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Aprendiendo Biologia

28/7/2022

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Biología

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
DE MÉXICO

FACULTAD DE QUÍMICA

EVALUACIÓN DE PLACAS PETRIFILM PARA EL
RECUENTO DE BACTERIAS LÁCTICAS EN
PRODUCTOS CÁRNICOS PROCESADOS Y PARA
ESTIMACIÓN DE VIDA DE ANAQUEL.

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
QUÍMICO DE ALIMENTOS

PRESENTA:

PEDRO DURAN LEON

MÉXICO, D.F. 2013

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
Restricciones de uso

DERECHOS RESERVADOS ©
PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL

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JURADO ASIGNADO:

PRESIDENTE: Profesora: Olga del Carmen Velázquez Madrazo
VOCAL: Profesor: Agustín Reyo Herrera
SECRETARIO: Profesora: Aleida Mina Cetina
1er. SUPLENTE: Profesora: Norma Angélica Camacho de la Rosa
2° SUPLENTE: Profesora: Ana Lilia Cruz Martínez

ESTA TESIS FUE DESARROLLADA EN:

DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS Y BIOTECNOLOGÍA
LABORATORIO ANEXO 4B,EDIFICIO A, PISO 4.
FACULTAD DE QUÍMICA
CIUDAD UNIVERSITARIA
UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
ASESOR DEL TEMA:

M.E. OLGA DEL CARMEN VELÁZQUEZ MADRAZO

SUPERVISOR TÉCNICO:

Q.F.B. ALEJANDRO CAMACHO CRUZ

SUSTENTANTE:

PEDRO DURÁN LEÓN
iii

INDICE

Contenido Página

Introducción …………………………………………………………… 1
Bacterias Lácticas…………………………………….....3
Habitat………………………………………………….....4
Nutrición……………………………………………….....4
Potencial Antagónico……………………………….......6
Diversidad de BAL…………………………………........6
Lactobacillus……………………………………..8
Streptococcus………..…………………………..9
Carnobacterium………………………………….9
Pediococcus…………………………………….10
Lactococcus………………………………….....10
Leuconostoc…………………………………….11
Vagococcus………………………………….....12
Ácido láctico………………………………………….....12
Microorganismos Det. en Prod. Cárnicos……………13
Microbiota de Deterioro en prodc. Cárnicos...13
Conservación de Productos Cárnicos……………......16
Envasado al Vacío………………………………17
Métodos de Control…………………………….17
Cadena de Frio………………………………….17
Control de Proceso……………………………..18

Objetivos……………………………………………………………… 20

Materiales y equipo………………………………………………….. 20

Metodología……………………………………………………………21

Diagrama general……………………………………….21
Muestras………………………………………………….22
Validación de Métodos…………………………………22
Preparación de medios…………………………………23
Preparación de muestras…….…………………………23
Preparación del inóculo………………………………....23
Desarrollo del estudio…………………………………...24

Resultados y Discusión……………………………….………………27

Conclusiones………………………………………………………….. 47

Bibliografía. …………………………………………………………. 49

Anexos…………………………………………………………………. 54

INTRODUCCIÓN.
Según establece el Codex Alimentarius un alimento se considera contaminado
cuando contiene agentes vivos (bacterias, virus o parásitos riesgosos para la
salud); sustancias químicas orgánicas o inorgánicas extrañas a su composición
normal y componentes naturales tóxicos en concentraciones mayores a las
permitidas (Kleiman, 2011).
En todos los países, las leyes y reglamentos relativos a la producción industrial y
comercialización de alimentos establecen especificaciones microbiológicas para
los alimentos más importantes y/o para los que implican mayores riesgos para el
consumidor. Las empresas que producen alimentos tienen la obligación, por lo
tanto, de hacer los análisis microbiológicos para demostrar que sus productos
cumplen dichas especificaciones (Forsythe, 2002).
El análisis microbiológico de alimentos no tiene carácter preventivo; simplemente
es una inspección que permite valorar la carga microbiana. Por tanto, no se puede
lograr un aumento de la calidad microbiológica mediante los análisis
microbiológicos; éstos sirven para determinar en la industria cuál es la calidad
microbiológica de materias primas, para evaluar la eficacia de los procesos
destinados a la reducción de carga microbiana y para asegurar que los productos
cumplan la normatividad aplicable (Pisabarro, 2009).
La realización de análisis microbiológicos es, sin duda, una actividad laboriosa,
minuciosa y que requiere de total dedicación de profesionales especializados en la
industria o en laboratorios de servicio. Dichos profesionales tienen que dedicar
mucho tiempo a la preparación y disposición de material y medios para estos
análisis. Pero un problema aun mayor es el de la estandarización ya que
pequeñas variaciones debidas al personal, entre turnos o plantas, pueden llevar a
resultados significativamente diferentes cuando se llevan a cabo los análisis
(Barembuem, 2003). De ahí el amplio desarrollo que en los últimos años, han
tenido los métodos rápidos y los medios de cultivo ya preparados, entre los que
destacan las Placas 3MTM Petrifilm™ (3MTM Food Safety, 2006).
2

