Analisis-de-la-participacion-del-sistema-linfatico-en-la-absorcion-de-los-principales-componentes-toxicos-del-veneno-de-micrurus-fulvius

Vista previa del material en texto

Facultad de Ciencias 
 
 
 
 
ANÁLISIS DE LA PARTICIPACIÓN DEL SISTEMA 
LINFÁTICO EN LA ABSORCIÓN DE LOS PRINCIPALES 
COMPONENTES TÓXICOS DEL VENENO DE MICRURUS 
FULVIUS 
 
 
 
TESIS 
 
 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
BIÓLOGO 
 
 
 
 
PRESENTA: 
RAYMUNDO DAVID PIÑONES PÉREZ 
 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
M. EN C. DAYANIRA SHEIRA PANIAGUA MEZA 
 
 
2014 
 
 
 
 
Universidad Nacional Autónoma de México 
Margarita
Texto escrito a máquina
Margarita
Texto escrito a máquina
MÉXICO
Margarita
Texto escrito a máquina
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
DERECHOS RESERVADOS © 
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL 
 
Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal 
del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). 
El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea 
objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para 
fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
I 
 
 
 
 
 
 
 
La presente tesis fue realizada en el laboratorio del Dr. Alejandro Alagón Cano 
perteneciente al Departamento de Medicina Molecular y Bioprocesos del Instituto de 
Biotecnología de la Universidad Nacional Autónoma de México (IBt-UNAM), ubicado 
en la ciudad de Cuernavaca, Morelos. 
Con el apoyo económico del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, CONACyT 
INFR-214-01 proyecto 224494 y DGAPA IN205214. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
II 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
COMITÉ DE SINODALES 
 
M. en C. Erasmo Martínez Cordero 
 
Dr. Alejandro Alagón Cano 
 
M. en C. Dayanira Sheira Paniagua Meza 
 
M. en C. Alfonso José Vilchis Peluyera 
 
Dra. Hilda Vázquez López 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
III 
 
 
 
 
"I do not think there is any thrill that can go through the human heart like 
that felt by the inventor as he sees some creation of the brain unfolding to 
success… Such emotions make a man forget food, sleep, friends, love, 
everything.” 
 
“Yo no creo que haya ninguna emoción que puede atravesar el corazón humano 
como aquella experimentada por el inventor al ver alguna creación del cerebro 
desenvolviéndose hacia el éxito… dichas emociones hacen al hombre olvidarse del 
alimento, sueño, amigos, amor, todo.” 
 
Nikola Tesla, citado por Cleveland Moffitt, “A Talk With Tesla”, Atlanta Constitution, 1896. 
 
 
 
 
 
 
Dedicado con mucha gratitud a: 
 
A mis padres María del Carmen Fátima Pérez Cascajares y 
Raymundo Raúl Piñones Salcedo, 
por su apoyo incondicional y nunca dejar de creer en mí. 
 
A mi hermana Daniela Piñones Pérez, 
por enseñarme a tomar las oportunidades cuando las tengo enfrente. 
 
A la familia Alagón Carrillo, 
por ser como una segunda familia para mí. 
 
A la Biól. Vianey Flores Lara, a la señora Paz Martha Lara Ayala y familia, 
por la confianza y el amor que me otorgaron sin pensarlo dos veces. 
 
Y a todos aquellos que me apoyaron durante mi carrera universitaria, ya sea desde 
brindándome una sonrisa hasta con un techo. 
 
 
 
 
 
IV 
 
 
Agradecimientos 
 
Al Dr. Alejandro Alagón Cano por permitirme ingresar a su laboratorio, poder realizar 
este trabajo y muchos otros experimentos ajenos por simple hecho de aprender. 
 
A la M. en C. Dayanira Sheira Paniagua Meza, por la paciencia y permitirme ser parte 
de su proyecto dirigiendo esta tesis. 
 
Al Dr. Gerardo A. Corzo Burguete, por ayudarme a resolver muchas dudas, 
corregirme mis errores y sobre todo el grito de ¡ÁNIMO! cuando más se necesitaba. 
 
A los M. en C. Diana Elodia Aguilar León y M. en C. Erasmo Martínez Cordero, 
catedráticos durante la carrera, por abrirme las puertas de sus laboratorios y dejarme 
dar mis primeros pasos en la investigación. 
 
Al M. en C. Alfonso José Vilchis Peluyera por ser mi sinodal y catedrático de la 
carrera, sus clases de Biotecnología fueron de mis favoritas. 
 
A la Dra. Hilda Vázquez López, por ser mi sinodal y darme consejos sobre todo en lo 
que atañe a la Farmacocinética. 
 
A la M. en C. Irene Vergara Bahena, por la ayuda técnica, teórica y consejos durante 
el desarrollo de este trabajo. 
 
Al Q. F. B. Raúl Román Flores, por la ayuda técnica, teórica y consejos durante el 
desarrollo de este trabajo. 
 
Al M. en C. Alejandro Olvera Rodríguez y al Biól. Felipe Olvera Rodríguez, por su 
ayuda técnica y consejos en el buen uso de materiales y equipo del laboratorio. 
 
 
 
V 
 
A la Biól. Vianey Flores Lara (Pexilindra), por acompañarme durante muchas tardes 
ayudándome a realizar esos experimentos que no querían salir y pasarme todos sus 
consejos. Eres muy buena científica. 
 
A Daniel Gama Hernández y Ricardo Mondragón Cortés por la ayuda técnica, auxiliar 
y charlas en el aracnario. 
 
A Angélica Linares Labastida, por su ayuda administrativa y buen humor cada 
mañana siempre que entraba al laboratorio. 
 
A mis compañeros del grupo del Dr. Alejandro Alagón: Biól. Héctor Cardoso Torres, 
Ing. Miguel Ángel Mendoza Vera, Biól. Arely Hernández Dávila, Ing. Ulises Barrón 
Castillo, Q.F.B. Raúl Román Flores, M. en C. Arlene Calderón Corona, M. en B. Edgar 
Neri Castro, M. en C. Melisa Benard Valle, Biól. Sergio Barcenas Arriga, Q.F.B. María 
Fernanda Dzib Hau, Q.F.B. Jaime Felipe Guerrero Garzón, Nicolás Elizalde Morales, 
Luis Román Domínguez, Belem García Osorio, M. en C. Alejandro Olvera Rodríguez, 
Biól. Felipe Olvera Rodríguez, Daniel Gama Hernández, Ricardo Mondragón Cortés y 
Angélica Linares Labastida. 
 
A mis compañeros del grupo del Dr. Gerardo Corzo: M. en B. Herlinda Catalina 
Clement Carreterro, M. en C. Francia García García, Biól. Vianey Flores Lara, Biól. 
Selma Margarita Jurado Reyes, Biól. María José Hernández Vargas, Estefanía 
Herrera Herrera. 
 
A todos los listados anteriormente, gracias por su ayuda y consejos, cada uno de 
ustedes aportaron una parte de este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
i 
 
 
Índice 
I. Abreviaturas ..................................................................................................................................... v 
II. Resumen .......................................................................................................................................... 1 
III. Introducción ................................................................................................................................... 3 
…III.1. Sistema linfático ....................................................................................................................... 3 
…III.2. Espacio intersticial .................................................................................................................... 6 
…III.3. Difusión de moléculas en el espacio intersticial ....................................................................... 6 
…III.4. Absorción diferencial entre capilares sanguíneos y linfáticos ................................................. 6 
…III.5. Absorción después de una inyección subcutánea .................................................................... 8 
…III.6. Análisis de cinética de absorción .............................................................................................. 9 
…III.7. Usos y aplicaciones de análisis cinéticos de absorción ............................................................ 9 
…III.8. Accidentes ofídicos causados por Micrurus fulvius (M. fulvius) ............................................. 10 
…III.9. Envenenamiento por mordedura de M. fulvius ..................................................................... 11 
…III.10. Veneno de M. flulvius ...........................................................................................................12 
…III.11. α-Neurotoxinas y fosfolipasas A2 neurotóxicas ................................................................... 13 
IV. Antecedentes ............................................................................................................................... 15 
V. Justificación ................................................................................................................................... 20 
VI. Hipótesis ....................................................................................................................................... 20 
VII. Objetivo general .......................................................................................................................... 20 
VIII. Objetivos particulares ................................................................................................................ 20 
IX. Material y metodología ................................................................................................................ 21 
…IX.1. Diseño experimental .............................................................................................................. 21 
……IX.1.1. Cirugía y esquema de muestreo de los borregos ............................................................. 21 
…IX.2. Principales componentes tóxicos del veneno de M. fulvius .................................................. 22 
…IX.3. Anticuerpos policlonales contra fracciones N y O .................................................................. 22 
…IX.4. Enzyme-linked immuno sorbent assay (ELISA) ....................................................................... 23 
…IX.5. Análisis cinético ...................................................................................................................... 23 
X. Resultados y discusión .................................................................................................................. 26 
…X.1. Ensayos de ELISA de suero y linfa de borregos inyectados con veneno de M. fulvius. .......... 26 
…X.2. Parámetros farmacocinéticos .................................................................................................. 31 
 
 
ii 
 
……X.2.1. Comparación de parámetros farmacocinéticos de veneno total y fracciones N y O ........ 40 
XI. Conclusiones ................................................................................................................................ 47 
XII. Referencias .................................................................................................................................. 48 
XIII. Anexos ........................................................................................................................................ 53 
…XIII.1. Cromatograma de fraccionamiento de veneno completo de M. fulvius. ............................ 53 
…XIII.2. Diagrama de microplaca de ELISA ........................................................................................ 54 
…XIII.3. Parámetros farmacocinéticos del veneno total de los grupos CIS, CSS y CSL de veneno 
total. .................................................................................................................................................. 55 
…XIII.4. Reactivos .............................................................................................................................. 56 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
iii 
 
