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UFRGS

REJANE SOUZZA

10/4/2022

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Parasitología

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FACULTAD DE MEDICINA HUMANA

DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE CIENCIAS BÁSICAS

GUIA PRÁCTICA DE
PARASITOLOGÍA

ALUMNO: …………………………………………….………….…………………

PROFESOR:…………………………………… DIA-GRUPO:…………………

LIMA-PERÚ
2016-II

FMH-USMP-Parasitología 2016

PROPIEDAD INTELECTUAL: Departamento Académico de Ciencias Básicas- USMP
RESPONSABLE DE LA ASIGNATURA: Dra. Maritza M . Calderón Sánchez
GUIA ELABORADA POR: Dr. Juan A . Jiménez Chunga

LIMA - PERÚ
2016-II

FMH-USMP-Parasitología 2016

3
CONTENIDO

Páginas
INTRODUCCION ............................................................................................................ 4
PRÁCTICA 1................................................................. ¡Error! Marcador no definido.
NORMAS DE BIOSEGURIDAD .................................................................................... 5
PRÁCTICA 2................................................................. ¡Error! Marcador no definido.
MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO ............................................... 11
PRÁCTICA 3.................................................................................................................. 19
CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE ............................................................. 19
PROTOZOARIOS Y HELMINTOS INTESTINALES ................................................. 19
PRÁCTICA 4.................................................................................................................. 23
IDENTIFICACIÓN DE AMEBAS INTESTINALES .................................................. 23
Y DE VIDA LIBRE ........................................................................................................ 23
PRÁCTICA 5.................................................................................................................. 31
IDENTIFICACIÓN DE FLAGELADOS Y ................................................................... 31
CILIADOS INTESTINALES ......................................................................................... 31
PRÁCTICA 6.................................................................................................................. 35
IDENTIFICACIÓN DE ESPOROZOARIOS INTESTINALES Y TISULARES ......... 35
PRÁCTICA 7.................................................................................................................. 42
IDENTIFICACIÓN DE FLAGELADOS HEMÁTICOS - TISULARES Y DEL
APARATO GENITOURINARIO .................................................................................. 42
PRÁCTICA 8.................................................................................................................. 47
IDENTIFICACIÓN DE ESPOROZOARIOS HEMÁTICOS ........................................ 47
PRÁCTICA 9.................................................................................................................. 51
IDENTIFICACIÓN DE TREMÁTODES ...................................................................... 51
PRÁCTICA 10-11 .......................................................................................................... 57
IDENTIFICACIÓN DE CÉSTODES INTESTINALES Y TISULARES ..................... 57
PRÁCTICA 12- 13 ......................................................................................................... 65
IDENTIFICACIÓN DE NEMÁTODOS INTESTINALES ........................................... 65
PRÁCTICA 14................................................................................................................ 72
IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE ARTRÓPODOS ........................................ 72
ANEXOS ........................................................................................................................ 80
Figura 1. Morfología de protozoarios parásitos .............................................................. 80
FMH-USMP-Parasitología 2016

Figura 2. Morfología huevos de helmintos .................................................................... 81
........................................................................................................................................ 82
Figura 3. Amebas intestinales ......................................................................................... 82
GLOSARIO .................................................................................................................. 102
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ......................................................................... 105

INTRODUCCION

La Parasitología es la disciplina que se encarga de estudiar el parasitismo producido
por protozoarios, helmintos, y artrópodos. El parasitismo se da entre un organismo
llamado parásito y otro denominado hospedero. El primero vive a expensas del
segundo y le causa daño.

Las enfermedades parasitarias, se presentan en todas las edades, aunque con
mayor frecuencia en niños. En las parasitosis influyen las condiciones sociales y
económicas; de hecho la pobreza conlleva casi siempre a que se presenten.
Actualmente la importancia de las parasitosis ha aumentado con la presencia de
inmunodeprimidos, y con el aumento de poblaciones migrantes. Las enfermedades
parasitarias clínicamente son muy variadas y van desde asintomáticas hasta fatales

El diagnóstico de los parásitos se fundamenta en la observación y el
reconocimiento de sus características morfológicas, macroscópicas y microscópicas,
obtenidas de muestras biológicas que faciliten la identificación del agente infeccioso
mediante la utilización de exámenes directos. Algunas parasitosis también pueden ser
diagnosticadas por exámenes indirectos o serológicos.

La finalidad de la parasitología en el campo de la Medicina es luchar contra los
parásitos tanto en el hospedero como en el medio para de esta forma controlar y o
disminuir su impacto en los organismos vivos y en el ambiente

El presente manual de Parasitología Humana tiene la finalidad de funcionar
como guía de trabajo, mediante el cual el estudiante conocerá, comprenderá y
analizará sus conocimientos en Parasitología, aplicando y desarrollando sus saberes
teóricos; debido a que en el laboratorio se requiere que trabajen en un ambiente de
respeto, responsabilidad y ética, haciendo uso de sus habilidades en el manejo de
equipo, así como en el desarrollo de metodologías, previo sustento teórico.

FMH-USMP-Parasitología 2016

PRÁCTICA 1
NORMAS DE BIOSEGURIDAD

I. INTRODUCCIÓN

La bioseguridad es un conjunto de medidas probadamente eficaces para evitar
la adquisición accidental de infecciones con patógenos contenidos en las muestras, así
como los riesgos relacionados con la exposición a agentes químicos, físicos y/o
mecánicos a los que está expuesto el personal en los laboratorios.

Sólo si las personas que trabajan en los laboratorios conocen las normas de
bioseguridad y las aplican, pueden determinar su propia seguridad, la de sus
compañeros y de la colectividad. El personal de laboratorio debe cumplir con las
normas de bioseguridad y los directivos de la institución deben cumplir con brindar las
facilidades para que éstas sean aplicadas.

II. AGENTES DE RIESGO

El personal de laboratorio diariamente realiza muchas actividades que pueden
causar enfermedad o daño en él o en las personas que trabajen en ambientes
cercanos, e incluso en sus familiares y la comunidad.

Estas enfermedades pueden ser causadas por:

- Agentes biológicos, transmitidos por ingestión, inhalación, inoculación y por
contacto directo a través de piel o mucosas.

- Agentes físicos y mecánicos, como las temperaturas extremas, radiaciones
ionizantes, contactos eléctricos o conexiones defectuosas y vidrios
resquebrajados de recipientes dañados o tubos rotos.

- Agentesquímicos que pueden ser corrosivos, tóxicos, carcinogénicos,
inflamables, explosivos.

III. PRINCIPIOS BÁSICOS DE BIOSEGURIDAD

- Universalidad:
Las medidas de bioseguridad deben involucrar a todas las dependencias
de la institución. Todo el personal, pacientes (si los hubiera) y visitantes deben
cumplir de rutina con las normas establecidas para prevenir accidentes.

- Uso de barreras:
Establece el concepto de evitar la exposición directa a todo tipo de
muestras potencialmente contaminantes, mediante la utilización de materiales o
FMH-USMP-Parasitología 2016

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barreras adecuadas que se interpongan al contacto con las mismas,
minimizando los accidentes.

- Medios de eliminación del material contaminado:
Es el conjunto de dispositivos y procedimientos a través de los cuales se
procesan y eliminan muestras biológicas sin riesgo para los operadores y la
comunidad.

La mayoría de los accidentes están relacionados con:
 El carácter potencialmente peligroso de la muestra.
 Uso inadecuado de equipos de protección.
 Errores humanos. Malos hábitos del personal.
 Incumplimiento de las normas

IV. NIVELES DE CONTENCIÓN

El término contención se utiliza para describir métodos seguros para manejar
materiales infecciosos en el ambiente de laboratorio donde son manipulados o
conservados. El objetivo de la contención es reducir o eliminar la exposición de
quienes trabajan en laboratorios u otras personas y del medio ambiente externo a
agentes potencialmente peligrosos.

El elemento más importante de la contención es el cumplimiento estricto de las
prácticas y técnicas microbiológicas estándar de procesamiento de las muestras de
laboratorio. Cuando las prácticas de laboratorios no son suficientes para controlar los
riesgos asociados a un agente o a un procedimiento de laboratorio particular, es
necesario aplicar medidas adicionales. Estas medidas adicionales corresponden a los
equipos de seguridad diseñados para la protección del personal y prácticas de manejo
adecuadas (barrera primaria), un diseño de la instalación y características de la
infraestructura de los locales (barrera secundaria).

Estos niveles están definidos de la siguiente manera:

Contención Primaria:
Constituyen la primera línea de defensa cuando se manipulan materiales
biológicos, químicos y/o físicos.

Las barreras de contención primaria son:
 Equipos de protección personal (EPP).
 Técnicas de laboratorio estándar y normas de higiene personal.
 Inmunización (vacunación).
 Esterilización y desinfección de instrumentales y superficies.

Es la protección del personal y del medio ambiente inmediato contra la
exposición a agentes infecciosos y/o productos químicos de riesgo. Es provista por una
buena técnica microbiológica y el uso apropiado del equipo de seguridad. El uso de
vacunas aumenta el nivel de protección personal.
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Contención secundaria:
Se refiere al diseño y construcción de un laboratorio, lo que en seguridad
biológica se conoce como contención o barrera secundaria, contribuye a la protección
del personal de laboratorio, personas que se localizan fuera del laboratorio y protege a
las personas de la comunidad frente a posibles escapes accidentales de agentes
infecciosos.