Las placas 3MTM Petrifilm™ para el recuento de microorganismos indicadores
incorporan medios selectivos y/o agentes diferenciales que permiten una rápida
identificación de los microorganismos. El formato que se emplea es el de película
seca re-hidratable, estructurado como un sistema de doble película con medio de
cultivo listo para utilizarse, un agente gelificante soluble en frío y un indicador de
color (cloruro de trifenil tetrazolio o TTC por sus siglas en inglés), que facilita la
enumeración de las colonias (3MTM Food Safety, 2006).
La incorporación de métodos rápidos permite a la Industria de Alimentos la
estandarización de procesos analíticos y agiliza los análisis, reduciendo fuentes de
error, además son métodos más fáciles de interpretar. Eso también hace que se
reduzcan los costos en general, reducción de costos de energía al no esterilizar
medios de cultivo, en el lavado de material de laboratorio y reducción de
desechos, entre otros, por lo que muchas industrias están interesadas en
utilizarlos para hacer más productivos sus procesos (3MTM Food Safety, 2006).
Las Placas 3MTM PetrifilmTM para recuento de aerobios (AC) en combinación con
caldo MRS (Man, Rogosa and Sharpe) y una incubación anaerobia favorecen el
crecimiento de bacterias ácido-lácticas (BAL) homofermentativas y
heterofermentativas (3MTM Food Safety, 2006).
Adicionalmente, 3MTM PetrifilmTM ha desarrollado otro método para el recuento de
BAL en el cual se incorpora rojo de clorofenol como indicador de pH al caldo MRS
y la incubación se lleva a cabo aerobicamente (3MTM Food Safety, 2006).
La determinación de BAL es muy importante en los productos cárnicos procesados
porque son las responsables del deterioro de este tipo de productos empacados al
vacío, generando olores, sabores y viscosidad indeseables en dichos productos.
Por ello, el recuento de BAL puede ser muy útil en la determinación y seguimiento
de la vida de anaquel de productos cárnicos procesados y empacados al vacío
(3MTM Food Safety, 2006).
Sin embargo, aplicar estos métodos de 3MTM para el recuento de BALen
productos cárnicos requiere de una validación, que consiste en comparar, verificar
3

y documentar la eficacia del método, esto es, la adecuación a determinados
requisitos previamente establecidos por el usuario para aplicarlo con confianza a
la resolución del problema analítico particular. Estos requisitos son los que definen
los parámetros o criterios de calidad que debe poseer un método a utilizar para
resolver el problema analítico. Los criterios de calidad para la validación se
centran en conocer la exactitud, rastreabilidad, precisión, incertidumbre,
reproducibilidad, especificidad, selectividad y límite de detección, en comparación
con el método tradicional de vertido en placa con agar MRS e incubación en
anaerobiosis (Hirata, 2002).