Índice de cuadros 
Cuadro 1.Fórmulas usadas para calcular los parámetros farmacocinéticos. ................................... 25 
Cuadro 2. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después 
de una inyección intravenosa de veneno total M. fulvius. (Grupo 1) ................................................ 32 
Cuadro 3. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después 
de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius. (Grupo 2) ................................................ 33 
Cuadro 4. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después 
de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius, drenando la totalidad de la linfa (Grupo 
3). ...................................................................................................................................................... 34 
Cuadro 5. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir de la linfa después 
de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius, drenando la totalidad de la linfa (Grupo 3)
 ........................................................................................................................................................... 35 
Cuadro 6. Diferencias estadísticas de los parámetros farmacocinéticos entre los grupos de borregos 
CIS, CSS y CSL, en muestras de suero. ................................................................................................ 39 
Cuadro 7.Promedios de los parámetros farmacocinéticos de las fracciones N y O, de los grupos CIS, 
CSS y CSL ............................................................................................................................................ 41 
Cuadro 8. Valores de AUC0-t de los grupos de borregos CIS de veneno total y fracciones N y O. ...... 43 
Cuadro 9. Valores de AUC0-t de los grupos de borregos CSS de veneno total y fracciones N y O ...... 44 
Cuadro 10. Valores de AUC0-t de las muestras de los borregos CSL de veneno total y fracciones N y 
O, en suero. ....................................................................................................................................... 44 
Cuadro 11. Valores de AUC0-t de las muestras de los borregos CSL de veneno total y fracciones N y 
O, en linfa .......................................................................................................................................... 45 
Cuadro 12. Promedios de los parámetros farmacocinéticos de veneno completo de M. fulvius, de 
los grupos CIS, CSS y CSL. 16 ............................................................................................................... 55 
 
 
 
 
 
 
iv 
 
Índice de Figuras 
Figura 1. Esquema del sistema linfático. En color verde red de vasos linfáticos; con flechas se 
señalan los principales ganglios y órganos linfáticos. (Modificado de Sabali Communications, 2012)
 ............................................................................................................................................................. 4 
Figura 2. Esquema de las rutas de entrada y salida que siguen las macromoléculas y células desde 
los capilares linfáticos iniciales hasta llegar al torrente sanguíneo. Los vasos linfáticos prenodales 
consisten de capilares linfáticos iniciales, que drenan el líquido intersticial a ganglios linfáticos, 
donde pueden entrar a sangre o seguir por los vasos linfáticos centrales. (Modificado de Kimpton & 
Washington, 2009) .............................................................................................................................. 5 
Figura 3. Diagrama de la relación entre sangre y linfa. Las flechas indican el paso de moléculas a 
través de los espacios inter-endoteliales. (Modificado de Swartz, 2001) ........................................... 7 
Figura 4. Correlación de la permeabilidad entre masa molecular y absorción en sangre y linfa. 
(Modificado de Hall & Guyton 2011 y Supersaxo et al 1990) ............................................................. 8 
Figura 5. Cinética de fracciones N y O en suero (Grupo CIS) después de una inyección intravenosa 
de 1 mg de veneno completo de M. fulvius. Los incisos a), b), c) y d) representa un borrego. ........ 26 
Figura 6. Cinéticas de fracciones N y O (Grupo CSS) en suero después de una inyección subcutánea 
de 5 mg de veneno completo de M. fulvius. Los incisos a), b), c) y d) representaun borrego. ......... 27 
Figura 7. Cinética de fracciones N y O en suero (sCSL) después de una inyección subcutánea de 5 
mg de veneno completo de M. fulvius. Cada gráfico representa un borrego. .................................. 28 
Figura 8. Cinéticas de fracciones N y O en linfa (LCSL) después de una inyección subcutánea de 5 mg 
de veneno completo de M. fulvius. Cada gráfico representa un borrego. ........................................ 29 
Figura 9. Porcentaje del acumulado de fracciones N y O de la dosis, colectada de la linfa en el grupo 
CSL después de una inyección SC de 5 mg de veneno completo de M. fulvius. Cada gráfica 
representa un borrego. ..................................................................................................................... 30 
Figura 10.Comparación de los promedios de cinéticas de las fracciones N y O en muestras de suero 
de los grupos CSS (verde) y CSL (rojo) después de una inyección subcutánea de 5 mg de veneno 
completo de M. fulvius. ..................................................................................................................... 37 
Figura 11. Cromatograma del veneno de Micrurus fulvius. RP-HPLC, columna C-18, gradiente de 
acetonitrilo de 0 a 60% en 60 min. Absorbancia: 280 nm. Las letras indican las diferentes fracciones 
obtenidas. Se señala con flechas rojas las fracciones N y O. ............................................................. 53 
Figura 12. Diseño de microplaca. ...................................................................................................... 54 
 
 
v 
 
I. Abreviaturas 
 
° C Grados Celsius 
λz Tasa de eliminación 
ABTS Ácido 2, 2’ –azino-bis (3-etilenbenzotiazolina-6-sulfónico) 
AUC Área bajo la curva 
AUMC Área bajo la curva del primer momento 
C0 Concentración inicial 
CIS Coral Intravenoso Sangre 
CL Depuración 
Cm Centímetros 
Cmax Concentración máxima 
Cmin Concentración mínima 
CSS Coral Subcutáneo Sangre 
CSL Coral subcutáneo Linfa 
Da Dalton 
ELISA 
F 
Ensayo de inmunoabsorción ligado a enzimas 
Biodisponibilidad 
FUdR Floxuridina 
HCl Ácido clorhídrico 
HRP Peroxidasa 
IgG Inmunoglobulina 
IFN 
IM 
SC 
IV 
Interferón 
Intramuscular 
Subcutánea 
Intravenosa 
KDa Kilodalton 
LCSL Muestras de linfa de borregos Coral Subcutáneo Linfa 
 
 
vi 
 
M Molaridad 
mA Miliamperes 
MAT Tiempo medio de absorción 
Mg Miligramos 
Min Minutos 
µL Microlitros 
mL Mililitros 
mM Milimolar 
MRT Tiempo promedio de residencia 
NaCl Cloruro de sodio 
NaHCO3 Bicarbonato de sodio 
Nm Nanómetros 
PBS Buffer salino de fosfatos 
pH Potencial de hidrógeno 
PLA2 Fosfolipasas A2 
RP-HPLC Cromatografía líquida de alta presión en fase reversa 
SC Subcutánea 
sCSL Muestras de suero de borregos Coral Subcutáneo Linfa 
SEM Error estándar de la media 
t1/2 Tiempo de vida media 
TFA Ácido trifluoroacético 
Tmax Tiempo de concentración máxima 
TRIS Tris (hidroximetil) aminometano 
U Unidad de actividad enzimática 
V Voltios 
VD Volumen aparente de distribución 
Vss Volumen de distribución en estado estacionario 
 
 
1 
 
II. Resumen 
Micrurus fulvius (M. fulvius) también conocida como coral o coralillo, es una 
serpiente venenosa endémica de Estados Unidos, que se encuentra ubicada en la 
familia de los elápidos.1 El veneno (DL50 0.30 µg/g de ratón2) de M. fulvius está 
compuesto por una mezcla compleja de proteínas pero mayoritariamente por α-
neurotoxinas (24.9%) y β-neurotoxinas, siendo estas últimas las únicas 
responsables del envenenamiento, representando el 58.3% del veneno.2 
Los accidentes por mordedura de esta serpiente son pocos pero debido a su alta 
toxicidad en seres humanos es de importancia médica. Los primeros síntomas de 
envenenamiento por M. fulvius pueden presentarse desde los 30 minutos 
posteriores al accidente. Sin embrago, existen casos de envenenamiento que 
muestran síntomas 12 horas después de la mordedura.3 
 
En el año 2012, Paniagua y cols., evaluaron mediante un estudio farmacocinético 
del veneno, el rol que juega el sistema linfático en la absorción y biodisponibilidad 
sistémica del veneno de M. fulvius. Los resultados obtenidos los llevaron a concluir 
que la absorción linfática en el sitio de envenenamiento después de una 
administración subcutánea, juega un papel muy importante en la disponibilidad y 
cinética, prolongando la presencia del veneno de este coralillo en el sistema. 4 En 
este estudio también se concluyó que cerca del 60% del veneno está 
representado por una clase de tóxinas de naturaleza proteica llamadas β-
neurotoxinas y que sería de interés estudiar la farmacocinética solo de estos 
compuestos. 
 
Se sabe que la absorción de proteínas después de una inyección subcutánea 
depende mayoritariamente de su masa molecular 5, y debido a ello, este trabajo 
tiene como objetivo analizar si la absorción de los principales componentes sería 
distinta al resto del veneno. 
Para ello, se cuantificaron las concentraciones de los principales componentes del 
veneno de M. fulvius (β-neurotoxinas), que tienen una masa molecular aproximada 
 
 
2 
 
de 13 a 16 kDa. Esta cuantificación se realizó por medio de ELISA tipo sándwich 
indirecto en las muestras de suero y linfa obtenidas de los 3 grupos de borregos 
utilizados en el trabajo farmacocinético de veneno completo de M. fulvius, 
reportado por Paniagua y cols.4 
 
Una vez obtenidas las concentraciones de cada muestra, se estimaron los 
parámetros farmacocinéticos para analizar el proceso de absorción de las β-
neurotoxinas. Finalmente, se compararon dichos parámetros con los reportados a 
partir del veneno completo de M. fulvius, y se halló que si bien el sistema linfático 
tiene un importante aporte en el mantenimiento de las β-neurotoxinas en el 
sistema durante el proceso de envenenamiento, éstas se absorben en misma 
proporción tanto por sistema linfático como por el torrente sanguíneo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
III. Introducción 
III.1. Sistema linfático 
El sistema linfático es una red de vasos que se distribuyen en la mayoría de los 
tejidos del cuerpo. Es una vía vascular accesoria que estructuralmente inicia con 
capilares linfáticos, que se unen para formar una estructura arborescente de vasos 
interconectada con ganglios, como se muestra en la Figura 1. Los ganglios son 
células linfáticas que forman órganos encapsulados que aumentan el contacto 
entre la linfa y la circulación sanguínea, permitiendo el intercambio de fluidos e 
interacciones con las células del sistema inmune.6 
 
Los vasos linfáticos, a diferencia de los presentes en la circulación sanguínea, 
transportan la linfa de manera unidireccional 7 a través de dos tipos de vasos: 
 Vasos prenodales (o aferentes), trasladan el líquido desde tejidos 
periféricos a ganglios cercanos. 6,7,8 
 Vasos centrales (o eferentes), transporta la linfa que sale de los ganglios a 
lo largo de una cadena linfática, hasta llegar a unos vasos llamados ducto 
torácico y conducto torácico derecho. 6,7,8 
 
Esencialmente todos los vasos linfáticos de la parte inferior del cuerpo llegan al 
conducto torácico, que a su vez desemboca al sistema sanguíneo en la unión de 
la vena yugular interna izquierda y la vena subclavia izquierda. La linfa del lado 
izquierdo de la cabeza, el brazo izquierdo y parte de la región del pecho también 
entra a este conducto antes de llegar al sistema sanguíneo. 
Por otro lado, la linfa desde el lado derecho del cuello y cabeza, el brazo derecho, 
y partes del tórax derecho llegan al conducto linfático derecho (mucho más 
pequeño que el conducto torácico), y desemboca al sistema sanguíneo en la unión 
de la vena subclavia derecha y la vena yugular interna. 6 
 
