Caracterizacion-morfologica-y-molecular-de-cestodos-de-elasmobranquios-del-pacfico-mexicano

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
INSTITUTO DE BIOLOGÍA 
SISTEMÁTICA 
 
Caracterización morfológica y molecular de cestodos de elasmobranquios del Pacífico 
mexicano 
 
TESIS 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
MAESTRA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS 
 
PRESENTA: 
DIANA BERENICE ADÁN TORRES 
TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: M. en C. Luis García Prieto 
 Instituto de Biología, UNAM 
COMITÉ TUTOR: Dr. Alejandro Francisco Oceguera Figueroa 
 Instituto de Biología, UNAM 
 Dr. Hugo Harlan Mejía Madrid 
 Facultad de Ciencias, UNAM 
 
MÉXICO, CD. MX. Agosto, 2018 
 
 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo 
mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS 
• Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Autónoma de 
México, por permitirme realizar estudios de maestría. 
• Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, CONACYT por otorgarme una beca de 
manutención durante mis estudios de maestría en los semestres 2016-2 a 2018-1. 
• Al Programa de Apoyo de Estudios de Posgrado (PAEP) de la UNAM por el apoyo 
otorgado para asistir a la 92nd Annual Meeting of the American Society of 
Parasitologists. 
• Al M. en C. Luis García Prieto, mi tutor principal por el apoyo moral y académico 
que me proporcionó durante estos semestres. 
• A los miembros del comité tutoral el Dr. Alejandro Oceguera Figueroa y el Dr. Hugo 
Mejía Madrid, por formar parte de mi comité, por sus observaciones, comentarios 
y correcciones que mejoraron substancialmente este trabajo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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AGRADECIMIENTOS A TÍTULO PERSONAL 
A nuestra máxima casa de estudios, la UNAM, en la que desde hace más de diez años mi 
vida ha transcurrido. Y porque gracias a este viaje que comencé en prepa 2, he aprendido 
a valorar, a respetar y a amar la vida. 
 
A los miembros del jurado: Dr. Gerardo Pérez Ponce de León, Dra. María del Carmen 
Guzmán Cornejo, Dr. Alejandro Francisco Oceguera Figueroa, Dr. Hugo Harlan Mejía 
Madrid y Dr. Jorge Falcón por aceptar forma parte del jurado y por sus comentarios, 
observasiones y correciones realizadas al presente trabajo. 
 
Al M. en C. David Osorio Sarabia por su ayuda durante la colecta y la revisión 
parasitológica de los hospederos. 
 
A la M. en C. Laura Márquez Valdelamar del Laboratorio de Secuenciación Genómica de la 
Biodiversidad y la Salud por su apoyo en la obtención de las secuencias del presente 
estudio. 
 
A la M. en C. Berenit Mendoza Garfias por las microfotografías de Microscopia Electrónica 
de Barrido. 
 
A Ofelia Delgado muchas gracias. Sin tu ayuda en molecular, no hubiera podido realizar 
este trabajo. Gracias por resolver mis dudas, por enseñarme todas las técnicas y análisis, y 
por todo tu apoyo y por soportarme cada vez que te molestaba. 
 
Al M. en C. José Luis Bortolini por su ayuda en la realización de los cortes histológicos. 
 
A los pescadores de la Reforma, en Agostura, Sinaloa y de San Blás Nayarit que nos 
proporcionaron el material biológico necesario con el cual se realizó está tesis. 
 
A mis papas por todo su apoyo. Por soportar esta etapa conmigo, y por toda la ayuda que 
me han otorgado para poder cumplir este propósito. A ambos le agradezco sus consejos y 
su tiempo. 
 
A mis abuelitos, que aunque ya no están todos conmigo, espero que esta etapa de mi vida 
les haga sentirse orgullosos de nuestra familia. 
 
Especialmente a Mary, mi mama, por enseñarme muchas cosas, por cuidarme y por estar 
siempre conmigo. Te amo. 
 
A Luis Enrique gracias por estar conmigo, por escucharme, por motivarme y por 
aconsejarme. Gracias a tus consejos logre finalizar esta etapa. Te amo. 
 
A mis compañeros de la CNHE, que hacen que el trabajo en el laboratorio sea ameno y 
hasta divertido. 
 
4 
 
A Sara y a Uriel que a pesar de la distancia, siguen siendo mis helmintólogos favoritos. 
Gracias por sus consejos y por los momentos que hemos compartido juntos. 
 
A mi familia no humana. Aunque muchos ya no están conmigo, ustedes son lo mejor que 
me ha pasado en la vida. Gracias a ustedes he sido feliz, porque hacen mi vida más ligera y 
divertida y con tan solo verlos me siento feliz, aun cuando me hacen enojar. 
 
A mi demás familia, que me ha escuchado y aconsejado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
ÍNDICE 
 
 
Resumen 7 
 
Abstract 9 
 
Introducción 11 
Generalidades del Orden Onchoproteocephalidea Caira, Jensen, Waeschenbach, 
Olson y Littlewood, 2014 
14 
Morfología de Onchoproteocephalidea 14 
Historia taxonómica del Orden Onchoproteocephalidea 15 
Generalidades del Orden Trypanorhyncha Diesing, 1863 15 
Morfología de Trypanorhyncha 16 
Ciclo de vida de Trypanorhyncha 18 
Historia taxonómica del Orden Trypanorhyncha 20 
Hipótesis filogenética del Orden Trypanorhyncha 21 
Antecedentes 23 
 
Justificación 24 
 
Objetivos 25 
 
Metodología general 
Recolecta de hospederos 26 
Cortes histológicos 27 
Extracción de DNA, amplificación y secuenciación de los genes 28S y 18S. 28 
Análisis filogenético 29 
Resultados 32 
 
Phylogenetic position of two species of nybelinia (cestoda) with molecular markers 
and characterization of the adults of n. Jayapaulazariahi 
33 
Caracterización morfológica y molecular de una especie de Acanthobothrium 
(Onchoproteocephalidea II), parásita de Hypanus longus del Océano Pacífico 
Mexicano 
87 
 
Discusión general 126 
 
Conclusiones 132 
 
Literatura citada 133 
 
Anexos 146 
6 
 
RESUMEN 
Los cestodos son una clase de platelmintos formada por 19 órdenes, las especies de 9 de 
ellos parasitan elasmobranquios. A pesar de su gran diversidad taxonómica, los estudios 
sobre el grupo siguen siendo escasos, particularmente en regiones poco exploradas como 
las costas mexicanas, en donde hasta la fecha se han registrado 135 taxones. Los órdenes 
Trypanorhyncha y Onchoproteocephalidea son los más ricos (38 y 34 especies, 
respectivamente). Las más recientes hipótesis filogenéticas de estos órdenes fueron 
realizadas con marcadores moleculares provenientes en su mayoría de taxones 
distribuidos en Asia y Australia y únicamente se incluyeron 4 secuencias de especies 
mexicanas de dichos órdenes. 
 En el presente estudio se caracterizarón morfológicamente 4 especies de cestodos 
que parasitan elasmobranquios del océano Pacífico mexicano, estableciendo la posición 
de 3 de éstas en la propuesta filogenética molecular del grupo. Para ello se revisaron 4 
especies de elasmobranquios, 3 tiburones (Carcharhinus falciformis, Sphyrna lewini, 
Alopias pelagicus) y 1 raya (Hypanus longus) de 2 localidades: La Reforma, Angostura, 
Sinaloa y San Blas, Nayarit. A cada hospedero se le practicó un examen helmintológico, en 
especial en estómago y válvula espiral. Los cestodos recuperados se identificaron 
mediante microscopia óptica y electrónica de barrido y con ayuda de literatura 
especializada. Los marcadores moleculares utilizados (genes ribosomales 18S y 28S) se 
obtuvieron mediante Reacciones en Cadena de la Polimerasa (PCR). La posición 
filogenética estos cestodos se evalúo con 3 métodos de inferencia:parsimonia, máxima 
verosimilitud e inferencia bayesiana. 
De las 4 especies de elasmobranquios, 3 estuvieron parasitadas (S. lewini, A. 
pelagicus e H. longus) por tres taxones de Trypanorhyncha (Nybelinia jayapaulazariahi, N. 
cf. africana y Tentacularia coryphanae) y uno de Onchoproteocephalidea 
(Acanthobothrium cleofanus). El análisis filogenético concatenado de las dos especies de 
Nybelinia las agrupó en Tentaculariidae, pero en clados distintos. Nybelinia cf. 
jayapaulazariahi se anida con N. sphyrnae y Heteronybelinia yamaguti, ambas parásitas de 
S. lewini. Mientras que N. cf. africana lo hace con N. cf. africana de Indonesia. 
7 
 
Acanthobothrium cleofanus se agrupa con representantes de Onchoproteocephalidea y en 
el análisis filogenético de ambos genes (18S y 28S), A. santarosaliense, parasito de 
Heterodontus mexicanus Santa Rosalía, Baja California Sur, junto con Acanthobothrium sp. 
2 de Hypanus dipterurus representaron su grupo hermano. 
Estos análisis muestran que ni el género Nybelinia ni el género Acanthobothrium 
constituyen grupos monofiléticos. No obstante, la presencia de las tres especies de 
tripanorrincos en el Pacífico mexicano, sugiere que éstas presentan una distribución 
cosmopolita. Dicha distribución podría depender de la vagilidad y los patrones de 
migración de sus hospederos tanto intermediarios como definitivos. Finalmente, este 
trabajo aporta 3 registros nuevos para elasmobranquios de México: N. cf. africana, N. 
jayapaulazariahi, y Tentacularia coryphanae, incrementando a 138 el número de taxones 
de este grupo conocidos para el país. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
8 
 
