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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO FACULTAD DE QUÍMICA “Análisis bromatológico y determinación de factores tóxicos naturales de los hongos silvestres Morochike (Amanita caesarea) y Sojachi (Amanita rubescens) en forma natural y cocidos, consumidos en la sierra Tarahumara de Chihuahua” TESIS QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE QUÍMICO DE ALIMENTOS PRESENTA MIGUEL ANGEL MORALES ESCANDÓN MÉXICO, D.F. 2016 UNAM – Dirección General de Bibliotecas Tesis Digitales Restricciones de uso DERECHOS RESERVADOS © PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el respectivo titular de los Derechos de Autor. JURADO ASIGNADO: PRESIDENTE: M. EN C. BERNARDO LUCAS FLORENTINO VOCAL: M. EN C. LUCÍA CORNEJO BARRERA SECRETARIO: Q.F.B. JUAN DIEGO ORTÍZ PALMA 1er. SUPLENTE: DRA. ILIANA ELVIRA GONZÁLEZ HERNÁNDEZ 2° SUPLENTE: Q.A. GUSTAVO LOZANO VÁZQUEZ SITIO DONDE SE DESARROLLÓ EL TEMA: ANEXO DE LOS LABORATORIOS 4A Y 4C DEL DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS Y BIOTECNOLOGÍA, EDIFICIO A DE LA FACULTAD DE QUÍMICA, UNAM ASESOR DEL TEMA: M. EN C. BERNARDO LUCAS FLORENTINO ______________ SUPERVISOR TÉCNICO: DR. ROBERT BYE BOETTLER ______________ SUSTENTANTE: MIGUEL ANGEL MORALES ESCANDÓN ______________ ÍNDICE Página 1 INTRODUCCIÓN 1 2 OBJETIVOS 3 2.1 Objetivo general 3 2.2 Objetivos particulares 3 3 ANTECEDENTES 4 3.1 Generalidades de los macromicetos 4 3.2 Importancia ecológica 4 3.3 Micofilia y micofobia 6 3.4 Uso y aprovechamiento de los macromicetos 7 3.5 Importancia de los macromicetos en México 7 3.6 Amanita caesaria y Amanita rubescens 10 3.7 Fibra dietética 12 3.7.1 Fibra dietética soluble 13 3.7.2 Fibra dietética insoluble 14 3.8 Acciones fisiológicas de la fibra dietética 14 3.9 Proteína en los alimentos 15 3.10 Digestibilidad proteínica in vitro 16 3.11 Factores tóxicos en los alimentos 18 3.11.1 Saponinas 19 3.11.2 Lectinas 20 3.11.3 Inhibidores de tripsina 22 3.11.4 Importancia de la tripsina 23 4 METODOLOGÍAS 24 4.1 Información de las muestras 25 4.2 Acondicionamiento del material biológico 25 4.3 Análisis proximal 26 4.3.1 Determinación de humedad en estufa al vacío 26 4.3.2 Determinación de cenizas 28 4.3.3 Determinación de grasa 29 4.3.4 Determinación de proteína 31 4.3.5 Determinación de fibra cruda 34 4.4 Determinación de fibra dietética total 36 4.5 Desengrasado de la muestra 42 4.6 Digestibilidad in vitro 43 4.7 Determinación de factores tóxicos naturales 45 4.7.1 Determinación de saponinas 46 4.7.2 Determinación de lectinas 51 4.7.3 Determinación de inhibidores de tripsina 56 5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN 62 6 CONCLUSIONES 71 7 BIBLIOGRAFÍA 73 1. INTRODUCCIÓN 1 1. INTRODUCIÓN Desde el México prehispánico la alimentación del pueblo mexicano ha sido muy singular, ya que se han consumido ciertos alimentos característicos. Sin duda alguna el maíz ha sido la base de esta alimentación; sin embargo existen otros alimentos que han jugado un papel sumamente importante dentro de nuestra cultura, como lo han sido el frijol, el chile, la calabaza, el nopal y los hongos, de estos últimos tanto los cultivados, como los silvestres comestibles han tenido un gran auge y demanda para su consumo. Actualmente, los hongos comestibles silvestres son parte importante de la alimentación humana, principalmente en zonas rurales donde son el sustento alimenticio para poblaciones indígenas de nuestro país. Esta fuente de alimento es muy apreciada debido a sus reconocidas cualidades nutritivas, contenido de proteína, hidratos de carbono y fibra, así como por su sabor; por ello se les coloca como un alimento de alto valor nutrimental. Dos especies silvestres comestibles de hongos interesantes en el norte de México son: Morochike (Amanita Caesarea (Scop.)Pers.) y Sojachi (Amanita rubescens (Pers.) Fr.) que crecen en el bosque de pino de San Juanito Bocoyna en la sierra Tarahumara de Chihuahua, los cuales sólo se consiguen en temporada de lluvia. El presente trabajo tuvo como objetivo realizar el análisis proximal de los dos hongos que crecen en la sierra Tarahumara de Chihuahua, tanto crudos como cocidos, para determinar su composición nutrimental, aplicando el esquema de Weende en donde la determinación de fibra cruda se complementó con la fibra dietética 1. INTRODUCCIÓN 2 total (FDT), que nos da mayor información nutritiva. Así mismo se determinaron los agentes tóxicos: lectinas, saponinas y como agente antinutricional: inhibidores de tripsina, que generalmente, se encuentran con mayor frecuencia en este tipo de muestras. Ya que algunos tóxicos como lectinas y los inhibidores de tripsinas, son moléculas termolábiles, se esperó que estos disminuyeran en las muestras que llevaron a cabo un proceso térmico. Con los resultados de este proyecto se observa en forma global las similitudes y diferencias de los macronutrimentos entre las dos especies, así como los metabolitos secundarios (agentes tóxicos y antinutricionales) y el efecto del tratamiento térmico efectuado a las muestras para observar el impacto en los tóxicos presentes. Para complementar el análisis bromatológico efectuado a las muestras y concluir sobre la digestibilidad de la proteína determinada, se realizó la determinación de digestibilidad in vitro, la cual nos da mayor información nutrimental. 2. OBJETIVOS 3 2. OBJETIVOS 2.1 Objetivo general Determinar la composición de macronutrimentos a través del análisis proximal, complementado con la fibra dietética total y la disponibilidad de la proteína; así como algunos factores tóxicos naturales en dos hongos silvestres comestibles recolectados y consumidos en la sierra Tarahumara de Chihuahua, con la finalidad de evaluar su aspecto nutritivo y su seguridad alimenticia. 2.2 Objetivos particulares Determinar la composición nutrimental de Amanita caesarea y Amanita rubescens, aplicando el esquema de Weende y complementando la fibra cruda con la fibra dietética total (FDT). Evaluar la disponibilidad de la fracción proteica con la determinación de digestibilidad in vitro. Realizar un tratamiento con calor (cocción) en estos hongos y observar como se afectan los macronutrimentos, la FDT y la digestibilidad in vitro. Determinar el contenido de los siguientes factores tóxicos: lectinas, inhibidores de tripsina y saponinas en los hongos, tanto crudos como cocidos. Evaluar el efecto del tratamiento con calor sobre los factores tóxicos, en especial de los denominados termolábiles. 3. ANTECEDENTES 4 3. ANTECEDENTES 3.1 Generalidades de los macromicetos Los macromicetos son hongos macroscópicos que básicamente pertenecen a los Ascomicetos y la mayor parte a los Basidiomicetos (Herrera y Ulloa, 1998). Los macromicetos son organismoseucarióticos y heterótrofos, con un nivel de organización unicelular o pluricelular (Deacon, 1997). Algunos son dimórficos, es decir, pueden presentar forma de levaduras o crecer como micelio, dependiendo del medio en donde se desarrollan o de las fases de su ciclo biológico (Moore- Landecker, 1990). Algunos macromicetos forman relaciones simbióticas con algas (formando líquenes) o con plantas superiores (formando micorrizas) (Herrera y Ulloa, 1998). El ciclo de vida de estos organismos está conformado por una fase vegetativa (micelo) y otra reproductora (cuerpo fructífero); presentan gran variedad de colores, desde el blanco hasta tonalidades negras, pasando por una inmensa gama de tonos intermedios. La textura que presentan va desde suave y aterciopelado hasta viscoso-gelatinoso. De un tamaño entre los 20 a 30 cm. de altura. La forma de sus cuerpos es variable y pueden encontrarse hongos desde forma esférica hasta la forma típica de las setas (Martínez, 2008). 3.2 Importancia ecológica La importancia de los hongos a nivel ecológico es fundamental, ya que son necesarios para el desarrollo de muchas plantas (herbáceas, arbustivas o arbóreas), tanto silvestres como cultivadas, que no 3. ANTECEDENTES 5 prosperarían sin los hongos con que forman micorrizas (Herrera y Ulloa, 1998). El hongo obtiene hidratos de carbono del huésped, y a la vez, éste beneficia a la planta que obtiene minerales como fósforo, potasio, azufre, calcio, magnesio, zinc y hierro (Bold et al., 1980; Pilz y Molina, 1996). Además proporcionan mayor resistencia a condiciones adversas y protección contra patógenos por medio de las hifas del hongo. Debido a que son heterótrofos, dependen de la materia orgánica, ya sea viva o muerta, como una fuente de energía. Muchos de ellos purifican la naturaleza, descomponiendo material animal o vegetal muerto a compuestos más simples que llegan a estar disponibles para otros miembros del ecosistema (Montoya, 2005). Los hongos macroscópicos obtienen sus alimentos por absorción; este proceso consiste en la liberación de enzimas digestivas al sustrato en el que crecen para que las moléculas orgánicas complejas se degraden en moléculas más pequeñas que puedan pasar a través de su pared celular o membrana plasmática (Deacon, 1997; Moore-Landecker, 1990). Los hongos presentan una fuente sana y diferente de nutrición parecida a la de la carne; especialmente durante la estación lluviosa, cuando los cultivos de comida aún no son cosechables y muchos recursos alimenticios son escasos (Montoya et al. 2008; Shepard et al. 2008). Estos poseen entre 19% y 35% de proteína (peso seco), con aminoácidos como lisina, triptófano y leucina; minerales como potasio y fósforo; entre 0.05% y 2% de grasas; vitamina A, B1, B2, C, ácido pantoténico; y del 4% al 20% de fibra. Además, su contenido de hidratos de carbono (peso seco) oscila entre 51% y 88% y de 75% a 95% de agua, dependiendo de la especie (Becker, 1989; Chang y Buswell, 1996; Herrera y Ulloa, 1998). 