Efecto-del-acondicionamiento-en-la-germinacion-de-semillas-de-penstemon-roseus-Plantaginaceae-y-castilleja-tenuiflora-Orobanchaceae

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
Efecto del acondicionamiento en la germinación de 
semillas de Penstemon roseus (Plantaginaceae) y Castilleja 
tenuiflora (Orobanchaceae) 
 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 BIÓLOGO 
 P R E S E N T A : 
 
Jafet Michel Belmont Osuna 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIRECTORA DE TESIS: 
M. en C. Irene Pisanty Baruch 
2014 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
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respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
Hoja de datos del Jurado
 
1. Datos del alumno 
Belmont 
Osuna 
Jafet Michel 
55 28 93 86 53 
Universidad Nacional Autónoma de 
México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
306511590 
 
2. Datos del tutor 
M. en C. 
Irene 
Pisanty 
Baruch 
 
3. Datos del sinodal 1 
Dr. 
Pedro Eloy 
Mendoza 
Hernández 
 
4. Datos del sinodal 2 
M. en C. 
María Esther 
Sánchez 
Coronado 
 
 
5. Datos del sinodal 3 
Dra. 
María Ivonne 
Reyes 
Ortega 
 
6. Datos del sinodal 4 
M. en C. 
Yuriana 
Martínez 
Orea 
 
7. Datos del trabajo escrito 
Efecto del acondicionamiento en la 
germinación de semillas de Penstemon 
roseus (Plantaginaceae) y Castilleja 
tenuiflora (Orobanchaceae) 
75 p 
2014 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Si supiera que el mundo se acaba mañana, yo, hoy todavía, plantaría un árbol” 
Martin L. King 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mi familia por todo su apoyo y afecto 
A la UNAM por brindarme las herramientas 
necesarias para realizar este trabajo 
 
 
 
 
Agradecimientos 
Este trabajo fue realizado gracias al apoyo de mi directora de tesis M. en C. Irene Pisanty 
Baruch por tu tiempo, por compartirme tus conocimientos y por tu entusiasmo en este 
trabajo. 
A mi tía la Dra. Helia Reyna Osuna Fernández por tu increíble apoyo y tus continuas 
asesorías que fueron indispensables para la realización de este trabajo. 
A mis sinodales de tesis el Dr. Pedro Eloy Mendoza Hernández, la M. en C. María Esther 
Sánchez Coronado, Dra. María Ivonne Reyes Ortega y M. en C. Yuriana Martínez Orea por 
sus aportaciones, las cuales mejoraron indudablemente este trabajo, gracias por su apoyo, 
disposición y tiempo. 
Agradezco al proyecto PAPIIT-IN201912 por el apoyo financiero brindado. 
A la Dra. Alma Orozco-Segovia por integrarme a su proyecto y por su ayuda en este 
trabajo. 
A la M.F.P. Ana Isabel Bieler Antolín y al laboratorio de microcine, Facultad de Ciencias, 
UNAM, por las fotos de las semillas. 
A la M. en C. María Eugenia Muñiz Díaz de León por su constante ayuda y colaboración al 
proporcionar la infraestructura y asesoría técnica para llevar a cabo parte del trabajo de 
investigación. 
Al laboratorio Especializado de Ecología por brindarme las condiciones de trabajo y por 
proporcionarme la literatura y materiales necesarios. 
A mis compañeros y profesores del "Taller de Ecología Terrestre y Manejo de Recursos 
Bióticos": María del Carmen Mandujano, Zenón Cano Santana, Concepción Martínez, 
Víctor López, Israel Carrillo, Irene Pisanty Baruch, Iván Castellanos, Mónica Queijeiro, 
Jordan Golubov y Juan Carlos Flores por sus revisiones y por brindarme sus conocimientos 
los cuales dieron la pauta para que este trabajo pudiera llevarse a cabo ¡Muchas Gracias! 
A la Biól. Mitzi Yahel López por su ayuda constante en el campo y en el laboratorio. 
Al M. en C. Fernando Salgado y al Lic.en Diseño Gráfico Luis Antonio Salvatierra por su 
ayuda en campo. 
 
 
De nuevo quiero expresar mi agradecimiento a mi directora de Tesis Irene Pisanty Baruch 
por el cariño brindado y por toda la ayuda que me diste siempre que la necesité. Gracias por 
todo y por ser una parte importantísima de mi formación como profesional y como persona. 
A todos mi profesores de las carrera y a la UNAM por contribuir a mi formación 
profesional y a mis compañeros de generación. 
 Un profundo agradecimiento a Mitzi Yahel López Contreras por estar a mi lado durante 
todo este proceso y apoyarme continuamente en el ámbito académico y personal. Gracias 
por todo el cariño y afecto, te agradezco de todo corazón la ayuda y todo el tiempo que has 
compartido conmigo y toda la felicidad que le has traído a mi vida ¡Gracias !. 
A mis amigos siempre presentes Fernando Salgado, Luis y Rodrigo Salvatierra, Paris 
Aguilar, Héctor Méndez, Octavio Salas gracias por todas las risas y por el buen rock! 
De nuevo a mi tía Reyna Osuna, a mi mamá Marisa Osuna y a mi abuela María Antonieta 
por apoyarme siempre e inculcarme los valores necesarios que me han hecho posible llegar 
hasta este punto, gracias por todo el cariño y por estar siempre a mi lado en todo momento. 
Y a Sherlock por todos los momentos de felicidad que me brinda 
 
 
 
 
 
 
 
ÍNDICE 
Resumen 1 
Abstract 2 
 
I. Introducción 3 
II. Antecedentes 
 2.1 Germinación y acondicionamiento 7 
 2.2 Fotoblastismo 10 
 2.3 Longevidad y latencia 10 
 2.4 Factores endógenos de la germinación: la importancia de las 
 giberelinas (GA) y del ácido abscísico (ABA) 14 
 2.5 Bancos de semillas 15 
 2.6 Importancia de la germinación en la colonización y 
 Selección de hábitat 16 
 2.7 Dinámica de la comunidad vegetal del PECM 17 
 2.8 Estudios previos de germinación en los géneros Castilleja y Penstemon 18 
III. Objetivos e Hipótesis 
 3.1 Objetivos 20 
3.2 Hipótesis 20 
IV. Métodos 
 4.1Especies de estudio 
 4.1.1 Castilleja tenuiflora Benth. 21 
 4.1.2 Penstemon roseus G. Don 22 
 4.2 Sitio de estudio 23 
 4.3 Recolección de frutos 24 
4.4 Trabajo en campo 
 4.4.1 Germinación en campo y acondicionamiento 
 natural 26 
 4.4.2 Contenido de humedad del suelo 26 
 
 
 
4.5 Trabajo en laboratorio 
 4.5.1 Contenido de humedad de semillas 27 
 4.5.2 Respuesta fotoblástica 28 
 4.5.3 Almacenamiento de las semillas 29 
 4.5.4 Acondicionamiento hídrico en ambientes controlados 30 
 4.5.5 Siembra del grupo control 30 
 4.5.6 Efecto del acondicionamiento sobre la longitud de 
 plantas 31 
4.6 Condiciones de germinación 
 4.6.1 Pruebas preliminares para determinar el tipo de 
 sustrato y método de desinfección 31 
 4.6.2 Prueba de viabilidad 32 
 4.6.3 Desinfección y siembra en agar 33 
4.7 Análisis de datos 33 
V. Resultados 
 5.1 Contenido de humedad de semillas 35 
 5.2 Respuesta fotoblástica 35 
 5.3 Almacenamiento de semillas 
 5.3.1 Almacenamiento de Penstemon roseus 37 
 5.3.2 Almacenamiento de Castilleja tenuiflora 38 
 5.4 Germinación en campo y contenido de humedad del suelo 40 
 5.5 Acondicionamiento 
 5.5.1 Curvas de germinación 41 
 5.5.2 Castilleja tenuiflora 43 
 5.1.3 Penstemon roseus 47 
VI. Discusión y conclusiones 51 
VII. Literatura citada 60 
VIII. Apéndice I 
 9.1 Pruebas preliminares para determinar el tipo de 
 sustrato y método de desinfección 69 
 9.2 Prueba de viabilidad 701 
 
RESUMEN 
El acondicionamiento favorece la germinación de semillas al incrementar los porcentajes y 
las tasas de germinación, además de facilitar la emergencia de plántulas y su 
establecimiento bajo condiciones de estrés. El acondicionamiento hídrico incrementa la 
respuesta germinativa mediante la hidratación y la deshidratación subsecuente de semillas, 
activando los cambios metabólicos sin llegar a la germinación. Las semillas, al estar 
enterradas en el suelo, pueden experimentar un acondicionamiento natural determinado por 
fluctuaciones en las condiciones ambientales. Cuando las semillas se re-hidratan, una parte 
importante del metabolismo ha sido previamente activado y las semillas germinan a una 
tasa mayor, con las ventajas ecológicas consecuentes. Se analizó la respuesta germinativa 
de semillas tratadas con acondicionamiento natural e hídrico de dos especies herbáceas, 
perennes y secundarias que son comunes en un matorral perturbado, heterogéneo y con 
amplias fluctuaciones estacionales, ubicado en el Parque Ecológico de la Ciudad de 
México, en el Ajusco medio. Castilleja tenuiflora (Orobachaceae) es una hemiparásita 
facultativa, que puede encontrarse floreciendo todo el año, aunque la producción de frutos y 
semillas se concentra en otoño. Penstemon roseus (Plantaginaceae) tiene un patrón 
fenológico marcadamente estacional. Se determinó el contenido de humedad y la respuesta 
fotoblástica de las semillas de estas dos especies. Para conocer el efecto del 
acondicionamiento hídrico, las semillas se hidrataron durante 24 h y se deshidrataron 
durante una semana; después se colocaron en cámaras de germinación. Para evaluar el 
efecto del acondicionamiento natural, las semillas se colocaron en el campo utilizando 
canastas de tela para protegerlas. Las semillas fueron recuperadas bimestralmente para 
identificar el efecto del acondicionamiento natural en la germinación. Las semillas de 
Penstemon roseus son ortodoxas y presentan una respuesta fotoblástica positiva. El 
acondicionamiento natural y el hídrico incrementan su tasa de germinación. El porcentaje 
final de germinación disminuye drásticamente después de la época de lluvias en las 
semillas expuestas a condiciones naturales. Castilleja tenuiflora es indiferente a la calidad 
de luz y también presenta semillas ortodoxas. Su respuesta germinativa se incrementa con 
ambos tipos de acondicionamiento. Las estrategias de germinación que caracterizan a estas 
dos especies les permiten ocupar micrositios adecuados para su germinación y 
establecimiento. 
Palabras clave: especies secundarias, emergencia, establecimiento, fotoblastismo, 
fluctuaciones ambientales, matorral xerófilo. 
2 
 
