A diagnostic study comparing conventional and real-time PCR for Strongyloides stercoralis on urine and on faecal samples en es

Vista previa del material en texto

Acta Trópica 190 (2019) 284–287
Listas de contenidos disponibles enCienciaDirecta
Acta Trópica
revista Página de inicio:www.elsevier.com/locate/actatropica
Un estudio de diagnóstico que compara la PCR convencional y en tiempo real 
para Strongyloides stercoralisen orina y en muestras fecales
fabio formentia,⁎, Julia La Marcaa, Francesca Perandína, Bárbara Pajolaa, Miryam Romanob, 
Beatriz Santuccia, Ronaldo Silvaa, Giovanni Giorlia, Zenón Bisoffia,C, Dora Bonfratea
aCentro de Enfermedades Tropicales, IRCCS Hospital Sacro Cuore Don Calabria, Negrar, 37024, Italia
bDepartamento de Microbiología Molecular e Inmunología, Escuela de Salud Pública Johns Hopkins Bloomberg, Baltimore, MD, 21205, EE. UU.
CDepartamento de Diagnóstico y Salud Pública, Universidad de Verona, Italia
INFORMACIÓN DEL ARTÍCULO ABSTRACTO
Palabras clave:
Strongyloides stercoralis 
ADN
Prueba de diagnóstico
Diagnóstico
muestra de orina
muestra fecal
Strongyloides stercoralises un helminto transmitido por el suelo con una amplia distribución en áreas tropicales y 
subtropicales. el diagnostico deS. stercoralisla infección puede ser un desafío, debido a la baja sensibilidad del examen 
microscópico de las muestras de heces y el coprocultivo. En la última década, diferentes técnicas propias de biología 
molecular paraS. stercoralisse han aplicado. Demostraron una buena precisión, aunque la sensibilidad aún no parece lo 
suficientemente alta. Recientemente, se ha evaluado una nueva técnica de PCR para la detección deS. stercoralisADN en la 
orina. El objetivo de este trabajo fue comparar la sensibilidad de la PCR en tiempo real (qPCR) en heces utilizada de forma 
rutinaria en el Centro de Enfermedades Tropicales
objetivo secundario, estabilidad 
de ácidos nucleicos en u
CTD y resultado positivo en la detección de rutina con serología paraS. stercoralisfueron invitados, previo consentimiento por 
escrito, a suministrar muestras de heces y orina para biología molecular. Se incluyó una muestra por conveniencia de 30 
pacientes. La sensibilidad de la qPCR en heces resultó del 63%, y la de la PCR basada en orina fue del 17%. En todas las 
muestras tratadas con el Tampón Acondicionador de Orina®no había ADN detectable. En conclusión, la sensibilidad de la 
nueva técnica resultó baja y necesita una mayor implementación antes de ser considerada como una alternativa válida al 
método validado.
se (CTD
evaluar
rine duri
) de Negrar, Verona, Italia, con el de la novela PCR basada en orina. Como tampón 
acondicionador de orina® (Zymoresearch) con el objetivo de mejorar el almacenamiento/
transporte de muestras de ng a temperatura ambiente. Pacientes que asisten a la
1. Introducción y la especificidad del diagnóstico (Lodh et al., 2013;Verweij et al., 2009). 
Actualmente, los protocolos moleculares para helmintos son en su mayoría 
métodos internos, disponibles en centros de referencia, aunque su uso se está 
expandiendo. Recientemente, una PCR basada en la amplificación de una 
secuencia altamente repetida deS. stercoralisen la orina ha sido evaluado para la 
detección deS. stercoralisen especímenes recolectados en un área endémica del 
norte de Argentina, y mostró resultados prometedores (Lodh et al., 2016b).
El objetivo principal de este trabajo fue comparar la sensibilidad de qPCR en 
heces para el diagnóstico de estrongiloidiasis con amplificación de PCR basada en 
orina filtrada. Como objetivo secundario se evaluó un Tampón Acondicionador de 
Orina®Zymoresearch, cuyo objetivo es preservar el ADN en muestras de orina 
hasta 30 días antes del análisis.