3. ANTECEDENTES 6 3.3 Micofilia y micofobia En diferentes culturas del mundo coexisten dos actitudes hacia el consumo de hongos: micofílica y micofóbica. Estos términos fueron utilizados por primera vez por Wasson (1957). La micofilia se define como el gusto por los hongos, gusto que se observa por el conocimiento que se posee de ellos y la transmisión de este conocimiento generación tras generación. El antónimo de micofilia es micofobia, que se define como la aversión y/o indiferencia a los hongos por individuos o por grupos étnicos completos. El grado de micofilia se puede medir con la cantidad y transmisión del conocimiento que se tiene sobre los hongos, incluyendo las diversas formas de prepararlos, su consumo (micofagia), las características que se utilizan para distinguirlos, la taxonomía y nomenclatura tradicional, la estima y valor en que se tiene a los hongos, el conocimiento de su ecología y biología (Fericgla, 2001). Inclusive existe la percepción de que las personas “educadas” son cuidadosas en cuanto a los hongos, mientras que aquellas de culturas menos interesadas en este tema, tienden a consumirlos más asiduamente (Michelot & Melendez-Hollew 2003). En la actualidad se reporta un total de 2166 hongos comestibles en el mundo (Boa 2004). Moreno-Fuentes (2002) menciona que no hay que hablar de micofobia en un sentido absoluto, ya que la micofilia en cualquier grupo humano puede ser relativa (baja, media y alta) como lo muestra su análisis en el caso de los Rarámuris, quienes al parecer no consumen varias especies apreciadas en el centro de la República Mexicana como Boletus spp., Collybia spp., Lactarius spp., Russula spp. (a pesar de que están presentes en cantidades importantes en el noroeste del país), pero sí consumen otras especies de hongos. 3. ANTECEDENTES 7 Guzmán (1984) plantea que la tradición micofóbica en algunos lugares de México se debe a que los conquistadores provenían de Extremadura (España), un pueblo con actitud micófoba. Los aztecas tenían una tradición micófila (evidenciada en el uso de hongos comestibles y sagrados en los códices) que permaneció arraigada en sitios como Tlaxcala, Estado de México, Morelos y Ciudad de México. 3.4 Uso y aprovechamiento de los hongos macromicetos En Mesoamérica los hongos jugaron un papel muy importante como recurso alimentario, en los rituales y en la vida cotidiana, quedando de manifiesto en muchas figurillas de piedra y barro, en pinturas y frescos (Guzmán, 1984; Wasson, 1983). Las primeras evidencias de este uso son los Hongos-Piedra que fueron estudiados inicialmente por Sapper en 1898 en Guatemala y El Salvador (Garibay-Orijel, et al 2006). Posteriormente Lowy relacionó a los Hongos-Piedra con hongos alucinógenos, aunque también se cree que están relacionadas con los hongos silvestres comestibles (Bold et al. 1980; Guzmán, 1984). Los españoles impresionados por la importancia ritual y alimentaria que les asignaban los indígenas a los hongos, dejaron evidencia en crónicas, narraciones y descripciones de su valor cultural en Mesoamérica durante los siglos XVI y XVII (Dubovoy, 1968). 3.5 Importancia de los macromicetos en México En México el consumo de hongos silvestres comestibles forma parte del acervo cultural, principalmente de la población rural; su conocimiento y uso fue muy importante en las culturas prehispánicas, ya que esta tradición etnomicológica se ha practicado desde tiempos 3. ANTECEDENTES 8 prehispánicos, sobre todo en las culturas mesoamericanas. En la actualidad la población indígena y mestiza que habita en los bosques de zonas templadas y frías tienen un amplio conocimiento de las especies de hongos comestibles. El saber tradicional sobre los hongos comestibles también se manifiesta en el gran número de nombres comunes que diversos autores propician en diversos lugares de nuestro país, el cual supera los 400, mismos que corresponden a cerca de 200 especies, alrededor del 46% de estas especies son micorrizógenas, lo que dificulta su cultivo y la única forma de aprovecharlas es durante la época de lluvias en donde se lleva acabo su recolección. Su distribución geográfica en el ámbito nacional comprende a 28 entidades federativas (Colegio de Postgraduados en Ciencias Agrícolas y Fundación Produce Tlaxcala, A.C., 2003). Se estima que en el mundo existen 1.5 millones de especies de hongos, las estimaciones para México indican la cifra de 200 mil especies, de las cuales se tiene el registro de alrededor de 3.5%, las que en su mayoría crecen en los bosques de coníferas, en los tropicales y en el mesófilo de montaña. Por ello México es considerado, como uno de los países más importantes por el uso y recolección de este producto para las poblacionesrurales (Fernández, C. 2005). Se conoce una gran variedad de especies silvestres comestibles que son recolectados en diferentes ecosistemas, en México existen un gran número de ellas, pero que hasta ahora han sido poco estudiadas y no se les ha dado una mayor relevancia; más que sólo a algunas variedades, como lo es el famoso “huitlacoche”, champiñón y algunas setas, entre los más conocidos para su consumo humano (Martínez, G. 2008). Esta fuente de alimento es muy apreciada debido a sus reconocidas cualidades nutritivas y por su sabor; por ello se les coloca como un alimento de alto valor nutrimental. Son una excelente fuente de 3. ANTECEDENTES 9 aminoácidos (triptófano, treonina, lisina, cistina y metionina); de algunas vitaminas (provitamina A, C, provitamina D, tiamina, niacina, riboflavina, ácido pantoténico y ácido fólico); aportan cantidades considerables de ciertos minerales (fósforo, sodio, potasio, magnesio, calcio y hierro entre los más importantes); hidratos de carbono; lípidos (ácidos grasos insaturados, esteroles y fosfolípidos) y muy bajas o nulas concentraciones de colesterol; y algo muy importante es que proveen de un valor nutritivo igual al de algunos alimentos ricos en proteínas y fibra. Muchos campesinos además de recoger los hongos para su alimentación, los llevan a los mercados de las ciudades obteniendo de su venta un beneficio a su economía (Herrera y Ulloa, 1998). Su contenido proteínico, su sabor e importancia económica hacen de los hongos un alimento muy apreciado y buscado en los bosques de nuestro país (Guzmán, 1984; 1997; Herrera y Ulloa, 1998). En el México actual, el uso de los hongos es amplio, se utilizan como ceremoniales (mágico-religioso), comestibles, cosméticos, insecticidas, lúdicos, medicinales, ornamentales y recreativos. El uso que los grupos étnicos de México le dan con mayor frecuencia a los hongos macroscópicos es como comestibles, reportándose distintas maneras de prepararlos y preservarlos: desde crudos a cocidos, hervidos, asados, tostados, fritos; combinados con distintos chiles, carnes y/u otros hongos; en tamal, atole, empanadas, quesadillas y en muchos platillos más. La forma de preservación generalmente es deshidratando a los hongos al sol (Guzmán, 1984; Herrera y Ulloa, 1998; Mapes et al., 1981; Mariaca et al., 2001; Montoya et al., 2001; Moreno-Fuentes, 2002; Reygadas et al., 1995; Villareal y Pérez-Moreno, 1989). 3. ANTECEDENTES 10 3.6 Amanita caesarea y Amanita rubescens Los nombres que las diferentes poblaciones humanas les dan a los distintos hongos son muy variables, y generalmente se refieren a colores, formas, hábitat, utilidad, etc. El conocimiento acerca de la comestibilidad o toxicidad de los hongos varía de cultura a cultura (Shepard et al. 2008). Existen en cada población, ciertas personas reconocidas por sus habilidades de identificación y conocimiento acerca de las propiedades de los hongos (Montoya et al. 2008). El nombre Amanita pudo haber derivado del monte Amanon o bien de la palabra griega amania que significa locura debido a que varias especies son venenosas y ocasionalmente alucinógenas (Pardavé, 2001). Las especies de Amanita son principalmente subcosmopolitas con un número estimado de entre 500 y 1000 especies, incluyendo especies alucinógenas, venenosas y comestibles. Este género ha sido encontrado en varios ecosistemas como bosques de Pinus spp., Abies spp., Quercus spp., Castanea spp., Eucalyptus spp. y Fagus spp. La mayoría de las especies tienen un crecimiento solitario y algunas pueden ser gregarias. Especies como Amanita caesaria y Amanita rubescens (conocidas localmente como Morochike y Sojachi respectivamente) son las de mayor preferencia por los pobladores del municipio de Bocoyna, Urique y la comunidad rarámuri (Quiñonez-Martínez et al. 2010). En México predominan en bosque de encino y de encino-pino aunque se han encontrado en otro tipo de comunidades. En nuestro país el género Amanita ha sido estudiado por varios autores. En 1970 Pérez y Herrera reportaron 12 especies tóxicas. Zarco en1986 señala que A. caesarea 3. ANTECEDENTES 11 y A. rubescens son los hongos más importantes por su consumo en el estado de México (Martínez, 2008; Pardavé, L. 2001). Amanita caesarea es considerada como un valioso recurso gastronómico en Europa, así como en Norteamérica, Asia y África. Adicionalmente estas