ABSTRACT 
Priming has proved to enhance seed germination by increasing germination rates and 
percentages. It also increases seedling emergence and favors establishment under stress 
conditions. Hydropriming improves germination responses by the hydration and subsequent 
dehydration of seeds, triggering metabolic changes before germination actually occurs. When 
buried, seeds can undergo a natural priming process due to fluctuations in environmental cues. 
When seeds are re-hydrated, a major part of the metabolic process involved in germination has 
already started and higher germination rates are attained, with the consequent ecological 
advantages. We analyze the germination response after natural priming and hydropriming of 
two common secondary perennial herbs growing in a disturbed heterogeneous shrubland with 
wide environmental fluctuations at Mexico City’s Ecological Park, in Mt. Ajusco. Castilleja 
tenuiflora is a facultative hemiparasitic Orobanchaceae, that can be found flowering throughout 
the year, although flower and fruit production do show abundance peaks. Penstemon roseus, a 
Plantaginaceae, has a well defined seasonal phenological behavior. 
 We determined seed moisture content and the photoblastic response of these species. To test 
the response to hydropriming, seeds were soaked during 24 hours, and then allowed to dry 
during one week and placed in germination chambers. To analyze natural priming, seeds were 
placed in natural conditions, using cloth baskets to protect them. They were recovered every 
two months in order to identify the effects of natural priming on germination through time. 
Penstemon roseus seeds are orthodox and positive photoblastic. Natural priming and 
hydropriming increased germination rates. On the other hand the final germination percentage 
decreases after the rainy season in the seeds exposed to natural conditions. Castilejja tenuiflora 
also has orthodox seeds, but they are indifferent to light quality . The germination response of 
this species improved with both priming treatments. Germination strategies that characterize 
these two species allow them to occupy distinct and suitable microsites for germination and 
establishment. 
Kew words: secondary species, emergence, establishment, photoblastism, environmental 
fluctuations, shrubland. 
 
 
 
 
 
 
 
3 
 
I. INTRODUCCIÓN 
El Pedregal del Xitle se originó hace alrededor de 1670 años con la erupción del volcán de 
mismo nombre (González et al. 2000; Siebe 2000). La lava resultante fluyó fragmentando 
diferentes tipos de vegetación a su paso hasta alcanzar la parte baja de la cuenca en lo que 
hoy se conoce como el Pedregal de San Ángel. En el Ajusco, los depósitos basálticos 
ocupados por matorrales xerófilos alternan con bosques de encino, pino-encino y oyamel 
(Figura 1) (Castillo-Argüero et al. 2004; Cano-Santana et al. 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El Pedregal del Xitle incluye a cinco zonas protegidas: el Parque Ecoguardas, el Parque 
Ecológico de la Ciudad de México (PECM), el Parque Urbano Bosque de Tlalpan, la 
Reserva Ecológica del Pedregal de San Ángel (REPSA) de Ciudad Universitaria (CU) y el 
Parque Ecoarqueológico Cuicuilco (Cano-Santana et al. 2006). Este sistema ha presentado 
diversas perturbaciones provocadas por la urbanización y por el desmedido crecimiento de 
la mancha urbana (Cano-Santana et al. 2006, Antonio-Garcés et al. 2009). 
El área que actualmente corresponde al PECM sufrió el inicio de un proceso de 
urbanización en los primeros años de la década de 1980, que fue frenado por un grupo de 
académicos de la UNAM y de CONABIO (Cano-Santana et al. 2006). Esto llevó a que en 
1989 fuera decretada como un área natural protegida (ANP) bajo la categoría de "zona 
Figura 1. Comunidades vegetales discretas (matorral xerófilo y bosque 
templado) en el PECM, resultantes de la fragmentación de la comunidad 
original debido al flujo de lava (Fotografía: Jafet Belmont) 
 (Fotografía: Jafet Belmont) 
4 
 
sujeta a conservación ecológica", por su aportación aproximada del 25% a la recarga de los 
mantos acuíferos (SMA-GDF 2011). 
Después del decreto se elaboraron estrategias para la regeneración de las zonas 
afectadas por la urbanización. Uno de los estudios realizados consistió en la identificación 
de las comunidades vegetales, y se tipificó a Sedum oxypetalum como una especie arbustiva 
característica del matorral xerófilo de la zona, que funge como organizadora del proceso 
sucesional (Soberón et al. 1991). Junto con S. oxypetalum, se encuentran diversas especies 
herbáceas como Castilleja tenuiflora y Penstemon roseus (Soberón et al. 1991), que 
fisonómicamente son muy características del estrato herbáceo del matorral perturbado 
(Rzedowski y Rzdedowski 2005). Se han realizado diversos estudios de regeneración en la 
zona con especies como S. oxypetalum, Wigandia urens, Buddleja cordata y Dodonaea 
viscosa, y para la mejor comprensión de este tipo de procesos, ha sido necesario contar con 
información acerca de la propagación sexual de las especies de interés, en particular sobre 
la germinación de las semillas (González-Zertuche et al. 2000; 2001; Martínez-Villegas et 
al. 2012; Benítez-Rodríguezet al. 2013). 
La propagación sexual en plantas superiores se lleva a cabo a través de la 
producción, dispersión y germinación de las semillas. La semilla es un óvulo maduro 
compuesto por un embrión y una reserva de alimento (Hartmann et al. 1990). La 
germinación es un factor importante que determina el reclutamiento de especies en el 
tiempo, afectando la estructura de las poblaciones y originando cambios en la composición 
de las comunidades vegetales, ya que las especies que se establecen primero generalmente 
acaparan los recursos (Bazzaz 1996; Silvertown et al. 2004). Existen diversos mecanismos 
y estructuras de las semillas que regulan su germinación, los diversos requerimientos que 
tienen las semillas para poder germinar son determinantes para conocer los sitios en los 
cuales las plantas pueden establecerse (Baskin y Baskin 1998). 
En un ambiente perturbado, las condiciones ambientales (temperatura, luz, 
humedad, oxígeno, entre otras) pueden ser desfavorables para el establecimiento y 
desarrollo de algunas especies y, por lo tanto, limitan la recuperación de factores bióticos y 
abióticos necesarios para el funcionamiento del ecosistema. Es por esto que es necesario 
recuperar las zonas afectadas por los disturbios, y una forma de hacerlo es favoreciendo el 
establecimiento y desarrollo de plantas nativas que mitiguen el deterioro ambiental 
5 
 
(Vásquez-Yanes y Batis 1996) y permitan recuperar, en la medida de lo posible, la 
estructura y el funcionamiento de los ecosistemas perturbados. Es importante utilizar 
especies nativas, ya que el ambiente en el que se desarrollan las plantas es heterogéneo y 
cambiante, y por lo tanto las especies nativas que sobreviven en una localidad son 
descendientes de poblaciones que han habitado la región por largos periodos de tiempo y 
tienen características estructurales, fisiológicas, de crecimiento, reproductivas y ecológicas 
que les permiten responder a condiciones ambientales particulares de la zona. También se 
tienen que considerar a aquellas especies que presenten resistencia a las condiciones 
ambientales predominantes en los sitios perturbados, con la finalidad de incrementar la 
supervivencia de las plantas (González-Zertuche et al. 2000). 
La germinación y el establecimiento de plántulas representan dos etapas críticas en 
el ciclo de vida de las plantas debido a su alta tasa de mortalidad, por lo que son etapas 
clave que pueden llegar a limitar la restauración de sitios perturbados (Benítez-Rodríguez et 
al. 2013). En este aspecto, se utilizan métodos como el acondicionamiento, también 
conocido como endurecimiento, o priming que logran mejorar la respuesta germinativa de 
las semillas pues permiten la activación de ciertas funciones metabólicas previas a la 
germinación, mediante la hidratación regulada de las semillas en agua (acondicionamiento 
hídrico), en soluciones osmóticas (acondicionamiento osmótico) o en matrices sólidas 
(acondicionamiento mátrico) (González-Zertuche et al. 2000; 2001). 
 El acondicionamiento hídrico es un proceso que consiste en la hidratación y 
deshidratación consecutiva de las semillas de manera controlada, con la finalidad de 
incrementar la tasa y el porcentaje de germinación, así como de disminuir el tiempo 
requerido para la misma. El acondicionamiento permite que la emergencia y el crecimiento 
de las plantas sea uniforme en una amplia gama de ambientes y facilita su establecimiento 
en condiciones de estrés, particularmente en ambientes secos (Rahman et al. 2011). 
 Las semillas se enfrentan a un ambiente variable y cambiante (fluctuaciones de 
temperatura, luz, humedad, oxígeno, potencial hídrico, entre otros) al estar enterradas en el 
suelo, lo que induce cambios fisiológicos que les permiten a las semillas responder a 
condiciones favorables para la germinación y para el establecimiento. Estos cambios 
mediados por variaciones en las condiciones ambientales son equivalentes a distintos 
tratamientos experimentales de acondicionamiento por lo que pueden inducir un 
6 
 
