Analisis-filogenetico-de-haematoloechus-looss-1899-Digenea-platyhelminthes-parasitos-de-anuros

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
INSTITUTO DE BIOLOGÍA 
SISTEMÁTICA 
 
ANÁLISIS FILOGENÉTICO DE HAEMATOLOECHUS LOOSS, 1899 
(DIGENEA: PLATYHELMINTHES) PARÁSITOS DE ANUROS 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
 
PRESENTA: 
MARIA YANET VELAZQUEZ URRIETA 
 
 
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. ALEJANDRO FRANCISCO OCEGUERA FIGUEROA 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
COMITÉ TUTOR: M. EN C. LUIS GARCÍA PRIETO 
 INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM 
 DR. OSCAR FLORES VILLELA 
 FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM 
 
MÉXICO, Cd. Mx. ABRIL 2018 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
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María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Autónoma de México 
(UNAM), por todo el apoyo recibido durante la realización de esta tesis. 
Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por la beca otorgada durante 
mis estudios de maestría. 
Al Programa de Apoyos de Estudios de Posgrado (PAEP) 2017, UNAM, gracias al cual, 
este trabajo fue presentado en 92nd Annual Meeting of the American Society of 
Parasitologists. 
Agradezco al financiamiento del proyecto CONACyT 220408 a cargo de Virginia León 
Règagnon. 
Al proyecto RA202016 del Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación 
Tecnológica (PAPIIT). 
Al Dr. Alejandro Francisco Oceguera Figueroa por todo su apoyo. 
Agradezco al M. en C. Luis García Prieto y al Dr. Oscar flores Villela por ser parte de mi 
comité tutoral, y por sus valiosas asesorías durante la realización de este proyecto. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
AGRADECIMIENTOS A TÍTULO PERSONAL 
A mi segunda casa, la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), que me 
brindo todas las facilidades durante mi estancia en la maestría. 
Al Instituto de Biología (IBUNAM) por permitirme el uso de sus instalaciones para el 
desarrollo de este trabajo. 
A la Colección de Nacional de Helmintos (CNHE) del Instituto de Biología, por el 
préstamo de ejemplares que fueron parte fundamental para esta investigación. 
Al laboratorio de Helmintología por brindarme el espacio y equipo necesarios para el 
desarrollo de esta tesis. 
Mis sinceros y profundos agradecimientos a la Dra. Virginia León Règagnon, por ser un 
gran ser humano, admirable y con una fortaleza infinita; una mujer altruista, ética, 
trabajadora, bondadosa y perseverante. Quien me brindo todo su apoyo, tiempo, espacio, 
paciencia y conocimientos; antes y durante la realización de esta tesis. Además por 
despertar en mi el amor por la ciencia y en especial por los organismos parásitos. Así 
mismo por ser parte fundamental en mi formación académica y ayudarme a cumplir mis 
metas y objetivos. 
Al M. en C. Luis García Prieto por todas las atenciones recibidas durante este periodo, por 
su sinceridad, tiempo, paciencia y espacio durante la maestría. Además por ser una persona 
sencilla, bondadosa, altruista y con un gran carisma, que hace que la convivencia en el 
laboratorio sea divertida y amena. 
Al Dr. Oscar Flores Villela, por ser parte de mi comité tutoral. 
A los miembros del Jurado: Dr. Juan J. Morrone Lupi, Dra. Virginia León Règagnon, María 
del Carmen Guzmán Cornejo, M. en C. Luis García Prieto y Dr. Oscar flores Villela por sus 
valiosos comentarios y sugerencias. 
Mis profundos agradecimientos a Ofelia Delgado por su valiosa asesoría en el trabajo de 
biología molecular, por su paciencia, consejos, observaciones, tolerancia y por dar 
respuestas a todas mis dudas. Sobre todo por ser una persona positiva que inspira confianza. 
A la M. en C. Laura Márquez del laboratorio de Biología Molecular del IB, por su amable 
asesoría y apoyo en la secuenciación del material del presente trabajo. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
A la M. en C. Berenit Mendoza del laboratorio de microscopía electrónica del IB, por todo 
su apoyo, así como asesoría en el procesamiento del material biológico y en la obtención de 
microfotografías de microscopía electrónico de barrido. 
Al Dr. Sergio Guillén, por permitirme el uso de su laboratorio y equipo para la revisión de 
huéspedes; por todos los conocimientos compartidos y apoyo recibido. 
Mis profundos agradecimientos a la Dra. Amparo Ramírez, por todo su apoyo y atenciones 
que tuvo conmigo; por el préstamo de las instalaciones y equipo de laboratorio para la 
revisión de huéspedes. Además de ser una persona con una energía positiva y una enorme 
bondad. 
Al Dr. Julio Cesar Canales, por ser una persona amable, humanitaria y humilde; por todas 
sus atenciones, ayuda en campo y en la revisión de huéspedes; así como por el prestamo del 
transporte. Más aun por su valioso tiempo, compañía, paciencia, conocimientos y 
experiencia compartidas; que fueron clave para la obtención del material biológico. 
A David Hernández (P) por sus asesorías y comentarios; por su personalidad tan única y 
peculiar. 
Estoy infinitamente agradecida a todas las personas que me ayudaron a colectar en campo y 
en la revisión de huéspedes: Estela Muñoz, Mariel Montés, Gabriel, Angélica Najar, Uriel 
Garduño, Sonia Martínez y Ángeles Romero. 
Al equipo de Dra. Amparo: Enrique Silva, Kary, Luz María y Andrés Quintana, por su 
calidez humana, amabilidad y por ayudarme en la revisión de huéspedes. 
A la Dra. Lorena León del laboratorio de Ciencias Marinas de la Universidad Autónoma de 
Yucatán, y a sus estudiantes: Isaac, Carlos, Adrián, Juan y Rubén por todas las atenciones. 
A M. en C. Lupita Velarde por sus comentarios, entusiasmos y su gran sentido del humor, 
sobre todo su amistad. 
Al M. en C. David Osorio por ser una apersona que se preocupa por los estudiantes y por 
todas las atenciones que tuvo hacia mí. 
A todos mis profesores del posgrado, por compartir sus conocimientos que son muy 
importante y valiosos para mi formación como bióloga. 
A mi amiga del alma Gaby, por estar conmigo en todo momento, por ser mi contrafuerte 
cuando los tiempos eran malos, por darme una visión diferente de las cosas y por todo su 
apoyo durante este tiempo. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
A Nallely Ruiz por su compañía, por escucharme en momentos malos y sobre todo por sus 
ocurrencias repentinas que siempre me hacía reír; Ana Santacruz por los intercambios de 
ideas y por alentarme a seguir en la ciencias; Gisela Flores por su personalidad tan pacífica 
y amigable. A ellas les agradezco infinitamente su compañía y amistad desde el primer 
momento en el laboratorio; por las horas que pasamos hablando de ciencia y otros temas, 
por los debates,por todos los momentos felices llenos de locuras y risas interminables, que 
hicieron que mi estancia en la maestría fuera feliz y divertida. 
A Bere Adán, Ger Torres y Nancy les estoy muy agradecida por todos los momentos de 
convivencia y aventuras; así como su sinceridad, hospitalidad y atenciones que recibí. 
A mis compañeros de laboratorio: Víctor, Sury, Josué, Ricardo, Arumy y Kevin. 
 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
 
 
DEDICATORIA 
Este trabajo lo dedico con amor a mi mamá Cecilia, que le debo mi existencia y es la 
persona más importante de mi vida. Que ha estado a mi lado en todo momento, me ha 
alentado en los días difíciles, hemos llorado y reído juntas; me ha apoyado en todas mis 
decisiones. Es una mujer admirable con una gran fortaleza, perseverante, trabajadora, 
valiente, solidaria, altruista y sobre todo alegre; que me ha enseñado a luchar por mis 
sueños y no derrumbarme al primer golpe. Agradezco todos sus consejos, regaños y sobre 
todo por mostrarme lo valioso que es la libertad; de igual manera que me haya enseñado a 
estar orgullosa de mis raíces y cultura; es mi inspiración por ella estoy en este camino de 
la biología, ya que desde mis primeros años me enseñó lo maravilloso y sorprendente que 
pueden llegar a ser la naturaleza. Madre te adoro con toda el alma y gracias por tu 
maravillosa existencia. 
A la memoria de mi querida abuelita Altagracia que a pesar de que ya no está entre 
nosotros, siempre fue una mujer sabia y prudente; que frecuentemente me daba consejos, 
además de contarme historias sorprendentes; siempre estarás en mi mente y corazón. 
A memoria de mi cuñada Yolanda González, que tampoco está entre nosotros, pero 
siempre vivió la vida a su manera y con alegría; compartimos momentos felices y llenos de 
aventuras, pasamos muchas tarde de pláticas filosóficas. Agradezco su forma de ser tan 
única, inigualable y peculiar; por compartir su visión de la vida y por estar dispuesta a 
ayudar a los demás. Siempre recordaremos con cariño a esa mujer trabajadora, luchona e 
independiente. 
A mi hermana mayor Lina, que a pesar de que no compartimos la misma filosofía y que el 
tiempo nos ha ido separando; fue y es parte importante en mi formación como persona; me 
enseñó el valor de la perseverancia, a superarme cada día de mi vida, a luchar por lo que 
se quiere, a ser autosuficiente e independiente; que son los principales ejes de mi 
existencia, por todo eso y mucho más, gracias. 
A mis tías: Andrea y Esperanza, que son admirables, que me han demostrado que aunque 
la vida sea injusta, cruel y despiadada, siempre debemos sacar fuerzas para continuar y 
mantener siempre una sonrisa. 
A mis queridos hermanitos Miguel y Héctor, que son tan únicos y divertidos. 
A mi sobrino Edy, por ser un excelente chico y por todos los momentos comparticos. 
A mi enorme familia 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
I 
 
ÍNDICE 
 
LISTAS DE CUADROS……………………………………………….…...IV 
LISTAS DE FIGURAS………………………………………………….......V 
RESUMEN…………………………………..…………………...…………...1 
ABSTRACT……………………………………………………...……...........2 
1 INTRODUCCIÓN…………………………...………………….….............3 
2 OBJETIVOS……………………………………………………....…..........8 
3 ANTECEDENTES……………………..………...………………….…………...…..9 
3.1 Registros en México……………………………………………..…...........9 
3.2 Área de estudio…………………………………………..……….…........12 
4 MATERIA Y MÉTODOS……………………………………..…….......12 
4.1 Análisis morfológico…………………………….……………...……......15 
4.2 Análisis molecular………………………………………………..............16 
4.2.1 Extracción de ADN total……………………………….………............16 
4.2.2 Amplificación por reacción en cadena de la polimerasa (PCR).............16 
4.2.3 Edición de secuencias………………………………….……................17 
4.2.4 Alineamiento de secuencias…………………………….…….…..........17 
5 ANÁLISIS FILOGENÉTICO…………………………….…...…...........18 
5.1 Análisis de distancias genéticas neighbor joining………....……..............19 
5.2 Análisis de parsimonia……………………………………..……….........19 
5.3 Análisis de verosimilitud máxima………………………….…...……......19 
5.4 Análisis de inferencia bayesiana………………………………................19 
María Yanet Velazquez Urrieta 
II 
 