especies tienen un valor etnomicológico y económico como hongos silvestres y comestibles (Sánchez, 2011). El porcentaje de especies de Amanita tóxicas es de 30.8 % mientras que las de toxicidad sospechosa 38.5% A. citrina y A. rubescens son tóxicas si se consumen en crudo, pero comestibles después de cocerse (Pacioni, 1982). La figura 1 y 2 muestran los hongos silvestres comestibles analizados en el presente estudio. Figura No. 1 Amanita caesaria 3. ANTECEDENTES 12 Figura No. 2 Amanita rubescens 3.7 Fibra dietética Con el nombre de fibra dietética se agrupa a una mezcla heterogénea de componentes de origen vegetal resistentes a las enzimas del tracto gastrointestinal del hombre. Comprende ciertos hidratos de carbono, entre los cuales se puede mencionar: la celulosa, la hemicelulosa, las pectinas, las gomas y mucílagos, como igualmente la lignina, siendo parte importante de las frutas, hortalizas, cereales y leguminosas. A continuación se enlistan los componentes más importantes y se describen algunas de sus características: Celulosa: Es un polisacárido formado por residuos de β-glucopiranosil unidos por enlaces β1-4. Es el componente más abundante de las paredes de las células vegetales donde se encuentra asociado con la 3. ANTECEDENTES 13 hemicelulosa y la pectina. Hemicelulosa: Con este nombre se agrupa a una serie de moléculas formadas por polímeros de hexosas y/o pentosas, las cuales se hallan íntimamente asociadas a la celulosa. Entre los más conocidos se encuentran los polímeros llamados xiloglucanas, arabinogalactanas y ramnogalacturonanas cuyos monosacáridos principales son: xilosa y glucosa, arabinosa y galactosa y en el último caso ramnosa y ácido galacturónico. Se les encuentra en cereales integrales y verduras en general. Pectinas: Son hidratos de carbono complejos formados por unidades repetidas de ácido galacturónico. Las pectinas se encuentran en las paredes celulares y la porción carnosa de la fruta, verduras y plantas comestibles. Lignina: Es el principal componente no hidrato de carbono de la pared celular de las plantas. Es el polímero natural más complejo en relación a su estructura y heterogeneidad, por esta razón no es posible describir una estructura definida de la lignina; sin embargo, se han propuesto numerosos modelos que representan su estructura y se sabe que es un polímero aromático ligado a la celulosa vegetal, su composición elemental varía entre 61 a 65% de carbono, 5 a 6.2% de hidrógeno y el resto lo conforma el oxígeno; no se digiere ni se absorbe y tampoco es atacada por la microflora del colon. 3.7.1 Fibra dietética soluble La fibra dietética soluble se encuentra en altas concentraciones en frutas y algas marinas; y básicamente se compone de pectinas, gomas, mucílago, ciertas hemicelulosas y celulosa modificada; estos 3. ANTECEDENTES 14 componentes son efectivos y reducen las concentraciones de colesterol plasmático y/o hepático, así como la glicemia. 3.7.2 Fibra dietética insoluble La fibra dietética insoluble presente en los alimentos, se encuentra en verduras, cereales, leguminosas y en frutas; incluye celulosa, lignina y hemicelulosa, componentes responsables de la regulación gastrointestinal con la reducción del tiempo de tránsito de los alimentos y el aumento de la masa fecal. 3.8 Accionesfisiológicas de la fibra dietética La fibra dietética retrasa la sensación de hambre, ya que ocupa espacio en el estómago y provoca sensación de saciedad; no produce calorías. Auxiliar en el control de la diabetes, el fenómeno se relaciona con que la fibra dietética soluble recubre las vellosidades del intestino y retrasa la absorción de los monosacáridos. Reduce los niveles de colesterol en la sangre, absorbe los ácidos biliares, que son eliminados a través de las heces, obligando al hígado a sintetizar más ácidos biliares a partir del colesterol, bajando así los niveles de este. Restaura la flora intestinal de bifidobacterias, microorganismos que proliferan sólo en presencia de estos hidratos de carbono (fructosanos), y que producen ácidos grasos de bajo peso molecular como ácido láctico, propiónico y butírico, que disminuyen el pH y reducen el riesgo de proliferación de bacterias patógenas. La fibra insoluble atrapa agua y aumenta la materia fecal, disminuyendo la incidencia de cáncer de colon. 3. ANTECEDENTES 15 3.9 Proteína en los alimentos Las proteínas son macromoléculas consideradas complejas, compuestas por aminoácidos unidas por un enlace peptídico, contienen un grupo amino y uno carboxilo además de contar con un grupo funcional siendo característico para cada aminoácido, con excepción de la glicina en donde dos de sus sustituyentes son hidrógeno. Existen en particular algunos aminoácidos que el organismo no puede sintetizar, por lo que deben ser aportados por la dieta diaria en proporciones adecuadas. Estos son los aminoácidos esenciales o indispensables: Fenilalanina Histidina (en niños) Isoleucina Leucina Lisina Treonina Arginina (en niños) Triptófano Valina Metionina Las necesidades de aminoácidos con grupo funcional aromático (fenilalanina, triptófano, tirosina) se deben a la incapacidad que tiene el organismo de no poder sintetizar anillos aromáticos. Los aminoácidos considerados dispensables, son aquellos que el organismo puede sintetizar en concentraciones suficientes para cubrir sus necesidades (Robinson, 1991). Las proteínas son los constituyentes principales de los tejidos del organismo y su principal función es la de aportar nitrógeno y aminoácidos necesarios para la síntesis de proteínas corporales y sustancias nitrogenadas: por lo que la calidad y la cantidad de estos compuestos en la dieta son parámetros fundamentales que deben ser considerados. 3. ANTECEDENTES 16 Existe una gran variedad de ellas e intervienen en numerosos procesos desempeñando diversas funciones biológicas en el organismo humano, tales como: Estructural: participan en la construcción de órganos y tejidos. Catalizadoras: interviniendo en reacciones metabólicas. Transportadoras: mediadoras y transportadoras que se encargan de transportar sustancias a través de la sangre (hemoglobina, mioglobina, lipoproteínas, etc.) y a través de las células en la membrana celular. Hormonal: pueden actuar como hormonas; tal es el caso de la insulina y el glucagón. Homeostático: algunas mantienen el equilibrio osmótico y actúan junto con otros sistemas amortiguadores para mantener constante el pH del medio interno. Inmunológicas: actúan como anticuerpos y posibles antígenos, efecto germicida y protección de mucosas; además ayudan en la formación de coágulos sanguíneos para evitar hemorragias (trombina y fibrinógeno). Contráctiles: actina y miosina constituyen las fibrillas responsables de la contracción muscular. Reserva: ya que una pequeña cantidad de energía que requiere las células es suministrada por las proteínas. 3.10 Digestibilidad proteínica in vitro La digestibilidad es una forma de medir el aprovechamiento de un alimento, es decir, la facilidad con la que es transformado en el aparato digestivo en sustancias útiles para la nutrición. Constituye un indicador de calidad de la materia prima que no siempre se cumple, ya que en ocasiones varía notablemente de una especie a otra; así como antes y 3. ANTECEDENTES 17 después de someterlo a tratamientos tecnológicos como el procesamiento térmico (Manríquez J., Romero J., 1993). La digestibilidad es uno de los parámetros utilizados para medir el valor nutricional debido a que no basta que la proteína se encuentre en altos porcentajes en el alimento sino que debe ser digerible para que pueda ser asimilado y, por consecuencia, aprovechado por el organismo que lo ingiere. Por lo tanto, la digestibilidad constituye una excelente medida de calidad y ello ha suscitado la idea de medirla de diferentes formas, in vitro simulando las condiciones y reacciones fisiológicas que se llevan a cabo dentro del organismo al someter a la proteína a una digestión artificial mediante el uso de enzimas proteolíticas, o in vivo que se basa esencialmente en el establecimiento de un balance apropiado entre las proteínas o nitrógeno que aportan los alimentos y del nitrógeno que es excretado a través de las heces. El inconveniente de la digestibilidad in vitro es que aunque este tipo de métodos son más precisos y reproducibles, pueden dar resultados inexactos, en cambio los ensayos in vivo son más confiables (Manríquez J. y J. Romero 1993). Las proteínas de origen animal son más digeribles que las de origen vegetal, este decremento en la digestibilidad de las proteínas puede ser debido a su contenido de fibra, que actúa como una barrera física para la difusión enzimática, además hace que el paso por el intestino sea más rápido por lo que disminuye el tiempo de absorción. Además de la fibra, la digestibilidad también puede ser afectada por factores tóxicos, los cuales disminuyen la absorción de nutrimentos en la membrana intestinal o pueden provocar la disminución de la acción de enzimas digestivas, tal es el caso de los inhibidores de tripsina. 3. ANTECEDENTES 18 Mediante la cocción puede mejorar la digestión de la proteína, ya que el calor destruye moléculas sensibles al calor, tal es el caso de algunos factores antinutricionales, dejando a las proteínas más accesibles para la acción enzimática (Kataria A. et al, 1992). 