En los laboratorios donde los niveles de bioseguridad son 1 y 2, las barreras
secundarias pueden incluir la separación del área de trabajo del laboratorio del acceso
al público, la disponibilidad de descontaminación (por ejemplo, autoclave) e
instalaciones para el lavado de las manos. En los niveles de bioseguridad 3 y 4, la
infección por exposición a aerosoles infecciosos es probable, aquí se utilizan las
máximas barreras de contención para evitar que el agente se escape hacia el medio
ambiente, los cuales incluyen sistemas de ventilación especializados para asegurar el
flujo de aire direccional, las zonas de acceso controladas, los sistemas de tratamiento
de aire, esclusas de aire en las puertas de acceso al laboratorio o edificios o módulos
separados para aislar el laboratorio.

V. CLASIFICACIÓN DE LOS MICROORGANISMOS POR GRUPO DE RIE SGO

Agente biológico del grupo 1
Microorganismos que representan escaso riesgo para el individuo y la
comunidad, tienen pocas probabilidades de provocar enfermedades en el ser humano
o los animales. Ejemplo: Naegleria gruberi, entre otros.

Agente biológico del grupo 2
Microorganismos que representan riesgo moderado para el individuo y limitado
o bajo para la comunidad; pueden provocar enfermedades humanas o animales pero
tienen bajas probabilidades de entrañar un riesgo grave para el personal de laboratorio,
la población, el ganado o el medio ambiente. La exposición en el laboratorio puede
provocar una infección grave, pero existen medidas preventivas y terapéuticas eficaces
y el riesgo de propagación es limitado por ejemplo existe disponibilidad de tratamiento
y medidas preventivas y el riesgo de diseminación está limitado. Ejemplo:
Acanthamoeba castellani,, Balantidium coli, Cryptosporidium spp. E. histolytica,
Giardia lamblia entre otros

Agente biológico del grupo 3
Microorganismos que representan riesgo elevado para el individuo y escaso
para la comunidad; usualmente causan enfermedades serias a humanos y animales
que resultan en importantes consecuencias económicas, la diseminación no es
ordinaria y depende del contacto casual de un individuo a otro, puede haber
disponibilidad de medidas preventivas y terapéuticas eficaces. Ejemplo: Echinococcus
granulosus , Taenia solium Trypanosoma cruzi.

http://www.monografias.com/trabajos11/teosis/teosis.shtml
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Agente biológico del grupo 4
Microorganismos que representan riesgo elevado para el individuo y para la
comunidad; causa serias infecciones a humanos o animales, en ocasiones sin
tratamiento y puede transmitirse fácilmente de un individuo a otro, o de un animal a
humano o viceversa directa o indirectamente o por contacto casual; normalmente no
existen medidas preventivas y terapéuticas eficaces. Ejemplo: Ebola, Hanta, virus de la
rabia de murciélagos,, Junin, entre otros.

VI. TIPOS DE LABORATORIO CON RELACIÓN AL NIVEL DE BIOSEG URIDAD
(NBS)

NBS 1:
A esta categoría pertenecen todos los laboratorios de investigación y servicio de
apoyo en los que no se procesen muestras frescas de origen humano. Es adecuado
para trabajos que involucran agentes biológicos de riesgo 1.

Estos laboratorios no necesitan de infraestructura de contención especial y en
ellos sólo son de aplicación las buenas prácticas microbiológicas ya que el riesgo
biológico es nulo o insignificante. El personal de laboratorio cuenta con una
capacitación específica acerca de los procedimientos realizados en el laboratorio y es
supervisado por una persona con capacitación general en microbiología o una ciencia
relacionada

NBS 2:
A esta categoría pertenecen todos los laboratorios de investigación y servicios
de apoyo en los que se procesen muestras frescas o cultivos celulares de origen
humano o de otros primates para los cuales no sea exigible un nivel de contención
superior. Es adecuado para trabajos que involucran agentes biológicos de riesgo 2.

Estos laboratorios necesitan de cierta infraestructura de contención biológica y
de una normativa y control especiales ya que en ellos existe riesgo biológico aunque
éste es de bajo nivel. Es necesario establecer ciertas barreras entre el material
biológico y el personal expuesto, manteniendo también determinadas medidas de
contención que impidan el escape de material biológico al medio ambiente exterior.

NBS 3:
Se utiliza para trabajar con agentes nativos o exóticos que tienen potencial de
ser transmitidos por vía respiratoria (aerosol) y que pueden causar infecciones serias y
potencialmente letales. Es adecuado para trabajos que involucran agentes biológicos
de riesgo 3. Los materialespotencialmente infectados con estos agentes pueden ser
estudiados a nivel de NBS-2 sólo para efectos de diagnóstico, pero la manipulación y
experimentación posteriores requieren de condiciones NBS -3.

Las barreras protectoras primarias y secundarias para este tipo de laboratorio
hacen énfasis en la protección del personal de laboratorio, así como también de
personal en áreas cercanas, la comunidad y el medio ambiente, frente a aerosoles
potencialmente infecciosos.
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Las barreras primarias son similares al equipamiento protector personal de
NBS-2, pero pueden también incluir equipo respiratorio si existe riesgo de infección a
través de inhalación. Las barreras secundarias en laboratorios NBS-3 incluyen las
barreras de NBS-2 además de algunas otras barreras un poco más sofisticadas. Los
corredores deben estar separados del acceso directo al laboratorio. El acceso debe ser
a través de puertas dobles que se cierren solas. Los sistemas de aire deben estar
diseñados para asegurar que el flujo de aire negativo, para que el aire alrededor de
puertas y ventanas fluya hacia el laboratorio en lugar de hacia fuera del laboratorio. El
aire bombeado hacia el interior del laboratorio no recircula al interior del edificio. Esta
medida evita que se lleven aerosoles infecciosos fuera del laboratorio a través del aire.

NBS 4:
Se utiliza para trabajar con agentes peligrosos y exóticos que poseen un alto
riesgo de infección y riesgosos para la vida, y agentes altamente infecciosos de
transmisión por vía aérea. También se estudian en estos laboratorios agentes
relacionados con riesgo de transmisión desconocido. Estos agentes suponen un alto
riesgo de enfermedad mortal, pueden ser transmitidas por vía aerosol (respiratoria) y
no tienen vacuna o terapia disponible. Este NBS permite manipular agentes
biológicos del grupo 4.

El personal que trabaja con estos agentes debe recibir entrenamiento
especializado para el manejo de agentes infecciosos extremadamente peligrosos y en
el funcionamiento de los equipos de contención. Además, el acceso al laboratorio está
restringido. Las prácticas de laboratorio para el NBS-4 incluyen todas las prácticas
NBS-3, más: Acceso estrictamente controlado al laboratorio, cambio de ropa antes de
entrar y salir del laboratorio y descontaminar todo el material al salir del lugar.

Las barreras primarias incluyen la realización de procedimientos en gabinetes
de bioseguridad usados en los otros niveles de bioseguridad en combinación con un
traje que cubre todo el cuerpo, con oxigeno y presión positiva. Así, los trabajadores de
laboratorios de NBS-4 no entran al laboratorio a menos que estén usando un “traje
especial”. Las barreras secundarias incluyen todas las barreras físicas de los
laboratorios NBS -3 más: Una zona aislada o un edificio separado, sistemas de entrega
y escape, vacío, sistemas de descontaminación y ausencia de ventanas es
recomendada, cualquier ventana debe ser sellada y debe ser resistente al rompimiento.

VII. PRECAUCIONES DE TRABAJO

1. Las puertas del laboratorio deberán estar cerradas y el acceso al mismo deberá
estar restringido mientras se lleven a cabo trabajos con materiales biológicos.
La puerta deberá portar emblemas que digan: "Prohibido pasar, Peligro
biológico".
2. El laboratorio deberá ser mantenido limpio, ordenado y libre de materiales
extraños.
3. No se permitirá comer, beber, fumar y/o almacenar comidas así como el uso de
cualquier otro ítem personal (Ej. cosméticos, cigarrillos) dentro del área de
trabajo.
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4. Usar bata, chaqueta o uniforme dentro del laboratorio. Esta ropa protectora
deberá ser quitada inmediatamente antes de abandonar el área de trabajo.
5. Antes de iniciar la tarea diaria asegúrese que la piel de sus manos no presente
cortes, raspones y otras lastimaduras, en caso que así sea cubrir la herida de
manera conveniente antes de colocarse los guantes.
6. Usar guantes de látex de buena calidad para todo manejo de material biológico
o donde exista un potencial el riesgo de exposición a sangre o fluidos
corporales. Cambiar los guantes de látex toda vez que hayan sido
contaminados, lavarse las manos y ponerse guantes limpios. Una vez usados
los guantes de látex deberán ser colocados dentro del recipiente con solución
decontaminante.
7. No tocar los ojos, nariz o piel con las manos enguantadas.
8. No abandonar el laboratorio o caminar fuera del lugar de trabajo con los
guantes puestos.
9. El uso de agujas, jeringas y cualquier otro instrumento similar deberá ser
restringido a su uso indispensable. Las agujas y otros elementos punzantes
deberán ser descartados en un recipiente resistente y destinado a tal fin.
10. Todas las muestras deben ser tratadas como altamente infecciosas para evitar
posibles contagios.
11. Los procedimientos deberán ser realizados de manera tal que sea nula la
creación de aerosoles, gotas, salpicaduras, etc.
12. Bajo ninguna circunstancia se pipeteará sustancia alguna con la boca, para ello
se usarán pipeteadores automáticos.
13. Las superficies del área de trabajo deberán ser decontaminadas cuando se
termine la tarea diaria. Usando para tal efecto una solución de hipoclorito de
sodio en concentración adecuada.
14. El recipiente para decontaminar especimenes deberá contar con tapa de
seguridad para todo traslado fuera del lugar de trabajo. En ese caso el exterior
del recipiente deberá ser mantenido libre de toda contaminación con sangre
usando solución decontaminante.
15. El desecho de los fluidos orgánicos puede efectuarse por las cañerías
habituales una vez que estos hayan sido convenientemente decontaminados.
16. Lavar las manos con jabón (líquido o sólido suspendido) y agua inmediatamente
después que el trabajo haya sido terminado. Si los guantes de látex están
deteriorados, lavar las manos con agua y jabón después de quitarlos.
17. Informe inmediatamente a su superior de cualquier accidente ocasionado con
elementos del laboratorio.