Strongyloides stercoralises un helminto transmitido por el suelo (STH) que 
afecta a entre 100 y 370 millones de personas en todo el mundo (Bisoffi et al., 
2013;Schar et al., 2013). El parásito conduce a una infección crónica que 
principalmente causa síntomas leves o ninguno. Sin embargo, los huéspedes 
inmunosuprimidos corren el riesgo de sufrir un síndrome que es invariablemente 
mortal si no se trata con prontitud y, a veces, a pesar del tratamiento (Bonfrate et 
al., 2013; Greaves et al., 2013;Lam et al., 2006). El diagnóstico es desafiante: la 
microscopía de heces, comúnmente utilizada para otras STH, tiene baja 
sensibilidad para la detección deS. stercoralis,mientras que la serología es muy 
sensible pero puede tener resultados falsos positivos debido a las reacciones 
cruzadas y la persistencia a largo plazo de los anticuerpos después del tratamiento 
(Bisoffi et al., 2014). En los últimos años se han desarrollado métodos basados en 
el ADN para detectar parásitos intestinales en muestras de heces y en orina (
Formenti et al., 2017; Friesen et al., 2018;Ibironke et al., 2012;Menú et al., 2018; 
Qvarnström et al., 2018;Schuurs et al., 2018), aumentando la sensibilidad
⁎Autor correspondiente.
Dirección de correo electrónico:fabio.formenti@sacrocuore.it (F. Formenti).
https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2018.12.001
Recibido el 15 de junio de 2018; Recibido en forma revisada el 27 de noviembre de 2018; Aceptado el 2 de diciembre de 2018 
Disponible en línea el 3 de diciembre de 2018
0001-706X/ © 2018 Los autores. Publicado por Elsevier BV Este es un artículo de acceso abierto bajo la licencia CC BY 
(http://creativecommons.org/licenses/BY/4.0/).
Traducido del inglés al español - www.onlinedoctranslator.com
http://www.sciencedirect.com/science/journal/0001706X
https://www.elsevier.com/locate/actatropica
https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2018.12.001
https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2018.12.001
mailto:fabio.formenti@sacrocuore.it
https://doi.org/10.1016/j.actatropica.2018.12.001
http://crossmark.crossref.org/dialog/?doi=10.1016/j.actatropica.2018.12.001&domain=pdf
https://www.onlinedoctranslator.com/es/?utm_source=onlinedoctranslator&utm_medium=pdf&utm_campaign=attribution
F. Formenti et al. Acta Trópica 190 (2019) 284–287
2. Métodos Cada muestra se procesó con QIAmp DNA Blood Mini Kit Qiagen, MD de 
acuerdo con el protocolo del fabricante. La cantidad de ADN recuperado se 
midió con el espectrofotómetro Thermo Scientific Milwaukee, WI de 
NanaDrop ND-1000 y se almacenó a -20 °C.
2.1. Diseño del estudio y participantes
Este estudio prospectivo preliminar se ha realizado sobre una muestra de 
conveniencia de 30 pacientes. Todos los pacientes consecutivos mayores de 18 
años atendidos en el Centro de Enfermedades Tropicales, CTD – IRCCS Hospital 
Sacro Cuore Don Calabria, Negrar, Verona, Italia y que presenten una serología 
positiva paraS. stercoralisse les ofreció participar en el estudio. A los pacientes que 
dieron su consentimiento informado por escrito se les pidió que suministraran 
una muestra de heces y una de orina. La qPCR en heces se realizó en el CTD, como 
en la práctica habitual. La PCR basada en orina se realizó en la John Hopkins 
Bloomberg School of Public Health, Baltimore, Estados Unidos.
2.7. qPCR
El protocolo para qPCR siguió el descrito por (Verweij et al., 2009). Se 
incluyeron controles positivos y negativos en todos los experimentos; los 
controles positivos fueron dos grupos de ADN positivo para los objetivos 
incluidos en la qPCR. Uno tenía un Ct bajo (30 < Ct < 36) y el otro un Ct alto 
(37 < Ct < 39,9). Para todos los análisis de qPCR, el umbral se estableció en 
200. Como control para los inhibidores y la amplificación de qPCR, el ADN 
exógeno de PhHV-1 se amplificó con la siguiente mezcla de cebadores y 
sondas. (PhHV-267 s F 5′-GGGCGAATCACAGATTGAATC -3′,PhHV-337as R 5′-
GCGGTTCCAAACGTACCAA -3′,PhHV-305tq Cy5 -5′-TTTT 
TATGTGTCCGCCACCATCTGGATC-3′-BHQ2).