ABSTRACT 
Cestodes are a taxonomic class of platyhelminthes parasites that infect all groups of 
vertebrates. This class contains 19 orders of which nine are parasites of elasmobranchs. 
Despite their diversity, taxonomic studies are scarce, particularly in some regions such as 
the Mexican seas. At present, 135 taxa have been registered in both slopes, with 
Trypanorhyncha and Onchoproteocephalidea being the richest in number of species. The 
most recent phylogenetic hypothesis of these orders was constructed with molecular 
markers of taxa distributed mainly in Asia and Australia, and only three sequences of 
tapeworms of Onchoproteocephalidea II from Mexican elasmobranchs were included. 
For these reason, in the present study, we morphologically characterized four 
species of cestodes parasites of elasmobranchs collected in the Mexican Pacific Ocean, 
likewise establishing the phylogenetic position of three of these cestodes based on the 
basis of molecular tools. We analyzed 36 elasmobranchs of four species: 3 sharks 
(Carcharhinus falciformis, Sphyrna lewini and Alopias pelagicus) and one ray (Hypanus 
longus) from two localities: La Reforma Lagoon, Sinaloa and San Blas, Nayarit, collected 
during August and November, 2016, respectively. Every host was helminthologically 
examined, focusing specially in intestine and stomach. The tapeworms collected were 
analyzed by light microscopy (whole mounts) and histological sections, in combination 
with scanning electron microscopy. Additionally, we sequenced and analyzed 18S and 28S 
gene, using phylogenetic inference methods (Parsimony, Maximum likelihood and 
Bayesian inference). 
Excepting C. falciformis, the other 3 species of elasmobranchs were parasitized. We 
identified four species of tapeworms; three belong to Trypanorhyncha and the other one 
to Onchoproteocephalidea. The three species of Trypanorhyncha belongs of 
Tentaculariidae, two of them were assigned to Nybelinia and one to Tentacularia. The taxa 
of Onchoproteocephalidea were assigned to Acanthobothrium. 
 Phylogenetic trees show that the species of Nybelinia nested with species of 
Tentaculariidae, but in different clades. Nybelinia jayapaulazariahi grouped with N. 
sphyrnae and Heteronybelinia yamagutii, both parasites of S. lewini. Meanwhile, N. cf. 
9 
 
africana was nested with N. cf. africana from Indonesia. According to the analysis of 
Acanthobothrium, this species was grouped with other members of 
Onchoproteocephalidea: Acanthobothrium santarosaliense of Heterodontus mexicanus 
and Acanthobothrium sp. 2 of Hypanus dipterurus from Gulf of California, sister taxa of 
Acanthobothrium cleofanus from Nayarit. 
Finally, phylogenetic analyses show that both Nybelinia and Acanthobothrium do 
not constituted monophyletic groups and it was not possible to detect biogeographical 
patterns. The presence of the three species of cestodes in the Mexican Pacific, suggests its 
cosmopolitan distribution. This geographic range could be explained because of the wide 
distribution and migration patterns of their hosts, both intermediate and definitive. This 
work provides 3 new records for elasmobranchs' parasites from Mexico: N. cf. africana, N. 
jayapaulazariahi, and Tentacularia coryphanae, increasing to 138 the number of taxa of 
this group for Mexico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
10 
 
INTRODUCCIÓN 
Los cestodos son un grupo monofilético de platelmintos endoparásitos, que en estado 
adulto habitan el sistema digestivo de sus hospederos vertebrados (Waeschenbach et al 
2007). Estos parásitos representan el ejemplo más extremo en la evolución del 
parasitismo en platelmintos, porque a diferencia de trematodos y monogeneos, se 
caracterizan por la pérdida completa del aparato digestivo y porque su plan corporal está 
altamente modificado y su cuerpo es segmentado (Olson et al, 2012). El cuerpo de estos 
animales está cubierto por un tegumento (neodermis), por el cual absorben todos los 
nutrientes. Es probable que la digestión ocurra por pinocitosis y por difusión a través de 
microvellosidades denominadas microtricos (Brusca et al., 2003; Chervy, 2009). Estos son 
son similares a las microvellosidades encontradas en la mucosa intestinal de vertebrados 
(Roberts et al., 2013). 
La Clase Cestoda puede ser dividida en dos subgrupos, cestodos monozoicos que 
contienen los órdenes Gyrocotylidea y Amphilinidea, y cestodos polizoicos (“Eucestoda 
sensu Caira y Jensen (2017) ”) que comprenden los 17 órdenes restantes (Caira et al., 
2014a). En los cestodos polizoicos, el cuerpo consiste en el escólex, el cuello y el estróbilo; 
el escólex es un órgano situado en la región anterior del cuerpo, empleado para la fijación 
al tejido de su huésped y constituye el principal medio de locomoción para estos 
organismos. Dependiendo del grupo, el escólex puede tener estructuras accesorias como 
ventosas, ganchos, espinas, glándulas, botridios, botrios, acetábulos, proboscis o 
combinaciones de estas (Schmidt, 1986; Roberts et al., 2013). Esta región presenta una 
amplia diversidad morfológica y muchos grupos de cestodos tienen un escólex único. Esta 
característica tiene un alto valor taxonómico. (Brabec, 2012). En la región posterior del 
cuerpo se encuentra el estróbilo, constituido por una cadena de segmentos denominados 
proglótidos. Los proglótidos son continuamente producidos por medio de un proceso de 
gemación asexual, denominado estrobilación. Este proceso ocurre en el cuello, región 
cercana al escólex del cestodo que contiene células madre, responsables de la formación 
de nuevos proglótidos (Roberts et al., 2013). La mayoría de los cestodos son 
hermafroditas, por lo que cada proglótido contiene tanto órganos reproductivos 
11 
 
femeninos como masculinos. Conforme el segmento avanza hacia la región posterior del 
estróbilo, los órganos reproductivos maduran, los espermas son transferidos y los ovocitos 
son fertilizados (Roberts et al., 2013). De tal forma que los proglótidos más inmaduros se 
encuentran cerca de la región anterior del estróbilo y los grávidos en la región posterior 
del mismo. 
El aparato reproductor masculino consiste de uno o numerosos testículos, cada 
uno conectado por un vaso eferente. Cada vaso a su vezdesemboca a un vaso deferente, 
el cual transporta el esperma hasta el poro genital. El vaso deferente conduce a la bolsa 
del cirro, que es la estructura muscular de la porción terminal del aparato reproductor 
masculino. Dentro de esta bolsa el conducto deferente se modifica en un cirro muscular, 
que es el órgano copulador masculino. El cirro puede o no tener espinas y puede invaginar 
dentro de la bolsa del cirro o evaginar a través del poro genital (Schmidt, 1986; Roberts et 
al., 2013). 
El aparato reproductor femenino está formado por un ovario, asociado con 
glándulas vitelinas que participan en la nutrición del embrión en desarrollo. Conforme los 
ovocitos (se encuentran arrestados en la profase de la meiosis I) maduran, dejan el ovario 
a través de un oviducto, que puede tener un esfínter (el oocapto). En la región más 
proximal del ootipo ocurre la fertilización. Cuando ésta tiene lugar, los espermatozoides 
estimulan la reanudación y la finalización de las divisiones meióticas de los ovocitos 
(Schmidt, 1986; Roberts et al., 2013). Las células que contienen los elementos 
nutricionales de reserva pasan a través de un conducto vitelino y se unen con el cigoto. 
Posteriormente estas células pasan junto con el cigoto a una zona del oviducto (ootipo) 
que está rodeada de glándulas unicelulares llamadas glándulas de Mehlis. Estas glándulas 
secretan una membrana que cubre al cigoto y a las células de las glándulas vitelinas. 
Finalmente, esta membrana forma la cascara de los huevos y éstos, embrionados, pasan al 
útero donde el proceso de maduración se completa (Schmidt, 1986). Los cestodos pueden 
presentar fertilización cruzada o autofertilización. La fertilización cruzada ocurre entre dos 
individuos y durante ésta, el cirro de cada cestodo es insertado en la vagina del otro 
organismo (Brusca et al., 2003; Roberts et al., 2013). 
12 
 
En general, los cestodos tienen ciclos de vida complejos, los cuales involucran por lo 
menos dos hospederos: vertebrados como hospederos definitivos e invertebrados u otros 
vertebrados como hospederos intermediarios. La transmisión de los cestodos de los 
hospederos intermediarios a los definitivos ocurre a través de las cadenas alimenticias. Es 
decir, por medio de la ingestión de hospederos intermediarios, que son un componente 
principal de la dieta de los hospederos definitivos (Ash, 2012). Hoberg (1999) propone que 
los cestodos actuales se originaron de grupos ancestrales de cestodos que parasitaban 
peces óseos. Estos cestodos ancestrales posteriormente colonizaron todos los grupos de 
vertebrados y se diversificaron en los tetrápodos, particularmente en mamíferos como las 
especies del orden Cyclophyllidea (ver tabla I). 
Actualmente la clase Cestoda incluye 19 órdenes, representados por 4,810 
especies pertenecientes a 833 géneros (Caira y Jensen, 2017). Del total de especies, 1,034 
parasitan elasmobranquios y están distribuidas en nueve órdenes. Aunque existe 
evidencia molecular que indica que los cestodos del Orden Onchoproteocephalidea 
constituyen un grupo monofilético, algunos autores como de Chambrier et al. (2015) no 
están de acuerdo con esta clasificación y señalan que este nuevo orden carece de alguna 
sinapormofía morfológica que lo sustente. Por dicha razón Caira y Jensen (2017) separan a 
este orden en dos grupos: Onchoproteocephalidea I y Onchoproteocephalidea II. 
 
Tabla I. Composición taxonómica de la Clase Cestoda (Información tomada de Caira y 
Jensen, 2017). 
Orden Núm. de 
géneros 
Núm. de 
especies 
Hospedero vertebrado 
Amphilinidea 6 8 Peces óseos, tortugas 
Bothriocephalidea 48 132 Peces óseos 
Caryophyllidea 42 122 Peces óseos 
Cathetocephalidea 3 6 Elasmobranquios 
Cyclophyllidea 437 3034 Aves, mamíferos, reptiles, 
anfibios* 
Diphyllidea 6 59 Elasmobranquios 
Diphyllobothriidea 18 70 Mamíferos 
Gyrocotylidea 1 10 Holocéfalos 
Haplobothriidea 1 2 Peces óseos 
Lecanicephalidea 29 90 Elasmobranquios 
Litobothriidea 1 9 Elasmobranquios 
13 
 
Onchoproteocephalidea 
Onchoproteocephalidea 
I 
68 316 Peces óseos, lagartos, 
serpientes, anfibios, tortugas*, 
mamíferos* 
Onchoproteocephalidea 
II 
11 246 Elasmobranquios 
Phyllobothriidea 24 69 Elasmobranquios, holocéfalos* 
Rhinebothriidea 22 136 Elasmobranquios 
Spathebothriidea 5 6 Peces óseos 
Tetrabothriidea 6 70 Aves, mamíferos 
Tetraphyllidea 25 104 Elasmobranquios 
Trypanorhyncha 81 315 Elasmobranquios 
*Grupos de hospederos menos parasitados. 
 