acondicionamiento natural en las semillas que puede incrementar las probabilidades de 
establecimiento de las plántulas (González-Zertuche et al. 2001). 
 La mayoría de los estudios sobre acondicionamiento se han realizado en especies 
cultivadas y no se han estudiado a fondo sus efectos en grupos de especies silvestres; sin 
embargo, esta técnica tiene aplicación potencial en especies nativas de importancia para la 
restauración ecológica y la reforestación de sitios perturbados (González-Zertuche et al. 
2002). 
La restauración ecológica es la serie de actividades encaminadas al restablecimiento 
de un ecosistema que ha sido degradado, dañado o destruido como resultado directo o 
indirecto de las actividades del ser humano (SER 2004). En ocasiones los objetivos 
formulados para un plan de restauración ecológica abordan temas particulares como el 
restablecimiento de un proceso ecológico específico y la comparación entre zonas con 
distintos grados de daño y control de ciertas especies, entre otros (Parker 1997). En las 
acciones de restauración ecológica es importante restablecer la vegetación original del lugar 
ya a que las plantas nativas mantienen interacciones bióticas con otras especies de las que 
pueden depender de una u otra forma y que, en ausencia de la flora nativa pueden verse 
afectadas e incluso desaparecer. La restauración debe tender a la recuperación de las 
funciones ecosistémicas originales, o a crear condiciones lo más similares a ésta que se 
pueda, siempre que sea posible (SER 2004). 
 Dentro de los objetivos de la restauración ecológica se plantea el uso de especies de 
plantas nativas como las estudiadas en este trabajo, por lo que es necesario comprender y 
estudiar diferentes aspectos ecofisiológicos y evaluar técnicas que permitan estrategias 
exitosas de introducción (González-Zertuche et al. 2000). Es por ello que abordar el estudio 
del comportamiento germinativo de las especies nativas propias de las áreas perturbadas del 
PECM servirá para elaborar estrategias para recuperar éstas zonas. Los estudios de 
acondicionamiento en las semillas de C. tenuiflora y P. roseus, especies típicas del matorral 
perturbado del PECM (Soberón et al. 1991), aportarán información acerca de la 
importancia y de los alcances ecológicos que tiene este proceso en la germinación, ya que 
son la pauta para conocer los posibles patrones de colonización y establecimiento en un 
ambiente cambiante, limitante y perturbado, además de contribuir a la comprensión de la 
dinámica poblacional y del comportamiento germinativo de estas especies. 
7 
 
II. ANTECEDENTES 
2.1 Germinación y acondicionamiento 
La germinación es el periodo que abarca desde la imbibición de la semilla hasta el punto en 
el que el embrión inicia su crecimiento y protruye, generalmente por medio de la radícula, a 
través de los tejidos que lo cubren (Bewley y Black 1994; Bradford y Nonogaki 2007). Para 
que la germinación ocurra es necesario que se cumplan tres condiciones: 1) las condiciones 
ambientales de humedad, temperatura, oxígeno y algunas veces luz entre otros deben ser las 
apropiadas (dependiendo de la especie), 2) la semilla debe ser viable (embrión vivo capaz 
de germinar) y 3) la semilla no debe presentar latencia (Hartmann et al. 1990). 
 La germinación se divide en tres etapas: imbibición, activación del metabolismo, y 
emergencia de la radícula por acción de la elongación celular (Figura 2). Durante la 
imbibición, el agua es absorbida por la semilla seca y el contenido de humedad se 
incrementa rápidamente. El agua reblandece la cubierta de la semilla, hidratando el 
protoplasma. La absorción de agua ocurre en tres etapas: el incremento inicial de hasta 
120% en peso seco (60% peso húmedo), un periodo de retardo que finaliza con la 
protrusión radicular y un último incremento del 170 a 180% de peso seco durante el 
crecimientodel embrión (Bewley y Black 1994). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Absorción de agua durante la germinación de una semilla. 
(Modificado de Bewley y Black 1994) 
8 
 
La entrada de agua a la semilla y su imbibición se deben a una diferencia entre el potencial 
hídrico del medio y el de la semilla, el cual es más negativo. El potencial hídrico es la 
difusión neta de agua a través de un gradiente energético y se determina por tres 
componentes: el potencial osmótico, la hidratación de matrices (paredes celulares, cuerpos 
proteicos, almidón, entre otros) y el potencial de presión, entendido éste como la presión 
que ejerce el agua que entra a la célula. La diferencia entre el potencial hídrico del suelo y 
el de la semilla determinan la tasa a la que ingresa el agua a la semilla. El potencial hídrico 
de la semilla se incrementa durante la imbibición a medida que aumenta el contenido de 
humedad, mientras que el del suelo decrece conforme el agua entra a la semilla. La tasa a la 
cual el agua se transfiere del suelo a la semilla decrece en el tiempo, y el proceso se da a 
una mayor velocidad en suelos con una capacidad de retención baja (Bewley y Black 
1994). Dependiendo del potencial hídrico de la semilla, las actividades fisiológicas y 
bioquímicas involucradas en la germinación pueden activarse independientemente de la 
latencia (Bradford 2002; Gamboa-de Buen et al. 2006). 
 Después de la imbibición de la semilla, durante la activación del metabolismo se 
presentan la reactivación y la síntesis de enzimas; las grasas, proteínas y carbohidratos 
almacenados en el endospermo, los cotiledones y el perispermo son catalizados y 
traslocados a las regiones meristemáticas del embrión, en esta etapa la entrada de agua y la 
respiración permanecen constantes (Hartmann et al. 1990). Durante la imbibición y 
activación del metabolismo de las semillas es posible aplicar un proceso como el 
acondicionamiento, en cual las semillas se hidratan hasta alcanzar un nivel de humedad que 
permite el inicio de las funciones metabólicas básicas de la germinación, sin llegar a la 
protrusión de la radícula (Sánchez et al. 2001). Existen principalmente dos métodos de 
acondicionamiento hídrico, el primero es la hidratación parcial que consiste en 
proporcionar una cantidad de agua limitada a las semillas según la masa seca de semillas, el 
contenido de humedad inicial de la muestra de semillas y el contenido final de humedad 
que se quiere obtener. En el segundo método la cantidad de agua que se le proporciona a la 
semilla es ilimitada y por lo tanto la absorción de agua depende de la afinidad de los tejidos 
de la semilla al agua (Taylor et al. 1998). Los métodos de hidratación parcial son difíciles 
de aplicar en volúmenes grandes de semillas, ya que no todas las semillas alcanzan los 
mismos niveles de humedad durante hidratación (Sánchez et al. 2001). 
9 
 
Los tratamientos de hidratación-deshidratación en semillas fueron estudiados por primera 
vez por el fisiólogo ruso P. A. Henckel en 1964 como una estrategia para incrementar la 
germinación de semillas y el establecimiento de especies de interés agrícola bajo 
condiciones de estrés; sin embargo los efectos de estos tratamientos ya eran conocido desde 
1918 por Kid y West (Sánchez et al. 2003). Los tratamientos de acondicionamiento han 
sido ampliamente utilizados en especies cultivadas. Nicasio-Arzeta et al. (2011), por 
ejemplo, reportaron un incremento en la velocidad máxima y porcentaje final de 
germinación en semillas de Zea mays (maíz) tratadas con acondicionamiento natural con 
dos sustratos distintos. La acumulación en biomasa de las plántulas que generan las 
semillas de Zea mays que experimentaron este tipo de acondicionamiento natural, se 
incrementó con el sustrato en el cual de desarrollan las plantas de manera natural. El uso 
potencial del acondicionamiento en especies útiles para planes de restauración ha recibido 
atención recientemente. González-Zertuche et al. (2002) evaluaron el efecto del 
acondicionamiento sobre semillas de Buddleia cordata (tepozán) tratadas con 
acondicionamiento hídrico y acondicionamiento osmótico y obtuvieron un mayor 
porcentaje de germinación en este último. Por su parte, Sánchez et al. (2003) estudiaron la 
respuesta germinativa y establecimiento de semillas frescas de Cecropia schreberiana, 
Trichospermum mexicanum, e Hibiscus elatus bajo condiciones controladas de estrés (y 
sometidas a tratamientos pregerminativos de hidratación-deshidratación y choque térmico) 
y obtuvieron plántulas más numerosas y más vigorosas. 
Las semillas enterradas en el suelo, pueden experimentar un acondicionamiento 
natural como resultado de ciclos de hidratación y deshidratación de los suelos gracias a la 
precipitación de las lluvias ocasionales que anteceden a la época de lluvias (Orozco-
Segovia y Sánchez Coronado 2013). Martínez-Villegas et al. (2012) encontraron que el 
acondicionamiento natural favoreció el porcentaje de germinación de semillas de Sedum 
oxypetalum enterradas en el matorral conservado del PECM por 2,4 y 6 meses. 
Gamboa-de Buen et al. (2006) encontraron que este acondicionamiento incluye 
cambios metabólicos importantes como la movilización de proteínas de almacenamiento 
como las globulinas y la vicilina, la cual se encarga de proveer una fuente de aminoácidos 
durante las primeras etapas de la germinación. El incremento de sacarosa como fuente de 
energía y la expresión de amilasas son otros de los factores que se activan durante el 
10 
 
enterramiento, ocasionando que las semillas estén listas para germinar rápidamente una vez 
que comienza la época de lluvias, lo cual puede facilitar el establecimiento de las plántulas. 
2.2 Fotoblastismo 
Durante su ciclo de vida las plantas responden a distintas señales ambientales que generan 
respuestas que afectan a su fisiología, morfología y desarrollo. La luz es una de las señales 
ambientales más importantes que reciben las plantas y los fitocromos son los principales 
fotorreceptores que traducen estas señales (Jeong-Il Kim et al. 2002; Rojas-Aréchiga et al. 
2012). Los fitocromos son un grupo de fotorreceptores que actúan con longitudes de onda 
de luz roja (LR) y rojo lejano (RL) y presentan dos formas interfotoconvertibles: la forma 
activa Pfr que absorbe longitudes de onda del orden de 730 nm (rojo lejano, RL) y la forma 
inactiva Pr que absorbe longitudes de onda de 660 nm (luz roja, LR). Los fitocromos se 
sintetizan inicialmente en la forma inactiva Pr, al absorber luz roja (LR) se convierten en su 
forma activa Pfr; cuando incide RL, el Pfr se convierte en Pr (Azcón-Bieto y Talón 2008). 
 Las semillas cuya germinación es favorecida por la luz se denominan fotoblásticas 
positivas, aquellas semillas que germinan en ausencia de luz son fotoblásticas negativas, y 
las semillas que germinan tanto en condiciones de luz como de oscuridad son denominadas 
indiferentes (Del Monte y Dorado 2011). La germinación de la semilla fotoblásticas 
positivas se promueve cuando la proporción de Pfr es mayor que la de Pr, esto sucede en 
semillas que se encuentran expuestas a luz solar directa cuando la proporción de Pfr es 
cercana al 70%. Por otro lado, las semillas que se encuentran bajo la sombra del dosel de 
plantas vecinas, o bajo hojarasca, presentan una proporción de Pfr menor al 70%, que llega 
incluso al 10% en zonas muy sombreadas (Bradford y Nonogaki 2007; Azcón-Bieto y 
Talón 2008). 
 
