Diversidad-de-hongos-acuaticos-y-deteccion-de-su-ADN-mediante-una-sonda-molecular

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Universidad Nacional Autónoma de México
POSGRADO EN CIENCIAS 
BIOLÓGICAS
Instituto de Biología
Diversidad de hongos acuáticos y detección 
de su ADN mediante una sonda molecular
T E S I S
QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE
DOCTOR EN CIENCIAS
P R E S E N T A 
Allan Canek Chavarria Sánchez
DIRECTORA DE TESIS: DRA. MARÍA DEL CARMEN AUXILIO
GONZÁLEZ VILLASEÑOR
COMITÉ TUTORAL: DR. JOAQUÍN CIFUENTES BLANCO
DRA. CONCEPCIÓN TORIELLO NÁJERA
MÉXICO, D. F. ABRIL, 2010
 
 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 iii 
AGRADECIMIENTOS 
 
 Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
 Al CONACYT por la beca otorgada para cursar los estudios de doctorado y por financiar esta 
investigación mediante el proyecto del CONACYT 60502 titulado “Biodiversidad de los 
ascomicetes dulceacuícolas de cuerpos de agua naturales y urbanos” otorgado al Instituto de 
Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México. 
 
 A los miembros del comité tutoral, Dra. María del Carmen Auxilio González Villaseñor, Dr. 
Joaquín Cifuentes Blanco y Dra. Concepción Toriello Nájera. 
 iv 
AGRADECIMIENTOS A TÍTULO PERSONAL 
 
Expreso mi más profunda gratitud a las siguientes personas e instituciones que participaron en mi 
formación académica y en el desarrollo de este proyecto de investigación. 
 Dra. María del Carmen Auxilio González Villaseñor del Instituto de Biología de la UNAM, por su 
guía, confianza y todas sus enseñanzas durante todos los años en que trabajamos juntos, por 
apoyarme en mi formación académica, e introducirme en el maravilloso mundo de los hongos 
microscópicos. 
 Dr. Joaquín Cifuentes Blanco de la Facultad de Ciencias de la UNAM, por seguir el desarrollo de 
este trabajo y enriquecerlo con sus observaciones y experiencia. 
 Dra. Concepción Toriello Nájera de la Facultad de Medicina de la UNAM, por todas las 
recomendaciones que realizó a este proyecto. 
 Dr. Edgar Dantán González del Centro de Investigación en Biotecnología de la UAEM, por el 
tiempo, el soporte y la guía que dedicó en el desarrollo de la parte molecular de esta 
investigación. 
 Dr. Agustín Quiroz Flores del Laboratorio de Plantas Acuáticas del Instituto de Biología de la 
UNAM, por su apoyo y asesoría en la medición de la materia orgánica y del fósforo de 
ortofosfatos del agua de Xochimilco. 
 Mtra. Josefina Barajas del Instituto de Biología, por proporcionar el pucté necesario para el 
muestreo y ayudar a la identificación de las maderas. 
 Dr. Richard Hanlin que tuvo la visión de estudiar la micobiota dulceacuícola de Xochimilco. 
 v 
 Autoridades de la Delegación de Xochimilco, por facilitar el transporte en los canales y por su 
apoyo a este proyecto. 
 Miembros del jurado, Dr. Teófilo Herrera, Dr. Miguel Ulloa, Dra. Ana Luisa Anaya y Dra. María del 
Roció Reyes por sus valiosas observaciones a este trabajo. 
 Dr. Edmundo Rosique-Gil y Dr. Jaime Zúñiga por su asesoría en los análisis estadísticos. 
 Profesores del Colegio de Ciencias y Humanidades Plantel Sur, Carmen Christlieb y José Ruiz por 
enseñarme la importancia y belleza de la Biología. 
 Maestros de la Facultad de Ciencias y del Posgrado en Ciencias Biológicas de la UNAM. 
 Biólogos, Alberto Gómez, Samuel Aguilar, a los Maestros (as), Cristina Medina, Elvira Aguirre, 
Julio César Flores, Octavio Caballero, Patricia Vélez, Silvia Bautista, y a los Doctores Martín Zurita 
y Leonardo Alvarado. 
 Compañeros de la Sala de Estudiantes del Instituto de Biología, Aida, Cinthya, Daniel, Geminis, 
Emmanuel, Norberto y Sandra. 
 Carlos Nava, Gabriel Ochoa, Jorge Gonzáles, José Luís Arreguin, Isaac Castillo, Oscar Camacho y 
Rafael Fuentes. 
 vi 
DEDICATORIA 
 
 
 
 
 
A MIS ABUELOS, PADRES Y HERMANOS POR SER MI FAMILIA 
 
 
 
 
 
PARA ENRIQUE, RUFINO Y MARIO 
 vii 
RESUMEN 
 
Se investigó la diversidad de los ascomicetes del Canal Santa Cruz, considerado el de mayor 
importancia turística en Xochimilco, Distrito Federal. En 2007 se realizaron dos muestreos en las 
épocas de menor y mayor precipitación. En el margen del canal se establecieron cuatro estaciones de 
muestreo con diferente grado de urbanización y en cada una se sumergieron bloques de madera de 
Virola sp., Tabebuia donnell-smithii, Bucida buceras, Pinus sp., Cupressus lindleyi y Abies religiosa 
durante ocho semanas. Se midió la temperatura, el pH, el oxígeno disuelto, la materia orgánica, el 
fósforo y se determinó el número más probable de bacterias coliformes del agua. Para evaluar los 
datos, se aplicó el índice de diversidad de Shannon y el índice de similitud de Sørensen. La mayor 
diversidad de ascomicetes (H’ = 1.152) se registró en la tercera estación, ubicada en la zona de viveros 
con flores y la menor diversidad (H’ = 0.976) se obtuvo en la primera estación, localizada frente al 
embarcadero Santa Cruz, ambos valores de diversidad coincidieron con el grado de urbanización y con 
los datos físicoquímicos y bacteriológicos. La temporada de lluvias presentó la diversidad más baja 
debido probablemente al efecto de la precipitación en este ambiente acuático. A partir de Penicillium 
sp., un hongo que sólo fue identificado por el método molecular, se elaboró una sonda de 
oligonucleótidos específica para este taxón. 
 viii 
ABSTRACT 
 
The diversity of freshwater Ascomycetes was determined in the touristic channel “Santa Cruz”, 
Xochimilco, Mexico. Two surveys were conducted in 2007 during the dry and wet season. Four 
sampling sites were selected in the channel margin, based on the level of urbanization. At each 
sampling site, wood panels of Virola sp., Tabebuia donnell-smithii, Bucida buceras, Pinus sp., 
Cupressus lindleyi and Abies religiosa were submerged during eight weeks. Water temperature, 
dissolved oxygen, organic matter, phosphorus and most probable number of coliform bacteria were 
determined. Results were evaluated using the diversity index of Shannon and the index of similarity of 
Sørensen. The highest Ascomycete diversity recorded (H’ = 1.152) was found at the third sampling 
site, located near commercial florist greenhouses. The lowest diversity (H’ = 0.976) was obtained at 
the first sampling site, in front of Santa Cruz pier. Both values of diversity were in agreement with the 
urbanization level and physicochemical and bacteriological data. The wet season had the lowest 
diversity of freshwater Ascomycetes, perhaps due to the effect of the rainfall in this aquatic 
environment. From Penicillium sp., a fungi identified only by the molecular method, an 
oligonucleotide specific probe was designed for this taxon. 
 
 
 
 
 
 
CONTENIDO 
 
 Agradecimientos iii 
 Agradecimientos a título personal iv 
 Dedicatoriavi 
 Resumen vii 
 Abstract viii 
 
1 Introducción 1 
 
2 Antecedentes 4 
 
3 Importancia del problema y objetivos de la investigación 10 
 
4 Materiales y métodos 12 
4.1 Descripción del área de estudio 12 
4.2 Diversidad de los hongos dulceacuícolas 12 
4.2.1 Muestreo 12 
4.2.2 Sumersión de las carnadas de madera 14 
4.2.3 Procesamiento e incubación de la muestra 14 
4.2.4 Identificación de los hongos dulceacuícolas 14 
4.2.5 Aislamiento y cultivo de los hongos dulceacuícolas 16 
4.2.6 Conservación y registro de los micromicetes dulceacuícolas 16 
4.3 Diseño de una sonda de oligonucleótidos para identificar micromicetes 
dulceacuícolas utilizando el gen 18S ADNr 17 
4.4 Determinación de bacterias coliformes totales y fecales 18 
4.5 Determinación de los parámetros fisicoquímicos 18 
4.6 Análisis de los datos 19 
 
5 Resultados 21 
5.1 Diversidad de los micromicetes dulceacuícolas del Canal Santa Cruz 21 
5.2 Evaluación de la diversidad 27 
5.2.1 Evaluación temporal durante la temporada seca y de lluvias 27 
5.2.2 Evaluación espacial en el Canal Santa Cruz 29 
5.3 Preferencia por el tipo de madera 30 
5.4 Diseño de la sonda de oligonucleótidos 35 
 
6 Discusión 39 
 
7 Conclusiones 55 
 
8 Recomendaciones 56 
 
9 Literatura citada 57 
 
 
 
