Produccion-de-biohidrogeno-a-partir-de-efluentes-vitivincolas-en-sistemas-de-biopelcula-con-lecho-estructurado

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
PROGRAMA DE MAESTRÍA Y DOCTORADO EN INGENIERÍA 
 INGENIERIA AMBIENTAL – AGUA 
 
 
 
 
 
PRODUCCIÓN DE BIOHIDRÓGENO A PARTIR DE EFLUENTES VITIVINÍCOLAS EN 
SISTEMAS DE BIOPELÍCULA CON LECHO ESTRUCTURADO 
 
 
 
 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRO EN INGENIERÍA 
 
 
 
 
 
PRESENTA: 
CAROLINA MEJÍA SAUCEDO 
 
 
 
 
TUTORES PRINCIPALES 
GERMÁN BUITRÓN MÉNDEZ, INSTITUTO DE INGENIERIA 
JULIÁN CARRILLO REYES, INSTITUTO DE INGENIERIA 
 
COMITÉ TUTOR 
PETIA MIJAYLOVA NACHEVA, IMTA 
 
Ciudad de México, Noviembre 2018
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
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Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
JURADO ASIGNADO: 
Presidente: Ora. Petia Mijaylova Nacheva 
Secretario: Dr. Christian E. Hernandez Mendoza 
Vocal: Ora. Ma. Fabiola Le6n Galvan 
2 do. Vocal: Dr. German Buitr6n Mendez 
3 e r. Vocal: Dr. Julian Carrillo Reyes 
LUGAR DONDE SE REALIZe LA TESIS: 
Laboratorio de Investigaci6n en Procesos Avanzados de Tratamiento de Aguas 
(LiPATA). Unidad Academica Juriquilla, Instituto de Ingenierfa, Universidad Nacional 
Aut6noma de Mexico, Campus Juriquilla, Blvd. Juriquilla 3001, 76230 Queretaro, 
Mexico. 
TUTOR DE TESIS: TUTOR DE TESIS: 
Dr. Julian Carrillo Reyes Dr. German Buitr6n Mendez 
FIRMA 
ii I Produccion de biohidrogeno a partir de efluentes vitivinkolas en sistemas de biopelicula 
con lecho estructurado 
iii | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
 
FINANCIAMIENTO 
 
Esta investigación fue financiada por proyecto Ciencia Básica CONACYT 255537 y PAPIIT 
IA100518. 
 
Se agradece el apoyo del Fondo de Sustentabilidad Energética SENER – CONACYT a través del 
proyecto 247006 Clúster de Biocombustibles gaseosos, por parte de la infraestructura utilizada 
para la realización de esta tesis. 
 
Se agradece al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por la beca otorgada 
para la realización de los estudios de maestría. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iv | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
AGRADECIMIENTOS 
 
A la Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM), el Instituto de Ingeniería (II) y al 
Laboratorio de Investigación en Procesos Avanzados de Tratamiento de Aguas (LIPATA) por la 
facilidad de utilizar sus instalaciones para la realización del trabajo de investigación. 
Se agradece al proyecto Ciencia Básica CONACYT 255537 y PAPIIT IA100518. 
Se agradece el apoyo del Fondo de Sustentabilidad Energética SENER – CONACYT a través 
del proyecto 247006 Clúster de Biocombustibles gaseosos. 
Al Dr. Julián Carrillo, tutor principal, por aceptarme como su primera estudiante de tesis en su 
incursión como investigador del II, por su incansable apoyo y asesoramiento en la parte teórica y 
práctica de este trabajo de investigación, por los comentarios de aliento y la confianza otorgada. 
Al Dr. Germán Buitrón, tutor principal, por brindarme la oportunidad de pertenecer a su grupo de 
trabajo, por su guía y supervisión en la elaboración del trabajo de investigación. 
A la Dra. Petia Mijaylova Nacheva por formar parte de mi comité́ tutor, por su disposición para 
asesorar y apoyar en el enriquecimiento de este trabajo de investigación con sus observaciones y 
comentarios. 
A la maestra Gloria Moreno, al maestro Jaime Pérez y al licenciado Ángel Hernández por su 
asistencia técnica en el laboratorio y cómputo, por los ánimos otorgados durante los momentos de 
incertidumbre. 
A la Dra. Karla Muñoz por su ayuda dentro y fuera del laboratorio, por los buenos comentarios y 
las acertadas observaciones. 
A mis profesores: Dr. Germán Buitrón, Dra. Idania Valdez, Dr. Alejandro Vargas, Dr. Guillermo 
Quijano, Mtra. Gloria Moreno, Dr. Isaac Monroy y Dr. Martín Barragán por el conocimiento 
impartido en el aula y la disposición para resolver cualquier duda. 
A Felipe por ser la persona que más apaña, por creer en mí y acompañarme siempre. No hay nadie 
más entregado a las personas que quiere y a lo que hace. De alguna manera tu voz y frases chilenas 
terminaron por ser lo más cercano a casa para mí en Querétaro. 
A Caro por compartir conmigo la experiencia de vivir en la ciudad, por los regaños oportunos, los 
ánimos inagotables, las risas ensordecedoras y el cariño sincero. Por permitirme decir que no solo 
eres mi amiga, sino también parte de la pequeña familia que me vine a encontrar acá. 
v | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
A Luis por su autenticidad y modo zen de ver la vida que siempre me transmitía paz. Por las 
pláticas enriquecedoras, las aventuras y todos los recuerdos. Coincidir con gente como tú, hace la 
vida más llevadera. 
A Julián Sánchez por todo su cariño, confianza y complicidad, por siempre hacer un espacio para 
escuchar mis aciertos y errores, levantarme el ánimo y sacarme sonrisas. A Karina por su corazón 
tan grande, siempre dispuesto a ayudar y cuidar de todos. Eres ejemplo de tenacidad y fortaleza. 
A Jonathan por compartir su dedicación, interés y persistencia en la vida. A Yeinner por tantas 
anécdotas y frases memorables, por la franqueza y espontaneidad que siempre amenizan los ratos 
pesados. A Rocher por su generosidad, amabilidad y optimismo infinitos. 
A todos mis compañeros y amigos de LIPATA por el enriquecimiento, la convivencia y sobretodo, 
el empuje que me dieron en forma de saludos, platicas y sonrisas. 
 
vi | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
DEDICATORIA 
 
A quienes tengo el orgullo de llamar papá y mamá: 
Por darme amor a manos llenas, por enseñarme que vale la pena luchar por lo que uno quiere, 
por la comprensión incansable cuando de sus hijos se trata y por impulsarme a cumplir mis 
sueños. Sin importar la distancia física, siempre van a estar en mí. 
 
A mis compañeros de crecimiento, mis hermanos Carlos y Edgar: 
Que siempre han estado para mí, demostrando el valor de la familia y cuidándome como si fuera 
la hermana pequeña. Son mi ejemplo de coraje y lucha. 
 
A mi solecito, mi sobrina Mariana: 
Me llenas la vida desde el día que supe que venías en camino, eres luz y ternura. 
vii | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
CONTENIDO 
 
AGRADECIMIENTOS ............................................................................................................................... iii 
DEDICATORIA .......................................................................................................................................... vi 
CONTENIDO ............................................................................................................................................. vii 
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................................................ ix 
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................................................. xi 
1. INTRODUCCIÓN ..............................................................................................................................1 
2. MARCO TEÓRICO ........................................................................................................................... 3 
2.1 Producción de energía a partir de combustibles fósiles ................................................................ 3 
2.2 Hidrógeno como combustible ....................................................................................................... 3 
2.2.1 Producción de hidrógeno ...................................................................................................... 4 
2.2.2 Producción de hidrógeno a partir de métodos biológicos ..................................................... 4 
2.3 Fermentación oscura ..................................................................................................................... 5 
2.3.1 Microorganismos participantes y rutas metabólicas reportadas en la fermentación oscura .. 5 
2.3.2 Factores que afectan al proceso de fermentación oscura ...................................................... 8 
2.4 Tipos de sustrato ......................................................................................................................... 15 
2.4.1 Efluentes vitivinícolas ......................................................................................................... 15 
2.4.2 Efluentes vitivinícolas en México ....................................................................................... 18 
2.4.3 Revalorización de los efluentes vitivinícolas ...................................................................... 18 
2.5 Tipos de reactores ....................................................................................................................... 21 
2.5.1 Reactor de biomasa suspendida .......................................................................................... 22 
2.5.2 Reactor de biomasa fija ....................................................................................................... 22 
3. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................................................. 27 
4. OBJETIVOS ..................................................................................................................................... 29 
4.1 Objetivo general .......................................................................................................................... 29 
4.2 Objetivos específicos .................................................................................................................. 29 
5. HIPÓTESIS ...................................................................................................................................... 30 
6. METODOLOGÍA ............................................................................................................................. 31 
6.1 Obtención y caracterización del sustrato..................................................................................... 31 
6.2 Preparación del inóculo ............................................................................................................... 31 
6.3 Prueba de inhibición de etanol en lote ........................................................................................ 31 
6.4 Soporte ........................................................................................................................................ 33 
6.5 Prueba de colonización de soporte en lote .................................................................................. 35 
viii | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
6.6 Reactores de lecho empacado estructurado................................................................................. 36 
6.7 Operación en continuo de los RLEE ........................................................................................... 37 
6.7.1 Periodo de colonización y maduración de la biopelícula .................................................... 38 
6.7.2 Periodo 1 ............................................................................................................................. 39 
6.7.3 Periodo 2 ............................................................................................................................. 39 
6.7.4 Periodo 3 ............................................................................................................................. 40 
6.8 Prueba de producción de hidrógeno a partir de ácido láctico en lote .......................................... 40 
6.9 Métodos analíticos ...................................................................................................................... 41 
7. RESULTADOS Y DISCUSIONES ................................................................................................. 45 
7.1 Caracterización del sustrato ........................................................................................................ 45 
7.2 Prueba de inhibición de etanol en lote ........................................................................................ 46 
7.3 Prueba de colonización de soporte en lote .................................................................................. 48 
7.4 Operación en continuo de reactores de lecho empacado estructurado ........................................ 50 
7.4.1 Periodo de colonización y maduración de la biopelícula y periodo 1 ................................. 50 
7.4.2 Periodo 2 y 3 ....................................................................................................................... 54 
7.4.3 Medición de sólidos volátiles y estrategias de purga .......................................................... 59 
7.4.4 Prueba de producción de hidrógeno a partir de ácido láctico en lote .................................. 60 
8. CONCLUSIONES ............................................................................................................................ 62 
9. ANEXOS .......................................................................................................................................... 63 
9.1 Productividad derivada de la tesis ............................................................................................... 63 
10. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................................................. 64 
 