 
4 
 
 
Figura 1. Esquema del sistema linfático. En color verde red de vasos linfáticos; con flechas se señalan los principales 
ganglios y órganos linfáticos. (Modificado de Sabali Communications,2012)9 
La formación de linfa comienza cuando los fluidos y las macromoléculas presentes 
en el intersticio se difunden a través del espacio intersticial a capilares linfáticos 
iniciales. Éstos son estructuras endotelizadas conformadas por células que se 
encuentran ancoradas, por medio de filamentos de anclajes, a fibras de colágeno. 
Los filamentos de anclaje se encuentran unidos solamente al centro de las células, 
dejando libre los extremos, que funcionan como válvulas de entrada hacia luz de 
los capilares. Cuando el tejido que está alrededor de los capilares se expande, las 
válvulas se abren, permitiendo un libre movimiento de fluidos, macromoléculas y 
células que serán absorbidos por los capilares linfáticos iniciales; y cuando el 
tejido se contrae, las válvulas se cierran, sellando la barrera endotelial previniendo 
que la linfa regrese al espacio intersticial. El mecanismo que permite abrir y cerrar 
las válvulas, es dependiente de la deformación extrínseca de los capilares 
linfáticos iniciales, y se le conoce como bomba linfática extrínseca. Los factores 
que afectan a esta propulsión incluyen a la vasomoción, el pulso de arteriolas 
circundantes y las contracciones peristálticas intestinales. Otros mecanismos 
 
 
5 
 
adicionales que contribuyen son: la contracción del músculo esquelético, 
respiración, el caminar, la tensión de la piel y compresiones externas del tejido.8 
El otro tipo de propulsión ocurre en otras estructuras llamadas vasos linfáticos. Los 
vasos linfáticos se forman cuando varios capilares linfáticos iniciales se unen. 6 
Estos vasos están recubiertos por músculo liso y se encuentran segmentados por 
válvulas bicúspides. Cada segmento se denomina linfangión y por medio de 
movimientos peristálticos son la unidad funcional de la propulsión. 7, 8 Este 
mecanismo se le conoce como bomba linfática intrínseca. 8 (Ver Figura 2). 
 
Figura 2. Esquema de las rutas de entrada y salida que siguen las macromoléculas y células desde los capilares 
linfáticos iniciales hasta llegar al torrente sanguíneo. Los vasos linfáticos prenodales consisten de capilares 
linfáticos iniciales, que drenan el líquido intersticial a ganglios linfáticos, donde pueden entrar a sangre o 
seguir por los vasos linfáticos centrales. (Modificado de Kimpton & Washington, 2009) 
Por lo tanto, el sistema linfático aparte de ser un componente esencial en la 
respuesta inmune, tiene una función muy importante en mantener la homeostasis 
de fluidos reabsorbiendo el exceso de líquido, proteínas y productos de desecho 
celulares, que van desde el espacio intersticial al torrente sanguíneo.6, 7 Por 
 
 
6 
 
ejemplo, en humanos el sistema linfático regresa a la circulación sanguínea de 3 a 
4 L de linfa al día. 10 
III.2. Espacio intersticial 
Una sexta parte del volumen total del cuerpo humano consiste en espacios entre 
células que conjuntamente se conoce como espacio intersticial o intersticio. 1 El 
intersticio se compone de dos fases: 
 Matriz extracelular, que comprende la fase estructural formada 
predominantemente por haces de fibra de colágeno, filamentos de 
proteoglicanos y fibras de elastina. 6, 7, 10 
 El líquido intersticial (LI), formado por agua y una variedad de solutos. 6, 7, 10 
En esta última fase ocurren los procesos de difusión y absorción. 11 
III.3. Difusión de moléculas en el espacio intersticial 
La difusión a través del espacio intersticial representa una barrera para el 
transporte de moléculas hacia los capilares sanguíneos o linfáticos. Este paso está 
influenciado por las características fisicoquímicas de las moléculas, incluyendo el 
tamaño, solubilidad en agua, e interacciones con los componentes endógenos del 
intersticio, como los filamentos de proteoglicanos, que están compuestos 
principalmente por ácido hialurónico (98%), funcionando como un gel de exclusión 
molecular.6, 10 
Se sabe que enzimas como las hialuronidasa catalizan la hidrólisis del ácido 
hialurónico, por lo tanto, degradan componentes la matriz extracelular, facilitando 
la dispersión y absorción de compuestos. Lo anterior ha llevado a usar la 
hialuronidasa por más de 50 años, como un factor de dispersión en la 
administración de medicamentos.12 
III.4. Absorción diferencial entre capilares sanguíneos y linfáticos 
Las moléculas presentes en el espacio intersticial se absorben preferentemente 
por capilares sanguíneos debido a la presión negativa generada por la velocidad 
del flujo interno en el torrente sanguíneo. Aunado a lo anterior, la anatomía y 
 
 
7 
 
fisiología de los capilares sanguíneos se caracterizan por la presencia de uniones 
interendoteliales estrechas y una membrana basal ininterrumpida, haciéndolos 
permeables a moléculas pequeñas, pero generalmente limita el paso a 
macromoléculas. 6, 13, 14 
En contraste, los capilares del sistema linfático proporcionan una vía alternativa de 
absorción a estas macromoléculas desde el intersticio hasta la sangre, debido a 
que los capilares linfáticos tiene un endotelio poco definido, presentando 
“espacios” interendoteliales grandes (ver Figura 3) permitiendo así una mayor 
permeabilidad de macromoléculas. 7, 13, 14 
 
Figura 3. Diagrama de la relación entre sangre y linfa. Las flechas indican el paso de moléculas a través de los espacios 
inter-endoteliales. (Modificado de Swartz, 2001) 
De acuerdo a lo anterior, se ha descrito una correlación entre la permeabilidad y la 
masa molecular de los compuestos presentes en endotelios vasculares y 
linfáticos. Como se muestra en la Figura 4, si la masa molecular aumenta, la 
permeabilidad vascular disminuye y la permeabilidad linfática se incrementa. 6, 11, 
15, 16 
 
 
8 
 
 
Figura 4. Correlación de la permeabilidad entre masa molecular y absorción en sangre y linfa. (Modificado de Hall & 
Guyton 2011 y Supersaxo et al 1990) 
III.5. Absorción después de una inyección subcutánea 
La inyección subcutánea (ISC) es una vía ampliamente utilizada en administración 
de fármacos proteicos, como es el caso de medicamentos orales que muestran 
una biodisponibilidad limitada 11. Aunque los factores que regulan la velocidad y el 
alcance de la absorción subcutánea no están plenamente definidos, las tendencias 
recientes observadas en modelos animales sugieren que a pesar de la naturaleza 
propia cada compuesto e interacciones físicas, la masa molecular es la que 
determinan mayoritariamente su absorción. Además de la masa molecular, se ha 
observado que otros factores fisiológicos que influyen son la formación de linfa, la 
propulsión y la región corporal donde se inyecta. 14, 15, 16 
 
Estudios de la cinética de absorción en un organismo muestran que después de 
una ISC, la biodisponibilidad de proteínas es variable e incompleta con valores 
aproximados del 20% al 100% de la dosis administrada y con una tasa 
relativamente lenta de la absorción, alcanzando máximas concentraciones 
plasmáticas en un lapso de 2 a 20 horas. 14 
 
0
20
40
60
80
100
120
0 5 10 15 20
A
b
so
rc
ió
n
 (
%
)
Masa molecular (kDa)
Permiabilidad linfática
Permiabilidad vascular
sanguínea
 
 
9 
 
III.6. Análisis de cinética de absorción 
La absorción es un proceso que determina la cantidad de un compuesto que llega 
a circulación sistémica desde el sitio de administración, y esto es de relevancia, ya 
que, si se alcanza un intervalo preciso de concentración podrán verse diversos 
efectos en el organismo, determinados por las características del compuesto .5 
La absorción comprende los procesos de: mecanismos de transporte y eliminación 
presistémica, la cantidad y velocidad que acede a la circulación sistémica y otros 
factores que pueden alterarla. Por lo tanto, la cinética de absorción, es una 
herramienta, que de acuerdo a las concentraciones en los procesos mencionados 
anteriormente en este párrafo, nos otorga conocimientos para estudiar la 
existencia de factores que alteran la velocidad de absorcióny la cantidad 
absorbida. 5 
Durante el análisis, es necesario medir las concentraciones en fluidos corporales 
fácilmente accesibles tales como sangre, orina y algunas veces linfa.5 A partir de 
estas concentraciones se determinan los valores de los parámetros cinéticos 
mediante la utilización de modelos matemáticos sustentados en la 
Farmacocinética. 17 
III.7. Usos y aplicaciones de análisis cinéticos de absorción 
Como se mencionó anteriormente, la interpretación de los parámetros 
farmacocinéticos se puede ver principalmente como un esfuerzo para deducir lo 
que le sucede a un compuesto dentro de un organismo. La fiabilidad de los datos 
en los estudios farmacocinéticos in-vivo depende de la validez del diseño del 
estudio, la ejecución, la colecta de muestras y la manipulación de las mismas. La 
selección de los métodos apropiados de análisis de datos, es igualmente 
importante en la comprensión de las características farmacocinéticas. 18,19 
La combinación de análisis cinéticos de absorción con otros campos de estudio 
como la toxinología, puede generar conocimiento para comprender mejor los 
procesos de envenenamiento y su tratamiento clínico.4, 20 Estos envenenamientos 
pueden ser producidos por la mordedura o picadura de animales venenosos, 
 