De estos nueve órdenes, los que presentan una mayor riqueza de especies, son 
Trypanorhyncha y Onchoproteocephalidea. 
Generalidades del Orden Onchoproteocephalidea Caira, Jensen, Waeschenbach, Olson y 
Littlewood, 2014 
Los cestodos adultos de Onchoproteocephalidea parasitan peces dulceacuícolas, anfibios, 
reptiles, mamíferos y elasmobranquios. El primer grupo Onchoproteocephalidea I 
contendría a los Proteocephalidea originales y los cestodos del segundo grupo 
Onchoproteocephalidea II a los ex tetrafilideos de la familia Onchobothriidae. 
Onchoproteocephalidea I contiene 316 especies y 67 géneros (de Chambrier et al., 2015; 
2017 y Caira et al., 2017) y parasitan principalmente peces, anfibios y reptiles. 
El grupo II contiene 246 especies y 11 géneros (Caira et al. 2017). Son parásitos de 
rayas y algunos tiburones. Actualmente este grupo incluye 12 géneros: Acanthobothrium, 
Acanthobothroides, Onchobothrium, Pinguicollum, Platybothrium, Phoreiobothrium, 
Potamotrygonocestus, Prosobothrium, Triloculatum, Uncibilocularis, Matticestus y 
probablemente también Megalonchos (Caira et al., 2014a; 2018). Acanthobothrium es el 
género con el mayor número de especies, con 188 (Caira et al., 2017). 
Morfología de Onchoproteocephalidea 
Los cestodos de Onchoproteocephalidea I tienen un escólex con cuatro ventosas esféricas 
o alargadas. En algunas especies la región apical del escólex tiene un órgano muscular 
14 
 
similar a un rostelo con ganchos, una ventosa funcional o vestigial o simplemente una 
concentración de glándulas. El estróbilo generalmente presenta proglótidos acraspedotas 
usualmente anapolíticos (presentan un poro genital, por el cual los huevos son liberados) 
(De Chambrier et al., 2017). Los cestodos de Onchoproteocephalidea II tienen cuatro 
botridios musculares con dos pares de ganchos (Caira et al., 2017). 
Historia taxonómica del Orden Onchoproteocephalidea 
Este orden fue establecido en 2014 por Caira y colaboradores para asignar cestodos de la 
familia Onchobothriidae (Orden Tetraphyllidea) junto con cestodos de la familia 
Proteocephalidae (Proteocephalidea) en un solo grupo (Figura 1). Los cestodos de la 
familia Proteocephalidae habían sido asignados previamente al Orden Proteocephalidea, 
que fue establecido por Mola en 1928 (Caira et al., 2017). 
Generalidades del Orden Trypanorhyncha Diesing, 1863 
El orden Trypanorhyncha es el grupo de cestodos de elasmobranquios con el mayor 
número de especies. Hasta la fecha se han descrito 315 distribuidas en 81 géneros (Caira y 
Jensen, 2014; Beveridge et al., 2017), clasificados en 5 superfamilias y 15 familias (Palm, 
2004; Palm et al., 2009). 
 La mayoría de las especies de este grupo en estado adulto parasitan el intestino de 
sus hospederos elasmobranquios. Sin embargo, otras especies, por ejemplo, de 
Tentaculariidae, pueden parasitar el estómago de las mismas especies (Caira y Fyler, 
2005); así mismo se ha reportado que especies de Fellicostus y Mobulocestus parasitan la 
vesícula biliar y el sistema nefridial, respectivamente (Campbell y Beveridge, 2006a; Caira 
y Jensen, 2014). Estos cestodos polizoicos se caracterizan por presentar un escólex con 2 o 
4 botrios y un aparato rinquial o tentacular, con cuatro bulbos musculares, cuatro vainas 
tentaculares que se originan en el extremo anterior de los bulbos y continúan con cuatro 
tentáculos ornamentados con ganchos. Estos tentáculos pueden estar invaginados o 
evaginados. El aparatorinquial contiene una cavidad llamada rincocele con un fluido que 
permite la evaginación de los tentáculos. Este proceso es controlado por la contracción de 
los bulbos que comprimen el fluido dentro de las válvulas tentaculares, permitendo la 
evaginación de los tentáculos. La invaginación ocurre cuando se contraen los músculos 
15 
 
retractores que conforman a los bulbos. Algunas especies pueden presentar estructuras 
adicionales en el escólex como anillos musculares y órganos prebulbares (Palm, 2004). 
 
Morfología de Trypanorhyncha 
Escólex 
Está dividido en cuatro regiones: pars bothrialis (pbo, región cubierta por los botrios); pars 
vaginalis (pv, región que contiene las vainas tentaculares, inicia en la región anterior de 
los botrios y finaliza en la región anterior a los bulbos); pars bulbosa (pb, porción que 
contiene a los bulbos musculares) y pars postbulbosa (ppb, esta porción inicia en la región 
posterior a los bulbos y finaliza antes del comienzo del escólex) (Fig. 2) (Palm, 2004). Para 
identificar las distintas especies de tripanorrincos, es necesario describir la armadura 
tentacular del escólex de estos cestodos, que está compuesta por ganchos de distintas 
formas. Los ganchos se caracterizan por presentar una base (B), una vaina (V) y una punta 
(P). Dependiendo de la dirección de la punta, los ganchos tienen una extensión anterior 
(A) o posterior (P’) y un margen interno (I) y un margen externo (E) (Fig. 3). Así mismo, 
para analizar la armadura tentacular, los tentáculos se dividen en tres regiones: región 
basal, metabasal y apical. La armadura tentacular se clasifica en tres tipos: homeacanta, 
heteracanta típica y atípica y poecilacanta. Las especies con armadura homeacanta tienen 
ganchos en la región metabasal de los tentáculos, arreglados en quincuxes (grupos de 5 
ganchos) o espirales completas (Khalil et al., 1994; Palm, 2004). 
16 
 
 
Figura 1. Árbol filogenético de inferencia bayesiana de 134 taxones de la Clase Cestoda, en 
el cual se establece el Orden Onchoproteocephalidea. En cada nodo se indican los valores 
17 
 
de probabilidad posterior y de bootstrap de máxima verosimilitud. (Tomada de Caira et 
al., 2014a). 
 
 
 
 
Las especies con armadura heteracanta y poecilacanta tienen ganchos arreglados en 
semiespirales, en la heteracanta presenta ganchos intercalados de menor tamaño y en la 
poecilacanta las especies presentan una hilera de ganchos denominada cainete. 
Ciclo de vida de Trypanorhyncha 
Los tripanorrincos durante su ciclo de vida parasitan por lo menos tres hospederos. Estos 
cestodos utilizan varios invertebrados, como crustáceos y cefalópodos y una gran 
diversidad de peces marinos como hospederos intermediarios y los elasmobranquios 
Figura 2. Morfología del escólex de un cestodo tripanorrinco. A. Regiones del 
escólex en un plerocercoide. B. Regiones del escólex en un adulto. 
Modificado de Palm (2004). 
18 
 
como hospederos definitivos. Los tripanorrincos maduran en el estómago o el intestino de 
su hospedero definitivo. En algunas especies, los segmentos maduran adheridos al 
estróbilo, donde alcanzan la gravidez; en otras, los segmentos maduros se desprenden de 
la cadena y se transforman en grávidos en una sección aparte del intestino del mismo 
hospedero (hiperapólisis). 
 
 
 
 
 
 
En ambos casos, los proglótidos grávidos son expulsados al agua de mar y liberan a los 
huevos ya sea a través de la ruptura de los segmentos o por el poro uterino. Dentro de los 
huevos se desarrolla el embrión hexacanto, que puede estar rodeado por una membrana 
ciliada para formar un coracidio (que es liberado al medio por un opérculo) o carecer de 
ella. Los coracidios son larvas de vida libre que generalmente son ingeridas por el primer 
hospedero intermedario, principalmente un crustáceo. Al infectar a los crustáceos, el 
hexacanto rompe la membrana y penetra la pared del intestino en donde se desarrolla el 
primer estadio larval, el procercoide, que presenta una porción vesicular con el escólex 
retraído y un cercómero donde se reorganizan los seis ganchos del hexacanto; cuando el 
hospedero intermediario es ingerido por el definitivo se desarrolla el segundo estadio 
larvario, el plerocerco, que tiene el escólex retraído con un blastocito, aunque algunas 
especies desarrollan plerocercoide o merocercoide, los cuales carecen de un blastocito y 
tienen un escólex externo. Esta tercera fase larvaria infecta generalmente peces que 
actúan como terceros hospederos intermediarios (Palm y Caira, 2008). Finalmente, el 
Figura 3. Morfología de los ganchos de cestodos tripanorrincos. A - B 
Nomenclatura y regiones de los ganchos. Base (B), Vaina (V), Punta (P), Extensión 
anterior (A) y posterior (P’), Margen interno (I), margen externo (E). B- En la clase 
(Cyclophyllidea) la vaina es Hoja, la extensión anterior de la base como guarda y la 
extensión anterior de la base es el mango. Modificado de Palm (2004). 
19 
 
tercer (o cuarto) estadio (adulto) se desarrolla adherido al intestino del hospedero 
definitivo. En las especies que no presentan coracidios, la infección del hospedero 
intermediario (generalmente un copépodo) ocurre cuando este ingiere los huevos 
embrionados depositados en el medio (Palm, 2004). 
Historia taxonómica del Orden Trypanorhyncha 
En 1863 Diesing estableció el orden Trypanorhyncha al introducir el término para agrupar 
tres géneros de cestodos con tentáculos armados eversibles: Rhynchobothrium en la 
familia Dibothriorhynchus, y dentro de la familia Tetrabothriorhynchus a los géneros 
Tetrarhynchobothrium y Syndesmobothrium. A partir de esta fecha las clasificaciones 
subsecuentes de estos cestodos se basaron en la presencia o ausencia de blastocito, en el 
número y posición de los botrios y en el tipo de genitalia (doble o simple). Es hasta 1927 
cuando Guiart estableció dos subórdenes: Acystidea y Cystidea, cinco familias nuevas y 7 
géneros basándose principalmente en la morfología de la armadura tentacular. 
Posteriormente Dollfus (1942) estableció una clasificación taxonómica para este orden. 
Ésta se basó en el tipo de estadio larval, los patrones de armadura tentacular y en el 
número de botridios. Más tarde, Schmidt (1986) realizó una clave taxonómica que incluyó 
a todas las especies descritas de cestodos hasta esa fecha. En esta clave se enlistan 14 
familias, 32 géneros y 170 especies de tripanorrincos. Sin embargo, es hasta 1994 cuando 
Campbell y Beveridge presentan una clave que incluye 46 géneros y 19 familias 
distribuidas en cuatro superfamilias. Esta clave provee información sobre la oncotaxia de 
la armadura tentacular, la cual de acuerdo con estos autores permite clasificar a estos 
cestodos a nivel de superfamilia. Posteriormente, Palm (1997) establece que los distintos 
tipos de armadura tentacular, no son importantes a nivel de superfamilia, aunque pueden 
ser útiles para clasificar a nivel de familia. En este trabajo Palm (1997), sugiere una 
clasificación alternativa y le otorga especial interés a dos caracteres: la presencia de 
orificios botriales (bothrial pits) y la presencia de órganos prebulbares. 
 