LAS BACTERIAS LÁCTICAS
Son un grupo de bacterias que poseen características ecológicas y metabólicas de
singular importancia económica y tecnológica en los alimentos. En los años
recientes se advierte un interés marcado por este grupo, como parte de los
microorganismos llamados probióticos (Fernández, 2008).
La designación de bacterias lácticas o bacterias del ácido láctico (BAL) se remonta
a 1899 cuando Weigmann las definió como bacterias que forman leche ácida a
partir del azúcar de la leche; formó 5 grupos incluyendo al grupo aerógenes y a
micrococos proteolíticos anaerobios. Las características del grupo se fueron
delineando al tomarse en consideración nuevos atributos, como reacciones
fermentativas de diversos carbohidratos y polialcoholes, capacidad para coagular
la caseína y luego disolverla (peptonización), licuación de la gelatina, temperaturas
óptimas de crecimiento (25, 37 o 45°C) y viabilidad en cultivos de laboratorio. En
1919 Orla-Jensen elaboró una monografía en la que apunta que “las verdaderas
bacterias del ácido láctico constituyen un gran grupo natural de bacilos y cocos
Gram positivos, inmóviles, no esporulados que al fermentar azúcares forman
principalmente ácido láctico”. Al grupo aerógenes lo calificó como pseudo-láctico
(Fernández, 2008).
La definición propuesta por Axelsson (1993) para las típicas bacterias lácticas las
describe como: Gram positivas, no esporuladas, catalasa negativas, sin
4

citocromos, no aerobias pero aerotolerantes, de no fácil cultivo, acidúricas y
estrictamente fermentativas, con el ácido láctico como principal producto final.
(Fernández, 2008).
HÁBITAT
Las BAL se instalan bien en ambientes ricos en nutrientes (verduras, cárneos y
lácteos) y localidades del cuerpo de mamíferos como boca, intestino y vagina. Con
esta descripción parecería que el grupo queda claramente definido. Los límites sin
embargo, requieren ahora de pruebas más refinadas. El grupo es
manifestantemente fermentativo. Existen al respecto dos rutas principales: el
esquema de Embden Meyerhof con generación casi exclusiva de ácido láctico,
propio de los homofermentadores, y el de la 6-fosfogluconato/fosfocetolasa, del
que resultan otros productos finales como etanol, acetato, y CO2 que caracterizan
a los heterofermentadores. La BAL poseen una notable diversificación metabólica.
Algunos cambios en las condiciones de desarrollo modifican el metabolismo del
piruvato y el uso de aceptores externos de electrones tales como el oxígeno y
compuestos orgánicos. Las consecuencias de este comportamiento se traducen
con frecuencia en un mejoramiento de las características sensoriales de alimento,
o en su deterioro (Fernández, 2008).
Este grupo bacteriano puede detectarse normalmente en una diversidad de
alimentos tanto crudos (frutas, verduras) como procesados (lácteos, cárneos),
madurados o no y su número es variable (Fernández, 2008).
NUTRICIÓN
Las BAL han evolucionado de manera natural y algunas cepas se han
seleccionado para utilizarse en diversos procesos de fermentación de los
alimentos. En otros casos se les manipula genéticamente transfiriendo genes y re-
arreglando la estructura de su DNA, de acuerdo a los intereses de la industria. El
manejo genético se realiza mediante:
5

a) Conjugación, proceso natural muy común en Lactococcus, que permite la
síntesis de bacteriocinas, producción de proteinasas, resistencia a
bacteriófago y la fermentación de la sacarosa;
b) Transducción y;
c) Transformación, menos productivas. (Fernández, 2008).
Una variante de esta última es la electroporación o aplicación de alto voltaje
eléctrico en campos pulsados que da lugar a la formación de poros en la
membrana de la bacteria. Se torna así más permeable a macromoléculas como
las fracciones de DNA. Este efecto se observa en todos los géneros de BAL
(Gasson y Fitzgerald, 1994). Las BAL son notables por la frecuencia con la cual
producen bacteriocinas (Fernández, 2008).
Entre los componentes de los alimentos pueden identificarse algunos que
estimulan el desarrollo de las BAL, como los ácidos nucléicos del páncreas
(Koburger y col., 1963), la adenina y adenosina del jugo de jitomate (Cogan y col.,
1968), y diversas sustancias del licor residual de la fabricación del almidón
(fenilalanina, nucleótidos y bases nitrogenadas). Este conocimiento tiene
aplicación para promover el desarrollo de las BAL en la preparación de inóculos
metabólicamente eficientes dentro de la industria de los alimentos madurados. Se
sabe sin embargo, que en algunos alimentos pueden existir sustancias con efecto
inhibitorio hacia las BAL que son utilizadas en su maduración; tal es el caso por
ejemplo, de compuestos fenólicos en las aceitunas (Fleming y col., 1969).
Kempton y Bovier (1970) sugirieron que las cuentas de bacterias lácticas podría
emplearse como indicador de calidad bacteriológica para productos cárnicos
procesados y empacados al vacío, ya que durante el rebanado y empacado su
nivel de contaminación llega a ser considerable. En tanto, el saneamiento de los
locales de empaque se efectúa con mayor eficiencia y frecuencia, la carga de BAL
disminuye y la vida de anaquel puede extenderse. Puede ser necesario llevar a
cabo la higienización del equipo y utensilios cada 2 h, con lo que los productos
podrían mantenerse comercializables hasta por 30 días (Geister y Maack, 1967).
6