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PRÁCTICA 2
MÉTODOS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO

I. INTRODUCCIÓN:

Las parasitosis son un gran problema de Salud Pública, afectan a la población,
principalmente a los niños en su desarrollo físico y mental, ya que son los más
vulnerables. La transmisión y el mantenimiento de la población es el resultado de un
proceso interactivo entre el agente, el medio ambiente y el huésped humano.

Es posible identificar el agente a través de métodos de diagnostico
parasitológico. Hoy en día, existen innumerables técnicas eficaces y apropiadas para la
detección de estos organismos nocivos al hombre, ya que el tratamiento médico
adecuado que se va a administrar a un individuo infectado, no debe basarse sólo en los
datos obtenidos a partir de la sintomatología, pues en parasitosis causadas por
diferentes agentes, se observan manifestaciones muy similares, y en muchos de los
casos, los síntomas presentados por el paciente, son demasiado escasos para
establecer el diagnóstico de certeza.

II. MÉTODOS DIAGNÓSTICOS DE ENTEROPARÁSITOS

Puesto que el diagnóstico de la parasitosis intestinal depende del hallazgo de
huevos o larvas de helmintos y quistes o trofozoítos de protozoos en heces, la
colección y el manejo adecuado de las muestras son indispensables para la búsqueda
e identificación de los parásitos en el laboratorio.

Hay que tener en cuenta que la ingestión de medicamentos previa a la
colección y las muestras viejas o conservadas en forma inadecuada, son factores que
interfieren en el examen. La cantidad de heces para un examen rutinario es del tamaño
de una nuez o de cinco a seis cucharadas. Las muestras se depositan en un recipiente
de boca ancha, con tapa hermética y limpia, no debe contaminarse con agua, orina o
cualquier otro material extraño; no debe obtenerse de la taza del bañó, ni del suelo.En
lactantes, la muestra se obtiene mediante la cucharilla recta.

Las muestras deben ser etiquetadas con el nombre del paciente, hora de
colección y fecha. Generalmente se recomienda examinar tres muestras en serie y en
días sucesivos. Las heces blandas, diarreicas y líquidas, deben examinarse dentro de
las primeras horas de haber sido colectadas, si esto no es posible, las heces deben
depositarse en una solución conservadora. Ej.: Formol 10%, alcohol polivinilico (PVA),
merthiolate – yodo (MIF) o fenol-alcohol-formol (PAF). Las heces formadas pueden ser
examinadas durante el mismo día de su colección. Si no es posible pueden ser
refrigeradas durante 24 horas o conservadas (una parte de material fecal por tres de la
solución conservadora).

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2.1. EXAMEN DIRECTO:

Principalmente se busca en muestras frescas, la presencia de formas evolutivas
de parásitos de tamaño microscópico sean estos trofozoítos, quistes de protozoos:
Entamoeba histolytica, Giardia intestinalis, Balantidium coli, etc.; así como larvas
(Strongyloides stercoralis), o huevos de helmintos: Ascaris lumbricoides, Trichuris
trichiura, Hymenolepis nana, Taenia sp., Fasciola hepatica, etc.

Es imprescindible el reconocimiento de los elementos normales (no
parasitarios), ya que son causa de errores frecuentes en observadores poco
experimentados, esos suelen ser estructuras reconocibles y otras no, fruto de la
ingestión de alimentos. Las más frecuentes son: Fibras vegetales, Cristales de oxalato
de calcio,Granos de almidón, esporas de hongos, fosfato amónico–magnesio, granos
de polen, fibras musculares lisas, fibras musculares estriadas, cristales de ácidos
grasos, entre otros, en este sentido los residuos alimenticios presentan grandes
variaciones de forma y tamaño y tienen contornos irregulares. Esto no sucede con los
elementos de origen parasitario, los cuales presentan además estructuras nítidas y
regulares en cuanto a su contenido y disposición, que pone de manifiesto una
verdadera organización.

Materiales :
- Muestras de heces frescas/fijadas en formol 10%
- Lámina portaobjeto y laminilla cubreobjeto.
- Mondadientes
- Guantes y mascarillas
- Suero fisiológico (SF) 0.85%
- Lugol
- Papel lente
- Frasco con desinfectante para descartar material (clorox, fenol)
- Microscopio de luz

Procedimiento :
- Recolecte la muestra de heces en un envase limpio y tápela. Asegúrese de no
mezclar papel higiénico u orina con la muestra.
- Transporte la muestra hasta el laboratorio a temperatura ambiente.
- Coloque una gota de salina en una lámina portaobjeto.
- Añada una cantidad pequeña de muestra de heces utilizando un aplicador de
madera y mézclela con la solución salina. Proceda igual agregando lugol.
- Sitúe un cubreobjetos sobre la muestra y examine bajo el microscopio (10X y/o
40X).
- Evalué la muestra y determine si hay parásitos presentes. El diagnóstico
definitivo se logra demostrando la presencia de parásitos. En algunas ocasiones
es necesario hacer exámenes repetidos en días consecutivos antes de
establecer que la muestra está negativa.

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Diagnostico parasitológico directo

2.2. MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN:

Este método permite concentrar quistes de protozoarios, larvas y huevos de
helmintos contenidos en las heces, para obtener una mayor cantidad de parásitos
mediante centrifugación, sedimentación, o flotación. Las más usadas son
Sedimentación espontánea, Ritchie, Willis, Faust, entre otras.

A. Métodos de Flotación:

Técnica de Willis:

Este método se basa en la propiedad que tiene algunos quistes de protozoarios
y huevos de helmintos de flotar en la superficie de una solución saturada de cloruro de
sodio debido a su menor densidad.

Materiales:
- Muestra de heces fresca.
- Tubo de ensayo y gradillas
- Lámina portaobjeto y cubreobjeto.
- Guantes y mascarillas
- Solución saturada de Cloruro de sodio (NaCl)
- Frasco con desinfectante para descartar material (clorox, fenol, lugol)
- Lugol.
- Microscopio de luz.

Procedimiento:
- Colocar en un tubo de prueba uno o dos gramos de heces. Añadir 4 ml de
solución saturada de NaCl. Emulsionar con una bagueta y completar con la
misma solución el tubo hasta que en el borde se forme un menisco, déjelo
reposar durante 20 minutos.
- Se toma la muestra cubriendo el tubo con un cubreobjeto, en el se adhieren los
protozoarios. Hacer una observación microscópica de la muestra en una lámina
con lugol.

FMH-USMP-Parasitología 2016

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B. Método de centrifugación y flotación:

Técnica de Faust modificada:

Se basa en que los quistes y/o huevos de los parásitos flotan en la superficie
por ser de menor densidad que el sulfato de zinc a 33,3%, cuya densidad es 1,180. Es
útil para la búsqueda de quistes y/o huevos de parásitos y excepcionalmente se
observan larvas. Se recomienda controlar la densidad del sulfato de zinc y usar agua
filtrada para el lavado previo de la muestra.

Materiales:
- Tubo de ensayo 13 x 100 mm
- Gradillas
- Sulfato de Zinc USP 33,3 g
- Agua destilada tibia 100 ml
- Muestra de heces frescas
- Guantes y mascarillas
- Frasco con desinfectante para descartar material (clorox, fenol, lugol)
- Lugol
- Microscopio de luz

Procedimiento:
- Preparar una suspensión fecal en un tubo de prueba, completar el volumen a 10
ml con agua destilada.
- Centrifugar a 2500 RPM durante un minuto y decantar el sobrenadante; repetir
el procedimiento anterior tres veces (hasta que el sobrenadante este claro).
- Agregar la solución de sulfato de zinc 2 ml, mezclar bien y completar con la
misma solución.
- Centrifugar a 2500 RPM.
- Luego con un asa de platino tomar una o dos asadas del material flotante
(superficie) y colocarlo una lámina portaobjeto.
- Agregar una gota de lugol y cubrir la preparación con una laminilla cubreobjeto
- Observar al microscopio.

Técnica de Faust

FMH-USMP-Parasitología 2016

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C. Método de concentración por sedimentación:

Técnica de Ritchie:

Se basa en la concentración de quistes y huevos por sedimentación mediante la
centrifugación, con ayuda de formol (fijador) y éter (disuelve las grasas de las heces)
para separar y visualizar los elementos parasitarios.

Materiales:
- Tubo centrifuga 13 x 100 mm
- Gradillas
- Éter sulfurico
- Formol
- Solución salina
- Muestra de heces
- Guantes y mascarillas
- Frasco con desinfectante para descartar material (clorox, fenol, lugol)
- Lugol
- Centrifuga
- Microscopio de luz

Procedimiento:
- Se mezcla 1 g de heces con 8 ml. de solución salina en un tubo. Homogenizar.
Centrifugar a 2000 RPM (revoluciones por minuto) por 2-3 minutos y decantar
(repetir 2 veces, hasta que el sobrenadante este claro).
- Decantar el sobrenadante y agregar al sedimento 6 ml. de formol al 10%.
Homogenizar. Reposar 5 minutos.
- Luego se agrega 3 ml. de éter sulfúrico y se agita con cuidado (usar un tapón).
- Centrifugar 3 min. a 3000 RPM.
- Se rompe la capa de detritus y se decanta.
- Se toma una gota del sedimento y se prepara el examen directo con lugol.

