Efecto-de-la-no-ablacion-unilateral-del-pedunculo-ocular-en-el-desempeno-reproductivo-de-las-hembras-y-la-calidad-de-la-progenie-del-camaron-rojo-del-caribe-Farfantepenaeus-brasiliensis

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Efecto de la no ablación unilateral del pedúnculo ocular en el 
desempeño reproductivo de las hembras y la calidad de la progenie 
del camarón rojo del Caribe (Farfantepenaeus brasiliensis) 
 
 
 
T E S I S 
 
QUE PARA OBTENER TÍTULO DE: 
 
BIÓLOGA 
 
P R E S E N T A: 
 
LINDA MARÍA GONZÁLEZ ZÚÑIGA 
 
DIRECTORA DE TESIS: 
MARTHA GABRIELA GAXIOLA CORTÉS 
2018 
Javier
Texto escrito a máquina
Javier
Texto escrito a máquina
CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX., 
Javier
Texto escrito a máquina
Javier
Texto escrito a máquina
Javier
Texto escrito a máquina
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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HOJA DE DATOS DE JURADO 
 
1. Datos de alumno 
González 
Zúñiga 
Linda María 
0445529432864 
Universidad Nacional Autónoma de México 
Facultad de Ciencias 
Biología 
307230120 
 
2. Datos del Tutor: 
Dra. 
Martha Gabriela 
Gaxiola 
Cortés 
 
3. Datos sinodal 1 
Dr. 
Juan Carlos 
Maldonado 
Flores 
 
4. Datos sinodal 2 
Mtro. 
Miguel 
Arévalo 
López 
 
5. Datos sinodal 3 
Dr. 
Edén 
Magaña 
Gallegos 
 
6. Datos sinodal 4 
Dra. 
Diana 
Aguilera 
Rivera 
 
7. Datos del trabajo escrito 
Efecto de la no ablación unilateral del pedúnculo ocular en el desempeño reproductivo de las hembras y la 
calidad de la progenie del camarón rojo del Caribe (Farfantepenaeus brasiliensis). 
50 
2018 
 
 
DEDICATORIA 
 
 
 
A mis padres, Rosalba y Gerardo por sacarnos adelante a mí y a mis hermanos a 
pesar de tantos obstáculos, gracias por tanta fuerza, tolerancia y energía 
brindada a lo largo de mi camino. 
 
A mis hermanos Rodrigo y Mariana quienes son mis mejores amigos. 
 
A mi tío Manuel por contagiarme de risas y a mi tía Lourdes por siempre 
aconsejarme y darme ánimos e ideas a pesar de la distancia. 
 
A mis amigas de la carrera Quetzalli y Citlali quienes compartieron conmigo risas, 
desveladas, enojos, prisas, fiestas, miedos y mucho más a lo largo de esta 
excelente etapa “la Universidad”. 
 
A la vida, por brindarme la oportunidad de cerrar un ciclo y de vivir experiencias 
que marcaron mi vida a lo largo de este gran camino. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fluir, no forzar… 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A ti mamá gracias por acompañarme, cuidarme, aconsejarme y brindarme tantos días, tantas 
noches, tantas madrugadas, siempre dándome esas alas tan grandes para volar y volver a 
despegar si era necesario (muchas veces lo fue). Gracias por siempre recibirme con una sonrisa 
a pesar de la hora y por siempre escucharme. 
A ti papá, gracias por siempre estar ahí, en especial esas noches en las que te marcaba y te 
decía: ¿Papá puedes venir por mí? Jajajaja. Por ser el papa enojón que lo daba todo para sus 
hijos y por todo el tiempo que nos brindaste. 
A mis hermanos por tan buenos momentos que pasamos juntos, por tantas carcajadas hasta 
doler la pansa, por ese gran apoyo que siempre nos brindamos, por no dejarnos caer casi por 
nada ja y por siempre tener la mejor vibra. Les agradezco por estar ahí siempre, por 
regañarme, por cubrirme, por quererme. Los quiero por siempre. 
A mis amigas de la facultad y de la vida Quetzalli y Citlali, que a pesar de la situación 
agradezco haber compartido conmigo tanto tanto, solo quiero que sepan que las recuerdo por 
todas las cosas divertidas que pasamos. 
A ti Edén, que no sé quién me pudo haber orientado y tenido tanta paciencia como tu; a pesar 
de ser mi tutor fuiste un gran amigo que nunca me dejo librar de esta tesis y que gracias a ti 
lo logre. Simplemente creo que un gracias nunca será suficiente. 
A Nelly mi ahora gran amiga y a Maggie con quienes compartí esta gran experiencia llamada 
Sisal. Experiencias que se volvieron únicas. 
A todas las nuevas personas que conocí en Sisal y que definitivamente me hicieron sentir 
parte de un nuevo núcleo familiar lejos de casa, agradezco a Rodrigo, Dianita, Cesar, Omar, 
Daniel, Diego, Diego Vázquez, Javi, Eloy, Misha, Vane, Marcos, y muchas tantas más. 
A mis profesores de la Facultad por impresionarme y apasionarme cada día en sus clases, 
tomando aún más gusto por la Biología 
Al Doctor Elpidio quien me brindo grandes consejos Por tenerme paciencia y darme la 
oportunidad y la confianza de compartir su trabajo de laboratorio conmigo. Gracias Pilo. 
 
 
El presente trabajo fue realizado en la Unidad Multidisciplinaria de Docencia e Investigación 
de la Facultad de Ciencias, UNAM con sede en Sisal, Yucatán. 
Para la realización de esta tesis agradezco ampliamente el apoyo a: 
Dra. Martha Gabriela Gaxiola Cortés Por haberme abierto las puertas de Sisal y dejarme 
ocupar un lugar en el Grupo Camarón. Agradezco el apoyo que me brindo para tomar un 
poco de experiencia en cuanto al manejo de los camarones y así sentir admiración por estos 
grandiosos organismos y a la acuacultura. 
Dr. Edén Magaña Gallegos Por asesorarme en la tesis. Por ser mi tutor en la práctica y en lo 
teórico, por aclarar mis dudas una y otra vez, gracias por esa gran paciencia. Por las 
correcciones que me hiciste en la parte final del documento. Por asesorarme de manera 
general en la tesis. 
M. en C Miguel Arévalo López por el apoyo de transporte de los organismos y desarrollo 
de la parte experimental en el área de reproducción de camarones. Por el aporte de 
conocimiento en lo que se refiere a la reproducción de los camarones así como a las 
correcciones hechas al documento. 
A la Doctora Diana Aguilera y al doctor Juan Carlos Maldonado por sus correcciones al 
documento. 
 
 
 
ÍNDICE 
 
RESUMEN ............................................................................................................................................ 1 
1.- INTRODUCCIÓN .............................................................................................................................. 3 
2. ANTECEDENTES ............................................................................................................................... 6 
2.1 Biología de la especie ............................................................................................................ 6 
2.2 Distribución ........................................................................................................................... 7 
2.3 Biología reproductiva ............................................................................................................ 8 
2.4 Nutrición de camarones reproductores .............................................................................. 10 
2.5 Principales biomoléculas en huevos y nauplios ................................................................. 12 
2.6 Regulación hormonal de la reproducción en crustáceos. ................................................... 13 
3. JUSTIFICACIÓN ........................................................................................................................... 16 
4. PREGUNTAS DE INVESTIGACIÓN ............................................................................................... 17 
5. HIPÓTESIS .................................................................................................................................. 17 
6. OBJETIVOS .................................................................................................................................17 
7. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................................... 18 
7.1 Origen de los reproductores. ............................................................................................... 18 
7.2 Fase de Aclimatación y diseño experimental ...................................................................... 18 
7.3 Aceleración de la maduración gonádica .............................................................................. 19 
7.3.1 Selección de las hembras maduras y cosecha de huevos ........................................... 20 
7.3.2 Índices organosomáticos ............................................................................................. 21 
7.3.3 Desempeño Reproductivo ........................................................................................... 21 
7.4 Análisis de laboratorio ......................................................................................................... 22 
7.4.1 Indicadores bioquímicos: hepatopáncreas, ovarios y hemolinfa ................................ 22 
7.4.2 Indicadores bioquímicos: huevos y nauplios ............................................................... 22 
7.5 Análisis estadístico de datos ................................................................................................ 23 
8. RESULTADOS .............................................................................................................................. 24 
8.1 Parámetros fisicoquímicos y calidad del agua .................................................................... 24 
*S. E: Error estándar. ................................................................................................................. 24 
 
8.2 Índices gonadosomático y hepatosomático ........................................................................ 24 
8.3 Desempeño Reproductivo ................................................................................................... 26 
8.3 Variables bioquímicas ................................................................................................... 27 
9. DISCUSIÓN ..................................................................................................................................... 30 
9.1 Parámetros físicos, químicos y calidad del agua ................................................................. 30 
9.2 Desempeño reproductivo .................................................................................................... 30 
9.2.1 Índices organosomáticos ............................................................................................ 30 
9.2.2 Índices productivos ..................................................................................................... 31 
9.3 Variables bioquímicas .......................................................................................................... 33 
10. CONCLUSIÓN ............................................................................................................................... 36 
11. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................................................. 37 
 
 
 
Índice de tablas 
 
Tabla 1 Clasificación taxonómica de Farfantopenaeus brasiliensis (Latreille, 1817)........................ 6 
Tabla 2 Variables bioquímicas en el hepatopancreas de peneidos reproductores. ............................ 11 
Tabla 3 Variables bioquímicas en los ovarios de peneidos reproductores ........................................ 12 
Tabla 4 Concentración de los principales metabolitos en huevos y nauplios de diversas especies de 
camarones peneidos. ......................................................................................................................... 15 
Tabla 5 Componentes en porcentaje del alimento semi-húmedo (formulación de la dieta para 
reproductores de camarón; g/100g de alimento seco) ....................................................................... 19 
Tabla 6 Parámetros fisicoquímicos (promedio ± S.E). ..................................................................... 24 
Tabla 7 Desempeño reproductivo (promedio ± S. E.). ...................................................................... 26 
Tabla 8 Análisis bioquímico (peso húmedo; promedio ± S.E) llevado a cabo en el hepatopancreas, 
hemolinfa y ovarios (estadio IV) de F. brasiliensis con y sin ablación en los días 5 y 45 (Latreille, 
1817). ................................................................................................................................................ 28 
Tabla 9 Análisis bioquímicos (promedio ±SE) llevados a cabo en huevos y nauplios (estadio IV) 
ablacionados y no ablacionados de reproductores F. brasiliensis (Latreille, 1817) . ....................... 29 
Tabla 10 Comparación del desempeño reproductivo de varias especies de camarones peneidos en 
contraste con el presente trabajo. ...................................................................................................... 33 
 