POTENCIAL ANTAGÓNICO
El efecto antagónico de las BAL contra bacterias patógenas, e incluso
deterioradoras de alimentos, se conoce desde hace muchos años; existen
numerosas publicaciones al respecto. Metchnikof ya señalaba que una flora nativa
intestinal estable regula la toxemia crónica natural que tiene un papel primordial en
el envejecimiento y muerte. Por otra parte, en la competencia por sustratos y sitios
de colonización, los productos de la fermentación resultan inhibitorios para
muchos patógenos. Cualquier proceso que altere esos mecanismos propicia
riesgos de infección; por el contrario, al fortalecerse el complejo homeostático, se
favorece un efecto protector (Gibson y Beaumont, 1996).
DIVERSIDAD DE BAL
El grupo de las BAL está comprendido por aproximadamente 20 géneros. Siendo
los siguientes 12 los más representativos (Davidson y col., 1995; Axelsson, 2004):
Carnobacterium Oenococcus
Enterococcus Pediococcus
Lactococcus Streptococcus
Lactobacillus Tetragenococcus
Lactosphaera Vagococcus
Leuconostoc Weissella
Los géneros Lactobacillus, Leuconostoc y Pediococus se encuentran muy
relacionados filogenéticamente, situación un tanto extraña debido a sus notables
diferencias morfológicas y patrones de fermentación. Dicha relación se demuestra
en función del análisis secuencial de los ácidos nucleicos ribosomales (16S) de los
miembros de esos tres géneros (Collins y col., 1991).
Los criterios de inclusión (aparte la tradicional fenotipica sobre morfología, forma
de fermentación de la glucosa, desarrollo a diferentes temperaturas, configuración7

del ácido láctico producido, desarrollo a diferentes concentraciones salinas y
tolerancia a pH ácido y alcalino), se refiere a la composición de ácidos grasos,
homología DNA-DNA secuencia del rRNA y patrones de proteínas solubles.
(Collins y col., 1991).
Tabla 1. Características básicas para diferenciar algunos de los géneros de
BAL. (Collins y col., 1991).
Característica Car Ltb Ent Lcoc Vag Leuc Ped Str Tetr
Bacilo + + - - - - - - -
Coco - - + + + + + + +
Tétradas - - - - - - - - +
Movilidad - - - - + - - - -
CO2 glucosa - + - - - - + - - -
Crece a 45°C - + - + - - - + - + - -
Crece NaCl
6.5%
- + - + - - + - + - - +
Crece NaCl
18%
- - - - - - - - +
Clave:
Car: Carnobacterium
Ltb: Lactobacillus
Leuc: Leuconostoc