 
 1 
1 INTRODUCCIÓN 
 
Los ascomicetes dulceacuícolas se definen como aquellas especies que se desarrollan en los sustratos 
parcial o totalmente sumergidos en el agua dulce durante todo o una parte de su ciclo de vida (Shearer 
et al., 2007). Estos organismos forman un grupo ecológico con representantes en diferentes órdenes, 
familias y géneros. 
Los ascomicetes dulceacuícolas y sus anamorfos son un grupo cuya función en el ambiente es 
la degradación de los restos vegetales (madera y hojas) y animales (piel, pelo, escamas, exoesqueletos) 
que ingresan en el agua de los ambientes lénticos y lóticos de las zonas tropicales y templadas del 
mundo, contribuyendo a mantener activo el ciclo de los nutrimentos (Goh y Hyde, 1996; Wong et al., 
1998; Tsui et al., 2000). La madera es un polímero heterogéneo compuesto por polisacáridos, celulosa, 
hemicelulosa y lignina (Pointing et al., 2000). En un año pueden ingresar hasta 425g por m² de restos 
de madera en un río, principalmente pequeñas ramas, los cuales son una fuente importante de carbono 
y energía, y constituye un hábitat para diferentes comunidades de microorganismos; su degradación es 
un proceso lento que involucra fragmentación, mineralización, descomposición por hongos y bacterias, 
y consumo por invertebrados (Tsui et al., 2003a). Durante este proceso los hongos producen enzimas 
lignocelulolíticas que transforman el sustrato convirtiéndolo en un recurso más accesible para diversos 
invertebrados y liberando la energía almacenada en éste, la cual puede ser usada en niveles tróficos 
superiores (Bärlocher, 1982; Shearer, 1993; Wong et al., 1998; Tsui et al., 2003a, 2003b; Suberkropp, 
2005, Vijaykrishna et al., 2006). 
La diversidad de hongos se conoce poco en el mundo, se estima que hay 1.5 millones de 
especies en el planeta, de las cuales 97,330, el 6.5% del total de especies estimadas, se encuentran 
registradas (Hawksworth, 2001; Hyde, 2001; Kirk et al., 2008), de éstas 3,047 especies, que 
corresponden al 0.2%, pertenecen a diferentes grupos taxonómicos que han sido reportadas en 
ambientes acuáticos. A nivel mundial se encuentran descritas 64,056 especies de ascomicetes, de éstas 
alrededor de 500 especies son acuáticas estrictas y están distribuidas en los Discomycetes, 
Loculoascomycetes y Pyrenomycetes, con una proporción de 111:143:246 (Shearer et al., 2007). 
La mayor parte de los estudios de los ascomicetes dulceacuícolas se han realizado en las zonas 
templadas de Norteamérica y Europa y en varias regiones tropicales de Asia, mientras que en la zona 
Ártica, Antártica, el medio oriente, Madagascar, gran parte de África, centro y Sudamérica, y otras 
regiones templadas del mundo, se desconoce su diversidad. Dentro de las zonas estudiadas muchas han 
sido muestreadas una vez lo que ha originado que alrededor del 70% de los ascomicetes se hayan 
descrito con una distribución muy limitada. Por lo anterior, se conoce muy poco sobre la distribución 
 2 
geográfica de un gran número de especies y sobre el grado de endemismo de ellas (Shearer et al., 
2007). Nuevos registros geográficos y estudios fisiológicos han mostrado que la temperatura ideal para 
el crecimiento de varias especies de hongos dulceacuícolas que se han registrado en zonas templadas y 
tropicales es de 25° C, aunque algunas especies pueden desarrollarse a temperaturas de hasta 10° C. Lo 
anterior permite suponer que no hay taxa tropicales y templados (Vijaykrishna et al., 2006). Uno de los 
principales problemas relacionados con el conocimiento de la distribución de los hongos 
dulceacuícolas, es si los patrones de distribución de las especies que se conocen son artificiales y si son 
el resultado de los lugares donde se han realizado los estudios (Shearer et al., 2007). 
En México la micodiversidad se encuentra poco estudiada. Se estima que en el país hay 
aproximadamente 200,000 especies con 6,710 hongos registrados, que corresponden al 3.3%, y 
solamente 1,910 (0.1%) son micromicetes (Guzmán, 1998). Con relación a los ascomicetes, se conocen 
1,355 especies (González y Hanlin, 2008). De los hongos dulceacuícolas solamente se tiene registrados 
siete especies sensu stricto, de las cuales cuatro fueron reportadas en los canales de Xochimilco, 
Distrito Federal (González y Chavarria, 2005) y tres en la Laguna de las Ilusiones, Tabasco (Rosique-
Gil et al., 2008). También se han reportado tres especies creciendo en hojas sumergidas en un río en 
Los Tuxlas, Veracruz (Castañeda et al., 2004, 2005). 
A través de los métodos tradicionales que involucran muestreo, incubación, cultivo y revisión 
al microscopio, se han descrito las aproximadamente 500 especies de ascomicetes acuáticos reportados 
en el mundo (Hyde y Jeewon, 2003; Shearer et al., 2007); sin embargo, no todos los hongos pueden ser 
aislados o cultivados, y no siempre los que se obtienen en medio de cultivo forman las estructuras 
reproductivas que permitan su identificación. Lo anterior puede deberse a la falta de medios de cultivo 
específicos, a la dificultad de establecer en el laboratorio todas las características del ambiente, o a las 
técnicas de muestreo empleadas (Hyde y Jeewon, 2003; Nikolcheva et al., 2003). Por esta razón los 
micólogos han empezado a emplear nuevas metodologías y herramientas para el estudio de los hongos. 
La biología molecular ha ayudado a solucionar varios de los problemas asociados al estudio de 
los micromicetes, ya que al secuenciar regiones de los genes que están presentes durante todo el ciclo 
de vida se han podido identificar más fácilmente especies que anteriormente eran difíciles de reconocer 
mediante los métodos tradicionales. Además, ha aportado mayor información a los estudios 
filogenéticos, permitiendo conocer el curso más probable de la evolución de los hongos (Guarro et al., 
1999). Asimismo, la secuenciación del ADN fúngico ha permitido el estudio de la estructura de las 
comunidades de estos organismos en prácticamente todos los ambientes, lo que ha generado un 
aumento en el conocimiento de los hongos (Liew et al., 1998; Hyde y Jeewon, 2003). Las técnicas 
moleculares han generado herramientas (primers y sondas) que aceleran y facilitan la identificación de 
 3 
estos organismos, han ayudado al conocimiento de la filogenia de varias especies y han permitido 
resolver problemas taxonómicos. 
Las sondas de oligonucleótidos son fragmentos cortos de ADN o ARN que se unen a 
secuencias complementarias de ácidos nucleicos. El uso de estassondas permite detectar la secuencia 
genética específica de una especie o de un grupo taxonómico en particular. Esta herramienta ha sido 
empleada en el estudio de una gran variedad de hongos de importancia médica y de hongos 
fitopatógenos, sin embargo su aplicación en el estudio de los micromicetes dulceacuícolas ha sido poca 
(Hyde y Jeewon, 2003). Uno de los genes comúnmente empleados en estudios moleculares es el gen 
18S de la subunidad corta del ADN ribosomal, debido a que se encuentra altamente conservado y en 
gran número, lo que lo hace un candidato ideal para el estudio de una gran variedad de organismos 
(Piercey-Normore y Egger, 2001). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 4 
2 ANTECEDENTES 
 