Índice de figuras 
Figura 1 Camarón Rojo del Caribe F. brasiliensis. (Fuente: FAO). .................................................... 7 
Figura 2 Distribución geográfica de F. brasiliensis. (Fuente:FAO). ...................................................... 8 
Figura 3 Télico cerrado (a) y télico abierto (b) que se presentan en las hembras de camarón. 
(Fuente: Edén Magaña Gallegos) ........................................................................................................ 9 
Figura 4 Petasma de macho reproductor de camarón (Fuente: Edén Magaña Gallegos) .................. 9 
Figura 5 Complejo del pedúnculo ocular. (Fuenta: ResearchGate). ................................................. 14 
Figura 6 Área de reproducción de la UMDI/UNAM (Fuente: Edén Magaña Gallegos). .................... 19 
Figura 7 Ablación unilateral del pedúnculo ocular de una hembra F. brasiliensis (Fuente: Edén 
Magaña Gallegos) .............................................................................................................................. 20 
Figura 8 Promedios (± S.E.). A) Índice gonadosomático y B) hepatosomático de ambos tratamientos 
al día 5 y día 45. * S.E: Error estándar. .............................................................................................. 25 
 
1 
 
RESUMEN 
La acuacultura es una actividad que en las últimas décadas ha adquirido gran relevancia ya 
que la demanda de las especies que se producen por esta actividad (peces, moluscos y 
crustáceos) ha aumentado de manera importante, principalmente para consumo humano. En 
lo que se refiere a la producción de camarón en México, durante el 2014 se registró una 
producción promedio de 158, 128 toneladas(CONAPESCA, 2014), lo cual ha conllevado a 
encontrar nuevas alternativas que aumenten la producción en un menor tiempo y que 
permanezcan con la misma calidad. Como es bien sabido, la ablación del pedúnculo ocular 
es una técnica mediante la cual se acelera la maduración ovárica y por lo tanto hay un mayor 
número de desoves, sin embargo, se ha observado que con el paso del tiempo, dicha técnica 
tiende a provocar un alto desgaste energético de la hembra produciendo un declive en la 
frecuencia de desove así como en la calidad larval. El objetivo de este trabajo fue evaluar el 
efecto de la ablación sobre desempeño reproductivo y la calidad de la progenie de huevos y 
nauplios así como también de los organismos reproductores del camarón rojo del Caribe 
Farfantopenaeus brasiliensis todo ello a través de indicadores bioquímicos y de producción. 
El experimento se llevó a cabo durante 45 días y constó de dos tratamientos, uno con ablación 
y otro sin ablación. Las hembras ablacionadas tuvieron un mayor índice gonadosomático 
mientras que el índice hepatosomático fue igual en ambos tratamientos.Las hembras 
ablacionadas tuvieron un mayor porcentaje de mortalidad con respecto a las no ablacionadas. 
La tasa de fertilización fue mayor en hembras sin ablación, sin embargo, el número de 
nauplios viables totales producidos fue mayor en hembras ablacionadas. Por otra parte, los 
análisis bioquímicos del hepatopancreas arrojaron una mayor concentración de acilglicéridos 
y proteína total soluble en hembras no ablacionadas mientras que en la hemolinfa hubo una 
mayor cantidad de colesterol y proteína total soluble en hembras no ablacionadas. En lo que 
se refiere a los huevos, se encontraron diferencias significativas en la concentración de 
proteína total soluble, siendo mayor en el tratamiento sin ablación. Los nauplios no 
presentaron diferencias significativas en su contenido de nutrientes, sin embargo, hubo una 
mayor cantidad de nauplios viables por desove en hembras no ablacionadas. Esto indica, que 
el tratamiento no ablación, mejora el estado fisiológico de las hembras, disminuye la 
mortalidad y produce huevos con mayor cantidad de reservas energéticas y al final obtenemos 
una mejor respuesta en cuanto a nauplios viables por desove. 
2 
 
 
3 
 
1.- INTRODUCCIÓN 
La acuacultura es el cultivo de organismos acuáticos, donde se incluye a los peces, moluscos, 
crustáceos y plantas acuáticas (FAO, 2003). Dicha actividad se caracteriza por la 
intervención del hombre en procesos tales como la cría para aumentar la producción, la 
siembra, la alimentación y la protección contra depredadores, entre otras. Entre los años de 
1970 a 1987, nuestro país presenta una auge significativo en cuanto a avances tecnológicos 
en cultivos de especies de gran importancia comercial, tales como las carpas, la tilapia, la 
trucha y el camarón (Ceballos Orozco & Escobar, 1988). A lo largo de los años, el 
crecimiento de la camaronicultura en México ha sido notorio, siendo así que entre el año 
2013 y 2014 se registró un aumento en la producción de camarón de 127,517 a 158, 128 
toneladas, respectivamente, siendo Sinaloa y Sonora los principales productores 
(CONAPESCA, 2014). 
La producción de camarón en México es una actividad de gran importancia, posicionándose 
por su volumen en el tercer lugar de la producción pesquera en México; sin embargo, por su 
valor, lo encontramos en el lugar número uno (CONAPESCA, 2014), generando una 
importante entrada de divisas al país. La camaronicultura se está desarrollando de una manera 
acelerada principalmente en las zonas costeras donde existe la mayoría de las condiciones 
necesarias para desarrollar esta actividad (SAGARPA, 2014a). A nivel mundial, las 
principales especies de camarones cultivadas son el langostino jumbo Penaeus monodon, 
camarón blanco chino Penaeus chinensis así como el camarón blanco del Pacifico Litopenaus 
vannamei (Boone, 1931). En lo que respecta a México, las principales especies cultivadas 
son el camarón blanco del pacifico L. vannamei y el camarón azul L. stylirostris (Ezquerra 
et al., 2004; Páez-Osuna, 2005). Por otra parte el camarón rojo Farfantepenaeus brasiliensis 
(Latreille, 1817) es una especie de gran importancia económica en la Península de Yucatán 
y con gran potencial para su cultivo, ya que posee diversas características tales como: 
abundancia de poblaciones en el medio silvestre, altas tasas de crecimiento bajo condiciones 
de cultivo, así como también el tamaño que alcanza en estado adulto (Gaxiola et al., 2010). 
La reproducción de especies de camarones peneidos, (L. vannamei y L. stylirostris 
principalmente) han sido estudiadas por diversos autores (Arcos et al., 2003; Emerenciano et 
al., 2013b; Vaca & Alfaro, 2000) debido a que son las especies con mayor importancia en 
4 
 
México. Por otra parte, F. brasiliensis carece de información con respecto a su nutrición y 
reproducción, por lo tanto es necesario llevar a cabo estudios que nos indiquen cual es el 
mejor manejo de la especie en cuanto a su reproducción, ya que la producción de post- larvas 
es de vital importancia para el arranque exitoso de las granjas camaronícolas (Racotta et al., 
2003). 
Varios estudios han trabajado con lotes de reproductores silvestres, demostrando que éstos 
muestran las mejores condiciones reproductivas. Tal es el caso del estudio llevado a cabo por 
Emerenciano et al., (2013a) quienes trabajaron con lotes de reproductores silvestres y 
domesticados de F. duorarum, reportando para especies silvestres mejores resultados en 
cuanto a desempeño reproductivo, tales como: mayor número de huevos por desove, menor 
período de latencia así como también menor tasa de mortalidad y un mayor número de 
desoves. 
En cuanto a las prácticas de manejo llevadas a cabo en los programas de reproducción de 
camarones peneidos, la ablación unilateral del pedúnculo ocular (AUPO) es utilizada con el 
fin de acelerar la maduración de las gónadas así como para obtener un mayor número de 
desoves (Vaca & Alfaro, 2000). Sin embargo, la aplicación de la AUPO provoca cambios 
que se relacionan con el acortamiento del ciclo de la muda, aumento en la demanda 
energética, menor tasa de crecimiento así como también la pérdida de la calidad de los huevos 
y el aumento de la mortalidad a través del tiempo (Uawisetwathana et al., 2011), todo ellos 
relacionado con el desgaste reproductivo (Palacios et al., 1998, 1999c). Esto también ha 
provocado que el índice de condición naupliar disminuya conforme pasa el tiempo, ya que 
hay un desgaste de las principales biomoléculas vinculadas al desarrollo de los huevos y 
nauplios tales como acilglicéridos, colesterol, proteínas, carotenoides y glucosa (Palacios et 
al., 1999a). Además el consecuente declive de la condición naupliar puede conllevar riesgos 
asociados con la dispersión de enfermedades de manera vertical (Emerenciano et al., 2012a). 
Debido a lo anterior, es importante desarrollar alternativas de cultivo que permitan un 
mejoramiento de la calidad de la progenie. Al respecto, se han desarrollado varios trabajos 
donde se comprueba que la dieta mejora el rendimiento de hembras reproductivas así como 
la calidad de la progenie (Emerenciano et al., 2013a; Harrison, 1990; Wouters et al., 2001a). 
No obstante, pocos estudios han intentado probar el efecto de la no ablación ya que muchas 
5 
 
veces esta alternativa inhibe la cópula o la maduración de las hembras. (Palacios et al., 
1999b). Sin embargo en F. brasiliensis ha sido demostrado que la cópula natural ocurre sin 
la ablación, pero no se ha determinado cual es el efecto en la calidad de la progenie y el 
estado de condición de las hembras no ablacionadas con respecto a las ablacionadas. 
Con el fin de evaluar el efecto en el desempeño reproductivo se pueden utilizar indicadores 
productivos tales como número de huevos por desove, tasa de fertilización, tasa de eclosión, 
la frecuencia de desove, producción total de nauplios, supervivencia en que presenta la fase 
de zoea (Palacios et al., 1999c); así como indicadores bioquímicos y morfológicos 
(Emerenciano et al., 2012b, 2013a; Palacios et al., 1998, 1999c; Primavera, 1985; Racotta et 
al., 2003). Es por esto que la finalidad de este trabajo fue determinar el efecto de la ablación 
y no ablación sobre el desempeño reproductivo y la calidad de la progenie en hembras de F. 
brasiliensis, todo ello, a través de la determinación de indicadores productivos y 
bioquímicos. 
 