2.3 Longevidad y latencia 
La longevidad se entiende como el periodo en el cual las semillas permanecen viables 
manteniendo su capacidad germinativa. El tiempo que un lote de semillas latentes 
permanece viable en condiciones óptimas de almacenamiento se le llama longevidad 
potencial. La longevidad ecológica corresponde al tiempo que un banco de semillas 
permanece viable en condiciones naturales; generalmente ésta es menor que la longevidad 
potencial (Orozco-Segoviay Sánchez-Coronado 2013). 
11 
 
Existe una relación logarítmica negativa entre la longevidad y el contenido de humedad de 
las semillas, y se ha visto que, por ejemplo, los contenidos de humedad mayores al 4.1% en 
Chenopodium quinoa resultan en una pérdida progresiva de la longevidad de las semillas, 
mientras que contenidos de humedad de hasta 1.8% establecen un límite en el cual las 
semillas no sufren ningún daño y pueden ser almacenadas (Ellis 1991). Con base en el 
contenido de humedad y almacenamiento, se han clasificado a las semillas como ortodoxas, 
recalcitrantes e intermedias (Roberts 1973) (Cuadro 1). Las ortodoxas son aquellas semillas 
que resisten la deshidratación y el almacenamiento en frío (contenido de humedad de hasta 
el 5% y hasta -20°C en almacenamiento). Las semillas intermedias no resisten el 
almacenamiento en frío y pueden deshidratarse hasta presentar contenidos de humedad del 
12 al 15%. Las semillas recalcitrantes no resisten la deshidratación (presentan contenidos 
de humedad del 20 al 30%) ni el almacenamiento en frío, cuando éstas semillas se exponen 
a temperaturas bajo cero sufren de daño por enfriamiento. El daño por enfriamiento se 
presenta cuando se congela el agua dentro de la semilla, lo que resulta en la muerte de los 
tejidos celulares y depende principalmente del contenido de humedad inicial de la semilla y 
la temperatura de almacenamiento (Pritchard et al. 1995; Bedi y Basra 1993). 
 
 
 
 
La latencia se refiere al estado de inactivación temporal del crecimiento y desarrollo de una 
planta u órgano. Una semilla latente es aquella que no es capaz de germinar en un cierto 
periodo de tiempo bajo condiciones ambientales que de otra forma inducirían su 
germinación (Baskin y Baskin 2004). Es un mecanismo que evolutivamente se encuentra 
Cuadro 1. Características de los distintos tipos de semillas con base en su comportamiento en almacén 
(modificado de Orozco-Segovia y Sánchez-Coronado 2013) 
12 
 
relacionado, entre otras cosas, con los cambios climáticos que se han dado durante la 
historia del planeta y permite la supervivencia de las semillas ante condiciones adversas. 
Además posibilita la dispersión de semillas en el tiempo al reducir el riesgo de muerte 
prematura por catástrofes (Bradford y Nonogaki 2007). Funge como una adaptación para la 
supervivencia ante periodos en los cuales los factores abióticos y bióticos desfavorecen el 
establecimiento y el crecimiento de las plántulas y les impiden alcanzar el tamaño necesario 
para la reproducción (Baskin y Baskin 2003). Existen diferentes clasificaciones de los tipos 
de latencia (Vleeshouwers et al. 1995): la latencia resultante de procesos y estructuras 
propias de la semilla, puede atribuirse a características del embrión (latencia endógena) o a 
características mecánicas, químicas y físicas (en particular de permeabilidad) de los tejidos 
que lo rodean (latencia exógena) (Baskin y Baskin 1998). Amen (1968) clasifica a la 
latencia en primaria y secundaria con base en cuándo se establece. La latencia primaria es 
aquella que ocurre antes de la dispersión como parte del desarrollo de la semilla (evita que 
la semilla germine mientras madura dentro de la planta madre). La latencia secundaria es 
inducida en la semilla madura después de la imbibición, como resultado de la falta de 
condiciones apropiadas para la germinación (Amen 1968). Es importante hacer una 
distinción entre la latencia secundaria y la quiescencia, que es considerada por Bewley y 
Black (1994) como un estadio de la semilla en el que no hay ningún proceso asociado a la 
germinación. Una semilla quiescente puede germinar bajo una amplia gama de condiciones 
ambientales; sin embargo su germinación ocurre solamente cuando una cierta combinación 
de factores ambientales está presente (Baskin y Baskin 2004). La latencia secundaria puede 
inducirse en semillas quiescentes y presentarse cíclicamente conforme las variaciones 
ambientales le resultan favorables o desfavorables para la germinación (Orozco y Sánchez 
2013). 
Baskin y Baskin (2003) distinguen cinco clases de latencia: 
1) Latencia fisiológica. - El embrión presenta un potencial de crecimiento bajo y no puede 
romper la resistencia mecánica de las capas de tejido que lo cubren. Pueden reconocerse en 
tres niveles (Nikolaeva 1977; Baskin y Baskin 2003): 
i. Latencia profunda. - Las semillas requieren de tres a cuatro meses de estratificación 
en frío para germinar. Si los embriones son removidos de la semilla y puestos a 
13 
 
crecer producen plántulas anormales. Las giberelinas (GA) no promueven la 
germinación. 
ii. Latencia intermedia. - Las semillas requieren de dos a tres meses de estratificación 
en frío para romper la latencia. Los embriones removidos producen plántulas 
normales. GA promueven la germinación en algunas especies. El almacenamiento 
en seco reduce el periodo de estratificación en frío. 
iii. Latencia no profunda. - Dependiendo de la especies, se requiere de 0 - 10°C en frío 
o ≥ 15°C en calor para romper la latencia. GA promueven la germinación. Los 
embriones removidos de la semilla producen plántulas normales. La escarificación 
puede promover la germinación, y el almacenamiento la post-maduración del 
embrión. 
2) Latencia morfológica. - Se debe a embriones inmaduros que requieren tiempo para 
desarrollarse por completo y poder germinar, pero que no presentan una latencia fisiológica 
como tal. 
3) Latencia morfofisiológica. - Se presenta cuando los embriones inmaduros manifiestan 
una latencia fisiológica y para poder germinar necesitan de un tratamiento pre-germinativo. 
Los distintos niveles en los que se manifiesta este tipo de latencia se estudian con base en la 
temperatura de estratificación y los niveles de GA para romper la latencia. 
4) Latencia física. - Se debe a la presencia de una cubierta impermeable de la semilla 
debido a uno o más estratos de parénquima en empalizada con depósito de sustancias 
impermeables, como suberina, lignina, cutina y taninos. Las semillas con cubierta 
impermeable permanecen latentes hasta que el clima o la escarificación (mecánica o 
química) de la semilla permiten la entrada de agua o imbibición de la semilla (Bradford y 
Nonogaki 2007). 
5) Latencia combinada. - Semillas que presentan tanto una cubierta impermeable como un 
embrión con latencia fisiológica. En algunas especies la germinación se lleva a cabo al 
romperse simultáneamente ambos tipos de latencia. 
 
14 
 
2.4 Factores endógenos de las germinación: la importancia de las giberelinas (GA) y 
del ácido abscísico (ABA) 
Las giberelinas (GAs) y el ácido abscísico (ABA) son reguladores de crecimiento y 
desarrollo de plantas superiores. Las GAs y el ABA desempeñan funciones estrechamente 
relacionadas que afectan la germinación. Mientras que las GAs favorecen la germinación y 
la movilización de las reservas de nutrientes necesarios para la misma, el ABA inhibe la 
germinación, promueve el almacenamiento de nutrientes, induce latencia en la semilla y le 
provee de tolerancia contra la desecación (Bradford y Nonogaki 2007). 
 Las GAs son fitohormonas cuya estructura está constituida por un anillo de ent- 
giberelano de 20 o 19 átomos de carbono; las GAs de 20 carbonos (GAs C20) son 
metabolizadas por la enzima 2β-hidroxilasa y no presentan actividad biológica, por otro 
lado las GAs de 19 carbonos (GA C19) son catalizadas por la 3β-hidroxilasa y son 
denominadas giberelinas activas debido a la elevada actividad biológica que desempeñan. 
Cuando incide luz roja sobre el fitocromo, se incrementa la expresión de la 3β-hidroxilasa y 
se reprime la 2β-hidroxilasa, dando como resultado la síntesis de GA activa. Una vez 
sintetizadas, las GAs migran del escutelo a la capa de aleurona y promueven la síntesis de 
amilasas y proteasas, las cuales degradan el almidón y las proteínas del endospermo. Los 
productos de reserva son entoncesabsorbidos por la plántula favoreciendo su desarrollo y 
crecimiento (Bewley y Black 1994; Azón-Bieto y Talón 2008). 
 El ABA es un sesquiterpenoide de 15 carbonos sintetizado en los cloroplastos a 
partir de la degradación de algunos carotenoides. En frutos y embriones de semillas los 
carotenoides se encuentran en cromoplastos, leucoplastos o proplastidios (Sailsbury y Ross 
1994). En varios estudios se ha demostrado la acción de ABA como inhibidor de la 
vivipariedad (germinación precoz). Otra función importante que desempeña el ABA es la 
tolerancia a la desecación al promover la acumulación de proteínas LEA (late 
embryogenesis-abundant) las cuales interaccionan para consolidar una matriz viscosa con 
un gradiente de difusión bajo involucradas en la tolerancia a la desecación (Taiz y Zeiger 
2010). 
 