 
20 
 
Hipótesis filogenética del Orden Trypanorhyncha 
Palm (2004) realizó una revisión bibliográfica del orden recopilando toda la información 
disponible hasta esa fecha en una monografía en la que definió cinco superfamilias y 
enlistó 254 especies. 
Posteriormente, Palm et al. (2009) y Olson et al. (2010) realizaron un análisis 
filogenético con secuencias de los genes ribosomales 18S y 28S; del gen 18S utilizaron la 
subunidad ssrDNA y del 28S la subunidad IsrDNA. De acuerdo con Olson et al. (2010) el 
Orden Trypanorhyncha está formado por dos subórdenes: Trypanobatoida y 
Trypanoselachoida y constituye un grupo monofilético. Estos dos grupos además de estar 
soportados por datos moleculares, están generalmente asociados con sus hospederos. Los 
taxones de Trypanobatoidaparasitan principalmente batoideos (mantarrayas) y los de 
Trypanoselachoida están generalmente asociados con tiburones. Este análisis apoyó la 
clasificación del orden con bases morfológicas propuesto por Palm (2004) en donde 
estableció cinco superfamilias; así mismo, estos autores determinaron que tres de estas 
cinco superfamilias son monofiléticas (Tentacularoidea, Gymnorhynchoidea y 
Otobothrioidea) mientras que Eutetrarhynchoidea y Lacistorhynchoidea son parafiléticas 
(Fig. 4). 
Es importante destacar que en ambos análisis filogenéticos, no se incluyeron 
secuencias de los genes 18S y 28S de tripanorrincos asociados a elasmobranquios 
procedentes de México, lo cual podría arrojar información valiosa para el mejor 
entendimiento de las relaciones filogenéticas del grupo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
 
 
Figura 4. Filogenia del Orden Trypanorhyncha realizada con análisis bayesianos, basada en 
secuencias de los genes ribosomales 18S y 28S. En cada nodo se indican los valores de 
probabilidad posterior y de bootstrap de máxima verosimilitud. Tomada de Palm et al. 
(2009). 
22 
 
ANTECEDENTES 
Cestodos de elasmobranquios en México 
En México se han reportado como hospederos de cestodos 42 especies de 
elasmobranquios. En estas 42 especies se han registrado 130 taxones, que se distribuyen 
en 19 familias, de las cuales seis pertenecen al Orden Trypanorhyncha. Estos cestodos se 
han colectado en 30 localidades de 10 estados costeros de México. 
En total, para el Orden Trypanorhyncha se han citado 40 taxones en México (Tabla I del 
Anexo 1), 21 pertenecientes a la familia Eutetrarhynchiidae, siete a Lacistorhynchidae, 
cinco a Tentaculariidae, cuatro a Otobothriidae, dos a Rhinoptericolidae y uno a 
Sphyriocephalidae (Tabla I del Anexo 1). 
Dieciséis de los 40 taxones de tripanorrincos se han descrito como especies nuevas 
de México, la mayoría de ellas aceptadas como válidas por los especialistas. Para el Orden 
Onchoproteocephalidea II se han registrado 34 taxones, incluyendo 12 holotipos (Tabla II 
del Anexo 1). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura. 5. Localidades de colecta de cestodos parásitos de elasmobranquios en México. 
Este mapa se realizó con el software QGIS V.2.18. Las coordenadas de las localidades se 
tomaron de Merlo y García-Prieto (2016). 
 
23 
 
JUSTIFICACIÓN 
Los cestodos son un modelo de estudio interesante porque son endoparásitos obligados 
que se encuentran asociados a todas las clases de vertebrados, además han desarrollado 
una amplia variedad de adaptaciones morfológicas, geneticas y ecológicas. Tales 
caracteristicas podrían ayudar a determinar la evolución del parasitismo, aportando 
información importante acerca de la biología de sus hospederos. No obstante, a pesar de 
dichas cualidades, los cestodos son un grupo taxonómico escasamente estudiado en 
México. Hasta la fecha sabemos relativamente poco de su distribución geográfica, de su 
historia evolutiva y acerca de las especies de hospederos a las que se encuentran 
asociados. Así mismo, aunque se han realizado diversas hipótesis filogenéticas de esta 
clase de parasitos, las especies que se distribuyen en nuestro país, particularmente las que 
parasitan elasmobranquios, se encuentran poco representadas. Por tal motivo, en el 
presente trabajo se caracterizan morfológicamente algunas especies de cestodos de 
elasmobranquios y se determina su posición filogenética, con la finalidad de conocer más 
acerca de su taxonomía y de las relaciones entre de este grupo de platelmintos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
24 
 
OBJETIVOS 
General: 
• Caracterizar morfológica y molecularmente los cestodos que parasitan 
elasmobranquios en la Laguna la Reforma, Angostura, Sinaloa y San Blas, Nayarit. 
Particulares: 
• Establecer la identidad específica de los cestodos que parasitan tres especies de 
elasmobranquios. 
• Analizar la morfología de estas especies de cestodos con especial énfasis en el 
escólex, empleando microcoscopía óptica y microscopía electrónica de barrido. 
• Ubicar en el marco de las hipótesis filogenéticas disponibles para el grupo, algunas 
especies de cestodos que parasitan elasmobranquios de México, con base en las 
secuencias de los genes ribosomales 18S y 28S. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
METODOLOGÍA GENERAL 
Recolecta de hospederos 
Se obtuvieron 33 ejemplares de tres especies de tiburón: Sphyrna lewini, Carcharhinus 
falciformis y Alopias pelagicus; y tres ejemplares de la raya Hypanus longus (Tabla 2), en la 
Laguna la Reforma en Angostura, Sinaloa y en San Blás, Nayarit, producto de la pesca 
comercial. De éstos se extrajo el aparato digestivo y se les practicó un examen 
helmintológico siguiendo a Lamothe- Argumedo (1997). (Fig. 6). 
 
 
 
Los cestodos recuperados se contaron in situ; la región anterior de algunos de 
estos cestodos se destinó para estudios morfológicos y Microscopía Electrónica de Barrido 
(MEB), para lo cual se fijaron con liquido de Berland, AFA o formol caliente y se 
preservaron en viales con alcohol al 70%; y la región posterior o región intermedia del 
estróbilo se destinó para estudios moleculares, por lo que se fijaron y preservaron en 
viales con OH 100%. Adicionalmente, de cada hospedero parasitado preservamos en 
alcohol absoluto una muestra de tejido: corazón, intestino o estómago. Algunos de los 
cestodos destinados para estudios morfológicos, se tiñeron siguiendo técnicas 
convencionales con paracarmín de Meyer, tricrómica de Gomori y hematoxilina de Ehrlich 
y se montaron en preparaciones permanentes en bálsamo de Canadá siguiendo los 
protocolos de Lamothe-Argumedo (1997); algunos tentáculos se colocaron en 
Figura 6. Disección de un estómago del tiburón Carcharinus falciformis. 
26 
 
preparaciones semipermanentes con glicerina. La otra parte del material, estudiada con 
MEB, se deshidrató mediante alcoholes graduales (80°, 90° y 100°), se secó a punto crítico 
con dióxido de carbono, se montó en microplatinas y se cubrieron con una mezcla de oro 
y paladio para ser observados al alto vacío en un microscopio Hitachi SU1510. Los 
cestodos recuperados se identificaron taxonómicamente a nivel genérico utilizando claves 
taxonómicas como la de Khalil et al. (1994); Palm (2004) y literatura especializada. 
 
Tabla II. Especies de elasmobranquios recolectados en la costa del Pacífico Mexicano. 
Hospedero Fecha de 
recolecta 
# de hospederos 
revisados 
Localidad 
Carcharinus falciformis 
(tiburón piloto) 
03-ago-16 10 Laguna La 
Reforma, Sinaloa 
 04-ago-16 11 Laguna La 
Reforma, Sinaloa 
Sphyrna lewini 
(cornuda común) 
04-ago-16 10 Laguna La 
Reforma, Sinaloa 
Alopias pelagicus 
(tiburón zorro) 
04-ago-16 2 Laguna La 
Reforma, Sinaloa 
Hypanus longus 
(raya látigo) 
09-nov-16 3 San Blás, Nayarit 
 
 
Cortes histológicos 
Se realizaron cortes histológicos de proglótidos maduros y grávidos de algunos 
ejemplares. Estos proglótidos se fijaron con formol al 4%, liquido de Berland o AFA y 
fueron preservados en alcohol al 70%. Las muestras se colocaron en cajas para biopsia y 
se deshidrataron en alcoholes graduales, iniciando con OH al 70°, OH 83°, OH 96° y alcohol 
absoluto; se diafanizaron con xilol y se incluyeron en paraplast Plus con punto de fusión 
56-58°C (Anexo 2). Una vez incluidos en paraplast, de cada muestra se realizaron cortes 
seriados con un grosor de 5 µm y 7 µm con un micrótomo rotatorio. Los cortes obtenidos 
se extendieron en un baño de flotación que contenía agua con grenetina a una 
temperatura entre 40 y 45°C. Cuando los cortes ya estaban extendidos se recogieron y se 
colocaron en portaobjetos. Posteriormente estos cortes se tiñeron con la técnica de 
27 
 
hematoxilina-eosina (Anexo 2) y se montaron en preparaciones permanentes con resina 
sintética. En total se realizaron 120 preparaciones permanentes. 
 