Se desconoce el origen de los ascomicetes dulceacuícolas pero se piensa que pudieron evolucionar de 
ancestros terrestres por tres vías: 1) de los hongos asociados a las plantas que colonizaron los 
ambientes de agua dulce, 2) de los hongos presentes en los restos de la vegetación ripariana, y 3) de los 
hongos del suelo que ingresaron a los cuerpos de agua durante las lluvias (Shearer, 2002; Vijaykrishna 
et al., 2006). 
Para sobrevivir en el ambiente dulceacuícola estos organismos desarrollaron diversas 
adaptaciones morfológicas, por ejemplo diversas especies poseen apéndices de longitud y complejidad 
variable, así como ornamentaciones en la pared de sus esporas las cuales sirven durante su dispersión y 
para adherirse a un sustrato determinado; sin embargo, la presencia de estas estructuras no es exclusiva 
de los hongos dulceacuícolas ya que varios géneros poseen representantes terrestres, por lo que las 
especies dulceacuícolas podrían estar en vías de adaptación a la dispersión en ambientes de agua dulce 
(Shearer, 1993; Jones, 2006). En Aniptodera megalospora, A. mauritaniensis, Naïs aquatica, y en 
algunas especies de Halosarpheia, las ascosporas poseen apéndices polares mucilaginosos los cuales 
les ayudan a adherirse a un sustrato y colonizarlo mientras el agua se encuentra en movimiento (Hyde, 
1992a; Shearer, 1993; Goh y Hyde, 1996; Wong et al., 1998; Vijaykrishna, 2006). En algunas especies 
de Aniptodera, en Annulatascus bipolaris y en Halosarpheia heteroguttulata, estas estructuras forman 
filamentos muy largos que facilitan aun más la adhesión de la espora al sustrato (Shearer, 1993; Wong 
et al., 1998). Shearer (1993) menciona que la presencia de fundas mucilaginosas es otra adaptación de 
los ascomicetes dulceacuícolas al ambiente acuático. Estas fundas presentan diferentes formas, algunas 
son delgadas o irregulares, otras incluso se extienden mas allá del cuerpo de la ascospora y forman 
apéndices polares como se observa en Lophiostoma bipolare y L. fronsisubmersum (Hyde y Goh, 
2003; Vijaykrishna, 2006). En Annulatascus velatispora, y en varias especies de Fluviatispora, 
Lophiostoma, Massarina, Phaeosphaeria y Vaginatispora, se observan ascosporas totalmente rodeadas 
por mucílago (Hyde, 1992b; Shearer, 1993; Hyde y Goh, 2003; Vijaykrishna, 2006). La capacidad de 
flotar de las esporas es otra adaptación presente en los hongos dulceacuícolas, algunas especies 
presentan lípidos que pueden favorecer su flotabilidad y su dispersión en el agua, además de servirles 
como sustancias de reserva (Hyde y Goh, 2003). Algunos ascomicetes dulceacuícolas presentan ascas 
delicuescentes las cuales liberan fácilmente y de manera pasiva las esporas en el medio acuático 
(Wong et al., 1998); este tipo de ascas son comunes en los Halosarpheriales marinos y en algunas 
especies acuáticas del género Aniptodera, Halosarpheia y Naïs; una vez liberadas las esporas dentro 
del ascoma éstas se acumulan en el cuello y son expulsadas al ambiente debido a los movimientos del 
 5 
agua (Shearer, 1993; Wong et al., 1998a). Las adaptaciones que presentan los ascomas que crecen 
sobre la madera sumergida en los cuerpos de agua son variadas, algunos son superficiales y presentan 
paredes gruesas y carbonáceas, como se observa en Mamillisphaeria dimorphaspora, otros además 
están rodeados por un peridio grueso, como es el caso de varias especies de Jahnula (Hyde y Goh, 
2003). En Megalohypha aqua-dulces (Jahnulales) se ha observado que el ascoma posee hifas 
engrosadas en su base las cuales se extienden a lo largo del sustrato proporcionándole, posiblemente, 
mayor soporte para resistir la fuerza de la corriente, facilitando además la liberación de las esporas al 
medio ambiente por los movimientos del agua (Shearer, 2002; Hyde y Goh, 2003; Ferrer et al., 2007). 
En otros casos, cómo se observa en algunas especies de Aniptodera, los ascomas están inmersos en el 
sustrato, son hialinos o pardo claro, tienen paredes blandas y cuellos cortos probablemente para 
protegerse de la turbulencia del agua (Hyde y Goh, 2003); además, la formación de los ascomas 
seminmersos y/o inmersos los protege de la deshidratación y radiación ultravioleta en caso de quedar 
expuestos al aire. 
Debido al grado de adaptación al ambiente dulceacuícola los ascomicetes se clasifican en tres 
grupos: a) obligados, son los que se encuentran totalmente adaptados al ambiente y pueden crecer y 
dispersarse en el medio acuático; b) facultativos o llamados inmigrantes, presentan diversos grados de 
adaptación; son aquellas especies originarias de diversos ambientes pero que constantemente tienen 
que regresar al agua para mantener su población, y c) anfibios, son las especies que se desarrollan en la 
interfase entre el ambiente terrestre y dulceacuícola y están adaptados a las fluctuaciones de los niveles 
del agua (Tsui et al., 2003a). 
De Wildeman (1893-1894) reportó por primera vez la existencia de hongos de ambientes de 
agua dulce y describió los géneros Lemonniera y Tetracladium creciendo en hojas de estanques y 
pequeños lagos; mientras que Weston (1929) fue el primero que registró un ascomicete dulceacuícola, 
Loramyces juncicola, de un estanque en Norte América. Sin embargo, fue Ingold quien a partir de 
1942 y después de sus trabajos pioneros, reconoció los hongos dulceacuícolas como un grupo 
distintivo (Wong et al., 1998; Shearer, 2002). A partir de entonces, se han realizado numerosos 
estudios en diversas partes del mundo pero muchas regiones pertenecen aún inexploradas. Gran parte 
de los trabajos realizados a nivel mundial tratan sobre ascomicetes de ambientes lóticos, en particular 
los ríos, sin embargo, son pocos los estudios efectuados en ambientes lénticos (Cai et al., 2002). 
En Europa, diversos autores han realizado trabajos taxonómicos, p.e. Ingold (1951, 1954, 
1955) reportó 17 ascomicetes, e Ingold y Chapman (1952) encontraron dos ascomicetes en diversas 
lagunas de Inglaterra. Otros estudios han desarrollado aspectos fisiológicos, ecológicos, de diversidad 
genética, sobre el impacto de diversos contaminantes en las comunidades de hongos dulceacuícolas y 
 6 
como potenciales bioindicadores (Bärlocher, 1982; Kreisel y Manoharachary, 1983; Chamier et al., 
1984; Chamier, 1987; Suberkropp et al., 1988; Gönczöl, 1989; Révay y Gönczöl, 1990; Roldán, 1990; 
Révay, 1993; Fabre, 1998a, 1998b, 1998c; Sridhar et al., 2000; Krauss et al., 2001; Miersch, 2001; 
Kane et al., 2002; Suberkropp, 2003a, 2003b; Laitung et al., 2004; Pascoal et al., 2005; Solé et al., 
2008). Los estudios para detectar los hongos dulceacuícolas mediante el uso de sondas moleculares son 
escasos en Europa y en todo el mundo, solamente se cuenta con el trabajo de Baschien y colaboradores 
(2001 y 2008), quienes detectaron hongos dulceacuícolas mediante sondas fluorescentes de 
oligonucleótidos en ríos de Europa. Con respecto a los hongos de origen terrestre que se han registrado 
en ambientes de agua dulce, está el trabajo de Vukojevic´ y colaboradores (1997), quienes reportan 55 
especies de hongos en el Lago Vlasinsko y sus tributarios en Yugoslavia. 
En la región de Australia y Asia, diversos estudios han reportado hongos dulceacuícolasde 
ambientes lénticos; uno de los primeros trabajos fue el de Tubaki (1966), quien describió un 
discomicete creciendo sobre madera de un estanque en Kyoto, seguido de Minoura y Muroi (1978), 
que reportaron seis ascomicetes de estanques y lagunas en Japón. Posteriormente, Hyde y Goh (1998) 
reportaron 15 ascomicetes creciendo sobre restos de madera colectados en el Lago Barrine en 
Australia. Goh y Hyde (1999a) registraron 17 ascomicetes y 40 hongos mitospóricos en madera y 
bambú sumergidos en la Reserva Plover Cove en Hong Kong. Cai y colaboradores (2002) encontraron 
35 ascomicetes creciendo sobre madera colectada en el Lago Fuxian en China. Luo y colaboradores 
(2004) obtuvieron 56 ascomicetes creciendo en madera y bambú recolectados en el Lago Dianchi, un 
cuerpo de agua altamente contaminado con descargas domésticas e industriales, en la provincia de 
Yunnan en China. También se han realizado estudios de biodiversidad, biogeografía, ecológicos, 
filogenéticos con datos morfológicos y/o moleculares, fisiológicos, taxonómicos, y sobre la presencia 
de hongos dulceacuícolas en ambientes contaminados (Grupta y Dubey 1987, 1991; Hyde, 1992a, 
1992b, 1992c, 1993a, 1993b; Hyde y Seifert, 1992; Ho et al. 1997, 2002; Chang et al., 1998; Wong et 
al., 1998; Ranghoo y Hyde, 1998; Goh y Hyde, 1999a; Tsui et al., 2000, 2001a, 2001b, 2003c; Ho y 
Hyde, 2000; Fryar et al., 2001; Ho et al., 2001; Liew et al., 2002; Bucher et al., 2004; Luo et al., 2004; 
Cai et al., 2006; Vijaykrishna et al., 2006). No hay estudios en Asia donde hayan desarrollado sondas o 
primers para la detección de hongos dulceacuícolas de muestras ambientales. 
En Norteamérica, Shearer y Crane (1986) reportaron 34 ascomicetes y 83 hongos mitospóricos 
en varios cuerpos de agua en Illinois, Estados Unidos. Fallah y Shearer (1998a, 1998b, 1998c, 2001) 
registraron 35 ascomicetes en diferentes lagos, y Fallah y colaboradores (1997, 1999a, 1999b) 
reportaron dos géneros, y tres ascomicetes en diversos lagos de Wisconsin en Estados Unidos. 
También Shearer realizó diversos estudios donde describió nuevas especies y géneros de hongos, 
 7 
abordando también aspectos sobre su distribución biogeográfica, sistemática, ecológica, evolutiva y 
técnicas de estudio (Shearer, 1972, 1973, 1974, 1978, 1989, 1993). Shearer y diversos autores 
realizaron estudios taxonómicos, biogeográficos, biotecnológicos y filogenéticos incluyendo datos 
morfológicos y/o moleculares de los ascomicetes dulceacuícolas y algunos hongos mitospóricos 
presentes en muestras de restos vegetales que recolectaron en diversos cuerpos de agua de 
Norteamérica, (Shearer y Crane, 1971, 1986; Zare-Maivan y Shearer, 1988; Chen et al., 1999; Shearer 
et al., 1999; Anderson et al., 2001, 2006; Anderson y Shearer, 2002; Campbell et al., 2003, 2006; 
Campbell y Shearer, 2004; Raja et al. 2005, 2009a, 2009b; Raja y Shearer, 2006, 2007). Otros autores 
han descrito los patrones de colonización de los hongos dulceacuícolas (Garnett el al., 2000). Los 
estudios moleculares de hongos dulceacuícolas son escasos en Norteamérica, debido en parte al 
limitado número de micólogos dedicados a esta área de investigación y al poco interés que han 
recibido estos organismos. Uno de los primeros estudios fue el de Ma y colaboradores (1997, 1999, 
2000) quienes emplearon técnicas moleculares para detectar ADN fúngico de núcleos de hielo de 
Groenlandia; Nikolcheva y colaboradores (2003) determinaron mediante métodos tradicionales y 
moleculares la diversidad de hongos dulceacuícolas en hojas y Nikolcheva y Bärlocher (2004) 
elaboraron primers específicos para amplificar el ADN fúngico presente en hojas y madera presentes 
en un río de Canadá. 
En Centro y Sudamérica son pocos los estudios sobre los ascomicetes y los hongos 
mitospóricos dulceacuícolas. Schoenlen-Crusius y Grandi (2003) revisaron el estado del conocimiento 
de los hongos mitospóricos y reportaron 90 especies para Argentina, Brasil, Ecuador, Perú y 
Venezuela. Betancourt y Justiniano (1989) y Santos-Flores y colaboradores (1995, 1996), registraron 
23 especies de hongos mitospóricos dulceacuícolas en ríos de Puerto Rico. Los reportes de ascomicetes 
dulceacuícolas en la región son escasos. Shearer y colaboradores (1999) reportaron tres especies de 
Ophioceras, O. commune y O. tenuisporum en la isla de Barro Colorado en Panamá, y O. venezuelense 
en un río de las montañas de Venezuela. Castañeda y colaboradores (2005b) encontraron un nuevo 
género Zelotriadelphia y dos especies nuevas, Z. amoena en hojas sumergidas en ríos de Cuba y uno 
de Venezuela, y a Vanakripa fasciata en madera sumergida en un río de Cuba. Ferrer y Shearer (2007) 
describieron dos especies de Luttrellia, L. guttulata y L. halonata, de madera sumergida en Costa Rica, 
Ecuador y Panamá. Ferrer y colaboradores (2007, 2008) reportaron a Megalohypha aqua-dulces y a 
Lucidascocarpa pulchella, nuevos géneros y especies de madera sumergida en Costa Rica, Ecuador y 
Panamá. Raja y colaboradores (2005, 2009b) describieron a Aliquandostipite crystallinus y a Ayria 
nubispora, dos especies nuevas de ascomicetes creciendo en madera sumergida en Costa Rica, Panamá 
y Venezuela. Los estudios de hongos dulceacuícolas con técnicas moleculares son escasos, uno de los 
 8 
trabajos realizados fue el de Libkind y colaboradores (2003), quienes identificaron 15 especies de 
levaduras en diferentes cuerpos de agua en la Patagonia, Argentina mediante, el uso de mini y 
microsatélites. 
En México, el estudio de los hongos dulceacuícolas es un área de investigación completamente 
nueva por lo que se conocen muy poco; los primeros trabajos están encaminados a la generación de 
nuevos registros de especies y de inventarios biológicos mediante el uso de técnicas tradicionales. El 
primer trabajo es el de Céspedes y Castillo (1982), en el que reportaron 18 especies de hongos, de los 
cuales, únicamente Rhizophidium keratinophilum (Chytridiales, Chytridiomycota) y Allomyces 
neomoniliformis (Blastocladiales, Chytridiomycota) son hongos acuáticos estrictos; las especies 
restantes son oomicetes (Oomycota, Chromista) las cuales, en la actualidad, no se consideran 
verdaderos hongos. Castañeda y colaboradores (2004 y 2005a) reportaron tres hongos mitospóricos, 
Corynespora aquatica, Idiella cagnizarii y Neta mexicana en hojas sumergidas en los Tuxlas, 
Veracruz. Rosique-Gil (2008) registró 23 ascomicetes y 29 hongos mitospóricos en la Laguna de las 
Ilusiones en la ciudad de Villahermosa, Tabasco, y Rosique-Gil y colaboradores (2008) registraron tres 
ascomicetes, Aniptodera inflatiascigera, Ascosacculus aquaticus y A. heteroguttulatus en el mismo 
cuerpo de agua. Martínez (2009) encontró 13 ascomicetes y ocho hongos mitospóricos en un estanque 
con manatíes en la Reserva Ecológica Yumká, Tabasco. Algunos estudios han reportado hongos de 
origen terrestre en diferentes cuerpos de agua en México. Carranco y colaboradores (1984) registraron 
Pythium sp. (actualmente no considerado como un hongo) y 19 hongos terrestres de un sistema de 
estanques de estabilización de aguas residuales de Santo Tomás Atzingo, México. Martínez y 
colaboradores (1973), durante un estudio sobre los hongos filamentosos mitospóricos de origen 
terrestre del río Coatzacoalcos, realizado para conocer su posible uso como purificadores de las aguas 
contaminadas, aislaron 15 cepas que identificaron solamente hasta género y que pertenecen 
principalmente a Penicillium y Aspergillus. El empleo de técnicas moleculares es una herramienta que 
se ha usado poco en este campo, solamente se cuenta con el trabajo de Rodríguez (2007) quien analizó 
secuencias de ADN ribosomal para describir las poblaciones de hongos dulceacuícolas presentes en la 
laguna de Zempoala y en el lago de Chapala. Por lo anterior en el país se carece de oligos específicos 
que sirvan para detectar a los ascomicetes dulceacuicolas en muestras ambientales de agua. 
En Xochimilco,se han llevado a cabo diversos estudios microbiológicos, p.e. Ortega y 
Villalpando (1984) investigaron la frecuencia de bacterias y de parásitos contaminantes en el agua de 
los canales; García y colaboradores (2002) determinaron los microorganismos presentes en vegetales 
que fueron regados con agua de los canales; y Juárez-Figueroa y colaboradores (2003) investigaron los 
microorganismos que podrían servir como indicadores microbiológicos de la calidad del agua. Otros 
 9 
trabajos se han centrado sobre la calidad del agua, p.e. Balanzario-Zamorate (1976) y Pineda y 
colaboradores (1999) realizaron estudios sobre la contaminación de los canales y Pedraza-García 
(1995) evaluaron la calidad del agua a través de los parámetros fisicoquímicos. 
En general, en Xochimilco se desconoce casi por completo la diversidad fúngica, solamente se 
han realizado cuatro trabajos. Heredia y colaboradores (1988) llevaron a cabo un estudio comparativo 
entre las comunidades fúngicas del suelo de las chinampas. Posteriormente, Chavarria (2003, 2005) 
inició el estudio de los hongos dulceacuícolas en Xochimilco y realizó dos estudios; en el primero, 
registró la micobiota del Canal Santa Cruz, del Canal Xaltocán y de la Laguna Xaltocán ubicados en la 
zona turística de Nuevo Nativitas, y en el segundo, describió la micobiota de dos canales y una laguna 
en Nativitas y tres cuerpos de agua del Parque Ecológico de Xochimilco. Posteriormente, González y 
Chavarria (2005) reportaron cuatro nuevos registros de ascomicetes de agua dulce para el Distrito 
Federal y Xochimilco: Ascotaiwania lignicola, Jahnula poonythii, O. commune y Savoriella lignicola. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 10 
3 IMPORTANCIA DEL PROBLEMA Y OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN 
 