2.2. Cuestiones éticas
El protocolo del estudio recibió la autorización ética del Comité Ético 
local competente, Comitato Etico per la Sperimentazione Clinica delle 
Province di Verona e Rovigo, protocolo número 7406 y autorizado para uso 
anónimo por la Universidad Johns Hopkins IRB número 6199.
2.8. PCR convencional
Los cebadores se diseñaron específicamente para amplificar un 
fragmento de 125 pb deaS. stercoralissecuencia repetitiva dispersa, 
GenBank: AY08262 (Lodhet al., 2016a). El cebador directo fue SSC-F 5′CTC 
AGC TCC AGT AAA GCA ACA G 3′y el cebador inverso fue SSC-R 5′AGC TGA 
ATC TGG AGA GTG AAG A 3′.La amplificación por PCR fue en un volumen de 
15 μL con Taq 2X Master-mix, New England Biolabs, Ipswich, Mass., 0,75 μL, 
de 10 μL de cada cebador, 1–2 μL 20–100 ng/ μL de ADN, McCl2y agua de 
grado PCR. El perfil de amplificación fue desnaturalización inicial a 95 C por 
10 min, y 35 ciclos a 95 C por 1 min, 63 C por 1 min 30 s, 72 C por 1 min y una 
extensión final a 72 C por 10 min. Para confirmar la amplificación y el 
tamaño del amplicón, los productos de la PCR se resolvieron en un gel de 
agarosa al 2 % teñido con bromuro de etidio, Sigma-Aldrich, St. Louis, MO.
2.3. Métodos de prueba: serología
La prueba serológica utilizada es una prueba IFAT de inmunofluorescencia utilizada 
de forma rutinaria en el CTD. Es un método interno que detecta anticuerpos IgG contraS. 
stercoralis.Para preparación de antígeno, intactoS. stercoralis Las larvas filariformes se 
obtienen a partir de un cultivo positivo de heces en carbón vegetal, como se ha descrito 
anteriormente (Boscolo et al., 2007). Los controles negativos y positivos se colocan en los 
pocillos de un portaobjetos. Los mismos portaobjetos contienen sueros de pacientes en 
diferentes diluciones. La reacción se lee utilizando un microscopio de fluorescencia. Se 
pueden encontrar más detalles en (http://www. tropicalmed.eu). Muestras con títulos de 
anticuerpos≥1∶20 se consideran positivos.
2.9. análisis estadístico
2.4. Extracción de ADN de las heces Los resultados de qPCR en heces y PCR convencional en orina filtrada se 
presentan en tablas de contingencia. Las sensibilidades (Se) y las probabilidades 
de falso negativo (FNP) para cada prueba se calcularon comparando sus 
resultados con los resultados de IFAT. Los resultados de las dos técnicas también 
se estratificaron en función de un umbral de título de anticuerpos de 160, que 
define resultados cercanos al 100 % de especificidad, como se describió 
anteriormente (Bisoffi et al., 2014). La concordancia entre las dos pruebas se 
estimó por las concordancias global, positiva y negativa. Se presentan la relación 
de sensibilidades, la prueba de McNemar y el coeficiente Kappa para evaluar más 
a fondo la concordancia entre las dos pruebas. Todos los parámetros estimados se 
presentan con sus respectivos intervalos de confianza (IC) del 95 % y un nivel de 
significación estadística fijado en el 5 %.
Las muestras de heces se recolectaron como se describió anteriormente (
Formenti et al., 2015) según el protocolo de procedimiento de nuestro laboratorio. 
El ADN se extrajo con el instrumento MagnaPure LC.2 de Roche Diagnostic, 
Monza, Italia, siguiendo el protocolo “DNA I Blood_Cells High performance II”, 
utilizando el kit “Kit de aislamiento de ADN I” de Roche. El ADN se eluyó en un 
volumen final de 100 μl.