Técnica de Ritchie

FMH-USMP-Parasitología 2016

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2.3. MÉTODOS ESPECIALES:

Test de Graham:

Se usa para la búsqueda de huevos de Enterobius vermicularis, ya que los
huevos no se encuentran habitualmente en material fecal. Esto se debe a que las
hembras adultas migran, a través de ano, hasta la zona perianal, lugar en el que
depositan los huevos. Este proceso se desarrolla, generalmente, durante la noche. Los
huevos de E. vermicularis son muy contagiosos. Realice la toma de muestras
extremando las medidas de higiene.

Materiales:
– Láminas portaobjetos desengrasadas.
– Cinta adhesiva transparente o cinta “scotch” de 1 pulgada de ancho.
– Solución salina o tolueno.

Procedimiento:
Consiste en aplicar el lado adhesivo de un pedazo de cinta sobre el área peri anal,despegar el mismo y volver a pegarlo sobre la lámina portaobjeto.

– Por la mañana, antes de levantarse el paciente, se separan las nalgas y se
hace presión hacia ambos márgenes, para que en la cara engomada queden
adheridos los huevos.
– La cinta adhesiva se coloca sobre un portaobjetos con la cara engomada hacia
el cristal, y se envía al laboratorio en un sobre o envuelto en varias capas de
papel
– En el laboratorio, se desprende la cinta engomada del frotis perianal por un
extremo, se agrega solución de tolueno, hidróxido de sodio 2% o solución salina,
aplicando 1 ó 2 gotas de la sustancia elegida que clarificará la muestra y que
permitirá una mejor observación de los huevos y/o adultos de E.vermicularis. Es
necesario observar la lámina en su totalidad. En ocasiones, se pueden observar
al microscopio, huevos de otros helmintos, principalmente huevos de Taenia sp.,
Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura entre otros.

Test de Graham
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III. MÉTODOS DIAGNÓSTICOS DE HEMO E HISTOPARÁSITOS:

Después de las heces, la sangre es la muestra más estudiada. Los métodos
directos van desde la microscopia (“estándar”) hasta el diagnostico molecular y los
indirectos son el serodiagnóstico.
En la microscopia las técnicas más empleadas son: Extensión fina y preparación de
gota gruesa, estas se basan en la búsqueda de parásitos circulantes en pacientes que
están en fase aguda de la infección. Son de utilidad en el diagnóstico de
Tripanosomiasis americana (Enfermedad de Chagas) malaria y entre otras.
emplean las siguientes técnicas:

Para estas técnicas se utiliza sangre extraída del pulpejo del dedo o de la vena
en este caso se debe utilizar con anticoagulante y las preparaciones pueden ser
hechas en extensión o frotis en gota gruesa.

Frotis:

- Se prepara de modo que las células sanguíneas se dispongan planas sobre la
superficie del vidrio.
- Se pretende que las células no se amontonen, que su espesor no supere una
célula.
- Todos los elementos quedan un poco aplanados ( tamaño).
- Las proteínas séricas (incluyendo la hemoglobina) deben fijarse previamente
- Estas preparaciones son muy útiles para estudiar detalles de hematíes y
parásitos sanguíneos.
- Principal limitación: Escasa cantidad de sangre estudiada.

Gota gruesa:

- Contiene entre 6-20 veces más cantidad de sangre que la extensión.
- Se extiende sobre un área de aproximadamente 15 x 12 mm.
- No se fija antes de la tinción.
- Se somete a un tratamiento de deshemoglobinización.
- La rotura de los hematíes y la pérdida de su hemoglobina permite la
observación microscópica de otras estructuras, incluyendo parásitos.
- Resulta útil para diagnóstico rápido de parasitemias leves.
- No es muy adecuado para estudios morfológicos finos.

Importante:

- Portaobjetos limpios y bien desengrasados.
- Sangre fresca.
- Punción dedo.
- Punción lóbulo de la oreja.
- Punción venosa  Realización inmediata.
- Realización extensión.
- Secado  al aire  Eventualmente estufa 37º C.
- Fijación (previa a tinción) o no.
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Métodos de investigación de parásitos hemáticos

Coloración de gota gruesa:

- Para colorear con Wright, la preparación debe ser previamente hemolizada,
para lo cual a la preparación ya seca, se le agrega agua y se deja un tiempo
hasta que toda la hemoglobina de los glóbulos pase al agua.
- Verter el agua suavemente y dejar secar.
- Colorear en la forma indicada para el frotis.
- Si se usa el colorante Giemsa, se sumerge el portaobjeto en el colorante, sin
hemólisis previa, luego del tiempo necesario (variable según el colorante) se
lava con cuidado y se deja secar.

Coloración de frotis con colorante Wright:

- Cubra el frotis con el colorante.
- Déjelo actuar 1 o 2 minutos (El alcohol metílico que es el disolvente del
colorante actúa como fijador)
- Luego agregue una gota de agua taponada y sin que se derrame mezcle bien
soplando suavemente, deje reposar de 5 a 7 minutos,
- Lavar con chorro débil de agua corriente y déjese secar.
- Observar con objetivo de inmersión y aceite de inmersión.

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PRÁCTICA 3
CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE
PROTOZOARIOS Y HELMINTOS INTESTINALES

I. INTRODUCCIÓN

El intestino humano puede ser parasitado por una amplia diversidad de
protozoos y helmintos. La incidencia de estas infecciones es especialmente elevada en
aquellas regiones geográficas de climas cálidos y húmedos donde existen condiciones
higiénico-sanitarias deficientes que favorecen las distintas formas de transmisión. Su
trascendencia clínica es muy variable, dependiendo del parásito involucrado y el grado
de infestación

Los parásitos intestinales se identifican rutinariamente por sus características
morfológicas en los análisis de laboratorio de la materia fecal, conocidos como examen
coprológico, mediante observación microscópica en montajes húmedos con solución
salina o lugol. También se pueden hacer extendidos para realizar posteriormente
coloraciones permanentes, como la coloración de hematoxilina férrica o la coloración
tricrómica de Gomori, los cuales facilitan la identificación al revelar detalles
estructurales no detectables en los montajes húmedos. En algunos casos se pueden
tomar biopsias intestinales para identificar la patológia producida por el parásito y
observarlo en el tejido.

En el intestino humano se pueden encontrar protozoos patógenos y protozoos
comensales, la aparición de estos últimos puede deberse a varios factores como son
las condiciones de salubridad e higiene y factores inmunológicos; su aparición, aunque
no amerita tratamientos para su erradicación, puede dar una idea de estas condiciones
en los pacientes.

Los protozoos intestinales se presentan generalmente bajo tres formas de vida:
El trofozoito o forma vegetativa, que generalmente es el que produce la patología; el
quiste o forma de resistencia que desarrolla el parásito para poder sobrevivir en
condiciones adversas y el prequiste que es una forma intermedia.

Existen tres grupos de helmintos de importancia medica: Nematodes, Cestodos
y Trematodos. Los estadios que normalmente aparce con las tecnicas de diagnostico
son los huevos y las larvas. Con frecuencia pueden verse gusanos adultos y
obervacion de segmentos o proglotidos. No obstante, en la mayoria de la infecciones,
la identificacion se basa en los huevos.

II. MATERIAL

- Heces frescas/fijadas en formol 10% (pool de parasitos)
- Pipetas, baguetas, guantes, mascarilla
- Suero fisiológico 0.85% y lugol
- Aceite de inmersión, láminas portaobjeto y laminillas cubreobjeto
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- Frasco con desinfectante para descartar material (clorox, fenol, lugol)
- Microscopio de luz
- Papel lente

III. PROCEDIMIENTO:

Realizar método directo para la observación de estructuras parasitarias. Las
observaciones se realizaran con objetivos de 100X y 400X de aumento

IV. CARACTERÍSTICAS DE ALGUNOS ESTADIOS DE PARÁSITOS
INTESTINALES:

Conocer microscópicamente las características morfológicas de los principales
parásitos del intestino humano en extendidos de materia fecal en montaje húmedo.
(Figura 1 y 2).

1. Quiste de Entamoeba coli:
Es ovalado o redondeado, mide de 10 a 30 micras (µm) de diámetro,
con más de cinco núcleos, y en ocasiones presencia de barras cromidiales
finas como astillas en el citoplasma. En las preparaciones teñidas con lugol se
suele apreciar vacuolas yodófilas.

2. Quiste de Endolimax nana:
Es quiste oval o redondeado, mide de 5 a 10 µm de tamaño,
generalmente, presenta cuatro núcleos. La preparación teñida con lugol permite
observar los núcleos como puntos más brillantes.

3. Quiste de Iodamoeba butschlii:
Es de forma irregular, mide de 5 a 14 µm, Tiene un solo núcleo, el cual
presenta una cariosomagrande. Presenta una vacuola que en preparación
con lugol, se aprecia teñida (color marrón) debido a su contenido de glicógeno
(vacuola yodófila).

4. Quiste de Giardia intestinalis :
Es de forma ovalado con doble membrana, mide de 10 a 12 µm en su
diámetro mayor, se distinguen de dos a cuatro núcleos, el axostilo y en
ocasiones los cuerpos parabasales.