 
6 RESULTADOS…………………………………...………………………20 
6.1 Análisis filogenéticos…………………………………………………….21 
6.1.1 Gen mitocondrial citocromo C oxidasa 1 (COI)………………….........21 
6.1.2 Gen ribosomal 28S……………………………………………………..24 
6.1.3 Genes concatenados …………………………………………………...26 
6.2 Divergencia genética……………………………..……………………....28 
7 ANÁLISIS MORFOLÓGICO..………………………………………….29 
7.1 Haematoloechus floedae………………………………………................29 
7.1.1 Comentarios taxonómicos…………………………………….………..30 
7.2 Haematoloechus danbrooksi……………………………………………..32 
7.2.1 Comentarios taxonómicos……………………………………………...32 
7.3 Haematoloechus cf. complexus………………………………….……….34 
7.3.1 Comentarios taxonómicos……………………………………………...34 
7.4 Haematoloechus sp.1…………………………………………………….36 
7.4.1 Comentarios taxonómicos……………………………………………...37 
7.5 Haematoloechus sp. 2..…………………………………………………..41 
7.5.1 Comentarios taxonómicos……………………………………………...42 
8 DISCUSIÓN…………………………………………………………...…..44 
9 CONCLUSIONES………………………………………………...............50 
10 LITERATURA CITADA……………………………………………….52 
11 APÉNDICES.………...….………………..……………………...............61 
11.1 Apéndice 1: técnicas de tinción…….………………………….…......…61 
María Yanet Velazquez Urrieta 
III 
 
11.1.1 Paracarmín de Mayer…………………………………………………61 
11.1.2 Tricrómica de Gomori………………………………………………...62 
 
12. APÉNDICE 2……………………………………………………….…...63 
12.1 Arboles filogeneticos de parsimonia de COI……………………….......63 
12.2 Arboles filogeneticos de verimilitud máxima de COI………………….64 
12.3 Arboles filogeneticos de parsimonia de 28S……………………...….....65 
12.4 Arboles filogeneticos de verimilitud máxima de 28S…………….….....66 
12.5 Arboles filogeneticos de parsimonia de genes concatenados.…….........67 
12.6 rboles filogeneticos de verosimilitud máxima de gen concatenados 
………………………………………………………………………………..68 
13 APÉNDICE 3……………………………………………………….…....69 
13.1 Divergencia genética COI……………………………………………....69 
13.2 Divergencia genética 28S………………………………………….…....70 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
IV 
 
LISTA DE CUADROS 
Cuadro 1. Registros previos de especies del género Haematoloechus en 
México………………………………………………………………….……...9 
Cuadro 2. Secuencias del GenBank de los genes 28S y COI, de 
Haematoloechus y del grupo externo Glypthelmins quieta…………….........18 
Cuadro 3. Especies de Haematoloechus, hospederos y localidades de 
recolecta…………………………………….…………..……………………20 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
V 
 
LISTA DE FUGURAS 
Figura 1. Árbol filogenético de Haematoloechus spp. del gen COI (León-
Règagnon, 2010)……………………………...…………………………...…..6 
Figura 2. Árbol filogenético de Haematoloechus spp. de ITS1 (León-
Règagnon, 1999)……………………..………………...…………………...…7 
Figura 3. Área de estudio …………………………….……………..……....12 
Figura 4. Área de distribución potencial de Lithobates brownorum...............13 
Figura 5. Área de distribución potencial de Lithobates vaillanti…...…….....13 
Figura 6. Árbol del gen COI de Haematoloechus spp. obtenido por inferencia 
bayesiana………………………………………………………………...…...23 
Figura 7. Árbol del gen 28S de Haematoloechus spp. obtenido por inferencia 
bayesiana ………………………………………………...……………...…...25 
Figura 8. Árbol concatenado de Haematoloechus spp. obtenido por inferencia 
bayesiana………………………………………………………………...…...27 
Figura 9. Haematoloechus floedae vista ventral, escala 0.5 mm…..…..........31 
Figura 10. Haematoloechus danbrooksi vista ventral escala 0.5 mm.............33 
Figura 11. Haematoloechus cf. complexus vista ventral escala 0.5 mm…….35 
Figura 12. Haematoloechus sp. 1 vista dorsal escala 0.5 mm…………........39 
Figura 13. Haematoloechus sp. 1 fotografía de microscopia electrónica de 
barrido, vista ventral………………………………………………..…….......40 
Figura 14. Haematoloechus sp. 1 fotografía de MEB, extremo anterior,vista 
ventral………………………………………………..……….........................40 
Figura 15. Haematoloechus sp. 1 fotografía de MEB, acetábulo…..…........41 
Figura 16. Haematoloechus sp. 1 fotografía de MEB, poro genital y ventosa 
oral…………………………………………………………………………....41 
María Yanet Velazquez Urrieta 
VI 
 
Figura 17. Haematoloechus sp. 2 vista dorsal, escala 0.5 mm…...…............43 
Figura 18. Árbol del gen COI de Haematoloechus spp. análisis de 
parsimonia..…………………………………………………………………..63 
Figura 19. Árbol del gen COI de Haematoloechus spp. verosimilitud 
máxima……………………………………………………………………….64 
Figura 20. Árbol del gen 28S de Haematoloechus spp. análisis de 
parsimonia…………………………………………………………………....65 
Figura 21. Árbol del gen 28S de Haematoloechus spp. análisis de 
verosimilitud máxima …………………………………………....….…..…...66 
Figura 22. Árbol concatenado de Haematoloechus spp. análisis parsimonia 
………………………………………………………………………..…..…..67 
Figura 23. Árbol concatenado de Haematoloechus spp. análisis verosimilitud 
máxima……………………………………………………………………….68 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
1 
 
RESUMEN 
Los integrantes del género Haematoloechus Looss, 1899 son los tremátodos más comunes 
y característicos que habitan en pulmones de ranas; se han descrito más de 50 especies del 
género alrededor del mundo. En México se han registrado 16 especies, de las cuales ocho 
se consideran endémicas: H. danbrooksi León-Règagnon y Paredes-Calderón, 2002; H. 
elongatus Caballero y Sokoloff, 1934; H. illimis Caballero, 1942; H. longicollum León-
Règagnon, y Romero-Mayén, 2017; H. macrorchis Caballero, 1942; H. nicolasi León-
Règagnon, 2017; H. parcivitellarius Caballero, 1942; y H. pulcher Bravo-Hollis, 1943. 
La mayoría de especies han sido reportadas en la meseta central y en el occidente del país, 
mientras que en el sureste mexicano se han registrado cuatro especies: H. floedae Harwood, 
1932 (Yucatán y Chiapas), H. coloradensis (Cort, 1915) Ingles, 1932 (Chiapas), H. 
danbrooksi y H. illimis (Veracruz). Dada la escasez de estudios en el sureste, y la 
plasticidad morfológica observada en las especies del género, es posible que la diversidad 
de Haematoloechus en esta región haya sido subestimada. El objetivo del presente trabajo 
fue investigar las relaciones filogenéticas entre las especies del género Haematoloechus con 
base en evidencia molecular, incluyendo una mejor representación del sureste de México, 
así como la caracterización morfológica de las especies estudiadas. Para ello se colectaron 
134 ranas del género Lithobates provenientes del sureste mexicano (sur de Veracruz, 
Tabasco, Campeche, Yucatán y Quintana Roo); de ellas se obtuvieron 109 gusanos del 
género Haematoloechus, a los que se les caracterizó morfológica y molecularmente. Los 
ejemplares de Haematoloechus del sureste pertenecen a cinco taxones: dos identificados a 
nivel específico: H. floedae y H. danbrooksi; una previamente registrada pero no descrita: 
Haematoloechus cf. complexus y dos especies nuevas: Haematoloechus sp.1 y 
Haematoloechus sp.2. 
Los árboles obtenidos tanto con análisis de Parsimonia, Verosimilitud Máxima e Inferencia 
Bayesiana presentaron topologías congruentes entre sí; dichos árboles muestran una clara 
diferenciación entre las especies de Haematoloechus, y sugieren una historia evolutiva y 
biogeográfica compleja, en las que no hay un claro patrón de coevolución entre parásito y 
huésped, en tales filogenias las especies del sureste mexicano no forman un grupo 
monofilético. El presente trabajo proporciona una hipótesis filogenética para un mejor 
María Yanet Velazquez Urrieta 
2 
 
entendimiento de la diversidad de Haematoloechus en México y complementa el inventario 
de estos parásitos en nuestro país. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
3 
 
ABSTRACT 
Members of the genus Haematoloechus Looss, 1899 are most common and 
characteristic trematodes that inhabiting the lungs of frogs. More than 50 species of the 
genus have been described around the world. In Mexico fifteen species have been recorded, 
eight considered endemic: H. danbrooksi León-Règagnon y Paredes-Calderón, 2002; H. 
elongatus Caballero & Sokoloff, 1934; H. illimis Caballero, 1942; H. longicollum León-
Règagnon & Romero-Mayén, 2017; H. macrorchis Caballero, 1942; H. nicolasi León-
Règagnon, 2017; H. parcivitellarius Caballero, 1942; and H. pulcher Bravo-Hollis, 1943. 
Most of the species have been recorded in the central plateau and in the western part 
of the country, while in the southeast three species have been recorded: H. floedae 
Harwood, 1932 (Chiapas and Yucatán); H. danbrooksi, H. illimis (Veracruz). Given the 
scarcity of the studies in southeast, and the morphological plasticity observed in the species 
of the genus, it is possible that the specific diversity in this region has been underestimated. 
The objective of this work was to investigate the phylogenetic relationship between 
Haematoloechus species based on both morphological and molecular evidence, including a 
better representation of the southeastern Mexico. In the present study, 134 frogs of the 
genus Lithobates were collected from southeastern of Mexico (south of Veracruz, Tabasco 
Campeche, Yucatan and Quintana Roo). One hundred and nine worms of the genus 
Haematoloechus were obtained from the hosts, to which underwent morphological and 
molecular characterization. The specimens of Haematoleochus representing five taxa: two 
of them identified at specific level: H. floedae and H. danbrooksi as well as to a previously 
recorded but not described species: H. cf. complexus; and two new species: 
Haematoloechus sp. 1 and Haematoloechus sp. 2. 
The trees obtained with Parsimony, Maximun likelihood and Bayesian inference, 
presented congruent topologies, with few changes in the position in internal branches; these 
trees showed clear differentiation between Haematoloechus species, suggesting a complex 
evolutionary and biogeographic history; however, there is not a clear pattern of coevolution 
between the parasites and hosts. In such phylogenetic hypothesis, the southeast Mexican 
species of this trematodes do not form a monophyletic group. The present work shows the 
importance of the interpretation of the molecular data, and also provides a phylogenetic 
María Yanet Velazquez Urrieta 
4 
 
hypothesis for a better understanding of the diversity of Haematoloechus in Mexico, 
complementing the record of these parasites in our country. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
5 
 