 
 
 
 
 
 
ix | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 2-1 Ruta metabólica de Clostridium .................................................................................... 6 
Figura 2-2 Inhibidores en la fermentación oscura ........................................................................ 11 
 
Figura 6-1. Prueba de inhibición en equipo AMPTS-II ................................................................ 32 
Figura 6-2. Soporte de PVC. ......................................................................................................... 34 
Figura 6-3. Aclimatación de cilindros de PVC. ............................................................................ 34 
Figura 6-4. Vista transversal de la base de acrílico para los soportes de PVC. ............................ 35 
Figura 6-5. Diseño del reactor. ..................................................................................................... 36 
Figura 6-6. Diagrama de flujo de los reactores ............................................................................. 37 
Figura 6-7. Arranque en lote de los reactores. .............................................................................. 39 
 
Figura 7-1. Promedios de parámetros de Gompertz obtenidos para las diferentes concentraciones 
de etanol en la prueba de inhibición con etanol enlote. ............................................................... 46 
Figura 7-2. Metabolitos presentes en la prueba de inhibición con etanol en lote. ........................ 47 
Figura 7-3. Producción promedio de hidrógeno con ajuste de Gompertz en los frascos de la 
condición VSC. ............................................................................................................................. 50 
Figura 7-4. Soportes con biopelícula. ........................................................................................... 51 
Figura 7-5. VVPH y TRS durante el periodo de colonización y maduración de la biopelícula y 1er 
periodo. ......................................................................................................................................... 52 
Figura 7-6. Producción promedio de metabolitos durante el periodo de colonización y maduración 
de la biopelícula y periodo 1 obtenidos para R1 y R2. ................................................................. 53 
Figura 7-7. HeatMap de los resultados de la secuenciación de R1 y R2 durante el periodo de 
colonización y maduración de la biopelícula y periodo 1............................................................. 54 
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file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709202
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709203
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709226
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709226
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file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709229
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709230
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709230
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709231
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709231
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709232
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709232
x | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
Figura 7-8. VVPH y TRS durante el 2do y 3er periodo de operación .......................................... 55 
Figura 7-9. Producción promedio de metabolitos durante el periodo 2 y 3 obtenidos para R1 y R2.
....................................................................................................................................................... 56 
Figura 7-10. Resultados de abundancia relativa de la secuenciación de R1 y R2 durante el periodo 
2 y 3............................................................................................................................................... 58 
Figura 7-11. Medición de sólidos volátiles durante la operación de R1 y R2, y el tiempo de 
retención de sólidos calculado en cada periodo. ........................................................................... 59 
Figura 7-12. Distribución de los valores de VVPH en cada estrategia de purga. ......................... 60 
 
 
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file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709234
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709234
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file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709236
file:///C:/Users/pcCaro/Desktop/TesisCMSNov2018_GB%202.DOCX%23_Toc531709236
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xi | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla 2-1. Métodos biológicos de producción de hidrógeno .......................................................... 4 
Tabla 2-2. Rutas metabólicas para el consumo de hidrógeno ....................................................... 12 
Tabla 2-3. Caracterización de efluentes vitivinícolas en la literatura. .......................................... 16 
Tabla 2-4. Impacto ambiental potencial de los efluentes vitivinícolas ......................................... 17 
Tabla 2-5. Producción de hidrógeno a partir de residuos agroindustriales bajo diferentes 
condiciones operacionales. ........................................................................................................... 20 
Tabla 2-6. Producción de hidrógeno utilizando reactores de lecho empacado. ............................ 24 
 
Tabla 6-1. Caracterización de cilindros PVC. .............................................................................. 33 
Tabla 6-2. Estrategias de purga de biomasa realizadas durante la operación de R1 y R2. ........... 38 
Tabla 6-3. Velocidades de carga orgánica (DQO y etanol) en los periodos de operación de R1 y 
R2. ................................................................................................................................................. 40 
 
Tabla 7-1. Caracterización del efluente vitivinícola. .................................................................... 45 
Tabla 7-2. Valores de carbohidratos, etanol y AGVs obtenidos durante la prueba de colonización 
de soporte en lote. ......................................................................................................................... 49 
Tabla 7-3. Pruebas realizadas en la biopelícula de la condición VSC. ......................................... 49 
Tabla 7-4. Balance de DQO correspondiente a R1 y R2 durante los periodos 2 y 3…………….57 
 
 
1 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
1. INTRODUCCIÓN 
La demanda de energía a nivel mundial es cada vez mayor, debido al incremento 
poblacional y a las modificaciones en el estilo de vida del hombre. La mayor parte de la energía que 
consumimos se produce a partir de combustibles fósiles (carbón, petróleo y gas natural), los cuales 
generan una importante cantidad de gases de efecto invernadero durante su combustión (BP, 2008). 
Los combustibles fósiles, además de ser altamente contaminantes, también son una fuente no 
renovable de energía, que se agota año con año. 
En las últimas décadas se han estudiado fuentes alternativas de energía, que puedan 
satisfacer la demanda energética sin generar un impacto ambiental. El hidrógeno ha figurado como 
una alternativa prometedora, a causa de su combustión limpia y alto potencial energético (Davila-
Vazquez et al., 2008). Existen diversos métodos para la producción de hidrógeno, en donde los 
procesos biológicos pueden reducir los impactos ambientales y los gastos de producción. La 
fermentación oscura es un proceso anaerobio que involucra microorganismos capaces de degradar 
materia orgánica y convertirla en hidrógeno, lo cual se puede llevar a cabo en espacios de área 
moderada, al contrario de la fotofermentación, donde se necesita captar luz (Das & Veziroǧlu, 
2001). Para llevar a cabo este proceso es necesario contar con sustratos ricos en materia orgánica, 
que sean económicos y con gran disponibilidad, tales como las aguas residuales provenientes de la 
industria agroalimenticia (Sinha & Pandey, 2011). 
Como ejemplo de efluente agroindustrial se encuentran los residuos provenientes de la 
industria de la producción de vino, bien conocida por ser una de las más importantes en el paísy el 
mundo. Solamente en el año 2012 se produjeron un total de 23 400 a 27 000 toneladas de efluentes 
vitivinícolas en México, los cuales requieren de una disposición adecuada para no causar impactos 
negativos en el ambiente (Girón-Martínez, 2014; Lucas et al., 2010). Estos residuos fueron 
evaluados anteriormente para la producción de hidrógeno mediante fermentación oscura en un 
reactor anaerobio de flujo ascendente (UASB) inoculado con lodo granular (Albarrán-Contreras & 
Buitrón, 2017), donde los resultados obtenidos señalan que los microorganismos pueden verse 
inhibidos por la presencia de etanol en el efluente. Además, también se reporta contenido de 
compuestos polifenólicos que pueden ser nocivos para la comunidad (Bundhoo & Mohee, 2016). 
Es por esto que los efluentes vitivinícolas se consideran sustratos complejos y de difícil degradación 
que pueden ser tratados más fácilmente con biopelículas, por su alta resistencia a disturbios en el 
2 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
sistema en comparación con la biomasa suspendida (Z. P. Zhang et al., 2008). Los reactores de 
biopelícula con lecho empacado (RLE) son una opción que ha demostrado tener altos rendimientos 
en la producción de hidrógeno, sin embargo se ha reportado que no se mantiene la estabilidad más 
allá del primer mes de operación, debido al crecimiento excesivo de biopelícula que se acumula 
sobre los soportes y propicia la proliferación de microorganismos no productores y/o consumidores 
de hidrógeno que reducen el rendimiento de producción de hidrógeno (Fernandes et al., 2013; Fuess 
et al., 2016). Con el fin de evitar la reducción en la productividad de hidrógeno en los RLE, se ha 
propuesto utilizar configuraciones de reactor que permitan aplicar estrategias para disminuir el 
tiempo de retención de sólidos (TRS) en el sistema (Fuess et al., 2016). 
En el presente trabajo se determinó el efecto del TRS en la producción de hidrógeno en dos 
reactores de lecho estructurado empacado (RLEE) alimentados con efluentes vitivinícolas. Con este 
fin se evaluó la producción y estabilidad ante diferentes estrategias de purga de biomasa suspendida 
y adherida a la biopelícula. Además se correlacionó los rendimientos de producción de hidrógeno 
con las distintitas comunidades microbianas seleccionadas mediante técnicas de ecología 
microbiana molecular. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
2. MARCO TEÓRICO 
2.1 Producción de energía a partir de combustibles fósiles 
 