El Canal Santa Cruz en Xochimilco, tiene gran importancia a nivel local, nacional e internacional 
debido a la intensidad de las diversas actividades turísticas que ofrece durante todo el año e incluso 
durante los recorridos nocturnos. El Canal Santa Cruz, también llamado Canal Nacional, es una 
imagen internacional de México por lo que es necesario conocer la biota que habita en ese ambiente, 
así como su ecología para lograr un manejo sostenible. 
La diversidad fúngica que habita en el Canal Santa Cruz se conoce muy poco, a pesar de que su 
función ecológica es irremplazable al iniciar la degradación de los restos orgánicos junto con otros 
microorganismos. Debido a los escasos estudios sobre estos ascomicetes, también se desconoce su 
biogeografía, por lo que es necesario aportar información que amplíe el rango de distribución de varias 
especies a nivel nacional e internacional, muchas de las cuales se han reportado en diversos países del 
mundo de ambientes con poco o ningún grado de perturbación. Otro aspecto importante y de 
vanguardia que se encuentra en su inicio, es la generación de sondas específicas elaboradas a partir de 
ascomicetes que habitan en ambientes de agua dulce. Dichos sondas permitirán detectar los 
ascomicetes de muestras ambientales de agua de ambientes acuáticos de manera más rápida, y además, 
facilitará la construcción de genotecas. 
Con base en todo lo anterior, se realizó este estudio en el que se analiza la diversidad de los 
ascomicetes que degradan la madera en varias regiones del canal turístico Santa Cruz con diferente 
tipo de actividad antropogénica, y durante la época de menor y mayor precipitación pluvial. Además, 
con este estudio se inició en México el proceso para obtener en el futuro una sonda molecular que 
permita un avance eficiente para lograr la conservación y un manejo adecuado de los ambientes de 
agua dulce lénticos, sobretodo en áreas muy perturbadas ubicadas en ambientes urbanos. 
 
Hipótesis: 
 Se obtendrá una diversidad alta de ascomicetes con base en las diferentes actividades 
antropogénicas que se desarrollan en el canal turístico Santa Cruz; el grupo de los ascomicetes 
de agua dulce considerados facultativos o de origen terrestre serán los más frecuentes debido al 
alto grado de perturbación del medio, mientras que los ascomicetes estrictos cuya presencia es 
característica en los cuerpos de agua no perturbados y que podrían indicar un buen 
funcionamiento ecológico de ese sistema, serán los menos frecuentes, considerados raros y en 
peligro de extinción. 
 11 
 Se observará una diferencia significativa entre la diversidad de los ascomicetes que se registren 
en cada uno de los puntos de muestreo. 
 Se registrará una mayor diversidad de los ascomicetes durante la época de mayor precipitación 
pluvial, debido a un incremento en la entrada de restos vegetales al canal, y en general, de 
material de origen diverso. 
 Se obtendrá una sonda específica para detectar al menos un ascomicete en una muestra 
ambiental de agua del Canal Santa Cruz. 
 
Para investigar los puntos anteriores se establecieron los siguientes objetivos: 
 
 Evaluar la diversidad espacial y temporal de los hongos acuáticos, con énfasis en los ascomicetes 
que crecen sobre la madera en cuatro puntos del Canal Santa Cruz, Delegación de Xochimilco, 
Distrito Federal, con diferente actividad antropogénica durante las temporadas de menor y mayor 
precipitación anual. 
 Elaborar una sonda de oligonucleótidos específicos a partir de una o más especies para poder 
recuperar estos organismos de muestras ambientales de agua. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 12 
4 MATERIALES Y MÉTODOS 
 
4.1 DESCRIPCIÓN DEL ÁREA DE ESTUDIO 
La Delegación de Xochimilco (Figura 1) se encuentra al sur de la Ciudad de México a una altura de 
2,240 msnm y representa el 7.9% de la superficie de la ciudad. Sus coordenadas geográficas son al 
norte 19° 19', al sur 19° 09', al este 99° 00', al oeste 99° 09' de longitud oeste. Colinda al norte con las 
delegaciones Tlalpan, Coyoacán, Iztapalapa y Tláhuac; al este con las delegaciones Tláhuac y Milpa 
Alta; al sur con las delegaciones Milpa Alta y Tlalpan; y al oeste con la delegación Tlalpan. De 
acuerdo a la clasificación de García (1973) Xochimilco posee un clima templado subhúmedo con 
lluvias en verano (Cw1). La temperatura promedio es de 15º C, alcanzando los 21º C en el mes más 
caluroso (INEGI, 2008). La precipitación en la cuenca de Xochimilco es de unos 970 mm anuales en la 
zona lacustre y la concentración de lluvias ocurre entre los meses de junio a octubre principalmente 
(INEGI, 2008). La Delegación cuenta con una amplia red de canales primarios y secundarios que 
abarca 189 km de extensión, posee algunas lagunas, zonas chinamperas y nueve embarcaderos 
turísticos. 
 El Canal Santa Cruz (Figura 1) está ubicado en el sur de la zona metropolitana de la Ciudad de 
México, se encuentra dentro de la zona turística y es uno de los más frecuentados por visitantes 
locales, nacionales y extranjeros, convirtiéndolo en un lugar de gran importancia económica y cultural. 
La vegetación cercana al canal es variada y se pueden encontrar ahuejotes, casuarinas, eucaliptos y 
diferentes plantas ornamentales presentes en los diferentes jardines domésticos; además se observan 
invernaderos y algunas zonas de cultivo. Cuenta con tres embarcaderos el Santa Cruz, el San Nicolás y 
Nuevo Nativitas; posee una longitud de 2 km, una anchura de 8 a 10 m, y una profundidad de 40 cm a 
1.70 m. 
 
4.2 DIVERSIDAD DE LOS HONGOS DULCEACUÍCOLAS 
4.2.1 MUESTREO 
En el Canal Santa Cruz se realizaron dos muestreos, en febrero y agosto del año 2007, que 
corresponden a los meses que han registrado la mínima y máxima precipitación de la temporada seca y 
de lluvias, respectivamente. En ambos muestreos se empleó y modificó el método de Jones (1971) que 
consiste en la sumersión e incubación de carnadas de madera. Se elaboraron 12 carnadas, cada una con 
seis bloques de madera de 10 cm de ancho × 20 cm de largo × 2 cm de espesor. A cada bloque se le 
realizaron dos perforaciones, la primera a 5 cm del bordesuperior y la segunda a 5 cm del borde 
inferior. Los seis bloques se alinearon a la altura de las perforaciones, se separaron con segmentos de 
 13 
manguera de hule de 2 cm de largo, con el objeto de aumentar el área de colonización, y se unieron 
pasando por los orificios una cuerda de nylon. En el extremo inferior de la carnada se amarró un lastre 
 
MÉXICO
Océano Pacífico
Golfo de México Ciudad de
México
Delegación de
Xochimilco
Zona de canales
Canal Santa Cruz
 
Fig. 1. Mapa que muestra la localización de la Ciudad de México, la Delegación de Xochimilco y el Canal Santa Cruz. Google 
Earth, 2009. 
 14 
para mantenerla sumergida, mientras que la cuerda del extremo superior sirvió para sujetar la carnada a 
la orilla del canal (Figura 2). La modificación al método de Jones (1971) consistió en usar seis bloques 
de madera de tipos diferentes, tres de origen tropical: Virola sp., Tabebuia donnell-smithii, Bucida 
buceras, y tres de origen templado: Pinus sp., Cupressus lindleyi y Abies religiosa en lugar de dos 
bloques de un solo tipo de madera (Pinus sp.) con el objeto de tratar de obtener una mayor diversidad 
mediante este método. 
Se utilizaron 12 carnadas para cada muestreo y se sumergieron un total de 144 bloques de 
madera. 
 
4.2.2 SUMERSIÓN DE LAS CARNADAS DE MADERA 
En ambos muestreos se establecieron cuatro estaciones a lo largo del Canal Santa Cruz (Figura 3) en 
lugares con diferente actividad antropogénica en sus márgenes (Figuras 4-7). En cada estación se 
sumergieron tres carnadas de madera y estas permanecieron sumergidas durante ocho semanas. 
 
4.2.3 PROCESAMIENTO E INCUBACIÓN DE LA MUESTRA 
Al término del periodo de sumersión, las carnadas se sacaron del agua, se desarmaron y cada bloque se 
colocó en una bolsa Zip-log® estéril para transportarlos al laboratorio donde se procesaron antes de 24 
horas. Cada bloque de madera se lavó con agua de la llave y posteriormente se colocó en una caja 
estéril de plástico con tapa hermética y una toalla de papel estéril en el fondo la cual se humedeció con 
agua destilada estéril. Los bloques de madera colocados en estas cámaras húmedas se incubaron 
durante cuatro semanas bajo condiciones ambientales de laboratorio y condiciones normales de luz 
para permitir el desarrollo de los hongos. Al concluir el período de incubación la superficie de cada 
bloque se examinó con un estereomicroscopio Olympus B202, para localizar y fotografiar a diferentes 
magnificaciones las estructuras reproductoras meiospóricas y mitospóricas de los ascomicetes. 
 
4.2.4 IDENTIFICACIÓN DE LOS HONGOS DULCEACUÍCOLAS 
Los bloques incubados se examinaron cuidadosamente mediante microscopía de campo brillante, 
contraste diferencial de fases, campo oscuro y electrónica de barrido para poder localizar e identificar 
los hongos. De los hongos obtenidos se realizaron preparaciones las cuales se observaron y 
fotografiaron con un microscopio Olympus SZ-PT a diferentes magnificaciones. Se llevaron a cabo 
mediciones de las estructuras morfológicas para identificar los organismos mediante las claves de 
ascomicetes dulceacuícolas (Ho et al., 1997; Cai et al., 2003) y de hongos mitospóricos (Goh y Tsui, 
2003), además de literatura especializada como artículos, monografías y otros tratados taxonómicos. 
 15 
 
 
 
Pinus sp.
Cupressus lindleyi
Abies religiosa
Virola sp.
Tabebuia donnell-smithii
Bucida buceras
Orificios
Bloque de Madera
Orificios
Manguera de 
hule
Cuerda
 
Fig. 2. Esquema de la carnada de madera empleada para obtener los hongos dulceacuícolas en el Canal Santa Cruz, Xochimilco. 
 
 16 
 
Fig. 3. Foto aérea del Canal Santa Cruz que muestra los cuatro puntos de muestreo. INEGI, 2003. 
 
4.2.5 AISLAMIENTO Y CULTIVO DE LOS HONGOS DULCEACUÍCOLAS 
Cada especie fúngica diferente se aisló siguiendo la metodología propuesta por Choi y colaboradores 
(1999), se cultivó en cajas de Petri con medio Agar-V8 y se cuantificó su frecuencia de aparición sobre 
la madera. 
 
4.2.6 CONSERVACIÓN Y REGISTRO DE LOS MICROMICETES DULCEACUÍCOLAS 
Para conservar los hongos se realizaron preparaciones en lactofenol, alcohol polivinílico y de doble 
cubreobjetos (Volkmann-Kohlmeyer y Kohlmeyer, 1996), asimismo se seleccionaron aquellos bloques 
de madera que sirvieran como ejemplares de herbario. Los bloques se deshidrataron y se colocaron en 
cajas de herbario las cuales se etiquetaron y se depositaron en el Herbario Nacional (MEXU). 
 