3.11 Factores tóxicos en los alimentos Es importante determinar la presencia de sustancias toxicas en plantas y setas comestibles, sobre todo en muchas de las variedades que constituyen una parte fundamental en la dieta de grupos de la población. Sus efectos nocivos se pueden producir a diferentes niveles, algunas sustancias actúan como agentes antinutricionales (afectando la disponibilidad de los nutrimentos) y otros actuando como agentes tóxicos que alteran funciones fisiológicas vitales de los organismos que los ingieren. En setas se han encontrado diversos compuestos con actividad tóxica que limitan su uso, principalmente comestible; sin embargo, es posible su inactivación o disminución mediante una preparación y una cocción adecuada, reduciéndose a límites seguros (López M, 2000) tal es el caso de las lectinas e inhibidores de tripsina, moléculas termolábiles. Otros autores han reportado también actividad hemolítica de saponinas en muestras de hongos silvestres comestibles, entre ellas Amanita. La primer lectina fue reportada por Ford en 1910, la cual se asoció con la toxicidad del hongo. En la actualidad muchos macromicetos han sido reportados con actividad de lectinas, en el género Amanita se ha encontrado actividad de estas y aunque su efecto aglutinante es 3. ANTECEDENTES 19 conocido, en la actualidad son de gran interés pues también se han descubierto propiedades que pueden ser usadas como antitumorales y/o antivirales (Sarup R. et al 2010). Por su importancia biológica e industrial, las saponinas son sustancias bastante estudiadas,se encuentran en plantas y hongos, su uso en la industria radica como espumantes y sustituto de jabón. Fueron reportadas por primera vez en el reino fungi en 1907 y 1911 por W. Ford mientras estudiaba diferentes basidiomicetos incluyendo el género Amanita (Ajay, P. et al 2013). En 2008 Martínez estudió varios hongos silvestres comestibles, entre ellos se encontraban Amanita caesaria y Amanita rubescens, reportó que la cantidad de inhibidores de tripsina en los hongos crudos pasaba los límites que se consideran seguros para la salud, sin embargo estos hongos generalmente se consumen cocidos en la sierra Tarahumara de Chihuahua. En el presente proyecto, se realizó el análisis de los tóxicos mencionados con anterioridad, debido a la baja concentración de alcaloides en las muestras de Amanita y a la sensibilidad de los métodos para detectar su presencia en las mismas, no se realizó análisis de estos (Ribero, 2008). 3.11.1 Saponinas Las saponinas son glucósidos anfífilicos, en los cuales la parte polar la constituyen los azúcares (pentosas, hexosas o ácidos urónicos) que se encuentran enlazados a un grupo no polar llamado aglicona o sapogenina, el cual puede ser de naturaleza esteroidal o triterpenoide. Han sido clasificadas y definidas como exotoxinas que tienen 3. ANTECEDENTES 20 capacidad hemolítica sobre eritrocitos. Las saponinas son sustancias de sabor amargo y en general inodoras, de difícil cristalización; sus soluciones coloidales al producir espuma reducen fuertemente la tensión superficial por lo que pueden estabilizar las emulsiones grasa- aceite, irritan los ojos y la piel cuando se frotan, son termorresistentes, forman complejos con colesterol, medianamente solubles en agua y muy solubles en alcohol. Algunas saponinas inhiben el crecimiento de ciertos microorganismo y hongos, ya que actúan precipitando esteroles de la pared celular. En cuanto al contenido de saponinas para el hombre en ciertos productos alimentarios, el estatus de Merck Index 1976 indica que algunas especies de saponinas prácticamente no son tóxicas por ingestión oral. Sin embargo este hecho aún está en discusión y se sabe que de producir intoxicación estarían presentes los síntomas como lesiones gastrointestinales y si pasan a torrente sanguíneo pueden hemolizar las células de los glóbulos rojos, además pueden producir fallas en la respiración, convulsiones y coma. La toxicidad de las saponinas aún está en discusión como previamente se había dicho, sin embargo mientras que en algunos países se limita su uso en otros se permite el uso como aditivos por su propiedad de generar espuma, especialmente en productos fermentados como cerveza (López M, 2000). 3.11.2 Lectinas El término lectinas fue introducido por Boyd y otros en 1954. Su interpretación no ha sido uniforme debido al desconocimiento acerca de las funciones fisiológicas de éstas. Existen diferentes proposiciones para definirlas, pero la más aceptada es la siguiente: las lectinas son 3. ANTECEDENTES 21 proteínas o glicoproteínas de origen no inmune, fijadoras de hidratos de carbono con capacidad de aglutinar células y precipitar glicoconjugados (Hernández P. et al, 1999). Cualquier definición deberá tener en cuenta los siguientes aspectos: 1. Las lectinas son glicoproteínas. 2. No son de origen inmunitario. 3. La relación de las lectinas con varias glicoproteínas que contienen sitios de combinación. Las lectinas están presentes en casi todo lo vivo, pues se han encontrado en el reino vegetal, animal y en microorganismos, pasando por el reino fungi. La gran importancia de las lectinas se debe fundamentalmente a sus propiedades biológicas, tales como la aglutinación de eritrocitos y otras células como linfocitos, espermatozoides, plaquetas y bacterias, inducción de mitosis en linfocitos, efectos citotóxicos y aglutinación de virus entre otras (Hernández, P. et al, 1999). Las lectinas son un tipo de reserva de proteínas en plantas e intervienen en el crecimiento fúngico, actúan en el reconocimiento del sitio de acción necesario para generar simbiosis o ectomicorrizas. En el reino fungi forman parte de la defensa; teniendo actividad toxica, insecticida o antiviral (Varrot A., et al 2013). Todas las lectinas tóxicas producen síntomas parecidos, entre los que resaltan la intensa inflamación de la mucosa intestinal, con la posterior destrucción de los epitelios, edema y hemorragia del tejido linfático. Las lectinas se unen a las microvellosidades de los enterocitos del yeyuno y obstaculizan su función, entonces hay destrucción de las células de la mucosa, disminución de la actividad enzimática, aumenta la descamación de las células de la mucosa y las vellosidades 3. ANTECEDENTES 22 disminuyen de tamaño, con lo que se disminuye la superficie de absorción. La presencia de hidratos de carbono en la molécula de las lectinas les da especificidad hacía las células, lo que repercute de manera importante en su acción, pues de no ser especificas no pueden unirse ni causar daño, además para que se manifieste el efecto por vía oral, estas deben soportar las condiciones del tracto digestivo; estas suelen destruirse por métodos de calentamiento como el secado y la cocción (López G. 2003). 3.11.3 Inhibidores de tripsina Los inhibidores de tripsina son sustancias que tienen la capacidad de inhibir la actividad proteolítica de ciertas enzimas. Estos son, probablemente, los más distribuidos en el reino vegetal. Existen varias corrientes entre los investigadores en cuanto al papel biológico preciso de los inhibidores de proteasa (Robinson D. 1991). Actúan inhibiendo la tripsina, que es una enzima proteolítica que se libera del páncreas al intestino del hombre y animales. La estructura y propiedades de estos factores varían ampliamente, presentan resistencia a la proteólisis y algunos pueden presentar resistencia a factores ambientales como el calor. En cuanto al mecanismo de inhibición existen varias corrientes entre los investigadores (Robinson D. 1991). Los inhibidores de enzimas proteolíticas forman fuertes complejos con las enzimas que ellos inhiben. La enzima e inhibidor experimentan algún tipo de intersección enzima-sustrato. 3. ANTECEDENTES 23 Los inhibidores son resistentes a la proteólisis, aunque en la interacción puede ocurrir la ruptura de algunos enlaces peptídicos La mayoría de inhibidores de tripsina en los alimentos pueden ser destruidos mediante el tratamiento térmico con lo que se logra mejorar el valor nutritivo de la proteína, no obstante en algunas legumbres puede detectarse actividad inhibitoria de la tripsina después de haber efectuado algún tratamiento térmico (Robinson D. 1991). 3.11.4 Importancia de la tripsina La tripsina es una enzima peptidasa, que rompe los enlaces de las proteínas mediante hidrólisis para formar péptidos o aminoácidos de menor tamaño. La tripsina es producida en el páncreas en forma de tripsinógeno (enzima inactiva), y luego es activada en el duodeno por la enteroquinasa intestinal a tripsina (enzima activa), en donde es esencial para la digestión. El pH óptimo de funcionamiento es 8 y la temperatura óptima es 37⁰C. Es una enzima especifica ya que liga al péptido en las posiciones del carboxilo terminal donde hay Arginina o Lisina, ambos aminoácidos con grupos R cargados positivamente, fragmentando el péptido inicial (Martínez, G. 2008). 4. METODOLOGÍAS 24 4. METODOLOGÍAS A continuación en la Figura No. 3, se presenta en forma esquemática el diagrama de trabajo general. Figura No. 3 Diagrama de la investigación. 