En los últimos años ha crecido la preocupación por la alta dependencia hacia los 
combustibles fósiles, debido al impacto negativo que generan en el ambiente. Para obtener energía 
a partir de estos combustibles es necesario someterlos a un proceso de combustión, en el cual se 
emiten contaminantes atmosféricos, principalmente CO2. El uso de combustibles fósiles se elevó 
con la revolución industrial a mediados del siglo XVIII y desde entonces su explotación ha sido 
indiscriminada. A principios del año 2016 la concentración de CO2 en la atmosfera superó las 400 
ppm (World Meteorological Organization, 2016), por lo que hay más partículas disponibles para 
captar la radiación infrarroja proveniente del sol, lo cual acelera el efecto invernadero propio de 
nuestro planeta, provocando el ya conocido Calentamiento Global. Asimismo, lo mencionado 
anteriormente va de la mano con el crecimiento demográfico, que entre el año 2010 y 2014 aumentó 
a una tasa anual del 1.2 % (DESA, 2014); y al aumentar la población, aumenta también la demanda 
energética mundial. Es decir, las reservas de combustibles fósiles se agotan con mayor rapidez. En 
el año 2008, la compañía de Petróleo Británica publicó la cifra aproximada a la que ascendían las 
reservas mundiales de carbón (169 billones de toneladas), gas natural (177 trillones de m3) y petróleo 
(84 billones de toneladas); tomando en cuenta el ritmo de producción actual, determinó que dichas 
reservas alcanzarían para 42, 60 y 133 años, respectivamente (BP, 2008). Nos enfrentamos, 
entonces, ante el reto de encontrar nuevas fuentes de energía, que además sean ambientalmente 
amigables. En este sentido, la tendencia mundial va encaminada al uso de combustibles alternativos, 
que puedan satisfacer la necesidad energética sin el impacto negativo de los combustibles fósiles 
(Meneses-Jácome et al., 2016). 
 
2.2 Hidrógeno como combustible 
 
El hidrógeno ha sido considerado como una opción prometedora por ser una fuente de 
energía limpia, ya que es el único combustible libre de carbono que genera solo agua durante su 
combustión (Davila-Vazquez et al., 2008). Una de las principales ventajas que tiene sobre otros 
combustibles en cuanto a la producción de energía es su alta densidad energética (122 kJ/g) (Meher 
Kotay & Das, 2008). Estas características lo hacen una opción atractiva para ser utilizado en todos 
4 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
los sectores de la economía y todas las regiones del mundo, proporcionando la base para un sistema 
de energía sostenible (Benemann, 1996). 
 
2.2.1 Producción de hidrógeno 
 
Aproximadamente el 96% del hidrógeno producido a nivel global viene de procesos donde 
se utilizan combustibles fósiles (48% a partir de gas natural, 30% del petróleo y 18% del carbón). 
Solo el 4% restante proviene de la electrólisis de agua y a partir de residuos orgánicos (biomasa). 
Cabe resaltar que al utilizar combustibles fósiles para la producción de hidrógeno también se 
generan emisiones de CO2, al igual que en su combustión. Por otra parte, en la electrólisis de agua 
no se generan contaminantes, pero los costos de operación y la demanda de energía son muy altos. 
Es por eso que el uso de combustibles fósiles o la electrólisis de agua no se consideran procesos 
sustentables. Por el contrario, los procesos de producción de hidrógeno a partir de biomasa son de 
fácil operación, con un reducido gasto energético y una mínima generación de contaminantes (Balat 
et al., 2009; Venkata Mohan et al., 2007). 
 
2.2.2 Producción de hidrógeno a partir de métodos biológicos 
 
Actualmente, los métodos de producción biológica de hidrógeno han adquirido importancia 
por dos ventajas importantes: la utilización de recursos energéticos renovables (residuos orgánicos) 
y su funcionamiento a temperatura ambiente y presión atmosférica (Sinha & Pandey, 2011). En ellos 
se utilizan microorganismos que bajo diferentes rutas metabólicas son capaces de producir una 
mezcla de gases que contiene hidrógeno y CO2, esencialmente. 
Tabla 2-1. Métodos biológicos de producción de hidrógeno (Levin et al., 2004). 
Proceso Microorganismos Reacción 
¿Necesita 
luz? 
Biofotólisis 
Directa Algas verdes 2H2O + luz → 2H2 + O2 Sí 
Indirecta Algas verdeazul 
(cianobacterias) 
12H2O + 6CO2 + luz → C6H12O6 + 6O2 
C6H12O6 + 12H2O + luz → 12H2 + 6CO2 
Sí 
Fotofermentación Bacterias purpuras del 
azufre 
CH3COOH + 2H2O + luz → 4H2 + 2CO2 Sí 
Fermentación oscura Bacterias fermentativas C6H12O6 + 2H2O → 2CH3COOH + 2CO2 + 4H2 No 
5 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
En la Tabla 2-1 se muestran los métodos biológicos para producir hidrógeno, la biofotólisis 
de agua se lleva a cabo en condiciones aerobias, mientras que la fotofermentación y la 
fermentación oscura se producen en ausencia de oxígeno. 
 
2.3 Fermentación oscura 
 
Como se mencionó anteriormente, la fermentación de la materia orgánica produce hidrógeno 
en presencia y ausencia de luz. La fermentación oscura por su parte se considera el proceso biológico 
más simple de operar y muestra altas tasas de producción de hidrógenocuando se compara con los 
métodos fotosintéticos, además de condiciones de reacción más moderadas y sin necesitar de 
grandes áreas para capturar luz (Das & Veziroǧlu, 2001). 
Existe una amplia gama de compuestos orgánicos que pueden ser utilizados como sustrato 
para llevar a cabo la fermentación oscura, además de carbohidratos simples como glucosa se puede 
pueden utilizar residuos orgánicos (Sinha & Pandey, 2011). Este proceso implica la cooperación de 
microorganismos anaerobios facultativos o estrictos, que degraden rápidamente la materia orgánica 
del sustrato y que generen una fermentación estable, primeramente hidrolizando las proteínas y los 
azúcares para formar ácidos orgánicos, H2 y CO2 a partir de las moléculas hidrolizadas (Valdez-
Vazquez & Poggi-Varaldo, 2009). 
 
2.3.1 Microorganismos participantes y rutas metabólicas reportadas en la fermentación 
oscura 
 
La conversión de sustrato a hidrógeno la llevan a cabo grupos de microorganismos mediante 
complejas series de reacciones bioquímicas y metabólicas. La producción de H2 es un mecanismo 
que dispone del exceso de electrones, a través de la actividad de la enzima deshidrogenasa presente 
en los microorganismos. Entre las bacterias que poseen dicha capacidad de producción se 
encuentran las anaerobias estrictas (Clostridia, Methylotrophs, bacterias ruminales), anaerobias 
facultativas (Escherichia coli, Enterobacter, Citrobacter), e incluso aerobias (Alcaligenes, Bacillus) 
(Kothari et al., 2012; Tanisho & Ishiwata, 1994). 
La ruta metabólica más reportada para la producción de hidrógeno es a partir del consumo 
de glucosa y la formación de metabolitos como ácido acético (Ecuación 1-1) y ácido butírico 
6 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
(Ecuación 1-2) en el género Clostridium (Clostridium acetobulylicum y Clostridium thermocellum) 
(Valdez-Vazquez & Poggi-Varaldo, 2009) (Figura 2-1). 
 
𝐶6𝐻12𝑂6 + 2 𝐻2𝑂 → 2 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2 𝐶𝑂2 + 4 𝐻2 Ecuación 1-1 
𝐶6𝐻12𝑂6 → 𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝐶𝐻2𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2 𝐶𝑂2 + 2 𝐻2 Ecuación 1-2 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Como se menciona anteriormente, la producción de hidrógeno suele relacionarse al consumo 
de carbohidratos. No obstante, hay diferentes trabajos que han reportado producción de hidrógeno 
a partir del consumo de otros sustratos, dando así paso a rutas metabólicas diferentes. Por ejemplo, 
Refai et al. (2014) realizó un experimento para producir metano a partir de una solución modelo 
preparada con etanol, ácido acético, butírico y propiónico utilizando un lodo anaerobio proveniente 
de una planta de tratamiento de residuos orgánicos. Durante este experimento se encontró que dentro 
del inoculo utilizado hay microorganismos capaces de oxidar el etanol, como Methanobacillus 
omelianskii (Ecuación 1-3), el ácido propiónico (Ecuación 1-4) y el ácido butírico (Ecuación 1-5) 
Figura 2-1 Ruta metabólica de Clostridium (Valdez-Vazquez & Poggi-Varaldo, 2009). 
 