1 INTRODUCCIÓN 
Al hablar de los anfibios se hace referencia a uno de los grupos de organismos más 
diversos, tanto en su forma, hábitos y número de especies, además es un linaje muy antiguo 
pues sus orígenes se remontan a más de 370 millones de años. Por lo tanto la fauna actual 
solo presenta una fracción de la diversidad de los anfibios que han existido en la historia de 
la tierra (Fröbisch et al., 2010). 
Los anfibios al igual que todos los organismos, están sujetos a ser parasitados por 
una gran variedad de helmintos. Por ejemplo, algunos estudios en anuros indican que la 
fauna parasitaria de organismos acuáticos y semiacuáticos es dominada por trematodos 
digeneos con ciclos de vida complejos, mientras que la fauna parasitaria de anuros 
terrestres está dominada por nemátodos, los cuales son adquiridos directamente de la tierra 
(Bolek y Coggins, 2003). Debido a sus hábitos los anfibios están expuestos a ser infectados 
por una gran cantidad de parásitos y es por ello que presentan una helmintofauna diversa 
(Bolek y Coggins, 2000, 2001, 2003; McAlpine, 1997). 
El parasitismo representa una de las formas de vida más exitosas sobre el planeta, 
pues de acuerdo con diversos estudios se estima que al menos el 50% de las especies de 
plantas y animales que habitan en la tierra presentan esta forma de vida; en los parásitos 
cualquier cálculo sobre su biodiversidad resultasubestimado (Pérez-Ponce de León y 
García-Prieto, 2001). 
Los integrantes del género Haematoloechus Looss, 1899 son unos de los trematodos 
más comunes y característicos que habitan en los pulmones de ranas; se han descrito más 
de 50 especies de este género alrededor del mundo y de estas, 30 se restringen al norte y sur 
de América (León-Règagnon et al., 1999). En México se han registrado 16 especies de 
Haematoloechus (León-Règagnon, 2010, León-Règagnon, 2017; León-Règagnon y 
Romero-Mayén, 2017), de las cuales ocho se consideran endémicas: H. danbrooksi León-
Règagnon y Paredes-Calderón, 2002; H. elongatus Caballero y Sokoloff, 1934; H. illimis 
Caballero, 1942; H. longicollum León-Règagnon y Romero-Mayén, 2017; H. macrorchis 
Caballero, 1942; H. nicolasi León-Règagnon, 2017; H. parcivitellarius Caballero, 1942; y 
H. pulcher Bravo-Hollis, 1943. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
6 
 
La mayoría de los registros del género de Haematoloechus pertenecen al centro y 
occidente del país, mientras que del norte y sureste existen pocos registros; por ejemplo del 
sureste solo se tiene cuatro: H. floedae Harwood, 1932 (Yucatán y Chiapas), 
Haematoloechus sp. (Chiapas), H. danbrooksi y H. illimis (Veracruz). Dado que existen 
pocos estudios en el resto de México y la plasticidad morfológica observada en las especies 
del género, es posible su diversidad sea subestimada (León-Règagnon et al., 2005). 
El género Haematoloechus pertenece a la familia Haematoloechidae Odening, 1964, 
se caracteriza por presentar un cuerpo alargado, puede exhibir o no espinas en la superficie 
corporal, el acetábulo es anterior a la tercera parte del cuerpo, usualmente más pequeño que 
la ventosa oral; los testículos son oblicuos o simétricos posteriores a la mitad del cuerpo. 
Presenta cirro o bolsa del cirro, vesícula seminal, poro genital ventral o cerca de la faringe, 
el ovario puede ser o no lobulado y se encuentra cercano al acetábulo; receptáculo seminal 
largo a menudo más largo que el ovario, canal de Laurer ausente. Los folículos vitelinos 
son dorsales y laterales, extendiéndose a diferentes longitudes; las ramas uterinas ocupan 
todo el extremo posterior del cuerpo, con o sin asas uterinas extracecales, rama ascendente 
intracecal por la parte anterior del cuerpo y numerosos huevos embrionados (Kennedy, 
1981). 
El género Haematoloechus fue establecido por Looss 1899; sin embargo, tuvo que 
remplazarlo por Pneumonoeces en 1902, ya que el nombre Haematoloecha le correspondía 
a un género de hemíptero nombrado por Stall en 1874, y supuestamente caía en sinonimia. 
Pneumonoeces fue empleado por mucho tiempo para referirse al grupo, sin embargo 
Harwood en 1932, revalidó el nombre de Haematoloechus para los digéneos, con base en el 
Código Internacional de Nomenclatura Zoológica, argumentando que la sinonimia no era 
válida ya que Haematoloechus difiere en la terminación con Haematoloecha. Finalmente 
Odening en 1960 y Skrjabin en 1964 siguieron la propuesta de Harwood y retomaron el 
nombre Haematoloechus, el cual es considerado como válido actualmente. Así Odening en 
1960 dividió a la familia Haematoloechidae en cuatro géneros: Haematoloechus, 
Neohaematoloechus, Ostioloides y Ostiolum. De igual forma, el género Haematoloechus 
fue dividido en tres subgéneros (Haematoloechus, Anomolecithus y Skrjabinoeces), y el 
subgénero Haematoloechus en cinco grupos: variegatus-schultzei, sibiricus, breviplexus, 
María Yanet Velazquez Urrieta 
7 
 
longiplexus, varioplexus; al subgénero Anomolecithus en tres grupos: asper, 
nanchangensis, tumidus y finalmente a Skrjabinoeces con un solo grupo (similis). 
Kennedy (1981), reanalizó las especies del género, considerando que solo seis 
especies son válidas de las 15 registradas en Norte América y Canadá. Además mencionó 
que los caracteres morfológicos como el tamaño del cuerpo, forma del ovario y testículos, 
el arreglo de las asas uterinas y la presencia o ausencia de espinas en la superficie del 
cuerpo, presentan una elevada variación intra-específica resultado de varios factores tales 
como: el estado de desarrollo, especie de hospedero, ambiente, tratamiento de fijación, 
entre otros. Es por ello que algunos de los caracteres morfológicos empleados para la 
diagnosis de cada especies son problemáticos y confusos. 
La variación morfológica de las especies del género ha sido investigada con el fin 
de sustentar y proponer una distinción robusta entre los miembros del grupo, pero a pesar 
de ello, dicha distinción no es muy clara y en muchas ocasiones existen controversias con 
respecto a la validez de las especies (Odening, 1960a y 1960b; Kennedy, 1980a y 1980b). 
Por ejemplo, Cort (1915) describió que H. longiplexus podía o no presentar tegumento 
espinoso, Krull (1932) registró que los individuos de H. longiplexus y H. complexus pueden 
perder las espinas durante el desarrollo; Brooks (1976) confirmó la presencia de tegumento 
espinoso en ejemplares adultos de H. longiplexus; mientras que Manter (1938) consideró 
que H. similiplexus Stafford, 1902 y H. varioplexus Stafford, 1902 son sinónimos porque la 
única distinción entre ellos es la presencia o ausencia de espinas en el tegumento; carácter 
que actualmente no se considera importante para la diferenciación de las especies. 
Actualmente, los datos moleculares como secuencias de DNA ribosomal (ITS2 y 
28S) así como del gen mitocondrial Citocromo C Oxidasa subunidad 1 (COI) han sido 
empleadas para la diferenciación de las especies de Haematoloechus, y también para 
detectar especies nuevas. La información molecular ha permitido reevaluar la importancia 
de algunos caracteres morfológicos y se ha sugerido que a pesar de su variabilidad o la falta 
de ella, algunos son muy útiles para la diferenciación de las especies, por ejemplo el arreglo 
de las asa uterinas, tamaño y forma del ovario y testículos, así como la relación del radio de 
la ventosa oral / acetábulo y ventosa oral / faringe (León-Règagnon et al., 1999; 2001; 
María Yanet Velazquez Urrieta 
8 
 
León-Règagnon y Paredes-Calderón, 2002; León-Règagnon y Brooks, 2003; León-
Règagnon, 2010). 
León-Règagnon et al. (1999) diferenciaron las especies de Haemaoloechus de 
México con base en evidencia molecular y morfológica, señalando que probablemente H. 
macrorchis y H. longiplexus son la misma especie, debido a su poca variabilidad genética. 
Posteriormente León-Règagnon y Paredes-Calderón (2002) describieron una nueva especie 
(H. danbrooksi) con base a caracteres morfológicos y moleculares, la cual anteriormente 
había sido registrada como H. medioplexus. Más tarde, León-Règagnon y Brooks (2003) 
realizaron un análisis filogenético de las especies de Haematoloechus con evidencia 
molecular, incluyendo especies africanas, europeas y americanas, demostrando que los 
representantes de Haematoloechus de América están más estrechamente relacionados entre 
sí, y sugieren que el origen del grupo procede de la separación del Pangea. Finalmente, 
León-Règagnon (2010) analizó 37 muestras de las 13 especies descritas en México con 
evidencia molecular, y detectó cinco especies potencialmente nuevas del género (Figura 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Los patrones de especificidad hospedatoria de las especies del género 
Haematoloechus, indican que éstas y sus huéspedes han estado asociados y que existen 
Figura 1. Árbol filogenético obtenido con secuencias de COI de Haematoloechus spp. (Tomado 
de León-Règagnon, 2010); las estrellas muestran las especies potencialmente nuevas. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
9 
 
grupos de especies de Haematoloechus que han evolucionado paralelamente con algunos 
grupos de ranas (Brooks et. al., 2001). Por ejemplo, H. coloradensis, H. complexus, H. 
elongatus, H. illimis, H. mediocomplexus y H. pulcher parasitan preferentemente a las ranas 
leopardo, mientras que H. oxyorchis y H. kernensis parasitan a Lithobatesaurora y L. 
boylii. León-Règagnon et al. (1999) en su estudio acerca de la evolución de algunas 
especies de Haematoloechus presentes en México, apoya la hipótesis de que las especies H. 
complexus y H. pulcher forman un grupo monofilético, H. medioplexus, H. coloradensis y 
H. illimis se encuentran cercanamente emparentadas y H. longiplexus forma un grupo 
independiente (Figura 2). Esto respalda la idea de que estos tres grupos pudieron haber 
evolucionado asociados con distintos grupos de ranas y que la especificidad hospedatoria 
que se observa actualmente es el reflejo de tal asociación (Brooks et al., 2001). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Árbol filogenético obtenido con secuencias de ITS1 de Haematoloechus spp. 
donde se muestra la longitud de rama (sobre la rama) y los valores de Bootstrap (bajo la 
rama) (tomado de León-Règagnon et. al.,1999). 
Las especies del género Haematoloechus requieren de varios huéspedes 
intermediarios, para completar su ciclo de vida; el primer huésped es un molusco de las 
familias Physidae y Planorbidae, el segundo generalmente son náyades de Anisoptera y 
Zygoptera, y sus huéspedes definitivos son ranas (Yamaguti, 1975; Dronen, 1978, Snyder y 
Janovy, 1994). Se ha establecido que algunas especies del género Haematoloechus son 
María Yanet Velazquez Urrieta 
10 
 
especialistas en el caso del segundo huésped (H. medioplexus), mientras que otras (H. 
complexus, H. coloradensis) son más generalistas, teniendo un rango más amplio de 
huéspedes intermediarios, aumentando así la probabilidad de llegar a su huésped definitivo 
(Snyder y Janovy, 1994; Bolek y Janovy, 2007). 
 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
11 
 
2 OBJETIVOS 
2.1 Objetivo general 
 
 Investigar las relaciones filogenéticas entre las especies del género Haematoloechus 
con base en evidencia molecular, incluyendo una mejor representación de especies 
del sureste de México. 
 