4. METODOLOGÍAS 25 4.1 Informaciónde las muestras El material biológico fue recolectado en la sierra Tarahumara de Chihuahua por el Dr. Robert Bye y la M. en C. Edelmira Linares del Instituto de Biología, UNAM. Muestras de respaldo depositadas en el Herbario Nacional (MEXU). HONGOS SILVESTRES COMESTIBLES Nombre científico Número de colección Nombre común Amanita caesarea 37436 Morochike Amanita rubescens 37437 Sojachi 4.2 Acondicionamiento del material biológico Debido a que el material biológico es perecedero se dio un tratamiento inmediato de deshidratación a una temperatura de 52 ⁰C en una estufa con aireación. Una vez obtenida la humedad original de ambas muestras de hongos, se tomó una porción de Amanita caesarea (Ac) y otra de Amanita rubescens (Ar), las cuales fueron sometidas a un tratamiento térmico que simula la cocción de dichos hongos, pues es la forma habitual en que son consumidos. Para efectuar el tratamiento térmico se rehidrató la muestra con agua desionizada, para Ac se tomó 60.6 g de muestra y 150 mL de agua y para Ar se tomaron 72.3 g de muestra con 130 mL de agua, ambas muestras se envolvieron en papel aluminio por separado y se llevaron a una temperatura de 94°C por 15 minutos. Molienda de las muestras Se llevó a cabo la molienda de las muestras en un micro molino Cyclotec marca Tecator, con mallas de 0.5 mm de diámetro con la 4. METODOLOGÍAS 26 finalidad de que estas fueran más manejables y adecuadas para la utilización de las metodologías del análisis proximal y en la determinación de tóxicos. 4.3 Análisis proximal De acuerdo a los métodos establecidos por la AOAC, las cuatro harinas obtenidas de los hongos (Ac cruda y cocida; Ar cruda y cocida) fueron analizadas bromatológicamente, obteniendo de cada una de ellas los siguientes parámetros: humedad, cenizas, grasa, fibra, proteína, hidratos de carbono (calculados por diferencia) y fibra dietética total (AOAC. 1995). 4.3.1 Determinación de humedad en estufa al vacío Fundamento El método de secado se basa en la eliminación de agua libre en el alimento a temperaturas de 60 a 70°C, la determinación se realiza en una estufa de vacío con el fin de abatir la temperatura de ebullición del agua. Material/Reactivos o Estufa de vacío LAB-LINE mod. 3620 o Balanza analítica o Desecador o Charolas de aluminio 4. METODOLOGÍAS 27 Procedimiento 1) Poner a peso constante en la estufa al vacío el pesafiltro o charola de aluminio en donde se efectuará la determinación. Para el caso de charolas de aluminio es suficiente colocarlas de 2 a 4 horas. 2) Pesar en charolas de aluminio a peso constante de 2 a 5 gramos de muestra y distribuirla tratando de que presente la mayor superficie de evaporación e introducirla en una estufa que se encuentre entre 60 a 65°C. 3) Realizar pesadas periódicas de las muestras, sacándolas de la estufa y colocándolas inmediatamente en un desecador donde permanecerán durante 15 minutos; para su posterior pesado en la balanza analítica; este último paso se repetirá hasta peso constante. Se considera peso constante una muestra cuando al pesarla en la balanza analítica sólo se presente variación en la cuarta cifra decimal con respecto al valor anterior. Cálculos Teniendo el peso de charola con muestra antes y después de secada y con el peso de la charola sola, se puede realizar la determinación. %𝑯𝒖𝒎𝒆𝒅𝒂𝒅 = ( 𝑷𝒊 − 𝑷𝒇 𝒎 ) × 𝟏𝟎𝟎 Donde: Pi= peso constante de la charola con muestra antes de secada Pf= peso en gramos de la charola con muestra después de secada m= peso en gramos de muestra 4. METODOLOGÍAS 28 4.3.2 Determinación de cenizas Fundamento Se basa en la destrucción de materia orgánica contenida en una matriz alimentaria, considerándose a las cenizas como residuo inorgánico que queda después de incinerar dicha materia orgánica en una mufla. Material/Reactivos o Mufla THERMOLYNE, mod. 1500 o Balanza analítica o Mechero bunsen o Desecador de vidrio o Tripié, anillo de fierro, triángulo de porcelana o tela de asbesto Procedimiento 1) Poner a peso constante los crisoles en la mufla a una temperatura de 550°C, marcándolos con lápiz o cualquier sustancia que no se elimine en el proceso de incineración. Para pesar el crisol, una vez que se retira de la mufla dejarlo enfriar un poco y colocarlo en el desecador hasta que alcance la temperatura ambiente. Se considera peso constante cuando la última pesada en la balanza analítica sólo presente variación en la última cifra decimal con respecto al valor anterior. 2) Pesar en el crisol a peso constante de 2 a 3 g de muestra y carbonizarla en una campana de extracción, a la flama en mechero, hasta que no desprenda humo. Introducir el crisol a la mufla, la cual debe de encontrarse entre 500 a 550°C. 3) Si después de la incineración se obtienen cenizas con manchas negras, es conveniente agregarle unas gotitas de agua destilada una vez que estén frías, con el fin de obtener cenizas grisáceas o blancas homogéneas; lo que nos indica el punto final de la 4. METODOLOGÍAS 29 determinación. El tiempo de permanencia es muy variable y depende del material que se esté trabajando. Cálculos El cálculo de cenizas en términos de porcentaje es el siguiente: %𝑪𝒆𝒏𝒊𝒛𝒂𝒔 = ( 𝑷𝒇 − 𝑷𝒐 𝒎 ) × 𝟏𝟎𝟎 Donde: Pf= peso en gramos del crisol con la muestra después de incinerada Po= peso en gramos del crisol a peso constante m= peso en gramos de muestra 4.3.3 Determinación de grasa Fundamento La determinación de extracto etéreo, incluye una gran variedad de compuestos orgánicos, únicamente unos pocos de ellos tienen interés nutricional, aquellos que se encuentran en gran cantidad incluyen grasa verdadera, ácidos grasos y sus ésteres, vitaminas liposolubles y provitaminas tales como los carotenoides. Al escoger el solvente de extracción (éter etílico, éter de petróleo o hexano), se debe de tomar en cuenta sus ventajas y desventajas para una buena elección. La desventaja es que el material debe de estar libre de agua o alcohol, ya que el éter húmedo disuelve el azúcar y algunos otros hidratos de carbono; por lo cual es indispensable que la muestra se encuentre seca. El método usado para la determinación, es el método de Goldfish, el cual se basa en la extracción continua por disolvente en donde a la muestra se le hace pasar vapor de disolvente y la grasa se cuantifica por pérdida de peso en la muestra o por grasa removida. 4. METODOLOGÍAS 30 Material/Reactivos o Aparato de extracción Goldfish LABCONCO o Cartuchos de celulosa de 22x80 mm o Estufa Blue M o Estufa de vacío LAB-LINE, mod. 3620 o Vasos de borde esmerilado LABCONCO o Balanza analítica o Éter de petróleo Procedimiento 1) Llevar a peso constante un vaso esmerilado en la estufa Blue M a 100°C por dos horas. 2) Pesar de 2 a 5 gramos de muestra envolviéndolos en papel y colocarlos en los cartuchos de celulosa, tapándolos con una ligera tapa de algodón. 3) El cartucho se coloca en el portadedal y este en el sostenedor del aparato de extracción, en un vaso esmerilado se colocan 50 mL de éter de petróleo y se asegura el vaso con un anillo de metal, dar comienzo a la circulación de agua en los refrigerantes del aparto y subir las parrillas hasta que estén en contacto con el vaso. Aproximadamente el procedimiento se lleva a cabo en 4 horas. Para verificar la extracción de la grasa, se deja caer una gota de la descarga sobre un papel filtro limpio y al evaporarse el disolvente no debe dejar residuos de grasa (manchas amarillas). Una vez concluida la extracción se bajan las parrillas y se colocan los platillos de seguridad 4) Al finalizar la extracción se recupera el disolvente sacando el portadedal del cartuchoy sustituyéndolo por un tubo recuperador, se realiza el mismo procedimiento pero esta vez para recuperar el disolvente, habiendo sacado la muestra. 4. METODOLOGÍAS 31 5) El vaso esmerilado con la grasa extraída se introduce a la estufa Blue M que debe estar a 100°C durante una hora, se llevan a cabo pesadas periódicas hasta obtener peso constante. Cálculos El cálculo de grasa en términos de porcentaje es el siguiente: %𝑮𝒓𝒂𝒔𝒂 = ( 𝑷𝒇 − 𝑷𝒐 𝒎 ) × 𝟏𝟎𝟎 Donde: Pf= peso en gramos del recipiente después de la extracción Po= peso en gramos del recipiente antes de la extracción m= peso en gramos de la muestra seca 4.3.4 Determinación de Proteína Fundamento El método empleado usualmente para la determinación de nitrógeno en alimentos es el método de Kjeldahl con varias modificaciones en la actualidad. El procedimiento consiste en una oxidación de la materia orgánica por acción del ácido sulfúrico para formar dióxido de carbono, agua y liberar el nitrógeno como amonio, debido a que en la mezcla de la reacción siempre hay un exceso de ácido. Digestión MATERIA ORGANICA + H2SO4 → ↑CO2 +H2O +↑SO2+ NH4HSO4 Una vez digerida la muestra se alcaliniza y destila directamente para desprender el amoniaco, el cual es atrapado en una solución de ácido bórico y posteriormente es titulado. 4. METODOLOGÍAS 32 Destilación NH4HSO4 + 2NAOH → Na2SO4 + ↑NH3 + 2H2O 3NH3 + H3BO3 → (NH4)3BO3 Titulación (NH4)3BO3 + 3HCl → 3NH4Cl + H3BO3 Material/Reactivos o Digestor TECATOR, mod. Ab-20/40 o Dispositivo de destilación TECATOR, Kjeltec Auto 1030 Analyzer o Tubos de digestión Tecator de 100 mL o Mezcla digestiva (a) o Peróxido de hidrogeno al 30% o Sulfato de potasio o Solución de hidróxido de sodio al 40% (p/v) o Solución de ácido bórico con indicadores (b) Verde de bromocresol al 0.1% en metanol Rojo de metilo al 0.1% en metanol o Solución de ácido clorhídrico 0.01 N valorada a) Disolver 3 gramos de sulfato de cobre (CuSO4 5H2O) en 20 mL de agua destilada y una vez que este disuelto, agregar 50 mL de ácido ortofosfórico (H3PO4); a continuación adicionar 430 mL de ácido sulfúrico concentrado resbalando por la pared del recipiente. Agitar por aproximadamente 30 minutos. b) Pesar 10 gramos de ácido bórico y colocarlo en un matraz aforado de 1 L; se adiciona agua y se agita hasta disolverlo, a continuación se adicionan 10 mL del indicador verde de bromocresol al 0.1% en metanol (100 mg de verde de bromocresol en 100 mL de metanol) y 7 mL del indicador de rojo de metilo al 0.1% en metanol (100mg de rojo de metilo en 4. METODOLOGÍAS 33 100 mL de metanol). Se ajusta el color a un tono café rojizo con ácido o álcali según se requiera y se afora a 1 L con agua destilada. Procedimiento 1) Pesar de 10 a 100 mg de muestra y colocarla en el tubo de digestión, agregar 0.5 g de sulfato de sodio y 3 mL de mezcla digestiva, se colocan los tubos en el digestor junto con los tubos usados como blancos (glucosa) a una temperatura de 340°C durante 15 minutos. 