 
 
15 
 
2.5 Bancos de semillas 
Los bancos de semillas son reservas de semillas viables que no han germinado y que están 
presentes en un hábitat determinado (Baskin y Baskin 1998). Cuando las semillas no 
permanecen viables por más de un año los bancos se denominan transitorios. En los bancos 
persistentes, las semillas pueden permanecer viables por más de un año, e incluso por 
periodos muy prolongados (Thompson y Grime 1979). Las semillas de algunas especies 
son transitorias y abarcan el periodo en el que se lleva a cabo la ruptura de la latencia o se 
presentan condiciones desfavorables para la germinación (Baskin y Baskin 1998). 
 Las semillas en un banco transitorio pueden germinar ya sea en otoño 
inmediatamente después de su producción y dispersión (bancos tipo I), o en primavera 
(bancos de tipo II). Los bancos de semillas de tipo I consisten principalmente de especies 
anuales y pastos perennes de sitios perturbados; en los bancos de tipo II se encuentran 
especies originadas de zonas templadas, que necesitan de estratificación en frío para poder 
germinar, lo que impide su germinación en verano y otoño (Thompson y Grime 1979). 
 La mayoría de las semillas de bancos persistentes se encuentran enterradas en el 
suelo. En algunas especies se presenta una germinación inmediata después de la dispersión 
de la semilla. Sin embargo, generalmente no germina el 100% de las semillas, y las que no 
lo hicieron se pueden incorporar a un pequeño banco de semillas persistentes (banco tipo 
III). Por otro lado se puede presentar una gran acumulación en reservorios de semillas 
viables (principalmente de hierbas), conformando bancos de tipo IV. La permanencia de 
una semilla en el suelo, depende, entre otras cosas, del control de la germinación. Las 
semillas enterradas superficialmente pierden viabilidad en un tiempo más corto que a las 
enterradas profundamente (Karssen 1982). 
 Al estar enterradas en el suelo, las semillas pueden experimentar una hidratación 
que puede inducir un proceso de acondicionamiento natural. Gamboa-de Buen et al. (2006) 
discuten que las probabilidades de establecimiento pueden incrementarse en las semillas 
enterradas a través de la ruptura de distintos tipos de latencia. Sin embargo, los trabajos 
acerca de los efectos del enterramiento sobre el acondicionamiento natural y la germinación 
para las semillas de muchas especies clave son escasos (Baskin y Baskin 1998; González-
Zertuche et al. 2001). Los procesos bioquímicos y metabólicos que suceden durante el 
acondicionamiento natural probablemente representan un carácter adaptativo que 
16 
 
incrementa la adecuación de las especies que lo presentan (Bewley y Black 1994; 
González-Zertuche et al. 2000; González-Zertuche et al. 2001; Gamboa-de Buen et al. 
2006). 
2.6 Importancia de la germinación en la colonización y selección de hábitat 
Las especies que colonizan nuevos ambientes modifican su entorno provocando un cambio 
temporal y espacial en la composición de especies y en la estructura de las comunidades. A 
este cambio en el tiempo se le denomina sucesión ecológica (Begon, Harper y Townsend 
1988) y puede iniciarse desde la formación de suelo (sucesión primaria) o después de un 
disturbio que no elimina completamente al suelo ni a todos los componentes bióticos de la 
comunidad (sucesión secundaria) (Cano-Santana y Meave 1996). Las semillas de especies 
tempranas o tardías tienen diferentes requerimientos para germinar. Por ejemplo, la 
respuesta fotoblástica positiva de plantas que se establecen en ambientes abiertos y 
soleados es común en especies tempranas de la sucesión. Las temperaturas fluctuantes y las 
concentraciones de CO2 también pueden ser factores que restringen la germinación de 
ciertas especies tempranas. Las especies que se establecen en etapas de la sucesión más 
avanzadas tienden a presentar semillas más grandes con un mayor número de reservas y 
que no requieren de la luz para germinar. Los disturbios pueden provocar que las semillas 
que se encuentran enterradas en el suelo emerjan y estén expuestas a condiciones 
ambientales fluctuantes que desencadenen la respuesta germinativa, esto aunado a cambios 
en los ciclos de latencia secundaria de distintas especies de la comunidad, provocan 
cambios en la dominancia de especies y en lo patrones de colonización que moldearán la 
estructura de la comunidad en etapas más tardías de la sucesión (Bazzaz 1996, Finegan, 
1984, Cano-Santana y Meave 1996). 
La selección del hábitat de las plantas, entendida como la respuesta adaptativa que 
tienen las plantas hacia la variabilidad ambiental que les permite colonizar hábitats 
apropiados que les brindan un mejor desempeño (Bazzas 1996), depende en primera 
instancia de la dispersión de semillas y de las condiciones ambientales en las que se éstas 
encuentran. Los patrones de dispersión pueden ser muy heterogéneos y permiten a las 
semillas escapar de condiciones adversas en el espacio, a reserva de que las semillas se 
dispersen hacia parches poco favorables (Venable y Brown 1988). Las condiciones 
ambientales de cada parche provocarán diferencias en la supervivencia y germinación de 
17 
 
semillas, así como en el establecimiento y desarrollo de plantas (Schupp 1995). Las 
semillas que germinan son aquellas que ocupan micrositios “seguros” con características 
favorables como estímulos que rompan la latencia, condiciones ambientales necesarias para 
la germinación y sitios con una presión baja por parte de patógenos y depredadores (Harper 
1977; Finegan 1984). Sin embargo las condiciones que son favorables para las semillas, 
pueden ser no favorables para las plántulas. Por ejemplo, un disturbio puede incrementar la 
germinación de semillas, sin embargo las condiciones que se generan disminuyen la 
supervivencia de las plántulas. Este tipo de conflicto entre semillas y plántulas varía entre 
especies en el espacio y el tiempo (Schupp 1995). 
 
2.7 Dinámica de la comunidad vegetal del PECM 
El PECM abarca una superficie de 727 ha y se encuentra caracterizado por cuatro tipos 
principales de vegetación, según Soberón et al. (1991): el bosque denso que tiene una 
densidad de 800 árboles por hectárea (principalmente Quercus sp. y Pinus sp.); el bosque 
abierto con una densidad de 150 árboles por hectárea; el matorral perturbado que se 
encuentra caracterizado por la presencia de Buddleja sp. , Dodonea viscosa y S. 
oxypetalum; y el matorral de S. oxypetalum, que es la vegetación que cubría originalmente 
la zona perturbada; Castilleja tenuiflora y Penstemon roseus también son especies típicas 
de este tipo de vegetación (Figura 3). 
 
 
 
 
 
Figura 3. Estrato herbáceo del matorral perturbado del PECM 
(Foto: Mitzi López) 
18 
 
Las hierbas perennes, entre las que se encuentran C. tenuiflora y P. roseus son el grupo 
predominante en la zona (66% hierbas perennes, 23% formas arbustivas y 11% hierbas 
anuales) (Martínez-Romero 1997, Alcantar López, en prep). Martínez-Romero (1997) 
reporta que los periodos de floración del 84% de las especies en el PECM corresponden a 
patrones estacionales,con un solo evento anual de floración. También menciona que el 
90% de las especies presentan periodos estacionales de fructificación, de las cuales 28% 
fructifican desde mediados de la época de lluvias hasta las secas de invierno, 15% fructifica 
en la época de lluvias hasta finales de las secas, 27% fructifica en época de secas, 10% en la 
temporada de lluvias solamente, 10% en la época de secas de primavera hasta los primeros 
meses de la época de lluvias y 10% fructifica la mayor parte del año. 
 
2.8 Estudios previos de germinación en los géneros Castilleja y Penstemon 
Dentro del género Castilleja, Meyer y Carlson (2004) reportan para varias especies una 
respuesta positiva generalizada a tratamientos de enfriamiento, por ejemplo: C. exilis 
requiere al menos de 4 semanas de enfriamiento a 2°C para poder germinar. Aunque su 
germinación a bajas temperaturas es muy lenta y tarda entre 18 y 21 semanas en comenzar, 
después del periodo de enfriamiento el porcentaje final de germinación que alcanza es 
cercano al 100%. En C. linariifolia la germinación se correlaciona con el hábitat, ya que en 
poblaciones de alta montaña la germinación se incrementa con el periodo de enfriamiento 
en laboratorio, mientras que en poblaciones encontradas a una altitud menor, la 
germinación se presenta con solo 4 semanas de enfriamiento. C. flava, C. chromosa y C. 
scabrida son capaces de mantener un banco de semillas persistente debido a una proporción 
importante de semillas viables que no germinan con los tratamientos de enfriamiento. Por 
otra parte C. minata, C. applegatei y C. rhexifloia presentan una baja germinación (menor 
al 20%) con hasta 24 semanas de enfriamiento. 
 En Castilleja tenuiflora los trabajos acerca de la propagación natural de esta planta 
son escasos y en su mayoría se enfocan en la propagación in vitro (Rosas et al., 2007). 
Salcedo-Morales et al. (2009) reportan una germinación de semillas del 82% (n=200) en 
papel filtro sin ningún tratamiento desinfectante en un lapso de 30 días, la germinación 
disminuyó hasta un 42% con tratamientos desinfectante de etanol por lo que ésta especie 
puede ser susceptible a la desinfección por éste método. 
19 
 
En el género Penstemon, Meyer et al. (1995) encontraron una variedad de respuestas 
germinativas de distintas especies asociadas al hábitat donde se distribuyen, por ejemplo: 
Penstemon ambiguus, P.rostriflorus, P. pachyphyllus, P. utahensis, P. petiolatus, P. bicolor 
y P. palmeri son especies que se distribuyen en el suroeste de Utah, desierto de Mojave y al 
sur de Nevada. En estos lugares lo inviernos son más cálidos con respecto a otros lugares 
donde se distribuye el género y por lo tanto las semillas de estas especies no responden a 
los tratamientos de estratificación en frío. Por otra parte, especies como P. fruticosus, P. 
procerus, P. rydbergii, P. watsonii y P. whippleanus que se distribuyen en alta montaña 
(altitudes mayores a 2500 m.s.n.m) presentan una respuesta positiva tratamiento en frío 
(1°C) a largo plazo (>24 semanas). 
 Lindgren y Schaaf (2004) encontraron que la emergencia de plántulas de algunas 
especies del género como P. angustifolius y P. barbatus se incrementa cuando las semillas 
experimentan largos periodos de estratificación en frío (10 semanas de estratificación a 
1°C). También reportan que las semillas de mayor edad favorecen la emergencia de 
plántulas en varias especies como P.digitalis, P.gracilis y P.grandiflorus debido a la post-
maduración de las semillas. Este proceso puede presentarse en condiciones natural y 
experimentales con semillas almacenadas por largo periodos (varios meses de 
almacenamiento en seco) resultando en la pérdida de la latencia y por lo tanto 
incrementando el porcentaje de germinación y la emergencia de plántulas (Meyer 1992). 
 