Extracción deDNA, amplificación y secuenciación de los genes 28S y 18S. 
Para el análisis molecular se extrajo el DNA genómico utilizando dos protocolos de 
extracción: 1) Para el tejido de los hospederos y para los cestodos de mayor tamaño se 
utilizó el kit comercial Animal and Fungi DNA Preparation Kit de Jena Bioscience®. 2) Para 
las demás muestras de cestodos se utilizó el kit comercial DNA de Qiagen ®. En ambos 
casos siguiendo el protocolo indicado por el fabricante. Posteriormente se evaluó la 
concentración de DNA utilizando un espectrofotómetro de microvolumen NanoDrop 2000 
(Thermo Scientific®). 
 Con cada muestra de DNA se amplificaron dos marcadores moleculares 
ribosomales (28S y 18S) mediante la técnica de Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) 
utilizando los siguientes primers: para el gen 18S, los primers WormA y WormB; y para el 
gen 28S los primers ZX-1 y 1500R (Tabla 3). Cada tubo de reacción contenía 2 µl de DNA, 
0.41 µl de cada primer, 0.2 µl de Taq polimerasa, 5 µl de buffer 5X con 16.98 µl de agua 
estéril en un volumen final 25 µl. 
Tabla III. Conjunto de primers empleados durante la reacción de la cadena de la 
Polimerasa 
(PCR). 
Primer Sentido Secuencia 5’-3’ Tamaño 
del 
fragmento 
Referencia 
Gen 28S 
ZX-1 Forward ACCCGCTGAATTTAAGCATAT 1065 a 
1611 bp 
Modificado de Van 
der Auwera et al. 
(1994), En Palm et 
al., (2009) 
1500R Reverse GCTATCCTGAGGGAAACTTCG Pawlowski et al. 
(1994) 
Gen 18S 
WormA Forward GCGAATGGCTCATTAAATCAG 1860 a 
2127 bp 
Littlewood y Olson 
(2001) 
WormB Reverse CTTGTTACGACTTTTACTTCC Littlewood y Olson 
(2001) 
28 
 
 
Los productos de PCR se secuenciaron en el Laboratorio de Secuenciación 
Genómica de la Biodiversidad y de la Salud del Instituto de Biología de la UNAM, con el 
método descrito por Sanger et al. (1977). Para la secuenciación de estos productos, 
además de los primers empleados en la reacción de PCR, se utilizaron primers internos 
(ver Tabla 4). 
Tabla 4. Conjunto de primers utilizados en la reacción de secuenciación de los genes 
 18S, 28S. 
Primer Sentido Secuencia 5’-3’ Referencia 
Gen 28S (IsrDNA) 
300F Forward CAAGTACCGTGAGGGAAAGTTG Littlewood et al. (2000) 
ECD2 Reverse CTTGGTCCGTGTTTCAAGACGGG Littlewood et al. (2000) 
1090F Forward TGAAACACGGACCAAGG Littlewood et al. (2008) 
400R Reverse GCAGCTTGACTACACCCG Reyda y Olson (2003) 
Gen 18S (ssrDNA) 
300F Forward AGGGTTCGATTCCGGAG Elwood et al. (1985) 
600R Reverse ACCGCGGCKGCTGGCACC Littlewood y Olson (2001) 
1270F Forward ACTTAAAGGAATTGACGG Littlewood et al. (2000) 
930F Forward GCATGGAATAATGGAATAGG Littlewood y Olson (2001) 
1200F Forward CAGGTCTGTGATGCCC Littlewood y Olson (2001) 
 
Análisis filogenético 
Las secuencias obtenidas se editaron y se ensamblaron con el software Geneious 
Pro v5.1.7 (Kearse et al., 2012). Se realizó un análisis con la Herramienta de Búsqueda de 
Alineamientos Básicos Locales (BLAST) con la finalidad de comparar las secuencias 
nucleotídicas obtenidas en el presente trabajo con las disponibles en GenBank 
(http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/), así como para detectar errores de 
secuenciación y/o contaminación. Estas secuencias se alinearon junto con secuencias 
29 
 
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/
procedentes de GenBank en MAFFT versión 7 en línea (Katoh et al., 2017; 
https://mafft.cbrc.jp/alignment/server/) con los parámetros predeterminados. Se 
construyeron tres alineamientos: (1) región completa ssrDNA del gen 18S, (2) subunidad 
parcial IsrDNA del gen 28S, (3) matriz concatenada de ssrDNA + IsrDNA. La concatenación 
de los alineamientos individuales se realizó con el programa Mesquite (Maddison y 
Maddison, 2018). Los tres alineamientos se analizaron por separado, empleándose tres 
métodos de reconstrucción filogenética: Parsimonia (P), Máxima verosimilitud (ML) e 
Inferencia Bayesiana (IB). 
Parsimonia. Los análisis de parsimonia se realizaron con el programa TNT V. 1.5. 
(Goloboff y Catalano, 2016). Se aplicó el método “New Technology Search” con la opción 
de Ratchet y tree fusing con 100 réplicas. Los gaps se trataron como datos faltantes. Para 
obtener los valores de boostrap se realizaron 1000 pseudoréplicas. 
Máxima verosimilitud. Para los análisis de máxima verosimilitud se eligió el mejor 
modelo de sustitución molecular para ambos genes ribosomales. Este modelo se eligió 
mediante el uso del programa JModelTest v. 2.1.10 (Darriba et al., 2012), empleando el 
criterio de información Akaike (AIC) (Akaike, 1974). Se eligieron los siguientes modelos de 
sustitución: Analisis 1 (Acantobothrium): 1) Gen 18S, Tim3+I+G. 2) Gen 28S el modelo 
GTR+I+G. Analisis 2(Onchoproteocephalidea): 1) Gen 18S el modelo Tim3+I+G. 2) Gen 28S 
el modelo GTR+I+G. Los análisis de máxima verosimilitud se realizaron en RaxML 8.0.26 
(Stamatakis, 2014) implementado en RaxMLGUI v. 1.3.1 (Silvestro y Michalak, 2012) con 
1000 réplicas para calcular los valores de booststrap. Para estos análisis se utilizó la opción 
GTRGAMMAI para los tres alineamientos. 
 Inferencia Bayesiana. Este análisis se realizó en el programa Mr. Bayes v3. 2. 6. 
(Ronquist et al., 2012). Se ejecutaron dos corridas simultáneas cada una con cuatro 
cadenas de Markov, cada una de ellas con 10 millones de generaciones. Se muestrearon 
los árboles cada 1000 generaciones y se utilizó un valor de burn-in del 25% (0.25). En este 
programa el modelo Tim3+I+G no se encuentra implementado por lo cual se sustituyo por 
el modelo de sustitución GTR+I+G. Se utilizó el programa TRACER v.1.6 (Rambaut A., 
30 
 
https://mafft.cbrc.jp/alignment/server/
Suchard, M. & Drummon, A., http://tree.bio.ed.ac.uk/software/tracer/) para corroborar la 
estacionalidad de las generaciones post burn-in. 
Los árboles resultantes se exportaron a FigTree v. 1.4.3 (Rambaut, A., Edinburg, UK, 
http://tree.bio.ed.ac.uk/software/) para visualizar los valores de boostrap y probabilidad 
posterior. Las distancias genéticas (“p” no corregidas) se calcularon en MEGA 6 (Tamura et 
al., 2013). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
http://tree.bio.ed.ac.uk/software/tracer/
http://tree.bio.ed.ac.uk/software/
RESULTADOS 
 De los 36 elasmobranquios que se revisaron, cuatro organismos de tres especies 
estuvieron parasitados por cestodos: dos tiburones Alopias pelagicus, un tiburón Sphyrna 
lewini y una raya Hypanus longus. En estos elasmobranquios recuperamos cuatro especies 
de cestodos, tres del Orden Trypanorhyncha y una del Orden Onchoproteocephalidea. De 
Trypanorhyncha recuperamos a Nybelinia cf. africana y Tentacularia coryphanae en 
Alopias pelagicus y en Sphyrna lewini a Nybelinia jayapaulazariahi (Tentacularidae). 
Ambos tiburones fueron colectados en la Laguna de la Reforma, en Sinaloa, México. La 
caracterización morfológica de estas tres especies de tripanorincos se presenta en 
formato de manuscrito. Además, en este trabajo se determina la posición filogenética de 
las 2 especies de Nybelinia mediante la utilización de secuencias de los genes ribosomales 
18S y 28S. Ambas especies se agrupan dentro de la familia Tentacularidae, la cual 
constituye un grupo monofiletico. No obtante los análisis filogenéticos tanto de 
Tentacularidae y de Trypanorhyncha no confiman la monofilia del género Nybelinia. Las 
tres especies de cestodos reportadas en este trabajo representan registros nuevos para 
México y para las especies de hospederos. 
 Por otra parte, en un segundo manuscrito, se presenta el hallazgo de una especie 
del género Ancanthobothrium en la raya Hypanus longus, la cual de acuerdo con sus 
características morfológicas pertenece a la especie Acanthobothrium cleofanus. Esta 
especie fue descrita como parásito de la misma raya (H. longus) en la Bahía de Chamela, 
Jalisco, México. De acuerdo con los análisis filogenéticos, los cestodos recuperados en 
este estudio se agrupan junto con una especie no caratcerizada morfológicamente pero si 
molecularmente(Acantobothrium sp. 1), reportada del Golfo de California como parásito 
de la misma especie de hospedero. Fnalmente, estos análisis no confirman la monofilia de 
Acanthobothrium, pero confirman que este género pertenece al Orden 
Onchoproteocephalidea. 
 
 
 
32 
 
RH: ADÁN-TORRES. – TRYPANORYNCHS OF ELASMOBRANCHS FROM MEXICO 
PHYLOGENETIC POSITION OF TWO SPECIES OF Nybelinia (CESTODA) WITH MOLECULAR 
MARKERS AND CHARACTERIZATION OF THE ADULTS OF N. JAYAPAULAZARIAHI 
+D. B. Adán-Torres1, 2; A. F. Oceguera Figueroa2 y L. García-Prieto2. 
1Posgrado en Ciencias Biológicas e 2Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma 
de México, A. P. 70-153, C. P. 04510, Ciudad de México, México. 
Correspondence should be sent to L. García- Prieto at: luis.garcía@ib.unam.mx 
ABSTRACT: In order to investigate the diversity of cestodes of the order Trypanorhyncha, 
parasites of elasmobranches from Mexican Pacific Ocean, we examined the digestive 
tracts of three sharks species (Sphyrna lewini (n=10), Alopias pelagicus (n=2) and 
Carcharinhus falciformis (n=21)) obtained from commercial fishing by hook and line, in La 
Reforma Lagoon, Sinaloa, Mexico. Scolex morphology of the cestodes found were studied 
by light microscopy and histological sections, combined with scanning electron 
microscopy. Three cestodes Trypanorhyncha belonging to Tentaculariidae were found 
parasitizing two of the four elasmobranch species (2 species of Nybelinia and one of 
Tentacularia); species of Nybelinia were identified as Nybelinia cf. africana and N. 
jayapaulazariahi, all of them represent new records for Mexico. We amplified the 18S and 
28S ribosomal genes of Nybelinia cf. africana and N. jayapaulazariahi. These sequences 
were aligned together with sequences downloaded from Genbank, belonging to 
representatives of Trypanorhyncha. Parsimony, maximum likelihood and Bayesian 
inference analyses were performed. Nybelinia cf. africana and N. jayapaulazariahi are 
nested in Tentaculariidae along with other species of the genus. However, our analyses do 
not support the monophyly of this genus. 
 