 17 
4 5
6 7
Figs. 4-7. Estaciones de muestreo en el Canal Santa Cruz, Xochimilco. Fig. 4. Primera estación de muestreo frente al embarcadero 
Santa Cruz. Fig. 5. Segunda estación de muestreo frente a la zona de invernaderos. Fig. 6. Tercera estación de muestreo junto a un 
invernadero. Fig. 7. Cuarta estación de muestro en el embarcadero San Cristóbal.
 
Figs. 4-7. Estaciones de muestreo en el Canal Santa Cruz, Xochimilco. Fig. 4. Primera estación de muestreo cerca del embarcadero 
Santa Cruz. Fig. 5. Segunda estación de muestreo frente a la zona de invernaderos. Fig. 6. Tercera estación de muestreo junto a un 
invernadero. Fig. 7. Cuarta estación de muestro en el embarcadero San Cristóbal. 
 
4.3 DISEÑO DE UNA SONDA DE OLIGONUCLEÓTIDOS PARA IDENTIFICAR MICROMICETES 
DULCEACUÍCOLAS UTILIZANDO EL GEN 18S ADNR 
Selección de los hongos para la elaboración de la sonda. Se seleccionaron dos de los hongos cuya 
identificación no fue posible a través de los métodos tradicionales. Estos organismos se cultivaron en 
medio líquido glucosa-extracto de levadura extracto de malta (GMY) con agitación constante durante 
cuatro días a 25° C. 
Extracción del ADN genómico de hongos. El ADN genómico fue extraído utilizando un UltraClean 
Soil DNA Isolation Kit de la marca MO-BIO, y se siguieron las instrucciones suministradas por el 
fabricante. 
Amplificación y purificación del gen 18S ADNr. Los genes 18S ADNr de cada hongo se amplificaron 
utilizando la técnica de reacción en cadena de la polimerasa (PCR), se emplearon los oligonucleótidos 
 18 
universales reportados por Borneman y Hartin (2000) bajo las siguientes condiciones: 95° C, 45 seg, 
58° C, 45 seg y 72° C, 1 min durante 35 ciclos. Posteriormente se realizó un ciclo más a 72° C durante 
10 min. Se prepararon dos soluciones stock con las siguientes concentraciones: 1µl de ADN genómico 
(100ng), buffer 1.5 µl (10X), dNTPS 1µl (10µm), oligonucleótidos 2µl (15pm) y enzima 2µl (5 U). 
Purificación de los Fragmentos Amplificados. El producto del PCR se purificó a partir de un gel de 
agarosa al 1% teñido con bromuro de etidio. Se empleó el QIAquick PCR purification kit de la marca 
QIAGEN, y se siguieron las instrucciones proporcionadas por el fabricante. 
Secuenciación. El producto purificado se mandó a secuenciar a la Unidad de Síntesis del Instituto de 
Biotecnología de la UNAM (IBT-UNAM). 
Análisis de secuencias. Se realizó un alineamiento de las secuencias obtenidas del gen 18S ADNr con 
el programa Blast-N (Zhang et al., 2000) con secuencias de diferentes hongos y otros organismos 
publicadas en el GenBank. 
Diseño de los oligos específicos. De los alineamientos obtenidos se determinaron las secuencias 
específicas para el gen 18S ARNr del hongo A8, y utilizando el programa Oligos 6.2 (Kalendar et al., 
2009) para diseñar los oligonucleótidos específicos. Los oligonucleótidos se mandaron sintetizar a la 
Unidad de Síntesis del IBT-UNAM. 
Amplificación del gen 18S ARNr utilizando los oligonucleótidos específicos. La amplificación se llevó 
a cabo por medio de PCR utilizando los oligonucleótidos 18SHg5 5’ 
GGTTCTATTTTGTTGGTTTCTAGG 3’ y el RvSpE 5’ TAAGAAGCCAGCGGCCCGCAG 3’, bajo 
las siguientes condiciones: 95° C, 45 seg, 62° C, 45 seg y 72° C, 1 min durante 35 ciclos. 
Posteriormente se realizó un ciclo más a 72° C durante 10 min. 
 
4.4 DETERMINACIÓN DE BACTERIAS COLIFORMES TOTALES Y FECALES 
Para determinar la cantidad de bacterias en cada estación de muestreo se tomaron muestras 
subsuperficialesde 500 ml del agua del Canal Santa Cruz, y se siguió la Técnica de Fermentación de 
Tubos Múltiples (APHA, 1992), y los resultados obtenidos se reportaron por el número más probable 
(NMP). 
 
4.5 DETERMINACIÓN DE LOS PARÁMETROS FISICOQUÍMICOS 
Para poder evaluar de una forma más completa la diversidad y abundancia de los hongos con relación 
a su distribución espacial y temporal en los dos muestreos, se determinaron in situ y a la misma hora 
del día el pH, oxígeno disuelto y temperatura del agua, en cada estación con un oxímetro portátil YSI 
Model 51B. 
 19 
En ambos muestreos se tomaron muestras de 500 ml de agua subsuperficial en cada estación 
para medir en el laboratorio la materia orgánica disuelta mediante la Demanda Química de Oxígeno 
por la Técnica de Reflujo. De la misma forma se tomaron muestras de agua para evaluar el fósforo 
soluble por la Técnica del Ácido Ascórbico (APHA, 1992). 
 
4.6 ANÁLISIS DE LOS DATOS 
Para evaluar la diversidad de los ascomicetes del Canal Santa Cruz, los valores se ordenaron por 
estaciones de muestreo en las matrices de datos para el análisis espacial, y por temporadas de secas y 
lluvias, para la evaluación temporal. Los datos se analizaron aplicando los mismos análisis estadísticos, 
pero los resultados se interpretaron en forma diferente, respectivamente. La abundancia de las especies 
(n) se expresó como el número de frecuencias individuales de una especie. La abundancia relativa (AR), la 
cual se expresó como porcentaje, permitió identificar a las especies dominantes comunes y raras. 
Para comparar la abundancia relativa de las especies y la abundancia de las especies principales 
que incidieron en más de una muestra, las especies se acomodaron en orden descendente según su 
abundancia. Para enfatizar los hongos dominantes y los raros, la abundancia total de cada especie se 
presentó en orden descendente (Bills y Polishook, 1994). 
Para analizar la similitud entre las cuatro estaciones de muestreo se aplicó el índice de similitud 
de Sørensen (1948). Este índice se expresa como valores que van de 0 a 100, para cuantificar desde la 
disimilitud total hasta la semejanza completa, respectivamente (Halffter y Ezcurra 1992). 
S= 2C / a + b X 100 
donde: 
S= Índice de similitud de Sørensen. 
C= Número de géneros comunes para ambos puntos de recolección. 
a= Número de géneros de un punto de recolección. 
b= Número de géneros de otro punto de recolección. 
Para conocer la diversidad en cada una de las estaciones de muestreo y en las dos temporadas 
se aplicó el índice de diversidad de Shannon y Weaver (1949). 
 
 
 20 
s 
H= -Σ (pi) (log2 pi) 
i=1 
donde: 
H= Índice de diversidad de Shannon. 
s= Número de especies. 
pi= Proporción del número de individuos de la especie i con respecto al total 
Para conocer si hubo diferencias significativas entre la diversidad en las temporadas de secas y 
lluvias y además entre cada una de las estaciones de muestro se aplicó un análisis de varianza 
(ANOVA), efectuado con el programa Statistica versión 8.0 (StatSoft, Inc., 2007). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 21 
5 RESULTADOS 
 
5.1 DIVERSIDAD DE LOS MICROMICETES DULCEACUÍCOLAS LIGNÍCOLAS DEL CANAL SANTA 
CRUZ 
Como resultado general de los dos muestreos realizados en el Canal Santa Cruz se sumergieron 144 
bloques de madera (24 carnadas totales), se recuperaron 126 bloques (21 carnadas) y de estos 
solamente 116 bloques presentaron crecimiento fúngico. Se registraron un total de 28 ascomicetes (13 
meiospóricos y 15 mitospóricos) (Tabla 1) (Figuras 8-32). 
 
Tabla 1. Ascomicetes dulceacuícolas lignícolas registrados en la temporada seca y de lluvias en el Canal Santa Cruz, Xochimilco, 
Distrito Federal, México. 
Reino Fungi Orden Familia Genero y Especie 
 Phylum Ascomycota 
 Clase Ascomycete 
 Incertae sedis 
 Incertae sedis 
 Trichocladium sp. MI 
 Clase Dothideomycetes 
 Subclase Pleosporomycetidae 
 Capnodiales 
 
Mycosphaerellaceae 
 
 Passalora clematidis 
(R.K. Verma & Kamal) 
U. Braun & Crous, 2003 
MI
 
 Pleosporales Tubeufiaceae 
 Helicosporium sp. MI 
 Incertae sedis 
 Phoma sp. MI 
 Dictyosporium sp. MI 
 
Massarinaceae 
 
 Massarina sp. ME 
 Mytilinidiaceae 
 Taeniolella rudis (Sacc.) 
S. Hughes, 1958
 MI
 
 
 Incertae sedis 
 Incertae sedis 
 Bactrodesmium sp. MI 
 Monotosporella sp. MI 
 Clase Eurotiomycetes 
……Subclase Eurotiomycetidae 
 Eurotiales 
 Trichocomaceae 
 Penicillium sp. MI 
 Clase Sordariomycetes 
 Subclase Sordariomycetidae 
 Diaporthales 
 22 
 Diaporthaceae 
 Phomopsis sp. MI 
 Sordariales 
 Incertae sedis 
 Ascolacicola aquatica 
Ranghoo & K.D. Hyde, 
1998
 ME
 
 Conioscyphascus 
varius Réblová & Seifert, 
2004
 ME 
 Lasiosphaeriaceae 
 Bombardia sp. ME 
 Podospora sp. ME 
 Lasiosphaeria sp. ME 
 Chaetomiaceae 
 Chaetomium globosum 
Kunze, 1817
 ME
 
 Incertae sedis 
 Magnaporthaceae 
 Ophioceras commune 
Shearer, J.L. Crane & W. 
Chen, 1999
 ME
 
 Subclase Hypocreomycetidae 
 Hypocreales 
 Nectriaceae 
 Nectria rishbethii C. 
Booth, 1959
 ME
 
 Fusarium sp. MI 
 Microascales 
 Ceratosystidaceae 
 Ceratosystis sp. ME 
 Microascaceae 
 Graphium sp. MI 
 Petriella guttulata G.L. 
Barron & Cain, 1961
 ME
 
 Halosarphariaceae 
 Naïs inornata Kohlm., 
1962
 ME
 
Incertae sedis 
 Incertae sedis 
 Incertae sedis 
 Triadelphia uniseptata 
(Berk. & Broome) P.M. 
Kirk, 1983 MI 
 Clase Orbiliomycetes 
 Subclase Orbiliomycetidae 
 Orbiliales 
 Orbiliaceae 
 Arthrobotrys 
oligospora Fresen, 1850 
MI
 
Ascomicetes no identificados AME 
 AMI 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico, ME = ascomicete meiospórico, MI = ascomicete mitospórico. 
 
 23 
 
 
 
 
 
 
 
8 9 
10 
 
11 
12 
Figs. 8-9. Ascolacicola aquatica. Fig. 8. Ascoma sobre la madera, × 64. Fig. 9. Ascas con ascosporas, × 121. Fig. 10. 
Podospora sp. Peritecios con cirro creciendo sobre la madera, × 10. Figs. 11-13. Petriella guttulata. Fig. 11. Ascomas 
creciendo sobre la madera, × 5. Fig. 12. Ascoma y ascosporas, × 15. Fig. 13. Ascosporas × 83. 
 