20 
 
III. OBJETIVOS E HIPÓTESIS 
3.1 Objetivos 
El objetivo general de este trabajo es conocer el efecto del acondicionamiento hídrico y del 
acondicionamiento natural en la germinación de Penstemon roseus y Castilleja tenuiflora 
en el Parque Ecológico de la Ciudad México. Esto se llevará a cabo para cada una de las 
dos especies a partir de los siguientes objetivos particulares: 
1. Determinar la permeabilidad de la cubierta seminal a partir del contenido de 
humedad de las semillas después de la imbibición. 
2. Evaluar la respuesta fotoblástica de las semillas con luz roja, rojo lejano, luz 
blanca y oscuridad. 
3. Evaluar la viabilidad y el efecto del almacenamiento por 6 y 12 meses con 
distintas temperaturas. 
4. Evaluar y comparar el efecto del acondicionamiento hídrico experimental y del 
acondicionamiento natural sobre la tasa de germinación de las semillas 
Penstemon roseus y Castilleja tenuiflora y sobre el tamaño de las plántulas. 
3.2 Hipótesis 
Si las cubiertas seminales de ambas especies son permeables, la imbibición necesaria para 
la germinación se dará sin más requerimientos que la disponibilidad de humedad ambiental, 
e implicará un incremento en el contenido de humedad de las semillas. Debido a que el 
tamaño de las semillas de P. roseus y C. tenuiflora es pequeño y a que el sustrato 
fragmentado y escaso del PECM representa una limitante para la emergencia y 
establecimiento de plántulas, se espera que las semillas de estas dos especies presenten una 
respuesta fotoblástica positiva como una estrategia que les impida germinar en micrositios 
poco favorables para el desarrollo de las plántulas. Ya que el PECM es un ambiente 
heterogéneo, ambas especies podrían producir semillas ortodoxas con contenidos de 
humedad bajos y resistencia al almacenamiento con bajas temperaturas que les permitan 
responder a la estacionalidad anual. Dado que el acondicionamiento hídrico y el 
acondicionamiento natural promueven la activación del metabolismo de la germinación, se 
esperará una mayor respuesta germinativa en menor tiempo y un mayor tamaño de 
plántulas de C. tenuiflora y P. roseus expuestas al acondicionamiento con respecto a 
semillas que no experimentaron este proceso. 
21 
 
IV. MÉTODOS 
4.1 Especies de estudio 
4.1.1 Castilleja tenuiflora Benth. - Planta herbácea perene y hemiparásita, de la familia 
Orobanchaceae (APG III, 2009) de 30 cm a 1 m de alto. Tallos erectos muy ramificados, 
canescentes e híspidos. Las hojas son sésiles, levemente auriculadas en la base, lineares o 
lanceoladas, de 1 a 4.5 cm de largo con un ápice agudo u obtuso. Inflorescencia racemosa, 
con numerosas flores, pedicelos de 3 a 5 mm de largo, brácteas lanceoladas, de 1.2 a 4 cm 
de largo, de ápice agudo. Cáliz de 2 a 3 cm de largo, lóbulos dentados, híspidos con el ápice 
teñido de rojo; corola de 3 a 4.5 cm de largo, de color amarillo ligeramente anaranjado, 
gálea verdosa, puberulenta de 1.5 a 2 cm de largo. Anteras de 2 a 3 mm de largo; estilo de 3 
a 4 cm de largo, estigma bilobulado; cápsula ovoide de 9 a 14 mm de largo. Las semillas 
son elipsoides de aproximadamente 1.8 mm de largo de color café. Castilleja tenuiflora se 
distribuye en un gradiente altitudinal de 2300-3300 m, en bosque de coníferas, encinos, 
matorrales y pastizales, así como en bordes de cultivos y orillas de camino (Holmgren 
1976; Rzedowski y Rzdedowski 2005; Martínez-Orea et al. 2012: Figura 4). 
 
 
 
Figura 4. Castilleja tenuiflora Benth. en el 
PECM, México. (Fotografía: Luis Salvatierra) 
22 
 
4.1.2 Penstemon roseus G. Don. - Hierba perene y monoica con tallos erectos muy 
ramificados, de la familia Plantaginaceae (APG III, 2009), de 40 cm a 1.2 m de alto. Hojas 
sésiles, lanceoladas de 3 a 4 cm de largo, ápice acuminado y márgenes aserrados. La 
inflorescencia (Figura 5) en forma de panícula terminal con brácteas de 0.5 a 1.2 mm de 
largo; el cáliz de 5 a 10 mm de largo, sépalos en ocasiones teñidos de color púrpura, rojo o 
carmesí de 2 a 3 cm de largo: filamentos de 1.7 a 2 cm de largo, anteras de 1 mm de largo 
con estaminodio filiforme ycon pelos de color amarillo en el ápice; estilo de 2 mm de 
largo; semillas de color café oscuro o negro aproximadamente de 2 mm de largo. Florece de 
junio a octubre. Se distribuye en el Valle de México a una altitud de 2250 a 3000 m en 
zonas montañosas, bosques de pino y de encino, matorrales y en sitios perturbados (Rojo y 
Rodríguez 2002; Rzedowski y Rzdedowski 2005; Martínez-Orea et al. 2012). 
 
 
 
Figura 5. Penstemon roseus G. Don en el 
PECM, México. (Fotografía: Luis 
Salvatierra) 
 
23 
 
4.2 Sitio de estudio 
El Parque Ecológico de la Ciudad de México (PECM) ocupa una superficie de 727 ha y se 
ubica entre los 19° 14´ N y 19° 15´ N, y los 99° 15´ O y 99° 10´ O y entre los 2650 y 2800 
m s. n. m. Se localiza en la parte media de la serranía del Ajusco, al sur de la zona urbana 
de la delegación Tlalpan, en el kilómetro 5. 5 de la carretera Picacho-Ajusco (Soberón et al. 
1991; Cano-Santana et al. 2006). 
 Su clima es templado subhúmedo con lluvias en verano, presenta una precipitación 
anual promedio de 1000 mm y su vegetación es rica y variada debido a la topografía. De 
acuerdo a Soberón et al. (1991) se distinguen cuatro tipos de vegetación: 
i. Bosque denso. - Se encuentra al sureste de parque y corresponde a un bosque de 
encinos caracterizado por una alta densidad de árboles (800 ind/ha). Ocupa 
aproximadamente un 14.2% de la superficie total del PECM y se establece sobre 
zonas con suelos bien formados. 
ii. Bosque abierto. - Zona de transición entre el bosque y el matorral de S. oxypetalum. 
La densidad de árboles en este tipo de vegetación es menor a la del bosque denso 
(150 ind/ha). Ocupa alrededor del 15% de la superficie total y se establece en suelos 
volcánicos superficiales. 
iii. Matorral perturbado. - Vegetación poco densa donde predominan formas arbustivas 
y hierbas (exceptuando por formas arbóreas como Buddleia sp.). Durante la época 
de secas las plantas ruderales (principalmente de la familia Asteraceae) predominan 
en el paisaje. Es una vegetación secundaria asociada a la perturbación del matorral 
de S. oxypetalum y ocupa el 68.5% de la superficie total del parque. 
iv. Matorral de Sedum oxypetalum. - Matorral muy denso con S. oxypetalum como 
especie dominante. 
 El sustrato basáltico encontrado en el matorral perturbado y en el matorral de Sedum 
proporciona poca retención de agua y una amplia variación de temperatura a lo largo del 
año (0-50°C). En el matorral perturbado se encuentran, como primeras colonizadoras 
perenes, a Wigandia urens y Agave sp. y como especies arbóreas a Buddleja cordata y 
Dodonaea viscosa; sin embargo las condiciones ambientales presentes en esta zona 
dificultan el reclutamiento de especies vegetales, por lo que es importante tomar medidas 
24 
 
para restaurar el área (Olvera-Carillo et al. 2009; Walte-Vega 2010; Mendoza-Hernández et 
al. 2010) y para ello es necesario ahondar en el conocimiento de la ecología de las 
diferentes especies y de la vegetación. 
4.3 Recolección de frutos 
Se recolectaron frutos de las dos especies de estudio desde octubre hasta diciembre de 2012 
en la zona caracterizada como matorral perturbado del PECM. Se realizaron recorridos no 
pre-establecidos a lo largo del matorral perturbado para colectar los frutos y almacenarlos 
en bolsas de papel estraza, rotuladas con el nombre, el lugar y fecha de colecta. 
 Las semillas de P. roseus y C. tenuiflora se separaron individualmente con 
microscopio estereoscópico utilizando pinzas de disección y se almacenaron en tubos 
Eppendorf a 25°C hasta la fecha de siembra en enero del 2013. 
5. 3. 1 Criterios de inclusión. Los criterios de inclusión para considerar a las semillas como 
parte de la población fueron: 
a) Tamaño de la semilla: mayores de 1.8 mm de longitud x 0.8 mm de ancho (incluyendo a 
la testa reticulada) para C. tenuiflora y de 1.8 mm de longitud x 1.2 mm de ancho para P. 
roseus. 
b) Color de la semilla: semillas color café claro con la testa reticulada blanquecina para C. 
tenuiflora (Figura 6) y semillas color café oscuro con bordes cobrizos para P. roseus 
(Figura 7). 
c) Germinación: Se consideró que una semilla había germinado cuando presentó la 
emergencia de la radícula a través de las cubiertas seminales (Figura 8). 
 Se excluyeron las semillas de que presentaban algún tipo de daño en la cubierta 
debido a que éstas podrían contener embriones dañados con bajo potencial de crecimiento y 
poca o nula capacidad germinativa (Figura 9). 
 