7 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
para obtener hidrógeno, que posteriormente es convertido en metano por las arqueas 
hidrogenotróficas. 
𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝑂𝐻 + 𝐻2𝑂 → 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2𝐻2 Ecuación 1-3 
𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝐶𝐻2𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2𝐻2𝑂 → 2𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2𝐻2 Ecuación 1-4 
𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2𝐻2𝑂 → 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐶𝑂2 + 3𝐻2 Ecuación 1-5 
 
Ding et al. (2010) efectuó en un ensayo para analizar la formación de ácido capróico durante 
la producción de hidrógeno fermentativo. Este experimento se desarrolló en un reactor de lecho fijo 
y flujo ascendente alimentado de una solución modelo de glucosa e inoculado con lodo anaerobio 
metanogénico con tratamiento químico y térmico. De acuerdo a la literatura, el ácido capróico solo 
es sintetizado por unas pocas especies de bacterias como Eubacterium alactolyticus, Eubacterium 
biforme, Eubacterium limosum, Eubacterium pyruvativorans, Clostridium kluyveri, Peptococcus 
niger y Megasphaera elsdenii que utilizan como sustrato los metabolitos formados en la 
fermentación de carbohidratos (etanol y ácido butírico) dando paso a la producción de ácido 
capróico, ácido acético e hidrógeno (Ecuación 1-6). 
𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝑂𝐻 + 𝐶𝐻3(𝐶𝐻2)2𝐶𝑂𝑂𝐻 → 𝐶𝐻3(𝐶𝐻2)4𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐻
+ + 2𝐻2 + 𝐻2O 
Ecuación 1-6 
Ohnishi et al. (2012) realizó una investigación para estudiar el papel que juegan las 
bacterias del ácido láctico (BAL) y las bacterias consumidoras del ácido láctico (BCAL) en la 
formación de hidrógeno fermentativo. Las BAL sintetizan ácido láctico a partir de glucosa, como 
se muestra en las Ecuaciones 1-7 y 1-8: 
 
𝐶6𝐻12𝑂6 → 2𝐶𝐻3𝐶𝐻𝑂𝐻𝐶𝑂𝑂𝐻 Ecuación 1-7 
𝐶6𝐻12𝑂6 → 𝐶𝐻3𝐶𝐻𝑂𝐻𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐶2𝐻5𝑂𝐻 + 𝐶𝑂2 Ecuación 1-8 
 
Posterior a esta fermentación, las BCAL producen hidrógeno a través del consumo de ácido 
láctico. Para poder aislar y secuenciar a las BCAL se montó un experimento en lote donde se 
utilizaron inóculos acidogénicos que se alimentaron con una solución de ácido láctico. Al terminar 
8 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
el experimento, se secuenciaron las muestras y se encontraron microorganismos como Clostridium 
lundense, Clostridium sporogenes, Lactobacillus fermentum, Lactobacillus perolens, 
Megasphaera elsdenii y Pectinatus cerevisiiphilus. Sin embargo, hasta el momento de realizar este 
experimento, ninguna de las bacterias detectadas se informó previamente como BCAL para la 
fermentación de hidrógeno. En el caso de Megasphaera elsdenii se calculó un rendimiento teórico 
de 0.5 mol H2/mol de ácido láctico a partir de la ecuación estequiometria del balance de masa, 
donde se sintetiza el ácido láctico y se produce hidrógeno, ácido acético y propiónico (Ecuación 
1-9): 
 
2𝐶𝐻3𝐶𝐻𝑂𝐻𝐶𝑂𝑂𝐻 → 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐶𝑂2 + 𝐻2 Ecuación 1-9 
 
Grause et al. (2012) trabajó en un experimento consecuente a Ohnishi et al. (2012) donde 
utilizó un matraz como reactor, alimentado con una solución modelo de ácido láctico y se inoculó 
con una muestra de suelo. Al final del experimento no se realizó ninguna secuenciación, sin 
embargo, al realizar el balance de masa se propuso una ecuación de producción de hidrógeno, con 
un rendimiento de 2 mol H2/mol ácido láctico (Ecuación 1-10): 
 
𝐶𝐻3𝐶𝐻(𝑂𝐻)𝐶𝑂𝑂𝐻 + 𝐻2𝑂 → 2𝐻2 + 𝐶𝑂2 + 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 Ecuación 1-10 
 
No obstante, es importante resaltar que tanto la síntesis de ácido láctico como carbohidratos 
para la producción de hidrógeno da paso a la formación de otros metabolitos como ácido acético, 
butírico, propiónico, etc., los cuales al igual que los sustratos diferentes a carbohidratos han sido 
poco estudiados para la producción de hidrógeno, por lo cual resulta necesario realizar más 
investigación y experimentos concluyentes que nos ayuden a entender estas rutas metabólicas 
alternas, los microorganismos que las llevan a cabo y sus rendimientos teóricos. 
 
2.3.2 Factores que afectan al proceso de fermentación oscura 
 
La producción fermentativa del hidrógeno es un proceso muy complejo que está bajo la 
influencia de ciertos factores como el tipo de inóculo, la temperatura, el pH y la concentración de 
nutrientes, cofactores e inhibidores presentes en el sustrato. 
9 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula con 
lecho estructurado 
Inóculo puro vs inóculo mixto 
 
El uso de microflora mixta para la producción de H2 es más práctico que un cultivo puro, ya 
que es más simple de operar y más fácil de controlar. Pero uno de los principales obstáculos de la 
utilización de flora mixta como inóculo es que en los cultivos mixtos existen microorganismos que 
producen hidrógeno y otrasque lo consumen (Sinha & Pandey, 2011). Sin embargo, se ha 
demostrado en diversos trabajos que a pesar de no tener una selección de únicamente 
microorganismos productores de H2 en el inóculo, en la mayoría de los casos suelen ser más 
eficientes los procesos donde se utiliza cultivo mixto que en los que se trabaja con un cultivo puro. 
Como es el caso de Fang & Liu (2002), quienes obtuvieron un rendimiento de 61.9 mL H2/mol de 
glucosa utilizando un cultivo mixto de un reactor de tanque agitado continuo (dedicado a la 
producción de hidrógeno con sacarosa); mientras que Zhang et al. (2006) obtuvo un rendimiento de 
25.3 mL H2/mol de glucosa utilizando un cultivo puro (Clostridium acetobutylicum ATCC 824). 
Ambos trabajos utilizaron glucosa como sustrato y sin embargo en el estudio donde se utilizó cultivo 
mixto se alcanzaron rendimientos de producción casi tres veces mayores. 
 
Efecto del pH 
 
El pH es un factor importante que influye en las actividades de los microorganismos 
productores de H2 debido a que afecta la actividad de la enzima hidrogenasa, así como la ruta 
metabólica. Diferentes estudios revelaron que la producción de H2 a través de la vía fermentativa se 
lleva a cabo bajo condiciones ligeramente ácidas (Sinha & Pandey, 2011). Fang & Liu (2002) 
evaluaron el efecto de diferentes valores de pH (de 4 a 7 con incrementos de 0.5) en un fermentador 
a temperatura de 36° C, utilizando glucosa como sustrato. Cada condición fue evaluada durante 21 
días y se observó que la degradación de glucosa fue mayor en el pH de 5.5. Además el contenido de 
hidrógeno en el biogás fue mayor y estuvo libre de metano en las condiciones por debajo del 5.5, ya 
que conforme aumentaba hasta llegar a 7 el metano se iba haciendo presente y el contenido de 
hidrógeno disminuía. La tasa de producción y el rendimiento incrementaron en el pH de 5.5, 
obteniendo valores de 61.9 mL H2/mol de glucosa. Esto se atribuye a que el pH ácido favorece las 
rutas metabólicas para la producción de hidrógeno e inhibe a los productores de metano. 
 
10 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
Efecto de la Temperatura 
 
La temperatura afecta la tasa de crecimiento y la vía metabólica de los microorganismos. 
Las reacciones fermentativas pueden ser operadas en condiciones mesófilas (25 a 40° C), termófilas 
(41 a 65°C) o hipertermófilas (> 80° C). En la mayor parte de estudios realizados la producción de 
H2 se vio favorecida en condiciones mesófilas y unos cuantos en condiciones termófilas (Sinha & 
Pandey, 2011). 
Por ejemplo, (Valdez-Vazquez et al., 2005) evaluó la producción de hidrógeno utilizando la 
fracción orgánica de desechos municipales, como inóculo un digestato de digestores anaerobios de 
sustrato sólido metanogénico, y encontró que el rendimiento bajo condiciones termófilas (55 °C) 
fue notablemente superior al rendimiento bajo condiciones mesófilas (37 °C) (408 y 180 NmL H2/g 
removido de sólido volátil, respectivamente). Sin embargo, mantener condiciones termófilas 
representa un gasto energético, que eleva el costo de operación, por lo que las temperaturas 
mesófilas resultan mucho más viables. 
 
2.3.2.1 Nutrientes e inhibidores en la fermentación oscura 
 
La producción de hidrógeno necesita elementos y/o compuestos químicos para el 
funcionamiento óptimo del metabolismo de los microorganismos durante la fermentación oscura. 
Dichos elementos son necesarios por el cofactor de la enzima bacteriana, los procesos de transporte 
y las deshidrogenasas (Sinha & Pandey, 2011). Sin embargo mantener un control total sobre la 
presencia de los componentes presentes en el sustrato se vuelve mucho más complicado tratándose 
de sustratos complejos, además de que en muchos casos no se tiene claro el efecto que tiene la 
presencia y/o concentración de nutrientes, metales, etc., dentro del sistema. 
 
