima casa de estudios. 
 
 
 
 
 
A mis padres y hermanas: 
MAMÁ: No sé cómo sería mi vida si no estuvieras conmigo. Tengo tanto que 
agradecerle a Dios porque te eligió a ti para traerme a este mundo. Gracias por 
todo tu amor, tu cariño, tu entrega, tus detalles. No hay día que no me demuestres 
cuánto me amas. Has sido la mejor madre y espero tenerte muchos años más. TE 
AMO MAMI. 
PAPÁ: Gracias porque me has hecho fuerte, me has dado seguridad y confianza en 
mí misma. Me siento feliz de contar contigo en este momento importante de mi 
vida. Siempre has hecho lo posible por darme todo lo que necesito y eso lo valoro 
tanto. TE AMO PAPI. 
ALEJANDRA: Siendo mi hermana mayor siempre me has dado protección, cuidados 
y consejos cuando los he necesitado. Me motivaste cuando llegaba la desesperación. 
Te quiero mucho y siempre te estaré agradecida por lo que has hecho por mí y 
aunque nuestros caminos sean diferentes siempre estaré brindándote mi cariño y 
apoyo. 
ADRIANA: Contigo he vivido toda mi vida y hemos pasado muy buenos momentos 
juntas, siempre te has preocupado por mí y me has cuidado. Gracias por acogerme 
de esa manera desde el día que nací. A pesar de nuestras diferencias sé que somos 
incondicionales. Te quiero mucho y siempre estaré a tu lado. 
 
Con todo mi amor les dedico a ustedes cada logro de mi vida 
porque me han dado uno y mil motivos para continuar 
mi camino a pesar de las adversidades. 
 
 
 
CONTENIDO 
I. RESUMEN ...................................................................................................................... 1 
II. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 2 
III. OBJETIVOS ................................................................................................................. 6 
IV. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................................ 7 
Trabajo de campo .......................................................................................................... 8 
Zona de colecta .......................................................................................................... 8 
Obtención de material biológico .................................................................................. 8 
Trabajo de laboratorio .................................................................................................... 9 
Aislamiento de Scenedesmus obliquus ....................................................................... 9 
Selección de cultivos. ............................................................................................... 10 
Determinación de especies .......................................................................................10 
Cultivo y escalamiento .............................................................................................. 11 
Cinética de población ............................................................................................... 11 
Cuantificación de proteínas y lípidos ........................................................................ 12 
V. RESULTADOS ............................................................................................................ 13 
Determinación de especies .......................................................................................... 13 
Cinética de población ................................................................................................... 17 
Cuantificación de proteínas y lípidos ........................................................................... 22 
VI. DISCUSIÓN ............................................................................................................... 23 
Cinética de población ................................................................................................... 23 
Cuantificación de proteínas y lípidos ........................................................................... 30 
VII. CONCLUSIONES ...................................................................................................... 34 
VIII. SUGERENCIAS ....................................................................................................... 35 
IX. LITERATURA ............................................................................................................ 36 
X. APÉNDICES ............................................................................................................... 44 
A) Medios de cultivo ..................................................................................................... 44 
B) Cuantificación celular ............................................................................................... 45 
C) Tipos de cultivos ...................................................................................................... 46 
D) Resultados de pruebas de t ..................................................................................... 47
 
 
 
LISTA DE CUADROS Y FIGURAS 
Cuadro 1. Tasa de crecimiento de las especies estudiadas en los cuatro tipos de cultivos
 ........................................................................................................................................ 21 
Cuadro 2. Porcentaje de contenido de proteínas y lípidos de las especies estudiadas ... 22 
Cuadro 3. Ingredientes de Fertiplus ................................................................................ 44 
Cuadro 4. Análisis estadístico entre los diferentes tipos de cultivos de la cinética de 
población de las especies estudiadas .............................................................................. 47 
Figura 1. Diagrama de flujo donde se muestran las diferentes fases del trabajo. .............. 7 
Figura 2. Localización de los puntos de colecta ................................................................ 8 
Figura 3. Técnica de aislamiento de microalgas por dilución seriada ................................ 9 
Figura 4. Fotografías de D. salina ................................................................................... 13 
Figura 5. N. gaditana en MEB a 10 000x ......................................................................... 14 
Figura 6. Fotografías de T. striata ................................................................................... 15 
Figura 7. S. obliquus en MEB a 10 000x ......................................................................... 16 
Figura 8. Cinética de población de D. salina en los diferentes tipos de cultivos .............. 17 
Figura 9. Cinética de población de N. gaditana en los diferentes tipos de cultivos .......... 18 
Figura 10. Cinética de población de T. striata en los diferentes tipos de cultivos ............ 19 
Figura 11. Cinética de población de S. obliquus en los diferentes tipos de cultivos ......... 20 
Figura 12. Reglilla de Neubauer de 9 mm2 ...................................................................... 45 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
1 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 I. RESUMEN 
 
En este estudio se analizó el crecimiento poblacional y se cuantificó el contenido 
de proteínas y lípidos de Dunaliella salina1, Nannochloropsis gaditana2, 
Tetraselmis striata3 y Scenedesmus obliquus1 en diferentes tipos de cultivos, esto 
con el fin de proponer su uso como alimento vivo en la producción de organismos 
acuáticos con importancia económica. 
Se determinaron a nivel de especie los cultivos de D. salina, proveniente del The 
Culture Collection of Algae (UTEX), N. gaditana y T. striata, originarias de la 
Laguna de Términos, Campeche y de S. obliquus, aislada de colectas en el río 
Coatzacoalcos en octubre de 2012 y febrero de 2013. A partir de cuatro tipos de 
cultivos (estático, semicontinuo alimentado, discontinuo 10% y 40%) se determinó 
la cinética de población para cada especie. La tasa de crecimiento indicó 
significativamente (α=0.05) que el cultivo estático fue con el que se observó mayor 
crecimiento tanto para D. salina como para S. obliquus; mientras que para N. 
gaditana fue el semicontinuo alimentado y para T. striata fue el discontinuo 10%. 
La cuantificación de proteínas y lípidos se realizó con la técnica de micro-Lowry 
modificada por Peterson para proteínas y por el método de Bligh y Dayer para 
lípidos. Los resultados señalaron que la especie con mayor contenido de proteínas 
fue S. obliquus con 59% ± 2.58%, seguida de N. gaditana y D. salina con 54% ± 
3.12% y 40% ± 2.33%, respectivamente. La especie con menor contenido fue T. 
striata con 30% ± 3.56%. En cuanto a los lípidos totales, S. obliquus y N. gaditana 
mostraron los mayores registros con 25% ± 1.78% y 24% ± 1.23%, 
respectivamente. Los taxones cuyos valores resultaron más bajos fueron D. salina 
y T. striata con 19% ± 3.21% y 16% ± 1.18, respectivamente. 
 
 
1
 Chlorophyceae 
2
 Eustigmatophyceae 
3
 Chlorodendrophyceae 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
2 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 II. INTRODUCCIÓN 
 
Las microalgas son un conjunto de microorganismos unicelulares fotosintéticos 
que pueden formar cadenas, colonias o cenobios (Spolaore et al., 2006). Se 
encuentran presentes en aguas continentales, marinas o en el suelo. En los 
ecosistemas acuáticos se desempeñan como productores primarios dentro de la 
cadena trófica y son responsables del 40% de la fotosíntesis que se realiza en el 
planeta (Ortega et al., 2007). 
Las microalgas y cianobacterias han sido utilizadas por el hombre para diferentes 
fines. Por ejemplo, en China para erradicar la desnutrición se ha empleado Nostoc 
(Cyanophyceae) desde hace 2 000 años; no obstante, las aplicaciones 
biotecnológicas con microalgas comenzaron a desarrollarse a mediados del siglo 
pasado, donde se llevaron a cabo los primeros cultivos masivos. Actualmente los 
sistemas de cultivo son más sofisticados y cuentan con mayor infraestructura 
(Spolaore et al., 2006). En el mundo se conocen 30 000 especies, de las cuales, 
alrededor de 50 son explotadas con fines comerciales (Raja et al., 2008; Tafreshi y 
Shariati, 2009; Guiry, 2012; Guiry y Guiry, 2014). 
A partir de cultivos pequeños de microalgas y cianobacterias es posible producir 
grandes cantidades de biomasa bajo condiciones controladas, para lo cual es 
necesario escalarlos para incrementar la producción. Por tal motivo, es importante 
seleccionar el medio de cultivo adecuado, tanto por sus componentes como por 
sus costos. Cuando se requiereenriquecer volúmenes pequeños se emplean 
medios complejos y generalmente costosos, los cuales pueden sustituirse por 
fertilizantes agrícolas de bajo costo (Alfonso y Martínez, 1988; Abalde et al., 1995; 
Toyub et al., 2008). 
Por otro lado, las microalgas presentan condiciones de crecimiento que varían 
según la especie y el tipo de cultivo, por lo que es necesario determinar cuál es el 
más conveniente para producir mayor concentración en poco tiempo y que 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
3 
 