25 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6. Semilla de C. tenuiflora Figura 7. Semilla de P. roseus 
Figura 8. Semillas con radícula de C. tenuiflora ( izquierda) y de P. roseus (derecha) 
Figura 9. Semillas dañadas de C. tenuiflora (izquierda) y de P. roseus (derecha) 
26 
 
4.4 Trabajo en campo 
4.4.1 Germinación en campo y acondicionamiento natural. Las pruebas de germinación en 
campo se realizaron en el sitio del PECM caracterizado por Soberón et al (1991) como 
matorral perturbado. 
 Se colocaron de manera superficial y aleatoria (utilizando tablas de números al azar 
para elegir el sitio) 18 canastas con cien semillas por cada especie (una especie por 
canasta). Las canastas miden 10 cm de largo por 10 cm de ancho y están elaboradas con tul 
y tela absorbente (Magitel), cada canasta se protegió con una caja de alambre de acero de 
10 cm por 10 cm, con aperturas de 1 cm (Figura 10). Se utilizó suelo del sitio donde se 
colocaron las canastas como sustrato para enterrar las semillas. 
 Entre enero de 2012 y enero de 2013, cada dos meses se retiraron aleatoriamente 
tres de las canastas de cada una de las dos especies. En ellas se contó el número de semillas 
que germinaron y las semillas que no lo hicieron se trasladaron a cámaras de germinación 
(Lab Line) a 23.5°C con un fotoperiodo 12/12 para evaluar el efecto del acondicionamiento 
natural sobre la germinación. Las condiciones de germinación se explicarán más adelante. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.4.2 Contenido de humedad del suelo. El contenido de humedad del suelo (CH) de la zona 
donde se colocaron las canastas se determinó por diferencia en peso tomando como 
referencia los métodos estipulados en la NOM-021-RENAT-2000. Cada mes se registraron 
cuatro valores (uno por semana) de humedad relativa del suelo. Para ello se tomaron 
aleatoriamente 10 muestras de suelo y se tamizaron con una malla de 2 mm de diámetro. 
Figura 10. Canasta elaborada con tul y tela absorbente (izquierda) y cajas de alambre de acero que protegen 
a las canastas (derecha) 
27 
 
Las muestras se mezclaron y se colocaron 25 gramos de suelo en 10 cajas de aluminio de 5 
cm de diámetro, y se introdujeron en la estufa durante 24 h a 105°C (Figura 11). 
Para obtener el CH se tomaron los siguientes datos: 
a) Peso de la caja vacía (A): para tener esta lectura las cajas permanecieron en la estufa 12 
horas y después se colocaron 15 minutos en un desecador. 
b) Peso de la caja vacía con 25 g de suelo seco al aire tamizado con una malla de 2 mm (B) 
c) Peso de la caja con suelo seco a la estufa (C) 
 
El contenido de humedad (porcentaje) se promedió con los distintos lotes para tener el 
promedio semanal: 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.5 Trabajo en laboratorio 
4.5.1 Contenido de humedad de semillas. Para conocer el contenido de humedad de las 
semillas se siguió el método de secado en la estufa propuesto por Moreno (1984). Se 
utilizaron 250 semillas divididos en 5 lotes de 50 semillas cada uno por tratamiento. Las 
semillas se colocaron en cajas de aluminio de 5 cm de diámetro, que se introdujeron en la 
estufa por 24 horas a 105°C. 
 
 
Figura 11. Secado en estufa para muestras de suelo para contenido 
de humedad. 
28 
 
Para obtener el contenido de humedad se tomaron los siguientes datos: 
a) Peso de la caja vacía: para tener esta lectura las cajas permanecieron enla estufa 12 
horas y después se colocaron 15 minutos en un desecador. 
b) Peso de la caja con 50 semillas 
c) Peso de la caja con semillas después de permanecer en la estufa por 24 horas a 105°C y 
15 minutos en un desecador a temperatura ambiente. 
 El contenido de humedad se promedió con los distintos lotes, el porcentaje de 
humedad se obtuvo con la siguiente fórmula: 
 
 
 
 
P1= peso en gramos de la caja vacía 
P2= Peso en gramos de la caja con semillas 
P3= Peso en gramos de la caja con semillas después del secado en la estufa. 
 Los tratamientos en los que se evaluó el contenido de humedad fueron: 
1) semillas recién colectadas 
2) semillas después de 24 horas de imbibición.- las semillas se hidrataron en tubos 
Eppendorf con agua destilada 
3) semillas después de aplicar acondicionamiento hídrico (el método de 
acondicionamiento se explicará más adelante) 
4.5.2 Respuesta fotoblástica. Para evaluar el efecto de la calidad de luz y caracterizar la 
respuesta fotoblástica de las semillas, se colocaron 5 lotes de 20 semillas por especie con 24 
h de imbibición y oscuridad. Posteriormente, las semillas se sembraron bajo luz verde para 
evitar la activación de los fitocromos. En cada caja Petri se colocaron 3 discos de papel 
absorbente en la base y se sellaron con egapac. Las cajas se regaron con 5 ml de Captán al 
0.2% para desinfectarlas y mantener una humedad suficiente para la germinación. Se 
evaluó el efecto de 4 calidades de luz: luz blanca (LB), luz roja (LR), rojo lejano (RL) y 
oscuridad (OS). Para obtener estas condiciones de luz, en luz roja y rojo lejano las cajas de 
Petri se introdujeron en cajas de germinación de 44 cm de largo por 34 cm de ancho por 10 
cm de altura cubiertas con Pexiglass rojo para la condición de luz roja y con Pexiglass azul 
29 
 
y rojo para rojo lejano (Figura 12). El diseño experimental para evaluar la respuesta 
fotoblástica fue el siguiente: 4 calidades de luz x 5 réplicas (20 semillas) para cada especie 
El flujo fotónico de las cajas se midió un cuantómetro Li-cor (LI-COR, Inc., LI-185A, 
Nebraska, USA). Para la condición de luz blanca las cajas Petri se sellaron con egapac para 
evitar la pérdida de humedad y para la condición de oscuridad las cajas de Petri se 
cubrieron totalmente con aluminio. Todas las cajas se colocaron en cámaras de germinación 
(Lab-Line instruments, Inc., 841-1, Melrose Park, Ill; focos luz blanca Osram Universal, 20 
watts, Brasil) a 23.5°C; con fotoperiodo 12/12 y se evaluó la germinación cada 24 h por 30 
días. 
 
 
 
 
4.5.3 Almacenamiento de las semillas. Se colocaron 1200 semillas divididas en lotes de 100 
en tubos Eppendorf. A la mitad de los tubos se les añadió 1 g de sílica gel y algodón, en el 
resto se colocó únicamente algodón. Para evaluar el efecto del almacenamiento y del 
desecante (sílica gel), los tubos se cubrieron con papel aluminio, se depositaron en bolsas 
de plástico negro y se almacenaron a 5°C, -20°C y temperatura ambiente (26°C ± 2.7 en 
laboratorio) por 6 y 12 meses. Después de finalizar el tiempo de almacenamiento las 
semillas fueron puestas a germinar en Agar al 2% en cámaras de germinación (Lab-Line 
instruments, Inc., 841-1, Melrose Park, Ill; focos luz blanca Osram Universal, 20 watts, 
Brasil) a 25°C; fotoperiodo 12/12. 
 
 
 
Figura 12. Cajas de Germinación para simular luz roja (izquierda) y rojo lejano 
(derecha). 
30 
 
Los tratamientos se constituyeron de la siguiente forma: 
a) Almacenamiento por 6 y 12 meses a 5°C: Se almacenaron 4 lotes de 100 semillas con y 
sin sílica gel dentro de un refrigerador Samsung®. 
b) Almacenamiento por 6 y 12 meses a temperatura ambiente (26°C ± 2.7 en laboratorio): 
Se almacenaron 4 lotes de 100 semillas con y sin sílica gel a 25°C. 
c) Almacenamiento por 6 y 12 meses a -20°C con el objetivo de evaluar la posibilidad de 
conformar un banco de semillas artificial con estas especies: se almacenaron 4 lotes de 100 
semillas con y sin sílica gel dentro de un ultracongelador Revco -80°C. 
En total, se utilizaron 1200 semillas de cada especie a fin de contar con réplicas suficientes 
para cada especie y para cada tratamiento: 
2 periodos de almacenamiento x 3 temperaturas x 2 tratamientos de desecante x 5 réplicas 
(20 semillas) para cada especie 
4.5.4 Acondicionamiento hídrico en ambientes controlados. Debido a la gran cantidad de 
semillas utilizadas en este trabajo, se aplicó la técnica de acondicionamiento hídrico con 
disponibilidad ilimitada de agua a 1800 semillas de cada especie. Las semillas se hidrataron 
en tubos Ependorff con agua destilada durante 24 h y después se deshidrataron una semana 
en papel absorbente seco envuelto en papel aluminio para evitar la germinación. Cada dos 
meses se retiraron aleatoriamente 300 semillas de cada especie y se pusieron a germinar en 
cámaras de germinación a 23.5°C; fotoperiodo 12/12 (Lab-Line instruments, Inc., 841-1, 
Melrose Park, Ill; focos luz blanca Osram Universal, 20 watts, Brasil). 
4.5.5 Siembra del grupo control. El grupo control se conformó por 1800 semillas de cada 
especie seleccionadas aleatoriamente de la muestra depurada. Las semillas se almacenaron 
en tubos Ependorff a temperatura ambiente. Cada dos meses se tomó una muestra aleatoria 
de 300 semillas por especie y se pusieron a germinar en cámaras de germinación (Lab Line) 
a 25°C; fotoperiodo 12/12. 
 
 
31 
 
El diseño experimental del efecto de los tratamientos de acondicionamiento y grupo control 
sobre la germinación fue: 
5 periodos de almacenamiento/enterramiento x 3 tratamiento de acondicionamiento y 
control x 15 réplicas (20 semillas) 
 
4.5.6 Efecto del acondicionamiento sobre la longitud de plántulas Se midió la longitud de 
la parte aérea de las plántulas producto del grupo control y de los grupos tratados con 
acondicionamiento natural y acondicionamiento hídrico con ayuda de un vernier 
electrónico digital Truper®. Las mediciones se efectuaron en las cajas Petri 30 días después 
de la siembra de las semillas. Se consideraron como plántulas a los individuos que midieran 
más de 3 mm de altura, que presentara hojas cotiledonarias bien extendidas y una 
coloración verde brillante. 
 