Macronutrientes: relación C:N:P 
 
El carbono, el nitrógeno y el fosforo son elementos cuyo papel es primordial para el 
funcionamiento metabólico y el desarrollo celular de los microorganismos. Peixoto et al. (2011) 
realizó un experimento donde evaluó diferentes relaciones C:N:P en dos reactores de lecho 
empacado alimentados con agua residual sintética que se dejó fermentar de forma natural por varios 
11 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
días para desarrollar un inóculo. Después de 70 días de operación, se concluyó que la mejor relación 
de C:N:P fue de 100:0.8:0.3, ya que se alcanzó el rendimiento producto/sustrato (Yp/s) más alto. 
Todo esto en sistemas de biopelícula para producción de hidrógeno mediante fermentación oscura. 
 
Inhibidores y micronutrientes 
 
En la Figura 2-2 se muestran diversas causas que pueden inhibir en el proceso de 
fermentación oscura. Como se puede observar, estas causas se agrupan en los factores que se 
desarrollan previos al proceso (inóculo y sustrato) o los que surgen dentros del mismo (metabolitos 
formados) y pueden tener un efecto negativo. 
 
Figura 2-2 Inhibidores en la fermentación oscura (Bundhoo & Mohee, 2016). 
 
Microorganismos y/o metabolitos que afectan el proceso de fermentación oscura 
 
Cuando se utilizan inoculos mixtos se corre el riesgo de tener presentes microorganismos 
cuyas rutas metabólicas son responsables del consumo de hidrógeno o bien, el consumo de 
carbohidratos para formar productos diferentes al hidrógeno. Esto genera una competencia por 
sustrato con los microorganismos que generan hidrógeno a partir de carbohidratos, provocando 
bajas productividades de H2. En la Tabla 2-2 se muestran las principales rutas metabólicas para el 
consumo de H2. 
12 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
Tabla 2-2. Rutas metabólicas para el consumo de hidrógeno. Fuente: adaptada de Bundhoo & Mohee (2016). 
Metanogénesis 
hidrogenotrófica 
4𝐻2 + 𝐶𝑂2 → 2𝐻2𝑂 + 𝐶𝐻4 
Los metanógenicos hidrogenotróficos utilizan H2 como donante de electrones y reducen CO2 
para producir CH4. Lo que resulta en un rendimiento reducido de biohidrógeno. 
Homoacetogénesis 
4𝐻2 + 2𝐶𝑂2 → 2𝐻2𝑂 + 𝐶𝐻3𝐶𝑂𝑂𝐻 
Los homoacetógenos son anaerobios obligatorios que tienen la capacidad de crecer 
autótroficamente, heterótroficamente o mixotróficamente en una variedad de sustratos para 
producir acetato. Los homoacetógenos autotróficos ayudan en la formación de acetato al 
reducir el CO2 utilizando el H2 como donador de electrones, de modo que consumen una 
fracción importante del H2 producido para sintetizar acetato. 
Los heterotróficos consumen azúcares y alcoholes (entre otros) para producir acetato como 
el único producto final, por lo que la disponibilidad de estos sustratos se reduce y esto 
posteriormente disminuye las actividades de los productores de H2. 
Los homoacetógenos mixotróficos combinan las rutas metabólicas de la homoacetogénesis 
autótrofa y heterotrófica porque pueden consumir H2 y/o sustratos orgánicos para la 
producción de acetato. 
Propionato 
reductora 
2𝐻2 + 𝐶6𝐻12𝑂6 → 2𝐶𝐻3𝐶𝐻2𝐶𝑂𝑂𝐻 + 2𝐻2𝑂 
Los productores de propionato pueden usar H2 como donador de electrones para la 
producción de este metabolito a partir de glucosa. Esto causa la disminución en el 
rendimiento de H2. 
Sulfato reductora 
4𝐻2 + 𝐻
+ + 𝑆𝑂4
−2 → 4𝐻2𝑂 + 𝐻𝑆
− 
Las bacterias sulfato reductoras (BSR) son anaerobios obligatorios que pueden utilizar una 
variedad de sustratos como donadores de electrones y reducir los sulfatos a sulfuros. Las 
BSR hidrogenotróficas utilizan H2 como donador de electrones para producir sulfuro, lo que 
resulta en rendimientos de H2 reducidos. Además, la liberación de sulfuros (HS-, S-2 y la 
forma más tóxica: H2S) afecta las tasas de crecimiento y suprime las bioactividades 
celulares. 
Nitrato reductora4𝐻2 + 𝐻
+ + 𝑁𝑂3
− → 3𝐻2𝑂 + 𝑁𝐻3 
Las bacterias nitrato reductoras (BNR) usan H2 como donador de electrones para producir 
amoníaco, el cual tiene un efecto inhibitorio para los microorganismos partipantes en la 
fermentación oscura. 
 
La inhibición causada por microorganismos consumidores de H2 y/o microorganismos que 
generan competencia por sustrato con los productores de H2 puede ser abordada de diferentes 
maneras. Una solución es tomar en cuenta el tiempo de duplicación de cada grupo de 
13 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
microorganismos; en la digestión anaerobia los tiempos de duplicación son de: 5 h, 72 a 131 h y 15 
a 85 h para los microorganismos acidogéncos, acetogénicos y metanogénicos, respectivamente (Ali 
Shah et al., 2014). De modo que para la producción de hidrógeno es necesario seleccionar a los 
microorganismos acidogénicos y el tiempo de residencia hidraúlico (TRH) es un parámetro 
determinante para ejercer selección sobre el incóculo en los sistemas de biomasa suspendida. 
Dependiendo del tipo de reactor y del inóculo, el TRH óptimo puede variar. Sin embargo, es 
importante mantener este parámetro en un rango seguro para evitar proliferación de 
microorganismos no deseados durante la producción de hidrógeno. Asímismo, en los sistemas de 
biomasa fija, también es importante tomar en cuenta el TRS para la selección de microorganismos. 
En la sección 2.4 se explica a más profundidad sobre estos dos parámetros. 
Otra de las soluciones es realizar un pretratamiento al inóculo, para enriquecer las bacterias 
productoras de H2, entre ellos se encuentran el tratamiento térmico, aireación acida, congelación y 
descongelación y tratamientos quimicos (Sinha & Pandey, 2011). O bien, el control de la 
temperatura y el pH, como se explica en la sección 2.3.2. 
 
Iones metálicos 
 
Los iones Na+2 generalmente se adicionan en forma de hidróxido de sodio o cloruro de sodio. 
Para la producción de hidrógeno a partir de residuos de comida y cultivos mixtos se encontró que 
bajo las concentraciones de 9.83-14.41 g/L se presenta la producción máxima. Sin embargo al 
superar los 20 g/L se observa inhibición en el proceso de fermentación oscura (Cao & Zhao, 2009). 
La demanda de magnesio en los microorganismos principalmente se debe al funcionamiento de los 
ribosomas, además que es un importante constituyente de las membranas celulares y también se 
desempeña como cofactor de enzimas glicolíticas, por lo cual a mayor concentración de Mg+2 se 
favorece la glucolisis. Algunos trabajos señalan que la concentración óptima de Mg en el sustrato 
es de 1.2-23.6 mg/L (Sinha & Pandey, 2011). El calcio se reporta como elemento primordial para 
el crecimiento celular y además promueve la formación de biopelícula. Se reporta que las 
concentraciones entre 5-28 g Ca+2/L dan como resultado una producción mejorada de biohidrógeno. 
Mientras que al sobrepasar los 100 g Ca+2/L disminuyen los rendimientos de producción (Bundhoo 
& Mohee, 2016). 
14 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
El hierro es un nutriente importante para formar hidrogenasa y otras enzimas, además de 
actuar como portador de electrones y estar involucrado en la oxidación del piruvato a acetil-CoA, 
CO2 e H2. Diferentes estudios se han realizado para producir hidrógeno mediante lodo anaerobio, 
estableciendo que las concentraciones optimas están entre 150-250 mg Fe/L (Sinha & Pandey, 
2011). Hay otros elementos metálicos que pueden generar inhibición dentro de la fermentación 
oscura, como Cr, Cu, etc. En este sentido, Li & Fang (2007) reportaron que la toxicidad relativa de 
seis metales galvánicos a la producción de hidrógeno fermentativo (utilizando lodo granular) fue en 
el siguiente orden: Cu (más tóxico) >> Ni ≈ Zn > Cr > Cd > Pb (menos tóxico). Encontraron la 
concentración de cada metal en la que la producción de hidrógeno se inhibía un 50% en base a los 
controles de sacarosa: 30 mg Cu/L, 1600 mg Ni/L, 1600 mg Zn/L, 3000 mg Cr/L, 3500 mg Cd/L, 
y valores mayores a 5000 mg Pb/L. 
 
Compuestos fenólicos 
 
Los compuestos fenólicos se producen a partir de la hidrólisis ácida de residuos orgánicos. 
El efecto principal de estos compuestos es sobre las membranas celulares, se aumenta la 
permeabilidad, lo cual permite la entrada de compuestos tóxicos y la salida de componentes 
citoplasmáticos. Para procesos de fermentación oscura se reporta inhibición en concentraciones de 
entre 1000-1500 mg/L de compuestos fenólicos (Bundhoo & Mohee, 2016). 
 