5. Quiste de Chilomastix mesnili :
Es de forma redondeada con una prominencia que lo asemeja a un
limón, mide de 6 a 9 µm, presenta doble membrana y en su interior se observa
un surco.

6. Blastocystis hominis:
Es de forma esférica, mide de 4 a 20 µm. Presenta gran vacuola central
que ocupa el 50 a 95% de las células y restringe el citoplasma a un espacio
periférico que contiene los núcleos en número de 2 a 5.

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7. Huevo de Ascaris lumbricoides:
Es de forma ovalada con cubierta mamelonada. Identificar huevo: Fértil,
infértil, decorticado.

8. Huevo de Trichuris trichiura:
Son de forma elíptica, de color parduzco cuya dimensión alcanza de 40
a 50 µm en su diámetro mayor. Presentan una envoltura gruesa y con tapones
en ambos polos.

9. Huevo de Enterobius vermicularis:
Se distinge la forma plana-convexa a cada lado. Su tamaño alcanza de
50 a 60 µm de largo por 20 a 30 µm de ancho; en el interior se reconoce la
larva.

10. Huevo de Taenia sp :
Es de forma esférica, mide de 35 a 40 µm. Presentan una cáscara
gruesa y radiada conteniendo un embrión hexacanto u oncósfera en el que se
distingue los ganchos.

11. Huevo de Diphyllobotrium sp :
Es de forma ovalada, se distingue en ellos una cubierta lisa y en uno de
sus polos el opérculo. Los huevos de D. pacificum miden 50-60 x 36-40µm, más
pequeñas que D. latum (59-75 x 42-45µm).

12. Huevo de Hymenolepis nana :
Es de forma ovalada, mide de 30 a 40 µm de diámetro, que se
caracteriza por presentar corteza transparente. Presenta dos mamelones
polares de donde nacen tres pares de filamentos, contiene un embrión
hexacanto con ganchos dispuestos en paralelo.

13. Huevo de Fasciola hepática :
Es de forma ovalada, mide de 120 a 150 µm. Presenta una cubierta
gruesa y en uno de sus polos el opérculo.

14. Huevo de Uncinarias ( Ancylostoma duodenale y Necator americanus) :
Son de forma oval, miden de60 a 70 µm por 30 a 40 µm . Presentan
cáscara delgada y traslúcida y con blastómeros.

Las uncinarias son conocidos como anquilostomideos, se localizan en el
intestino delgado del hombre sobre todo en el yeyuno. El término uncinaria se
refiere a la curvatura del extremo anterior a manera de gancho, con cápsula
bucal con dientes (Ancylostoma) o placas cortantes (Necator).

15. Larva rabditiforme de Strongyloides stercolaris:
Miden aprox. 200 µm de longitud; en la parte anterior localice cápsula
bucal corta y un esófago con un bulbo posterior.

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ESQUEMAS (PRÁCTICA 3)

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PRÁCTICA 4
IDENTIFICACIÓN DE AMEBAS INTESTINALES
Y DE VIDA LIBRE

I. INTRODUCCIÓN:

Las amebas son organismos eucariontes unicelulares. Presentan locomoción
por seudópodos. Su ciclo biológico incluye generalmente dos fases: trofozoíto (forma
móvil y vegetativa) y quiste (forma inmóvil y de resistencia). El citoplasma se divide en
una masa central granular denominada endoplasma y una capa externa más clara
llamada ectoplasma. Su reproducción es por fisión binaria . La forma infectante es el
quiste mientras que las formas diagnósticas son tanto quistes como trofozoítos.

Las amebas intestinales se transmiten principalmente por el consumo de agua
contaminada y/o alimentos con excremento de una persona infectada. Viven en el
intestino grueso y pueden llegar a invadir e incluso lesionar capas internas de la
mucosa intestinal, llegando a producir úlceras o perforaciones. Las infecciones por
amebas de vida libre constituyen una de las infecciones oportunistas emergentes del
mayor interés médico, aunque su frecuencia es baja, se han descrito en casi todo el
mundo. Estas amebas se encuentran distribuidas en la naturaleza, se han detectado en
redes públicas de agua, albercas, estanques, lagos, ríos, etc , y son capaces de
llegar a órganos como el pulmón, o cerebro debido a que están provistas de un
poderoso grupo de enzimas con las que pueden abrirse paso entre tejidos.

El hombre puede ser infectado por las siguientes especies de amebas
intestinales: E. histolytica, E. coli, Endolimax nana, Iodamoeba butschlii, entre otras.
Estas amebas generalmente se comportan como comensales; sólo E. histolytica
puede producir alteraciones más o menos severas, afección conocida con el término de
amebiasis. Respecto a las amebas de vida libre, existen 3 géneros asociadas a
enfermedad en humanos: Naegleria, Acanthamoeba y Balamuthia,; aunque diversas
especies pertenecientes al genero Acanthamoeba son capaces de producir
enfermedad, A. castellanii, Naegleria fowleri y Balamuthia Mandrillaris, han sido
identificadas como causantes de enfermedad en humanos.

II. MATERIALES:

– Láminas coloreadas y montadas
– Aceite de inmersión
– Microscopio.

III. PROCEDIMENTO:

Agregar a cada lámina coloreada una gota de aceite de inmersión y observarla con
aumento de 100 X.

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IV. AMEBAS INTESTINALES:

La vía de infección de estas parasitosis es la oral - fecal y el mecanismo de
transmisión es la ingestión de alimentos contaminados con quistes ya estos que
permanecer viables por semanas, dependiendo de las condiciones ambientales Los
quistes son resistentes a los jugos gástricos y ya en el organismo de su huésped se
transforman en trofozoítos y se establecen en el colon. (Figura 3)

4.1. AMEBA PATÓGENA:

Entamoeba histolytica:

Amebiasis es el nombre de la enfermedad causada por la ameba Entamoeba
histolytica, un protozoario que puede causar graves síntomas gastrointestinales, como
diarrea sanguinolenta y absceso en el hígado.

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Forma vegetativa, vive en el intestino grueso del ser humano pudiendo
invadir y atravesar la mucosa intestinal. Mide de 20 a 40 µm. El trofozoíto
ameboideo con membrana citoplasmática. Presenta un citoplasma dividido en
una parte externa hialina y transparente casi sin granulaciones (ectoplasma) y
otra interna muy granulada con orgánulos celulares (endoplasma). El núcleo es
esférico y con cromatina muy pequeña en el centro (puntiforme), llamado
cariosoma. Además presenta cromatina adherida a la cara interna de la
membrana nuclear, distribuida en forma más o menos homogénea .

- Quiste:
Forma de resistencia, se eliminan al exterior con las heces. Mide de 10 a
20 µm de diámetro. El quiste maduro tetranucleado es la forma infectante y Los
estadios de prequiste presentan de 1 a 2 núcleos. Las características
nucleares son las descritas en la forma vegetativa. Se observan cuerpos
cromidiales con extremos romos .

Diagnóstico parasitológico:

Examen microscópico de muestra de heces para demostrar la presencia de
trofozoítos o quistes mediante el examen directo de la muestra en solución salina,
lugol o coloración (tricrómica de Gomori o hematoxilina férrica) o su demostración en
biopsia de la mucosa intestinal o hepática. E. histolytica también puede ser
diagnosticada por métodos serológicos o indirectos

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4.2. AMEBAS NO PATÓGENAS

Entamoeba coli

Características morfológicas

- Trofozoíto:
Se ubica en el ciego y colon y su incidencia es muy alta. Mide de 20 a
30 µm. Coloreado con hematoxilina férrica se observa un citoplasma granular
indiferenciado. Bacterias en las vacuolas alimenticias. El nucleo presenta un
cariosoma grande y excéntrico,cromatina alrededor de la membrana nuclear
dispuesta en masas grandes e irregulares.

- Quiste:
Mide de 15-30 µm. Redondeados u ovales con doble envoltura. Ocho
núcleos como máximo, visibles fácilmente. En los quistes inmaduros se
observan los cuerpos cromidiales en forma de aguja y haces de extremos
irregulares. Vacuolas de glicógeno de color caoba al teñirse con lugol.

Diagnóstico parasitológico:

Examen microscópico de muestra de heces, para demostrar la presencia de
trofozoítos o quistes mediante el examen directo de la muestra en solución salina, lugol
o coloración (tricrómica de Gomori o hematoxilina férrica).

Iodamoeba butschlii

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Se ubica en el intestino grueso del hombre. Mide de 8 a 20 µm. Los
seudópodos pueden ser romos o en forma de dedo. Presentan núcleo único,
que no se ve en preparaciones sin teñir; cuando se tiñe el cariosoma es grande
y casi siempre central, carece de cromatina periférica. El citoplasma es granular
grueso, vacuolado y puede contener bacterias, levadura u otros detritos.

- Quiste:
Mide de 5-20 µm, Los quistes maduros tienen un solo núcleo, no visible
en preparaciones sin teñir o tenidas con yodo. Con tinciones permanentes el
núcleo contiene un cariosoma grande por lo general excéntrico. La
característica más destacada es la presencia de una masa de glucógeno
compacta en el citoplasma, esta vacuola no se tiñe en coloraciones
permanentes, pero aparece como una masa bien definida.

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Diagnóstico parasitológico:

Examen microscópico de muestra de heces, para demostrar la presencia de
quistes mediante el examen directo de la muestra en solución salina, lugol o coloración
(tricrómica de Gomori o hematoxilina férrica).

Endolimax nana:

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Es la ameba más pequeña del intestino. Mide de 6-12 µm. Los núcleos
son característicos de la especie, es decir cariosoma grande oscuro y
membrana nuclear sin cromatina periférica.