 
10 
 
causando una serie de alteraciones fisiopatológicas que se manifiestan como 
signos y síntomas relacionados estrechamente con los compuestos del veneno 
que inoculó el animal 21 
Dentro de los accidentes por envenenamiento a nivel mundial, los provocados por 
serpientes constituyen un problema significativo. Se reporta que anualmente 
ocurren alrededor de 421,000 mordeduras de serpientes, causando 20,000 
decesos humanos; debido a la falta de información por casos no reportados, se 
estima que los envenenamientos pueden llegar a alcanzar la cifra de 1.8 millones 
de casos y 94,000 muertes, aproximadamente. 22 
III.8. Accidentes ofídicos causados por Micrurus fulvius (M. fulvius) 
M. Fulvius, también conocida como serpiente de coral, coralillo de Florida o coral 
del Este, es una serpiente venenosa (266 casos reportados a nivel nacional en 
EE.UU. durante los años 1998 a 2010)23 que en su cuerpo presenta patrón de 
coloración con espacios rojos y negros del mismo tamaño separados por bandas 
amarillas estrechas, y una amplia banda amarilla en la parte posterior de una 
cabeza totalmente negra (ver Figura 5). Respecto a su longitud, en promedio mide 
de 45 a 70 centímetros. 1, 24 
Los accidentes ofídicos por M. fulvius son pocos, debido a los hábitos nocturnos y 
conducta no agresiva de estos animales 3, por esta razón representan tan sólo el 
4.5% de las mordeduras de serpientes venenosas en Estados Unidos. 25 
La mayoría de las serpientes poseen colmillos cortos. Debido a esto, la 
inoculación del veneno es por vía subcutánea 26; como es el caso de M. fulvius. 
Esta serpiente pertenece a la familia Elapidae, que representa un conjunto de 
serpientes venenosas (315 especies) también conocidas como elápidos. Como 
característica diagnóstica, los elápidos tienen un par de colmillos que miden de 2 a 
3 mm, colocados en la región anterior del maxilar superior, a esto se le conoce 
como dentición proteroglifa. 27 
Se distribuyen en los continentes americano y africano; en Medio Oriente, en Asia 
tropical hasta Australasia y los océanos Índico y Pacífico. 1, 27 
 
 
 
11 
 
 
Figura 5. Fotografía de Micrurus fulvius (Fotografía de Michael Cardwell) 
 
Es endémica de Estados Unidos de América (EE.UU) y se distribuye al Sureste, 
abarcando los estados de Luisiana, Misisipí, Alabama, Georgia, Florida, Carolina 
del Norte y del Sur (ver Figura 6). 1 
 
 
Figura 6. Mapa de distribución de M. fulvius en los estados de EUA. 
III.9. Envenenamiento por mordedura de M. fulvius 
Los primeros síntomas y signos por envenenamiento de M. fulvius pueden 
presentarse desde los 30 minutos posteriores al accidente. Sin embrago, existen 
casos de envenenamiento que muestran síntomas 12 horas después de la 
mordedura. La sintomatología incluye: leve hinchazón en el lugar de la mordedura, 
 
 
12 
 
hormigueo o entumecimiento de las extremidades, náusea, vómito, debilidad, 
mareo, visión doble, sudoración excesiva, y en cuadros clínicos graves, parálisis 
flácida progresiva y dificultad para respirar que conllevan incluso a la parálisis 
respiratoria. 1 
El correcto diagnóstico del envenenamiento por serpientes de coral es complicado 
debido a la errónea identificación por la similitud con serpientes de coral falsas, 
por no presentar siempre marcas de colmillos y por la variación en la cantidad de 
veneno inoculado al momento de la mordedura. 1 
III.10. Veneno de M. flulvius 
El veneno de las serpientes es una mezcla compleja de proteínas, péptidos, 
carbohidratos, lípidos, iones metálicos y componentes orgánicos. 28 
En particular, el veneno de M. fulvius es un líquido viscoso amarillento, que puede 
cambiar de tono entre individuos. Consiste principalmente de 70% a 80% de 
proteínas24 representando una mezcla compleja, con masas moleculares 
principalmente de 7 kDa y 13 kDa. 4 
En el veneno de M. fulvius, se han identificado actividades enzimáticas que 
incluyen actividad hialuronidasa, nucleotidasa, fosfodiesterasa y aminopeptidasa. 
29 Recientes estudios del transcriptoma de glándulas de M. fulvius concluye que 
los transcritos de toxinas dominantes son las fosfolipasas A2 neurotóxicas (PLA2) y 
las α-neurotoxinas, un tipo de proteínas de tres dedos (3FTXs) representando 
64.9% y el 21.1% respectivamente. 30 En el trabajo de la tesis Doctoral de la M. C. 
Irene Vergara Bahena y cols., encontraron que la actividad enzimática de las PLA2 
en el total del veneno es de 492 ± 137 U/mg. Hallaron también que dichas 
proteínas representan el 58.3% del veneno, siendo estas las únicas responsables 
de la neurotoxicidad y letales para los ratones, mientras que los otros 
componentes con baja masa molecular (<7000 kDa) tienen mecanismos similares 
a 3FTXs reversibles pero no fueron mortales para los ratones. 2 
 
 
13 
 
III.11. α-Neurotoxinas y fosfolipasas A2 neurotóxicas 
Las α- neurotoxinas son polipéptidos no enzimáticos que pertenecen a las 
superfamilia de toxinas de tres dedos, contienen de 60 a 74 aminoácidos. La 
característica más distintiva de está superfamilia, es la estructura que forma tres 
bucles (asemejando tres dedos de una mano) que emergen desde un núcleo 
hidrofóbico, pequeño y globular que está unido por puentes disulfuro. Estas toxinas 
actúan interrumpiendo la comunicación del neurotransmisor acetilcolina, 
bloqueando receptores colinérgicos nicotínicos y ocasionando una parálisis 
flácida. Este bloqueo ocurre a nivel de membrana postsináptica. 31, 32 
 
Las PLA2 (EC 3.1.1.4) son una diversa clase de enzimas que se clasifica según la 
estructura, la función, localización y regulación que llevan a cabo. Este grupo de 
enzimas dependientes de calcio, cataliza la hidrólisis de los enlaces enlace 2-sn-
acil-éster de los glicerofosfolípidos, liberando ácidos grasos y lisofosfolipidos.33 
Como resultado de la evolución, algunas PLA2 se convirtieron en potentes 
neurotoxinas.34 
El tipo de PLA2 que está presente en el veneno de los elápidos son las PLA2 
secretadas (PLA2s) del tipo I. Tienen de 119 a 134 aminoácidos, la masa 
molecular ronda entre los 13 a 16 kDa y tienen una selectividad por estructuras 
neuronales. 33 Estas PLA2s neurotóxicas del veneno de serpientes, también son 
llamadas β-neurotoxinas, causan parálisis flácida y pueden ocasionar la muerte 
por paro respiratorio.35 
El mecanismo de acción aún no ha sido totalmente descrito pero se propone el 
siguiente: el primer paso es la unión PLA2s neurotóxicas con alta afinidad a 
regiones presinápticas de las terminales nerviosas, que causa una hidrolisis local 
de los fosfolípidos. Lo anterior provoca una alteración en la membrana, resultando 
en la disminución dela fusión de las vesículas sinápticas y a su vez, la hidrólisis 
de los fosfolípidos también causa una curvatura que promueve la exocitocis de 
vesículas sinápticas hemifusionadas a la membrana, que lleva a una repentina y 
limitada liberación de neurotrasmisores.36, 37 
 
 
14 
 
Adicionalmente se ha visto que las alteraciones estructurales en la integridad de la 
membrana causan deformaciones en los poros membranales, desencadenando el 
abrupto ingreso de Ca2+ extracelular, provocando la liberación de todas las 
vesículas sinápticas debido a la perturbación del potencial de membrana. Este 
súbito incremento de Ca2+ citosólico, genera daños severos en mitocondrias y 
provoca la degradación del citoesqueleto debido a la activación de calpinas, que 
son enzimas dependientes de calcio. 36, 37 
 
 
 
 
15 
 
IV. Antecedentes 
 
La absorción linfática de veneno de serpientes después de una inyección SC, fue 
propuesta en 1939 por Fildler y cols., en un trabajo en el que inyectaron veneno de 
crótalos en monos de la especie Macaca mulatta, con el propósito de describir las 
lesiones patológicas generadas por una inyección subcutánea. 38 
En 1941, Barnes y Trueta, por medio de varios experimentos demostraron que 
componentes de alta masa molecular, llegan a sangre al ser absorbidos por los 
capilares linfáticos después de una inyección subcutánea. Lo anterior lo 
concluyeron al inyectar veneno de serpiente Tigre (Notechis scutatus), con una 
masa molecular aproximado de 20 kDa, a conejos por vía subcutánea sobre la 
región de la tibia. Ellos observaron que si el miembro inyectado era inmovilizado y 
ocluido para impedir la circulación linfática, el tiempo de muerte se retrasaba hasta 
por 24 horas en comparación con sus controles. De manera contraria, el inyectar 
veneno de cobra (Naja naja) cuya masa molecular ronda entre los 2.5 y 4 kDa, por 
la misma vía y condiciones de oclusión, morían a pesar de inmovilizarles el 
miembro inyectado.39 
Estos dos últimos trabajos son los únicos que desde hace 70 años contemplaban 
la absorción linfática de veneno de serpientes. Posteriormente, a principios de la 
década de los noventas, la farmacocinética de venenos de serpientes empezó a 
tomar importancia. A pesar de que los trabajos farmacocinéticos de venenos en 
modelos animales pueden, potencialmente, contribuir a un racional tratamiento 
faboterapéutico (administración terapéutica de fracciones F(ab')2 de anticuerpos 
específicos a un antígeno en particular), a la fecha se han realizado muy pocos 
trabajos en farmacocinética de venenos de serpientes, la mayoría de crótalos. 40 
Los venenos de vipéridos tienen componentes con altas masas moleculares, que 
al ser inyectados vía intramuscular (IM), muestran un perfil farmacocinético que se 
caracteriza por una primera fase de rápida absorción desde el sitio de inoculación, 
seguida por una segunda una fase lenta y compleja. Lo anterior fue observado por 
 