2.5. preparación de orina filtrada
Se recolectaron dos alícuotas de aproximadamente 40 ml de orina entre las 8 
y las 11 am, según lo descrito porLodh et al. (2016a,b). Brevemente; una alícuota 
se filtró a través de un disco Whatman No. 3 de 12,5 cm, a más tardar 2-3 h 
después de la recolección de la muestra de orina. La segunda alícuota se trató con 
un conservante de orina, Urine Conditioning Buffer, Zymo Research y se filtró 
después de 24 h. El disco del filtro se secó bajo una cubierta a prueba de moscas y 
se almacenó en una bolsa de plástico sellada con desecante a 4 °C para su envío a 
Baltimore.
3. Resultados
Se propuso la participación en el estudio a 30 pacientes elegibles 
consecutivos: todos aceptaron y suministraron muestras de heces y orina (
Figura 1).
De estos 30 pacientes evaluados, 9 (30%) eran mujeres y 21 (70%) hombres; la 
mediana de edad fue de 30,5 (RIC 25 a 53). Tres pacientes eran de América del Sur, 
5 de Italia y 22 de África. Siete muestras fueron excluidas del análisis de la PCR 
convencional en orina y también del análisis de concordancia de las pruebas, ya 
que no había ADN humano detectable en los filtros. En el conjunto de datos 
completo, 19/30 pacientes (63,3 %) dieron positivo en la qPCR en heces. Teniendo 
en cuenta el conjunto de datos de 23 pacientes, 15 sujetos (65,2 %) dieron positivo 
en la qPCR en heces y 4 (17,4 %) dieron positivo en la PCR convencional en orina. 
Las dos medidas de precisión de las pruebas se presentan entabla 1.
La concordancia entre las dos pruebas, considerando los datos de 23 
pacientes presentados enTabla 2. Las concordancias globales, positivas y 
negativas son 52,2% (IC 31,8–72,6), 26,7% (IC 7,8–55,1) y 100,0%
2.6. Extracción de ADN de orina para PCR convencional
Los papeles de filtro recibidos en Baltimore fueron tratados de manera similar 
a la extracción anterior (Lodh et al., 2016b): los papeles obtenidos mediante el uso 
de Zymo Urine Conditioning Buffer se procesaron por separado. Cada disco de 
filtro se retiró de su funda de plástico y se retiraron del filtro 15 discos de 1,0 mm 
de diámetro, se transfirieron a un tubo Eppendorf de 2,0 ml y se añadieron 800 μl 
de agua libre de nucleasas. Después de la incubación a 95 °C durante 10 min, las 
muestras se sometieron a agitación suave durante la noche a temperatura 
ambiente. Después del reposo durante la noche, los tubos se centrifugaron a 4000 
rpm para empaquetar el papel y se eliminó el sobrenadante.
285
http://www.tropicalmed.eu
http://www.tropicalmed.eu
F. Formenti et al. Acta Trópica 190 (2019) 284–287
4. Discusión
Si bien la sensibilidad de la qPCR resultó en línea con los resultados 
anteriores (Bonfrate et al., 2017,2018), la sensibilidad de la PCR convencional 
en orina apareció en contraste con hallazgos previos (Lodh et al., 2016b). En 
particular, la concordancia entre las dos técnicas resultó de baja a pobre al 
comparar las probabilidades de concordancia global y positiva y también al 
evaluar más a fondo el coeficiente Kappa de Cohen y la prueba de diferencia 
entre sensibilidades de McNemar. Además, el conjunto de datos presentó 7 
muestras en las que no se detectó ADN, probablemente debido a un 
problema durante el proceso de extracción de ADN, según lo confirmado 
por el análisis en Nanodrop. Sería importante comprender mejor si una 
cierta cantidad de pacientes se someterían a una segunda ronda de 
pruebas. En términos de resultados, si los "casos sin ADN" se consideraran 
negativos, la sensibilidad de la PCR convencional caería a una sensibilidad 
tan baja como 13,3% (IC 3,8-30,7). Hay algunas razones que podrían haber 
causado la discrepancia en los resultados de las dos técnicas de PCR. 
Primero,S. stercoralisinfección (Requena-Méndez et al., 2013), aún pasan por 
alto una alta proporción de infecciones, clasificando erróneamente algunos 
resultados positivos como negativos. Esto tiende a provocar una 
sobreestimación de la sensibilidad de la prueba evaluada. Por otro lado, la 
serología es actualmente el método diagnóstico con mayor sensibilidad (
Requena-Méndez et al., 2013) para el diagnóstico de estrongiloidiasis, 
encontrando así una mayor proporción de casos positivos en una población 
en comparación con cualquier otro método disponible hasta el momento. 