 Magaña–López, Celina 
 
asegure un producto de calidad (Di Pippo et al., 2013). Los tipos de cultivos más 
comunes son el estático, semicontinuo alimentado y discontinuo (Campaña-Torres 
et al., 2012). En el estático, se mantienen las mismas condiciones desde el día del 
inóculo; en el semicontinuo alimentado, se agrega determinada cantidad de medio 
cada tercer día; en el discontinuo, se retira un porcentaje conocido de cultivo y se 
sustituye por la misma cantidad de medio (Arredondo y Voltolina, 2007). 
Una de las principales aplicaciones de las microalgas es su explotación como 
alimento vivo en diferentes actividades acuícolas, pues desde el punto de vista 
nutricional, son una fuente valiosa de nutrientes: proteínas, lípidos, pigmentos y 
minerales (Hoff y Snell, 1993; López, 2008; Abu-Rezq et al., 2009). Su estudio en 
este campo se ha ampliado en los últimos años, lo que ha permitido identificar a 
las especies con mayor potencial para emplearse con este fin (Inge et al., 1997; 
Band-Schmidt, 1999; Velásquez et al., 2001; Spolaore et al., 2006; Ershad et al., 
2010; Silva et al., 2011). No obstante, hay microalgas nativas de las que se 
conoce poco sobre su crecimiento o composición bioquímica y pueden ser 
utilizadas en acuacultura, algunos ejemplos son los géneros Dunaliella, 
Nannochloropsis, Tetraselmis y Scenedesmus (Kawamura et al., 1988; Muller-
Feuga, 2000; Brown, 2002). 
Del género Dunaliella (Chlorophyceae), una de las especies más cultivadas a nivel 
comercial es D. salina (Dunal) Teodoresco 1905, la cual es señalada por 
diferentes autores como un taxón con alto potencial para emplearse con fines 
nutricionales, tanto para humanos como para organismos acuáticos (Loeblich, 
1982; Roubicek et al., 1986; Cifuentes et al., 1996; López, 2008; Tafreshi y 
Shariati, 2009; Fimbres et al., 2010). Su importancia se debe a que tolera un 
amplio intervalo de condiciones fisicoquímicas, como temperatura, salinidad, 
oxígeno disuelto, pH y alta intensidad lumínica; mismas que impiden el desarrollo 
de competidores y depredadores (Henley et al., 2002; Guevara et al., 2005; Raja 
et al., 2008; Ben-Amotz et al., 2009; Abu-Rezq et al., 2010). La ausencia de pared 
celular le confiere ser un alimento fácilmente consumido por organismos 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
4 
 
 Magaña–López, Celina 
 
acuáticos. Se ha reportado que presenta un alto contenido de nutrientes: 57% de 
proteínas, 32% de carbohidratos, 6% de lípidos y 14% de β-caroteno, un precursor 
de la vitamina A (Avron y Ben-Amotz, 1992; Band-Schmidt, 1999; Brown, 2002; 
Spolaore et al., 2006). 
Aquellas microalgas cuya tasa de crecimiento es elevada, son muy utilizadas en 
las diferentes industrias, como es el caso de Nannochloropsis 
(Eustigmatophyceae), de la que se conocen seis especies en el mundo (Guiry y 
Guiry, 2014) y Tetraselmis (Chlorodendrophyceae) que cuenta con 31 especies 
(Antia y Cheng, 1982; Bondioli et al., 2012). Se ha reportado que Nannochloropsis 
gaditana L.M. Lubian 1982 presenta 30% de proteínas, mientras N. oculata 
(Droop) Hibber 1981 ha registrado 32% de contenido lipídico, por lo que es 
empleada en la producción de biocombustibles (Rodolfi et al., 2009; Converti et al., 
2009; Campaña-Torres et al., 2012). Asimismo se ha estudiado su uso en 
acuacultura, ya que por su tamaño, de 2-5 µm de diámetro es fácilmente 
consumida por moluscos y crustáceos (Renaud et al., 1991; Sen et al., 2005; Patil 
et al., 2007; Pérsico et al., 2011). 
De las 31 especies de Tetraselmis, se conoce que T. suecica (Kylin) Butcher 1959 
se utiliza para la producción de biodiesel por su contenido de lípidos de 23% 
(Rodolfi et al., 2009; Azma et al., 2011; Blanco, 2011; Bondioli et al., 2012). T. 
striata Butcher 1959 se explota también por su contenido de lípidos, sin embargo, 
no se ha tomado mayor consideración por emplear esta última como alimento vivo, 
a pesar de que otras especies del mismo género son utilizadas en acuacultura por 
contener hasta 52% de proteínas (Hernández et al., 1996; Rodríguez et al., 2007; 
Ershad et al., 2010; Montero et al., 2011). 
Diversas especies del género Scenedesmus (Chlorophyceae) son utilizadas 
porque contienen 25% a 65% de proteínas, además de su facilidad para cultivarse 
(Spolaore et al., 2006; Raja et al., 2008; Serrano, 2012). Andrade et al. (2009) 
establecieron cultivos de Scenedesmus sp. utilizando como medio agua residual 
de pescaderías; donde se registra en la biomasa seca 24% de proteínas, 15% de 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
5 
 
 Magaña–López, Celina 
 
lípidos y 23% de minerales y concluyen que es un organismo adecuado para la 
nutrición animal. Por su parte, Scenedesmus obliquus (Turpin) Kützing 1833 fue 
estudiada por Martínez et al. (2005) para evaluar los medios con los cuales se 
obtiene una mayor cantidad de biomasa; indican que no hay diferencias 
significativas entre el crecimiento con medios convencionales y con fertilizantes 
agrícolas. 
En México se requieren incrementar los trabajos enfocados a microalgas aisladas 
de una determinada zona de estudio para evaluar su crecimiento y calidad 
nutricional, esto con el fin de generar información y así poder explotarlas, sobre 
todo tomando en cuenta que algunas especies pueden servir como alimento vivo 
durante los primeros estadios de desarrollo de crustáceos con importancia 
económica. 
Debido a lo anterior, en el presente estudio se analizó el crecimiento poblacional y 
se cuantificó el contenido de proteínas y lípidos de Dunaliella salina, proveniente 
del The Culture Collection of Algae (UTEX), Nannochloropsis gaditana y 
Tetraselmis striata, originarias de la Laguna de Términos, Campeche y 
Scenedesmus obliquus aislada del río Coatzacoalcos en diferentes tipos de 
cultivos. 
 
 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
6 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 III. OBJETIVOS 
 
General 
Analizar el crecimiento poblacional y cuantificar el contenido de proteínas y lípidos 
de Dunaliella salina, Nannochloropsis gaditana, Tetraselmis striata y 
Scenedesmus obliquus en diferentes tipos de cultivos. 
 
Particulares 
 Aislar Scenedesmus obliquus obtenida de las colectas en el río 
Coatzacoalcos. 
 Determinar a nivel de especie los cultivos de Dunaliella salina, 
Nannochloropsis gaditana, Tetraselmis striata y Scenedesmus obliquus. 
 Establecer y escalar los cultivos de Dunaliella salina, Nannochloropsis 
gaditana, Tetraselmis striata y Scenedesmus obliquus. 
 Determinar la cinética de población de Dunaliella salina, Nannochloropsis 
gaditana, Tetraselmis striata y Scenedesmus obliquus en los tipos de 
cultivos estático, semicontinuo alimentado y discontinuo 10% y 40%. 
 Determinar el contenido de proteínas y lípidos de Dunaliella salina, 
Nannochloropsis gaditana, Tetraselmis striata y Scenedesmus obliquus en 
el tipo de cultivo que tuvo mayor concentración celular para cada especie. 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
7 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 IV. MATERIALESY MÉTODOS 
 
Este trabajo se llevó a cabo a través de diferentes etapas (Figura 1). 
 
Figura 1. Diagrama de flujo donde se muestran las diferentes fases del trabajo. 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
8 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Trabajo de campo 
Zona de colecta 
Se realizaron dos salidas al ejido Madamitas en el municipio de Jesús Carranza, 
Veracruz, en octubre de 2012 y febrero de 2013 para colectar material biológico en 
el río Coatzacoalcos. La exploración ficológica se llevó a cabo en dos sitios (Figura 
2): 
Sitio 1: 17° 25´ 29´´ Latitud N y 94° 51´ 27´´ Longitud O 
Sitio 2: 17° 26´ 2´´ Latitud N y 94° 51´ 27´´ Longitud O 
 
Figura 2. Localización de los puntos de colecta. 
 
Obtención de material biológico 
En ambos sitios seleccionados, se colectó una muestra ficológica con una red 
para fitoplancton con apertura de malla de 10 µm (Ferrario et al., 1995). Este 
material se dividió en dos porciones iguales: la primera se preservó con 
glutaraldehído al 2% para analizar la ficoflora y la segunda, se observó in vivo 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
9 
 
 Magaña–López, Celina 
 
para apoyar la determinación taxonómica y aislar la especie de interés (Moreno, 
2003; Band-Schmidt, 2007). 
 
Trabajo de laboratorio 
Aislamiento de Scenedesmus obliquus 
A partir de las muestras biológicas, se obtuvo el cultivo de S. obliquus a través de 
la técnica de aislamiento por dilución seriada (Figura 3). El procedimiento consistió 
en agregar un mL de la muestra de campo a un vaso de precipitado con 10 mL de 
medio Fertiplus (Apéndice A), se homogenizó y posteriormente de este vaso se 
tomó un mL y se agregó a un matraz con el mismo medio; el proceso se repitió 
cuatro veces. En la última repetición se colocó una muestra en un portaobjetos 
excavado para ser observada al microscopio óptico y aislar la especie de interés 
con una pipeta Pasteur de punta adelgazada (Band-Schmidt., 2007; Garduño et 
al., 2011). El organismo aislado fue transferido a un tubo de microcentrífuga con 
medio de cultivo para posteriormente escalar el cultivo. 
 