6 
 
 2. ANTECEDENTES 
2.1 Biología de la especie 
 El camarón rojo del Caribe F. brasiliensis es un crustáceo que pertenece al orden Decápoda 
y a la familia Penaeidae (Tabla 1, Figura 1). Su cuerpo está compuesto principalmente por 
el cefalotórax (cabeza) el cual se origina en la parte anterior (rostrum). El cefalotórax deriva 
en diversos apéndices como las anténulas, antenas, piezas bucales y cinco pares de patas 
llamadas pereiópodos. El abdomen se compone de seis segmentos, en los primeros cinco 
segmentos encontraremospares de apéndices natatorios (pleópodos) y en el último segmento 
una cola llamada telson, la cual se une con los urópodos (Scattergood et al., 1969). 
Las postlarvas dependen de lugares de crianza con bajas profundidades así como de 
vegetación para su refugio, es decir de sistemas lagunares, zonas de manglar y esteros para 
desarrollarse hasta la fase juvenil donde posteriormente migrarán hacia el mar abierto donde 
terminarán de madurar y se reproducirán. Los adultos son bentónicos y presentan hábitos 
nocturnos (SAGARPA, 2014b). 
 
Tabla 1 Clasificación taxonómica de Farfantopenaeus brasiliensis (Latreille, 1817). 
 
 
 
Clasificación taxonómica 
Reino Animal 
Phylum Arthropoda 
Superclase Crustacea (Pennant, 1777) 
Clase Malacostraca (Letreille, 1806) 
Subclase Eumalacostraca (Grobben, 1892) 
Superorden Eucarida (Calman, 1904) 
Orden Decáapoda (Letreille, 1803) 
Suborden Dendobranchiata (Bate, 1888) 
Sueprfamilia Penaeoidea (Rafinesque-Shmaltz, 1815) 
Familia Penaeidae (Rafinesque-Shmaltz, 1815) 
Género Farfantepenaeus (Perez-Farfante y Kensley, 1997) 
Especie brasiliensis (Latreille, 1817) 
7 
 
 
 
Figura 1 Camarón Rojo del Caribe F. brasiliensis. (Fuente: FAO). 
2.2 Distribución 
F. brasiliensis, se distribuye desde Cabo Hatteras ubicado en Carolina del Norte EE.UU hasta 
Laguna de los patos Rio Grande Brasil (Figura 2). Su distribución abarca las Costas del 
Caribe Mexicano, América Central y Sudamérica, recorriendo de esta manera gran parte de 
la costa Atlántica (Scattergood et al., 1969). Particularmente en México, se distribuye sobre 
la costa noreste de la Península de Yucatán, al sur de la Isla Holbox, en la laguna de Yalahau 
y al sur de Cabo Catoche Q. Roo, así como en Rio Lagartos, Yucatán (SAGARPA, 2014b). 
F. brasiliensis es una de las dos especies pertenecientes a la pesquería del Caribe Mexicano, 
se le encuentra más frecuentemente entre los 45 y 64 m de profundidad. En Isla Contoy 
(Quintana Roo), es una de las pesquerías mejor posicionadas después de la langosta 
(SAGARPA, 2014b). 
8 
 
 
Figura 2 Distribución geográfica de F. brasiliensis. (Fuente:FAO). 
2.3 Biología reproductiva 
El sistema reproductor de hembras de camarón está compuesto por un par de ovarios y un 
par de oviductos. Los ovarios son estructuras tubulares emparejadas y alargadas que van de 
la región cardiaca del estómago y que se extienden hacia el telson (Swetha et al., 2011). Los 
oviductos se originan entre el sexto y séptimo lóbulo lateral, descendiendo de esta manera 
hacia la abertura genital que se encuentra en el tercer par de pereiópodos. En camarones 
peneidos encontramos dos variedades en cuanto al télico (Figura 3), el cual es una estructura 
donde el macho deposita su espermatóforo. Las hembras con télico abierto carecen de 
receptáculos seminales, sin embrago presentan una serie de depresiones, sedas y espinas, las 
cuales permitirán la adhesión del espermatóforo. Por otro lado, en las hembras de télico 
cerrado como es el caso de F. Brasiliensis, se observan en la parte ventral del cefalotórax 
receptáculos seminales, cubiertos por placas laterales (FAO, 1988) 
 
 
 
9 
 
 
El sistema reproductor de los machos consiste en un par de testículos, dos vasos deferentes 
y dos ámpulas terminales; mientras que de manera externa podemos observar un petasma y 
un apéndice masculino. El petasma es una modificación de los endopoditos del primer par de 
pleópodos (Figura no. 4), el cual sirve para transferir el espermatóforo al télico de la hembra. 
En cuanto al apéndice masculino, es un anexo del segundo par de pleópodos el cual se cree 
que junto con el petasma sirven para estimular a la hembra (De Peralta Martínez et al., 2013) 
 
Figura 4 Petasma de macho reproductor de camarón (Fuente: Edén Magaña Gallegos) 
a) b)
Figura 3 Télico cerrado (a) y télico abierto (b) que se presentan en las hembras de 
camarón. (Fuente: Edén Magaña Gallegos) 
10 
 
2.4 Nutrición de camarones reproductores 
Sin duda alguna, la alimentación de organismos reproductores es de suma importancia ya 
que este es uno de los aspectos mediante el cual se reflejará una óptima maduración, 
reproducción y calidad de la progenie. Es por eso que es importante identificar y proporcionar 
una dieta que alcance los objetivos antes mencionados. Se ha documentado que una 
alimentación desbalanceada así como incompleta puede provocar un bajo desempeño 
reproductivo (Bray et al., 1990) afectando de manera negativa la producción de post larvas. 
Por lo tanto las hembras deben de recibir una alimentación balanceada ya que es necesario 
que acumulen suficientes nutrientes en los huevos para mantener a los embriones hasta la 
etapa de desarrollo en la que empiecen a recibir alimento de manera exógena (Wouters et al., 
2001a). 
En el medio natural los camarones que se encuentran en fase adulta, se alimentan 
principalmente de micro-invertebrados entre los cuales podemos mencionar a los 
gasterópodos, bivalvos, crustáceos y poliquetos así como también algunas plantas 
(Rothlisberg, 1998), las cuales cubren los requerimientos nutricionales para llevar a cabo la 
reproducción. Por otra parte, en cautiverio se pretende asemejar la misma nutrición para 
desencadenar ciertos procesos hormonales que tendrán como fin la maduración reproductiva 
de los camarones (Wouters et al., 2001a). 
Los requerimientos nutricionales de los camarones de manera general son: lípidos, proteínas, 
carbohidratos, vitaminas, carotenoides y minerales. Cada uno de ellos es obtenido en 
diferentes proporciones a través de alimento como la artemia, poliqueto, mejillón, calamar y 
alimento comercial. Cada nutriente cumple funciones muy importantes en lo referido al 
desempeño reproductivo, tanto de las hembras como de los machos. En este sentido, se ha 
documentado que durante la maduración y la reproducción, los requerimientos proteicos son 
mayores, debido a la intensa biosíntesis que se lleva a cabo (Harrison, 1990). Por otro lado, 
Palacios y Racotta, (1999), demostraron que en hembras con bajos niveles de proteína en 
hepatopáncreas y ovarios, no registraron desoves; mientras que en hembras donde se 
registraron altos contenidos de proteína en los mismos tejidos, se obtuvo un mayor 
desempeño reproductivo. Por otra parte, Chamberlain, (1988) observó que las vitaminas A, 
E y C mejoraron el desempeño reproductivo en hembras y machos. En el caso de los machos, 
11 
 
el porcentaje de esperma normal es mayor, mientras que en las hembras aumenta la tasa de 
maduración ovárica; por lo tanto, ante la deficiencia de vitaminas ( A, E y C) la maduración 
ovárica puede ser retrasada (Alava et al., 1993). 
La falta o deficiencia de ciertos minerales también puede afectar la reproducción, así como 
causar alteraciones en la calidad de los huevos (Harrison, 1990). Por tal motivo, es importante 
cubrir las necesidades de ciertos minerales, ya que durante la reproducción, muchos de ellos 
son transferidos a los huevos y otros más son utilizados durante la muda (Méndez et al., 
1997). 
Tabla 2 Variables bioquímicas en el hepatopancreas de peneidos reproductores. 
Especie Tratamiento Acilglicéridos 
(mg/g) 
Colesterol 
(mg/g) 
Proteína 
Total 
Soluble 
(mg/g) 
Referencia 
L.stylirostris Estanques 
Floc 
63.3 
64.2 
12.6 
14.3 
93.4 
85.3 
Emerenciano 
et al., 2012 
L.vannamei FLOC 
FLOC+FF* 
51.2 
85.1 
3.82 
4.05 
37.47 
41.18 
Emerenciano 
et al., 2013a 
F. duorarum Domesticados 
Silvestres 
66.5 
9.1 
2.2 
1.6 
28.2 
30.4 
Emerenciano 
et al., 2012 
 