2) Retirar el tubo del digestor y dejar enfriar para agregar 1.5 mL de peróxido de hidrógeno al 30%, los tubos nuevamente se colocan en el digestor a una temperatura de 370°C. Se considera que la digestión esta realizada, cuando el tubo no muestra manchas ni puntos negros y además la mezcla de digestión es translucida con un ligero tono verde-azuloso. 3) Los tubos se dejan enfriar, la destilación y titulación se realizan en el equipo Kjeltec Auto 1030 Analyzer, usando HCl 0.01 N y NaOH al 40 %, utilizando como indicador el ácido bórico con indicadores. Cálculos Para realizar los cálculos es conveniente correr un blanco, donde se substituye la muestra por el equivalente en peso de glucosa o sacarosa; tratándose en la misma forma que en las muestras %𝑵𝟐 = (𝑷 − 𝑩) × 𝑵 × 𝒎𝒆𝒒 × 𝟏𝟎𝟎 𝒎 %𝑷𝒓𝒐𝒕𝒆𝒊𝒏𝒂 = %𝑵𝟐 × 𝑭 Donde: P= mL de titulación de la muestra B= mL de titulación del blanco 4. METODOLOGÍAS 34 N= normalidad de la solución de HCl meq= miliequivalentes de nitrógeno (0.014) m= peso en gramos de la muestra F=factor de conversión (6.25) Con respecto al factor de conversión se debe aclarar que este depende de cada tipo de muestra, el cual esta relacionado al contenido de nitrógeno de la proteína en estudio. 4.3.5 Determinación de fibra cruda Fundamento Por definición de acuerdo al método de Weende, la fibra cruda es la pérdida por ignición, del residuo seco remanente después de la digestión de la muestra con ácido sulfúrico al 1.25% e hidróxido de sodio al 1.25% bajo condiciones bien especificadas, de una muestra previamente desengrasada. Para esta determinación la muestra debe estar desengrasada y es sometida a una hidrólisis ácida, seguida de una hidrólisis alcalina con una posterior incineración del material insoluble para que por diferencia obtener el contenido de hidratos de carbono no degradables. Material/Reactivos o Aparato de digestión marca LABCONCO o Embudo buchner con malla metálica tipo California o Vasos de Berzelius de 600 mL o Estufa de vacío LAB-LINE mod. 3620 o Mufla THERMOLYNE mod. 1500 o Crisol de porcelana a peso constante o Solución de H2SO4 al 1.25% (m/v) o Solución de NaOH al 1.25% (m/v) 4. METODOLOGÍAS 35 o Antiespumante (emulsión SIGMA-B) o Alcohol etílico o Silicato de aluminio (limpio y calcinado) o Perlas de vidrio Procedimiento 1) Pesar de 3 a 5 gramos de muestra desengrasada y sobre un vaso de Berzelius que contenga 0.5 gramos de silicato (limpio y calcinado) y unas perlas de vidrio. 2) Adicionar 200 mL de H2SO4 al 1.25% hirviendo y adicionar unas gotas de antiespumante y colocarlo inmediatamente en el aparato de digestión Labconco, el cual debe de estar previamente caliente; digerir por exactamente 30 minutos. 3) Vaciar el contenido sobre un Buchner con malla metálica y realizar la filtración con ayuda de vacío, lavar el residuo con agua destilada caliente, una vez lavado el residuo se transfiere nuevamente al vaso Berzelius. 4) Agregar unas gotas de antiespumante y 200 mL de NaOH al 1.25% que debe de estar hirviendo y colocar inmediatamente en el aparato de digestión por exactamente 30 minutos. 5) Transcurrido el tiempo calentar en el mismo buchner california y lavar el residuo con agua caliente hasta eliminar el álcali, se quitan las perlas de vidrio lavándolas con agua para eliminar el material adherido, lavar con 25 mL de alcohol etílico. 6) El residuo se transfiere a un crisol de porcelana (a peso constante) de forma cuantitativa. Se coloca en una estufa para su secado (aprox. De 4- 8 horas) y después pesar. 7) Se carbonizan y se introducen en la mufla para su incineración, para después de dicha operación volver a pesar el crisol previamente enfriado en un desecador. 4. METODOLOGÍAS 36 Cálculos %𝑭𝒊𝒃𝒓𝒂 𝒄𝒓𝒖𝒅𝒂 = 𝑷𝒔 − 𝑷𝒄 𝒎 × 𝟏𝟎𝟎 Donde: Ps= peso del crisol con residuo después de secado en gramos Pc= Peso del crisol con residuo después de calcinado en gramos m= peso de la muestra en gramos 4.4 Determinación de fibra dietética total Fundamento Este ensayo mide el contenido de fibra dietética de los alimentos usando una combinación de métodos enzimáticos y gravimétricos. Las muestras secas y libres de grasa son gelatinizadas con α-amilasa, estable al calor, posteriormente digeridas enzimáticamente con proteasa y amiloglucosidasa para eliminar la proteína y almidón presentes en las muestras. Para precipitar la fibra dietética soluble se adiciona etanol. Los residuos obtenidos son filtrados y lavados con etanol y acetona. Después de secarlos, los residuos se pesan. En la mitad de las muestras se mide la proteína y los otros son calcinados a cenizas. Lafibra dietética se obtiene restando al peso del residuo el peso de la proteína y el de la ceniza (AOAC, 1995). Material/Reactivos o Crisol Gooch: porosidad # 2 (abertura 40 a 60 micrones). o Fuente de vacío. Con trampa para prevenir la contaminación en caso de que se pase líquido. o Horno a 105 °C o un horno con vacío a 70°C o Desecador de vidrio o Mufla Heraeus 4. METODOLOGÍAS 37 o Baño de agua hirviendo o Baño de agua constante a 60°C Lab-line con agitación o Vasos de precipitados de 100, 400 y 600 mL de forma alta o Balanza analítica Startorius extend o Potenciómetro Thermo Scientific, Orión 3 o Matraces Kitasato de 100 mL o Alargadera de hule para crisol Gooch o Barras magnéticas 22x8 mm o Micropipeta automática Genex-Beta de 50 a 200 µL o Termómetro (-10 a 100°C) o Kit Total Dietary Fiber Assay (SIGMA TDF-100A). Este equipo contiene reactivos para realizar 200 determinaciones. Consérvese en refrigeración. α-Amilasa, estable al calor 10 mL; (Sigma A 3306) Proteasa de Bacillus licheniformis (500 mg); (Sigma P 3910) Amiloglucosidasa de Aspergillus niger (10 mL); (Sigma A 9913) Celita TM, lavada con ácido (50 g);(Sigma C 8656) o Kit Total Dietary Fiber Assay (SIGMA TDF-C10). Cada frasco contiene reactivos para aproximadamente 10 análisis. Consérvese en refrigeración. Arabinogalactana (1g); (Sigma A9788) Caseína (5g); (Sigma 7906) Β-Glucano (1g); (Sigma G7391) Pectina(1g); (Sigma P 7536) Almidón de maíz (10g); (Sigma S 2388) Almidón de trigo (10g); (Sigma S 1514) o Éter de petróleo, reactivo analítico o Alcohol etílico, reactivo analítico o Acetona, reactivo analítico o Fosfato de sódio dibásico anhidro, reactivo analítico o Fosfato de sódio monobásico anhidro, reactivo analítico 4. METODOLOGÍAS 38 o Hidróxido de sodio, 1.0 N o Ácido clorhídrico, 1.0 N Preparación de reactivos I. Etanol al 78%. Medir 207 mL de agua destilada en un matraz volumétrico de un litro, agregar etanol al 95%. Mezclar y llevar al volumen con etanol al 95%. Mezclar. II. Amortiguador de fosfatos 0.08M, pH 6.0. Disolver 1.4 g de Na2HPO4 anhidro y 8.4 g de NaH2PO4 anhidro en aproximadamente 700 mL de agua. Diluir sin llevar a aforo con agua. Verificar el pH y ajustar si es necesario con NaOH o H3PO4, aforar a un litro y mezclar. Guardar en frascos bien tapados a temperatura ambiente. III. Solución de hidróxido de sodio 0.275 N. Diluir 275 mL de solución de NaOH 1.0N a 1 litro de agua en un matraz volumétrico. Guardar en frascos bien tapados a temperatura ambiente. IV. Solución de ácido clorhídrico 0.325 N. Diluir 325 mL de solución de HCl 1.0N a 1 litro de agua en un matraz volumétrico. Guardar en frascos bien tapados a temperatura ambiente. Procedimiento Correr un blanco con las muestras a lo largo de todo el procedimiento para corregir cualquier contribución de los reactivos al residuo. A las muestras y el blanco que se les va a medir el contenido de fibra dietética se les debe realizar, al menos, por cuadruplicado para tener duplicados de la determinación de cenizas y proteína para corregir el peso del residuo en caso necesario. 1. Preparación de los crisoles: lavar los crisoles, secarlos, calentarlos una hora a 450°C y enfriarlos, remojar y enjuagar los crisoles con agua y secarlos. Agregar 0.5 g de Celita a cada 4. METODOLOGÍAS 39 crisol y secar hasta peso constante. Enfriar en desecador y pesar hasta tener 0.1 mg de diferencia. Registrar este peso como Celita+ peso del crisol o P1. Conservar en desecador hasta ocuparlos. 2. Pesar cuatro muestras de 0.5 g de muestra y poner en vasos de precipitados de 100 mL de forma alta. Los pesos de las muestras no deben tener una diferencia de 20 mg. Registrar los pesos. 