Figura 3. Técnica de aislamiento de microalgas por dilución seriada. 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
10 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Selección de cultivos 
Posteriormente se seleccionaron tres cultivos de microalgas marinas de la 
colección del Herbario IZTA con el fin de estudiarlas y reconocer su potencial 
biotecnológico: Dunaliella salina proveniente de UTEX, Nannochloropsis gaditana 
y Tetraselmis striata, originarias de la zona marina de la Laguna de Términos, en 
el estado de Campeche. El criterio de selección fue a partir de antecedentes sobre 
el crecimiento o el contenido de nutrientes de los géneros. 
Determinación de especies 
Para la determinación a nivel de especie se utilizaron caracteres morfológicos y 
químicos. En el primer caso fueron apoyados con observaciones realizadas en 
microscopia óptica (MO) y electrónica de barrido (MEB) utilizando las obras de 
Lubian (1982), John et al., (2002), Wehr y Sheat (2003), Borowitzka y Siva (2007) 
y Godinho et al., (2010). 
Para N. gaditana fue necesario llevar a cabo el análisis de carotenoides a través 
de la técnica de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) con el fin de 
detectar la presencia de α-caroteno por ser un carácter diacrítico del taxón. El 
proceso se realizó según lo descrito por Vidussi et al. (1996). El equipo empleado 
fue marca Hewlett Packard HPLC Serie 1100 con un detector UV-Visible y una 
columna de fase reversa Allsphere ODS 1 (5μm x 250mm x 4.6mm). La fase móvil 
utilizada fue la siguiente: solución A, acetonitrilo, metanol y buffer TRIS-HCL pH 8 
0.1 molar (72:8:3 v.v.v.); solución B, metanol y hexano (80:20 v.v.v.). Inicialmente 
la composición fue 75:25, en el minuto 1 se alcanzó 50% de B y este aumentó 
hasta 100% en el minuto 15. Esta composición se mantuvo constante hasta el 
minuto 18, donde se volvió a las condiciones iniciales. La longitud de onda se 
ajustó a 445 nm. El flujo fue 1 mL/min y el volumen de inyección fueron 100 μL. La 
determinación se realizó por comparación con datos previamente publicados, 
confirmándose la presencia de α-caroteno en la microalga. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
11 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Los nombres válidos de las especies se corroboraron en la base de datos “Algae 
Base” (Guiry y Guiry, 2014). 
Cultivo y escalamiento 
Los cultivos se llevaron a cabo en medio F/2 marino y Fertiplus con agua de mar a 
48 Unidades Porcentuales de Salinidad (UPS) para D. salina y en medio con 
producto “Kent marine pro-culture” y Fertiplus con agua de mar a 35 UPS para N. 
gaditana y T. striata (UTEX, 2013). Por su parte, S. obliquus se mantuvo en medio 
Fertiplus a 0 UPS (Apéndice A). 
Los cuatro cultivos permanecieron en tubos de ensayo de 50 mL de capacidad, sin 
aireación, iluminados con lámpara de luz con una densidad de flujo fotónico de 90 
µmol m-2s-1, con temperatura de 24°C y fotoperiodo 12:12 (Tafreshi y Shariati, 
2009). 
Periódicamente se realizaron cuantificaciones celulares a través de una cámara de 
Neubauer (Apéndice B) hasta obtener una densidad de 1x105 cel/mL. 
Posteriormente los cultivos fueron escalados hasta un volumen de 500 mL con el 
respectivo medio de cultivo y salinidad dependiendo de la especie, se mantuvieron 
en aireación bajo las condiciones previamente señaladas. El escalamiento se llevó 
a cabo para obtener una densidad celular de 2x106 cel/mL con la que se realizó el 
inóculo para iniciar la cinética de población de cada especie. 
Cinética de población 
Para conocer la cinética de población de las cuatro microalgas y con la finalidad 
de definir las condiciones óptimas para obtener una mayor concentración celular, 
se utilizaron los cuatro tipos de cultivos que se han establecido para estudiar el 
crecimiento de microalgas: estático, semicontinuo alimentado, discontinuo 10% y 
40% (Apéndice C) (Arredondo y Voltolina, 2007; Hernández, 2010). 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
12 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cada uno de estos cultivos se realizó por triplicado en botellas transparentes con 
500 mL de agua y el medio de cultivo de cada especie. En todos los casos la 
densidad inicial, como se mencionó, fue 2x106 cel/mL. Los cultivos se mantuvieron 
durante 15 días en aireación, iluminados con lámpara de luz con una densidad de 
flujo fotónico de 90 µmol m-2s-1, temperatura de 24°C y fotoperiodo 12:12 (Figura 
4). Diariamente se aforó con agua destilada estéril el volumen evaporado de cada 
botella (Lemus et al., 2006; Hernández, 2010). La cuantificación de la densidad 
celular se realizó con la cámara de Neubauer tomando diariamente una alícuota 
de 1 mL (Arredondo y Voltolina, 2007; Band-Schmidt, 2007). 
Para calcular la tasa de crecimiento se realizó un análisis de regresión y 
posteriormente estos resultados se analizaron por pares a través de pruebas de t 
para comparar los coeficientes de regresión de muestras independientes con nivel 
de significancia α=0.05. Estas pruebas apoyaron la confirmación de las diferencias 
en el crecimiento entre los cuatro tipos de cultivos para cada una de las especies 
estudiadas (Steel y Torrie, 1992). 
Cuantificación de proteínas y lípidos 
Para llevar a cabo la cuantificación de proteínas y lípidos se liofilizó el tipo de 
cultivo de cada especie que registró una mayor concentración celular durante la 
fase estacionaria. El proceso se realizó con una liofilizadora marca LABCONCO 
Freezone 4.5. La extracción y cuantificaciónde proteínas se realizó por la técnica 
de micro Lowry modificada por Peterson con el producto “Total Protein Kit, Micro 
Lowry, Peterson´s Mofication” (Peterson, 1977); la extracción y cuantificación de 
lípidos se realizó siguiendo el método descrito por Bligh y Dayer (1959). Ambas 
técnicas se realizaron por triplicado para cada especie. 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
13 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 V. RESULTADOS 
 
Determinación de especies 
Dunaliella salina (Dunal) Teodoresco 1905 
Clase: Chlorophyceae 
Orden: Chlamydomonadales 
Familia: Dunaliellaceae 
Descripción: células biflageladas en la parte apical, su tamaño varía de 20-25 µm 
de longitud y 10-15 µm de ancho, carecen de pared celular rígida (Figura 4). 
Throndsen (1996) describe que el organismo está compuesto por una fina 
membrana elástica y se reproduce por división longitudinal de la célula móvil o por 
fusión de dos células. Se desarrolla en zonas con alta salinidad. 
 
 
Figura 4. Fotografías de D. salina; a) observada en MO a 100x, b) observada en MEB, la flecha 
señala los dos flagelos en la parte apical de la célula (Fotografías G. Garduño). 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
14 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Nannochloropsis gaditana L.M. Lubian 1982 
Clase: Eustigmatophyceae 
Orden: Eustigmatales 
Familia: Monodopsidaceae 
Descripción: células inmóviles de 2.5-3 µm de diámetro con pared celular lisa sin 
cubierta mucilaginosa (Figura 5). Lubian (1982) describe que la forma es 
elipsoidal; sin embargo durante este estudio se observaron células esféricas y 
señala que el plasto parietal ocupa la mayor parte de la célula. Contiene α-
caroteno y la reproducción es mediante división celular simple y no se conocen 
zoosporas ni formas sexuales. 
 
 
Figura 5. N. gaditana en MEB a 10 000x, se observa la pared celular lisa (Fotografía C. Magaña). 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
15 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Tetraselmis striata Butcher 1959 
Clase: Chlorodendrophyceae 
Orden: Chlorodendrales 
Familia: Chlorodendraceae 
Descripción: células con forma oval, de 14 µm de largo y 10 µm de ancho (Figura 
6). Throndsen (1996) menciona que en el polo anterior se distingue una depresión 
de la que surgen cuatro flagelos iguales dispuestos en parejas. El cloroplasto es 
característico en forma de copa, con un estigma y el pirenoide intraplastidial. Se 
desarrolla en cuerpos de agua con corriente lenta, tolerando un amplio intervalo de 
salinidad. 
 
 
Figura 6. Fotografías de T. striata; a) observada en microscopio de epifluorescencia, la flecha 
señala los cuatro flagelos del organismo, b) observada en MEB, los flagelos se perdieron durante 
el proceso (Fotografías S. Sopalda y G. Garduño). 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
16 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Scenedesmus obliquus (Turpin) Kützing 1833 
Clase: Chlorophyceae 
Orden: Sphaeropleales 
Familia: Scenedesmaceae 
Descripción: cenobios de dos, cuatro u ocho células fusiformes de extremos 
aguzados; las células de los extremos son ligeramente arqueadas y con la pared 
externa convexa. Miden 31-34 μm de longitud y 7.5-9.5 μm de ancho (Figura 7). 
Presenta un cloroplasto parietal con pirenoide sencillo y la reproducción asexual 
se lleva a cabo por ruptura de la pared celular frontal (John et al., 2002). Es una 
especie cosmopolita de hábitos planctónicos y se encuentra en cuerpos de agua 
lénticos (Godinho et al., 2010). 
 