2.2 Objetivos particulares 
 
 Incorporar nuevas secuencias de Haematoloechus spp. del sureste mexicano al 
análisis filogenético del grupo. 
 
 Determinar la posición filogenética de las especies del sureste mexicano mediante 
un análisis de evidencia total. 
 
 Caracterizar y describir morfológicamente las especies del género Haematoloechus 
del sureste de México. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
12 
 
3 ANTECEDENTES 
3.1 Registros previos de Haematoloechus en México 
En México se ha registrado un total de 16 especies de Haematoloechus, de las cuales seis se 
consideran endémicas del país. Algunas especies no han sido descritas formalmente y otras 
han sido reasignadas a otra especie; en el cuadro 1 se muestra el estado actual de los 
registros en México con base en trabajos más recientes. 
 
Cuadro 1. Registros previos de especies del género Haematoloechus en México. 
Especie Huéspedes Estado Registro 
de 
referencia 
Nombre correcto de 
la especie 
Haematoloechus 
breviplexus 
Lithobates 
tarahumarae 
Sonora 13 
Haematoloechus 
coloradensis 
L. montezumae 
L. dunni 
L. dunni 
L. montezumae 
L. cf. forreri 
L. cf. forreri 
L. brownorum 
Cd. México 
Michoacán 
Michoacán 
Edo. México 
Guerrero 
Chiapas 
Chiapas 
1 
11 
9, 11 
10, 11 
22 
25 
25 
 
Haematoloechus 
complexus 
L. montezumae 
A. lermaensis 
L. montezumae 
L. montezumae 
L. megapoda 
Cd. México 
Edo. México 
Edo. México 
Edo. México 
Michoacán 
0 
10, 11, 17 
11 
21 
18 
 
 
 
18 Haematoloechus 
sp. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
13 
 
L. neovolcanica 
L. berlandieri 
Lithobates sp. 
Lithobates sp. 
L. berlandieri 
L. magnaocularis 
L. vaillanti 
Michoacán 
Nuevo León 
Nuevo León 
Nuevo León 
Puebla 
Sinaloa 
Veracruz 
14 
19 
8 
8 
18 
14 
19 
Haematoloechus 
danbrooksi 
L. vaillanti 
L. berlandieri 
L. vaillanti 
Veracruz 
Veracruz 
Veracruz 
11,16, 19 
16 
16 
 
Haematoloechus 
elongatus 
L. montezumae 
L. montezumae 
L. zweifeli 
L. spectabilis 
Cd. México 
Edo. México 
Guerrero 
Oaxaca 
1 
0 
18 
18 
 
Haematoloechus 
floedae 
L. brownorum 
L. vaillanti 
L.cf. forreri 
Yucatán 
Yucatán 
Chiapas 
20 
20 
25 
 
Haematoloechus 
illimis 
L. montezumae 
L. vaillanti 
Edo. México 
Veracruz 
4,6, 10,11 
19 
 
Haematoloechus 
longiplexus 
Leptodactylus 
melanonotus 
Sonora 14 
 
 
Haematoloechus 
macrorchis 
 Lithobates sp. 
Lithobates sp. 
L. montezumae 
Cd. México 
Edo. México 
Edo. México 
0 
2 
2, 11 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
14 
 
L. montezumae 
 
Edo. México 2,11 
Haematoloechus 
medioplexus 
L. montezumae 
Lithobates sp. 
L. montezumae 
Ollotis valliceps 
Dendropsophus 
microcephalus 
Rhinella marina 
Cd. México 
Edo. México 
Edo. México 
Veracruz 
Veracruz 
 
Veracruz 
0 
2 
15 
12 
12 
19 H. iturbei 
18 Haematoloechus 
sp. 
18 Haematoloechus 
sp. 
18 H. danbrooksi 
18 H. danbrooksi 
 
18 H. danbrooksi 
Haematoloechus 
Meridionalis 
L. Vaillanti Veracruz 12 
Haematoloechus 
sp. 
L. forreri 
Lithobates sp. 
 
Jalisco 
Colima 
11 
23 
 
Haematoloechus 
nicolasi 
Lithobates sp. Oaxaca 24 
Haematoloechus 
parcivitellarius 
L. montezumae Edo. México 5, 6 
Haematoloechus 
pulcher 
A. lermaensis 
A. tigrinum 
L. montezumae 
Edo. México 
Edo. México 
Edo. México 
 
11, 17 
7 
11 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
15 
 
Haematoloechus 
varioplexus 
L. montezumae 
L. montezumae 
L. montezumae 
Cd. México 
Edo. México 
Edo. México 
2 
2 
3 
18 Haematoloechus 
sp. 
18 Haematoloechus 
sp. 
H. cf. complexus Ambystoma sp. 
L. vaillanti 
Puebla 
Veracruz 
24 
24 
 
 
0=sin referencia, 1=Caballero y Sokoloff, 1934c; 2=Caballero, 1941b; 3=Caballero, 1941c; 
4=Caballero, 1942a 5=Caballero, 1942b; 6=Caballero, 1942d; 7=Bravo-Hollis, 1943a; 
8=Martínez-Villarreal, 1969; 9=Pulido-Flores, 1994; 10=León-Règagnon et al., 1999; 
11=Pérez-Ponce de León et al., 2000; 12=Guillén-Hernández et al., 2000; 13=Bursey y 
Goldberg, 2001; 14=Goldberg y Bursey, 2002; 15=Goldberg et al., 2002; 16= León-
Règagnon y Paredes-Calderón, 2002; 17=Mata-López et al., 2002; 18=León-Règagnon, 
2003; 19=Paredes-Calderón et al., 2004; 20=León-Règagnon et al., 2005a; 21= León-
Règagnon et al., 2005b; 22=Cabrera-Guzmán et al., 2007; 23=Cabrera-Guzmán et al., 
2010; 24=León-Règagnon, 2010; 25=Velazquez-Urrieta, 2014. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
16 
 
3.2 Área de estudio 
El área de estudio incluye el sur del estado de Veracruz, este de Chiapas, Tabasco, 
Campeche, Quintana Roo y Yucatán (Figura 3). El área fue seleccionada con base en 
estudios sobre la distribución potencial de Lithobates vaillanti y Lithobates brownorum, 
dos huéspedes definitivos de Haematoloechus spp. (Figura 4 y 5). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3. Área de estudio del sureste de México 
María Yanet Velazquez Urrieta 
17 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
La zona de estudio pertenece a las provincias denominadas Golfo de México, Petén 
y Yucateca, que se encuentra dentro de la región biogeográfica Neotropical. Tales 
provincias biogeográficas fueron obtenidas del consenso de varias propuestas de la 
reorganización biogeográfica publicada por la CONABIO en 1997; con base en la 
distribución de plantas de Rzedowski y Reyna-Trujillo, 1990; anfibios y reptiles de Casas-
Andreu y Reina-Trujillo, 1990; mamíferos de Ramírez-Pulido y Castro-Campillo, 1990 y 
en flora, vegetación y rasgos morfotectónicos de Ferrusquía-Villa-Franca, 1990. Siguiendo 
la propuesta anterior, la región Neotropical subhúmeda y húmeda, abarca las llanuras 
costeras de ambas vertientes, del Golfo de México y del Pacífico. La vertientedel Golfo de 
México incluye provincias caracterizadas por climas tropicales húmedos y ligeramente 
subhúmedos denominadas Golfo de México, Yucateca y Petén (Espinosa et al., 2008). 
La provincia del Golfo de México se extiende desde la cuenca del Río San Fernando 
hacia el sur, hasta el Río Candelaria donde empieza la Península de Yucatán. Debido a su 
elevado nivel de humedad 90% de esta área recibe más de 1000 mm de lluvia anual y cerca 
de la mitad más de 2000 mm; las selvas altas y medianas perennifolias, representan el 57% 
del paisaje de esta provincia aunque en estado muy perturbado, así como vegetación 
hidrófila asociada con las lagunas costeras que representa el 8%. La mayor parte de 
especies de esta provincia tiene distribución amplia en las selvas perennifolias del Golfo de 
Figura 4. Área de distribución potencial de 
Lithobates brownorum (Ochoa-Ochoa et al., 2006). 
Figura 5. Área de distribución potencial de 
Lithobates vaillanti (Ochoa-Ochoa et al., 2006). 
María Yanet Velazquez Urrieta 
18 
 