 
 
 
13 
 24 
 
 
 
 
 
14 15 
16 
18 
Figs. 14-19. Nectria rishbethii. Fig. 14. Ascomas creciendo sobre la madera, × 85. Fig. 15. Ascoma maduro, × 110. Fig. 
16. Ascoma abierto, × 140. Fig. 17. Asca con ascosporas, × 1100. Figs. 18-19. Ascosporas, ×1000, × 1200. 
17 
19 
 25 
 
 
 
 
 
20 21 
23 24 
25 
22 
Figs. 20-22. Arthrobotrys oligospora. Fig. 20. Colonia creciendo sobre la madera, × 5. Fig. 21. Conidióforos maduros, × 
57. Fig. 22. Conidiosporas, × 716. Figs. 23-24. Helicosporium sp. Conidiosporas maduras de × 500, × 1250. Fig. 25. 
Passalora clematidis. Sinemas creciendo sobre la madera, × 12. Fig. 26. Phoma sp. Picnidio creciendo sobre la madera, 
×50. 
26 
 26 
 
 
 
 
 
 
27 
29 30 
31 32 
28 
Figs. 27-28. Phoma sp. Fig. 27. Fotomicrografía electrónica de barrido de los picnidios, × 68. Fig. 28. Fotomicrografía 
electrónica de barrido del pincidio y las conidiosporas, × 130. Figs. 29-31. Taeniolella rudis. Figs. 29-30. Racimos de 
conidióforos creciendo sobre la madera, × 81, × 135. Fig. 31. Cadenas de macroconidios, × 250. Fig. 32. Trichocladium 
sp. conidiosporas, × 360. 
 27 
5.2 EVALUACIÓN DE LA DIVERSIDAD 
Las especies que presentaron la mayor abundancia fueron Passalora clematidis (18%), Arthrobotrys 
oligospora (14.4%), Phoma sp. (13.3%) y Graphium sp. (11.7%), mientras que Ceratocystis sp. 
(0.3%), Lasiosphaeria sp. (0.3%), Nectria rishbethii (0.3%), Dictyosporium sp. (0.3%) y Ophioceras 
commune (0.3%) registraron la menor abundancia (Tabla 2). 
La curva de acumulación de especies que se obtuvo a partir de los datos registrados en ambos 
muestreos indica que el número de unidades de muestra empleadas proporcionan una estimación 
confiablede la comunidad de hongos del Canal Santa Cruz (Figura 33). 
Se obtuvieron nueve ascomicetes dulceacuícolas estrictos, 10 ascomicetes dulceacuícolas 
facultativos, siete especies terrestres y dos hongos sin identificar. 
 
0
5
10
15
20
25
30
35
1 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100 105 110 115 120
Tamaño de la muestra
Ri
qu
ez
a 
de
 e
sp
ec
ie
s
 
Fig. 33. Curva de acumulación de los hongos registrados en las dos temporadas en el Canal Santa Cruz, Xochimilco, México. 
 
5.2.1 EVALUACIÓN TEMPORAL DURANTE LA TEMPORADA SECA Y DE LLUVIAS 
En la temporada seca se sumergieron 72 bloques de madera (12 carnadas) los cuales se recuperaron en 
su totalidad. Se registró la mayor diversidad con 24 ascomicetes y la mayor abundancia. Se 
encontraron siete especies dulceacuícolas estrictas y ocho facultativas (Tabla 3). Passalora clematidis, 
Phoma sp. y Graphium sp. fueron los más abundantes. Ceratocystis sp., N. rishbethii y Dictyosporium 
sp. registraron la menor abundancia. Monotosporella sp., Bombardia sp., Massarina sp., C. globosum, 
Fusarium sp., Helicosporium sp., Penicillium sp. Ceratocystis sp., N. rishbethii y Dictyosporium sp. 
solamente se registraron en esta temporada (Tabla 4). Únicamente tres especies estrictas 
Monotosporella sp., Bombardia sp. y Massarina sp., y dos facultativas N. rishbethii y Dictyosporium 
sp. se encontraron en la temporada seca (Tabla 4). 
 28 
En la temporada de lluvias se sumergieron 72 bloques de madera y solamente se recuperaron 
54. Se registró la menor diversidad con 18 ascomicetes y la menor abundancia. Se encontraron seis 
especies dulceacuícolas estrictas y seis facultativas (Tabla 3). Arthrobotrys oligospora y P. clematidis 
fueron los hongos más abundantes. Petriella guttulata, Taeniolella rudis, Lasiosphaeria sp. y O. 
commune registraron la menor abundancia (Tabla 4). Bactrodesmium sp., Conioscyphascus varius, 
Lasiosphaeria sp. y O. commune solamente se registraron en esta temporada. Solamente dos especies 
estrictas, Bactrodesmium sp. y O. commune, y dos facultativas, C. varius, Lasiosphaeria sp. se 
reportaron en esta temporada. 
 
Tabla 2. Abundancia y diversidad de los ascomicetes registrados en el Canal Santa Cruz, Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Abundancia (n) Frecuencia (%) 
Passalora clematidis 54 18.0 
Arthrobotrys oligospora 43 14.4 
Phoma sp. 40 13.3 
Graphium sp. 35 11.7 
Phomopsis sp. 21 7.0 
Petriella guttulata 16 5.3 
Ascolacicola aquatica 12 3.6 
Podospora sp. 11 3.6 
AMI no identificado 10 3.3 
Bactrodesmium sp. 8 2.6 
Monotosporella sp. 6 2.0 
Naïs inornata 5 1.6 
Taeniolella rudis 5 1.6 
Trichocladium sp. 5 1.6 
Triadelphia uniseptata 4 1.3 
Bombardia sp. 3 1.0 
Massarina sp. 3 1.0 
AME no identificado 3 1.0 
Chaetomium globosum 2 0.6 
Fusarium sp. 2 0.6 
Helicosporium sp. 2 0.6 
Penicillium sp. 2 0.6 
Conioscyphascus varius 2 0.6 
Ceratocystis sp. 1 0.3 
Lasiosphaeria sp. 1 0.3 
Nectria rishbethii 1 0.3 
Dictyosporium sp. 1 0.3 
Ophioceras commune 1 0.3 
Frecuencias totales 299 
% de frecuencias 100 
Número total de ascomicetes 28 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico. 
 
Se registraron 14 hongos comunes para ambos muestreos: P. clematidis, A. oligospora, Phoma 
sp., Graphium sp., Phomopsis sp., P. guttulata, A. aquatica, Podospora sp., N. inornata, T. rudis, 
 29 
Trichocladium sp., T. uniseptata, AMI no identificado y AME no identificado. Se registraron cuatro 
ascomicetes dulceacuícolas estrictos y cuatro facultativos en común en ambos muestreos (Tabla 4). 
El Índice de Diversidad de Shannon calculado para las dos temporadas indicó que la mayor 
diversidad se obtuvo en la temporada seca (H’ = 1.144) y la menor en la época de lluvias (H’ = 0.804) 
(Tabla 4). El Índice de Similitud de Sørensen mostró una ligera similitud entre ambas temporadas (S’ = 
66.6). 
 
Tabla 3. Diferentes grupos ecológicos de hongos registrados durante la temporada seca y de lluvias en el Canal Santa Cruz, 
Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Temporada Seca Temporada Lluvias 
Ascolacicola aquatica* x x 
Bactrodesmium sp.* x 
Bombardia sp.* x 
Massarina sp.* x 
Monotosporella sp.* x 
Naïs inornata* x x 
Ophioceras commune* x 
Trichocladium sp.* x x 
Triadelphia uniseptata* x x 
Chaetomium globosum** x 
Conioscyphascus varius** x 
Dictyosporium sp.** x 
Helicosporium sp.** x 
Lasiosphaeria sp.** x 
Nectria rishbethii** x 
Passalora clematidis** x x 
Phoma sp.** x x 
Phomopsis sp.** x x 
Taeniolella rudis** x x 
Arthrobotrys oligospora *** x x 
Ceratocystis sp.*** x 
Fusarium sp.*** x 
Graphium sp.*** x x 
Petriella guttulata*** x x 
Penicillium sp.*** x 
Podospora sp.*** x x 
AMI no Identificado x x 
AME no Identificado x x 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico, * = ascomicete dulceacuícola estricto, 
** = ascomicete dulceacuícola facultativo, *** = ascomicete terrestre. 
 
5.2.2 EVALUACIÓN ESPACIAL EN EL CANAL SANTA CRUZ 
Se registraron diversas especies dulceacuícolas estrictas, facultativas y terrestres en las cuatro 
estaciones de muestreo (Tabla 5). Como resultado del análisis de los dos muestreos la segunda estación 
presentó la mayor abundancia (28.7%), mientras que la menor se registró en la cuarta estación 
(22.4%). La mayor diversidad de ascomicetes se obtuvo en la tercera estación con 22 especies y la 
menor en la primera estación con 13 especies (Tabla 6). 
 30 
Las especies más abundantes en todas las estaciones fueron: P. clematidis, A. oligospora y 
Phoma sp. (Tabla 6). Las especies que sólo se registraron una vez fueron: Lasiosphaeria sp., N. 
rishbethii, Dictyosporium sp. y O. commune. Se registraron nueve especies comunes para las cuatro 
estaciones de muestreo: P. clematidis, A. oligospora, Phoma sp., Graphium sp., Phomopsis sp., P. 
guttulata, A. aquatica, Podospora sp., y Trichoacladium sp. (Tabla 6). 
 Las estaciones que presentaron la mayor diversidad de ascomicetes dulceacuícolas estrictos 
fueron la tercera con ocho especies y la segunda con siete. La menor diversidad se presentó en la 
primera estación con cuatro especies (Tabla 6). La mayor abundancia se registró en la segunda estación 
y la menor en la primera. Solamente A. aquatica y Trichocladium sp. se presentaron en las cuatro 
estaciones (Tabla 6). 
La estación que presentó la mayor diversidad de ascomicetes dulceacuícolas facultativos fue la 
tercera con ocho especies; la menor diversidad se obtuvo en la primera estación. La mayor abundancia 
se registró en las primeras tres estaciones y la menor en la cuarta estación. Solamente P. clematidis, 
Phoma sp. y Phomopsis sp. se presentaron en las cuatro estaciones (Tabla 6). 
El Índice de Diversidad de Shannon calculado para los cuatro puntos de muestreo indicó que la 
mayor diversidad se obtuvo en la tercera estación (H’ = 1.152) y la menor diversidad en la primera 
estación (H’ = 0.976) (Tabla 6). El Índice de Similitud de Sørensen mostró que la segunda y tercera 
estación presentaron la mayor similitud, mientras que la primera y segunda estación, y la primera y 
tercera estación presentaron la menor similitud (Tabla 7). 
Se registraron los valores de diversos parámetros abióticos y bióticos en cada estación de 
muestreo así como los datos de precipitación para las dos temporadas del año (Tabla 8). 
 El Análisis de Varianza mostró que no hubo diferencias significativas entre la diversidad 
registrada en cada una de las estaciones de muestreo (P = 0.20029), ni entre los dos muestreos (P = 
0.4450). 
 
5.3 PREFERENCIA POR EL TIPO DE MADERA 
La madera que presentó la mayor abundancia y diversidad de especies fue Virola sp., seguida por B. 
buceras y Pinus sp. La menor diversidad se registró en C. lindleyi, mientras que en A. religiosa se 
obtuvo la menor abundancia (Tabla 9). 
 