- Quiste:
Mide de 5 a 10 µm. Presentan cuatro núcleos, estos son puntiformes y
mucho más pequeños que en el estadio de Trofozoíto. En muchos casos los
cuatro núcleos no son visibles en un mismo plano de foco.

Diagnóstico parasitológico:

Blastocystis hominis

Características morfológicas:

Es un protozoario que habita el intestino del hombre y de otros animales.
Asociado a sintomatología gastrointestinal inespecífica. Posee pseudópodos de
locomoción y de alimentación; se multiplica por fisión binaria, endodiogenia,
esquizogonia. Presenta tres formas morfológicas diferentes: vacuolar, granular
y ameboide.

Generalmente se observan de forma esférica, mide de 4 a 20 µm., con una
gran vacuola central que ocupa el 50 a 95% de las células y restringe el
citoplasma a un espacio periférico que contiene los núcleos en número de 2 a 5.

Diagnóstico parasitológico:

Examen microscópico de muestra de heces, para demostrar la presencia de del
parasito, mediante el examen directo de la muestra en solución salina, lugol o
coloración (tricrómica de Gomori o hematoxilina férrica).

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V. AMEBAS DE VIDA LIBRE:

Las amebas de vida libre (AVL) se encuentran ampliamente distribuidas en la
naturaleza. Se han detectado en redes públicas de agua, albercas, estanques, lagos,
ríos, aguas termales, lodos, suelos desnudos y encharcados, canales artificiales, aguas
de desecho industrial, redes de agua potable, agua embotellada, unidades dentales, de
diálisis, fisioterapia, y aire acondicionado, así como en materia fecal de diversos
animales. Algunas especies pueden encontrarse en aguas saladas. Adicionalmente,
Naegleria y Acanthamoeba han sido aisladas en tracto respiratorio de sujetos con y sin
datos de infección en vías respiratorias. Las AVL son capaces de producir
enfermedades en el hombre como la meningoencefalitis amebiana aguda o primaria
(Naegleria fowleri) y la meningoencefalitis amebiana crónica o granulomatosa
(Acanthamoeba castellani y Balamuthia mandrilaris) (Figura 4).

Acanthamoeba castellani:

Características morfológicas

- Trofozoítos:
Son pleomórficos, de 15-45 µm de diámetro. En el citoplasma se
distinguen un núcleo central y abundantes vacuolas. El carácter distintivo de los
trofozoítos es la presencia de seudópodos puntiagudos llamados acantopodios.

- Quistes:
Miden 10-15 µm de longitud. Se caracterizan por poseer un solo núcleo
y una pared doble, en donde la capa externa es de forma irregular y la interna
es poligonal. También se observa la presencia de poros llamados ostiolos.

Balamuthia mandrilaris:

Características morfológicas

- Trofozoítos:
Son pleomórficos, de 12-60 µm de diámetro. En el citoplasma se
distinguen de 1-2 núcleos cada uno con 2-3 cuerpos nucleares.

- Quistes:
Son esféricos y miden 12-30 µm de longitud. Se caracterizan por poseer
un solo núcleo y una pared triple.

Diagnóstico parasitológico:

Tanto para Acanthamoeba castellani y Balamuthia mandrilaris, la demostración
microscópica de los trofozoítos o quistes es la base del diagnóstico. Los exámenes
histopatológicos de biopsias de cerebro piel o córnea son recomendados. También se
FMH-USMP-Parasitología 2016

28
recomienda el diagnóstico por imágenes (tomografía axial computarizada, resonancia
magnética).

Se puede cultivar las amebas en un medio con baja concentración de nutrientes
en el cual se ha sembrado previamente bacterias coniformes (Medio xenico).

Los exámenes de líquido cefalorraquídeo o los extendidos coloreados con la
tinción de Wright o Giemsa no se recomiendan pues son poco sensibles.

Naegleria fowleri

El mecanismo de transmisión se lleva a cabo en aquellos individuos que toman
baños de aguas contaminadas con estas amebas: lagos, piscinas, embalses, corrientes
termales, manantiales. Estas amebas en algunos casos pueden penetrar a través de la
lámina cribosa del etmoides, pudiendo alcanzar el cerebro y las meninges causando
graves cuadros de necrosis e inflamación. Observaciones experimentales inducen a
pensar que la infección por Naegleria se contrae por penetración de los
microorganismos a través de la nariz o a través del neuroepitelio olfatorio.

Características morfológicas:

Se caracteriza por presentar tres formas morfológicas diferentes: el trofozoíto, la
forma flagelada y el quiste.

- Trofozoítos:
Son pleomórficos, de 10-25 µm de longitud. En el citoplasma se
distinguen un núcleo central y abundantes vacuolas. El carácter distintivo de los
trofozoítos es la presencia de seudópodos redondeados llamados lobopodios.

- Biflagelada:
Bajo ciertas condiciones del medio, principalmente por la concentración
de iones, los trofozoítos pueden adoptar una forma biflagelada.

- Quistes:
Son esféricos y miden 7-14 µm de diámetro. Se caracterizan por poseer
un solo núcleo y una pared delgada sin la presencia de poros.

Diagnóstico parasitológico:

La demostración microscópica de los trofozoítos es la base del diagnóstico. Se
recomienda realizar exámenes de líquido cefalorraquídeo (LCR) o extendidos
coloreados con la tinción de Wright o Giemsa. Si la muestra de LCR resulta negativa,
se puede recurrir a exámenes histopatológicos de biopsias cerebrales o diagnóstico por
imágenes (tomografía axial computarizada).

Se puede cultivar las amebas en un medio con una baja concentración de
nutrientes en el cual se ha sembrado previamente bacterias coliformes.

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29
Las técnicas serológicas tiene poco valor diagnostico pues la respuesta inmune
demora en aparecer. Se ha probado la técnica de inmunoensayo enzimático(ELISA) y
la inmunofluorescencia indirecta (IFI).

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30
ESQUEMAS (PRÁCTICA 4)

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31
PRÁCTICA 5
IDENTIFICACIÓN DE FLAGELADOS Y
CILIADOS INTESTINALES

I. INTRODUCCIÓN:

Los Flagelado son parásitos caracterizados por poseer flagelos en su forma de
trofozoíto, los cuales les sirven para la locomoción. Como las amibas, los flagelados
tienen un ciclo biológico directo que no involucra hospedadores intermediarios. Desde
el punto de vista clínico, podemos dividirlos según la localización anatómica donde se
suelen encontrar en flagelados intestinales, genitales, hemáticos y tisulares. Entre los
flagelados intestinales la especie más importante es Giardia intestinalis, parásito que
se localiza en el duodeno y que se multiplica por división longitudinal. En los niños
provoca cuadros diarreicos, aunque a veces pueden encontrase en heces sin estar
asociado a patología alguna. Otras especies de flagelados intestinales menos
frecuentes son: Trichomonas hominis, Chilomastix mesnilii

Los ciliados son protozoarios que se caracterizan por presentar cilios como
órganos para la locomoción. Balantidium coli, es el único ciliado que parasita al
humano y se localiza en el intestino grueso. Es el protozoario en humanos más grande.
El único que presenta vacuolas contráctiles y el único que posee un macronúcleo y un
micronúcleo. Es un parásito común en cerdos pero se le encuentra de manera poco
frecuente en humanos, por tal motivo los cerdos son considerados como la fuente de
la mayoría de las infecciones en humanos, pero la difusión puede ocurrir de persona a
persona.

Para ambos grupos, la forma infectante es el quiste mientras que las formas
diagnósticas son tanto quistes como trofozoítos. La vía de infección de estas
parasitosis es la oral y el mecanismo de transmisión es la ingestión de alimentos
contaminados con quistes.

II. MATERIALES:

– Láminas coloreadas y montadas
– Aceite de inmersión
– Microscopio.

III. PROCEDIMENTO:

Agregar a cada lámina coloreada una gota de aceite de inmersión y observarla con
aumento de 100 X.

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32
IV. FLAGELADOS INTESTINALES:

Giardia intestinalis:

Protozoario patógeno vive en forma de trofozoito en la luz del intestino delgado
(principalmente en el duodeno) adherido a las vellosidades intestinales
La patología originada por G. lamblia se debe principalmente a los efectos que causan
la acción mecánica de adherirse y fijarse al epitelio intestinal. Dichos efectos producen
una alteración de las microvellosidades, que disminuyen su superficie de exposición al
ser engrosadas, y esto conlleva la aparición de diversas alteraciones fisiológicas más o
menos graves, según el mayor o menor deterioro del proceso de absorción. (Figura 5).

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Mide 10-20 µm. Es periforme de simetría bilateral con dos núcleos
ovales y cuatro pares de flagelos, dos axóstilos y dos cuerpos parabasales y un
disco suctorio.

- Quiste:
Mide 8-19 µm (promedio 10-14 µm). Son ovoides que contienen 4
núcleos pequeños, restos de flagelos y cuerpo parabasal, el citoplasma esta
claramente separado de la pared quística.

Diagnóstico parasitológico

Protozoario no patógeno. (Figura 5).

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Mide de 6-20 µm. De morfología piriforme, presenta una parte caudal
rígida y una hendidura en espiral que se extiende a través de la superficie
ventral del cuerpo, lo que contribuye a su movimiento característico rotatorio y
giratorio. El organismo presenta también un citostoma conspicuo que se
extiende 1/3 a 1/2 de la longitud del cuerpo.