*FLOC+FF (Floc + alimento fresco). 
Dentro de los requerimientos nutricionales también encontramos a los carotenoides, los 
cuales son pigmentos que no pueden ser sintetizados por los animales; por lo que deben ser 
administrados a través de la dieta. Tanto en los reproductores como en larvas de camarón, 
los carotenoides intervienen de manera importante,ya que funcionan como antioxidantes 
naturales, protegiendo y elevando la supervivencia de estos (Dall et al., 1995; Merchie et 
al., 1998). Por último, tenemos a los lípidos, los cuales son indispensables en la dieta de los 
camarones reproductores, debido al papel que juegan dentro del desempeño reproductivo. En 
todas las especies de camarones peneidos se ha observado un aumento en la concentración 
de lípidos durante la maduración de los ovarios, los cuales son transferidos desde el 
hepatopáncreas y a través de la hemolinfa hasta los ovarios, disminuyendo de esta manera la 
concentración de los lípidos en el hepatopáncreas (Tabla 2, 3). Tal es el caso de algunos 
ácidos grasos altamente insaturados, los cuales se ha demostrado juegan un papel importante 
en lo que se refiere al proceso de desarrollo de los ovarios, así como también en la 
embriogénesis temprana (Xu et al., 1994). Por otro lado, se ha observado a través de estudios 
12 
 
bioquímicos, que los fosfolípidos, acilglicéridos y el colesterol representan los principales 
lípidos durante el desempeño reproductivo de las hembras (Wouters et al., 2001; Tabla, 3). 
Se ha reportado que los niveles de acilglicéridos aumentan considerablemente en los ovarios, 
debido a que estos son transferidos a los huevos, proporcionándoles la energía necesaria para 
llevar a cabo la embriogénesis, la eclosión y el desarrollo naupliar (Wouters et al., 1999). Por 
otra parte, los fosfolípidos son los lípidos con mayor predominancia en los ovarios. Ravid et 
al., (1999) Wouters et al., (1999). Bray et al., (1990) reportaron que los fosfolípidos 
mejoraron la producción naupliar, la eclosión y la espermatogénesis en reproductores de L. 
stylorostris. Finalmente, el colesterol también desarrolla un papel importante en lo que 
respecta a la maduración de ovarios en la reproducción (Kanazawa et al., 1988). El éxito de 
algunos alimentos frescos se debe al contenido de colesterol que hay en ellos, ya que se sabe 
que cumple ciertas funciones endocrinológicas (segregación de ciertas hormonas) y por ende, 
la movilización de ciertas hormonas durante la maduración (Wouters et al., 2001b). A pesar 
de toda esta información, es necesario mencionar que aún falta más investigación en lo que 
se refiere a la alimentación de camarones reproductores, ya que cada especie requiere de 
cantidades específicas de los diversos nutrientes. 
Tabla 3 Variables bioquímicas en los ovarios de peneidos reproductores 
Especie Tratamiento Acilglicéridos 
(mg/g) 
Colesterol 
(mg/g) 
Proteina 
Total 
Soluble 
(mg/g) 
Referencia 
L. 
stylirostris 
Estanque 
Floc 
64.2 
42.2 
8.1 
11.6 
111.0mg/g 
97.4mg/g 
Emerenciano 
et al., 2012 
L. vannamei Floc 
Floc+FF 
9.05 
10.6 
3.14 
3.65 
81.24mg/g 
73.01 mg/g 
Emerenciano 
et al., 2013a 
F. 
duorarum 
Domesticados 
Silvestres 
15.8 
26.5 
0.6 
1.0 
25.9mg/g 
38.9mg/g 
Emerenciano 
et al., 2012 
 *FLOC + FF (Floc + Alimento fresco) 
 
2.5 Principales biomoléculas en huevos y nauplios 
Diversos estudios bioquímicos han demostrado que existen diversas biomoléculas 
relacionadas con el desarrollo de huevos y nauplios así como de su calidad larval (Tabla 4). 
Los lípidos desempeñan un papel muy importante durante la maduración gonadal y el 
desarrollo larval de los camarones. Se considera que los fosfolípidos, acilglicéridos y el 
13 
 
colesterol son los principales lípidos. En lo que se refiere a los acilglicéridos, estos son 
transferidos a los huevos, constituyendo de esta manera una de las principales fuentes de 
energía necesaria para la embriogénesis, eclosión y desarrollo naupliar hasta que la 
alimentación se vuelve exógena (Wouters et al., 2001a). Es así que se ha demostrado que 
organismos con mayor cantidad de acilglicéridos aumentan su tasa de sobrevivencia en la 
etapa de Zoea (Palacios et al., 1998). Asimismo los esteroles (principalmente el colesterol) 
sirven como precursores de hormonas y componentes celulares de las membranas. De hecho 
están correlacionados con el peso de las larvas de los camarones (Anger, 2001; Wouters et 
al., 2001a). 
Los carbohidratos no son esenciales para los camarones reproductores, sin embargo son útiles 
como una fuente de energía económica. Palacios et al., (1998) han demostrado que los 
niveles de glucosa en huevos están correlacionados con la calidad larval. Por otra parte, la 
proteína total soluble es el componente más abundante de huevos y nauplios, posiblemente 
ligado a la generación de vitelo (lipoproteína). Además de su función estructural y de 
transporte, la proteína puede servir como proveedora de energía en sub-estadios avanzados 
de nauplios (Racotta et al., 2003). 
2.6 Regulación hormonal de la reproducción en crustáceos. 
La maduración gonadal en crustáceos está regulada por secreciones neuroendócrinas y no 
endócrinas (Figura 4). Diversas hormonas provenientes del sistema neuroendócrino 
intervienen de manera importante en el control de la maduración gonadal, tal es el caso de 
dos neuropéptidos antagonistas: GIH (hormona inhibidora de la vitelogénesis) la cual es 
sintetizada y secretada por el órgano X glándula sinusal (OX – GS) complejo del pedúnculo 
ocular y la hormona estimuladora de la gónada (GSH). Otras hormonas involucradas en la 
regulación hormonal en las hembras son farnesoato de metilo y ecdisteroides, las cuales son 
secretadas por el órgano mandibular y los órganos Y (Swetha et al., 2011). 
Es así que se ha demostrado que en diversas especies, la ablación unilateral del pedúnculo 
ocular en las hembras acelera el proceso de maduración ovárica así como un incremento en 
el número de desoves, ya que hay una disminución en la secreción de la hormona inhibidora 
de la vitelogénesis (Swetha et al., 2011). Sin embargo, se ha observado que con el paso del 
tiempo, las hembras ablacionadas evidencian un agotamiento reproductivo, viéndose 
14 
 
reflejado en las reservas de energía de los huevos así como también en el declive de la 
frecuencia de desove, número total de nauplios y la supervivencia a la fase Zoea (Palacios et 
al., 1999c). 
 
Figura 5 Complejo del pedúnculo ocular. (Fuente: ResearchGate)
15 
 
Tabla 4 Concentración de los principales metabolitos en huevos y nauplios de diversas especies de camarones peneidos. 
Dos tiempos de muestreo: *inicio, +final 
AF: Alimento fresco, ND: No determinado 
 
Especie Tratamiento Tejido Tamaño 
(µm) 
Acilglicéridos 
(mg/g) 
Colesterol 
(mg/g) 
Glucosa 
(mg/g) 
Proteína Total 
Soluble (mg/g) 
Referencia 
L. vannamei Domesticados Huevo *271 ± 1 
+210 ± 1 
*23.19 ± 0.95 
+21.80 ± 0.77 
*7.32 ± 0.19 
+5.12 ±0.14 
*5.53 ± 0.32 
+4.16 ± 0.14 
*149.31 ± 6.32 
+135.26 ± 5..66 
Palacios et al., 
1999c 
L. vannamei Domesticados Huevo *255.9 ± 7.1 
+253.6 ± 5.3 
*19.79 ± 1.53 
+20.34 ± 1.24 
*4.31 ± 0.48 
+4.73 ± 0.47 
*6.35 ± 0.48 
+6.08 ± 0.40 
 
ND 
Palacios et al., 
1998 
L. vannamei Floc Huevo 
 
ND *12.23 ± 1.34 
+11.64 ± 2.33 
*4.71 ± 0.50 
+5.89 ± 0.42 
ND *26.89 ± 3.08 
+35.79 ±1.71 
Emerenciano et 
al., 2013a 
F. duorarum Domesticados Huevo ND *19.5 ± 0.8 
+24.4 ± 0.9 
*7.4 ± 0.2 
+ 6.7 ± 0.8 
ND *122.2 ± 13.4 
+181.6 ±17.9 
Emerenciano et 
al., 2012b 
F. duorarum Silvestre Huevo ND *24.7 ± 0.9 
+23.9 ± 1.3 
 *6.8± 0.3 
+6.5 ± 0.4 
ND *113.7 ± 10.8 
+176.6 ± 32.8 
Emerenciano et 
al., 2012b 
F. duorarum Domesticados Nauplio ND *13.6 ± 0.5 
+12.3± 1.2 
*3.2 ± 0.2 
+4.9 ± 0.8 
ND *72.9 ± 5.5 
+ 62.5 ± 8.6 
Emerenciano et 
al., 2012b 
F. duorarum Silvestre Nauplio ND *13.2 ± 0.6 
+ 13.9 ± 0.9 
*3.7 ± 0.2 
+ 4.3 ±0.2 
ND *42.3 ± 2.3 
+33.2 ± 7.3 
 
Emerenciano et 
al., 2012b 
L. vannamei Domesticados Nauplio *371 ± 2 
+350 ± 5 
*11.70 ± 0.33 
+13.15 ± 0.40 
*4.13 ± 0.12 
+3.97 ± 0.14 
*3.33 ± 0.10 
+3.59 ± 0.13 
*89.98 ± 2.61 
+78-85 ± 2.75 
Palacios et al., 
1999c 
L.vvannameiFloc + AF Nauplio ND *10.64 ± 0.98 
+9.96 ± 0.75 
*3.83 ± 0.39 
+3.90 ± 1.13 
ND *41.94 ± 4.31 
+40.22 ± 1.13 
Emerenciano et 
al., 2013a 
16 
 