3. Hidrólisis enzimática: Agregar a cada vaso, 25 mL de amortiguador de fosfatos pH 6.0, 0.05 mL de α-Amilasa (Sigma A 3306) y mezclar muy bien. Cubrir cada vaso con papel aluminio y poner en un baño de agua hirviendo. Agitar suavemente los vasos a intervalos de 5 minutos. Incubar por 15 minutos después de que la temperatura dentro de los vasos alcance los 95°C. 4. Dejar enfriar las soluciones a temperatura ambiente. Ajustar el pH de las soluciones a 7.5 ± 0.2 agregando 5 mL de solución de hidróxido de sodio 0.275N a cada vaso. Verificar el pH y ajustar si es necesario, ya sea con NaOH o HCl. 5. Preparar una solución de proteasa (Sigma P3910) de 25 mg/mL en amortiguador de fosfatos pH 6.0 inmediatamente antes de utilizarse. Pipetear 0.1 mL (2.5 mg de proteasa) dentro de cada vaso. 6. Cubrir cada vaso con papel aluminio y poner en baño de agua con agitación continua a 60°C, incubar por 30 minutos después que la temperatura de las soluciones alcance los 60°C. 7. Dejar enfriar las soluciones a temperatura ambiente. Ajustar el pH de 4.0 a 4.6 agregando 5 mL de HCl 0.325N a cada vaso, verificar el pH y ajustar si es necesario ya sea con NaOH o HCl. 8. Agregar 0.05 mL de amiloglucosidasa (Sigma A 9913) a cada vaso y cubrir cada vaso con papel aluminio, poner en un baño de agitación continua a 60°C, incubar por 30 minutos después de que la temperatura en las soluciones alcance los 60°C. 4. METODOLOGÍAS 40 9. Agregar 125 mL de etanol al 95% a cada vaso. Dejar las solución durante toda la noche a temperatura ambiente para permitir la precipitación de la fibra dietética soluble. 10. Filtración: montar un sistema de filtración al vacío para cada crisol Gooch. Humedecer y distribuir la cama de celita en cada crisol usando etanol al 78%. Aplicar succión suave para traer la celita al filtro y formar una superficie lisa. Mantener la succión suave y pasar cuantitativamente el precipitado y suspensión de cada uno de los vasos a sus respectivos crisoles. Lavar el residuo con tres porciones de 10 mL de etanol al 78%, dos porciones de 5 mL de etanol al 95% y dos porciones de 5 mL de acetona. 11. Secar los crisoles que contienen los residuos durante la noche en una estufa con aire a 105°C o en estufa con vacío a 70°C. 12. Enfriar todos los crisoles en un desecador, pesar hasta la cuarta cifra decimal y registrar estos pesos como “Residuo+celita+peso del crisol” o P2. 13. Determinación de cenizas: dos crisoles de la muestra y dos crisoles del blanco se calcinan a 5 horas a 450°C hasta peso constante. Enfriar en desecador y pesar hasta la cuarta cifra decimal, registrar este peso como “cenizas+celita+peso del crisol” o P3. Si los residuos contienen cenizas calcular el peso promedio y con este dato corregir el peso del residuo. 14. Determinación de proteína: con ayuda de una espátula sacar el residuo +celita de cada crisol y pesarlo, registrar este peso como “Residuo+celita” o P4, moler en un mortero y pesar de este polvo por triplicado 100 mg para llevar a cabo la determinación de proteína. Con este dato, calcular el contenido de proteína en el residuo de cada crisol. 15. Analizar en dos residuos de la muestra y dos residuos del blanco, el contenido de proteína por el método de Kjeldahl, como se especifica en el procedimiento de la AOAC. Usar el factor de 6.25 para convertir el nitrógeno, medido en el análisis, a proteína 4. METODOLOGÍAS 41 excepto cuando el contenido en la muestra es conocido. Si los residuos contienen proteína calcular el peso promedio y con este dato corregir el peso del residuo. Cálculos Contenido de cenizas en el residuo de cada crisol 𝑪 = 𝑷𝟑 − 𝑷𝟏 Donde: C= g de ceniza en el crisol P1=Celita+ peso del crisol P3=Cenizas + celita + peso del crisol Contenido de proteína en el residuo de cada crisol 𝑵 = (𝑽𝒎 − 𝑽𝒃) × 𝒎𝒆𝒒 × 𝑵𝑯𝑪𝒍 × 𝑴 𝒎 𝑷 = 𝑵 × 𝑭 Donde: N= g de nitrógeno en el residuo + celita P= g de proteína en el residuo + celita Vm= Volumen de HCl gastado en la titulación de la muestraVb= Volumen de HCl gastado en la titulación del blanco Meq= miliequivalentes del N (0.014) N HCl= normalidad de la solución valorada de HCl m= g de muestra (residuo + celita) utilizada en la determinación F= factor de conversión a proteína 6.25 M= g de residuo + celita 4. METODOLOGÍAS 42 Contenido de fibra dietética total %𝑭𝑫𝑻 = (𝑹 − 𝑷 − 𝑪 − 𝑩) × 𝟏𝟎𝟎 𝒑𝒎 Donde: FDT= fibra dietética total B= Rblanco-Pblanco-Cblanco R= peso del residuo que corresponde a la definición de P2-P1 (mg) P= peso promedio de proteína en el crisol (mg) C= peso promedio de cenizas en el crisol (mg) o P3-P1 pm= peso de la muestra (mg) 4.5 Desengrasado de la muestra Fundamento El desengrasado de la muestra se realiza con un dispositivo Soxhlet de capacidad para procesar aproximadamente 50 gramos de material, la extracción se realiza con hexano Q.P. obteniéndose la muestra desengrasada y la grasa bruta por otro lado. El extracto hexanóico se refiere al conjunto de sustancias extraídas con hexano, que incluyen además de los ésteres de los ácidos grasos con el glicerol a los fosfolípidos, las lecitinas, los esteroles, las ceras, los ácidos grasos libres los carotenoides y otros pigmentos. Material/Reactivos o Dispositivo tipo Soxhlet o Costal de tela de manta o Rotavapor o Canasta de calentamiento eléctrica Glas-Col de 10 cm de diámetro o Hexano Q.P. 4. METODOLOGÍAS 43 Procedimiento 1. El desengrasado se lleva a cabo por el método de Soxhlet, para el cual se monta el dispositivo adecuado, en donde se coloca la harina de los hongos en un costal de tela de manta y es insertado en el dispositivo. 2. Para llevar a cabo la extracción de la grasa cruda se ocupa un rango de temperatura de 55 a 60° C utilizando hexano Q.P. como disolvente, el procedimiento tiene una duración aproximada de 8 horas. 3. Transcurrido el tiempo se deja enfriar el dispositivo y se retira el costal con la muestra desengrasada, dicha muestra se extiende en charolas de aluminio para evaporar el disolvente durante 24 horas. En el caso del disolvente presente en el matraz receptor se recupera en rotavapor, obteniendo así el aceite crudo y la harina de los hongos desengrasada. 4.6 Digestibilidad in vitro Fundamento Este método enzimático que se basa en crear un medio similar al del organismo digiriéndose las proteínas con sistema multienzimático, y asumiendo que por cada enlace peptídico se produce un protón [H+], el cambio de pH está relacionado a la hidrólisis de la proteína. Los métodos in vitro tienen la ventaja de determinar la disponibilidad de la proteína en alimentos que han sido sometidos a algún proceso, siendo métodos relativamente rápidos y de mayor precisión y en consecuencia menos costosos que los métodos biológicos (Howitz, 2005). Material/Reactivos o Balanza analítica Sartorius mod. A-210-P 4. METODOLOGÍAS 44 o Baño de agua Grant mod. 5E-10 a 37°C± 0.5 o Baño de agua Polystat a 55°C ± 0.5 o Potenciómetro Corning mod. 10 o equivalente (con pendiente >95%) o Contenedor de vidrio con camisa para recirculación de agua atemperada o Matraz aforado de 10 mL o Agitadores magnéticos de ½ pulgada (tipo arroz) o Espátulas o Naves de vidrio para pesar o Pipeta volumétrica de 10 mL o Parrilla con agitación o Pipeta volumétrica de 1 mL o Cronometro digital mod. Cole-Parmer de triple tiempo o Buffers de referencia o Solución enzimática A. Disolver 227,040 BAEE unidades de tripsina pancreática porcina (SIGMA T-0134), 1,860 unidades de α- quimotripsina pancreática bovina (SIGMA C-4129) y 2,321 unidades de peptidasa intestinal porcina (SIGMA P-7000) en 10 mL de agua destilada. o Solución enzimática B. Disolver 65 unidades de caseína de proteasa bacteriana (SIGMA P-5147) en 10 mL de agua destilada. Procedimiento 1. Se parte de 10 mg de N2 de la proteína (caseína) o muestra según sea el caso, a la cual se le agregan 10 mL de agua destilada en agitación a una temperatura de 37 °C ± 0.5 por una hora, recirculando el flujo de agua. 2. Transcurrido el tiempo de humectación de la muestra, ajustar el pH a 8.0 ± 0.03 utilizando HCl o NaOH diluido (usar la mínima cantidad de soluciones). 4. METODOLOGÍAS 45 3. Adicionar 1 mL de la solución A a la muestra e inmediatamente iniciar el conteo con el cronometro digital, dejar en agitación por exactamente 10 minutos. 4. Transcurridos los 10 minutos, inmediatamente añadir 1 mL de la solución B y al mismo tiempo hacer el cambio de recirculación de agua, cerrando el flujo de 37°C y abriendo el flujo de 55°C. 5. A los 19 minutos de añadida la solución A, realizar nuevamente el cambio de baño, en donde de cierra la llave de 55°C y se abre al mismo tiempo la llave de entrada y salida de 37°C. 6. A los 20 minutos exactos con cronometro después de añadida la solución A se apaga la agitación e inmediatamente medir el pH introduciendo el electrodo y efectuar la lectura. EL pH del control de la caseína debe de ser de 6.42 ± 0.05 Cálculos El porcentaje de digestibilidad se obtiene al sustituir el pH en la siguiente formula: %𝑫𝒊𝒈𝒆𝒔𝒕𝒊𝒃𝒊𝒍𝒊𝒅𝒂𝒅 = 𝟐𝟑𝟒. 𝟖𝟒 − 𝟐𝟐. 𝟓𝟔(𝒑𝑯) Reunida la condición de que la referencia de la caseína muestra un pH igual 6.42±0.05 4.7 Determinación de factores tóxicos naturales En cuanto a la determinación de factores tóxicos fueron determinados; saponinas y lectinas y como factor antinutricional, inhibidores de tripsina. 