- Quiste:
Mide 6-9 µm. Es de forma redondeada con una prominencia que lo
asemeja a un limón. Presenta doble membrana y en su interior se observa un
surco.

http://es.wikipedia.org/wiki/Intestino_delgado
http://es.wikipedia.org/wiki/Duodeno
http://es.wikipedia.org/w/index.php?title=Vellosidad&action=edit&redlink=1
http://es.wikipedia.org/wiki/Patolog%C3%ADa
http://es.wikipedia.org/wiki/Epitelio
http://es.wikipedia.org/wiki/Microvellosidad
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33
Diagnóstico parasitológico:

V. CILIADOS INTESTINALES

Protozoario no patógeno. (Figura 6).

Balantidium coli:

Unico miembro de la familia Balantiididae que se conoce como patógeno para
los seres humanos. Sus huéspedes incluyen cerdos, jabalíes, ratas,
primates (incluyendo humanos), entre otros La infección es producida entre estas
especies por transmisión fecal-oral. Los cerdos son los reservorios más comunes .

Características morfológicas:

- Trofozoíto:
Mide de 50 a 200 µm de longitud y 40 a 50 µm de ancho. Tiene forma
ovoide, en su extremo anterior presenta el citostoma y en el posterior el
citopigio. Tiene un núcleo grande reniforme (macro núcleo), uno más pequeño
(micro núcleo) y vacuolas contráctiles.

- Quiste:
Mide de 40 a 60 µm de diámetro , es mas o menos redondeado, con
membrana gruesa. En su interior resalta el macro núcleo.

Diagnóstico parasitológico

La balantidiosis requiere de un diagnóstico clínico diferencial con otros agentes
infecciosos que producen colitis o disentería. Principalmente entamoebosis, disentería
bacilar y colitis ulcerativa. El diagnóstico de laboratorio se realiza por el examen de
heces, al observarse los trofozoítos móviles al examen directo, en heces diarreicas, o
los quistes en heces no diarreicas.

http://es.wikipedia.org/wiki/Cerdo
http://es.wikipedia.org/wiki/Jabal%C3%AD
http://es.wikipedia.org/wiki/Rata
http://es.wikipedia.org/wiki/Primate
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ESQUEMAS (PRÁCTICA 5)

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35
PRÁCTICA 6
IDENTIFICACIÓN DE ESPOROZOARIOS INTESTINALES Y
TISULARES

I. INTRODUCCIÓN

El Phylum Apicomplexa que son reconocidos como los Esporozoos y Coccidios,
son parásitos intracelulares estrictos que a diferencia de los otros protozoarios no solo
presentan reproducción asexual, si no tambien sexual a la cual vamos a denominar
Esporogonia porque dan lugar a la formación de los esporozoitos;
Los generos Cryptosporidium, Cyclospora, Cystoisospora, conocidos como
coccidios, son protozoarios del Phylum Apicomplexa pues con microscopía electrónica
se visualiza una estructura denominada complejo apical (conoide, anillo polar, roptrias,
microtúbulos). Estos géneros habitan en el intestino del huésped, específicamente en
los enterocitos. Su forma diagnostica es el ooquiste, los cuales generalmente
presentan esporozoitos. La vía de infección de estas parasitosis es la oral y el
mecanismo de transmisión es la ingestión de alimentos contaminados con ooquistes.
En el caso particular de Cryptosporidium el ooquiste eliminado en las heces ya es
directamente infectante .

Toxoplasma gondii y Sarcocystis spp, igualmente pertenece al Phylum
Apicomplexa, son parasitos tisulares. . Toxoplasma gondii es un protozoo intestinal
del gato considerado como hospedero definitivo, mientras que el hombre y otro
animales son hospederos intermediarios. En el hombre son parásitos tisulares ya que
penetrancélulas de diferentes tejidos que pueden ser musculo, SNC, ganglios
linfáticos, formando verdaderos quistes tisulares mediante sucesivas multiplicaciones.
Este es el estadio crónico, los quistes se forman porque los bradizoitos (la forma
latente se recubren por una células. Lo más destacable en la patología humana es la
infección congénita y la del enfermo inmunodeprimido. El diagnóstico en humanos es
básicamente serológico. Sarcocystis spp, produce en el hombre sarcocistosis
muscular., enfermedad poco frecuente y generalmente de poca gravedad .

II. MATERIALES:

– Láminas coloreadas y montadas
– Aceite de inmersión
– Microscopio.

III. PROCEDIMENTO:

Agregar a cada lámina coloreada una gota de aceite de inmersión y observarla con
aumento de 100 X.

IV. PARASITOS INTESTINALES:

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Cryptosporidium spp:

Características morfológicas

Coccidio intestinal con ciclo complejo que se completa en un único huésped
(monoxeno). Distintas especies y distintos genotipos: C. parvum: genotipo en 1
humanos, genotipo 2 en rumiantes y genotipo 3 en caninos. Otros: C. felis, C.
meleagridis, C hominis.

Se localiza en el epitelio intestinal con localización de las etapas reproductivas
dentro de una vacuola parasitófora: intracelular pero extracitoplasmática. La vía de
transmisión es por ooquistes de pared delgada (autoinfección) y los ooquistes de pared
gruesa (heteroinfección). Puede infectar todo el tracto digestivo y también otros
epitelios. Altera la arquitectura del epitelio intestinal (vacuola parasitófora). Ocasiona
atrofia de las vellosidades, aumento de las criptas e infiltración de la lámina propia.
Interfiere con la absorción de fluidos y nutrientes lo que conduce a provocar diarrea
coleriforme que puede comprometer la vida por desequilibrios hidroelectrolíticos.

- Ooquiste:
Pequeño, de 4 – 6 µm de diámetro, ovoide o esférico, altamente
refringente, con cuatro paredes exteriores lisas. Pueden observarse 4
esporozoitos inermes dentro del ooquiste maduro , no se presenta
esporoquistes. (Figura 7).

Diagnóstico parasitológico;

La demostración microscópica de los ooquistes es la base del diagnóstico. Se
recomienda realizar exámenes seriados de heces y métodos de concentración
(técnicas de Ritchie y Sheather). Los ooquistes se pueden observar en un extendido
teñido con coloración ácido-resistente (método de Kinyoun o Zielh-Neelsen modificado)
y/o Auramina/rodamina

Si la muestra fecal resulta negativa, se pueden buscar los parásitos por biopsia
intestinal o utilizarse el diagnóstico indirecto para detectar coproantígenos con la ayuda
de las técnicas de inmunoensayo enzimático (ELISA) o inmunofluorescencia indirecta
con anticuerpos monoclonales (IFI).

Cyclospora cayetanensis

Características morfológicas

- Ooquiste:
Presentar una forma esférica y mide entre 8-10 µm de diámetro. Cada
ooquiste contiene dos esporoquistes que desarrollan dos esporozoítos cada
uno. Se eliminan en las heces de forma inmadura (Figura 7).

Diagnóstico parasitológico:

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La demostración microscópica de los ooquistes es la base del diagnóstico. Se
recomienda realizar exámenes seriados de heces y métodos de concentración
(técnicas de Ritchie y Sheather).

Los ooquistes se pueden observar en un extendido teñido con coloración ácido
resistente (método de Kinyoun o Zielh-Neelsen modificado). Con luz ultravioleta
presentan autofluorescencia.

Cystoisospora belli:

Características morfológicas::

- Ooquiste:
Presentar una forma ovalada y mide entre 20- 30 µm de largo por 10-20
µm de ancho. Cada ooquiste contiene dos esporoquistes de membrana doble
que desarrollan cuatro esporozoítos cada uno. Se eliminan en las heces de
forma inmadura (Figura 7).

Diagnóstico parasitológico:

La demostración microscópica de los ooquistes es la base del diagnóstico. Se
recomienda realizar exámenes seriados de heces y métodos de concentración
(técnicas de Faust y Sheather). Es característica la presencia de los cristales de
Charcot Leyden, que se generan por la destrucción de los eosinófilos.

Los ooquistes se pueden observar en un extendido teñido con coloración ácido-
resistente (método de Kinyoun o Zielh-Neelsen modificado). Con luz ultravioleta
presentan autofluorescencia.

Toxoplasma gondii:

Características morfológicas:

- Ooquiste:
Tiene una forma esférica y mide entre 10-12 µm de diámetro. Cada
ooquiste contiene dos esporoquistes que desarrollan cuatro esporozoítos cada
uno.

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- Taquizoítos :
Tienen aspecto semilunar o en “arco” y miden entre 4-6 µm de largo por
2-4 µm de ancho (Figura 8).

- Quistes tisulares :
Son redondeados y poseen una membrana propia, miden entre 20-200
µm de diámetro.

Diagnóstico parasitológico:

El criterio clínico es la base del diagnóstico. La demostración microscópica de
los taquizoítos es difícil y sólo se da en muestras de LCR y médula ósea. También se
puede intentar su aislamiento mediante inoculación experimental en ratones o en
cultivos celulares (células HeLa)

Se pueden buscar los parásitos por biopsia intestinal o utilizarse el diagnóstico
indirecto para detectar anticuerpos con la ayuda de la reacción de Sabin & Feldman
(RSF) o las técnicas de inmunoensayo enzimático (ELISA), inmunofluorescencia
indirecta (IFI) o hemoaglutinación indirecta (HAI).

Actualmente se recomienda el uso de técnicas moleculares (como la reacción
en cadena de la polimerasa PCR) para muestras de sangre, LCR, médula ósea y
biopsias.

Sarcocystis sp.