3. JUSTIFICACIÓN 
Debido a la gran explotación que han tenido los camarones a lo largo de los años tanto de la 
pesquería artesanal como de la pesquería industrial, sus poblaciones han disminuido de 
manera importante, teniendo como consecuencia un desequilibrio en los ciclos biológicos en 
los cuales se ven involucrados, afectando de manera directa e indirecta a muchas especies. 
Sus ciclos biológicos y reproductivos se ven afectados porque los camarones son organismos 
que tienen un ciclo de vida donde la fase juvenil la desarrollan en la parte de la costa y de los 
estuarios, viéndose esta fase afectada por la pesca artesanal mientras que la fase adulta la 
desarrollan en partes más profundas donde ya es explotada directamente por la pesca 
industrial, es así que no permiten que los organismos sigan un ciclo reproductivo continuo, 
desequilibrando las poblaciones de camarones. Por otra parte la extracción de post- larvas 
del medio natural para abastecer a las granjas camaroneras, desbalancea el equilibrio en el 
medio natural. Por lo tanto es vital importancia el desarrollo de técnicas e investigación sobre 
como reproducir y obtener a nuevos organismos en cautiverio con las mejores características 
y en la menor cantidad de tiempo posible. Al cerrar los ciclos reproductivos de los 
organismos se evitará el declive de estas pesquerías así como la dispersión de enfermedades 
por parte de organismos extraídos del medio silvestre (Ibarra et al., 2007) . La mejora en 
programas de reproducción de peneidos ha reportado un rápido crecimiento y resistencia a 
enfermedades así como también un mejor desempeño reproductivo (Gitterle et al., 2005). 
No obstante, todos los estudios evalúan el uso de la técnica de la ablación unilateral del 
pedúnculo ocular incluso cuando se ha reportado que compromete la integridad de los 
reproductores y la calidad de la progenie. 
 
17 
 
4. PREGUNTAS DE INVESTIGACIÓN 
- ¿Cuál es el efecto en el desempeño reproductivo y calidad de la progenie del camarón 
rojo del Caribe (F. brasiliensis) con y sin AUPO? 
5. HIPÓTESIS 
La ablación unilateral del pedúnculo ocular es una técnica que acelera la maduración de las 
hembras, provocando un desgaste de las principales biomoléculas tales como acilglicéridos, 
colesterol, glucosa y proteína total soluble a través del tiempo, además de un declive en la 
calidad de la progenie. Por lo tanto, las hembras no ablacionadas presentarán un mejor estado 
de condición, mayores reservas de nutrientes en el hepatopáncreas y ovarios, así como una 
mejor calidad de la progenie en comparación con hembras ablacionadas. 
6. OBJETIVOS 
Objetivo General 
- Determinar el desempeño reproductivo y las principales biomoléculas en ovarios, 
hepatopancreas, hemolinfa, huevos y nauplios en hembras de F. brasiliensis 
ablacionadas y no ablacionadas. 
Objetivos específicos 
- Determinar y comparar el desempeño reproductivo en hembras F.brasiliensis 
ablacionadas y no ablacionadas por medio de indicadores reproductivos. 
- Determinar y comparar el desempeño reproductivo de hembras ablacionadas y no 
ablacionadas de F.brasiliensis a través de indicadores bioquímicos medidos en el 
hepatopáncreas, ovarios y en la hemolinfa. 
- Determinar la calidad de huevos y nauplios producidos por hembras de F. brasiliensis 
ablacionadas y no ablacionadas, a través de indicadores bioquímicos. 
 
18 
 
7. MATERIALES Y MÉTODOS 
7.1 Origen de los reproductores. 
Los reproductores fueron extraídos del medio natural en la Isla Controy del Estado de 
Quintana Roo entre los días primero y cuatro de octubre de 2015. Fueron transportados en 
bolsas de plástico con agua saturada en oxígeno al Área de Maduración de la Unidad 
Multidisciplinaria de Docencia e Investigación (UMDI) de la Universidad Nacional de 
México en Sisal, Yucatán para su próximo manejo. 
7.2 Fase de Aclimatación y diseño experimental 
Los camarones fueron aclimatados por 10 días dentro del área de maduración de la 
UMDI/UNAM (Figura 5). Posteriormente, se seleccionaron los organismos (aquellos 
organismos que presentaran un morfología y comportamiento adecuado) para ser colocados 
en dos tanques redondos de fibra de vidrio con capacidad de 12 mil litros (un tanque para 
cada tratamiento; 4 m de diámetro cada uno), con una columna de agua de mar de 40 cm, 
implementado con un sistema de recirculación mediante diferentes filtros (mecánicos, físicos 
y biológicos) y recambio de agua diario del 20% (Figura 5). El agua fue esterilizada con luz 
UV antes de ingresar a los tanques. El experimento se llevó a cabo durante 45 días. Los 
tratamientos fueron: 1) F. brasiliensis sin ablación unilateral del pedúnculo ocular (FBS) y 
2) F. brasiliensis con ablación unilateral del pedúnculo ocular (FBC). Se sembraron para 
cada tratamiento 30 hembras y 20 machos en una proporción macho: hembra 1:1.5. El agua 
de mar se mantuvo con aireación constante, una salinidad de 35g/l y una temperatura de 28 
± 0.5 °C. El fotoperiodo fue de 12 horas luz – 12 horas oscuridad. Los reproductores fueron 
alimentados con biomasa de Artemia spp adulta, poliqueto, mejillón, calamar y alimento 
semi-húmedo balanceado (Tabla 5) a las 8:00, 12:00, 16:00, 20:00 y 24:00 hrs 
respectivamente. La ración de alimento fresco (biomasa de Artemia spp. Adulta, poliqueto, 
mejillón y calamar) se calculó con base al 20% de la biomasa total de cada tanque. La 
cantidad de alimento balanceado semi-húmedo se calculó de acuerdo al 3% de biomasa total 
de cada tanque. Los párametros fisicoquímicos: temperatura (°C), oxígeno (mg/L) y pH 
fueron medidos dos veces al día (08:00 h y 20:00 h) con un multiparámetro marca Hach ® 
(modelo HQ40d). La salinidad fue determinada con un refractómetro (Vitalsine SR-6, EU). 
19 
 
El amonio, nitrito y nitrato se monitorearon tres veces por semana a las 08:00 h con ayuda 
de un kit de prueba de nitrato-nitrito, Hach ® Modelo NI-12. 
 
Figura 6 Área de reproducción de la UMDI/UNAM (Fuente: Edén Magaña Gallegos). 
 
Tabla 5 Componentes en porcentaje del alimento semi-húmedo (formulación de la dieta 
para reproductores de camarón; g/100g de alimento seco) 
Ingrediente g/100 g de alimento (%) 
Harina de pescado* 30 
Harina de trigo** 15.6 
Suero de leche** 12 
Concentrado proteico de soya** 10 
Hidrolizado de cabeza de mero rojo**** 10 
Calamar** 5 
Levadura de cerveza** 5 
Aceite de hígado de bacalao** 4 
Premezcla de vitaminas y minerales 2.5 
Mix de aminoácidos + grenetina1 2.35 
Lecitina de soya** 2 
Carboximetil celulosa** 1 
Colesterol*** 0.5 
Carofila 0.05 
*Apligén, ** Malta Cleyton, ***Sigma ****Mercado Local, 1Mezcla de aminoácidos/ 
100g de dietas; LIS 0.4%, LEU 0.3%,ARG 0.4%, OH-Pro 0.2, GLUT 0.5% y MET 0.2% 
 
7.3 Aceleración de la maduración gonádica 
 El proceso de maduración gonádica de las hembras fue acelerado a través de la ablación 
unilateral del pedúnculo ocular (Sainz-Hernandez et al., 2008) ya que en su base se encuentra 
http://www.google.com.mx/url?sa=i&rct=j&q=&esrc=s&frm=1&source=images&cd=&cad=rja&docid=QBJ0xnPGDqlIuM&tbnid=mkoG_T6QSlPpdM:&ved=0CAUQjRw&url=http://www.sisal.unam.mx/content.php?id=32&ei=qkKaUvGXMYLxoATVqoHYDg&psig=AFQjCNFIcPaJZH7ZGxylVQwTd15HqWf35w&ust=1385927651048569
20 
 
el complejo neurosecretor órgano X- glándula del seno, el cual secreta las hormonas que 
inhiben el desarrollo de los ovarios (Figura 6). De acuerdo con Maldonado, (2007) este 
proceso acelera la maduración de las hembras de 3-4 meses a 7-12 días. Como parte del 
manejo, todas las hembras fueron marcadas con elastómeros de silicón para conocer el 
historial de desoves de cada una y tomar a cada hembra como una unidad experimental 
(Emerenciano et al., 2013a; Magaña-Gallegos et al., 2018). A partir de ese momento, se 
observó diariamentela evolución del desarrollo del ovario y la conducta reproductiva de 
hembras y machos. Para la identificación de los estadios de maduración gonádica se 
emplearon los criterios propuestos por Guitart and Quintana, (1978). 
 