 
Figura 7. S. obliquus en MEB a 10 000x, los cenobios se han perdido en su mayoría (Fotografía G. 
Garduño). 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
17 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cinética de población 
La cinética de población de D. salina en los diferentes tipos de cultivos se presenta 
en la Figura 8. 
 
 
Figura 8. Cinética de población de D. salina en los diferentes tipos de cultivos; a) estático, b) 
semicontinuo alimentado, c) discontinuo 10%, d) discontinuo 40%. Se señalan en rojo los días que 
tuvieron la máxima densidad celular. 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
18 
 
 Magaña–López, Celina 
 
La cinética de población de N. gaditana en los diferentes tipos de cultivos se 
presenta en la Figura 9. 
 
 
Figura 9. Cinética de población de N. gaditana en los diferentes tipos de cultivos; a) estático, b) 
semicontinuo alimentado, c) discontinuo 10%, d) discontinuo 40%. Se señalan en rojo los días que 
tuvieron la máxima densidad celular. 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
19 
 
 Magaña–López, Celina 
 
La cinética de población de T. striata en los diferentes tipos de cultivos se presenta 
en la Figura 10. 
 
 
Figura 10. Cinética de población de T. striata en los diferentes tipos de cultivos; a) estático, b) 
semicontinuo alimentado, c) discontinuo 10%, d) discontinuo 40%. Se señalan en rojo los días que 
tuvieron la máxima densidad celular. 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
20 
 
 Magaña–López, Celina 
 
La cinética de población de S. obliquus en los diferentes tipos de cultivos se 
presenta en la Figura 11. 
 
 
Figura 11. Cinética de población de S. obliquus en los diferentes tipos de cultivos; a) estático, b) 
semicontinuo alimentado, c) discontinuo 10%, d) discontinuo 40%. Se señalan en rojo los días que 
tuvieron la máxima densidad celular. 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
21 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Las tasas de crecimiento obtenidas con los diferentes tipos de cultivos para cada 
una de las especies descritas anteriormente en la cinética de población, se 
muestran en el Cuadro 1. 
 
Cuadro 1. Tasa de crecimiento de las especies estudiadas en los cuatro tipos de cultivos. Letras 
diferentes entre sí en una columna indican diferencias significativas (α=0.05). E: estático, SA: 
semicontinuo alimentado, D10%: discontinuo 10%, D40%: discontinuo 40%. 
Cultivo Tasa de crecimiento (cel/mL/día) 
 D. salina N. gaditana T. striata S. obliquus 
E 0.12 ± 0.011 a 0.15 ± 0.085 a 0.05 ± 0.011 a 0.20 ± 0.087 a 
SA 0.08 ± 0.050 b 0.21 ± 0.081 b 0.10 ± 0.075 b 0.19 ± 0.076 b 
D10% 0.07 ± 0.087 b 0.08 ± 0.058 c 0.20 ± 0.074 c 0.12 ± 0.099 b 
D40% 0.02 ± 0.008 b 0.03 ± 0.029 c 0.10 ± 0.012 b 0.12 ± 0.016 b 
 
Los resultados obtenidos en las pruebas de t a partir de las tasas de crecimiento 
se muestran en el Apéndice D. 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
22 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cuantificación de proteínas y lípidos 
Los porcentajes de proteínas y lípidos totales para cada una de las especies 
estudiadas se muestran en el cuadro 2. 
 
Cuadro 2. Porcentaje de contenido de proteínas y lípidos de las especies estudiadas. 
Especie Contenido de 
proteínas (%) 
Contenido de 
lípidos totales (%) 
Dunaliella salina1 40 ± 2.33 19 ± 3.21 
Nannochloropsis gaditana2 54 ± 3.12 24 ± 1.23 
Tetraselmis striata3 30 ± 3.56 16 ± 1.18 
Scenedesmus obliquus4 59 ± 2.58 25 ± 1.78 
 
 
 
 
 
 
 
 
1
 Cultivo estático 
2
 Cultivo semicontinuo alimentado 
3
 Cultivo discontinuo 10% 
4
 Cultivo estático 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínasy lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
23 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 VI. DISCUSIÓN 
 
Cinética de población 
Dunaliella salina 
En el cultivo estático la fase exponencial inició el cuarto día con 5x106 cel/mL. La 
mayor densidad celular se registró en el día 10 con 12x106 cel/mL, mientras que 
en el día 14 el cultivo ya se encontraba en fase de declinación con una densidad 
de 9x106 cel/mL. 
En el caso del cultivo semicontinuo alimentado, se presentó la fase exponencial en 
el tercer día con 3x106 cel/mL, posteriormente la concentración celular continuó 
aumentando hasta llegar al máximo los días 10 al 12 con 6x106 cel/mL, al mismo 
tiempo que se observó la fase estacionaria. Al término del registro, se presentó la 
fase de declinación. 
En el cultivo discontinuo 10% el crecimiento fue más lento y la mayor densidad 
celular se registró el día 14 con 7x106 cel/mL. Al término del registro de la cinética, 
no se observó la fase estacionaria ni de declinación. 
El cultivo discontinuo 40% al quinto día se encontraba en fase exponencial con 
3x106 cel/mL, posteriormente la concentración continuó aumentando hasta 
alcanzar la fase estacionaria que se observó de los días 12 al 14, registrándose al 
mismo tiempo la mayor densidad celular con 4x106 cel/mL. En este cultivo las 
concentraciones fueron muy bajas comparándolas con el resto de los cultivos, 
sobre todo con el estático, donde se triplicó la concentración. 
Se observó que los cultivos semicontinuo alimentado, discontinuo 10% y 40% 
registraron significativamente (α=0.05) menores tasas de crecimiento al 
compararlas con el cultivo estático, lo que nos lleva a inferir que este último es el 
mejor para la especie. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
24 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cifuentes et al. (1996) obtuvieron las mayores densidades de esta especie con el 
cultivo estático (20x106 cel/mL). Indican que la fase de adaptación es muy corta y 
que la diferencia en densidades respecto a los de tipo discontinuo es bastante 
evidente. Fimbres et al. (2010) señalan que lo anterior se debe a que esta especie 
se desarrolla mejor en zonas con pocos nutrientes, al igual que otras especies 
halofílicas, y que el cultivo estático, donde no se agregan más fuentes de 
nutrientes, tiene las condiciones óptimas para el crecimiento de D. salina. Sin 
embargo, indican que de manera general otras microalgas del género Dunaliella 
tienen mayor crecimiento con cultivos semicontinuos, donde constantemente se 
agrega medio de cultivo. 
Por su parte, Band-Schmidt (1999), sin hacer comparaciones entre tipos de 
cultivos, indica que el semicontinuo alimentado de D. salina registró una densidad 
máxima de 1.78x106 cel/mL en medio Algal. La autora indica que esta especie 
crece más rápidamente en este medio de cultivo a diferencia del F/2. 
Guevara et al. (2005) reportaron que la tendencia de crecimiento de D. salina en 
medio F/2 a 35 UPS en cultivo discontinuo 10%, fue de incremento acelerado 
durante los cinco primeros días, observándose la fase logarítmica hasta el día 20, 
donde se hace evidente el inicio de la fase estacionaria. La máxima densidad 
registrada fue de 12x106 cel/mL. 
Por otro lado, Abu-Rezq et al. (2010) indican que una cepa aislada de la bahía de 
Australia de D. salina presentó la máxima densidad de 10x106 cel/mL en cultivo 
semicontinuo con una salinidad de 45 UPS, intensidad lumínica de 75 µmol m-2s-1, 
con fotoperiodo 12:12 y temperatura de 32°C. Señalan que se pueden presentar 
densidades mayores con temperaturas alrededor de 20°C, pues de lo contrario, 
aumenta la cantidad de nutrientes, lo cual no favorece el crecimiento de la 
microalga. 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
25 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Nannochloropsis gaditana 
En el cultivo estático se observó que durante los primeros cuatro días se presentó 
una fase de aceleración, posteriormente la concentración continuó aumentando de 
manera más lenta, hasta llegar a su máximo el onceavo día con 13x106 cel/mL, 
inmediatamente después inició la fase de declinación. 
En el cultivo semicontinuo alimentado la concentración fue aumentando 
paulatinamente hasta llegar al día 13 donde se presentó la máxima con 14x106 
cel/mL. Posteriormente en el día 14 la densidad comenzó a disminuir. 
En el cultivo discontinuo 10% la fase logarítmica se observó desde el primer hasta 
el sexto día con 9x106 cel/mL, a continuación se presentó un decaimiento el 
séptimo día y en el octavo la concentración aumentó y se registró la fase 
estacionaria. Al décimo día se presentó la máxima densidad celular con 10x106 
cel/mL y posteriormente la fase de declinación. 
El cultivo discontinuo 40% presentó la fase exponencial del primer al quinto día, la 
concentración continuó aumentando de manera más lenta hasta llegar a la fase 
estacionaria el onceavo día y alcanzando la máxima densidad con 8x106 cel/mL. 
En los días 13 y 14 se observó la fase de declinación. 
Los cultivos discontinuo 10% y 40% presentaron significativamente (α=0.05) las 
menores tasas de crecimiento al compararlas con el cultivo semicontinuo 
alimentado, por lo que este es el mejor para la especie. 
Hernández et al. (1996) indican que N. gaditana tuvo un mayor crecimiento en 
cultivo semicontinuo alimentado bajo las siguientes condiciones: salinidad de 45 
UPS, intensidad lumínica de 100 µmol m-2s-1, fotoperiodo 12:12 y temperatura de 
30°C. La máxima densidad obtenida por los autores fue de 25x106 cel/mL, misma 
que señalan, cambia de acuerdo a las condiciones del cultivo, pues se ha 
observado que a menor temperatura o intensidad lumínica, hay una disminución 
en la concentración. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
26 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Por su parte, Pérsico et al. (2011) mencionan que el cultivo de N. oculata que 
presentó mayores densidades fue el semicontinuo alimentado con 15.2x106 cel/mL 
con salinidad de 40 UPS, intensidad lumínica de 100 µmol m-2s-1, fotoperiodo 16:8 
y temperatura de 25°C. Señalan que la forma y tamaño de las células cambiaron 
en el cultivo estático, lo cual puede deberse a que la microalga no se adapta a las 
condiciones cuando estas cambian y no son óptimas para la especie. Indican que 
en su caso, el cultivo estático, a pesar de que alcanzaba la máxima densidad en 
menos tiempo, no resultó conveniente pues presentó una serie de caídas en el 
crecimiento, así como una disminución en la cantidad de nutrientes al poco tiempo 
de realizar los inóculos, esto debido a la rápida proliferación del organismo. 
Campaña-Torres et al. (2012) indican que el cultivo estático de N. oculata fue el 
que presentó una mayor densidad con 12x106 cel/mL en el cuarto día. El medio 
que ellos emplearon fue fertilizante agrícola. Mencionan que no encontraron 
diferencias significativas entre las concentraciones obtenidas con fertilizante y las 
registradas utilizando medio F/2, lo cual indica que es posible sustituir este último 
por medios más económicos que faciliten el cultivo a mayor escala. 
 