4. METODOLOGÍAS 46 4.7.1 Determinación de Saponinas Fundamento La detección de saponinas en extractos de plantas se lleva a cabo con una técnica de diluciones seriadas en el cual se determina el punto final por una estimación visual de la hemólisis de los glóbulos rojos en la sangre del humano. El método de microtitulación es rápido y requiere una mínima cantidad de muestra, para llevar a cabo la determinación se necesita sensibilizar los eritrocitos con lavados de solución de tripsina, ya que la sensibilidad de los eritrocitos se mejora considerablemente con este tratamiento (Sotheeswaran, 1988). Material/Reactivos o Extractor de grasa Goldfish, LABCONCO o Cartuchos de celulosa Whatman o Rotavapor Buchi, 461, MOD. RE-111 o Centrifuga EPPENDORF 5702 o Incubadora bacteriológica, Blue M o Espectrofotómetro Coleman, Junior II-A o Tubos de centrifuga de 15 mL con graduación o Jeringa de 5 ó 10 mL calibre 22 o Microtiter Kit (Cook Eng-Alexander Virginia USA) o Matraz Erlenmeyer de 25, 125 y 250 mL o Probeta de 100 mL o Embudo de filtración de talle corto o Gasa o Placas de poliestireno de 96 pozos con fondo V para microtitulación o Solución salina al 1% preparada con agua desionizada o Solución salina al 0.9% preparada con agua desionizada o Solución de metanol (R.A.) y agua destilada al 85% o Sangre humana tipo O 4. METODOLOGÍAS 47 o Alcohol etílico desnaturalizado o Solución anticoagulante (a) o Tripsina de páncreas bovino al 0.1% (b) o Estándar de saponinas (c) a) Solución anticoagulante: cuando la sangre se va a utilizar inmediatamente se puede utilizar heparina (solución heparina: sangre 15 a 20 UI; 1mL de sangre). Si la sangre no se va a utilizar inmediatamente y se desea conservar en refrigeración, se debe utilizar como solución ALSEVER (glucosa 0.6833 g, citrato de sodio 0.8080 g, ácido cítrico 0.0550 g, cloruro de sodio 0.4200 g, agua destilada 100 mL) para conservar las células. b) Tripsina de páncreas bovino: (Sigma T-8128 tipo II) al 0.1 % en solución salina al 0.9%. c) Solución estándar de saponinas: el estándar es una mezcla de 1:1 de digitonina (saponina esteroidal) y un extracto de quijalla (saponina tipo triterpenoide), al 0.5% en solución salina. Procedimiento 1. Preparación del extracto a) Pesar exactamente 3.75gramos de la muestra finamente molida y desengrasada, colocarla en un cartucho de celulosa. b) Colocar el cartucho de celulosa en el portadedal del extractor Goldfish, la extracción se realiza por 2 horas con 50 mL de metanol:agua (85:15). c) Una vez transcurrido el tiempo de extracción se concentra a sequedad en el rotavapor Buchi a una temperatura no mayor de 65 °C, la muestra se re-disuelve en solución salina al 0.9%, se filtra y se lleva a un aforo de 50 mL con la misma solución. 4. METODOLOGÍAS 48 2. Preparación de la sangre a) Extraer la sangre humana, aproximadamente 5 mL, empleando el set de recolección de sangre que contenga anticoagulante y agitar suavemente para homogeneizar con la solución. b) La sangre con anticoagulante se trasvasa a tubos de centrifuga para su lavado (por triplicado), con solución salina 0.9%, posterior a los lavados centrifugar a 1500 rpm por 10 minutos y se decanta el líquido sobrenadante. c) Al terminar el tercer lavado se diluye el paquete de eritrocitos al 4%, es decir que por cada mililitro de eritrocitos se adiciona 24 mL de solución salina 0.9%, en caso de coágulos se filtra a través de una gasa. 3. Sensibilización de glóbulos rojos a) Por cada 10 mL de suspensión de glóbulos rojos se agrega 1 mL de tripsina al 0.1% y se coloca en una incubadora a 37 °C por una hora. b) Transcurrido el tiempo se centrifuga a 1500 rpm por 10 minutos, para eliminar la enzima y se efectúan tres lavados con solución salina 0.9% centrifugando entre cada lavado por 10 minutos a 1500 rpm, terminando los lavados decantar el líquido sobrenadante. c) Después del último lavado se mide el paquete de eritrocitos y se resuspende al 5%, por lo que por cada mililitro de paquete se añade 19 mL de solución salina al 0.9%, se coloca la suspensión en matraz Erlenmeyer de 125 mL efectuando previamente una filtración con gasa. 4. Ajuste de la suspensión de glóbulos rojos a) Ajustar el espectrofotómetro COLEMAN al 100% de T con solución salina al 0.9% a una longitud de onda de 620 nm. b) Tomar 0.5 mL de suspensión de eritrocitos con pipeta volumétrica (tratando de que este lo más homogénea 4. METODOLOGÍAS 49 posible), colocarlo en un celda y adicionar 2 mL de solución salina con pipeta volumétrica, homogeneizar e introducir en el espectrofotómetro. c) Diluir lo necesario hasta que se obtenga una lectura de 24 a 29 de % T. 5. Microtitulación a) La microtitulación se realiza en placa tipo “U” y en cada pozo se colocan 50 microlitros de solución salina al 0.9%. b) Se llena el microdiluctor con 50 microlitros del extracto o del estándar de saponinas y se llevan a cabo diluciones sucesivas desde el primer pozo siguiendo por la línea horizontal, eliminar el residuo de la última dilución. c) Ya realizadas las diluciones pertinentes se colocan con el pipeteador de gota 50 microlitros de la solución de eritrocitos sensibilizados y ajustados. Se recomienda que en cada placa se tenga una hilera de control negativo (Solución salina: sangre ajustada) y otra positiva (Solución salina: estándar de saponinas al 0.5%). d) Terminada la placa se rota en forma circular para homogeneizar y se colocan en incubadora por una hora a 37 ± 1°C. 6. Lectura a) Para obtener el título de hemólisis se observa empleando un espejo adaptado al dispositivo y se localiza en la hilera horizontal de la placa, el número que corresponde al último pozo donde se aprecia la hemólisis. Cálculos La mezcla de saponinas triterpenoide y esteroidal (1:1) tienen una concentración de 0.5% en la solución estándar, si en la microtitulación se toma 0.05 mL, se tiene entonces una concentración de 0.25 mg de 4. METODOLOGÍAS 50 saponinas en dicho volumen, en una dilución seriada se tiene que cumple con la fórmula: 𝒄𝒐𝒏𝒄𝒆𝒏𝒕𝒓𝒂𝒄𝒊ó𝒏 𝒅𝒆𝒍 𝒆𝒙𝒕𝒓𝒂𝒄𝒕𝒐 𝟐𝒕 Donde t= título de la hemólisis Si la solución estándar de saponinas tiene un valor promedio de 7 para el título de hemólisis, entonces en este pozo se tiene la siguiente concentración. 𝟎. 𝟐𝟓 𝒎𝒈 𝟐𝟕 = 𝟎. 𝟎𝟎𝟏𝟗𝟓 𝒎𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 = 𝟏. 𝟗𝟓 𝝁𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 El cálculo para las muestras es: la concentración del extracto de la muestra para todos los casos es 75 mg/mL, en 0.05 mL tenemos 3.7 mg; para un título de hemólisis con valor de 1 se tiene la siguiente concentración: 𝟑. 𝟕𝟓 𝟐𝟏 = 𝟏. 𝟖𝟕𝟓 𝒎𝒈 𝒅𝒆 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 Ahora bien hay 1.95 µg de saponinas en 1.875 mg de muestra, por lo cual da resultado: 𝟏. 𝟗𝟓 µ𝒈 𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 𝟏. 𝟖𝟕𝟓 𝒎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 = 𝟏. 𝟎𝟒µ𝒈𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 𝒎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 = 𝟎. 𝟏𝟎𝟒 𝒈𝑺𝒂𝒑𝒐𝒏𝒊𝒏𝒂𝒔 𝟏𝟎𝟎𝒈 𝒎𝒖𝒆𝒔𝒕𝒓𝒂 = 𝟎. 𝟏𝟎𝟒 % 4. METODOLOGÍAS 51 4.7.2 Determinación de Lectinas Fundamento La determinación de lectinas (fitohemaglutininas) se basa en la capacidad aglutinante de las lectinas presentes en un extracto para aglutinar los eritrocitos. La técnica consiste en hacer diluciones seriadas de las cuales se determina el punto final de la aglutinación de los glóbulos rojos de hámsteres lavados y sensibilizados con solución de proteasa mediante una estimación visual. El método de micro titulación es rápido y requiere de una mínima cantidad de muestra, el resultado se relaciona con la cantidad mínima de aglutinación que produce la faseolotoxina como prueba positiva, definiéndose esta como una unidad hemaglutinante (U.H.G.), equivalente a 1 mg de esta lectinas (Vasconcelos, I y Olvera, J.2004). Material/Reactivos o Balanza analítica Startorius mod. A-210-P o Agitador magnético multiple Corning Stirrer mod. 440825 o Centrifuga Eppendorf 5702 o Incubadora bacteriológica Blue M o Espectrofotómetro Coleman, Junior II-A o Tubos de centrifuga de 15 mL con graduación o Microtiter kit (Cook Eng-Alexander Virginia USA) o Matraz Erlenmeyer de 25, 125 y 250 mL o Embudo de filtración de talle corto o Filtros de vidrio de poro grueso o Gasa o Microdiluctor 50 microlitros o Pipeta automática multicanales o Dispositivo de lectura de placas o Placas de poliestireno de 96 pozos con fondo “V” para microtitulación 4. METODOLOGÍAS 52 o Solución salina al 1 % preparada con agua desionizada o Solución salina al 0.9% preparada con agua desionizada o Sangre de Hámster Sirio macho-joven desfibrinada y lavada o Solución anticoagulante (a) o Solución de lectina purificada de frijol (Phaseolus vulgaris) (PHT) al 0.01 % en solución salina 0.9% (b) a) Cuando la sangre se va a trabajar inmediatamente se puede emplear heparina; solución heparina: sangre=15- 20 Ul: 1mL sangre. Si la sangre no se va a utilizar de inmediato y se desea conservar en refrigeración por uno o dos días, lo más conveniente es usar como solución anticoagulante, ELSEVER. b) Pesar con la mayor exactitud posible 1 mg de faseolotoxina (SIGMA- L8754) y pasarla a un matraz aforado de 10 mL; a continuación aforar con solución isotónica (0.9%). De esta solución (0.1 mg/mL) se realiza una dilución de 1:100 para ocuparla en la placa de micro dilución tipo ”V”, con la finalidad de definir la cantidad mínima de PHT que produce prueba positiva de aglutinación (L). Procedimiento 1. Preparación del extracto a) Suspender 0.1 mg de material finamente molido y desengrasado en 10 mL de solución salina al 1% y efectuar la extracción mecánica por 2 horas a 300 rpm a temperatura ambiente. b) Transcurrido el tiempo centrifugar el extracto a 3000 rpm, durante 10 minutos para eliminar el residuo insoluble. c) Filtrar el sobrenadante a través de un filtro de vidrio de poro grueso y de ser necesario se puede lavar el residuo 4. METODOLOGÍAS 53 con solución salina al 1% para llevar finalmente a un volumen de 10 mL. 2. Preparación de la sangre a) En un matraz de 25 mL
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