Otros factores podrían haber influido en los resultados, por ejemplo, los 
diferentes entornos, en particular en relación con dos aspectos diferentes: i) 
los pacientes incluidos en Argentina (Lodh et al., 2016b) podría haber tenido 
un nivel más alto de infección, lo que implica niveles más altos de ADN del 
parásito detectables en la orina; esto también es plausible si se considera 
que esos pacientes se inscribieron sobre la base de pruebas fecales 
positivas; y ii) la posible presencia de diferentesS. stercoralisgenotipos, no 
todos ellos necesariamente detectados por la PCR convencional en orina. 
Aunque por el momento no hay evidencia que apoye la existencia de 
diferentes genotipos de
S. stercoraliscon diferente origen geográfico, es posible que diferentes 
cebadores de PCR identifiquen solo algunos genotipos.Los autores 
reconocen el tamaño de muestra limitado considerado en este estudio 
preliminar; de hecho, es necesario realizar más estudios para evaluar el uso 
potencial y la implementación de la PCR en muestras que no sean heces. En 
particular, la ventaja de un método molecular en la orina es que la filtración 
se lleva a cabo en el campo y la orina se puede obtener fácilmente, filtrar y 
secar en 2 a 3 horas, y cuando la muestra está seca, se puede poner en un 
recipiente de plástico. bolsa con desecante y transportada con poco costo a 
un centro de análisis.
Figura 1.Diagrama de flujo para la selección de pacientes y muestras analizadas.
tabla 1
qPCR en heces y PCR convencional en medidas de precisión de orina filtrada. Se = 
Sensibilidad, FNP = Probabilidad de Falso Negativo. * Comparamos los resultados 
incluyendo las muestras 23 y 30.
Serología positiva (n = 30)
qPCR en heces PCR convencional en
orina filtrada
Número de muestras
probado
Muestras positivas
Se (95% IC)
30* 23* 23
19
63,3%
(43,9-80,1)
36,7%
(19.9-56.1)
15
65,2%
(42,7-83,6)
34,8%
(16.4-57.3)
4
17,4% (5-38,8)
FNP (95% IC) 82,6% (61,2-95,1)
Tabla 2
Acuerdo de pruebas qPCR y PCR.
qPCR en heces PCR en orina filtrada
+ – Total
+
–
Total
4
0
4
11
8
19
15
8
23
(IC 64,1-100,0), respectivamente. Además, evaluamos la concordancia entre 
las sensibilidades de las pruebas qPCR y PCR mediante la prueba de 
McNemar, el valor p exacto de 0,001 y el coeficiente kappa de 0,2019 (IC
− 0,0034 a 0,4072).
Los resultados de qPCR y PCR se clasificaron según el título de IFAT (
Tabla 3). La concordancia global positiva y negativa derivada de estos 
resultados es del 60% (IC 14,7 a 94,7), 50% (IC 6,7 a 93,2) y 100% (IC 2,5 a 
100), respectivamente para títulos menores de 160. Para títulos mayores o 
igual a 160 en cambio, las estimaciones de concordancia general, positiva y 
negativa son 50 % (IC 26,0 a 73,9), 18,2 % (IC 2,3 a 51,8) y 100 % (IC 59,0 a 
100), respectivamente.
5. Conclusión
Nuestros resultados preliminares mostraron una sensibilidad 
insatisfactoria y un FNP alto de la PCR convencional en orina. Si bien esta 
nueva técnica en orina tiene varias ventajas prácticas, especialmente para su 
uso en el campo, se necesitan mejoras adicionales para considerarlo un 
método alternativo confiable para el diagnóstico deS. stercoralisinfección.
Tabla 3
Coincidencia de las pruebas qPCR y PCR estratificadas para el título de anticuerpos. Fondos
qPCR en heces PCR en orina filtrada Título serológico
La financiación de los experimentos realizados en Baltimore se 
proporcionó a través del Instituto Nacional de Salud (NIH) R21AI113475-02.+ – Total
+
–
Total
+
–
Total
2
0
2
2
0
2
2
1
3
9
7
dieciséis
4
1
5
11
7
18
< 160
Agradecimientos
≥160 Agradecemos al profesor Clive Shiff por inspirar el estudio y ayudar 
con el proyecto. Nos gustaría agradecer a todo el equipo de CTD por 
ayudar en la recolección de muestras de orina.