 
Figura 7 Ablación unilateral del pedúnculo ocular de una hembra F. brasiliensis (Fotografía: Edén Magaña 
Gallegos) 
7.3.1 Selección de las hembras maduras y cosecha de huevos 
Para la selección de las hembras maduras, se llevó a cabo la revisión de las gónadas durante 
un lapso de 45 días a las 19:00 horas, a través de la observación directa con una lámpara 
sumergible. Las hembras en estadio IV fueron colocadas en tanques de cosecha de 100 L 
(individualmente) con agua de mar filtrada y tratada con UV y EDTA con aireación continua. 
21 
 
Los tanques fueron tapados y el área se mantuvo en oscuridad. Al término del desove las 
hembras fueron regresadas a los tanques de maduración. Los huevos se cosecharon con una 
malla de 115 micras en un volumen de 10L de agua de mar filtrada y esterilizada con UV y 
tratada con EDTA en una concentración de 10 mg/L. Posteriormente, los huevos fueron 
colocados en tanques de eclosión de 100 L. El número de huevos y nauplios se estimó a partir 
de cinco réplicas de 4.7 mL colectados por cada desove. Se colecto una muestra por desove 
de huevos y nauplios para la determinación de indicadores bioquímicos. 
7.3.2 Índices organosomáticos 
Índice gonadosomático (IGS) 
Un total de 10 hembras reproductoras maduras fueron sacrificadas de cada tratamiento al 
inicio y al final del experimento, con el fin de determinar el peso total de cada organismo así 
como de su respectiva gónada para obtener el IGS, el cual se calculó con la siguiente formula: 
IGS= (Peso de la gónada / Peso total del organismo) *100 
Índice hepatosomático (IHS) 
Un total de 10 hembras reproductoras de cada tratamiento fueron sacrificadas al inicio y al 
final del experimento, con el fin de obtener el IHS. Este índice se obtiene relacionando el 
peso del hepatopáncreas con respecto al peso total de cada organismo. La fórmula para su 
cálculo es la siguiente: 
IHS= (Peso del hepatopáncreas/ Peso total del organismo)*100 
7.3.3 Desempeño Reproductivo 
Para comparar el desempeño reproductivo entre tratamientos, se usaron los siguientes 
parámetros: porcentaje de mortalidad de las hembras, número de huevos por desove, numero 
de huevos por desove por gramo del peso de la hembra, numero de maduraciones 
consecutivas por hembra, porcentaje de hembras que desovaron al menos una vez, porcentaje 
de fertilización, porcentaje de eclosión, porcentaje de nauplios viables así como el total de 
nauplios viables en ambos tratamientos. El número de huevos y nauplios se estimaron a partir 
de cinco réplicas de 4.7 ml (23.5 ml en total) colectados por cada desove (Emerenciano et 
al., 2013a). 
22 
 
7.4 Análisis de laboratorio 
7.4.1 Indicadores bioquímicos: hepatopáncreas, ovarios y hemolinfa 
Para la evaluación de los indicadores bioquímicos de los hepatopáncreas, ovarios y hemolinfa 
de las hembras de la fase de maduración se siguió la metodología propuesta por 
(Emerenciano et al., 2013a). Se extrajeron 200 microlitros de hemolinfa de cada hembra al 
inicio (día 5) y final (día 45) del experimento, para esto se contaba con jeringas de insulina 
de 1 mL pre-cargadas de una solución anticoagulante (SIC-EDTA). Una vez extraida la 
hemolinfa, esta fue transferida a un tubo Eppendorf para su centrifugación. La hemolinfa fue 
centrifugada a 16170 rpm (800 g) por tres minutos a 4 °C y el sobrenadante fue transferido a 
otro tubo eppendorf para su posterior análisis bioquímico. Para los órganos, se tomaron 10 
hepatopáncreas y 10 ovarios tanto al inicio (día 5) como al final (día 45) del experimento de 
las hembras listas para desovar de cada tratamiento. Los órganos fueron pesados y colocados 
en tubos Eppendorf de 1.5.0 mL (marca Eppendorf), posteriormente fueron congelados en 
nitrógeno líquido y almacenados a -80 °C hasta su análisis. Las muestras fueron 
homogenizadas con 500 µL de agua estéril, en un homogeneizador de tejidos. El 
homogenizado fue centrifugado a 16170 rpm (800 g) por 20 minutos a 4°C; y en el 
sobrenadante y en la hemolinfa se evaluaron los: i) acilgliceridos (Kit Ellitech Diagnostics, 
TGML-5415), colesterol (Kit Ellitech Diagnositics, CHSL-0507) y proteína total soluble 
(Bradford, 1974). 
7.4.2 Indicadores bioquímicos: huevos y nauplios 
Para la determinación de los indicadores bioquímicos de los huevos y nauplios, al igual que 
ovarios y hepatopancreas, se tomaron muestras en el día 5 y 45 de ambos tratamientos, 
siguiendo la metodología propuesta por Emerenciano et al.,( 2013a) la cual consiste en 
colectar huevos y nauplios directamente de los tanques de desove e incubación, secarlos con 
papel secante cuidadosamente, pesarlos y colocarlos en tubos de microcentrifuga de 1.5Ml 
(marca Eppendorf), congelarlos con nitrógeno líquido y almacenarlos a -80 °C hasta su 
análisis. Para su análisis, a las muestras se les adiciono 200 µL de agua estéril y se 
homogenizaron en un homogeneizador de tejidos. Posteriormente se centrifugaron a 1670 
rpm durante 10 minutos y en el sobrenadante se evaluaron los: i) acilglicéridos (Kit Ellitech 
23 
 
Diagnostics, TGML-5415), colesterol (Kit Ellitech Diagnosis, CHSL-0507) y proteínas 
totales solubles (Bradford, 1974). 
7.5 Análisis estadístico de datos 
Se llevó a cabo un ANOVA de dos vías seguida de una prueba de Tukey para N´s desiguales 
para evaluar las diferencias significativas en lo que se refiere a la composición bioquímica 
del hepatopancreas, hemolinfa, ovarios, índice hepatosomático y gonadosomático, utilizando 
la ablación (A: ablación del ojo unilateral y no unilateral) y día (D: día 5 y 45) como factores 
categóricos en el modelo. Para el desempeño reproductivo y la composición bioquímica de 
huevos y nauplios se aplicó la prueba de T de Student. Todos los datos fueron verificados 
previamente para determinar la homogeneidad de varianzas y la normalidad. Los análisis 
estadísticos se llevaron a cabo utilizando el programa RStudio versión 1.1.383 (RStudio 
Team, 2016) con el paquete Rcmdr (Fox, 2005). 
 
24 
 
8. RESULTADOS 
8.1 Parámetros fisicoquímicos y calidad del agua 
En la tabla 6 se muestran los promedios de los parámetros físico-químicos que fueron 
registrados al largo del experimento de FBC y FBS en el área de maduración. 
Tabla 6 Parámetros fisicoquímicos (promedio ± S.E). 
Parámetros FBC FBS 
Temperatura (°C) 27.4 ±0.05 27.5 ± 0.05 
Oxígeno disuelto (mg/L) 8.0 ± 0.04 8.0 ± 0.03 
pH 8.09 ± 0.02 8.09 ± 0.02 
Salinidad 36 ± 0.0 36 ± 0.0 
Amonio (mg/L) 0.17 ± 0.04 0.17 ± 0.04 
Nitrito (mg/L) 0.6 ± 0.06 0.6 ± 0.06 
Nitrato (mg/L) 3.9 ± 0.4 3.9 ± 0.4 
*S. E: Error estándar. 
8.2 Índices gonadosomático y hepatosomático 
Las hembras ablacionadas del día 5 y del día 45 tuvieron un mayor índice gonadosomático 
en comparación con las no ablacionadas (Figura 7), mientras que el índice hepatosomático 
fue mayor tanto en hembras ablacionadas y no ablacionadas en el día 45 con respecto al día 
5. 
25 
 
 
Figura 8 Promedios (± S.E.). A) Índice gonadosomático y B) hepatosomático de 
ambos tratamientos al día 5 y día 45. * S.E: Error estándar. 
26 
 
8.3 Desempeño Reproductivo 
El porcentaje de mortalidad de las hembras ablacionadas fue mayor que el de las hembras no 
ablacionadas (Tabla 7). El número de huevos por desove fue mayor en el caso de las hembras 
sin ablación aunque no se observaron diferencias significativas entre tratamientos, de igual 
forma el número de huevos por desove por peso de la hembra del tratamiento sin ablación 
fue mayor que el de las hembras ablacionada. Las hembras no ablacionadas mostraron un 
decremento significativo en cuanto al número de maduraciones consecutivas por hembra 
contra las hembras ablacionadas. Se obtuvo un mayor porcentaje de hembras que desovaronal menos una vez en el tratamiento FBC con respecto al tratamiento FBS. En el porcentaje 
de fertilización existieron diferencias significativas entre tratamientos, siendo las hembras 
ablacionadas las que obtuvieron un menor porcentaje de fertilización. La tasa de eclosión 
permaneció sin diferencias significativas entre tratamientos. Por otra parte, para el porcentaje 
de nauplios viables se observaron diferencias significativas entre tratamientos, teniendo un 
mayor porcentaje el tratamiento FBS. Por último, el número total de nauplios por tanque fue 
mucho mayor en el tratamiento de las hembras ablacionadas que en el de no ablación (Tabla 
7). 
Tabla 7 Desempeño reproductivo (promedio ± S. E.). 
*S. E: Error estándar. 
 
Desempeño reproductivo FBC FBS 
Mortalidad de hembras (%) 33.3% 10% 
Número de huevos por desove (×103) 241.9±13.3 269.21±8.5 
Número de huevos por desove (×103) por g del peso de la 
hembra 
6.0±0.21 6.6±0.34 
Número de maduraciones consecutivas por hembra 3.8a±0.52 1.33b±0.2 
Hembras que desovaron al menos una vez (%) 83.3% 20% 
Tasa de fertilización (%) 45.1a ±0.9 71.6b±4.6 
Tasa de eclosión (%) 34.5±5.35 37.4±12.8 
Nauplios viables (%)* 14.8a±2.9 33.7b±8.6 
Total de nauplios viables /tanque (×103)* 911.5 269.8 
Parámetros morfométricos 
Peso de hembras (g) 40.8±0.6 40.2±0.7 
Peso de machos (g) 24.9±0.5 24.2±0.5 
27 
 