Tetraselmis striata 
En el cultivo estático la fase exponencial comenzó desde el inicio del registro y se 
detuvo del segundo al tercer día para continuar aumentando su densidad hasta 
llegar al onceavo día donde se registró la máxima concentración con 8x106 cel/mL. 
A partir del día 12 se hace evidente la fase de declinación. 
En el cultivo semicontinuo alimentado se observó un aumento de la concentración 
celular del primer al onceavo día, donde el crecimiento prácticamente se detuvo y 
en el día 14 se presentó la mayor densidad con 11x106 cel/mL, la cual comenzó a 
disminuir. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidosde cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
27 
 
 Magaña–López, Celina 
 
El cultivo discontinuo 10% presentó la fase exponencial, con algunas 
disminuciones del primer al décimo día, a partir de ahí se observó la fase 
estacionaria, misma donde se alcanzó la máxima densidad el onceavo día con 
12x106 cel/mL. Posteriormente, la concentración bajó un poco los siguientes días. 
Al término del registro de la cinética no se presentó la fase de declinación. 
En el caso del cultivo discontinuo 40% la fase exponencial se observó del segundo 
al décimo día con 8x106 cel/mL, posteriormente los días 11 y 12 se presentó la 
máxima densidad con 9x106 cel/mL al mismo tiempo que se observó la fase 
estacionaria del cultivo. En el día 13 la concentración disminuyó y aumentó un 
poco para el día 14, donde comenzó la fase de declinación. 
El cultivo estático registró significativamente (α=0.05) la menor tasa de crecimiento 
al compararla con el cultivo discontinuo 10%, lo que indica que este último es el 
mejor para el taxón mencionado. No se observaron diferencias significativas entre 
los tratamientos semicontinuo alimentado y discontinuo 40%. 
Hernández et al. (1996) indican que en el caso de T. tetrathele (West) Butcher 
1959 en cultivos discontinuos 20% y 30% a 30 UPS se obtuvieron las mayores 
densidades (15x106 cel/mL). Argumentan que el sistema no se satura con tantos 
organismos al renovar el medio, lo que ocasiona que los nutrientes se mantengan, 
al mismo tiempo que las densidades van en aumento. 
Por su parte, Rodríguez et al. (2007) obtuvieron mayores densidades (12x106 
cel/mL) de T. suecica en cultivos discontinuos utilizando como medio un fertilizante 
agrícola. Reportan que en otros tipos de cultivos la tasa de crecimiento va 
incrementando pero va llegando a un punto de saturación donde ya no habrá un 
aumento en la densidad por el agotamiento de nutrientes (cultivo estático); no en 
todos los casos se van a obtener las mejores condiciones bajo el mismo tipo de 
cultivo, esto va cambiando según la especie de microalga que se cultive. Señalan 
que emplear fertilizantes agrícolas resulta más conveniente para cultivar algunas 
microalgas pues los costos se reducen hasta 90%. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
28 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Scenedesmus obliquus 
En el cultivo estático, la fase exponencial inició el segundo día con 5x106 cel/mL 
hasta llegar al quinto día con 16x106 cel/mL. En el noveno y décimo día se 
observó la mayor concentración con 19x106 cel/mL. Al término del registro se 
presentó la fase de declinación. 
En el cultivo semicontinuo alimentado el final de la fase exponencial se observó al 
séptimo día con 10x106 cel/mL, a partir del octavo día el crecimiento fue mucho 
más lento y se alcanzó la máxima densidad los días 11 y 12 con 11x106 cel/mL. 
En los días 13 y 14 se presentó la fase de declinación. 
En el cultivo discontinuo 10%, se registró la fase exponencial del primer al tercer 
día con 8x106 cel/mL, desde el quinto día el crecimiento fue aumentando 
paulatinamente hasta el décimo día donde alcanzó su máximo con 10x106 cel/mL. 
A partir de entonces se presentó la fase estacionaria y posteriormente la de 
declinación. 
El cultivo discontinuo 40% presentó la fase exponencial del segundo al tercer día 
hasta llegar a 8x106 cel/mL, luego la concentración disminuyó y volvió a aumentar 
el sexto día. La mayor densidad se observó el décimo día con 10x106 cel/mL. A 
partir de entonces se presentó la fase estacionaria y se mantuvo así hasta el 
término del registro de la cinética. 
Los cultivos semicontinuo alimentado, discontinuo 10% y 40% registraron 
significativamente (α=0.05) menores tasas de crecimiento al compararlas con el 
cultivo estático, lo que nos lleva a inferir que este último es el mejor para la 
especie. 
Andrade et al. (2009) encontraron que la máxima densidad celular de 
Scenedesmus sp. fue de 18.4x106 cel/mL con el cultivo estático. Señalan que 
desde el inicio de su registro se presentó la fase de aceleración indicando la 
rápida adaptación de la microalga y que este género tiene amplia tolerancia a 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
29 
 
 Magaña–López, Celina 
 
distintos parámetros fisicoquímicos, lo que le confiere proliferar casi en cualquier 
cuerpo de agua. 
Ortega-Salas y Reyes-Bustamante (2012) señalan que S. quadricauda (Chodat, 
Turpin) Brébisson 1835 tuvo mayores densidades con medio F/2 (18x106 cel/mL) 
que con medio hecho a partir de fertilizante agrícola (8x106 cel/mL). Lo anterior 
puede deberse a que el fertilizante agrícola empleado por los autores tiene menor 
contenido de fósforo y nitrógeno que el medio convencional, elementos de gran 
importancia en el cultivo de microalgas. 
Serrano (2012) reporta que la máxima densidad S. ovalternus fue de 14.2x106 
cel/mL en cultivo estático empleando medio F/2 con 0 UPS y fotoperiodo 12:12. 
Menciona que Scenedesmus es un género con gran variedad morfológica, por lo 
que su forma y la tasa de crecimiento suelen cambiar dependiendo las 
condiciones del medio y el tipo de cultivo en que se desarrolle, siendo el estático 
óptimo para la especie. 
Toyub et al. (2008) reportaron que el mayor crecimiento de S. obliquus ocurre en 
medios de cultivo con fertilizantes agrícolas y de tipo estático, la máxima densidad 
obtenida fue de 25x106 cel/mL. Ellos señalan que, tanto la morfología de la 
especie como su crecimiento, están condicionados por los componentes del medio 
de cultivo así como por el fotoperiodo, señalando que la cantidad de nitrógeno y 
fósforo que la especie necesita harían posible la remoción de estos elementos en 
aguas residuales, además mencionan que el fotoperiodo óptimo para el organismo 
es de 12:12. 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
30 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cuantificación de proteínas y lípidos 
Respecto al contenido de proteínas S. obliquus fue el taxón que mostró el mayor 
registro con 59% ± 2.58%, seguido de N. gaditana y D. salina con 54% ± 3.12% y 
40% ± 2.33%, respectivamente. La especie con menor contenido de proteínas fue 
T. striata con 30% ± 3.56%. En cuanto a los lípidos totales, S. obliquus y N. 
gaditana mostraron los mayores registros con 25% ± 1.78% y 24% ± 1.23%, 
respectivamente. Los taxones cuyos valores resultaron más bajos fueron D. salina 
y T. striata con 19% ± 3.21% y 16% ± 1.18, respectivamente. 
 