 
Nine of the 19 orders of Cestoda currently recognized are parasites of 
elasmobranchs both (sharks and rays) (Caira and Jensen, 2014; Caira et al., 2014). 
Members of these orders exhibit a great variety of forms and vary in species richness, 
from one to hundreds of species (Caira and Jensen, 2014). Among these 9 orders of 
33 
 
cestodes, Trypanorhyncha Diesing, 1863 is the most diverse; up to now, 315 species 
belonging to 81 genera, classified in 4 superfamilies have been recorded (Palm et al., 
2009; Beveridge et al., 2017). Larval trypanorhynchs parasitize marine invertebrates (such 
as crustaceans) or actynopterigians, and as adults infect exclusively the stomach and spiral 
intestine of elasmobranchs (Olson et al., 2010). Based on molecular data, Palm et al. 
(2009) and Olson et al. (2010) proposed a phylogenetic hypothesis for the species of 
Trypanorhyncha including. DNA sequences of species distributed only in the Pacific coasts 
of Asia and Australia, and do not incorporate sequences of organisms collected in Mexico, 
although 27 taxa of this order have been registered in the country, 16 of which represent 
new species (Merlo-Serna and García-Prieto, 2016; Dallarés et al., 2017). Therefore, the 
phylogenetic position of trypanorynchs infecting elasmobranchs in Mexican waters 
remains unknown. According to Del Moral and Pérez-Ponce de León (2016), there are 206 
species of elasmobranchs in Mexican waters (111 sharks and 95 rays) but only 21 (8 sharks 
and 13 rays) have been reported as hosts of this cestode group, in only 4 of the 17 coastal 
states of this country (Merlo-Serna and García-Prieto, 2016; Dallarés et al., 2017). In this 
context, the objective of the present study was two-folds: 1) to present the 
characterization of the adults of Nybelinia jauyapalazariahi and 2) to incorporate the DNA 
sequences of two species of Nybelinia into the most recent phylogenetic study of 
Trypanorhyncha, in order to analyze their relationship with other members of the Order. 
MATERIAL AND METHODS 
In August and November, 2016, the digestive tract of 36 specimens of three shark species 
and one stingray were examined for helminths. Hosts were obtained by commercial 
fishing in La Reforma lagoon, Sinaloa (25°04'27.0"N 108°03'35.0"W) in the Mexican Pacific 
Coast. Each stomach and spiral intestine was cut longitudinally on a dissection tray and 
examined for cestodes. For morphological studies [light and scanning electronic 
microscopy (SEM)] the anterior region of cestodes were fixed in Berland liquid, 10% 
buffered formalin or AFA and preserved in 70% ethanol until staining and morphological 
study. A fragment or complete strobilus of cestodes was preserved in absolute ethanol for 
molecular analysis. Additionally, heart, intestine or stomach tissues from each 
34 
 
elasmobranch parazited were preserved in 100% ethanol for further identification using 
molecular data. Cestodes used for morphological analysis were stained with Mayer’s 
paracarmine or Gomori´s trichrome, dehydrated in a graded ethanol series and then 
mounted as permanent slides in Canada balsam. Specimens were measured with a 
calibrate ocular adapted to a photonic microscope. Measures are in micrometers unless 
otherwise stated and are the mean and the standard deviation for each character. A total 
of 3 individuals of each of the 2 species of Nybelinia were used in the scanning electron 
microscopy (SEM) study. These specimens were dehydrated in graded ethanol series, 
critical point dried with CO2, and coated with a gold-palladium mixture. Specimens were 
then mounted on a metal stub with carbon adhesive tabs and examined under at 15Kv in a 
Hitachi Stereoscan Model SU1510 SEM. Proglotids of the two species were dehydrated in 
graded ethanol series, cleared in xylene and embedded in paraffin. Serial sections were 
cut at 7 µm sections, stained in haematoxylin-eosin, cleared in xylene and mounted on 
glass slides in synthetic resin. Finally, specimens were identified to the species level using 
taxonomic keys and specialized literature (Khalil et al., 1994; Palm, 1999, 2002, 2004, 
2014). Voucher specimens were deposited in the Colección Nacional de Helmintos (CNHE), 
Universidad Nacional Autónoma de México, Mexico City. The host identidy were 
determined through the sequencing of 2 two mitochondrial genes fragments: NADH2 and 
COX1following Ward et al., 2005 and Naylor et al., 2012. 
 
DNA extraction, amplification and sequencing 
DNA was extracted from ethanol-preserved specimens using commercial kits (DNeasy 
Tissue Kit Quiagen & Animal and Fungi DNA Preparation Kit of Jena Bioscience) following 
the manufacturer’s instructions. Two regions of nuclear ribosomal DNA were amplified 
using the polymerase chain reaction (PCR). The segment partial lsrDNA of gene 18S was 
amplified using the forward primer ZX-1 (5’-ACCCGCTGAA TTTAAGCATAT-3´) (Modified 
from Van der Auwera et al. (1994); and reverse primer 1500R (5’-
GCTATCCTGAGGGAAACTTCG-3’) with the following cycling conditions: denaturation for 2 
min at 94°C, followed by 40 cycles of 40 s at 94°C, 30 s at 54°C, 2 min at 72°C; and 7 min of 
35 
 
extension at 72°C. Additionally, the complete ssrDNA of gene 28S was amplified using 
primers WormA (5´-GCGAATGGCTCATTAAATCAG-3´) (Littlewood and Olson, 2001) and 
WormB (5’-CTTGTTACGACTTTTACTTCC-3´) (Littlewood and Olson, 2001) with the following 
cycling conditions: denaturation for 5 min at 95°C, followed by 35 cycles of 40 s at 95°C, 45 
s at 53°C, 2 min at 72°C; and 10 min of extension at 72°C. PCR reactions (25 µl) consisted 
of 0.41 µl each primer, 0.2 µl of Taq DNA polymerase and 5 µl of buffer 5X. lsrDNA 
products were sequenced using the two PCR primers and internal primers 300F (5´-
CAAGTACCGTGAGGGAAAGTTG-3´) (Littlewood et al., 2000), ECD2(5´-
CTTGGTCCGTGTTTCAAGACGGG-3´) (Littlewood et al., 2000), 400R (5´-
GCAGCTTGACTACACCCG-3’) (Reyda and Olson (2003) and 1090F (5´-
TGAAACACGGACCAAGG-3´) (Littlewood et al., 2008). ssrDNA rDNA products were 
sequenced using the two PCR primers and internal primers 300F (5’-
AGGGTTCGATTCCGGAG-3’) (Elwood et al., 1985), 600R (5´-ACCGCGGCKGCTGGCACC-3´) 
(Littlewood and Olson, 2001), 1270F (5’-ACTTAAAGGAATTGACGG-3´) (Littlewood et al., 
2000), 930F (5´-GCATGGAATAATGGAATAGG-3´) (Littlewood and Olson, 2001) and 1200F 
(5´-CAGGTCTGTGATGCCC-3´) (Littlewood and Olson, 2001). The sequences were 
assembled and edited using Geneious Pro v5.1.7 (Kearse et al., 2012). Pairwise distances 
were calculated from two alignments using MEGA 6 (Tamura et al., 2013). 
 
Phylogenetic analysis 
In total, three aligments were assembled for the phylogenetic analyses.The first aligment 
comprised sequences generated in this study and sequences of adults of Tentaculariidae 
as ingroup and Rhinoptericola megacantha as outgroup. The second analysis was designed 
to determine the phylogenetic position within the Trypanorhyncha. The sequences 
obtained in this study were aligned together with 88 sequences, belonging to the five 
superfamilies of Trypanorhyncha, and four sequences of Diphyllidea as outgroup. We used 
Diphyllidea as outgroup based in the results of Olson et al. (2001), Waeschenbach et al. 
(2007) y Waeschenbach et al. (2012). In this analysis Trypanorhyncha are associated with 
the diphyllideans. The ssrDNA and partial IsrDNA sequences were aligned together with 
36 
 
some of the same genes from Genbank, belonging to Trypanorhyncha, using MAFFT v. 7 
(Katoh et al., 2017; https://mafft.cbrc.jp/alignment/server/) with default parameters. The 
information of sequences was summarizing in table I. Of each analysis, three data 
aligments were constructed: 1. complete ssrDNA, 2. partial IsrDNA y 3. Concatenate 
ssrDNA and IsrDNA. Phylogenetic analyses were performed using parsimony (P), maximum 
likelihood (ML) and Bayesian inference (BI). Parsimony analyses were performed for 
indepent genes and the concatened dataset using a New Techbology Search in TNT 
software version 1.5 (Goloboff and Catalano, 2016). Gaps were treated as missing data. To 
assess nodal support bootstrapping was performed with 1000 replicates. Additionally, ML 
analysis was performed for each aligment. The ML tree was inferred using the program 
RaxML 8.0.26 (Stamatakis, 2014) by RAxML v.1.3.1 (Silvestro y Michalak, 2012). The 
appropriate substitution model was selected using JModelTest v. 2.1.10 (Darriba et al., 
2012) under the Akaike information criterion. For the BI analyses, likelihood settings were 
set to nst= 6 rates =invgamma (equivalent to the GTR+ I+G best model of evolution). Two 
simultaneous were run both analyses with 10,000,000 generations. This analysis was 
performed in Mr. Bayes v3. 2. 6. (Ronquist et al., 2012). The trees sampled every 1000 
generations. The final trees were visualized in FigTree v1.4.3 (Rambaut, A., Edinburg, UK, 
http://tree.bio.ed.ac.uk/software/). 
RESULTS 
Three of the 36 elasmobranch specimens examined were infected by cestodes: one 
scalloped hammerhead S. lewini and two pelagic thresher A. pelagicus, from La Reforma 
lagoon, Sinaloa, Mexico. We recovered three species of Trypanorhyncha from the 
stomach of the sharks, all of them belonging to Tentaculariidae (two assigned to the 
Nybelinia genus and one to Tentacularia). In this study, we present the first morphological 
characterization of the adult of Nybelinia jayapaulazariahi Reimer, 1980 and a brief 
characterization of the other 2 species collected: 
 
 
 