México y el Caribe como los árboles Bursera simaruba y Pleopeltis fallax. No obstante hay 
algunos taxones típicos de esta provincia, como las lagartijas Sceloporus serrifer y 
Sceloporus variabilis. Otras especies restringen su distribución al sur de la provincia, unas 
a partir de la Sierra de Chiconquiano, como la salamandra Eleutherodactylus alfredi, las 
ranas Hyla ebraccata e Hyla underwoodi underwoodi, otras a partir de Los Tuxtlas. Hay 
gran relación biogeográfica entre el sur de la costa del Golfo de México y el Peten 
(Espinosa et al., 2008). 
La provincia biogeográfica Yucateca es considerada por algunos autores como una 
sola provincia biogeográfica debido a que comparte una gran cantidad de especies, muchas 
de ellas relacionan más a Yucatán con la flora y fauna de Cuba y el resto de las Antillas 
mayores, que con las del continente (Rzedowski, 1978; Rzedowski y Reyna-Trujillo, 1990; 
Morrone, 2005). De hecho toda la plataforma de Yucatán tiene identidad geológica y forma 
parte de la placa tectónica del Caribe, la división en dos provincias (Yucatán y Peten) recae 
en la estructura de la vegetación, más seca hacia el noreste donde dominan las selvas bajas 
caducifolias y medianas subcaducifolias, y más húmedas hacia el suroeste donde dominan 
las selvas perennifolias (bajas, medianas y altas). Hay varios taxones de distribución 
yucateca como la víbora de cascabel (Crotalus tzabcan), conejo florida (Sylvilagus 
floridanus) lagartijas (Sceloporus chrysostictus y Sceloporus lundelli) y ratones 
(Peromyscus leucopus y Peromyscus yucatanicus) (Espinosa et al., 2008). 
La provincia del Petén se ubica hacia el sureste de la Península de Yucatán, donde 
hay mayor cantidad de lluvias, lo que permite que la vegetación dominante esté constituida 
por las selvas altas perennifolias (72%) y en menor grado por selvas espinosas (13%). Esta 
provincia se extiende hasta el Petén de Guatemala y Belice, limitada por la sierra de los 
Cuchumatanes hasta la Bahía de Amatique. En su extremo occidental, el río Candelaria 
marca el límite de la distribución de muchos grupos de esta provincia, aunque en algunos 
sistemas incluye gran parte de la porción sur de la costa del Golfo de México, a partir de los 
pantanos de Centla, o el Usumacinta en Tabasco (Espinosa et al., 2008). 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
19 
 
4 MATERIALES Y MÉTODOS 
Las ranas (Lithobates vaillanti y Lithobates brownorum) fueron capturadas 
manualmente o con red de cuchara, a lo largo de arroyos, charcos someros y zonas 
húmedas durante la noche, entre las 21:00 a las 4:00; los ejemplares fueron transportados 
vivos en bolsas de plástico al laboratorio, en donde se sacrificaron mediante una sobredosis 
de pentobarbital sódico; se les tomaron datos morfométricos (longitud hocico-cloaca) y 
sexo, así como la georreferencia del sitio de colecta. La información fue registrada en hojas 
de campo. Posteriormente fueron diseccionadas y se les practicó el examen helmintológico 
general, con la ayuda de un microscopio estereoscopio; se les revisó la superficie del 
cuerpo, cavidad bucal, cloaca, órganos internos (pulmones, riñones, intestino, hígado, 
vesícula biliar y vejiga urinaria) y mesenterio. Los órganos internos fueron colocados en 
cajas Petri con solución salina al 0.65%, para su posterior revisión. Los helmintos 
encontrados se recolectaron con la ayuda de pinceles finos y pipetas Pasteur, para su 
inmediata colocación en cajas Petri con solución salina al 0.65% para obsérvalos en vivo. 
Los helmintos destinados a caracterización morfológica se fijaron en formol caliente al 4% 
y se conservaron en alcohol al 70% frío, en frascos de vidrio de 4 ml. Los ejemplares 
destinados a análisis molecular fueron preservados en alcohol al 100%; en todos los casos 
fueron etiquetados con la clave de recolecta. A los huéspedes recolectados se les tomó 
muestras de tejido muscular que se preservó en alcohol al 100%. Los cuerpos se etiquetaron 
con los datos de colecta y se fijaron en formol al 10% por 48 horas, para luego ser 
enjuagados en agua corriente y ser preservados en frascos con alcohol al 70%; finalmente 
fueron depositados en la Colección Nacional de Anfibios y Reptiles (CNAR), del Instituto 
de Biología, de la Universidad Nacional Autónoma de México (números de catálogo 
CNAR31540 al 31544). 
 
4.1 Análisis morfológico 
Para el análisis morfológico de los helmintos, se usaron técnicas convencionales de 
tinción en helmintología, como paracarmín de Mayer y tricrómica de Gomori (Apéndice 1). 
Los ejemplares teñidos se aclararon con salicilato de metilo o aceite de clavo y después se 
montaron en preparaciones permanentes con bálsamo de Canadá (Lamothe-Argumedo, 
María Yanet Velazquez Urrieta 
20 
 
1997). Posteriormente se observaron los caracteres morfológicos de cada ejemplar con la 
ayuda del microscopio óptico; se midió cada una de las estructuras, así mismo se efectuaron 
dibujos con la ayuda de una cámara clara adaptada al microscopio óptico; las medidas se 
presentan en milímetros (mm). La identificación taxonómica se llevó a cabo mediante la 
consulta de claves taxonómicas y descripciones originales de cada especie. Todos los 
ejemplares recolectados se depositaron en la Colección Nacional del Helmintos (CNHE), 
Instituto de Biología, UNAM (CNHE 10547-10551). 
Algunos ejemplares se observaron mediante microscopio electrónico de barrido 
(MEB), para ello se utilizó material conservado en alcohol al 70 %, el cual fue deshidratado 
con alcoholes graduales hasta llegar a alcohol absoluto. Posteriormente fueron llevados a 
punto crítico con CO2, se montaron y se cubrieron con una mezcla de Oro-Paladio y 
finalmente se observaron en el MEB marca Hitachi del Laboratorio Nacional de 
Biodiversidad (LANABIO) del Instituto de Biología, UNAM. 
 
4.2 Análisis molecular 
4.2.1 Extracción de ADN total 
La extracción de ADN total se realizó empleando el kit Jena Bioscience siguiendo las 
instrucciones que marca el protocolo del fabricante. La calidad de ADN se estimó en un 
espectrofotómetro Nanodrop 2000 (Thermo Scientific), del Laboratorio Nacional de 
Biodiversidad del Departamento de Zoología del Instituto de Biología, UNAM. 
 
4.2.2 Amplificación por Reacción en Cadena de Polimerasa (PCR) y secuenciación 
Las PCR se llevaron a cabo con el fin de amplificar y obtener un fragmento del gen 
mitocondrial Citocromo C Oxidasa 1 (COI) y del gen nuclear ribosomal 28S, con las 
siguientes concentraciones Buffer 1 X 200 M de cada dNTP, 0.4 M de cada 
oligonucleótido, 0.625 U de amplificasa (5 U/L), 2-3 L de ADN, Mgcl2 2 mM y H2O 
destilada hasta completar un volumen final de 25 L. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
21 
 
Para la amplificación del COI se usaron los primers JB3 5’-TTTTTTGGG 
CATCCTGAGGTTTAT-3’(forward) y JB4.5 5’-TAAAGAAAGAACATAATG 
AAAATG-3’(reverse) (Bowles et al. 1993; Morgan y Blair,1998). El programa de 
amplificación consistió en una temperatura inicial de desnaturalización de 95º C por 5 
minutos, seguida por 35 ciclos de 95º C por 30 segundos, una temperatura de alineación de 
50º C por 45 segundos, y una temperatura de elongación de 72º C por 1.5 minutos; para 
completar la elongación de la muestra, se mantuvo a 72º C por 10 minutos, finalmente se 
mantuvieron a 4º C. 
Para la amplificación del gen nuclear ribosomal 28S se usando los primers 28Sy 5’-
CTAACCAGGATTCCCTCAGTAACGGCGAGT-3’ (forward) y 28Sz 5’-
AGACTACTTTGGTCCGTGTTTCAAGAC-3’ (reverse) (Hillis y Dixon, 1991). El 
programa de amplificación consistió en una temperatura inicial de desnaturalización de 94º 
C por 1 minuto, seguida por 35 ciclos de 92º C por 30 segundos, una temperatura de 
alineación 50º C por 30 segundos y una temperatura de elongación de 72º C por 1 minuto, 
para completar la elongación de la muestra se mantuvo a 72º C por 4 minutos, finalmente 
se mantuvieron a 4º C. 
Los productos de la reacción de amplificación se analizaron mediante electroforesis 
en geles de agarosa al 1% con GelRed (10,000X), incluyendo un marcador de tamaño 
molecular (4,2 mg/uL) y un control negativo (sin ADN). Los productos de PCR positivos 
fueron secuenciados bidireccionalmente, utilizando JB3 y JB4.5 para COI y 28Sz y 28Sy 
para 28S como oligonucleótidos de secuenciación de acuerdo al protocolo de BigDye 3.1 
Terminator de applied Biosystems, con el siguiente programa de secuenciación: 96º C por 3 
minutos, 35 ciclos de 96º C por 10 segundos, 50º C. por 5 segundos, 60º C por 4 minutos y 
una extensión final de 60º C por 4 minutos. 
 
4.2.3 Edición de secuencias 
La edición se llevó a cabo en el programa Geneious versión 5.1.7 donde se visualizó cada 
una de las lecturas, los extremos se cortaron en el punto que la señal dejo de ser clara. 
Posteriormente se ensamblaron ambas cadenas para formar una secuencia consenso; los 
sitios ambiguos se editaron manualmente asignando el nucleótido que se observaba más 
María Yanet Velazquez Urrieta 
22 
 
claramente en el electroferograma. Finalmente se realizó un análisis BLAST (Basic Local 
Alignment Search Tool) versión en línea (www.blast.ncbi.nih.gov/blast.cgi) (Zhang y 
Madden, 1997) para corroborar que dichas secuencias pertenecían al género de 
Haematoloechus y descartar posibles contaminaciones. 
 
4.2.4 Alineamiento de secuencias 
El alineamiento de secuencias se llevo a cabo mediante el programa MAFFT (multiple 
alignment program for amino acid or nucleotide sequences) versión 7 en línea, usando los 
parámetros default (Katoh et al., 2005; Katoh y Standley, 2013); y también con el programa 
MUSCLE (A multiple sequence alignment method with reduced time and space 
complexity) versión en línea (Edgar, 2004; Edgar, 2004a). Como grupo externo se 
utilizaron secuencias de Glypthelmins quieta; los alineamientos se guardaron en formato 
Fasta. Todas las secuencias generadas en este trabajo se depositaron en NCBI GenBank 
(www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/). 
 
http://www.blast.ncbi.nih.gov/blast.cgi
María Yanet Velazquez Urrieta 
23 
 
5 ANÁLISIS FILOGENÉTICOS 
Para el análisis filogenético se incluyeron secuencias de Haematoloechus obtenidas del 
GenBank de trabajos previos (Cuadro 2), así como secuencias obtenidas en el presente 
estudio. 
Cuadro 2. Secuencias de los genes 28S y COI de las especies del género Haematoloechus 
y de Glypthelmins quieta (grupo externo) obtenidos del Genbank. 
Especie N. de acceso 28S N. de acceso COI 
Glypthelmins quieta AB818370 AY278056 
Haematoloechus abbreviatus AF184251 ------ 
Haematoloechus breviplexus AF531856 ------ 
Haematoloechus cf. complexus AF531857 HQ141684, HQ141710 
Haematoloechus coloradensis AF133108 HQ141685 
Haematoloechus complexus AF479652 HQ141702 
Haematoloechus danbrooksi AF531859 HQ141700, AY672116 
Haematoloechus exoterorchis AF531858 HQ141698 
Haematoloechus floedae AY672126, AF531859 AY672117, AY672118 
Haematoloechus illimis AF531860 AY672122, QH141686 
Haematoloechus lobatus AB818362 AB818359 
Haematoloechus longiplexus AF133111, AF133110 HQ141688, HQ141682 
Haematoloechus macrorchis AF531862 HQ141687 
Haematoloechus medioplexus AF531863 AY672123 
Haematoloechus meridionalis AF531864 HQ141697 
Haematoloechus micrurus AF531865 HQ141696 
Haematoloechus parviplexus AF479653 HQ141691, AY672124 
María Yanet Velazquez Urrieta 
24 
 
Haematoloechus pulcher AF531866 --- 
Haematoloechus sibiricus AB818366 AB818363 
Haematoloechus varioplexus AY672127 AY672125 
 
5.1 Análisis de las distancias genéticas por Neighbor Joining 
El análisis de distancias se efectuó mediante neighbor joining utilizando MEGA (Molecular 
Evolutionary Genetics Analysis) versión 6.0, empleando el modelo de Kimura 2 parámetros 
(K2P) (Tamura et al., 2011; Tamura et al., 2013). 
 