 
16 
 
Audebert y cols. en 1994, quienes realizaron un estudio toxicocinético del veneno 
de Vipera aspis. En este trabajo, la administración IM del veneno, escogida para 
imitar un accidente ofídico de esta especie, mostró que la cinética de absorción es 
rápida y compleja, mostrando una combinación de procesos de cero y primer 
orden. Esta absorción persistió al menos 72 horas después la de administración 
de veneno, con un tmax de 2 horas y un F de 63 ± 17 %, permitiendo así que se 
mantuvieran altas concentraciones de veneno en plasma durante un largo periodo 
de tiempo. Lo anterior explicó que la t1/2 terminal fuera 3 veces mayor en 
comparación a la hallada en la administración intravenosa. Por lo tanto, la 
absorción de veneno parece ser el proceso de limitación en la disponibilidad 
durante el envenenamiento, con la absorción y disponibilidad ocurriendo 
simultáneamente.41 
En 1997 Rivièrie y cols., examinaron los efectos de los fragmentos específicos de 
F(ab) o F(ab’)2 en la farmacocinética del veneno de V. aspis, administrados a 
conejos. En lo que refiere sólo a la cinética del veneno, a diferencia de lo hallado 
por Audebert en 1994, 7 horas posteriores de la administración IM del veneno, 
éste desapareció del sitio de inyección, mientras sólo el 25% apareció en sangre. 
Esto sugiere que durante las primeras horas después de la inoculación IM, la 
mayoría del veneno es absorbido por la circulación linfática, pero todavía no es 
liberado significativamente al sistema sanguíneo.42 
Por otro lado, Ismail y cols. en 1996, publicaron un trabajo donde analizan la 
farmacocinética de modelo abierto tricompartimental de venenos de 4 cobras del 
género Naja. Los objetivos de estos experimentos fueron: 1) Comparar las 
farmacocinéticas de venenos de las cobras Naja nivea, Naja melanoleuca, Naja 
nigricollis y Naja haje. 2) Determinar los parámetros bioquímicos que reflejen las 
funciones cardíacas, renales y hepáticas, así como el equilibrio de electrolitos. 3) 
Elaborar un análisis de correlación de las concentraciones de veneno en sangre y 
tejido, y el desarrollo de los efectos tóxicos. En lo que refiere a los análisis 
farmacocinéticos, veneno completo y fracciones del veneno correspondientes a las 
α-neurotoxinas, fueron marcadas con radioisótopos para su posterior 
 
 
17 
 
cuantificación, e inyectadas vía IV en conejos. El modelo farmacocinético utilizado 
fue abierto y tricompartimental. Las curvas obtenidas tanto de los venenos como 
las neurotoxinas ajustaron a ecuaciones triexponenciales. Los valores de 
distribución de vida media asociada a la fase de distribución rápida, mostraron 
valores 3.2 a 5 minutos, reflejando un rápido consumo de veneno por el tejido. En 
contrastes, los valores de la vida media en la fase lenta fueron de 22 a 47 minutos, 
indicando un consumo de veneno mucho más lento. En la fase de eliminación, los 
valores de vida media fueron de 15 a 29 horas. Las constantes 
intercompartimentales de entrada y salida, entre compartimento central y, tejidos 
superficial y profundo, muestra que el veneno tiene mayor afinidad por tejido 
profundo. También mencionan que los picos de concentración de veneno y α-
neurotoxinas en tejido superficial se alcanzaron a los 15-20 minutos, sin embargo 
los síntomas de envenenamiento no son visibles aún, si no hasta 60 minutos 
posteriores a la inyección IV, esto les sugirió que los posibles sitios de acción se 
encuentran en tejido profundo. El lento proceso de equilibrio de concentraciones 
(120-240 minutos) entre el compartimento central y tejido profundo, se 
correlaciona con el tiempo que se tardan en aparecer los síntomas y la duración 
de los mismos, reportados para las cobras utilizadas en este estudio. Aunado a lo 
anterior, los MRT reportados en esté artículo también concuerdan con el tiempo 
durante el proceso de envenenamiento y recuperación de los pacientes.43 
Como se podrá constatar en los trabajos farmacocinéticos descritos anteriormente, 
no se considera la participación del sistema linfático en la absorción de venenos 
de serpientes. Sin embargo, en el 2012, Paniagua y cols., evaluaron el rol que 
juega el sistema linfático en la absorción y biodisponibilidad sistémica del veneno 
de M. fulvius, cuyos principales componentes del veneno tienen una masa 
molecular alrededor de los 13 kDa. En este trabajo, a tres grupos de borregos se 
les administró veneno completo de M. fulvius. A un grupo de borregos se le 
inyectó el veneno de manera IV, mientras que a los otros dos grupos de borregos 
la inyección del veneno fue SC. Durante un intervalo de 6 horas, a todos los 
borregos se le tomaron muestras de sangre y orina, mientras que a un grupo con 
inyección SC también se le colectó linfa. Está linfa fue colectada con el propósito 
 
 
18 
 
de evaluar la aportación de veneno a la circulación sanguínea desde sistema 
linfático. En el grupo en el que el veneno fue inyectado vía subcutánea y no fueron 
canulados,se observó un rápido proceso absorción de veneno hasta los 60 
minutos y durante las últimas 5 horas, las concentraciones se mantuvieron en 
estado estacionario. También notaron que el valor VSS fue más grande que el 
estimado para el grupo que se les inyectó el veneno de manera intravenosa, 
sugiriendo que alguna cantidad del veneno se queda en el sitio de inyección. Lo 
anterior, junto con los valores de tiempo promedio de absorción (MAT), indican 
que la absorción desde el tejido subcutáneo es el paso limitante para 
biodisponibilidad del veneno, y el sitio de inyección funciona como un reservorio. 
Cuando compararon los valores de las concentraciones de veneno en plasma 
entre los grupos inyectados vía subcutánea, canulados y no canulados, durante 
los primeros 60 minutos fueron similares, pero pasando este lapso de tiempo, los 
valores divergen, manteniendo niveles mayores de concentración en el grupo que 
no fue canulado. La biodisponibilidad estimada también fue mayor en el grupo que 
no fue canulado pero debido al pequeño número de muestra (4 borregos) no se 
alcanza una diferencia estadística significativa. Sin embargo, cuando se observan 
los valores en las concentraciones de veneno en los borregos que fueron 
canulados, durante las 6 horas después de la administración del veneno, 69% de 
la dosis administrada quedó representada con un 45% en la sangre y 25% en linfa. 
Todo lo anterior los llevó a concluir que la absorción linfática en el sitio de 
envenenamiento después de una administración subcutánea, juega un papel muy 
importante en la disponibilidad y cinética del veneno de este coralillo. También se 
menciona que sería importante investigar la absorción individual de los 
componentes del veneno. 4 
En el año 2013, Sim y cols. en un trabajo farmacocinético del veneno de 
Cryptelytrops purpureomaculatus en conejos, reportan que sólo después de una 
hora posterior a una administración IM del veneno, se observaron picos de 
concentración y otros dos picos secundarios más pequeños a los 10 minutos y 6 
horas. Ellos sugieren que estos dos últimos picos representan la absorción de 
diferentes compuestos de veneno, que ocurren más respecto lento a los 
 
 
19 
 
principales componentes del veneno. También hacen referencia a la correlación 
las masas moleculares y su absorción por capilares sanguíneos, mencionando 
que la proteínas con grandes masas moleculares, como las encontradas en los 
venenos de vipéridos, tienen dificultad para difundirse en sangre, mientras que 
proteínas halladas en algunos elápidos, por ser de menor tamaño molecular (ej. 
3FTXs) se difunden más fácilmente. Al igual que Paniagua y col. concluyen que 
sería importante estudiar la farmacocinética individual de los componentes del 
veneno para ayudar a comprender los signos y síntomas, durante el 
envenenamiento .4, 40 
Finalmente en el año 2014, Tan y cols., vuelven a resaltar la necesidad del análisis 
farmacocinético individual de los componentes de venenos, al presentar una 
farmacocinética del veneno de Hypanale hypanale al ser inyectado IM en conejos. 
La cinética muestra un perfil complicado con las fases de absorción y distribución 
con patrones irregulares. Observaron por lo menos dos picos de concentración 
ocurriendo en los primeros 30 minutos. Estos patrones irregulares se siguieron 
presentando durante las primeras 3 horas; ellos sugieren que se debe a que la 
absorción y distribución de toxinas del veneno ocurren a diferentes tasas.44 
 
 
 
20 
 
V. Justificación 
Debido a los reportes anteriores y a la correlación reportada por Supersaxo y cols. 
(1990) 15, que nos sugiere que los distintos componentes de M fulvius puede tener 
una absorción diferente en función de su masa molecular, podemos suponer que 
los principales componentes tóxicos del veneno de M. fulvius seguirán una cinética 
distinta al resto de los componentes, ya que la toxicidad del veneno está dada por 
un grupo de toxinas13,300 a 13,400 Da 2 
VI. Hipótesis 
Debido a su masa molecular, los principales componentes tóxicos del veneno de 
M. fulvius, cuando éste se administra vía subcutánea, tendrán una farmacocinética 
distinta a la del veneno completo. 
VII. Objetivo general 
Analizar la participación del sistema linfático en la absorción de los principales 
componentes del veneno M. fulvius durante el envenenamiento en borregos, 
cuando éste es administrado subcutáneamente. 
VIII. Objetivos particulares 
Analizar la farmacocinética de los principales componentes del veneno de M. 
fulvius cuando son administrados subcutáneamente. 
Estudiar la participación del sistema linfático durante la absorción de los 
principales componentes del veneno de M. fulvius cuando son administrados 
subcutáneamente. 
 
 
21 
 
IX. Material y metodología 
IX.1. Diseño experimental 
El diseño experimental corresponde al reportado en el artículo de Paniagua y 
cols.4, en donde se usaron tres diferentes grupos experimentales de borregos 
híbridos de las razas Suffolk y Pelibuey, con 4 individuos cada uno, de sexo y 
peso indistinto. Los animales del grupo 1 (grupo control), denominado CIS (Coral 
Intravenoso sangre), recibieron el veneno vía intravenosa en la vena safena de 
miembro pélvico derecho y sólo se les tomó muestras de sangre. El grupo 2 
(grupo control de inyección subcutánea), nombrado CSS (Coral Subcutáneo 
Sangre), recibieron el veneno vía subcutánea en miembro pélvico izquierdo y sólo 
se colectó sangre. El grupo 3, denominado CSL (Coral Subcutáneo Linfa), 
recibieron el veneno también subcutáneamente en la miembro pélvico izquierdo, y 
se colectó sangre (sCSL) y linfa (LCSL). 
 
Cuando el veneno se administró vía intravenosa, se inyectó 1mg a dos borregos y 
0.5 mg a los otros dos restantes, resuspendido en 200 µL de NaCl 150 mM estéril, 
en el miembro pélvico derecho. Cuando el veneno se administra vía subcutánea, 
la concentración inyectada fue 5mg en 1mL de NaCl 150 mM estéril en el miembro 
pélvico derecho. 
 