4.6 Condiciones de germinación 
4.6.1 Pruebas preliminares para determinar el tipo del sustrato y método de desinfección. 
Se imbibieron durante 24 h 10 lotes de 20 semillas por especie. Después de la imbibición la 
mitad de los lotes se sembraron en cajas Petri. En cada caja de Petri se colocaron 3 discos 
de papel absorbente en la base y se sellaron con egapac. Las cajas se regaron con 5 mL de 
Captán al 0. 2% para desinfectarlas. La otra mitad de los lotes se desinfectó con base en la 
metodología desarrollada por Olguín (2012), la cual consistió en desinfectar a las semillas 
con Tween 80 (tres gotas en 50 ml de agua destilada) por 10 min. Después se enjuagaron 
con agua destilada y se añadieron tres gotas de Microdyn® en 50 ml de agua destilada. Se 
enjuagaron y se dejaron remojar por 2 min en alcohol al 70%. A continuación se remojaron 
por 20 min en solución Hipoclorito de Sodio (comercial) 1:3 (v/v); cada paso de la 
desinfección se realizó en agitación constante. Las semillas se enjuagaron con agua 
destilada estéril y se sembraron en cajas Petri con agar al 2% pH 5. 7, en campana de flujo 
laminar. Las cajas Petri se colocaron en cámaras de germinación (Lab-Line instruments, 
Inc., 841-1, Melrose Park, Ill; focos luz blanca Osram Universal, 20 watts, Brasil) a 25°C; 
fotoperiodo 12/12, y se registró la germinación diariamente por 30 días (Apéndice I). 
 
32 
 
4.6.2 Prueba de viabilidad. Para conocer la viabilidad de las semillas se utilizó el método 
de tetrazolio que se basa en la respiración seminal la cual reduce la solución de 2,3,5-
trifeniltetrazolio (incolora) a 1,3,5-trifenilformazán (color rojo) (Enescu 1991). Esta prueba 
no se pudo realizar para P. roseusdebido a que no se logró teñir exitosamente con este 
método en las pruebas preliminares. En el caso de C. tenuiflora Se tomaron 300 semillas y 
se dividieron en 3 grupos de 100 semillas. Al primer grupo se le aplicó el tratamiento de 
desinfección completo, al segundo grupo se le aplicó el tratamiento de desinfección sin 
pasar por alcohol al 70% y al tercer grupo únicamente se le dejó remojar en solución 
Cloro/Agua 1:3 (v/v) por 20 min únicamente para aclarar los tejidos y poder distinguir la 
tinción del embrión. Cada grupo se expuso durante 12 horas a una solución al 1. 0% de 
cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio. Cada lote se almacenó en tubos Eppendorf de 1. 5 ml 
cubiertos con papel aluminio a 25°C. El número de semillas viables se calculó como: 
 
 
 
 
 
 
Se consideró viable aquella semilla cuyo embrión presentara coloración rojiza (Apéndice I) 
(Figura 13). 
 
 
 
 
Figura 13. Prueba de viabilidad en semillas de C. tenuiflora. V= 
semillas viables; NV= semillas no viables. 
33 
 
 
4.6.3 Desinfección y siembra en agar. 
4.6.3.1. Con base en las pruebas de sustrato y tipo de desinfección (Apéndice I), las 
semillas de P. roseus del grupo control y de los grupos tratados con acondicionamiento 
hídrico y acondicionamiento natural, así como las semillas almacenadas, se desinfectaron 
con el método propuesto por Olguín (2012) y se sembraron en cajas Petri con agar al 2% 
pH 5. 7, en campana de flujo laminar. Las cajas Petri se colocaron en cámaras de 
germinación (Lab-Line instruments, Inc., 841-1, Melrose Park, Ill; focos luz blanca Osram 
Universal, 20 watts, Brasil) a 25°C; fotoperiodo 12/12, y se registró la germinación durante 
30 días. 
4.6.3.2. Con base en la prueba de viabilidad (Apéndice I), las semillas de C. tenuiflora del 
grupo control y de los grupos tratados con acondicionamiento hídrico, con 
acondicionamiento natural, así como las semillas almacenadas, se desinfectaron con 
Captan® al 0. 2% y se sembraron en cajas Petri con agar al 2% pH 5. 7, en campana de 
flujo laminar. Las cajas Petri se colocaron en cámaras de germinación (Lab-Lines 
instruments, Inc., Lab-Line biotronette 848-1, Melrose Park, Ill.) a 25°C; fotoperiodo 
12/12, y se evaluó la germinación durante 30 días. 
 
4.7 Análisis de datos 
Se calcularon las probabilidades de germinación final para los distintos tratamientos con 
modelos lineales generalizados (GLMs) con distribución de error tipo binomial y función 
de enlazamiento logit y se compararon con pruebas de contrastes ortogonales con una 
significancia de 0.05 para encontrar diferencias significativas con el programa JMP
®
 v. 7. 0 
(SAS Institute Inc., Cary, NC, 1989-2007). 
 Se obtuvieron curvas de germinación que se ajustaron con el paquete de Excel 
GERMINATOR elaborado por Joosen et al (2010), utilizando el siguiente modelo: 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
Donde: 
 y = porcentaje de germinación acumulado al tiempo x (días) 
 y0 = intersección con el eje y (≥ 0), 
 a = porcentaje máximo de germinación acumulado (≤ 100) 
 b = forma y pendiente de la curva 
 c = tiempo requerido para que el 50% de las semillas germinen (t50) 
Con el ajuste se obtuvieron los siguientes parámetros acerca de la velocidad de la 
germinación: 
 t50 MaxG. - Tiempo que se tarda en alcanza el 50% de la germinación 
 t10 MaxG. - Tiempo que se tarda en alcanza el 10% de la germinación 
Estos parámetros fueron comparados por el programa a través de pruebas de t-student con 
una significancia de 0. 05. 
 A partir del modelo se ajustaron las curvas promedio de germinación para cada 
especie con el programa Sigmaplot (Systat Software, San Jose, CA). Adicionalmente se 
obtuvo el tiempo requerido para alcanzar el porcentaje final de germinación (tots Gmax) en 
cada uno de los tratamientos. 
 El efecto de los tratamientos en la longitud de las plántulas y en el tiempo requerido 
para alcanzar el final de la germinación (tots Gmax) se evaluó por medio de un ANdeVA 
factorial con el programa Statistica v. 7.0. Se realizó una prueba de Tukek (HSD) (α=0.05) 
para encontrar diferencias significativas entre pares de medias cuando el ANdeVA detectó 
diferencias. 
 Para conocer si había una correlación entre la humedad del suelo del matorral 
perturbado del PECM y la germinación en campo de las dos especies de estudio, se realizó 
una correlación no paramétrica de Spearman con el programa JMP
®
 v. 7. 0 (SAS Institute 
Inc., Cary, NC, 1989-2007). 
 
 
35 
 
V. RESULTADOS 
5.1 Contenido de humedad de semillas 
La humedad alcanzada después del proceso de imbibición fue de 44. 86% para P. roseus y 
de 38. 03% para C. tenuiflora. El incremento de humedad indica que la cubierta seminal es 
permeable (Cuadro 2). 
 
 
 
Especie Humedad inicial (% 
±e. e) 
Humedad Final (% 
±e. e) 24h imbibición 
Humedad 
acondicionamiento 
hídrico (%±e. e) 
Penstemon roseus 4. 04± 0. 37 
 
44. 86±0. 53 
 
2. 88±0. 39 
 
Castilleja teniuflora 1. 61± 0. 41 89. 92±2. 62 
 
2. 34±0. 58 
 
5.2 Respuesta fotoblástica 
El flujo fotónico en las cajas de germinación fue de 4 µmol/m
2
/s para el rojo, de 0. 09 
µmol/m
2
/s para rojo lejano y de 33.21 µmol/m
2
/s para la luz blanca. Hubo un efecto 
significativo de la calidad de luz sobre el porcentaje final de germinación de P. roseus 
( <0.001) (Figura 14) y C. tenuiflora ( 
 <0. 001) (Figura 15). No hubo germinación de semillas de P. roseus con el tratamiento de 
oscuridad por lo que fue excluido del análisis. Mediante los contrastes ortogonales (Cuadro 
3) se observó que en P. roseus la germinación final con los tratamientos de luz roja (LR) y 
luz blanca (LB) fue significativamente mayor con respecto a la del rojo lejano (RL). Por 
otro lado en C. tenuiflora, la germinación con los tratamientos de LR y RL fue 
significativamente menor que con la LB y mayor que en oscuridad (OS), además la 
respuesta germinativa en OS fue significativamente menor con respecto a la LB. Estos 
resultados indican que P. roseus presenta una respuesta fotoblástica positiva y C. tenuiflora 
presenta una respuesta indiferente a la calidad de luz más no a la cantidad de esta (flujo 
fotónico). 
 
Cuadro 2. Porcentaje de humedad registrada para las semillas de P. roseus y C. tenuiflora 
36 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Tratamiento P. roseus 
 x
2
 g. l. P 
LB-LR 0. 798 1 0. 372 
(LB-LR)-RL 12. 867 1 <0. 05* 
Tratamiento C. tenuiflora 
 x
2
 g. l. P 
LR-RL 0. 1805 1 0. 6709 
(LR-RL)-LB 6. 6706 1 <0. 05* 
(LR-RL)-OS 10. 371 1 <0. 05* 
LB-OS 9. 0448 1 <0. 05* 
 
 
Figura 14. Respuesta fotoblástica de semillas de P. 
roseus (porcentaje de semillas germinadas ± e.e.). No 
hubo germinación bajo la condición de oscuridad. Las 
letras diferentes denotan diferencias significativas 
(P<0.05) (contrastes ortogonales). 
Figura 15. Respuesta fotoblástica de semillas de C. 
tenuiflora (porcentaje de semillas germinadas ± 
e.e.). Las letras diferentes denotan diferencias 
significativas (P<0.05) (contrastes ortogonales). 
Cuadro 3. Contrastes ortogonales de la respuesta fotoblástica de semillas de C. tenuiflora y P. roseus. LB= 
Luz blanca; LR= Luz roja; RL= Rojo lejano y OS= oscuridad. * denota diferencias significativas 
37 
 
5.3 Almacenamiento de las semillas 
5.3.1 Almacenamiento de Penstemon roseus 
No hubo un efecto significativo del desecante sobre el porcentaje final de germinación de 
semillas almacenadas por 6 meses a -20°C ( = 0.458), a 5°C 
( = 0.152) ni a temperatura ambiente (TA) ( 
 = 0.558). Sin embargo, las semillas almacenadas a temperatura ambiente por 6 meses 
obtuvieron un porcentaje de germinación menor con respecto al grupo control (semillas sin 
almacenamiento) y a las semillas almacenadas a 5°C (Figura 16) (Cuadro 4).