286
F. Formenti et al. Acta Trópica 190 (2019) 284–287
Referencias Ibironke, O., Koukounari, A., Asaolu, S., Moustaki, I., Shiff, C., 2012. Validación de un nuevo
hacer una prueba porSchistosoma haematobiumbasado en la detección de laDra.1 fragmento 
repetido de ADN en orina: evaluación mediante análisis de clases latentes. PLoS negl. trop. Dis. 6, 
e1464. Lam, CS, Tong, MK, Chan, KM, Siu, YP, 2006. Estrongiloidiasis diseminada: un
estudio prospectivo del curso clínico y el resultado. EUR. J. Clin. Microbiol. Infectar. Dis. 25, 
14–18.
Lodh, N., Mwansa, JC, Mutengo, MM, Shiff, CJ, 2013. Diagnóstico deesquistosoma
mansonisin heces: comparación de tres pruebas diagnósticas para detectarEsquistosoma 
mansoniinfección por orina filtrada en Zambia. Soy. J. Trop. Medicina. Hig. 89, 46–50. Lodh, 
N., Caro, N., Sofer, S., Scott, A., Krolewiecki, A., Shiff, C., 2016a. Diagnóstico de
Strongyloides stercoralis:detección de ADN derivado de parásitos en la orina. Acta Trop. 163, 9–13.
Lodh, N., Caro, R., Sofer, S., Scott, A., Krolewiecki, A., Shiff, C., 2016b. Diagnóstico de
Strongyloides stercoralis: detección de ADN derivado de parásitos en orina. Acta Trop. 163, 
9–13.
Menu, E., Mary, C., Toga, I., Raoult, D., Ranque, S., Bittar, F., 2018. Evaluación de dos
Métodos de extracción de ADN para la detección basada en PCR de patógenos entéricos eucariotas en 
muestras fecales. Resolución BMC. Notas 11, 206.
Qvarnstrom, Y., Benedict, T., Marcet, PL, Wiegand, RE, Herwaldt, BL, da Silva, AJ,
2018. Detección molecular de Cyclospora cayetanensis en muestras de heces humanas 
mediante extracción de ADN basada en UNEX y PCR en tiempo real. Parasitología 145, 865–
870. Requena-Mendez, A., Chiodini, P., Bisoffi, Z., Buonfrate, D., Gotuzzo, E., Muñoz, J., 2013.
El diagnóstico de laboratorio y el seguimiento de la estrongiloidiasis: una revisión sistemática. PLoS 
negl. trop. Dis. 7, e2002.
Schar, F., Trostdorf, U., Giardina, F., Khieu, V., Muth, S., Marti, H., Vounatsou, P.,
Odermatt, P., 2013. Strongyloides stercoralis: distribución global y factores de riesgo. 
PLoS negl. trop. Dis. 7, e2288.
Schuurs, TA, Koelewijn, R., Brienen, EAT, Kortbeek, T., Mank, TG, Mulder, B.,
Stelma, FF, van Lieshout, L., van Hellemond, JJ, 2018. Armonización de la detección de patógenos 
intestinales basada en PCR: experiencias del esquema holandés de evaluación externa de la calidad 
sobre el diagnóstico molecular de protozoos en muestras de heces. clin. química Laboratorio. 
Medicina. 56, 1722-1727.
Verweij, JJ, Canales, M., Polman, K., Ziem, J., Brienen, EA, Polderman, AM, van
Lieshout, L., 2009. Diagnóstico molecular de Strongyloides stercoralis en muestras fecales mediante 
PCR en tiempo real. Trans. R. Soc. trop. Medicina. Hig. 103, 342–346.
Bisoffi, Z., Buonfrate, D., Montresor, A., Requena-Mendez, A., Muñoz, J., Krolewiecki,
AJ, Gotuzzo, E., Mena, MA, Chiodini, PL, Anselmi, M., Moreira, J., Albonico, M., 2013. 
Strongyloides stercoralis: un alegato para la acción. PLoS negl. trop. Dis. 7, e2214. 