5.2 Análisis de Parsimonia 
El análisis de parsimonia se realizó en el programa TNT versión 1.1 (Goloboff et al., 2008); 
con el mismo régimen de peso. El método de búsqueda fue heurística, los gaps fueron 
considerados como datos faltantes; el soporte de los clados fue obtenido mediante 1,000 
pseudo-réplicas de Bootstrap y se obtuvo el árbol de consenso estricto. 
 
5.3 Análisis de Verosimilitud Máxima 
El análisis de verosimilitud máxima se llevó a cabo en el programa RaxML (Randomized 
Axelerated Maximun Likelihood) versión 6 con una y dos particiones (Stamatakis, 2006), 
una para los análisis de genes individuales y dos para los genes concatenados. El modelo de 
sustitución de nucleótidos empleado fue GTR+1+1 obtenido mediante el programa 
Modeltest versión 0.1.1 (Posadas, 2008); se realizaron 1,000 réplicas de bootstrap. 
 
5.4 Análisis de Inferencia Bayesiana 
Este análisis se realizó mediante el programa Mr. Bayes versión 3.1.2 (Ronquist et al., 
2012); empleando la cadena de Markov Monte Carlo (MCMC), el árbol inicial fue 
generado al azar, con una distribución uniforme de los parámetros, con el modelo evolutivo 
GTR+1+1 obtenido mediante JModeltest 0.1.1 (Posadas, 2008). Las cadenas se corrieron a 
María Yanet Velazquez Urrieta 
25 
 
1,500,000 generaciones, con una frecuencias de muestreo de cada árboles de 100,0000,000. 
Se utilizaron dos particiones, una para COI y otra para 28S, la estabilización se determinó 
cuando se alcanzó una varianza inferior a 0.01. Se elimino el primer 25% de los arboles 
muestreados, esto con base a los resultados obtenidos en el programa Trace V1.5 (Rambaut 
et al., 2013); el resto de los árboles se utilizaron para calcular la probabilidad posterior. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
26 
 
6 RESULTADOS 
Se recolectaron 156 huéspedes, de ellos 110 corresponden a Lithobates brownorum 
y 46 a Lithobates vaillanti (Cuadro 3). Se obtuvo un total de 107 ejemplares del género 
Haematoloechus, recolectados en los estados de Yucatán, Quintana Roo, Campeche, 
Tabasco y Veracruz. Los ejemplares pertenecen a 5 especies: Haematoloechus floedae (17), 
Haematoloechus danbrooksi (10), Haematoloechus cf. complexus (17), Haematoloechus 
sp.1 (45) y Haematoloechus sp. 2 (18). Del total de parásitos obtenidos, 40 fueron 
utilizados para la obtención de secuencias nucleotídicas y 69 fueron empleados para el 
estudio morfológico. 
Cuadro 3. Especies de Haematoloechus, hospederos y localidades de recolecta 
Especie de 
Haematoloechus 
Huésped Localidad Número de catálogo 
CNHE 
Haematoloechus 
floedae 
Lithobates 
brownorum 
Laguna de Yalahau,Yucatán 
Yum Balam, Quintana Roo 
Calakmul, Campeche 
Ciudad Pemex, Tabasco 
CNHE 10723 
 
 
CNHE 10724 
 
CNHE 10725 
Haematoloechus 
danbrooksi 
Lithobates 
vaillanti 
Laguna Encantada, Veracruz CNHE 10726 
Haematoloechus cf. 
complexus 
Lithobates 
vaillanti 
Laguna Encantada, Veracruz CNHE 10727 
Haematoloechus 
sp.1 
Lithobates 
brownorum 
Pantanos de Centla, Tabasco Holotipo (CNHE 10547) 
Paratipo (CNHE 10548)Haematoloechus 
sp.2 
Lithobates 
brownorum 
Celestún, Yucatán 
Calakmul, Campeche 
Holotipo (CNHE 10549) 
Paratipo (CNHE10551) 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
27 
 
6.1 Análisis filogenético 
6.1.1 gen mitocondrial Citocromo C Oxidasa 1 (COI) 
Para el análisis filogenético de las especies de Haematoloechus del gen mitocondrial 
COI; el total de secuencias utilizadas y analizadas fue de 71, de las cuales 31 se obtuvieron 
de la base de datos de Genbank y 40 del material recolectado en el presente trabajo. La 
longitud total del fragmento Citocromo C Oxidasa 1 (COI) va de 333 a 440 pares de bases, 
el alineamiento final incluye un total de 440 caracteres (sin gaps internos); 156 caracteres 
fueron informativos bajo los criterios de parsimonia; 279 no fueron informativos. 
El árbol de COI obtenido mediante inferencia bayesiana (IB) presenta la siguiente 
topología: H. exoterorchis (S. Leona) se muestra como hermana del resto de las especies 
del género; después se exhibe a H. longiplexus (USA) como el primer linaje divergente, 
seguido por H. macrorchis (Edo. México, México); H. sibirucus (Japón); H. micrurus (S. 
Leona); y H. complexus (USA). Posterior a estos clados hay dos grupos; el primero incluye 
a H. longicollum (Oaxaca, México), Haematoloechus cf. complexus (Puebla, México), 
Haematoloechus cf. complexus (Colima, México), Haematoloechus cf. complexus 
[(Veracruz México) (linaje rosa)] y Haematoloechus sp. 2 [(Campeche y Yucatán, México) 
(Grupo cafe)]. El segundo se divide en 5 grupos; el primero contiene secuencias de H. 
nicolasi (Oaxaca, México), H. meridionalis (Costa Rica), H. lobatus (Japón) y H. illimis 
(Edo. México, México); el segundo contiene secuencias solo de H. floedae [(México) 
(Grupo verde)]; el tercero muestra secuencias de H. medioplexus, H. varioplexus, H. 
parviplexus (USA) y H. coloradensis (Michoacán, México); el cuarto muestra solo 
secuencia de Haematoloechus danbrooksi [(México) (Grupo rojo)] y el ultimo exhibe 
exclusivamente secuencias de Haematoloechus sp.1 [(Tabasco, México) (Grupo azul)] 
(Figura 6). 
El árbol filogenético de IB presenta una topología similar a los árboles obtenidos 
con parsimonia y verosimilitud máxima (VM); recuperando los mismos grupos y 
manteniendo las mismas relaciones filogenéticas, con algunos cambios en el arreglo de las 
ramas más internas. La diferencia más notable que se observa entre el árbol de IB y 
parsimonia, que radica en la posición del clado que está conformado por H. illimis, H. 
María Yanet Velazquez Urrieta 
28 
 
lobatus, H. meridionalis y H. nicolasi; en parsimonia aparece como grupo hermano del 
clado formado por H. medioplexus, H. parviplexus, H. varioplexus y H. coloradensis; 
mientras que en el análisis de IB está estrechamente relacionado con el grupo de H. floedae. 
La diferencia entre IB con respecto a verosimilitud máxima es la posición del mismo grupo 
que en parsimonia. Por lo tanto, las topologías de VM y parsimonia son muy similares con 
algunos cambios en las ramas más internas (Ver los árboles de parsimonia y VM en el 
apéndice 2). 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
29 
 
Figura 6. Árbol filogenético de Haematoloechus spp., mediante inferencia bayesiana, de COI: Haematoloechus sp. 1 (Grupo azul); 
Haematoloechus sp. 2 (Grupo cafe); Haematoloechus cf. complexus (Grupo rosa); H. floedae (Grupo verde); H. danbrooksi (Grupo rojo); los 
valores sobre los nodos indican: probabilidad posterior, Bootstrap de VM y Bootstrap de parsimonia. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
30 
 
6.1.2 Análisis del Gen ribosomal 28S 
El análisis filogenético del gen ribosomal 28S se realizó con un total de 56 
secuencias, de las cuales 23 se obtuvieron de la base de datos de GenBank y 32 del material 
recolectado en el presente estudio. La longitud total del fragmento está entre 773 y 1,232 
pares de bases, el alineamiento final resultó de un total 1399 pares de bases (con gaps 
internos), 947 caracteres no fueron informativos bajo criterios de parsimonia. 
El árbol obtenido mediante el análisis de IB muestra la siguiente topología: H. micrurus (S. 
Leona) es hermana del resto de las especies del género; el siguiente nodo se divide en dos 
grupos; el primero incluye a H. sibiricus (Japón), H. macrorchis (Edo. México) y H. 
longiplexus (USA); el segundo tiene a H. exoterorchis como el primer linaje, 
posteriormente se divide en cinco grupos; el primero contiene a H. abbreviatus (Japón), H. 
complexus (USA), H. pulcher (Edo. México), H. cf. complexus (Puebla, México), H. cf. 
complexus [(Veracruz, México) (Grupo rosa)] y Haematoloechus sp. 2 [(Campeche y 
Yucatán, México) (Grupo cafe)]. El segundo presenta a H. meridionalis (Costa Rica) como 
el primer linaje, e incluye a H. lobatus (Japón) y H. illimis (México); el tercero contiene 
secuencias de H. floedae [(México) (Grupo verde)]; el cuarto contiene secuencias 
exclusivamente de Haematoloechus sp. 1 (Tabasco, México) (Grupo azul) y el quinto 
incluye a H. danbrooksi [(Veracruz, México) (Grupo rojo)], H. medioplexus, H. 
breviplexus, H. parviplexus, H. varioplexus (todas de USA) y H. coloradensis [(Michoacán, 
México) (Figura. 7)]. 
 El árbol de IB presenta una topología muy similar a la obtenida mediante parsimonia y 
VM, recuperando los mismos grupos y manteniendo las mismas relaciones filogenéticas, 
con algunos cambios en el arreglo de las ramas más internas (ver árboles de parsimonia e 
VM en apéndice 2). 
 