Etanol 
 
Algunos sustratos empleados para producción de hidrógeno son residuos de procesos de 
fermentación o destilación de alcohol, como las vinazas de tequila y caña de azúcar o efluentes 
vitivinícolas (Albarrán-Contreas & Buitrón et al., 2017; Buitrón et al., 2010; Fuess et al., 2016). De 
modo que estos sustratos pueden contener hasta 60 g/L de etanol (Albarrán-Contreras & Buitrón, 
2017), como se muestra en la Tabla 2-3, el cual tiene la capacidad de desnaturalizar las moléculas 
biológicas (Bundhoo & Mohee, 2016; Tang et al., 2012). Anteriormente se realizaron dos estudios 
(Tang et al., 2012; Wang et al., 2008) para evaluar la toxicidad del etanol en cultivos puros y mixtos, 
utilizando sustrato modelo, donde se encontró que el rendimiento de producción de H2 (Yp/s, mL 
H2/g glucosa) disminuyó 50% al adicionar 9.2 g/L de etanol en el cultivo puro y 56% a una 
15 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
concentración de 13.82 g/L de etanol en el cultivo mixto. El cultivo mixto fue capaz de resistir 
concentraciones más elevadas de etanol, mostrando apenas una diferencia en disminución de 
rendimiento Yp/s a comparación del cultivo puro. Sin embargo aunque los cultivos mixtos parezcan 
tener ventaja sobre las cepas puras, todavía no se evalúa su desempeño en sustratos reales. 
 
2.4 Tipos de sustrato 
 
Los carbohidratos son el sustrato preferido para las bacterias fermentativas que producen 
hidrógeno: glucosa, isómeros de hexosas, o polímeros en forma de almidón o de celulosa (Levin et 
al., 2004). Muchos de los trabajos que investigan producción de hidrógeno por fermentación oscura 
se han llevado a cabo utilizando sustratos modelo como glucosa y/o sacarosa (K.-S. Lee et al., 2004; 
Logan et al., 2002; Show et al., 2008). 
Sin embargo, para que la producción de hidrógeno sea sustentable y económicamente viable, 
los sustratos utilizados deben ser no sólo abundantes y fácilmente disponibles, sino también baratos 
y altamente biodegradables y los residuos agroalimentarios cumplen estos requisitos (Guo et al., 
2010; Kothari et al., 2012). Tomando en cuenta lo anterior, Albarrán-Contreras & Buitrón (2017) 
realizaron una investigación que propone la producción de hidrógeno a partir de efluentes 
vitivinícolas. 
 
2.4.1 Efluentes vitivinícolas 
 
La producción de vino es una de las actividades agroindustriales más importantes alrededor 
del mundo. La vinificación incluye todos los pasos durante la elaboración de vinos a partir de uva. 
Es una actividad de temporada, que se desarrolla principalmente en otoño. 
Este proceso genera diferentes residuos, caracterizados por altos niveles de compuestos 
biodegradables. El agua residual (o los efluentes vitivinícolas) generada de la vinificación contiene 
pulpa de uva, cascara, semillas y levaduras (previamente utilizadas en la fermentación alcohólica) 
(Devesa-Rey et al., 2011). Bustamante et al. (2005) analizó diferentes residuos provenientes de la 
industria del vino y encontró que generalmente tienen pH ácido (3.8 - 6.8), así como un significativo 
16 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
contenido de materiaorgánica, altas concentraciones de nutrientes y bajas concentraciones metales 
pesados (Tabla 2-3). 
Tabla 2-3. Caracterización de efluentes vitivinícolas en la literatura. 
Parámetro Unidades 
Albarrán-Contreras 
& Buitrón (2017) 
Bustamante et al. (2005)* 
pH - 3.5 4.2 
Conductividad eléctrica S/m - 0.52 
Sólidos totales g/L 57.5 38.4 
Sólidos volátiles g/L 51.1 24.1 
Sólidos suspendidos totales g/L 34.9 ND 
Sólidos suspendidos volátiles g/L 32.6 ND 
DBO5 total g/L 55.5 14.5 
DQO total g/L 252.4 50.2 
Carbohidratos totales g/L 32.9 ND 
Fenoles mg/L 197.0 318 
Carbono soluble g/L 49.6 ND 
Nitrógeno soluble g/L 4.9 ND 
Fósforo soluble g/L 2.8 ND 
Densidad kg/m3 1,013 1027 
Sulfatos mg/L 17.4 ND 
Cloruros mg/L 10.1 ND 
Fosfatos mg/L 35.8 ND 
Hierro µg/L 180 61 
Níquel µg/L 130 300 
Cobre µg/L 48 1940 
Zinc µg/L 737 1280 
Cobalto µg/L 6 230 
Cadmio µg/L ND 70 
Cromo µg/L ND 310 
Plomo µg/L ND 980 
Etanol mg/L 60 ND 
* Valor promedio de 13 muestras de efluentes vitivinícolas. No disponible (ND). 
 
En la Tabla 2-3 se observa la alta relación DQO-carbohidratos que tienen los efluentes 
vitivinícolas, lo cual incrementa la viabilidad de su tratamiento biológico. Gracias a su alto 
17 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
contenido de carbohidratos y pH ácido, se considera como un sustrato potencial para la producción 
de hidrógeno, ya que además no se reportan concentraciones inhibitorias de metales pesados para 
el proceso de fermentación oscura (Sinha & Pandey, 2011). 
Por otra parte, estas características pueden generar impactos negativos en el ambiente si no 
son manejadas, tratadas y dispuestas adecuadamente (Tabla 2-4). 
Tabla 2-4. Impacto ambiental potencial de los efluentes vitivinícolas (Strong & Burgess, 2008). 
Componente Indicadores Efectos 
Materia orgánica DQO, COT, DBO 
Las descargas en cuerpos de agua pueden agotar el oxígeno, 
conduciendo a la muerte de peces y otros organismos 
acuáticos. 
Se presentan olores generados por la descomposición 
anaeróbica, cuando los residuos se descargan en lagunas 
abiertas o tierra. 
Los compuestos fenólicos pueden reducir la transmisión de 
luz en el agua. 
Acidez pH 
Muerte de organismos acuáticos a valores extremos. 
Afecta el crecimiento de los cultivos, la actividad microbiana 
en los procesos biológicos de tratamiento de aguas residuales 
y la solubilidad en metales pesados. 
Nutrientes N, P y K 
Puede provocar eutrofización o floración de algas; lo cual 
puede causar olores indeseables. Tóxico para los cultivos en 
grandes dosis. 
El nitrógeno como nitrato y nitrito en el agua potable puede 
ser tóxico para los bebés. 
Salinidad 
Conductividad 
eléctrica y sales 
disueltas 
Tóxico para los organismos acuáticos y afecta la captación de 
agua por los cultivos. 
Sodicidad 
Relación de 
adsorción de sodio y 
porcentaje de sodio 
intercambiable. 
Afecta a la estructura del suelo (subsuelo duro y denso) 
causante de la formación de costra, baja infiltración y 
conductividad hidráulica. 
Metales pesados 
Cd, Cr, Co, Cu, Ni, 
Pb, Zn y Hg 
Tóxicos para plantas y animales. 
Sólidos SST 
Reduce la porosidad del suelo y conduce a una menor 
absorción de oxígeno. 
Reduce la transmisión de luz en el agua. 
La descomposición anaeróbica genera olores. 
 
Dentro de la materia orgánica, una pequeña porción de la DQO pertenece a los compuestos 
fenólicos, los cuales están presentes en los efluentes vitivinícolas como resultado de su extracción 
de la piel, la pulpa y las semillas de la uva. Los vinos tintos tienen contenido mucho mayor de estos 
compuestos que los vinos blancos, que a su vez son responsables del color, la sensación en la boca 
18 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
y la textura del vino (Strong & Burgess, 2008). Ahora bien, la eliminación de los compuestos 
fenólicos es un importante reto, por la toxicidad y el riesgo que implican para los organismos vivos. 
Strong & Burgess (2008) mencionan métodos convencionales de tratamiento para eliminar el fenol 
de los efluentes vitivinícolas, entre ellos se encuentran la adsorción sobre carbón activado y la 
oxidación química. Aunque dichos procesos presentan altos costos de operación. Por otra parte, los 
procesos de tratamiento biológico incluyen la digestión aerobia y anaerobia, donde se destaca la 
segunda opción por la baja producción de lodos y la generación de CH4 y H2. 
 
2.4.2 Efluentes vitivinícolas en México 
 
La industria vitivinícola se desarrolla como una de las principales actividades económicas 
en muchos países. En el año 2015 la producción mundial ascendió a 27 570 000 hL (OIV, 2015). 
En México los principales estados productores de vino son Baja California Sur, Querétaro y 
Coahuila. De acuerdo a la Asociación de Vitivinicultores de Querétaro (2015), la industria 
vitivinícola del estado crece a un ritmo anual de 15 al 20%, posicionándolo como el segundo estado 
de mayor producción a nivel nacional. En el año 2012, México produjo un total de 18 X 106 litros 
de vino, según datos del Consejo Vitivinícola Mexicano (Girón-Martínez, 2014). Ahora bien, Lucas 
et al. (2010) establece que por cada litro de vino producido, se generan de 1.3 a 1.5 kg de efluentes 
vitivinícolas, por lo que se estima que la cantidad producida en México en el año de 2012 fue de 23 
400 a 27 000 toneladas aproximadamente. De modo que, al ser un residuo de gran volumen se 
incrementan los posibles efectos negativos sobre el medio ambiente, por lo cual es necesario brindar 
un pretratamiento que ayude a mitigar el impacto y que además revalorice el residuo. 
 