37 
 
https://mafft.cbrc.jp/alignment/server/
http://tree.bio.ed.ac.uk/software/
Nybelinia jayapaulazariahi Reimer, 1980 
 (Figure 1) 
 Characterization (based on 6 whole-mount slides, three tentacles mounted in 
glycerin, two specimens used for SEM and three serial-sectioned proglotid). 
Cestodes anapolytic with 30-45 proglottids in fully mature strobilae. Scolex small, 
craspedote (1374±65.6) long; maximum width at level of bothria: (673.4±73.6). Four 
sessile and triangular bothria, paired on opposite surfaces and with fused posterior 
margins; bothrial pits absent. Pars bothrialis (662±43) long, (320.8± 100.7) wide. Pars 
vaginalis larger than or equal to pars bothrialis, (612±58.5) long. Pars bulbosa (170.2± 
20.9) long, (77.3± 24.3) wide. Retractor muscles originate at base of bulbs. Prebulbar 
organs and gland cells inside bulbs absents. Velum present, 473.2 long. Margins bothidialis 
covered with hooks filitriches (Fig. 1H). Tentacles short, fully everted (281.6±29.5) long; 
tentacle diameter with hooks (60±15.5) in metabasal region. Tentacle sheaths relatively 
sinuous at anterior portion of the scolex, almost straight at the end. Metabasal armature 
homeoacanthous, homeomorphous. Size of the hooks increasing from basal towards 
metabasal. Hooks solid, uncinated, with anterior extension of the base. Nineteen to 20 
rows of hooks for each tentacle (Fig. 2). Metabasal hooks (14.55± 0.90) long, (10.94±1.36) 
at base, H= (9.5±1.21) y H’= (8.83±1.19). Apical hooks (13.67±1.65) long, (10.17±0.97) at 
base, H= (12.59±1.65) y H’= (12.803±0.49). Basal hooks (11.57±3.13) long, (9.77±2.87) at 
base, H= (9.40±3.3) y H’= (9.40±1.25) 
Strobila craspedote, anapolytic. Uterine pore present. Genital pores ventrosubmarginal, 
alternate irregularly. Segments (mature and gravids) always wider than long. Velum of 
segments short, sligthly visible. Cirrus unarmed, cirrus sac cilindric. Cirrus sac 
anteromedially directed in mature segments, not reaching anterior end of segment. Ovary 
at posterior margin of proglottid; bilobed in dorsoventral view and tetralobed in 
transversal view. Vitelline follicles circummedullar. 
Taxonomic summary 
Host: Sphyrna lewini (Griffith y Smith, 1834), scalloped Hammerhead, (Sphyrnidae). 
Site of infection: Stomach. 
38 
 
Prevalence: 1 of 9 sharks sampled, 11.11%. 
Site of collection: La Reforma lagoon, Angostura, Sinaloa (25°04'27"N 108°03'35"W). 
Accession number: CNHE XXXX. 
Remarks 
Nybelinia Poche, 1926 is currently composed by 29 species distributed worldwide (Palm, 
2004; Palm and Bray, 2014). The Mexican material can be distinguished of nine of them 
because these have characteristic basal armature: N. africana Dollfus, 1960, N. anguillicola 
Yamaguti, 1952, N. bilobata Palm, 2004, N. indica Chandra, 1986, N. thyrsites Korotaeva, 
1971, N. gopalai Chandra & Hanumantha Rao, 1985, N. lingualis (Cuvier, 1817), N. pintneri 
Yamaguti, 1934 and N. riseri Dollfus, 1960 (Palm, 1999; 2004), which is absent in our 
specimens; in addition, the first five species have falcate or falciform metabasal hooks 
instead of uncinated as in the Mexican material. Eight more species, i.e., N. aequidentata 
(Shipley & Hornell, 1906), N. bengalensis Reimer, 1980, N. goreensis Dollfus, 1960, N. 
kamegaii Palm & Bray, 2014, N. mehlorni Palm & Beveridge, 2002, N. queenslandensis 
Jones &Beveridge, 1998, N. singenes (Pintner, 1928) Dollfus, 1930 and N. victoriae Palm 
&Beveridge, 2002 also lack characteristic basal armature, but have metabasal falciform or 
falcate hooks whereas our in our specimens they are uncinated. Six of the remaining 
twelve species differ of our specimens by the morphology or size of metabasal hooks: in 
N. bisulcata (Linton, 1889) these hooks are triangular shark-tooth shaped; in N. sakanariae 
Palm, 1999 has rose-thorn shape; the metabasal hooks of N. basimegacantha Carvajal, 
Campbell & Cornford, 1976 are smaller than basal hooks; in N. surmenicola Okada, 1929 
are metabasal hooks are bigger and her scolex is longer than in our cestodes; N. 
hemipristis Palm &Beveridge, 2002 has metabasal hooks almost twice as large as the basal 
hooks and her strobila is acraspedote; metabasal hooks of N. strongyla Dollfus, 1960 are 
bigger than that recorded inthe Mexican material. The specimens studied herein can be 
separated of N. manazo Yamagutii, 1952, N. sphyrnae Yamagutii, 1952, and N. schmidti 
Palm, 1999 because they have acraspedote strobila (vs. craspedote in our specimens) and 
of N. erythraea Dollfus, 1960 due that this species lack pars post bulbosa while in our 
specimens this region is well represented. 
39 
 
 The only species of the genus previously recorded in Mexican waters is Nybelinia 
anthicosum Heinz & Dailey, 1974 as parasite of the shark Heterodontus francisci (Girard, 
1855) in the Gulf of California (Heinz and Dailey, 1974). This species can be separated of 
the specimens collected in La Reforma Lagoon because the basal and metabasal hooks are 
smaller than in N. anthicosum (16-22 vs 13.86-16.10) and the apical hooks in our material 
does not decrese in size as in N. anthicosum (Heinz and Dailey, 1974). 
Based on the before mentioned elements, the specimens collected in this study were 
assigned to Nybelinia jayapaulazariahi Reimer, 1980, particularly by their uncinate 
tentacular armature, with slender, regularly curved basal hooks, increasing in length 
towards the metabasal part of the tentacle (Palm and Beveridge, 2002; Palm, 2004) (Fig. 
1). In the same way, measurements of basal and metabasal hooks along tentacles are 
similar to that recorded for the post-larvae of this species in the actinopterygian 
Synaptura nigra from Queensland, Australia by Palm and Beveridge (2002); according to 
these authors, basal hooks in Australian specimens measure 11.2-13.7 while in the 
Mexican material, the size of these hooks oscillate from 9.76- 11.57 long. The metabasal 
hooks in Palm and Beveridge’s re-description of N. jayapaulazariahi measure 15.0-16.3 vs 
13.58-16.101 in the material collected in La Reforma lagoon. 
 Nybelinia jayapaulazariahi was originally described by Reimer (1980) on the basis 
of a postlarva infecting Cynoglossus sp. from Bengala Bay, India. Later was re-described in 
Australia, based on the characteristics of one scolex found in the musculature of a marine 
fish (Palm and Beveridge, 2002). The present work provides the first characterization of 
the adult form of this species 
 According to Palm (2004), Sphyrna lewini has been recorded as host of 4 species of 
Nybelinia: N. bilobata Palm, 2004, N. gopalai Chandra & Rao, 1985, N. sphyrnae Yamaguti 
1952, and N. goreensis Dollfus, 1960, all of them separated of N. jayapaulazariahi Reimer, 
1980 in the above lines. 
Nybelinia cf. africana 
(Figure 2) 
40 
 
 Characterization (based on three specimens and two tentacles). Cestodes 
anapolytic. Scolex small, craspedote. Four triangular bothria, paired on opposite surfaces. 
Tentacles large. Bulbs oval. Pars bothrialis shorter than pars vaginalis. Retractor muscle 
originates at base of bulbs. Prebulbar organs and gland cells inside bulbs absent. 
Metabasal armature homeoacanthous, homeomorphous. Falcate hooks in the metabasal 
and apical armature. Uncinate hooks in basal armature. Strobila acraspedote. Uterine 
pore present. Genital pores alternate irregularly. Seven hooks for each row. Nineteen to 
20 rows of hooks for each tentacle (Fig. 2). Metabasal hooks (26.67± 6.73) long, 
(9.52±3.04) at base, H= (26.09±6.89) y H’= (22.22±5.93). Apical hooks (19.53±1.77) long, 
(7.05±1.09) at base, H= (19.539±3.07) y H’= (18.45±2.8). Basal hooks (11.07±1.61) long, 
(5.42±0.91) at base. 
 
Taxonomic summary 
Host: Alopias pelagicus Nakamura, 1935, pelagic thresher (Lamniformes: Alopiidae). 
Site of infection: Stomach. 
Prevalence: 1 of 2 sharks sampled, 50%. 
Site of collection: Lagoon la Reforma, Angostura, Sinaloa (25°04'27"N 108°03'35"W). 
Accession number: CNHE XXXX. 
Remarks 
Sixteen of the 29 species belonging to Nybelinia (N. anthicosum Heinz & Dailey, 1974, N. 
basimegacantha Carvajal, Campbell & Cornford, 1976, N. bisulcata (Linton, 1889), N. 
erythraea Dollfus, 1960, N. gopalai Chandra & Hanumantha Rao, 1985, N. hemipristis Palm 
&Beveridge, 2002, N. jayapaulazariahi Reimer, 1980, N. lingualis (Cuvier, 1817), N. 
manazo Yamagutii, 1952, N. pintneri Yamaguti, 1934, N. sakanariae Palm, 1999, N. 
schmidti Palm, 1999, N. surmenicola Okada, 1929, N. sphyrnae Yamagutii, 1952, N. 
strongyla Dollfus, 1960 and N. riseri Dollfus, 1960 (Palm, 1999; Palm, 2004), can be 
separated of the material collected in the pelagic thresher of the Mexican Pacific coast 
because they have not falcate or falciform metabasal hooks as our specimens. The 
thirteen remaining species have metabasal falcate or falciform hooks, but eight species (N. 
41 
 
aequidentata (Shipley & Hornell, 1906), N. bengalensis Reimer, 1980, N. goreensis Dollfus, 
1960, N. kamegaii Palm & Bray, 2014, N. mehlorni Palm & Beveridge, 2002, N. 
queenslandensis Jones & Beveridge, 1998, N. singenes (Pintner, 1928) Dollfus, 1930 and N. 
victoriae Palm & Beveridge, 2002 lack characteristic basal armature present in the 
material collected in La Reforma Lagoon. Only five species of the genus have characteristic 
basal armature as the material collected in A. pelagicus from Sinaloa. However, basal 
armature in N. anguillicola Yamaguti, 1952 has basal billhooks; strobila of N. bilobata is 
craspedota with two lobules in the velum; metabasal hooks of N. indica are longer that 
those of our specimens (20-27 vs.20-37, respectively) and the apical hooks of N. thyrsites 
are uncinated. Our specimens were assigned to N.cf. africana because they present 3-6 
basal rows of uncinated hooks that measure 8-11 vs. 8.8-12 in the Palm et al. (1999) 
redescription of this species based on metacestodes collected in five species of fishes and 
one cephalopod from Mozambique coast, falcate hooks in metabasal armature measuring 
(20-25 vs. 20-37 in N. africana). These specimens were assigned to N .cf. africana because 
some characteristics do not coincide with the original description of N. africana. In our 
tapeworms, the metabasal hooks are much larger that the original description and other 
redescriptions. 
Tentacularia coryphanae 
(Figure 3) 
 Description (based on one specimen). Scolex elongated, craspedote, 7715 long 
including the velum, 1368.9 width at pars botridialis region and 1401 at bulbar level. Four 
sessile bothria; pars bothrialis 5957 long, totally overlapped with the bulbs. Pars 
botrhrialis occupying 77% of the scolex length. Pars vaginalis smaller than scolex, 1093 
long. Pars bulbosa 1007 long, individual bulbs 836-1093 (907. 162, n=3) long, 150-214 (186 
± 33, n=3) wide. Pars-postbulbosa well developed, 2480 long. Velum 1757 long by 900 
wide. Basal swelling present. Tentacles small, 306.38-450.23 (378.30, n=2) long by 45.5- 
63.7 (54.6 ± 12.87) of width at metabasal armature level, and 77.35-100.1 (88.73 ± 16.09) 
at basal armature. Metabasal armature homeoacanthous-homeormorphous, with hooks 
uncinated. Metabasal hooks 28.21-36.89 (32.55 ± 2.74) long, 21.7-28.21 (26.76 ± 2.63) at 
42 
 