 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
31 
 
 
 
Figura 7. Árbol filogenético de Haematoloechus spp. con el gen 28S, por inferencia bayesiana: 
Haematoloechus sp. 1 (Grupo azul); Haematoloechus sp. 2 (Grupo cafe); Haematoloechus cf. complexus 
(Grupo rosa); complejo H. floedae (Grupo verde); H. danbrooksi (Grupo rojo); Los valores sobre los 
nodos indican probabilidades posterio, bootstrap de VM y bootstrap de parsimonia. 
 
1/99/100 
0.98199/77 
1/991100 
O.99/99n4 
Haematoloechus coloradensis Michoacán 
Haematoloechus varioplexus Wis. USA 
I-/aematoloechus parviplexus Neb. USA 
Haematoloechus breviplexus Mon. USA 
Haematoloechus medioplexu s Neb. USA 
Haematoloechus danbrooksi 
Veracruz, Méx . 
Haematoloechus sp.l 
Tabasco , Méx. 
Yucatán 
Quintana Roo 
Haematoloechus floedae 
Campeche 
Tabasco 
Haematoloechus illimis Edo. México 
Haematoloechus loba tus Japón 
Haematoloechus meriodinalis C. Rica 
Haematoloechus sp. 2 
Yucatán, Campeche, Méx 
Haematoloechus cf. complexus Veracruz Méx. 
Haematoloechus cl. complexus Puebla 
Haematoloechus pulcher Edo. México 
Haematoloechus complexus Neb. USA 
Haematoloechus abbreviatus Ukraine 
'-----Haematoloechus exoterorchis S. Leona 
11991100 Haematoloechus longiplexus Neb. USA 
Haematoloechus longiplexusNeb. USA 
r--"=~Haematoloechus longiplexus Neb. USA 
'-'"'""""1 Haematoloechus macrorchis Edo. México 
'-----,I-/.aematoloechus sibiricuis Japón 
'---------- Haematoloechus micrurus S. Leona 
'------ Glypthelmins quieta 
0.06 
María Yanet Velazquez Urrieta 
32 
 
6.1.3 Análisis de genes concatenados 
El árbol de IB presenta la siguiente topología: H. micrurus aparece como hermana 
del resto de las especies del género; el siguiente nodo se divide en dos grupos, el primero 
incluye a H. sibiricus (Japón), H. macrorchis (Edo. México) y H. longiplexus (USA); el 
segundo muestra a H. exoterorchis (S. Leona) como la especie hermana del resto y se 
divide en cinco: el primero incluye a H. abbreviatus, H. complexus (USA), H. pulcher 
(México), H. cf. complexus (Puebla, México), H. cf. complexus [(Veracruz, México) 
(Grupo rosa)] y Haematoloechus sp. 2 [(Campeche y Yucatán, México) (Grupo café)]; el 
segundo presenta a H. meridionalis (Costa Rica) como hermana de H. lobatus (Japón), H. 
illimis (México); el tercero contiene secuencias de H. floedae [(México) (Grupo Verde)], el 
cuarto contiene secuencias exclusivamente de Haematoloechus sp. 1 [(Tabasco, México)(Grupo azul)]; y el quinto incluye a H. danbrooksi [(Veracruz, México) (Grupo rojo)], H. 
medioplexus, H. breviplexus, H. parviplexus, H. varioplexus y H. coloradensis. 
El árbol del análisis de genes concatenado obtenido con IB, recupera los mismos 
grupos que el árbol de Parsimonia y Verosimilitud Máxima, con algunos cambios en el 
arreglo y posición de las ramas internas. La diferencia más notable se observa entre 
Parsimonia y IB radica en la posición de los clados de Haematolochus sp.1, H. danbrooksi 
y el conformado por H. breviplexus, H. medioplexus, H. parviplexus, H. varioplexus, H. 
coloradensis; en parsimonia aparece H. danbrooksi como especie hermana de 
Haematoloechus sp.1; mientras que en de IB y VM H. danbrooksi aparece como especie 
hermanas del grupo conformado por H. breviplexus, H. medioplexus, H. parviplexus, H. 
varioplexus, H. coloradensis (ver árbol de Parsimonia y VM en apéndice 2). 
María Yanet Velazquez Urrieta 
33 
 
Figura 8. Árbol de Haematoloechus spp., de genes concatenados mediante inferencia bayesiana: Haematoloechus sp. 1 (Grupo azul); Haematoloechus 
sp. 2 (Grupo cafe); Haematoloechus cf. complexus (Grupo rosa); H. floedae (Grupo verde); H. danbrooksi (Grupo rojo); Los valores sobre los nodos 
indican probabilidades posteriori, bootstrap del análisis de VM y Bootstra de parsimonia. 
 
Asas uterinas longitudinales. 
 
Asas uterinas transversales testículos y ovario 
esféricos. 
 
Asas uterinas longitudinales, testículos y ovario 
lobulados. 
 
Asas uterinas transversales y ovario lobulado 
 
Asas uterinas longitudinales y ovario lobulado 
 
Acetábulo muy pequeño. 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
34 
 
De manera general las diferencias que podemos notar entre las topologías de los árboles de 
IB de genes concatenados y de genes individuales son las siguientes; con el gen COI, la 
diferencia radica en la posición del grupo formado por Haematoloechus sp. 1, H. 
danbrooksi, y el grupo formado por H. medioplexus, H. parviplexus, H. varioplexus y H. 
coloradensis; en el árbol de COI, Haematoloechus sp.1, H. danbrooksi son especies 
hermanas, mientras que en el concatenado H. danbrooksi aparece como especie hermana 
del grupo formado por H. medioplexus, H. parviplexus, H. varioplexus y H. coloradensis. 
Mientras que entre el árbol de 28S y concatenado no hay diferencias en las topologías. 
 
6.1.4 Divergencia Genética 
La divergencia genética (Kimura 2-parámetros (KM2) interespecifica del género 
Haematoloechus del gen COI es notablemente levada, se encuentra en un intervalo de 
3.39% a 37.46%. Por ejemplo el valor más alto lo expone H. exoterorchis y 
Haematoloechus sp. 2 (37.46%); los rangos intermedios lo expresan H. longiplexus y 
Haematoloechus sp. 1 (18.92%), y Haematoloechus sp. 2 y H. varioplexus (18.52%); el 
valor más bajos los presentan Haematoloechus sp.2 y Haematoloechus cf. complexus 
Veracruz (3.39%). Un caso especial es H. coloradensis y H. varioplexus que solo difieren 
el 2.04%, por lo que es conveniente analizar con detalle los caracteres morfológicos de 
ambas especies (Para ver todas divergencias consulte apéndice 3). 
La divergencia genética para el gen 28S dentro del grupo de Haematoloechus es 
muy variable, algunos valores son bajos, mientras que en otros son muy altos, éstos están 
en un intervalo de 0.59% a 17.6%, por ejemplo el valor más bajo lo presenta 
Haematoloechus cf. complexus Veracruz y H. illimis, (0.59%), el valor intermedio lo tiene 
H. longiplexus y H. illimis (8.69), el valor más alto lo expone Haematoloechus sp.2 y 
Haematoloechus sp.1 (17.6%) (Para ver todas divergencias consulte apéndice 3). 
 
 
 
 
7 ANÁLISIS MORFOLÓGICO 
Clase Trematoda Rudolphi, 1808. 
Orden Plagiorchiformes La Rue, 1957 
Familia Haematoloechidae Odening, 1964 
Género Haematoloechus Looss, 1899 
7.1 Haematoloechus floedae Harwood, 1932 
Caracterización basada en 5 ejemplares adultos: cuerpo piriforme, extremo anterior 
atenuado, longitud total 3.32–5.67 (4.35) mm por 1.5–1.97 (1.69) de ancho máximo a nivel 
del ecuador; ventosa oral esférica, subterminal, mide 0.30–0.50 (0.406) de diámetro 
anteroposterior por 0.28–0.45 (0.391) de diámetro transversal. Faringe globosa 0.16–0.23 
(0.20) de largo por 0.13–0.22 (0.192) de ancho; esófago no visible. Ciegos intestinales 
largos, extendiéndose casi al final del cuerpo, con una longitud de 2.35–4.82 (3.27). 
Acetábulo pequeño, pre-ecuatorial 0.13–0.15 (0.14) de diámetro anteroposterior por 0.13–
0.14 (0.13) de diámetro transversal; proporción ventosa oral:acetábulo 1:0.29–0.43 (0.36) 
de diámetro anteroposterior por 1:0.29–0.46 (0.38) de diámetro transversal. Testículos 
alargados o de forma oval, con bordes lisos o levemente irregulares; anterior mide 0.54–
0.61 (0.59) de largo por 0.31–0.44 (0.40) de ancho, el posterior de mayor tamaño 0.56–0.75 
(0.66) de largo por 0.27–0.55 (0.38) de ancho. Bolsa del cirro y vesícula seminal no 
visibles. Ovario muy lobulado localizado a un costado del acetábulo; mide 0.59–0.75 (0.64) 
de largo por 0.29–0.51 (0.39) de ancho; receptáculo seminal parcialmente sobrepuesto con 
el ovario. Glándulas vitelógenas dispuestas en racimos formando dos campos laterales, que 
abarcan desde la zona posterior de la bifurcación cecal, donde confluyen dorsalmente, hasta 
después del testículo posterior; la terminación de ambos campos es a diferentes niveles. 
Útero descendente desde el ovario, forma pequeñas asas transversales e intracecales; se 
dirige hacia la región posterior donde cubre al ovario y pasa entre los testículos formando 
pocas asas cortas, transversales e intratracecales. Útero ascendente forma asas 
longitudinales extracecales, que llegan hasta el nivel del ovario y algunas veces a inicios 
del testículo anterior; sube a la región anterior con asas cortas que pasan entre los testículos 
y a un costado del ovario, continua su trayecto formando grandes asas transversales 
María Yanet Velazquez Urrieta 
36 
 
intracecales y extracecales, finaliza en el poro genital; contiene una gran cantidad de 
huevos, miden 0.019–0.023 (0.022) de largo por 0.015–0.019 (0.016) de ancho. Poro 
genital localizado ventralmente a nivel de la faringe; poro excretor en la parte final de 
cuerpo. 
 