2.4.3 Revalorización de los efluentes vitivinícolas 
 
La idea actual del tratamiento de residuos se encamina en la búsqueda de la sustentabilidad, 
por lo que ya no solo se pretende reducir el impacto que puedan tener en el medio ambiente, sino 
además encontrar procesos que nos ayuden a obtener un producto de valor agregado a partir de su 
tratamiento. A continuación se mencionan algunas opciones para la revalorización de los efluentes 
vitivinícolas: 
19 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
2.4.3.1 Compostaje y posibles usos en la agricultura 
 
El compostaje es definido como la descomposición biológica aerobia y estabilización de 
sustratos orgánicos, cuyo producto final es un material estable que puede ser utilizado como 
enmienda en suelos agrícolas. Bustamante et al. (2008) estudió el potencial de los efluentes 
vitivinícolas como materia prima para elaborar abonos agrícolas y observó que durante el proceso 
de compostaje los compuestos polifenólicos presentes son degradados. 
De modo que compostaje de efluentes vitivinícolas puede constituir una opción viable no 
sólo para la gestión de estos residuos, sino también en el reciclaje. 
 
2.4.3.2 Reúso en la industria alimenticia 
 
Otra de las posibles aplicaciones que se han propuesto para los efluentes vitivinícolas es la 
obtención de ácido láctico, que se utiliza como regulador de acidez; y ácido tartárico, utilizado en 
la industria de bebidas gaseosas (Devesa-Rey et al., 2011). 
Durante la fermentación de la uva, uno de los subproductos generados es el tartrato ácido de 
potasio el cual está presente en los efluentes vitivinícolas. Este compuesto se utiliza para formar 
ácido tartárico, mediante la adición de hidróxido de calcio y posteriormente ácido sulfúrico 
concentrado. Por otra parte, el ácido láctico se puede obtener mediante la fermentación láctica de 
sustratos ricos en carbohidratos, como los efluentes vitivinícolas. A pesar de que la producción de 
estos ácidos tendría una aplicación directa en el sector industrial actual, no hay referencias de que 
tan conveniente puede ser el rendimiento yla condición del sustrato posterior al proceso, por lo cual 
se necesitaría hacer un estudio amplio del tema. 
 
2.4.3.3 Producción de hidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas 
 
Los efluentes vitivinícolas prometen ser sustratos bastante útiles en la producción de 
hidrógeno mediante fermentación oscura, debido a su caracterización química (antes mencionada) 
y a su alta disposición. 
 
20 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
Tabla 2-5. Producción de hidrógeno a partir de residuos agroindustriales bajo diferentes condiciones operacionales. 
Sustrato 
Vel. máxima 
de 
producción 
(mL H2/LRh) 
T 
(º C) 
Vel. de carga 
orgánica 
(g DQO/ Lh) 
pH 
TRH 
(h) 
Tiempo de 
operación 
(d) 
Tipo de 
reactor 
Referencia 
Vinaza de 
tequila 
 
56.3 35 0.25 5.5 12 14.5 
Reactor 
anaerobio de 
secuencia 
discontinua 
(AnSBR) 
Buitrón & 
Carvajal 
(2010) 
81 35 2.12 4.7 4 14.5 
Reactor de 
lecho fijo 
Buitrón & 
Prato-Garcia 
et al. (2014) 
61.4 35 2.6 5.5 6 7 
Reactor de 
lote 
secuencial 
(SRB) 
Buitrón et 
al. (2014) 
Vinaza de 
caña de 
azúcar 
 
24.87 
37 y 
55 
1.6-10 5.5 - 10.7 
Reactor 
discontinuo 
Lazaro et al. 
(2014) 
800 55 3.5-5 4.3 8-2 154 
Reactor 
anaerobio de 
lecho 
fluidizado 
(AFBR) 
Santos et al. 
(2014) 
46.55 55 3.5 6.5 
8, 12, 
16, 
24 
30 
Reactor 
anaerobio de 
flujo 
ascendente 
(APBR) 
Djalma 
Nunes 
Ferraz 
Júnior et al. 
(2014) 
570 25 3.4 4-5 1 40 AFBR 
dos Reis et 
al. (2015) 
8.85 50 - 6 23 36 
Reactor de 
secuencia 
descontinua 
(ASBR) 
Do Carmo 
Lamaison et 
al. (2015) 
87 55 3.16-4.3 5.1 7.5 240 RLE 
Fuess et al. 
(2016) 
Efluente 
vitivinícola 
44 37 9 5.3 5.5 25 UASB 
Albarrán-
Contreras & 
Buitrón 
(2017) 
 
En la Tabla 2-5 se muestran algunos trabajos donde se reporta producción de hidrógeno 
utilizando residuos agroindustriales como los efluentes vitivinícolas y las vinazas de tequila y caña 
de azúcar como sustratos. 
Las vinazas de tequila y caña de azúcar han sido más ampliamente estudiadas para la 
producción de hidrógeno, a diferencia de los efluentes vitivinícolas. Sin embrago Albarrán-
21 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
Contreras & Buitrón (2017) reportan que es posible utilizar estos efluentes como sustrato para la 
fermentación oscura. En dicho trabajo se utilizó un reactor UASB inoculado con lodo granular 
tratado térmicamente. Las producciones más altas se obtuvieron a una relación de 0.20 g 
carbohidratos/g ST y se reporta que al aumentar la relación se presenta inhibición en el proceso, por 
el alto contenido de etanol. 
 También es importante mencionar que los trabajos reportados en la Tabla 2-5 son resultado 
de una operación no mayor a dos meses, a excepción de las investigaciones de Santos et al. (2014) 
y Fuess et al. (2016). Lo cual aún genera incertidumbre sobre la estabilidad de la producción de 
hidrógeno en un plazo mayor a los reportados y la influencia que podría tener el diseño del reactor 
(y la forma de agregación de la biomasa: suspendida o fija) para el tratamiento de residuos complejos 
como los efluentes vitivinícolas. 
 
2.5 Tipos de reactores 
 
Según el régimen de alimentación del reactor, estos se pueden clasificar en continuos, 
semicontinuos o discontinuos. El funcionamiento continuo se refiere a una entrada (influente) y 
salida (efluente) constantes durante el periodo de operación. La alimentación en discontinuo 
consiste en alimentar una sola vez durante todo el periodo de operación sin entradas ni salidas, 
mientras que la alimentación en discontinuo se refiere a ir alimentando y retirando efluente cada 
cierto tiempo establecido. Los reactores discontinuos, por su funcionamiento, son los más simples 
de operar, sin embargo, al hablar de producción de hidrógeno a escala industrial, es necesario hacer 
uso de reactores continuos para alcanzar mayor eficiencia de producción (Łukajtis et al., 2018). Las 
configuraciones de reactores en continuo más utilizadas son reactores continuos de tanque agitado 
(CSTR), UASB, AFBR y RLE (Łukajtis et al., 2018). 
Ahora bien, dependiendo de la forma de aglomeración microbiana que se utilice, los 
reactores biológicos se pueden clasificar en dos tipos: sistemas de biomasa suspendida y de biomasa 
fija (biopelículas y gránulos) (Nava Urrego et al., 2014). 
 
22 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
2.5.1 Reactor de biomasa suspendida 
 
En los reactores productores de hidrógeno de biomasa suspendida los microorganismos se 
pueden asociar en flóculos, los cuales están suspendidos en el medio, por lo cual el TRS es igual al 
TRH, y a bajos TRH se puede producir un lavado celular; además de que está forma de agregación 
de biomasa es más sensible a los cambios de pH y temperatura que la biomasa fija (Zhang et al., 
2008). 
 
2.5.2 Reactor de biomasa fija 
 
En los reactores de biomasa fija los microorganismos pueden crecer en forma de gránulos o 
biopelícula. Los gránulos se piensan como un tipo especial de biopelícula formado por 
conglomerados de células microbianas que se adhieren entre sí y forman estructuras densas, 
usualmente esféricas. Esto se debe a una matriz polimérica extracelular, donde los microorganismos 
se van acumulando gracias a la fuerza cortante causada por las condiciones hidrodinámicas 
operacionales en algunos biorreactores (Chojnacka et al., 2011). Las biopelículas, por su parte, se 
adhieren a la superficie de un material sintético (como materiales plásticos, espumas, etc.) o natural 
(principalmente rocas y carbón), mediante la producción de sustancias poliméricas extracelulares, 
que actúan como pegamento (Cohen, 2001). 
Los sistemas de biomasa fija han demostrado su eficiencia y flexibilidad en el tratamiento 
de aguas residuales con alta carga orgánica, debido a que se caracterizan por presentar un elevado 
tiempo de retención de sólidos (TRS), a diferencia de los sistemas de biomasa suspendida, donde 
no se observa diferencia entre el TRS y el TRH (Fuess et al., 2016). Esto provoca que se presente 
una alta concentración de biomasa, lo cual compacta el volumen del reactor. Además se logra una 
mayor estabilidad catalítica y resistencia a toxinas o inhibidores enzimáticos que permiten una fácil 
recuperación y reutilización de las biomasa a diferencia de los sistemas de biomasa suspendida 
(Zhang et al., 2008a). 
 