Bisoffi, Z., Buonfrate, D., Sequi, M., Mejía, R., Cimino, RO, Krolewiecki, AJ, Albonico,
M., Gobbo, M., Bonafini, S., Angheben, A., Requena-Mendez, A., Muñoz, J., Nutman,
TB, 2014. Precisión diagnóstica de cinco pruebas serológicas para la infección por Strongyloides 
stercoralis. PLoS negl. trop. Dis. 8, e2640.
Boscolo, M., Gobbo, M., Mantovani, W., Degani, M., Anselmi, M., Monteiro, GB,
Marocco, S., Angheben, A., Mistretta, M., Santacatterina, M., Tais, S., Bisoffi, Z., 2007. 
Evaluación de un ensayo de inmunofluorescencia indirecta para estrongiloidiasis como 
herramienta de diagnóstico y seguimiento. clin. Vac. inmunol. 14, 129–133.
Buonfrate, D., Requena-Mendez, A., Angheben, A., Munoz, J., Gobbi, F., Van Den Ende, J.,
Bisoffi, Z., 2013. Estrongiloidiasis severa: una revisión sistemática de informes de casos. BMC 
infectado. Dis. 13, 78.
Buonfrate, D., Perandin, F., Formenti, F., Bisoffi, Z., 2017. Un estudio retrospectivo com-
cultivo en placa de agar de corte, inmunofluorescencia indirecta y PCR en tiempo real para el 
diagnóstico de infección por Strongyloides stercoralis. Parasitología 144, 812–816. 
Buonfrate, D., Requena-Mendez, A., Angheben, A., Cinquini, M., Cruciani, M., Fittipaldo,
A., Giorli, G., Gobbi, F., Piubelli, C., Bisoffi, Z., 2018. Precisión de las técnicas de biología 
molecular para el diagnóstico de la infección por Strongyloides stercoralis: revisión 
sistemática y metanálisis. PLoS negl. trop. Dis. 12, e0006229.
Formenti, F., Perandin, F., Bonafini, S., Degani, M., Bisoffi, Z., 2015. [Evaluación de la
nueva prueba ImmunoCard STAT!(R) CGE para el diagnóstico de amebiasis]. Toro. Soc. 
Patol. exot. 108, 171–174.
Formenti, F., Valerio, M., Guerrero, M., Perandin, F., Pajola, B., Mistretta, M., Tais, S.,
Degani, M., Bisoffi, Z., 2017. La biología molecular puede cambiar el enfoque de 
laboratorio clásico para las infecciones por protozoos intestinales. Frente. Microbiol. 8, 
2191. Friesen, J., Fuhrmann, J., Kietzmann, H., Tannich, E., Muller, M., Ignatius, R., 2018.
Evaluación del ensayo de PCR múltiplexde parásitos LightMix Gastro de Roche que detecta 
Giardia duodenalis, Entamoeba histolytica, cryptosporidia, Dientamoeba fragilis y 
Blastocystis hominis. clin. Microbiol. Infectar.
Greaves, D., Coggle, S., Pollard, C., Aliyu, SH, Moore, EM, 2013. Strongyloides ster-
infección por coralis. BMW 347, f4610.http://www.tropicalmed.eu.
287
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0005
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0005
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0005
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0010
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0010
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0010
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0010
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0015
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0015
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0015
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0015
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0020
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0020
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0020
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0025
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0025
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0025
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0030
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0030
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0030
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0030
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0035
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0035
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0035
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0040
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0040
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0040
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0045
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0045
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0045
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0045
http://www.tropicalmed.eu
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0055
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0055
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0055
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0060
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0060
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0060
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0065
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0065
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0065
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0070
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0070
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0070
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0075
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0075
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0075
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0080
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0080
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0080
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0085
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0085
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0085
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0090
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0090
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0090
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0095
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0095
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0095
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0100
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0100
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0100
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0100
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0100
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0105
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0105
http://refhub.elsevier.com/S0001-706X(18)30760-5/sbref0105
	A diagnostic study comparing conventional and real-time PCR for Strongyloides stercoralis on urine and on faecal samples
	Introduction
	Methods
	Study design and participants
	Ethical issues
	Test methods: serology
	DNA extraction from feces
	Filtered urine preparation
	DNA extraction from urine for conventional PCR
	qPCR
	Conventional PCR
	Statistical analysis
	Results
	Discussion
	Conclusion
	Funding
	Acknowledgements
	References