 
 
 
 
 
 31 
Tabla 4. Abundancia y diversidad de los ascomicetes registrados durante la temporada seca y de lluvias en el Canal Santa Cruz,Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Temporada 
Seca 
Temporada 
Lluvias 
Abundancia 
(n) 
Frecuencia 
(%) 
Passalora clematidis 31 23 54 18.0 
Arthrobotrys oligospora 16 27 43 14.4 
Phoma sp. 26 14 40 13.3 
Graphium sp. 23 12 35 11.7 
Phomopsis sp. 11 10 21 7.0 
Petriella guttulata 15 1 16 5.3 
Ascolacicola aquatica 1 11 12 3.6 
Podospora sp. 9 2 11 3.6 
AMI no identificado 9 1 10 3.3 
Bactrodesmium sp. 0 8 8 2.6 
Monotosporella sp. 6 0 6 2.0 
Naïs inornata 2 3 5 1.6 
Taeniolella rudis 4 1 5 1.6 
Trichocladium sp. 3 2 5 1.6 
Triadelphia uniseptata 2 2 4 1.3 
Bombardia sp. 3 0 3 1.0 
Massarina sp. 3 0 3 1.0 
AME no identificado 2 1 3 1.0 
Chaetomium globosum 2 0 2 0.6 
Fusarium sp. 2 0 2 0.6 
Helicosporium sp. 2 0 2 0.6 
Penicillium sp. 2 0 2 0.6 
Conioscyphascus varius 0 2 2 0.6 
Ceratocystis sp. 1 0 1 0.3 
Lasiosphaeria sp. 0 1 1 0.3 
Nectria rishbethii 1 0 1 0.3 
Dictyosporium sp. 1 0 1 0.3 
Ophioceras commune 0 1 1 0.3 
Frecuencias totales 177 122 299 
% de frecuencias 59.2 40.8 100 
Número total de ascomicetes 28 
Número total de ascomicetes 
por muestreo 
 
24 
 
18 
 
Índice de Diversidad (H’) 1.144 1.009 
Equitatividad (J’) 0.829 0.804 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico. 
 
Los hongos que presentaron la mayor abundancia sobre las diferentes maderas fueron: P. 
clematidis en Virola sp., B. buceras y Pinus sp.; A. oligospora en T. donnell-smithii; Phoma sp. y P. 
guttulata en B. buceras; y Phomopsis sp. en C. lindleyi. Las únicas especies que crecieron en los seis 
tipos de madera fueron: P. clematidis, A. oligospora, Phoma sp., Graphium sp. y Graphium sp. y 
Phomopisi sp. Los hongos que registraron la menor abundancia y crecieron una sola vez sobre un solo 
tipo de madera fueron: Ceratocystis sp., Lasiosphaeria sp., N. rishbethii, Dictyosporium sp. y O. 
commune (Tabla 9). 
 32 
La madera Virola sp. registró la mayor diversidad (7 taxa) y abundancia de especies 
dulceacuícolas estrictas, mientras que T. donnell-smithii presentó la menor diversidad (2 taxa) y C. 
lindleyi la menor abundancia. Ninguna especie dulceacuícola estricta se obtuvo en todos los tipos de 
madera. La mayor diversidad de especies dulceacuícolas facultativas también se obtuvo en Virola sp., 
(7 taxa) y la menor en C. lindleyi (3 taxa). La mayor abundancia se presentó en Virola sp., y B. buceras 
y la menor en T. donnell-smithii. Solamente tres especies facultativas se registraron en todos los tipos 
de madera (Tabla 9). 
 
Tabla 5. Diferentes grupos ecológicos de hongos registrados en las cuatro estaciones durante los dos muestreos en el Canal Santa 
Cruz, Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Estaciones de muestro 
 1 2 3 4 
Ascolacicola aquatica* x x x x 
Bactrodesmium sp.* x x x 
Bombardia sp.* x 
Massarina sp.* x x x 
Monotosporella sp.* x x x 
Naïs inornata* x x x 
Ophioceras commune* x 
Trichocladium sp.* x x x x 
Triadelphia uniseptata* x x 
Chaetomium globosum** x x 
Conioscyphascus varius** x 
Dictyosporium sp.** x 
Helicosporium sp.** x 
Lasiosphaeria sp.** x 
Nectria rishbethii** x 
Passalora clematidis** x x x x 
Phoma sp.** x x x x 
Phomopsis sp.** x x x x 
Taeniolella rudis** x x x 
Arthrobotrys oligospora *** x x x x 
Ceratocystis sp.*** x 
Fusarium sp.*** x x x 
Graphium sp.*** x x x x 
Petriella guttulata*** x x x x 
Penicillium sp.*** x 
Podospora sp.*** x x x x 
AMI no Identificado x x x 
AME no Identificado x 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico, * = ascomicete dulceacuícola estricto, 
** = ascomicete dulceacuícola facultativo, *** = ascomicete terrestre. 
 
El Índice de Diversidad de Shannon calculado para los seis tipos de madera empleados en el 
Canal Santa Cruz mostró que Virola sp. presentó la mayor diversidad de especies (H’ = 1.131), 
mientras que C. lindleyi registró la menor (H’ = 0.794) (Tabla 9). 
El Índice de Similitud de Sørensen calculado para comparar cada tipo de madera empleado en 
el Canal Santa Cruz, indicó que las maderas que presentaron la mayor similitud de especies fueron 
 33 
Pinus sp. - C. lindleyi (S’ = 70.0) y Pinus sp. - A. religiosa (S’ = 70.0), y la que presentó la menor 
similitud fue Virola sp. - T. donnell-smithii (S’ = 41.4) (Tabla 10). 
 
Tabla 6. Abundancia y diversidad de los ascomicetes registrados en las cuatro estaciones durante los dos muestreos en el Canal 
Santa Cruz, Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Estaciones de muestro Abundancia Frecuencia 
 1 2 3 4 (n) (%) 
Passalora clematidis 14 10 15 15 54 18.0 
Arthrobotrys oligospora 13 11 10 9 43 14.4 
Phoma sp. 12 15 9 4 40 13.3 
Graphium sp. 9 10 4 12 35 11.7 
Phomopsis sp. 8 8 2 3 21 7.0 
Petriella guttulata 6 5 2 3 16 5.3 
Ascolacicola aquatica 2 4 4 2 12 3.6 
Podospora sp. 4 1 2 4 11 3.6 
AMI no identificado 0 1 3 6 10 3.3 
Bactrodesmium sp. 0 3 4 1 8 2.6 
Monotosporella sp. 0 2 2 2 6 2.0 
Naïs inornata 0 2 1 2 5 1.6 
Taeniolella rudis 1 2 2 0 5 1.6 
Trichocladium sp. 2 1 1 1 5 1.6 
Triadelphia uniseptata 0 3 1 0 4 1.3 
Bombardia sp. 0 3 0 0 3 1.0 
Massarina sp. 1 0 1 1 3 1.0 
AME no identificado 0 3 0 0 3 1.0 
Chaetomium globosum 0 1 1 0 2 0.6 
Fusarium sp. 0 1 1 0 2 0.6 
Helicosporium sp. 0 0 2 0 2 0.6 
Penicillium sp. 2 0 0 0 2 0.6 
Conioscyphascus varius 2 0 0 0 2 0.6 
Ceratocystis sp. 0 0 0 1 1 0.3 
Lasiosphaeria sp. 0 0 1 0 1 0.3 
Nectria rishbethii 0 0 1 0 1 0.3 
Dictyosporium sp. 0 0 0 1 1 0.3 
Ophioceras commune 0 0 1 0 1 0.3 
Frecuencias totales 76 86 70 67 299 
% de frecuencias 25.5 28.7 23.4 22.4 100 
Número total de ascomicetes 28 
Número total de ascomicetes por 
estación 
 
13 
 
19 
 
22 
 
16 
 
Índice de Diversidad (H’) 0.976 1.123 1.152 1.030 
Equitatividad (J’) 0.876 0.878 0.858 0.855 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico. 
 
Tabla 7. Índice de similitud (S’) para cada una de las estaciones de muestreo en las dos temporadas en el Canal Santa Cruz, 
Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Estaciones 
comparadas 
Índice de Similitud 
Estaciones 1-2 62.5 
Estaciones 1-3 62.8 
Estaciones 1-4 68.9 
Estaciones 2-3 82.9 
Estaciones 2-4 74.2 
Estaciones 3-4 73.6 
 
 
 34 
Tabla 8. Valores de algunos factores abióticos y bióticos del Canal Santa Cruz, Xochimilco, que se tomaron durante la realización 
de los muestreos. 
 Temporada seca Temporada de lluvias 
 Estaciones de muestreo 
 1 2 3 4 1 2 3 4 
Mat. org mg/LO2 154 251 88 151 555 295 25 75 
Fósforo mg/L 5.8 5.6 7.6 6.7 23 17.1 16 14.2 
pH 6.2 7.2 6.7 7.6 8.0 7.0 7.0 7.0 
O2 ml/L 3.8 3.8 4.8 3.8 6.9 6.2 7.0 2.6 
Temp °C 21.0 20.0 22.0 23.0 21.5 19.8 21.0 19.8 
Coliformes Totales NMP/ml 1600 2400 1600 52 83 2400 2400 54 
Coliformes Fecales NMP/ml 900 42 12 16 58 920 83 29 
Precipitación mm 4.4 145.8 
NMP = Número mas probable. 
 
Tabla 9. Abundancia y diversidad de los ascomicetes registrados en los seis tipos de madera durante la temporada seca y de lluvias 
en el Canal Santa Cruz, Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Ascomicetes Virola 
sp. 
Tabebuia 
donnell-
smithii 
Bucida 
buceras 
Pinus 
sp. 
Cupressus 
lindleyi 
Abies 
religiosa 
(n) (%) 
Passalora clematidis 11 7 12 15 3 6 54 18.0 
Arthrobotrys oligospora 6 11 7 8 9 2 43 14.4 
Phoma sp. 9 2 10 5 7 7 40 13.3 
Graphium sp. 9 6 9 2 8 1 35 11.7 
Phomopsis sp. 2 2 2 1 12 2 21 7.0 
Petriella guttulata 2 0 10 4 0 0 16 5.3 
Ascolacicola aquatica 1 0 0 4 1 6 12 3.6 
Podospora sp. 7 0 4 0 0 0 11 3.6 
AMI no identificado 6 3 1 0 0 0 10 3.3 
Bactrodesmium sp. 0 3 2 2 0 1 8 2.6 
Monotosporella sp. 0 2 1 2 1 0 6 2.0 
Naïs inornata 3 0 1 1 0 0 5 1.6 
Taeniolella rudis 0 0 0 3 0 2 5 1.6 
Trichocladium sp. 2 0 0 2 1 0 5 1.6 
Triadelphia uniseptata 1 0 0 0 0 3 4 1.3 
Bombardia sp. 1 0 2 0 0 0 3 1.0 
Massarina sp. 2 0 1 0 0 0 3 1.0 
AME no identificado 0 0 3 0 0 0 3 1.0 
Chaetomium globosum 0 2 0 0 0 0 2 0.6 
Fusarium sp. 1 0 0 1 0 0 2 0.6 
Helicosporium sp. 0 0 2 0 0 0 2 0.6 
Penicillium sp. 0 0 1 1 0 0 2 0.6 
Conioscyphascus varius 1 0 10 0 0 2 0.6 
Ceratocystis sp. 0 0 0 0 1 0 1 0.3 
Lasiosphaeria sp. 1 0 0 0 0 0 1 0.3 
Nectria rishbethii 1 0 0 0 0 0 1 0.3 
Dictyosporium sp. 1 0 0 0 0 0 1 0.3 
Ophioceras commune 1 0 0 0 0 0 1 0.3 
Frecuencias totales 68 38 69 51 43 30 299 
% de frecuencias 22.7 12.7 23.0 17.0 14.3 10 100 
Número total de ascomicetes 28 
Número total de ascomicetes por 
madera 
 
20 
 
9 
 
17 
 
14 
 
9 
 
9 
 
Índice de Diversidad (H’) 1.131 0.861 0.982 1.061 0.794 0.861 
Equitatividad (J’) 0.869 0.902 0.862 0.857 0.832 0.902 
AME = ascomicete meispórico, AMI = ascomicete mitospórico. 
 