8.3 Variables bioquímicas 
En lo que respecta a los análisis bioquímicos del hepatopáncreas, en el día 45 se pudo 
observar una diferencia significativa en las hembras no ablacionadas, las cuales presentaron 
el nivel más alto de acilglicéridos en dicho tejido (Tabla 8). De igual manera, las hembras no 
ablacionadas mostraron los niveles más altos de colesterol en el hepatopáncreas durante el 
mismo periodo de tiempo, teniendo diferencias significativas con respecto a las hembras del 
día 5 en ambos tratamientos (Tabla 8). En cuanto a la glucosa y a la proteína total soluble, en 
ambos tratamientos no se observaron diferencias significativas (Tabla 8). 
Por otra parte, se obtuvo una mayor concentración de acilglicéridos en las muestras de 
hemolinfa de las hembras ablacionadas del día 45, en comparación al tratamiento de hembras 
no ablacionadas, además de que también registraron altos niveles de colesterol en las 
hembras no ablacionadas del día 45, mostrando de esta manera diferencias significativas con 
respecto a las hembras ablacionadas (Tabla 8). Por otro lado la glucosa permaneció sin 
diferencias significativas, mientras que la proteína total soluble presento los niveles más altos 
en las hembras no ablacionadas del día 5 (Tabla 8). 
En los ovarios, los acilglicéridos y el colesterol no mostraron diferencias significativas entre 
tratamientos o el día. La glucosa se presentó predominantemente más alta en las hembras 
ablacionadas del día 45. 
Los análisis de acilglicéridos, colesterol y glucosa en los huevos no mostraron diferencias 
significativas entre los tratamientos (FBC vs FBS) mientras que la proteína total soluble fue 
mayor en los huevos de hembras sin ablación (Tabla 9). Los análisis bioquímicos para los 
nauplios arrojaron que no hubo diferencias significativas entre tratamientos ni en 
acilglicéridos, colesterol, glucosa, proteína total soluble. 
28 
 
Tabla 8 Análisis bioquímico (peso húmedo; promedio ± S.E) llevado a cabo en el hepatopancreas, hemolinfa y ovarios (estadio IV) de 
F. brasiliensis con y sin ablación en los días 5 y 45 (Latreille, 1817). 
 
Dentro de filas, el superíndice indica diferencias significativas. +ANDEVA bi-factorial. 
*S.E: Error estándar 
 
 Ablación No ablación Nivel de significancia+ 
Variable Día 5 Día 45 Día 5 Día 45 Ablación Día AxD 
Hepatopancreas (N = 9) (N = 6) (N = 8) (N = 4) 
Acilglicéridos (mg g-1) 49.0b±7.5 35.7b±10.6 43.5b±11.5 93.6a±11.8 ⁕ ns ⁕ 
Colesterol (mg g-1) 1.8b±0.5 3.1ab±0.6 1.4b±0.5 5.3a±0.8 ns ⁕ ⁕ 
Glucosa (mg g-1) 2.5a±0.3 2.9a±0.4 2.4a±0.3 2.0a±0.5 ns ns ns 
Proteína total soluble (mg g-
1) 20.7a±1.5 26.2a±1.8 20.8a±1.6 23.9a±2.5 ns ns ns 
 
Hemolinfa* (N = 4) (N = 6) (N = 6) (N = 4) 
Acilglicéridos (mg dl-1) 83.4±0.7 158.2±39.8 88.2±13.6 94.2±44.5 ns ns ns 
Colesterol (mg dl-1) 20.3b±6.9 24.3b±5.7 43.3ab±4.3 50.3a±6.4 ⁕ ns ns 
Glucosa (mg dl-1) 32.4a±3.4 33.6a±5.7 32.3a±6.9 35.0a±6.4 ns ns ns 
Proteína total soluble (mg 
ml-1) 68.7b±22.5 103.1ab±26.2 212.7a±37.7 122.4ab±30.2 ⁕ ns ⁕ 
 
Ovario* (N = 10) (N = 6) (N = 8) (N = 4) 
Acilglicéridos (mg g-1) 6.3ab±0.5 7.4a±0.7 5.3ab±0.6 4.2b±0.8 ⁕ ns ns 
Colesterol (mg g-1) 1.6a±0.3 1.0a±0.4 1.8a±0.3 2.1a±0.5 ns ns ns 
Glucosa (mg g-1) 1.5b±0.2 2.8a±0.2 1.3b±0.2 0.9b±0.3 ⁕ ns ⁕ 
Proteína total soluble (mg g-
1) 45.5±4.1 49.1±5.3 45.2±4.6 53.4±6.5 ns ns ns 
 
29 
 
Tabla 9 Análisis bioquímicos (promedio ±SE) llevados a cabo en huevos y nauplios (estadio 
IV) ablacionados y no ablacionados de reproductores F. brasiliensis (Latreille, 1817) . 
Variable FBC FBS 
Huevos (N = 27) (N = 4) 
Acilglicéridos (mg g-1) 9.3±0.3 8.3±1.1 
Colesterol (mg g-1) 1.6±0.0 1.3±0.1 
Glucosa (mg g-1) 2.9±0.2 2.3±0.2 
Proteína total sol.(mg g-1) 32.0a±3.0 56.1b±10.0 
 
Nauplios (N = 18) (N = 4) 
Acilglicéridos (mg g-1) 3.7±0.5 2.4±0.4 
Colesterol (mg g-1) 2.3±0.2 1.7±0.2 
Glucosa (mg g-1) 3.6±0.4 2.5±0.3 
Proteína total sol. (mg g-1) 27.6±2.2 19.2±1.8 
 
Dentro de las filas, el superíndice indica diferencias significativas para la prueba de t de 
Student (P < 0.05). 
*S.E:_Error estándar 
 
 
30 
 
9. DISCUSIÓN 
9.1 Parámetros físicos, químicos y calidad del agua 
En lo que respecta a los parámetros fisicoquímicos, ambos tratamientos no presentaron 
variaciones entre ellos. Los parámetros fisicoquímicos del agua son de suma importancia ya 
que su deterioro afecta de manera negativa la salud de los camarones (Boyd Claude, Lin 
Kwei Chang, Pantoja Carlos, Lightner Donald, Brock Jim, Johnson Ken, 2005), es por eso 
que los parámetros se deben de medir diariamente con el fin de no permitir condiciones 
adversas que puedan dañar a los organismos. La temperatura oscilo entre los 27.4 y 27.5 °C 
por lo que se mantuvo constante durante el experimento y dentro de la temperatura 
recomendada para camarones de aguas tropicales, la cual está en el rango de los 22 a los 30 
°C (FAO, 1988). La concentración de oxígeno en nuestros tratamientos se mantuvo dentro 
del rango establecido para el cultivo de camarones peneidos con 8.0 ± 0.04 mg/ L (Boyd et 
al., 2005). Por otra parte, el pH es de gran importancia ya que nos indica que tan ácida o que 
tan básica se encuentra el agua; es así que nuestra agua debe de permanecer dentro del rango 
de entre los 7 y 9, ya que cambios abruptos pueden producir efectos negativos para el 
equilibrio del estanque, es así que el pH de nuestros tanques permaneció en 8, dentro del 
rango óptimo. La salinidad se mantuvo en 35 mg/L, reportándose que para la mayoría de las 
especies esta debe permanecer entre 15 y 40 (FAO, 1988). En cuanto al nitrógeno amoniacal 
total (TAN), nitrito y nitrato, estos se mantuvieron dentro del rango aceptable de acuerdo a 
Lin and Chen, (2001) y Lin and Chen, (2003). 
9.2 Desempeño reproductivo 
9.2.1 Índices organosomáticos 
El índice gonadosomático fue mayor en hembras ablacionadas desde el día 5 hasta el día 45 
en comparación con las hembras no ablacionadas, esto se debe a un mayor desarrollo ovárico 
y un mayor estado de maduración avanzado como consecuencia de la ablación (Palacios et 
al., 1999a). El índice hepatosomático mostró en ambos tratamientos (ablación vs no ablación) 
que fue mayor en el día 45. Esto se puede deber a que las hembras necesitan reservar 
nutrientes para su transferencia a los huevos (Figura 7). Asimismo, el alimento que se les 
proporcionó durante el experimento es rico en lípidos y proteínas, tratando de asemejar y 
mejorar la dieta que obtienenen el medio silvestre. 
31 
 
9.2.2 Índices productivos 
La ablación unilateral del pedúnculo es uno de los métodos más utilizados para inducir a la 
maduración y desove, ya que se ha comprobado que esta técnica aumenta el rendimiento 
reproductivo en términos cuantitativos, principalmente se puede observar en el acortamiento 
del periodo de latencia así como el aumento en la frecuencia de desove, es decir una mayor 
producción así como un mayor número de desoves y total de nauplios por hembra (Palacios 
et al., 1999a; Racotta et al., 2003).Sin embargo, la ablación también afecta negativamente 
las variables de producción tales como el número de huevos por desove, tasa de fertilización, 
tasa de eclosión, mortalidad de las hembras, entre otras más (Palacios et al., 1999c). 
Conforme va pasando el tiempo se observa un declive en la capacidad reproductiva debido a 
la sucesivas remaduraciones (maduraciones consecutivas por hembra), ya que se ha 
demostrado que hay un mayor desgaste energético, destinando la mayor cantidad de recursos 
a la reproducción y no al mantenimiento, descuidando de esta manera su sistema 
inmunológico y por la tanto siendo también más susceptibles a enfermedades (Browdy & 
Samocha, 1985; Chamberlain, 1988). Es así que en el presente estudio se observó que hubo 
un mayor porcentaje de mortalidad en hembras ablacionadas que en hembras no ablacionadas 
(33.3% vs 10%) debido a la condición fisiológica de las hembras ablacionadas (Racotta et 
al., 2003). 
Como consecuencia de la ablación, se pudo observar un mayor número de maduraciones 
consecutivas por hembra ablacionada (Tabla 7). Otros estudios reportan un mayor como 
número de maduraciones en hembras ablacionadas, alcanzando hasta 10 desoves por cada 
hembra en 90 días, mientras que en las hembras no ablacionadas solamente se observaron 
dos hembras con tres desoves consecutivos durante el mismo periodo de tiempo (Palacios et 
al., 1999b). Por otro lado Aktaş (1999) reportó para P. semisulcatus solo tres desoves en 
hembras no ablacionadas en comparación con las hembras ablacionadas de las cuales 
solamente se obtuvieron 38 desoves durante un periodo de 45 días. De igual manera Browdy 
et al (1985) reportaron un mayor número de maduraciones en hembras ablacionadas (89 
desoves) que en hembras no ablacionadas (14 desoves) en P. semisulcatus , confirmando de 
esta manera que la ablación aumenta el número de desoves de manera importante durante el 
mismo periodo de tiempo, es así que existe un mayor porcentaje en el número de hembras 
ablacionadas (83.3%) que desovan contra las que no están ablacionadas (20%) (Tabla 7). 
32 
 