7.1.1 Comentarios taxonómicos 
Los ejemplares se diagnosticaron como Haematoloechus floedae Harwood, 1932 
con base en la presencia de: testículos alargados y algunas veces ovales, con contornos 
lisos; asas uterinas longitudinales extracecales que se extienden hasta el nivel del ovario o 
del testículo anterior, acetábulo pequeño y musculoso, relación ventosa oral:acetábulo 
[1:0.29–0.43 (0.36)] (Harwood, 1932). 
Haematoloechus floedae es similar a H. parviplexus Irwin, 1929; sin embargo, la 
diferencia entre ambas especies radica en la relación entre ventosa oral y el acetábulo; en H. 
floedae equivale a 1:0.31–0.41, mientras que en H. parviplexus es de 1:0.25; además las 
asas uterinas en H. parviplexus llegan a nivel del testículo posterior (Irwin, 1929), 
entretanto que en H. floedae terminan a nivel del ovario. También es similar a H. 
breviplexus Stafford, 1902, no obstante H. floedae no presenta testículos lobulados y H. 
breviplexus si; las asas uterinas en H. breviplexus llegan a nivel del testículo anterior, 
mientras que en H. floedae terminan a nivel del ovario. Así mismo es muy parecido a H. 
varioplexus Stafford, 1902; sin embargo en esta especie la relación ventosa oral:acetábulo 
es de 1:0.86, el ovario es levemente lobulado, y las asas uterinas solo llegan a nivel del 
testículo posterior (Stafford, 1902), mientras que en H. floedae el ovario es muy lobulado y 
las asas uterinas llegan a nivel del ovario y la relación ventosa oral:acetábulo es menor. 
 
 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
37 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
María Yanet Velazquez Urrieta 
38 
 
Figura 9. Haematoloechusfloedae vista ventral, escala 0.5 mm. 
7.2 Haematoloechus danbrooksi León-Règagnon y Paredes-Calderón, 2002 
Caracterización basada en 9 ejemplares juveniles de diferentes tamaños: cuerpo 
alargado, extremo anterior redondeado, longitud total 0.40–3.17 (1.61) por 0.12–0.79 (0.38) 
de ancho máximo; ventosa oral esférica subterminal 0.11–0.35 (0.23) de diámetro 
anteroposterior por 0.12–0.33 (0.24) de diámetro transversal. Faringe globosa 0.02–0.20 
(0.10) de largo por 0.02–0.17 (0.10) de ancho, con células glandulares en sus laterales; 
esófago no visible. Ciegos intestinales largos, gruesos, extendiéndose casi al final del 
cuerpo, con una longitud de 0.40–2.46 (1.27). Acetábulo pos-ecuatorial 0.06–0.108 (0.09) 
de diámetro anteroposterior por 0.06–0.108 (0.09) de diámetro transversal. Proporción 
ventosa oral:acetábulo 1:0.26–0.81 (0.51) de diámetro anteroposterior por 1:0.27–0.77 
(0.50) de diámetro transversal. Testículos esféricos o de forma oval con bordes lisos, 
dispuestos en diagonal, el anterior 0.03–0.36 (0.16) de largo por 0.04–0.31 (0.13) de ancho, 
el posterior de mayor tamaño, mide 0.03–0.38 (0.17) de largo por 0.04–0.34 (0.13) de 
ancho. Bolsa del cirro y vesícula seminal no visibles; ovario ovalado, con bordes liso, 
localizado al mismo nivel del acetábulo y totalmente sobrelapado; mide 0.06–0.32 (0.16) de 
largo por 0.04–0.21 (0.11) de ancho. Receptáculo seminal poco visible, posterior al ovario 
y ligeramente sobrelapado con este. Glándulas vitelógenas dispuestas en racimos formando 
dos campos laterales que abarcan desde la zona anterior del acetábulo donde confluyen 
dorsalmente, hasta después del testículo posterior. Útero no visible; poro genital localizado 
ventralmente a nivel de la faringe, poro excretor en la parte final de cuerpo. 
 
7.2.1 Comentarios taxonómicos 
Los ejemplares se diagnosticaron como H. danbrooksi con base en: acetábulo que mide 
0.06–0.108 (0.09) de diámetro, la relación ventosa oral:acetábulo 1:0.26–0.81 (0.50), 
además de la forma de los testículos y ovario (León-Règagnon y Paredes-Calderón, 2002). 
Haematoloechus danbrooksi es muy parecido a H. meridionalis León-Règagnon et al., 
2002; pero su diferencia radica en: 1) la relación ventosa oral:acetábulo (en H. meridionalis 
equivale a 1:4.4–5.2, mientras que en H. danbrooksi es de 1:0.32–0.45); 2) la posición de 
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39 
 
las células glandulares (en H. meridionalis se localizan en la parte anterior y posterior de la 
faringe, mientras que en H. danbrooksi se ubican en los laterales de la faringe) (León-
Règagnon y Paredes-Calderón, 2002). Los ejemplares presentan caracteres morfológicos 
poco desarrollados, por lo cual su identificación definitiva fue con base a secuencias de 
ADN. 
 
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40 
 
 
Figura 10. Haematoloechus danbrooksi vista ventral escala 0.5 mm. 
 
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7.3 Haematoloechus cf. complexus Seely, 1906 
Caracterización basada en 13 ejemplares juveniles: cuerpo alargado, extremo 
anterior ligeramente atenuado, longitud total 1.11–3.49 (1.92) por 0.11–0.83 (0.49) de 
ancho máximo a nivel del testículo anterior. Ventosa oral semiesférica, subterminal, mide 
0.14–0.35 (0.21) de diámetro anteroposterior por 0.15–0.33 (0.21) de diámetro transversal. 
Faringe globosa, mide 0.07–0.20 (0.11) de largo por 0.07–0.19 (0.11) de ancho, esófago 
poco visible. Ciegos intestinales largos, extendiéndose casi al final del cuerpo, con una 
longitud de 0.61–3.08 (1.54). Acetábulo pre-ecuatorial, mide 0.10–0.21 (0.14) de diámetro 
anteroposterior por 0.10–0.23 (0.15) de diámetro transversal; relación ventosa 
oral:acetábulo 1:0.64–0.97 (0.77) de diámetro anteroposterior por 1:0.60–0.88 (0.74) de 
diámetro transversal. Testículos de forma oval con bordes lisos, el anterior mide 0.11–0.39 
(0.22) de largo por 0.10.30 (0.29) de ancho, el posterior es de mayor tamaño, mide 0.13–
0.48 (0.29) de largo por 0.04-0.093 (0.24) de ancho, bolsa del cirro y vesícula seminal no 
visibles. Ovario ovalado con márgenes lisos, localizado dorsalmente a un costado del 
acetábulo, mide 0.16–0.64 (0.26) de largo por 0.10–0.43 (0.18) de ancho, receptáculo 
seminal no visible. Glándulas vitelógenas dispuestas en racimos formando dos campos 
laterales, que abarcan desde la zona posterior a la bifurcación cecal, donde confluyen 
dorsalmente, hasta el final del testículo posterior. Útero visible solo en 8 ejemplares: 
descendente a nivel del ovario formando pocas asas transversales, intracecales; se dirige a 
la región posterior, pasando entre los testículos. Útero ascendente forma asas intracecales; 
se dirige a la región anterior, pasando entre los testículos, formando asas transversales. 
Contiene poco huevos que miden 0.019–0.030 (0.020) de largo por 0.017–0.019 (0.018) de 
ancho; poro genital situado ventralmente a nivel de la faringe, poro excretor en la parte 
final de cuerpo. 
 
7.3.1 Comentarios taxonómicos 
Esta especie de Haematoloechus es muy similar morfológicamente a H. complexus Seely, 
1906, debido a algunas estructuras diagnósticas visibles, como la forma de los testículos y 
ovario, así como el tamaño del acetábulos. Sin embargo, estos difieren en el tamaño del 
acetábulo y la relación de la ventosa oral:acetábulo; en H. complexus tiene un diámetro de 
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42 
 
0.38 y la relación de la ventosa oral:acetábulo es 1:0.95; mientras que en nuestro ejemplar 
el acetábulo mide 0.14 y la relación es de 1:0.77. Sin embargo no podemos llegar a algo 
concluyentes debido a que todos los ejemplares están en estado juvenil y sus caracteres no 
están completamente desarrollados; por lo cual su identificación se realizo con base en 
secuencias de ADN; de esta manera nuestro material corresponde a la detectada 
anteriormente por León-Règagnon en el 2010, a las que denominó H. cf. complexus. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 11. Haematoloechus cf. complexus vista ventral escala 0.5 mm. 
 
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7.4 Haematoloechus sp. 1 
Caracterización basada en 31 ejemplares adultos: cuerpo alargado, extremo anterior 
y posterior atenuado, longitud total de 3.87–6.42, (5.32) mm por 0.36–1.50 (0.85) ancho 
máximo a nivel ecuatorial. Tegumento espinoso. Células glandulares en el extremo 
anterior, dispuestas en dos campos laterales en forma de racimos, desde el último tercio de 
la ventosa oral hasta la bifurcación cecal. Ventosa oral pequeña, subterminal, ovalada 
horizontalmente; mide 0.18–0.47 (0.26) de diámetro anteroposterior por 0.12–0.40 (0.30) 
de diámetro transversal. Faringe globosa, mide 0.08–0.18 (0.14) de largo, por 0.09–0.19 
(0.14) de ancho, representa el 52.20% de la ventosa oral de largo y el 49.17% de ancho; 
esófago largo, dando un giro entre la bifurcación cecal y la faringe, visible en 4 ejemplares, 
mide 0.09–0.13 (0.11) por 0.04–0.05 (0.05) de ancho. Ciegos intestinales de forma 
irregular, extendiéndose casi al final del cuerpo, con una longitud de 3.32–5.57 (4.34); 
representan 85.6–86.6 % (81.5%) de la longitud total (LT). Acetábulo muy pequeño, poco 
desarrollado y pre-ecuatorial 0.04–0.09 (0.06) de diámetro anteroposterior por 0.05–0.09 
(0.06) de diámetro transversal; relación ventosa oral:acetábulo 1:0.15–0.38 (0.28) de 
diámetro anteroposterior por 1:0.15–0.32 (0.27) de diámetro transversal; se localiza a 1.23–
1.97 (1.67) del extremo anterior (30.8–31.7% [31.5%] de la LT). Dos testículos esféricos o 
de forma oval con bordes lisos, inmediatamente después del receptáculo seminal, el anterior 
mide 0.24–0.63 (0.47) de largo por 0.22–0.60 (0.41) de ancho, el posterior de mayor 
tamaño, mide 0.28–0.66 (0.49) de largo por 0.19–0.60 (0.42) de ancho. Bolsa del cirro y 
vesícula seminal poco visibles; ovario reniforme, anterior al receptáculo seminal, con 
márgenes lisos; mide 0.16–0.54 (0.38) de largo por 0.10–0.33 (0.23) de ancho,