Dunaliella salina 
Ben-Amotz y Avron (1990) indican que la composición proteica de D. salina 
durante su estudio fue de 40%, mientras que el contenido de lípidos fue de 17% 
sin mencionar en qué fase del cultivo se realizó el análisis. Señalan además que 
hay ciertos aminoácidos que predominan, entre ellos, la lisina. 
Por su parte, Band-Schmidt (1999) llevó a cabo el análisis de proteínas y lípidos 
de D. salina en la fase estacionaria del cultivo estático con medio F/2; sus 
resultados fueron de 50% y 10%, respectivamente. La autora señala que estas 
propiedades, en conjunto con la ausencia de pared celular la convierten en una 
microalga con uso potencial como alimento vivo, pues es más fácilmente 
consumida por rotíferos o crustáceos. 
Spolaore et al. (2006) indican, sin hacer referencia a la fase del cultivo en la que 
se llevó a cabo el análisis, que el contenido de proteínas de D. salina es de 57% y 
de lípidos es 6%; la recomiendan ampliamente como un suplemento alimenticio 
para organismos acuáticos. 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
31 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Nannochloropsis gaditana 
Campaña-Torres et al. (2012) señalan que la cantidad de proteínas y lípidos enN. 
oculata fue de 30% y 24%, respectivamente. Los cultivos fueron de tipo estático y 
como medio utilizaron fertilizante agrícola. Señalan que al suministrar N. oculata 
como alimento vivo al rotífero Brachionus rotundiformis Tschugunoff 1921, se 
observa que la producción de este último aumenta al suministrar una microalga 
con mejor valor nutrimental que además es fácil de consumir por su tamaño y la 
ausencia de flagelos. 
Serrano (2012) reporta para Nannochloropsis sp. contenido lipídico de 30%. Las 
condiciones empleadas por el autor fueron: 40 μmol quanta m-2 s-1 y fotoperiodo 
16:8, esto señala la tolerancia que tiene la especie a las diferentes condiciones en 
que se desarrolle. Asimismo, Bondioli et al. (2012) indican que al disminuir el 
suministro de nitrógeno a los cultivos, se observó que la cantidad de lípidos 
aumenta considerablemente, es decir, Nannochloropsis sp. responde ante 
condiciones de estrés aumentando su producción lipídica, sobre todo la 
relacionada con la síntesis de ácidos grasos poliinsaturados. 
Vázquez (2012) registra que el contenido de proteínas y lípidos en 
Nannochloropsis sp. fue de 7% y 17%, respectivamente. El tipo de cultivo en su 
caso fue estático y a pesar de que la técnica para la cuantificación de proteínas 
fue la misma que en este estudio, es necesario estandarizarla y llevar a cabo más 
repeticiones para confirmar el resultado. 
 
Tetraselmis striata 
Piña et al. (2007) señalan que T. suecica contiene 50% de proteínas y 19% de 
lípidos. Plantean que la composición bioquímica de esta especie varía de acuerdo 
al medio de cultivo empleado, fundamentalmente la cantidad de proteínas y 
clorofila a. Reportan que cuando se utilizan medios con mayor cantidad de fósforo 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
32 
 
 Magaña–López, Celina 
 
que nitrógeno hay más lípidos, y en caso contrario, el contenido de proteínas 
aumenta. 
Blanco (2011) indica que Tetraselmis sp. contiene 52% de proteínas y 15% de 
lípidos. Una de las razones por las que la cantidad de proteínas es más elevada 
puede ser porque en el caso del autor el cultivo es estático, la especie quizá no es 
la misma y la que es de origen mexicano tiene diferentes características, además 
de que el ambiente donde se desarrolla es distinto. 
 
Scenedesmus obliquus 
Quevedo et al. (2008) reportan que Scenedesmus sp. en medio de cultivo Algal 
produjo 40% de proteínas y que a menor cantidad de nitrógeno, las microalgas del 
género producen más proteínas. En contraste, Toyub et al. (2008) señalan que la 
composición proteica y lipídica de S. obliquus fue 35% y 16%, respectivamente y 
que los resultados más altos en cuanto a contenido nutricional se obtienen 
empleando medios de cultivo con alto contenido de nitrógeno o nutrientes en 
general; en su caso emplearon agua residual proveniente de comercios dedicados 
a la venta de carne. 
Andrade et al. (2009) registraron para Scenedesmus sp. 33% de composición 
proteica y 24% de lípidos. Los autores señalan que la cantidad de proteínas 
depende de la fuente y cantidad de nitrógeno suministrada, en su caso utilizaron 
agua residual de pescaderías con alto contenido de nitrógeno (25 mg/L). 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
33 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Por último y resaltando la importancia de las microalgas estudiadas en este 
trabajo, existe la posibilidad de utilizar estas especies en diferentes actividades. La 
principal alternativa es que sean explotadas como alimento vivo en acuacultura, 
pues presentan al menos una característica de las mencionadas por Spolaore et 
al. (2006) y por Raja et al. (2008) como determinantes para seleccionar qué 
organismos tienen potencial de ser utilizados en este campo: el tamaño de las 
células, su pared celular, la presencia o ausencia de ornamentaciones, la 
tolerancia de la especie ante diferentes condiciones fisicoquímicas, el crecimiento 
en un periodo de tiempo corto y sobre todo, el contenido de nutrientes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
34 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 VII. CONCLUSIONES 
 
 
 Las especies determinadas fueron Dunaliella salina, Nannochloropsis 
gaditana, Tetraselmis striata y Scenedesmus obliquus. 
 
 El cultivo estático fue el mejor para Dunaliella salina y Scenedesmus 
obliquus; el semicontinuo alimentado para Nannochloropsis gaditana, y el 
discontinuo 10% para Tetraselmis striata. Por tanto se comprueba que es 
importante evaluar los tipos de cultivos para conocer las condiciones que 
más favorecen a cada especie. 
 
 La densidad celular y la tasa de crecimiento de cada especie de microalga 
cambiaron según el tipo de cultivo que le favoreció bajo condiciones 
controladas. 
 
 Las especies con mayor contenido de proteínas fueron Scenedesmus 
obliquus seguida de Nannochloropsis gaditana, mientras que el mayor 
registro de lípidos fue de Nannochloropsis gaditana seguida de 
Scenedesmus obliquus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
35 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 VIII. SUGERENCIAS 
 
 Se recomienda llevar a cabo estudios sobre biotecnología en el laboratorio 
con especies autóctonas, esto con el fin de generar información acerca de 
organismos que se encuentren en determinada región y posteriormente 
proponer el uso de plantas piloto para probar el cultivo de microalgas a 
mayor escala. 
 
 Se propone el uso del análisis moleculares para confirmar la identidad de 
las especies estudiadas, así como para registrar las secuencias de las 
mismas en un Banco de Genes y generar información acerca de 
organismos originarios de México. 
 
 Para confirmar la calidad alimenticia de las microalgas, se sugiere realizar 
un perfil de aminoácidos y de ácidos grasos para conocer los aminoácidos y 
lípidos que contienen las especies estudiadas, así como pruebas de 
toxicidad y con ello generar dietas balanceadas para uso en actividades 
acuícolas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
36 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 IX. LITERATURA 
 
Abalde, J., A. Cid, P. Fidalgo, E. Torres y C. Herrero, 1995. Microalgas: cultivo y 
aplicaciones. Universidad da Coruña. Coruña. 210 p. 
Abu-Rezq, T.S., S. Al-Hooti y A.D. Jacob, 2009. Optimum culture conditions 
required for the localli isolated Dunaliella salina. Journal of Algal Biomass 
Utilization 1(2): 12-19. 
Alfonso, E. y L. Martínez, 1988. Medio de cultivo para microalgas marinas. Revista 
de Investigación Marina 9(1): 39-46. 
Andrade, R.C.E., B.A.L. Vera, L.C.H. Cárdenas y A.E.D. Morales, 2009. Biomass 
production of microalga Scenedesmus sp. with wastewater from fishery. Revista 
Técnica de la Facultad de Ingeniería, Universidad del Zulia 32(2): 126-134. 
Antia, N.J. y J.Y. Cheng, 1982. The keto-carotenoids of two marine coccoid 
members of the Eustigmatophyceae. British Phycological Journal 17: 39-50. 
Arredondo, V.B.O. y D. Voltolina, 2007. Concentración, recuento celular y tasa de 
crecimiento. In: Arredondo, V.B.O. y D. Voltolina (Eds.). Métodos y 
herramientas analíticas en la evaluación de la biomasa microalgal. Centro de 
Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. La Paz, pp. 17-25. 
Avron, M. y A. Ben-Amotz, 1992. Dunaliella: Physiology, biochemistry and 
biotechnology. CRC Press. Florida. 239 p. 
Azma, M., M.S. Mohamed, R. Mohamad, R.A. Rahim y A.B. Arrif, 2011. 
Improvement of medium composition for heterotrophic cultivation of green 
microalgae, Tetraselmis suecica, usingresponse surface methodology. 
Biochemistry and Engineering Journal 53(2): 187-195. 
Band-Schmidt, C.J., 1999. Efecto de la composición bioquímica de microalgas 
sobre el valor nutritivo de dos cepas de Artemia. Tesis de Maestría en Ciencias 
(Biología), Centro Interdisciplinario de Ciencias Marinas (CICIMAR), IPN, La 
Paz, B.C.S. 69 p. 
Band-Schmidt, C.J., 2007. Aislamiento, purificación y mantenimiento de cepas de 
microalgas. In: Arredondo, V.B.O. y D. Voltolina (Eds.). Métodos y herramientas 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
37 
 