Por otra parte, observamos que a pesar de que las hembras ablacionadas tengan un mayor 
número de desoves, tienen una menor tasa de fertilización en comparación con las hembras 
no ablacionadas (41. 1 vs 71.6). Esto puede ser debido a que al realizar la ablación, aceleran 
la producción de huevos pero el proceso de formación de huevos maduros se produce de 
manera desigual en la gónada. Según E Palacios et al.,( 1999) la ablación causa un desarrollo 
del ovario desigual, desarrollo asincrónico del ovocito y una alterada liberación de ovocitos 
maduros. Por otra parte las hembras no ablacionadas tienen un mejor desarrollo del ovario y 
por lo tanto de los ovocitos, dándose el tiempo de reabsorberlos si están malformados antes 
de pasar a la finalización de su maduración (Palacios et al., 1999a). Browdy L. et al Craig, 
Hadani Aliza, Samocha M. Tsachi, 1986; L, 1985; E Palacios et al., 1999, reportan de igual 
manera una mayor tasa de fertilización en organismos no ablacionados que ablacionados. En 
consecuencia, la no ablación, produce un mayor número de nauplios viables, no obstante la 
ablación, incrementa la producción de nauplios, como consecuencia de la remaduración 
acelerada (Tabla 7). 
33 
 
Tabla 10 Comparación del desempeño reproductivo de varias especies de camarones 
peneidos en contraste con el presente trabajo. 
 
9.3 Variables bioquímicas 
 En lo que respecta a la maduración sexual en camarones, diversos estudios demuestran que 
los fosfolípidos, acilglicéridos y colesterol son las principales clases de lípidos que influyen 
de manera importante en el desempeño reproductivo (Wouters et al., 2001a). El 
hepatopancreas es un importante órgano de reserva temporal, ya que almacena los nutrientes 
para el mantenimiento de los organismos y durante la maduración sexual transfiere nutrientes 
a los ovarios y posteriormente a los huevos (Tabla 2,3). Los organismos no ablacionados del 
día 45 tuvieron mayor cantidad tanto de acilglicéridos como de colesterol, esto debido a que 
 Penaeus 
semisulcatus 
Penaeus 
semisulcatus 
Penaeus 
semisulcatus 
Litopenaeus 
vananamei 
Farfantopenaeus 
brasiliensis 
Referencia (Aktaş, 1999) Browdy L. 
Craig, Hadani 
Aliza, 
Samocha M. 
Tsachi, 1986 
Browdy & 
Samocha, 
1985 
Palacios et 
al., 1999a 
Trabajo actual 
Mortalidad 
de hembras 
(%) 
 17(Ablación) 
13( no 
ablación) 
33.3 (Ablación) 
10 (no ablación) 
Número de 
huevos por 
desove (x103) 
177.0 ± 
133.34 
(ablación) 
23.216 ±16.95 
(no ablación) 
89.2 ±33.9 
(ablación) 
113.6 ± 46 
(no ablación) 
 
61.327 ± 22. 
957 (ablación) 
81.938 ± 
27.518 
(no ablación) 
221.9 ±32.1 
(Ablación) 
178.7 ±39.9 
(no ablación) 
 
241.9±13.3(ablación) 
 
269.21±8.5 (no 
ablación) 
Número de 
huevos por 
desove por g 
del peso de la 
hembra 
3.8 (ablación) 
0.58 (no 
ablación) 
2.14 
(ablación) 
2.7 (no 
ablación) 
1.57 
(ablación) 
2.13 (no 
ablación) 
6.66 
(ablación) 
4.69 (no 
ablación) 
6.0± 0.21 (ablación) 
6.6 ± 0.34 (no 
ablación) 
Tasa de 
fertilización 
(%) 
83.81 ± 14.74 
(ablación) 
86.53 ±4.51 
(no ablación) 
68.6 ± 27.1 
(ablación) 
83.6 ±14.4 
(no ablación) 
65.5 ±28.2 
(ablación) 
81.3 ±8.8 
(no ablación) 
 
74.6 ± 2.2 
(ablación) 
84.5 ±7.4 
(no ablación) 
45.1 ± 0.9 (ablación) 
71.6 ± 4.6 (no 
ablación) 
 
Tasa de 
eclosión (%) 
47.82 ±24.43 
(ablación) 
59.99 ± 20.88 
(no ablación) 
 
65.8 ±28.9 
(ablación) 
83.7 ±15.5 
(no ablación) 
90.3 ± 6.5 
(ablación) 
89.6 ± 11.7 
(no ablación) 
 
45.8 ± 4.7 
(ablación) 
50.8 ± 14.3 
 (no ablación) 
34.5 ±5.35 (ablación) 
37.4 ±12.8 (no 
ablación) 
 
Peso de 
hembras 
46.25 ± 8.34 
(ablación) 
39.97 ± 4.91 
(no ablación) 
41.6 ± 8.4 
(ablación) 
41.7 ± 7.0 
(no ablación) 
 
38.84 ± 4.17 
(ablación) 
38.43 ± 2.95 
(no ablación) 
 
33.3 ± 1.1 
(ablación) 
38.1 ± 2.3 
(no ablación) 
40.8 ± 0.6 (ablación) 
40.2 ± 0.7 (no 
ablación) 
 
34 
 
las hembras no ablacionadas reservan mayor cantidad de energía tanto para el mantenimiento 
como para la reproducción siendo los acilglicéridos una fuente de energía para el 
mantenimiento de ellas mismas así como para la producción y eclosión de huevos (Xu et al., 
1994). Las hembras ablacionadas tienen un desgaste energético debido a que la mayoría de 
las reservas energéticas las enfocan hacia la reproducción; es así que su porcentaje de 
mortalidad es mayor (Tabla 7). 
 
Por otro lado, la hemolinfa es la encargada de transportar las biomoléculas a todos los 
órganos. Observamos que hubo un mayor transporte de colesterol y proteína total soluble en 
los organismos no ablacionados. Estas biomoléculas están íntimamente involucradas en el 
crecimiento ya que la proteína total soluble es constituyente del tejido así como el colesterol 
es un componente importante en la membrana celular, indicando de esta manera un 
transporte hacia los ovarios y posteriormente a los huevos. Mientras que las hembras 
ablacionadas transportan una menor cantidad de nutrientes debido al desgaste energético 
provocado por la ablación (Rosas et al., 1993). 
 
Durante la maduración sexual se ha observado un incremento de los acilglicéridos en los 
ovarios en diversos estudios para después ser transferidosa los huevos. Ravid et al.,/( 1999) 
reportó un incremento de acilglicéridos de un 1.09% a un 39.65% para Penaeus semisulcatus 
así como también en L. vannamei incremento de un 8.30% a un 33.81%. En nuestro caso los 
ovarios no tuvieron diferencias significativas, sin embargo se observó un aumento de los 
acilglicéridos en los huevos siendo estos transferidos a partir de los ovarios de hembras 
ablacionadas. (Tabla 7). De igual manera se observó un incremento de glucosa en hembras 
ablacionadas, indicando una rápida transferencia hacia los huevos. La glucosa es esencial 
para la sobrevivencia de las larvas por ser una fuente de energía. 
Por otra parte, obtuvimos una mayor cantidad de proteína total soluble en los huevos de hembras no 
ablacionadas. No obstante, esta mayor cantidad de proteína total soluble no se vio reflejada en los 
nauplios, esto pudo deberse a que durante su desarrollo de huevo a nauplio (estadio IV) , las 
biomoléculas (acilglicéridos, proteína total soluble, carbohidratos) se distribuyeron para la formación 
de tejido en el caso de la proteína y en el de los acilglicéridos para proveerles de energía para su 
desarrollo, dando como resultado un mayor porcentaje de nauplios viables de organismos no 
35 
 
ablacionados (33.7%) que ablacionados (14.8%; Tabla 7). La proteína es una biomolécula de gran 
importancia durante la maduración, reproducción y crecimiento de los organismos, ya que durante 
este proceso se lleva a cabo una intensa biosíntesis de vitelo, hormonas y enzimas (Harrison, 1990) 
para posteriormente la formación de tejido. 
 
36 
 
10. CONCLUSIÓN 
La ablación es una técnica utilizada para acelerar la maduración gonádica en camarones, 
debido a esto hubo una mayor producción de huevos y consecuentemente de nauplios. Sin 
embargo, el presente estudio sugiere que la ablación produce un desgaste energético en las 
hembras, teniendo como consecuencia un mayor índice de mortalidad en las hembras 
ablacionadas ya que por el otro lado, el porcentaje de mortalidad de las hembras no 
ablacionadas fue muy bajo. Por otra parte, la mayor producción de huevos en el tratamiento 
de hembras ablacionadas confirma lo reportado en otros estudios, aunque en el presente 
estudio se utilizó una menor cantidad de proteína total soluble para el desarrollo larvario. En 
contraste, las hembras no ablacionadas presentaron un mejor estado de condición y por lo 
tanto, una mayor tasa de supervivencia. Asimismo, la progenie proveniente de hembras no 
ablacionadas tuvo una mejor calidad en términos de viabilidad de nauplios y una mayor 
cantidad de reservas nutricionales en huevos. En términos de producción, se sugiere que la 
ablación es una técnica viable, debido a que se tienen picos predecibles de producción; no 
obstante, puede tener implicaciones importantes en la progenie. Por otra parte, como es el 
caso de F. brasiliensis, se observó que se reproducen en cautiverio sin la necesidad de 
ablacionar, es por esto que se sugiere incrementar ciertos alimentos que contengan nutrientes 
que estimulen la reproducción, o en otro caso, hacer uso de otras técnicas donde no se someta 
al animal a tanto estrés, y por lo tanto, menos invasivas. 
 
37 
 
11. BIBLIOGRAFÍA 
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