IX.1.1. Cirugía y esquema de muestreo de los borregos 
Previo a la inyección de veneno, todos los borregos fueron anestesiados con 
xilazina, butorfanol y tiletamina/zolazepam, y mantenidos con profopol e isoflurano 
en 100 % de O2. Durante las 6 horas posteriores a las inyecciones del veneno, se 
colectaron muestras de suero (a partir de la vena yugular de todos los grupos) y 
sólo para el grupo CSL se tomaron muestras de linfa (a partir de una canulación 
del ducto torácico). El esquema de muestreo de suero fue de 6 mL cada 2.5 
minutos, durante los primeros 10 minutos; cada 5 minutos, hasta completar la 
primera hora; cada 15 minutos, durante la siguiente hora y cada 20 minutos 
 
 
22 
 
durante las siguientes cuatro horas, hasta completar 6 horas. Todas las muestras 
de suero fueron separadas en tubos Eppendor de 2 mL y guardadas a – 20 ºC, 
hasta su análisis. Las muestras de linfa fueron tomadas continuamente durante 6 
horas en tubos de 15 mL, y también fueron almacenadas a – 20 ºC, hasta su 
análisis. Todas las muestras (suero y linfa) fueron procesadas y la cantidad de 
proteína fue medida indirectamente mediante absorbancia. 
IX.2. Principales componentes tóxicos del veneno de M. fulvius 
Los principales componentes tóxicos del veneno (fracciones N y O) fueron 
obtenidos a partir de veneno completo de M. fulvius provisto por Natural Toxins 
Research Center (NTRC, TAMUK, Kingsville, Texas) de acuerdo al protocolo 
utilizado en la tesis de licenciatura del Q.F.B Raúl Román Flores. El veneno 
completo fue fraccionado mediante RP-HPLC, utilizando un equipo Algilent 1100, 
con una columna C18 semipreparativa (Grace-Vydak) con tamaño de partícula de 
5 µm, 250 mm de longitud y un diámetro interno de 10 mm. 
Se empleó como fase móvil agua/TFA 0.1% (A) y acetonitrilo/TFA 0.1% (B), con 
un gradiente de 0 a 60% de B en 60 minutos y un flujo de 1 mL/min. La muestra 
consistió en 7.03 mg de veneno de M. fulviusen solución salina (5 mg/mL) por 
corrida y el cromatograma se leyó a 280 nm, como se muestra en el Anexo XIII.1. 
Las fracciones colectadas se secaron en una centrifuga de vacío (Savant). Las 
facciones correspondientes a las principales componentes del veneno (fracciones 
N y O) se resuspendieron en agua tretradestilada. El resto de las fracciones se 
almacenaron a -20°C. 
IX.3. Anticuerpos policlonales contra fracciones N y O 
Los anticuerpos utilizados fueron provistos por el Q.F.B Raúl Román Flores 
Linares. Se obtuvieron a partir de suero de conejo hiperimunizado con veneno 
completo de M. fulvius. Éstos se inmunopurificaron por una columna Sepharosa-
4B (Sigma-Aldrich Corporation), con las fracciones N y O acopladas a la resina; 
posteriormente, por medio de un Western blot, se comprobó que no reconocieran 
otras fracciones del veneno. Finalmente, una porción de los anticuerpos 
 
 
23 
 
inmunopurificados fueron biotinilados usando el kit EZ-Link® NHS-LC-Biotin 
(Thermo Scientific). 
IX.4. Enzyme-linked immuno sorbent assay (ELISA) 
La cuantificación de las fracciones N y O se realizó mediante un ELISA tipo 
sándwich indirecto modificado por el Q.F.B. Raúl Román Flores Linares. Esté 
ELISA tiene una curva estándar de 167 ng/ml con un límite de cuantificación y de 
detección de 0.14 y 0.15 ng/mL respectivamente (para ver el diagrama de la 
microplaca ir al anexo XIII.2). Se sensibilizaron microplacas diseñadas para ELISA 
de 96 pozos Maxicorp (NUNC Inc., USA), con anticuerpos de conejo contra 
fracciones N y O, y se dejaron incubando a 37ºC durante 2 horas. Posteriormente 
se lavaron las placas y se añadió solución de bloqueo, dejándose incubar durante 
toda la noche a 4 °C para cubrir sitios libres en los micropozos. De nuevo se 
lavaron las microplacas y en cada una se colocaron 11 muestras y un control 
interno de concentración conocida de 34 ng/ml. Se añadieron 20 µL de muestra o 
control interno más 180 µL de solución vehículo, siendo así la concentración inicial 
1:10. Para cada muestra y control se realizaron 5 diluciones seriadas 1:2; una vez 
más se dejaron incubar a 37ºC durante 1 hora. 
Para detección, se lavaron las placas y se usaron anticuerpos de conejo contra 
fracciones N y O biotinilados, dejándolos incubar durante 1 hora a 37ºC. Después 
se lavaron nuevamente las microplacas y se añadió estreptavidina-HRP, y de igual 
manera se dejó incubar a 37ºC durante 1 hora. Finalmente, cada microplaca fue 
lavada 5 veces, para eliminar cualquier exceso de estreptavidina-HRP y se colocó 
ABTS. Pasado 10 minutos de haber añadido ABTS, la reacción se detuvo con 
solución de paro y fueron leídas a 405 nm en un lector de ELISA (Sunrise, Tecan 
Group). 
IX.5. Análisis cinético 
Se calcularon los parámetros farmacocinéticos de los principales componentes del 
veneno de M. fulvius, después de una administración vía intravenosa. Los datos 
se ajustaron a una curva con una ecuación mono-exponencial para obtener la 
 
 
24 
 
constante de la tasa de eliminación (λz). El área bajo la curva (AUC0-t) y el área 
bajo la curva del primer momento (AUMC0-t), se estimaron usando la regla de 
suma de trapezoides. La extrapolación de AUC y AUMC a infinito (AUC0-∞ y 
AUMC0-∞) se obtuvieron usando el último valor con concentración y λz. La 
depuración (CL), tiempo promedio de absorción (MAT), tiempo promedio de 
residencia (MRT), tiempo de vida media (t1/2), volumen de distribución aparente 
(VD) y volumen en estado estacionario (Vss) se estimaron usando fórmulas 
descritas en el Cuadro 1.45 
 
Los parámetros cinéticos en los grupos subcutáneos se estimaron usando un 
modelo no compartimental. Todos los datos fueron calculados con los programas 
Microsoft Office Excel 2010 y GraphPad Prism 6.01 
El tiempo que tarda en alcanzarse la concentración máxima (Tmax), concentración 
máxima (Cmax) y concentración mínima (Cmin), se obtuvieron observando 
directamente los datos. 
Para la comparación estadística de los parámetros entre los grupos de borregos 
se usó la ANOVA de una sola cola seguida de una prueba de Tukey, utilizando el 
programa de GraphPad Prism 6.01. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
 
 
 
 
Cuadro 1.Fórmulas usadas para calcular los parámetros farmacocinéticos. 
Parámetro Fórmula Unidades 
Área bajo la curva 𝐴𝑈𝐶0=∫ ·
0
𝑡
C (t) dt ng·min/mL 
Área bajo la curva (0 a infinito) 𝐴𝑈𝐶0−∞=∫ ·
0
∞
C (t)·dt ng·min/mL 
Área bajo la curva del primer 
momento 
𝐴𝑈𝑀𝐶0=∫ ·
0
𝑡
C (t)·(t) dt ng·min
2/mL 
Área bajo la curva del primer 
momento (0 a infinito) 
𝐴𝑈𝐶0−∞=∫ ·
0
∞
C (t)·(t) dt ng·min
2/mL 
Biodisponibilidad F=
𝐷𝐼𝑉·𝐴𝑈𝐶0 (𝑆𝐶)
𝐷𝑆𝐶·𝐴𝑈𝐶0 (𝐼𝑉)
 % 
Concentración máxima Cmax ng/mL 
Concentración mínima Cmin ng/mL 
Constante de tasa de eliminación 𝜆𝑧=
𝐶𝐿
𝑉𝐷
 min
-1 
Depuración CL=
𝐷
𝐴𝑈𝐶0
 mL/min 
Dosis D mg 
Promedio de tiempo de 
absorción 
MAT=MRTSC-MRTIV min 
Tiempo de concentración 
máxima 
Tmax min 
Tiempo de concentración mínima Tmin min 
Tiempo promedio de residencia MRT=
𝐴𝑈𝑀𝐶0−∞
𝐴𝑈𝐶0−∞
 min 
Tiempo de vida media 𝑡1/2=
0.693
𝜆𝑧
 min 
Volumen de distribución 𝑉𝐷=
𝐷
𝐶0
 L 
Volumen en estado estacionario 𝑉𝑆𝑆=MRTIV·CL L 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
X. Resultados y discusión 
 
X.1. Ensayos de ELISA de suero y linfa de borregos inyectados con 
veneno de M. fulvius. 
Con los datos de absorbancia de todas las muestras, se obtuvieron las siguientes 
cinéticas. 
La Figura 5, ilustra las cinéticas de las fracciones N y O, de los cuatro animales del 
grupos CIS. En las cuatro cinéticas se observan caídas monoexponencial durante 
el transcurso de las 6 horas. 
 
Figura 5. Cinética de fracciones N y O en suero (Grupo CIS) después de una inyección intravenosa de 1 mg de veneno 
completo de M. fulvius. Los incisos a), b), c) y d) representa un borrego. 
 
 
 
27 
 
En la Figura 6 se muestran las cinéticas de las fracciones de N y O, en sueros de 
los cuatro borregos de grupos CSS. Aquí podemos observar que los valores de 
concentración de las fracciones de veneno se mantienen cerca de los 100 ng/mL, 
aun pasando 6 horas. La presencia de valores en los primeros minutos (2.75 ±0.75 
min) de la cinética, sugiere una rápida absorción seguida de un estado 
estacionario en las concentraciones hasta 5 horas después de la administración. 
 
Figura 6. Cinéticas de fracciones N y O (Grupo CSS) en suero después de una inyección subcutánea de 5 mg de veneno 
completo de M. fulvius. Los incisos a), b), c) y d) representa un borrego. 
 
 
 
28 
 
 
En la Figuras 7 y 8, se presentan las cinéticas de las fracciones N y O del grupo 
CSL, en suero (sCSL) y linfa (LCSL), respectivamente. En sCSL, las 
concentraciones mantienen un comportamiento estable al igual que CSS pero en 
este último los niveles de concentración se mantienen más altos pasados los 200 
minutos. Sin embargo, al observar los valores en LCSL que se presentan en 
gráficos con diferente escala en el eje de las Y, en promedio los niveles de 
concentración son hasta 25 veces superiores, mostrando oscilaciones muy 
drásticas, descartando la existencia de errores por los métodos de cuantificación, 
este comportamiento puede que se deba a los movimientos pulsátiles de vasos 
linfáticos reportados en la literatura.6 
 
Figura 7. Cinética de fracciones N y O en suero (sCSL) después de una inyección subcutánea de 5 mg de veneno 
completo de M. fulvius. Cada gráfico representa un borrego. 
 