 35 
Tabla 10. Índice de similitud (S’) para cada una de las maderas empleadas en los dos muestreos en el Canal Santa Cruz, 
Xochimilco, Distrito Federal, México. 
Maderas comparadas Índice de similitud 
Virola sp. - Tabebuia donnell-smithii 41.4 
Virola sp. - Bucida buceras 65.0 
Virola sp. - Pinus sp. 59.0 
Virola sp. - Cupressus lindleyi 59.0 
Virola sp. - Abies religiosa 59.0 
Tabebuia donnell-smithii - Bucida buceras 61.5 
Tabebuia donnell-smithii - Pinus sp. 60.8 
Tabebuia donnell-smithii - Cupressus lindleyi 66.6 
Tabebuia donnell-smithii - Abies religiosa 66.6 
Bucida buceras - Pinus sp. 64.5 
Bucida buceras - Cupressus lindleyi 46.0 
Bucida buceras - Abies religiosa 46.0 
Pinus sp. - Cupressus lindleyi 70.0 
Pinus sp. - Abies religiosa 70.0 
Cupressus lindleyi - Abies religiosa 66.0 
 
5.4 DISEÑO DE LA SONDA DE OLIGONUCLEÓTIDOS 
Usando como sustrato el ADN de dos hongos sin identificar (A1 y A8) y empleando los 
olignucleótidos universales diseñados por Borneman y Hartin (2000), se amplificó un fragmento de 
ADN correspondiente a la región de la subunidad pequeña del gen 18S ARNr. En cada amplificación 
se obtuvo una banda de diferente tamaño, 997 pares de bases para el hongo A1 y 680 pares de bases 
para el hongo A8 (Figura 34). Las bandas se cortaron del gel, se purificaron y ambas se mandaron a 
secuenciar a la Unidad de Síntesis del IBT-UNAM. Se obtuvo la secuencia en su totalidad de ambos 
fragmentos (Figuras 35 y 36). 
Para ambas secuencias se realizaron análisis de alineamientos con el programa Blast-N del 
National Center for Biotechnology Information, buscando las secuencias más relacionadas para poder 
establecer una clasificación molecular del organismo (Tablas 11 y 12). 
El análisis que realiza el Blast permite tener una relación de secuencias con cierto grado de 
identidad, donde los valores de Evalue nos indican las diferencias existentes entre las secuencias, por 
lo que valores cercanos a cero permiten establecer mayor grado de identidad. El porcentaje de 
MaxIdent permite establecer el porcentaje de identidad entre las secuencias, por lo que secuencias con 
mayor porcentaje de identidad se contemplan como mayormente relacionadas. Sin embargo, estos 
análisis no permiten establecer relaciones filogenéticas, es decir, no se pueden establecer relaciones de 
parentesco ni proponer un origen común. Para esto es necesario un análisis filogenético, esto es 
realizar un árbol de distancias filogenéticas. Dicho análisis se realizó con el método “neighbor 
joining”, donde se pudo establecer la identidad de cada uno de los hongos trabajados: A1 se identificó 
 36 
 
Fig. 34. Gel de agarosa al 1%, teñido con bromuro de etidio. Carril 1 marcador de peso molecular 1Kb Lader Fermentas; carril 2 
producto amplificado del hongo A8, carril 3 producto amplificado del hongo A1. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fig. 35. Secuencia de la clona A1 de 997 pares de bases. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 36. Secuencia de la clona A8 de 680 pares de bases. La secuencia subrayada indica el sitio donde se diseñaron los 
oligonucleótidos 18SHg5 5’ GGTTCTATTTTGTTGGTTTCTAGG 3’ y el RvSpE 5’ TAAGAAGCCAGCGGCCCGCAG 3’. 
 
AATAGGGACGGTCGGGGGCATCAGTATTCAGCCGTCAGAGGTGAAATTCTTGGACCGGCTGAA
GACTAACTACTGCGAAAGCATTTGCCAAGGACGTTTTCGCTGATCAGGAACGAAAGTTAGGGG
ATCGAAGACGATCAGATACCGTCGTAGTCTTAACCATAAACTATGCCGACTAGGGATCGGGCG
GCGTTCTTTCTAGACCCGCTCGGCACCTTTCGAGAAATCAAAGTGCTTGGGCTCCAGGGGGAG
TATGGCGGCAACGCTGAAACTTAAAGAAATTGACGGAAGGGCACCACCAGGGGTGGAACCTG
CGGCTTAATTTGACTCAACACGGGGAAACTCACCAGGTCCAGACACAATGAGGATTGACAGAT
TGAGAGCTCTTTCTTGATTTTGTGGGTGGTGGTGCATGGCCGTTCTTAGTTGGTGGAGTGATTTG
TCTGCTTAATTGCGATAACGAACGAGACCTTGACCTCTAAATAGCGCACCGCCTCGGCGGTGTT
GCGGCTTCTTAGTGGGACTATCGGCTCAACCGATGGAAGTTCGAGGCAATAACAGGTTAACAT
TACAGGCCTGTAACAGTGGGCCTCGCTAAAGATAACTGCTAGTCCAGCGTCTTCATCTCCTTGG
GGAAGCTCCCCGCTATCGGGAGGAGACGCAGCGTTCTCGGACGCTGTGTGACGCGGGCAACA
CTACCTGGTACAGGGAACGCCGGAGGCCCGGTGGGAAGGTTGCACTTCTCGCTGGGAAACTT
GGCCGATCCTGTGGCGAGCTCGAGTAGCTTCGAGCCGTTGCAACGCGCGCAAAGGAGTGGGC
TGCGGGGTTCTCCCGCGGCTTAAGGTACGTGCTAAACCCTTGGGTAACCAAGCTTCTGTGTCG
AGACCCGATAAGTCGAAACACGGAAGGGGCCAGCGAAAGCTGGGCCTGGATAGTTCCAGTTC
CAGCGGTCTTAGTGATCGAAAGACTACTAAGACTGCTATGGAGGCTGCAACTT 
GGTTCTATTTTGTTGGTTTCTAGGACCGCCGTAATGATTAATAGGGATAGTCGGGGGCGTCAG
TATTCAGCTGTCAGAGGTGAAATTCTTGGATTTGCTGAAGACTAACTACTGCGAAAGCATTCG
CCAAGGATGTTTTCATTAATCAGGGAACGAAAGTTAGGGGATCGAAGACGATCAGATACCGT
CGTAGTCTTAACCATAAACTATGCCGACTAGGGATCGGACGGGATTCTATGATGACCCGTTC
GGCACCTTACGAGAAATCAAAGTTTTTGGGTTCTGGGGGGAGTATGGTCGCAAGGCTGAAAC
TTAAAGAAATTGACGGAAGGGCACCACAAGGCGTGGAGCCTGCGGCTTAATTTGACTCAACA
CGGGGAAACTCACCAGGTCCAGACAAAATAAGGATTGACAGATTGAGAGCTCTTTCTTGATC
TTTTGGATGGTGGTGCATGGCCGTTCTTAGTTGGTGGAGTGATTTGTCTGCTTAATTGCGATA
ACGAACGAGACCTCGGCCCTTAAATAGCCCGGTCCGCATCTGCGGGCCGCTGGCTTCTTAGG
GGGACTATCGGCTCAAGCCGATGGAAGTGCGCGGCAATAACAGGTCTGTGATGCCCTTAGAT
GTTCTGGGCCGCACGCGCGCTACACTGACAGGGCCAGCGAGTACATCACCTTGGCCG 
Hongo A1 
 
Hongo A8 
 1 2 3 
 37 
Tabla 11. Análisis de la búsqueda de secuencias relacionadas a A1. La secuencia sombreada en amarillo corresponde al hongo con 
la mejor puntuación para la identificación. 
Accession Description Max 
score 
Total 
score 
Query 
coverage 
E 
value 
Max 
ident 
AB007682.1 Graphium penicillioides 
gene for 18S rRNA, partial 
sequence, strain: JCM9331 
(CBS781.85) 
 985 985 90% 0.0 86% 
AY271804.1 Gondwanamyces proteae small 
subunit ribosomal RNA gene, 
partial sequence 
 968 968 87% 0.0 87% 
AY484511.1 Conioscyphascus varius 
small subunit ribosomal RNA 
gene, partial sequence 
 959 959 56% 0.0 97% 
 
Tabla 12. Análisis de la búsqueda de secuencias relacionadas A8. La secuencia sombreada en amarillo corresponde al hongo con 
mejor puntuación para la identificación. 
Accession Description Max 
score 
Total 
score 
Query 
coverage 
E 
value 
Max 
ident 
EU835655.1 Penicillium sp. CPCC 
480032 18S ribosomal RNA 
gene, partial sequence 
1256 1256 100% 0.0 100% 
AY965080.1 Penicillium sp. AyD-001 
18S ribosomal RNA gene, 
partial sequence 
1256 1256 100% 0.0 100% 
EU273880.1 Penicillium decumbens 
strain L-06 18S 
ribosomal RNA gene, 
partial sequence 
1251 1251 100% 0.0 99% 
EU136028.1 Penicillium decumbens 
strain JU-A10 18S 
ribosomal RNA gene, 
partial sequence 
1251 1251 100% 0.0 99% 
EF413620.1 Eupenicillium javanicum 
isolate AFTOL-ID 429 18S 
ribosomal RNA gene, 
partial sequence 
1251 1251 100% 0.0 99% 
 
como Conioscyphascus varius, con Evalue de 0.0 y con el 97% de identidad, y se agrupó muy cercano 
a un C. varius reportado en las bases de datos (Tabla 9); este organismo es el teleomorfo de 
Conioscypha varia, un hongo dematiáceo que se ha registrado creciendo en madera de balsa sumergida 
en el río Patuxent en el estado de Maryland, Estados Unidos (Shearer, 1973; Réblová y Seifert, 2004). 
A8 se identificó como Penicillium sp., con Evalue de 0.0 y con el 100% de identidad, y se agrupó muy 
cercano a un Penicillium sp. reportado en las bases de datos (Tabla 10). 
Ambas secuencias fueron alineadas en la base de datos European ribosomal RNA database, 
para diseñar los oligonucleótidos específicos para cada hongo. Para el caso de A1 no fue posible 
diseñar oligonucleótidos específicos, esto debido a que a lo largo de toda la secuencia no existen 
http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?CMD=Get&ALIGNMENTS=100&ALIGNMENT_VIEW=Pairwise&DATABASE_SORT=0&DESCRIPTIONS=100&FIRST_QUERY_NUM=0&FORMAT_OBJECT=Alignment&FORMAT_PAGE_TARGET=&FORMAT_TYPE=HTML&GET_SEQUENCE=yes&I_THRESH=&MASK_CHAR=2&MASK_COLOR=1&NEW_DESIGN=on&NEW_VIEW=yes&NUM_OVERVIEW=100&OLD_BLAST=false&PAGE=MegaBlast&QUERY_INDEX=0&QUERY_NUMBER=0&RESULTS_PAGE_TARGET=&RID=JNSRPTKE01R&SHOW_LINKOUT=yes&SHOW_OVERVIEW=yes&STEP_NUMBER=&DISPLAY_SORT=1&HSP_SORT=1