base. Apical hooks 23.87-30.38 (25.50 ± 3.25) long, 23.87-30.38 (26.5 ± 2.73) at base. Basal 
hooks 17.36-21.7 (19.53 ± 3.07) long, 15.19-23.7 (19.53 ± 6.14) at base. Basal armature 
with tridentate hooks arranged in bilateral symmetry. Strobila acraspedote, with few 
wider than long immature proglotids, 965.99-1055 wide. 
Taxonomic summary 
Host: Alopias pelagicus Nakamura, 1935, pelagic thresher (Lamniformes: Alopiidae). 
Site of infection: Stomach. 
Prevalence: 1 of 2 sharks sampled, 50%. 
Site of collection: La Reforma Lagoon, Angostura, Sinaloa, Mexico (25°04'27.0"N 
108°03'35.0"W). 
Accession number: CNHE XXXX. 
Remarks 
The specimen characterized herein was obtained from the pelagic thresher A. pelagicus. 
This specimen belongs to Tentacularia Bosc, 1797 because it has an elongated scolex with 
basal and metabasal armature homeomorphus with uncinate hooks of different size 
(Palm, 2004). This genus only contains one species: Tentacularia coryphaenae Bosc,1802 
which is a cosmopolitan species that show very high genetic homogeneity along its 
distribution range (Palm et al., 2007). Morphologically T. coryphaenae presents a 
remarkable variation in size (Knoff et al., 2004; Palm, 2004; Silva et al., 2017). However, 
this tapeworm characterized by the presence of uncinate metabasal hooks and tridentrate 
basal hooks. The specimen from Sinaloa, Mexico, presented these characters so it was 
assigned to T. coryphaenae. This species has been recorded in 19 shark taxa and over 80 
teleost hosts worldwide (Palm, 2004; Costa et al., 2014; Schaeffner et al., 2014). 
Phylogenetic analysis 
A total of 21 sequences of the 28S and 18S genes were obtained in this study: 19 belong to 
N. jayapaulazariahi (10 sequences of 18S and 9 sequences of 28S) and 7 to N. cf. africana. 
The 7 sequences of N. cf. Africana (4 sequences of 18S and 3 sequences of 28S) 
correspond to four specimens (hologenophes). The 18S sequence length ranged from 
1951 to 1954 bp and 28S sequence length varied from 1043 to 1507 bp. 
43 
 
Analysis 1 (Phylogeny of Tentaculariidae) 
The first analysis comprised 27 sequences of 20 taxa belonging to five of the six genera of 
Tentaculariidae obtained from Genbank (plus the 25 sequences generated in this study), 
using Rhinoptericola megacantha as outgroup. For the genus Nybelinia, there are 
sequences of 18S and 28S of six species deposited in GenBank. 
18S 
This data set contains 34 sequences with 2079 characteres. Parsimony yielded 4 trees with 
best score of 355. The best model test was TPM3uf+I+G. The three analysis (P, LM and BI) 
placed Nybelinia jayapaulazariahi as sister species of Heteronybelinia yamagutii and N. 
sphyrnae. N. cf. africana from Mexico was grouped with N. cf. africana from Indonesia, 
who sister taxa was Mixonybelinia lepturi. In the three analyses, the sequence of N. 
africana from Malasya was not nested with sequences of N. cf. africana from Mexico and 
Indonesia (Supplementary material, figures 1, 2 y 3). 
28S 
The matrix of subunit 28S gene included 33 taxa with 1563 characters. The best model 
test was TIM3+I+G. Parsimony recognized three trees with 460 steps of length. The trees 
obtained with this data set are congruent with the trees obtained with 18S gene, but with 
some changes related to the position and arrangement of the internal branches. For 
example, N. africana from Malaysia is the sister taxon of the Kotorella pronosoma 
collected in the Gulf of Mexico. However, in this case the boostrap support and posterior 
probability were higher than those of the 18S gene analysis (Supplementary material, 
figures 4, 5 y 6). 
 
18S + 28S 
This matrix contains 37 taxa with 3642 characters. Parsimony yields one tree more 
parsimonious with 825 steps. In the same way, the ML, P and BI trees were congruent 
with the trees obtained for the 18S and 28S genes. The clades containing the two species 
of Nybelinia studied by us maintain the same topology as in the 18S and 28S genes 
analyses (Figure 4, 5 and 6). 
44 
 
Analysis 2 (Phylogeny of Trypanorhyncha) 
This analysis included 97 sequences of 83 taxa belonging to five superfamilies of 
Trypanorhyncha and four sequences of Dyphylliidea as outgroup. 
18S 
This dataset comprising 97 sequences with 2235 characters (gaps treated as missing data). 
Parsimony analysis yields 7 trees with 2618 steps of length. The best model test was 
GTR+I+G. The consensus three of P was congruent with the trees obtained with ML and BI, 
establishing Nybelinia jayapaulazariahi as sister taxon of Heteronybelinia yamaguti and 
Nybelinia sphyrnae, with 79% bootstrap support for P, 63% for ML and 0.58 of posterior 
probability in BI. In contrast, Nybelinia cf. africana from Sinaloa nested in a clade with 
Nybelinia cf. africana from Indonesia and N. Africana from Malaysia with 98% bootstrap 
support for P, 99% for ML and 1 probability posterior in BI (Supplementary material, 
figures 7, 8 y 9). 
28S 
This dataset included 96 sequences with 1701 characters. Parsimony analysis yields 7 
trees with 3668 steps of length. The best model test was GTR+I+G. Topology of trees 
obtained with this data set is consistent with trees obtained for the 18S gene. With the 
28S gene, the sequences of N. africana from Malaysia are nested with those of Kotorella 
pronosoma from Indonesia (Supplementary material, figures 10, 11 y 12). 
 
18S + 28S 
The concatenated dataset of 18S and 28S comprised 99 sequences with 3936 characters. 
The analysis with P yields 6 trees with 6314 as best score. Topology of the three analyses 
(ML, P and BI) is congruent, because Nybelinia jayapaulazariahi and Nybelinia cf. africana 
nested in 2 separate clades constituted by the same species each one (Fig. 4). Using this 
data set, all sequences of N. africana (Mexico, Indonesia and Malaysia) were grouped in 
the same clade (Figure 9, 10 and 11). 
In the second analysis, Trypanorhyncha is constituted for two clades; the clade A contains 
Aporhynchidae, Gilquinidae, Sphyrocephalidea, Gymnorhynchidae, Lacistorhynchidae, 
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Otobothriidae and Pseudotobothriidae. The clade B contains the species of the families 
Eutetrarhynchidae, Mixodigmatidae, Rhinoptericolidae and Tentaculariidae. The 
sequences of N. jayapaulazariahi and N. africana were nested in Tentaculariidae, whose 
sister taxa is Rhinoptericolidae megacantha. Tentaculariidae is highly supported as a 
monophyletic family (100 for P, 100 for ML and 1 for BI). 
The genetic divergence among species of the genus Nybelinia is low. For the 18S gene it 
varies from 0% to 3.44%. The 10 sequences of the 18S gene of N. jayapaulazariahi from 
Sinaloa, Mexico had a genetic divergence of less than 0.25%. In the case of Nybelinia cf. 
africana from Sinaloa, the genetic divergence among its 10 sequences for the same gene 
was 0%; regarding to N. cf. africana from Indonesia the divergence values averaged 0.07% 
and the sequences of the Mexican material differed 0.21% of N. africana from Malaysia. 
For the 28S gene, the genetic divergence among sequences of N. jayapaulazariahi and the 
other 6 species of Nybelinia sequenced up to now, oscillated between 0% -7.1%: 7.1% 
with N. queenslandensis (Australia); 6.3% with N. africana (Indonesia); 6% with N. africana 
(Mexico); 4.5% with N. sphyrnae (Australia); 4.7% with N. sumernicola; 6.2% with N. 
aequidentata (Malaysia); 5% with N. indica and finally 5.8% with N. africana of Malaysia). 
The sequences of 28S of N. africana of Alopias pelagicus are genetically identical and with 
respect to other species, the lowest value (0%) is presented with N. cf. africana from 
Indonesia, an intermediate value with N. indica 2.7% and the highest value (6%) with N. 
jayapaulazariahi (Mexico). 
DISCUSSION 
In the present work we report three taxa of trypanorhynch cestodes parasitizing three 
species of elasmobranchs. These taxa (N. jayapaulazariahi, N. cf. africana and T. 
coryphanae) constituted new records for elasmobranchs distributed in Mexico, as well as 
new records for their respective host species (Merlo-Serna and García-Prieto, 2016). All 
records expand the distribution range of those trypanorhynchs, since N. jayapaulazariahi 
had been reported from the coast of Queensland, Australia and India, in the Pacific and 
Indian oceans (Palm, 2004); Nybelinia cf. africana was registered in the Pacific near to 
Asiatic countries such as Malaysia (Palm, 1999; 2004), and T. coryphanae has been 
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registered worldwide in 19 species of sharks and one species of ray (Palm, 2004; Costa et 
al., 2014; Schaeffner et.al., 2014). Previous to our study, only two species of 
tripanorrhynchs had been reported for the shark A. pelagicus: Heterosphyriocephalus 
encarnae Dallarés, Carrassón & Schaeffner, 2017 in Boca del Alamo, Baja California Sur, 
Mexico (Dallarés et al., 2017) and Nybelinia sp. in Andaman, Thailand (Purivirojkul et al., 
2009).