 Magaña–López, Celina 
 
analíticas en la evaluación de la biomasa microalgal. Centro de Investigaciones 
Biológicas del Noroeste, S.C. La Paz, pp. 1-16. 
Ben-Amotz, A. y M. Avron, 1990. The biotechnology of cultivating of the 
halotolerant alga Dunaliella. Trends in biotechnology 8: 121-126. 
Ben-Amotz, A., J.E.W. Polle, y D.V. Subba Rao, 2009. The Alga Dunaliella. 
Biodiversity, Physiology, Genomics and Biotechnology. Science Publishers. 
New Hampshire. 555 p. 
Blanco, B.A.V., 2011. Efectos del aceite automotriz sobre parámetros 
poblacionales, contenido de pigmentos y composición bioquímica de la 
microalga Tetraselmis sp. (G1) del nororiente de Venezuela. Tesis de 
Licenciatura en Biología, Universidad de Oriente, Venezuela. 63 p. 
Bligh, G.E. y J.W. Dyer, 1959. A rapid method of total lipid extraction and 
purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology 37(3): 911-917. 
Bondioli, P., B.L. Della, G. Rivolta, Z.G. Chini, N. Bassi, L. Rodolofi, D. Casini, M. 
Prussi, D. Chiaramonti y M.R. Tredici, 2012. Oil production by the marine 
microalgae Nannochloropsis sp. F&M-M24 and Tetraselmis suecica F&M-M33. 
Bioresource Technology 114: 567-572. 
Borowitzka, M.J. y C.J. Siva, 2007. The taxonomy of the genus Dunaliella 
(Chlorophyta, Dunaliellales) with emphasis on the marine and halophilic species. 
Journal of Applied Phycology 19: 567-590. 
Brown, M.R., 2002. Nutritional value of microalgae for aquaculture. In: Cruz-
Suárez, L. E., D. Ricque-Marie, M. Tapia-Salazar, M.G. Gaxiola-Cortés y N. 
Simoes (Eds.). In: Avances en Nutrición Acuícola VI. Memorias del VI 
Simposium Internacional de Nutrición Acuícola. 3 al 6 de Septiembre del 2002. 
Cancún, Quintana Roo, México. 
Campaña-Torres, A., L.R. Martínez-Córdova, M. Martínez-Porchas, J.A. López-
Elías y M.A. Porchas-Cornejo, 2012. Respuesta productiva de Nannochloropsis 
oculata, cultivada en diferentes medios y su eficiencia como alimento para el 
rotífero Brachionus rotundiformis. Revista Internacional de Botánica 
Experimental 81: 45-50. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
38 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Cifuentes, A.S., M. González, O. Parra y M. Zúñiga, 1996. Cultivo de cepas de 
Dunaliella salina (Teodoresco 1905) en diferentes medios bajo condiciones de 
laboratorio. Revista Chilena de Historia Natural 69: 105-112. 
Converti A., A. Casazza, E. Ortíz, P. Perego y M. Borghi, 2009. Effect of 
temperature and nitrogen concentration on the growth and lipid content of 
Nannochloropsis oculata and Chlorella vulgaris for biodiesel production. 
Chemical Engineering 48(6): 1146-1151. 
Di Pippo, F., N.T.W. Ellwood, A. Gismondi, L. Bruno, F. Rossi, P. Magni, R. De 
Philippis, 2013. Characterization of exopolysaccharides produced by seven 
biofilm-forming cyanobacterial strains for biotechnological applications. Journal 
of Applied Phycology 25:1697-1708. 
Ershad, L.H., M. Kamali y B. Falahatkar, 2010. The independent effects of ferrous 
and phosphorus on growth and development of Tetraselmis suecica; an in vitro 
study. Caspian Journal of Environmental Sciences 8(2): 109-114. 
Ferrario, E.M., A.E. Sar y E.S. Sala, 1995. Metodología básica para el estudio del 
fitoplancton con especial referencia a las diatomeas. In: Alveal, K., M.E. 
Ferrario, E.C. Oliveira y E. Sar (Eds.). Manual de métodos ficológicos. 
Universidad de Concepción, Chile, pp. 1-23. 
Fimbres, O.D., C.L.R. Mercado, L.A. Murguía y E.J.A. López, 2010. Crecimiento y 
biomasa de Dunaliella sp. cultivada en medios limitantes en nitrógeno. Biotecnia 
3: 58-66. 
Garduño-Solórzano, G., M.C. Rodríguez-Palacio, M. Martínez-García, R.E. 
Quintanar-Zúñiga, C. Lozano-Ramírez, J. Campos-Contreras y A.C. Monsalvo-
Reyes, 2011. Cultivos de microalgas del lago de Catemaco, Veracruz. Revista 
Latinoamericana de Biotecnología Ambiental Algal 2(2): 67:80. 
Godinho, L.R., A.A.C. González y C.E. de Mattos Bicudo, 2010. Criptógamos do 
Parque Estadual das Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP. Algas, 30: 
Chlorophyceae (familia Scenedesmaceae). Hoehnea 37(3): 513-553. 
Guevara, M., C. Lodeiros, O. Gómez, N. Lemus, P. Núñez, L. Romero, A. Vásquez 
y N. Rosales, 2005. Carotenogénesis de cinco cepas del alga Dunaliella sp. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
39 
 
 Magaña–López, Celina 
 
(Chlorophyceae) aisladas de lagunas hipersalinas de Venezuela. Revista de 
Biología Tropical 53(3-4): 331-337. 
Guiry, M.D., 2012. How many species of algae are there? Journal of Phycology 48: 
1057-1063. 
Guiry, M.D. y G.M. Guiry, 2014. AlgaBase. World-wide electronic publication, 
Universidad Nacional de Irlanda, Galway. Disponible en: 
http://www.algaebase.org. Fecha de acceso: febrero 2014. 
Henley, W.J., K.M. Major y J.L. Hironaka, 2002. Responses to salinity and heat 
stresses in two halotolerant Chlorophyte algae. Journal of Phycology 38: 757-
766. 
Hernández, B.M., 2010. Remoción de ortofosfatos y amonio de agua residual 
municipal por tres cultivos libres e inmovilizados de microalgas. Tesis De 
Especialidad en Biotecnología, Universidad Autónoma Metropolitana, Unidad 
Iztapalapa, México. 57 pp. 
Hernández, M.O.G., L.L. Álvarez, G.A. Comas y A.V. Martínez, 1996. Efectos de la 
temperatura y la iluminación sobre el crecimiento de dos microalgas: 
Nannochloropsis gaditana Lubian 1982 y Tetraselmis tetrathele (West) Butcher, 
1959. Hidrobiológica 1-2: 43-47. 
Hoff, F. y T. Snell, 1993. Plankton culture manual. Florida Aqua Farms. Forida. 147 
p. 
Inge, R.K., J.R. Rainuzzo, G. Oie y Y. Olsen, 1997. A review of the nutritional 
effects of algae in marine fish larvae. Aquaculture 155: 207-221. 
John, D.M., B.A. Whitton y A.J. Brook, 2002. The Freshwater Algal Flora of the 
British Isles. An Identification Guide to Freshwater and Terrestrial Algae. The 
Natural History Museum. Cambridge. 702 p. 
Kawamura, T., R.D. Roberts y C.M. Nicholson, 1988. Factors affecting the food 
value of diatom strains for post-larval abalone Haliotis iris. Aquaculture 160: 81-
88. 
Lemus, N., T. Urbano, V.B. Arredondo, M. Guevara, A. Vásquez, P.L. Carreón y N. 
Vallejo, 2006. Crecimiento y perfil bioquímico de Chaetoceros muelleri 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
40 
 