 
29 
 
 
Figura 8. Cinéticas de fracciones N y O en linfa (LCSL) después de una inyección subcutánea de 5 mg de veneno 
completo de M. fulvius. Cada gráfico representa un borrego. 
 
En la Figura 9, se muestra el porcentaje del acumulado de fracciones N y O del 
veneno, a partir de los datos obtenidos de concentraciones de la linfa canulada. 
Podemos observar que en promedio existe una fase de retardo (25.6 ± 4.4 
minutos), consistente con el tiempo que tardaen llegar la linfa al conducto 
torácico. El porcentaje promedio de las fracciones N y O recuperadas de la dosis 
administrada, fue de 24.5 ± 1.7 %, representando el 45 ± 3.9 % de la dosis 
absorbida en sangre en el grupo CSS. La Cmax promedio fue de 2,533 ± 490 ng/ml 
en los minutos 150 ± 27 posterior de la inyección. El hecho de que las 
concentraciones de las fracciones N y O en linfa sean hasta 25 veces más altas 
que las halladas en suero, se debe, como se explicó anteriormente, a las 
características de propulsión de la linfa en el sistema, basadas en factores 
 
 
30 
 
externos (bomba extrinseca) como la vasomoción, el pulso de arteriolas 
circundantes y contracciones peristálticas intestinales, y factores internos (bomba 
intrínseca) por la propulsión de los linfagiones, impiden que la linfa se homogenice 
y la absorción del veneno sea pulsatil. En conjunto a lo anterior, la velocidad del 
flujo de sangre en borregos es de 5,342 ml/min 46, así que el veneno es casi 
inmediatamente diluido en el total del volumen de la sangre, mientras que en la 
linfa, la velocidad flujo reportada para borregos es de 5.4 ml/min. 47 Esté último 
dato explica el retardo de la aparición de las fracciones N y O en el sistema 
sanguíneo. 
 
Figura 9. Porcentaje del acumulado de fracciones N y O de la dosis, colectada de la linfa en el grupo CSL después de 
una inyección SC de 5 mg de veneno completo de M. fulvius. Cada gráfica representa un borrego. 
 
 
31 
 
X.2. Parámetros farmacocinéticos 
En base a las concentraciones en suero, se calcularon los siguientes parámetros 
cinéticos para cada uno de los grupos: en el Cuadro 2 se detallan los parámetros 
cinéticos del grupo CIS, en el Cuadro 3 para el grupo CSS y en Cuadro 4 para 
sCSL. Las diferencias estadísticas entre los grupos de borregos (muestras de 
suero) son reportadas en el Cuadro 6.
 
 
32 
 
 
Cuadro 2. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después de una inyección intravenosa de veneno total M. fulvius. (Grupo 1) 
Parámetro CISa CISb CISd CISe Promedios (±SEM) 
Dosis (mg) 1 1 0.5 0.5 0.75 (±0.14) 
Peso (kg) 42 50 40 60 48 (±4) 
Cmax (ng/ml) 166 126 56 166 129 (±26) 
Cmin (ng/ml) 0.76 1.61 0.51 0.9 0.95 (±0.23) 
t1/2 (min) 27 39 32 21 30 (±3.7) 
VD (L) 3.45 4.76 4.02 2.34 3.64 (±0.51) 
AUC0-t (ng·min/ml) 7,922 6,492 3,131 6,112 5,914 (±1,006) 
AUMC0-t (ng·min2/ml) 5.0 x 105 4.4 x 105 2.0 x 105 3.1 x 105 3.6 x 105 (±6.8 x 104) 
AUC0-∞ (ng·min/ml) 7,971 6,593 3,154 6,147 5,966 (±1,014) 
AUCM0-∞ (ng·min2/ml) 5.2 x 105 4.8 x 105 2.1 x 105 3.2 x 105 3.8 x 105 (±7.3 x 104) 
CL (ml/min) 72 91 70 63 74 (±6) 
MRT (min) 66 74 67 53 65 (±4.24) 
Vss (L) 4.7 6.7 4.7 3.3 4.89 (±0.7) 
λz( min-1) 0.025 0.018 0.022 0.033 0.024 (±0.0032) 
 
 
 
 
 
 
33 
 
Cuadro 3. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius. (Grupo 2) 
 
* La biodisponibilidad fue calculada a partir AUC0-t IV, corrigiendo la dosis a 1 mg para todos los borregos. 
 
 
Parámetro CSSa CSSb CSSc CSSe Promedios (±SEM) 
Dosis( mg) 5 5 5 5 5 (±0) 
Peso (kg) 40 41 52 36 42 (±3) 
Cmax (ng/ml) 56 109 111 155 108 (±20) 
Cmin (ng/ml) 26.28 63.2 66.45 49.91 51.46 (±9) 
tmax (min) 142 226 240 35 161 (±47) 
t1/2 (min) 187 385 182 248 251 (±47) 
AUC0-t (ng·min/ml) 13,608 18,832 26,997 30,124 22,390 (±3,773) 
AUMC0-t (ng·min2/ml) 2.4 x 106 3.0 x 106 5.3 x 106 4.8 x 106 3.9 x 106(±7.0 x 105) 
AUC0-∞ (ng·min/ml) 25,479 63,525 45,431 52,544 46,745 (±8,005) 
AUCM0-∞ (ng·min2/ml) 9.8 x 106 40.4 x 106 16.8 x 106 20.0 x 106 22.0 x 106 (±6.5 x 106) 
CL (ml/min) 115 46 65 56 71 (±15) 
MRT (min) 388 636 371 398 448 (±63) 
Vss (L) 45 29 24 22 30 (±5) 
MAT (min) 320 568 303 330 380 (±63) 
λz (min-1) 0.0037 0.0018 0.0038 0.0028 0.0030 (±0.0005) 
F (%)* 33 46 66 73 54 (±18) 
 
 
34 
 
Cuadro 4. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir del suero después de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius, drenando la 
totalidad de la linfa (Grupo 3). 
Parámetro SCSLa SCSLb SCSLc SCSLd Promedios (±SEM) 
Dosis (mg) 5 5 5 5 5 (±0) 
Peso (kg) 45 45 55 55 50 (±2) 
Cmax (ng/ml) 167 142 95 133 134 (±15) 
Cmin (ng/ml) 22 40.6 51.89 35.29 37 (±9) 
tmax (min) 30 60 260* 55 101 (±53)*48±8 
t1/2 (min) 119 753 146 163 295 (±153) 
AUC0-t (ng·min/ml) 25,332 25,579 19,634 23,529 23,518 (±1,373) 
AUMC0-t (ng·min2/ml) 3.3 x 106 4.1 x 106 3.4 x 106 3.7 x 106 3.6 x 106 (±1.8 x 105) 
AUC0-∞ (ng·min/ml) 29,125 69,722 30,536 31,854 40,309 (±9,820) 
AUCM0-∞ (ng·min2/ml) 5.3 x 106 68.0 x 106 7.8 x 106 8.7 x 106 22.4 x 106 (±15.1 x 106) 
CL (ml/min) 101 42 96 92 83 (±14) 
MRT (min) 184 976 256 273 422 (±185) 
Vss (L) 19 41 25 25 27 (±5) 
MAT (min) 117 908 189 206 355 (±185) 
λz (min-1) 0.0058 0.0009 0.0048 0.0042 0.0039 (±0.0011) 
F (%)** 62 62 48 60 57 (±7) 
* El valor promedio de tmax tomado en cuenta para análisis posteriores es de 48±8, debido a la exclusión del borrego CSLc por presentar un procesos de absorción muy lento. 
** La biodisponibilidad fue calculada a partir AUC0-t IV, corrigiendo la dosis a 1 mg para todos los borregos. 
 
 
 
35 
 
Cuadro 5. Parámetros farmacocinéticos de fracciones N y O, estimados a partir de la linfa después de una inyección subcutánea de veneno total M. fulvius, drenando la 
totalidad de la linfa (Grupo 3) 
Parámetro LCSLa LCSLb LCSLc LCSLd Promedios (±SEM) 
Dosis (mg) 5 5 5 5 5 (±0) 
Peso (kg) 45 45 55 55 50 (±2.89) 
Cmax (ng/ml) 2,668 1,946 1,685 3,877 2,544 (±490) 
CZ (ng/ml) 171.71 460.14 262.55 576.24 222 (±80) 
tmax (min) 145 88 219 148 150 (±27) 
tmin (ng/ml) 364 344 275.5 361 336.125 (±20) 
F (%) 28.72 21.35 27.17 22.73 25 (±1) 
Veneno absorbido (µg) 692.5 793.1 627.3 831.5 736.1 (±46) 
Linfa drenada (L) 1.125 1.131 1.086 0.888 1.06 (±0.06) 
 
 
 
 
36 
 
El Cuadro 2 muestra los valores de los parámetros farmacocinéticos del grupo 
CIS, en el que se indica que el VD (volumen aparente en el cual se encuentra 
distribuido el veneno 45) fue de 3.64 (±0.51) L, que representa en promedio 7.1% 
del peso total de los borregos, este valor es muy cercano al volumen sanguíneo 
reportado para borregos de esta misma raza46, y el Vss (momento del análisis 
cinético donde la concentración de veneno se mantiene estable al igualarse la 
absorción y eliminación del veneno del sistema45) fue 4.89 ± 0.70 L se mantuvo 
muy cercano al VD, indicando que las fracciones N y O no se distribuyen fuera del 
sistema sanguíneo. El valor de t1/2 (30 ± 3.7 min) que se muestra en esta tabla, es 
similar con los reportados para otros elápidos (N. melanoneuca 26.6 min., N. nívea 
30.0 min., N. nigricollis 22.3 min. y N. haje 22.3 min. 43), y la MRT, intervalo de 
tiempo en cual el veneno reside en el sistema antes de ser excretado, fue de 65 ± 
4.24 min, es casi del triple de la reportada para otros elápidos (N. melanoneuca 
15.5 min., N. nívea 24.8 min., N. nigricollis 31min. y N. haje 25 min. 43), dichas 
diferencia pueden influir por utilizar diferentes modelos animales y la manera de 
cuantificar el veneno. 
 