Características morfológicas:

Sarcocystis spp, puede tener al hombre como hospedero definitivo (Invasion
intestinal) o como intermediario (Invasion muscular). Un sarcoquiste mide en promedio
70 µm, pero su tamaño fluctúa entre 30 y 130 µm. Se le ha encontrado en todo el
mundo infectando diversas especies. Es una zoonosis, entre los animales que infecta
se pueden incluir ovejas, caballos, cerdos, perros, gatos, conejos, ratones, pollos,
humanos, venados, patos, focas, entre otros. Existen varias especies, nombradas de
acuerdo al hospedero en donde se encuentran, por ejemplo: S. rileyi (pato), S. cuniculi
(conejo), S. tenella (oveja) y S. miescheriana (cerdo). Produce la enfermedad conocida
como sarcocystosis. Las principales especies que infectan humanos son S. hominis y
S. suishominis. Los humanos pueden infectarse por ingestión de carne infectada o bien
por ooquistes excretados en las heces (Figura 9).

Diagnóstico parasitológico

Análisis de las heces de animales infectados donde se observan los ooquistes
esporulados. Observación de los quistes en los hospederos intermediarios por medio
de biopsias de tejido (con gran cantidad de bradizoitos. La sarcocistosis extraintestinal
puede detectarse mediante anticuerpos anti-Sarcocystis a través de las pruebas
serológicas, entre ellas la ELISA, HAI, dot-ELISA e IFI.

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Microsporidios

Los microsporidios son responsables de infecciones oportunistas; son parásitos
estrictamente intracelulares que se desarrollan en las células intestinales,
principalmente. Muchos géneros han sido descritos en humanos, entre los que
Encephalitozoon y Enterocytozoon son los más comunes. Es probable que el contagio
ocurra por consumir esporas presentes en agua o alimentos contaminados.También lo
es la transmisión directa de persona a persona. Los principales afectados son los
pacientes inmunodeprimidos (individuos con VIH y pacientes que se han sometido a un
trasplante de órganos o de médula ósea).

Características morfológicas:

El tamaño promedio de sus esporas (forma infectante) varía entre 1.2 a 2 µm de largo
por 0,7-1.5 µm de ancho

1. Enterocytozoon bienusi,:
Es el principal microsporidio patógeno del hombre. Infecta los
enterocitos del intestino delgado, principalmente en pacientes
inmunocomprometidos. Su desarrollo se produce directamente en el citoplasma
de la célula hospedadora sin formar vacuola parasitófora. Su túbulo polar
presenta de 5-7 vueltas.

2. Encephalitozoon intestinales:
Infecta los enterocitos del intestino delgado, principalmente en pacientes
inmunocomprometidos. Su desarrollo se produce en el interior de una vacuola
parasitófora. Su túbulo polar presenta de 4-7 vueltas.

3. Encephalitozoon hellem: P
Produce en vacuolas parasitóforas en el interior de las células de su
hospedador y forma esporas redondeadas. Su túbulo polar presenta de 6-8
vueltas.

4. Encephalitozoon cuniculi:
Pproduce en vacuolas parasitóforas en el interior de las células de su
hospedador y forma esporas. Su túbulo polar presenta de 4-5 vueltas.

5. Nosema connori:
No produce vacuola parasitófora y forma esporas ovales. Su túbulo polar
presenta de 10-11 vueltas.

6. Vittaforma corneae:
No pproduce vacuola parasitófora y forma esporas cilíndricas Su túbulo
polar presenta de 5-6 vueltas.
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7. Pleistophora sp:
Forma vacuolas parasitóforas y sus esporas son de aspecto oval, Su
túbulo polar tiene 10-11 vueltas.

Diagnóstico parasitológico:

La demostración microscópica de las esporas es la base del diagnóstico. Las
esporas se pueden detectar en material de biopsia o mediante el examen de heces,
esputo, aspirado duodenal, LCR y orina.

Se pueden observar utilizando extendidos teñidos con la coloración de Gram
(son grampositivos), la coloración ácido-resistente (método de Zielh-Neelsen), la de
Giemsa o la de Schiff. La coloración de Weber basada en cromotropos ha demostrado
ser útil.

Se puede utilizar pruebas serológicas como la inmunofluorescencia indirecta
(IFI) o moleculares como la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), pero aún no
han demostrado ser fiables para el diagnóstico de rutina. También se han logrado
cultivar en líneas celulares como las de riñón de mono (MK) o de pulmón fetal humano
(FLH).

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ESQUEMAS (PRÁCTICA 6)

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42
PRÁCTICA 7
IDENTIFICACIÓN DE FLAGELADOS HEMÁTICOS - TISULARES
Y DEL APARATO GENITOURINARIO

I. INTRODUCCIÓN

Los flagelados parásitos sanguíneos tienen como hospedador intermediario a
un vector. Se reproducen por fisión binaria longitudinal. Leishmania en su ciclo
biológico adopta la forma de amastigote (con un flagelo intracelular) y de promastigote
(con flagelo libre pero sin membrana ondulante). Trypanosoma cruzi en su ciclo
biológico adopta la forma de amastigote, epimastigote (con flagelo libre y una corta
membrana ondulante) y tripomastigote (con flagelo libre y membrana ondulante
completa - forma infectante). La forma infectante en el caso de Leishmania es el
promastigote metacíclico y en el caso de Trypanosoma es el tripomastigote metacíclico
(deyecciones del vector) La vía de infección de estas parasitosis es la cutánea. El
mecanismo de transmisión es la picadura del vector (Leishmania). Las formas
habituales de transmisión de Trypanosoma cruzi son aquellas conectadas directamente
al vector, a la transfusión de sangre, a la vía congénita y, más recientemente, las que
ocurren vía oral, por la ingestión de alimentos contaminados. Mecanismos menos
comunes envuelven accidentes de laboratorio, manejo de animales infectados,
transplante de órganos.

Los flagelados urogenitales (Trichomonas) carecen de forma quística. La vía de
infección de esta parasitosis es la sexual y el mecanismo de transmisión es el contacto
sexual y los fomites.

II. MATERIALES:

– Láminas coloreadas y montadas
– Aceite de inmersión
– Microscopio.

III. PROCEDIMENTO:

Agregar a cada lámina coloreada una gota de aceite de inmersión y observarla con
aumento de 100 X. A los vectores observar en objetivos de 10 X u macroscópicamente.

IV. FLAGELADOS HEMATICO TISULARES:

Leishmania spp.

Los parásitos son transmitidos por la picadura de las hembras de mosquitos de los
géneros Lutzomya. El reservorio lo constituyen generalmente mamíferos salvajes o
domésticos. Su capacidad infectiva se manifiesta de forma variada en la
sintomatología, dando lugar a formas viscerales (kala-azar), mucocutáneas y cutáneas.
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Características morfológicas

– Amastigotes:
Se presentan como cuerpos redondeados u ovalados de 2-6 m m de
diámetro, en los que se identifican un núcleo, un cinetoplasto puntiforme y un
flagelo interno, este último sólo visible al microscopio electrónico. (Figura 10).

El cinetoplasto tiene forma de “bastoncillo” y esta conformado por ADN.
Es una estructura que contiene al cuerpo parabasal y un blefaroplasto
puntiforme de donde se origina el flagelo

– Promastigotes:
Son alargados, de alrededor de 20 por 2-3 m m, con un núcleo central,
un flagelo externo, anterior, rodeado de membrana plasmática, de longitud
similar al cuerpo del parásito y un quinetoplasto, ubicado en el extremo anterior,
en la proximidad del origen del flagelo (Figura 10).

Diagnóstico parasitológico:

La demostración microscópica de los amastigotes es la base del diagnóstico.
Se debe buscar el parásito en muestras de tejidos. Se recomienda realizar exámenes
directos de extendidos de las lesiones mediante raspado con bisturí utilizando
coloraciones de Giemsa o Leishman. Si la muestra resulta negativa, se pueden
buscar los parásitos por biopsia de tejidos o se les puede cultivar en medio de Novy,
McNeal y Nicolle (NNN) e inocularlos en animales de laboratorio.

Las técnicas serológicas útiles para el diagnóstico indirecto son la técnica de
intradermoreacción (prueba de Montenegro), el inmunoensayo enzimático (ELISA) e la
inmunofluorescencia indirecta (IFI).

Vector: Lutzomyia spp

Son insectos hematófagos nocturnos, con metamorfosis completa. Mide de 2 a
4 mm. Tienen un solo par de alas, estas son ovaladas, en forma de V y densamente
cubiertas por pelos; tienen antenas con más de 6 segmentos y pieza bucales
relacionadas con sus hábitos alimentarios (Figura 11).

Trypanosoma cruzi

Características morfológicas

– Amastigotes:
Son redondos u ovalados, miden de 1.5 a 4 micras de diámetro y no
poseen flagelo visible, estos amastigotes se aglomeran en las células formando
“nidos”.Estas formas se encuentran en el interior de las células del huésped
vertebrado (Figura 12).

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– Epimastigotes:
Son alargadas, miden de 35 a 40 micras y tienen un flagelo que se
origina cerca del cinetoplasto. El cinetoplasto se encuentra anterior al
núcleo. Estas formas no se encuentran en el huésped vertebrado (Figura 12).

– Tripomastigotes:
Tiene forma alargada, su tamaño es alrededor de 20 micras, poseen un
flagelo que sale del parásito por el extremo anterior, a lo largo de su cuerpo
tienen una membrana ondulante. Poseen un núcleo cerca de la parte central y
un quinetoplasto grande que los caracteriza morfológicamente. Este estadío se
encuentra en la sangre de las personas infectadas (Figura 12).

Diagnóstico parasitológico:

La demostración microscópica de los tripomastigotes es la base del diagnóstico.
Se debe buscar el parásito en muestras de sangre