 Magaña–López, Celina 
 
cultivadas en sistemas discontinuos y semicontinuos. Ciencias Marinas 32(3): 
597-603. 
Loeblich, L.A., 1982. Photosynthesis and pigments influenced by light intensity and 
salinity in the halophile Dunaliella salina (Chlorophyta). Journal of the Marine 
Biological Association 62: 493-508. 
López, U.Y.K., 2008. Caracterización genética y de metabolitos secundarios de 
diferentes aislamientos de Dunaliella salina bajo condiciones de estrés salino. 
Tesis de Maestría en Biotecnología Genómica, Centro de Biotecnología 
Genómica, Instituto Politécnico Nacional, Reynosa. 96 p. 
Lubian, L.M., 1982. Nannochloropsis gaditana sp. nov., una nueva 
Eustigmatophyceae marina. Lazaroa 4: 287-293. 
Martínez, V., A. Pellón, E. Pérez, O. Correa, R. Escobedo, Y. Madruga, A. Oña y 
R. Arencibia, 2005. Producción de biomasa de Scenedesmus obliquus en 
diferentes medios de cultivo. RevistaCENIC. Ciencias Biológicas. 36: Número 
especial. 
Montero, M.F., M. Aristizábal y R.G. García, 2011. Isolation of hig-lipid content 
strains of the marine microalga Tetraselmis suecica for biodiesel production by 
flow cytometry and single-cell sorting. Journal of Applied Phycology 23: 1053-
1057. 
Moreno, J.L., 2003. Fitoplancton. In: Espino, G.L. y P.S. Hernández (Eds.). Manual 
para la colecta, el manejo y las observaciones de campo para bioindicadores de 
calidad del agua. Editorial AGT S.A, México, pp. 13-45. 
Muller-Feuga, A., 2000. The role of microalgae in aquaculture: situation and trends. 
Journal of Applied Phycology 12: 527-534. 
Ortega, M.M.R., V.R. Alvarado, S.I. Martínez, O.M. Arredondo y H.J.D. Sánchez, 
2007. Estado trófico de la presa La Mintzita, Morelia, Michoacán, con base en la 
abundancia y distribución del fitoplancton. Biológicas 9: 105-114. 
Ortega-Salas, A.A. y H. Reyes-Bustamante, 2012. Cultivo de las microalgas 
dulceacuícolas Kirchneriella obesa, Scenedesmus quadricauda y Chlorococcum 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
41 
 
 Magaña–López, Celina 
 
infusorium empleando tres medios de cultivo. Avances en Investigación 
Agropecuaria 16(2): 45-44. 
Patil, V., K. Torsten, E. Olsen, G. Vogt y H.R. Gislerod, 2007. Fatty acid 
composition of 12 microalgae for possible use in aquaculture feed. Aquaculture 
international 15: 1-9. 
Pérsico, M.M., M. Moris, E.D. Tranier, Z.A. Nahuel, A.A. Saubidet y M.V. Beligni, 
2011. Evaluación de un sistema exterior de cultivo masivo de la microalga 
marina Nannochloropsis oculata, en una zona templada oceánica de Argentina. 
Revista Latinoamericana de Biotecnología Ambiental Algal 2(1): 30-48. 
Peterson, L.G., 1977. A simplification of the protein assay method of Lowry et al. 
which is more generally applicable. Analytical Biochemistry 83: 346-356. 
Piña, P., M.A. Medina, M. Nieves, S. Leal, J.A. López-Elías y M.A. Guerrero, 2007. 
Cultivo de cuatro especies de microalgas con diferentes fertilizantes utilizados 
en acuicultura. Revista de Investigaciones Marinas 28(3): 225-236. 
Quevedo, O.C., V.S.P. Morales y C.A. Acosta, 2008. Crecimiento de 
Scenedesmus sp. en diferentes medios de cultivo para la producción de 
proteína microalgal. Vitae, Revista de la Facultad de Química Farmacéutica 
15(1): 25-31. 
Raja, R., S. Hemaiswarya, K.N. Ashok, S. Sridhar y R. Rengasamy, 2008. A 
perspective on the biotechnological potential of microalgae. Critical Reviews in 
Microbiology 34(2): 77-88. 
Renaud, S.M., D.L. Parry, T. Luong-Van, C. Kuo, A. Padovan y N. Sammy, 1991. 
Effect of light intensity on the proximate biochemical and fatty acid composition 
of Isochrysis sp. and Nannochloropsis oculata for use in tropical aquaculture. 
Journal of Applied Phycology 3:43-53. 
Rodolfi, L., G. Chini, N. Bassi, G. Padovani, N. Biondi y G. Bonini, 2009. 
Microalgae for oil: strain selection, induction of lipid synthesis and outdoor mass 
cultivation in a low-cost photobioreactor. Biotechnology and Bioengineering 
102(1):100-112. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
42 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Rodríguez, L., J. Juscamaita y J. Vargas, 2007. Efecto del medio EM-Bokashi en 
el cultivo de la microalga marina Tetraselmis suecica K. Ecología Aplicada 
6(1,2): 111-116. 
Roubicek, R.V., G. Cunningham, L. White-Hosford y J.T. Patton, 1986. Growth 
characteristics of Dunaliella salina. Nova Hedwigia 83: 70-74. 
Sen, B., M.A.T. Kocer, M.T. Alp y H. Erbas, 2005. Studies on growth of marine 
microalgae in batch cultures: III. Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyta). 
Asian Journal of Plant Sciences 4(6): 642 644. 
Serrano, B.L.M., 2012. Estudio de cuatro cepas nativas de microalgas para 
evaluar su potencial uso en la producción de biodiesel. Tesis de Maestría en 
Ingeniería Química, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá. 173 p. 
Silva, B.J., V.V. Vásquez y M.F. Merino, 2011. Producción de biomasa de 
Tetraselmis suecica empleando agua de mar con sanguaza. Scientia 
Agropecuaria 2: 13-23. 
Spolaore, P., C. Joannis-Cassan, E. Duran y A. Isambert, 2006. Commercial 
applications of microalgae. Journal of Bioscience and Bioengineering 101(2): 
87-96. 
Steel, R.G.D. y J.H. Torrie, 1992. Bioestadística: Principios y procedimientos. Mc. 
Graw Hill, México. 622 p. 
Tafreshi, A.H. y M. Shariati, 2009. Dunaliella biotechnology: methods and 
applications. Journal of Applied Microbiology 107: 14-35. 
Throndsen, J., 1996. The planktonic marine flagellates. In: Tomas, C.R. (Eds.). 
Identifying marine phytoplankton. Academic Press, San Diego, pp. 591-730. 
Toyub, M.A., M.I. Miah, M.A.B. Habib y M.M. Rahman, 2008. Growth performance 
and nutritional value of Scenedesmus obliquus cultured in different 
concentrations of sweetmeat factory waste media. Italian Journal of Animal 
Science 37(1): 86-93. 
UTEX, 2013. UTEX The culture collection of algae. University of Texas, Austin. 
Disponible en: http://web.biosci.utexas.edu/utex/. Fecha de acceso: agosto 
2013. 
http://web.biosci.utexas.edu/utex/
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
43 
 
 Magaña–López, Celina 
 
Vázquez, P.R.N., 2012. Evaluación de la composición bioquímica de la microalga 
Nannochloropsis sp. Cepa aislada de la Laguna de Términos, Campeche, 
México. Tesis de Ingeniería en Acuacultura, Universidad Autónoma del Carmen, 
Campeche. 80 p. 
Velásquez, A., J. Rosas, T. Cabrera, J. Millán y M. Hernández, 2001. Efecto de 
Tetraselmis chuii, Nannochloris oculata y Dunaliella salina sobre el crecimiento 
poblacional de Apocyclops distans (Copepoda, Cyclopoidae) en diferentes 
condiciones de temperatura e iluminación. Revista de Biología Marina y 
Oceanografía 36(2): 189-197. 
Vidussi, F., Claustré, H., Bustillos Guzmán, J., Cailliau, C. y Marty, J.C., 1996. 
Determination of chlorophylls and carotenoids of marine phytoplankton. 
Separation of chlorophyll a forn divinyl chlorophyll a and zeaxanthin from lutein. 
Journal of Plankton Research 18(2): 237-282. 
Wher, D.J. y G.R. Sheat, 2003. The Freshwater Algae Flora of North America. 
Ecology and Classification. Academic Press. Kansas. 918 p. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
44 
 
 Magaña–López, Celina 
 
 X. APÉNDICES 
 
A) Medios de cultivo 
“Kent marine pro-culture” 
La preparación de la solución stock consistió en agregar 1 mL de la solución A y 1 
mL de la solución B en 100 mL de agua destilada estéril a 30 UPS. 
Posteriormente, en 1000 mL de agua a la salinidad requerida se agregaron 16.6 
mL de la solución stock mencionada anteriormente. 
 
Medio de cultivo Fertiplus 
La preparación de la solución stock se realiza agregando 3 mL por cada 1000 mL 
de agua. 
Cuadro 3. Ingredientes de Fertiplus. 
Ingredientes activos (porcentaje en peso) 
Nitrógeno (N)……………….……..….7.28 
Potasio (K2O)…………………….....14.07 
Hierro (Fe)………………….….…….0.006 
Zinc (Zn)……………………..………0.002 
Azufre (S)……………………………..1.31 
Molibdeno (Mo)……………........TRAZAS 
Fósforo (P2O5)…………………...….....8.21 
Magnesio (Mg)………………...……..0.086 
Cobre (Cu)…………………….…...….0.001 
Manganeso (Mn)………………….…..0.075 
Boro (B)…………………………….….0.002 
Calcio (Ca)……………………….……..0.19 
Marca registrada Delta. Hecho en México. 
Crecimiento poblacional y contenido de proteínas y lípidos de cuatro microalgas en 
diferentes tipos de cultivos 
45 
 
 Magaña–López, Celina 
 
B) Cuantificación celular 
Para realizar la cuantificación de células durante la cinética de población se utilizó 
el hematocímetro de 0.1 mm de profundidad con reglilla de Neubauer, tomando en 
consideración los cuatro extremos, es decir, los puntos marcados como L