En el Cuadro 3, las estimaciones de los parámetros farmacocinéticos del grupo 
CSS nos muestran un perfil con una cinética con una MRT más grande al ser 
comparados con los valores de CIS; esto era de esperarse, ya que cuando un 
compuesto es inyectado vía IV, no existe un proceso de absorción y la aparición 
de dicho compuesto en sangre es inmediata, mientras que cuando es 
administrado de manera extravascular, existe un proceso de absorción que retarda 
y mantiene las concentración del compuesto durante un determinado tiempo para 
posteriormente ser eliminado del sistema.13, 14, 15 También se puede observar que 
una hora después de la inyección del veneno, los niveles de las fracciones N y O 
se encuentran en estado estacionario durante 5 horas. El valor de Vss (30 ± 5 L) es 
mayor que el calculado para elgrupo de CIS, esto nos indica que una cantidad del 
total de las fracciones N y O, aún están en el sitio de inyección. Lo anterior está en 
concordancia con los valores estimados para MAT (380 ± 63 min), que es el 
tiempo promedio que le toma a las proteínas ser absorbidas por el sistema 
 
 
37 
 
circulatorio desde el sitio de administración.45 Los datos discutidos del Cuadro 2 y 
3, al igual que lo reportado por Paniagua y cols. (2012) en el análisis 
farmacocinético del veneno total de M. fulvius, nos sugieren que la absorción de 
las fracciones N y O desde el tejido subcutáneo, es el paso limitante para la 
biodisponibilidad. 4 
 
En el Cuadro 4, se encuentran los datos farmacocinéticos del grupo CSL en suero 
(sCSL), grupo al cual la linfa le fue desviada en su totalidad antes de alcanzar la 
circulación sanguínea. Al comparar los datos CSS y sCSL, sobreponiendo ambas 
cinéticas en una gráfica (Figura 10), se observan que los perfiles farmacocinéticos 
son similares durante los primeros 60 minutos, esto se ve reflejado en los valores 
de Cmax en ambos grupos con 108 ±20 y 134 ±15 ng/ml, respectivamente. Esto, 
nos sugiere que en un principio la absorción de las fracciones N y O a la sangre es 
directa, o a través de la cadena de nódulos linfáticos.1 También se demuestra el 
impacto que tiene el sistema linfático en el mantenimiento de los niveles de 
concentraciones en las 5 horas posteriores. Este perfil farmacocinético va en 
concordancia con los datos publicados por Paniagua y cols.4 
 
Figura 10.Comparación de los promedios de cinéticas de las fracciones N y O en muestras de suero de los grupos CSS 
(verde) y CSL (rojo) después de una inyección subcutánea de 5 mg de veneno completo de M. fulvius. 
 
 
38 
 
Cuando se contrastan los valores de tmax entre CSS y sCSL (48 ±8 y 161 ±47 min 
respectivamente), la diferencia es significativa (Cuadro 6), esto nos indica que el 
valor más alto de absorción sucede antes en los datos de sCSL que el CSS. Lo 
anterior nos sugiere que en los valores para sCSL, el Cmax se alcanza en menor 
tiempo porque no existe la aportación de fracciones N y O desde el sistema 
linfático. 4 
Tanto los valores de MAT, MRT y t1/2 en el grupos CSS y en sCSL no tuvieron 
diferencia estadística significativa pero al comparar MRT y t1/2, con el grupo CIS 
hallamos que los valores son significativamente más grandes, prolongando la 
biodisponibilidad del veneno en el sistema. Esto era de esperarse ya que la 
inyección subcutánea es usada para prolongar la exposición de bioterapéuticos 
que tienen una tasa de eliminación muy rápida y t1/2 muy corta, cuando son 
administrados por otras vías.16 
La biodisponibilidad (F), parámetro que nos indica el porcentaje de la dosis de 
veneno absorbido desde el sitio de inyección para CSS y sCSL fue de 52 ±6 y 57 
±7% respectivamente, estos valores no tuvieron diferencias significativas (ver 
Cuadro 6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
39 
 
Cuadro 6. Diferencias estadísticas de los parámetros farmacocinéticos entre los grupos de borregos CIS, CSS y CSL, en 
muestras de suero. 
Parámetro 
Diferencias estadísticas entre grupos CIS, CSS y CSL, 
en muestras de suero 
Cmax CIS ≈ CSS ≈ CSL 
Cmin CIS ≠ CSS, CSL; CSS ≈ CSL 
tmax CSS ≠ CSL 
t1/2 CIS ≠ CSS, CSL; CSS ≈ CSL 
AUC0-t CIS ≠ CSS, CSL, CSS ≈ CSL 
AUMC0-t CIS ≠ CSS, CSL; CSS ≈ CSL 
AUC0-∞ CIS ≠ CSS, CSL; CSS ≈ CSL 
AUCM0-∞ CIS ≠ CSS; CIS≈CSL; CSS ≈ CSL 
CL CIS ≈ CSS ≈ CSL 
MRT CIS ≠ CSS; CIS ≈ CSL; CSS ≈ CSL 
VDss CIS ≠ CSS, CSL; CSS≈ CSL 
MAT CSS ≈ CSL 
F CSS ≈ CSL 
(≠) Si hay diferencia significativa entre los tratamientos (α > 0.05) 
(≈) No hay diferencia significativa entre los tratamientos (α > 0.05) 
 
Continuando con el Cuadro 6, al comparar los parámetros farmacocinéticos del 
grupo de borregos CSS y en sCSL, observamos que no existe una diferencia 
estadística significativa. Sin embargo, al comparar los valores de Tmax y Cmin, en 
conjunto con la discusión de la Figura 10, en donde se observan que los dos 
perfiles cinéticos son diferentes y que el total de fracciones N y O recuperadas en 
1.06 (±0.06) L de linfa fue de 736.1 (±46) µg (Cuadro 5), se corroboran el 
importante papel que tiene la absorción de veneno desde el sistema linfático, a 
pesar de que la diferencias estadísticas digan lo contrario. 
La anterior discrepancia, se debe a la variabilidad entre borregos de un mismo 
grupo, que como consecuencia generan una SEM (error estándar de la media) 
muy grande, impidiendo llevar a cabo un análisis estadístico más exacto entre los 
diferentes grupos. La razón de una SEM tan grande es debido a que se trató de 
tener en cuenta todas las variables posibles que ocurren durante un accidente 
ofídico, por lo tanto, al no hacer una corrección de dosis de administración de 
 
 
40 
 
veneno por peso, y al mantener heterogeneidad entre sexo y peso, este 
comportamiento estadístico era esperado. 
X.2.1. Comparación de parámetros farmacocinéticos de veneno total 
y fracciones N y O 
A continuación se compararán los parámetros farmacocinéticos obtenidos de las 
cinéticas del veneno total (Anexo XIII.3) reportados por Paniagua y cols. 4 y de las 
fracciones N y O. En el Cuadro 7 se presentan los promedios de los parámetros 
farmacocinéticos de las fracciones N y O en los diferentes grupos experimentales 
CIS, CSS y CSL (suero y linfa). 
 
 
41 
 
 
Cuadro 7.Promedios de los parámetros farmacocinéticos de las fracciones N y O, de los grupos CIS, CSS y CSL 
Parámetro CIS CSS CSL Diferencias estadísticas 
C
max
 (ng/ml) 129 (±26) 108 (±20) 134 (±15) CIS ≈ CSS ≈ sCSL 
C
min
 (ng/ml) 0.95 (±0.23) 51.46 (±9) 37 (±9) CIS ≠ CSS, sCSL; CSS ≈ sCSL 
t
max
 (min) - 161 (±47) 48 (±8) CSS ≠ sCSL 
t
1/2
 (min) 30 (±3.7) 251 (±47) 295 (±153) CIS ≠ CSS,s CSL; CSS ≈ sCSL 
V
D
 (L) 3.64 (±0.51) - - - 
AUC
0-t
 (ng·min/ml) 8,225 (±2,395) 22,390 (±3,773) 23,518 (±1,373) CIS ≠ CSS, sCSL, CSS ≈ sCSL 
AUMC
0-t
 (ng·min
2
/ml) 3.6 x 10
5
 (±6.8 x 10
4
) 3.9 x 10
6
(±7.0 x 10
5
) 3.6 x 10
6
 (±1.8 x 10
5
) CIS ≠ CSS, sCSL; CSS ≈ sCSL 
AUC
0-∞
 (ng·min/ml) 5,966 (±1,014) 46,745 (±8,005) 40,309 (±9,820) CIS ≠ CSS, sCSL; CSS ≈ sCSL 
AUMC
0-∞
 (ng·min
2
/ml) 3.8 x 10
5
 (±7.3 x 10
4
) 22.0 x 10
6
 (±6.5 x 10
6
) 22.4 x 10
6
 (±15.1 x 10
6
) CIS ≠ CSS; CIS≈ sCSL; CSS ≈ sCSL 
CL (ml/min) 74 (±6) 71 (±15) 83 (±14) CIS ≈ CSS ≈ sCSL 
MRT (min) 65 (±4.24) 448 (±63) 422 (±185) CIS ≠ CSS; CIS ≈ sCSL; CSS ≈ sCSL 
V
ss
 (L) 4.89 (±0.7) 30 (±5) 27 (±5) CIS ≠ CSS, sCSL; CSS≈ sCSL 
MAT (min) - 380 (±63) 355 (±185) CSS ≈ sCSL 
F (%) - 54 (±18) 57 (±7) CSS ≈ sCSL 
Total de dosis recuperada en 
linfa (%) 
- - 25 (±1) 
Total de dosis recuperada 
(%) 
- 54 (±18) 82 (±9) CSS ≈ CSL 
aLos valores mostrados en este cuadro representan el promedio con ±SEM 
(≠) Si hay diferencia significativa entre los tratamientos (α > 0.05) 
(≈) No hay diferencia significativa entre los tratamientos (α > 0.05) 
 
 
42 
 
Al comparar los parámetros farmacocinéticos del veneno total, y fracciones N y O, 
que se muestran en los Cuadros 7 y 12, podemos observar que los valores de 
Cmax, Cmin, AUC0-t, AUC0-∞, AUMC0-t y AUMC0-∞ de las fracciones de veneno N y O 
están en una relación cercana a la mitad, en comparación con los valores de 
veneno total. Se puede suponer que este comportamiento de los datos, se debe a 
que estos parámetros tienen una relación directa con la dosis de veneno 
administrada45. Por lo tanto, si se sabe que las fracciones N y O representan cerca 
del 58% del veneno de M. fulvius2, al comparar estos parámetros con los de 
veneno total, es factible que se encuentren en una relación cercana al 50%. 
En cambio, en el caso de los parámetros tmax, t1/2, VD, CL, MRT, MAT, Vss y F todo 
los valores no mostraron diferencias estadísticas significativas con una α= 0.05. 
Para tmax y t1/2, la similitud de estos valores se debe a que las constantes de 
eliminación (λz) 45 entre