23 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
2.5.2.1 Biopelículas productoras de hidrógeno 
 
Como se mencionó en el apartado 2.3.1, las especies de Clostridium más representativas en 
la producción de hidrógeno son: Clostridium acetobulylicum y Clostridium thermocellum, las cuales 
también se distinguen por la producción de glucoproteínas que permiten la adhesión en superficies 
para formar biopelículas. Sin embargo, al hablar de producción de hidrógeno utilizando sustratos 
reales e inóculos mixtos, la composición de la biopelícula cambia. Son pocos los estudios donde se 
ha caracterizado la biopelícula utilizando residuos agroindustriales y reactores de biomasa fija, 
como es el caso de Djalma Nunes Ferraz Júnior et al. (2015) que utilizó un RLE alimentado con 
vinaza de caña de azúcar y encontró que los géneros más abundantes en la biopelícula (además de 
Clostridium) fueron Pectinatus, Megasphaera, y Lactobacillus. Son precisamente estos géneros lo 
más reportados en la producción de hidrógeno por rutas alternas al consumo de carbohidratos, como 
se describe en la sección 1.3.1. 
 
2.5.2.2 Soportes 
 
El material del soporte juega un papel importante en el rendimiento y en el costo del reactor. 
Suele ser de dimensiones pequeñas paraconseguir mayor cantidad de área superficial para el 
crecimiento de los microorganismos, que además implica mayor contacto con el sustrato (Show et 
al., 2008). 
Alguno de los materiales que han demostrado alta funcionalidad en la fijación de biomasa 
es el carbón activado, aunque también tiene un costo elevado. También se han utilizado esponjas y 
polímeros, siendo estos últimos una muy buena alternativa, debido a su resistencia y costo 
considerablemente menor que el del carbón (Show et al., 2008). Fuess et al. (2016), Buitrón & 
Prato-Garcia (2014) operaron reactores de lecho fijo, utilizando anillos de polietileno de baja 
densidad. Este último material ha sido muy utilizado debido a la facilidad con la que los 
microorganismos se fijan en él, además de ser fáciles de conseguir y acondicionar dentro del reactor 
(Tablas 2-5 y 2-6). Otro polímero ampliamente utilizado como soporte es el policloruro de vinilo 
PVC, que en cuestión de características, es muy similar al polietileno. Wongthanate et al. (2015) 
evaluó el desempeño de materiales sintéticos, entre ellos PVC, polietileno y poliuretano para la 
producción de hidrógeno utilizando agua residual proveniente de una fábrica de arroz inoculada con 
24 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
un lodo anaerobio de una planta de biofertilizantes, sin embargo no se encontró diferencia 
significativa entre ellos. 
 
2.5.2.3 Reactor de lecho empacado 
 
Los reactores de lecho empacado son un ejemplo de configuraciones estudiadas para la 
producción de hidrógeno. Son de forma tubular, generalmente de flujo ascendente y están 
empacados con soportes para la fijación de la biomasa (Fernandes et al., 2013). Sin embargo, varios 
estudios han indicado una producción inestable y a menudo decreciente de hidrógeno en los 
reactores de lecho empacado, indistintamente del tipo de agua residual, inóculo y condiciones 
operacionales (Tabla 2-6). 
Tabla 2-6. Producción de hidrógeno utilizando reactores de lecho empacado. 
Sustrato Soporte pH 
T 
(° C) 
Vel. de carga 
orgánica (g 
DQO/Lh) 
Vel. máxima de 
producción 
(mL H2/LRh) 
Referencia 
Agua 
residual de 
refresco 
PBD 6.5 25 6.2 400 
Peixoto et al. 
(2011) 
Vinaza de 
caña de 
azúcar 
AE, C, CP, 
PBD 
6.5 55 3.5 509.5 
Djalma Nunes 
et al. (2015) 
PBD 5.1 55 3.16-4.3 2107 
Fuess et al. 
(2016) 
Agua 
residual 
sintética 
PBD 6.5 25 2 4.22 mol H2/mol sacarosah 
Fontes Lima 
& Zaiat (2012) 
Arcilla expandida (AE), carbón (C), cerámica porosa (CP) y polietileno de baja densidad (PBD). 
 
Las pérdidas de rendimiento en los reactores de lecho empacado suelen asociarse a los 
efectos negativos de factores operacionales como la retención excesiva de biomasa y pH inadecuado 
(Fuess et al., 2016). La retención excesiva de biomasa afecta la tasa de carga orgánica específica 
que representa aproximadamente la proporción de alimento correspondiente a la biomasa del 
reactor, por lo que se presenta escasez de sustrato y se provocan cambios en las rutas metabólicas. 
Además la retención de biomasa también se relaciona con el envejecimiento de los microorganismos 
25 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
adheridos al soporte, que pueden generar proliferación de bacterias no productoras de hidrógeno 
(homoacetogénicas y metanogénicas). Aquí es importante mencionar que para la metanogénesis ya 
se han reportado condiciones operacionales de control, como un pH bajo y altas cargas orgánicas 
(Carrillo-Reyes et al., 2014). Sin embargo, la homoacetogénesis se presume como la ruta metabólica 
causante de una baja producción de hidrógeno (Fontes Lima & Zaiat, 2012). 
Ahora bien, Fuess et al. (2016) señala que es posible mantener una producción constante de 
hidrógeno aplicando estrategias para la descarga de biomasa. Algunos de los métodos de control 
que se han empleado para mantener la producción de hidrógeno continua han sido la recirculación 
del efluente y la purga de biomasa planctónica. La velocidad de recirculación ejerce una fuerza 
cortante sobre la biopelícula fijada en el soporte, por lo cual ayuda a mantener un nivel de 
crecimiento constante, además de facilitar la transferencia de masa y mantener un medio homogéneo 
dentro del reactor. 
Por otra parte, la purga de biomasa se puede efectuar de dos formas: por medio de descargas 
del reactor, donde se lava la biomasa suspendida (Fuess et al., 2016); y purga directa de la 
biopelícula adherida al soporte. Sin embargo, los reactores de lecho empacado no tienen una 
configuración adecuada para permitir la purga de biopelícula. Si se trata de purgar la biopelícula, el 
RLE empacado no suele tener una configuración adecuada. Sin embargo, el lecho se puede 
estructurar de modo que el material de soporte sea fácil de desprender y de colocar, aún y cuando el 
reactor esté operando. 
 
Reactor de lecho empacado estructurado 
 
Anzola-Rojas et al. (2015) presentó una nueva versión de los RLE, al que llamaron reactor 
anaerobio de lecho estructurado y flujo descendente (RLeFD). La idea de este reactor es apilar los 
soportes organizadamente en forma de columnas. En este trabajo se realizó un ensayo previo a la 
operación de los reactores para medir el índice de vacío en el lecho de diferentes reactores, mediante 
la adición de agua para calcular la diferencia de volumen entre el compartimento del lecho con y sin 
material de soporte. Se utilizaron 3 RLeFD con diferentes soportes: cilindros de PBD, espuma de 
poliuretano y cerámica; y un RLE con cilindros de PBD que se utilizó como control. Los resultados 
mostraron que los RLeFD promueven mejor la circulación del flujo que los RLE, ya que su índice 
26 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
de vacío fue al menos 20% mayor que en el RLE. En este mismo trabajo se demostró que en los 
RLeFD es posible alcanzar una producción continua de hidrógeno si se establece una estrategia 
periódica de purgas de la biomasa acumulada en el fondo del reactor; alcanzando hasta 600 mL 
H2/LRd en 120 días de operación. En conclusión, la estructuración del lecho favorece una purga 
controlada de biomasa, evitando el envejecimiento de la biomasa y la liberación de biogás a la parte 
superior del reactor, evitando el contacto con los posibles microorganismos que consumen 
hidrógeno en el lecho. No obstante, aún es necesario evaluar el efecto que tiene la estructuración 
del lecho en otras condiciones operaciones y principalmente utilizando sustratos reales. 
 
 
27 | Producción de biohidrógeno a partir de efluentes vitivinícolas en sistemas de biopelícula 
con lecho estructurado 
3. JUSTIFICACIÓN 
 
El hidrógeno promete ser una alternativa eficiente para abastecer la demanda de energía 
actual, debido su alto potencial energético (Buitrón & Carvajal, 2010). Es por eso que en las últimas 
décadas la producción de hidrógeno por diversos procesos ha sido objeto de investigación, siendo 
los procesos biológicos los más destacados por su viabilidad ambiental, y especialmente, la 
fermentación oscura, que se ha caracterizado como un proceso eficiente y de fácil operación (Das 
& Veziroǧlu, 2001). Actualmente muchos de los trabajos reportados para la producción de 
hidrógeno mediante fermentación oscura han utilizado como sustrato residuos orgánicos, y 
sobretodo aguas residuales, específicamente las que son ricas en carbohidratos, como las 
procedentes de industrias agroalimentarias (Kothari et al., 2012; Urbaniec & Bakker, 2015). De 
modo que, las vinazas tequileras y de caña de azúcar, y los efluentes vitivinícolas fueron evaluados 
como sustrato (Tabla 2-5) anteriormente. Por las características que se han reportado de los efluentes 
vitivinícolas (Tabla 2-3) y las reportadas por Albarrán-Contreras