Ent: Enterococcus
Lcoc: Lactococcus
Vag: Vagococcus

Ped: Pediococcus
Str: Streptococcus
Tetr: Tetragenococcus

Los géneros que se describen brevemente a continuación tienen mayor relevancia en
la microbiología de los alimentos. (Hammes y Vogel, 1995).
Lactobacillus
Las técnicas taxonómicas que se llegaron a emplear durante la década de los 80´s han
sido aplicadas a este género, dando como resultado que algunos microorganismos que
figuraban en la novena edición del manual de Bergey´s fuesen transferidos a otros
géneros. Los lactobacilos tienen forma bacilar, variando desde bacilos largos y
delgados a cortos y curvados, no esporulados, aerotolerantes o anaerobios, acidúricos
o acidófilos (pH entre 1.0 y 5.0), de requerimientos nutricionales complejos. Es común
la producción de bacteriocinas. Los límites de temperatura para desarrollar van de 2 a
53°C con óptima de 30 a 40°C (Jay, 2000; Madigan y col., 2004).
El género Lactobacillus es el más grande, comprendiendo alrededor de 80 especies
reconocidas y organizadas en tres grupos, basadas principalmente en las
características fermentativas. El grupo 1 incluye especies homofermentativas estrictas.
El grupo 2 está formado por especies heterofermentativas facultativas. El grupo 3 está
formado por especies heterofermentativas estrictas (Jay, 2000; Axelsson, 2004).
Las especies homofermentativas se asocian principalmente con el hombre y animales,
ya que se les puede encontrar en la cavidad oral, contenido intestinal y vagina de
mamíferos; mientras que las especies heterofermentativas están asociadas con los
alimentos, en donde llevan a cabo fermentaciones controladas o causan deterioro
especialmente en productos empacados refrigerados, se pueden aislar fácilmente de
productos cárnicos, lácteos, pescados, aguas residuales, cerveza, frutas, verduras y
ensilados (Madigan ycol., 2004).
Generalmente resisten mejor las condiciones de acidez que las restantes bacterias del
ácido láctico y pueden crecer bien a valores de pH alrededor de 4 ó 5. Esta propiedad
permite su aislamiento selectivo a partir de muestras naturales, empleando medios d
cultivo de pH ácido que contengan carbohidratos (Madigan ycol., 2004).

Streptococcus.
Cocos esféricos u ovoides de 0.8-1.2 µm, típicamente dispuestos en cadena con más
de 50 células o en pares, anaerobios facultativos. Especies comensales del hombre y
animales en membranas mucosas (boca y tracto alimenticio, urinario y respiratorio).
Con 39 especies, de las cuales tienen interés S. pyogenes, con intensa actividad beta-
hemolítica, como patógeno transmisible por los alimentos a partir de fuentes humanas y
S. agalactiae de fuentes animales primariamente. S. thermophilus es un termófilo, con
cepas específicas que se utilizan en la fermentación de productos lácteos, sobre todo
en combinación simbiótica con otras BAL. En estos productos, el estreptococo es
estimulado por Lb. bulgaricus que libera aminoácidos mientras que Streptococcus
forma compuestos del ácido fórmico, que promueven el desarrollo del lactobacilo.
(Hammes y Vogel, 1995).
Carnobacterium.
Este género se desprendió del Lactobacillus cuando se observaron diferencias
significativas en cepas aisladas de carnes empacadas. Son bacilos de 0.5-0.7 x 1.1-3.0
µm; en cultivos viejos se alargan y tienden a perder el Gram. Son psicrótrofos y de
metabolismo predominantemente homofermentativo. Menos rigurosos en sus
demandas nutricionales y de intolerancia al oxígeno. No muestran desarrollo a 45°C.
Se encuentran en carnes envasadas al vacío, en carne de aves de corral y en
alimentos afines, así como también en pescado y agua de mar. Forman bacteriocinas
(Wood y Holpzafel, 1995).
Pueden diferenciarse de Lactobacillus por su capacidad de desarrollo a pH 9.0, no
actividad a pH 4.5 ni en agar acetato a pH 5.4, no se multiplican a 45°C.
Carnobacterium como género incluye seis especies (Wood y Holpzafel, 1995,
Fernández, 2000):
 C. alterfunditum,
 C. funditum,
 C. mobile,

 C. gallinarum,
 C. divergens (previamente Lactobacillus divergens) y,
 C. piscícola (previamente Lactobacillus piscícola)
Las tres primeras móviles. Todas desarrollan a 0°C y sólo la penúltima fermenta la
lactosa (Hammes y Vogel, 1995).
Pediococcus.
Son cocos Gram positivos, catalasa negativos, anaerobios facultativos. Son
homofermentativos, fermentan azucares para producir una concentración de ácido,
comprendida entre el 0.5 y el 0.9%, crecen en salmueras con una concentración salina
de hasta 5.5%, mientras que su crecimiento es escaso en salmueras con
concentraciones de hasta el 10%. Sus temperaturas de crecimiento oscilan desde los 7
hasta los 45°C, aunque su temperatura óptima está entre 25 y 32 °C. Se presentan en
parejas o en tétradas como consecuencia de la división celular en dos planos, el
tamaño celular varía de 0.6 – 2.0 micras dependiendo de la especie. Raramente se
observan células aisladas. En medios sólidos las colonias son de 1-2.5 micras de
diámetro, lisa, redondas y de color blanco grisáceo. Necesitan medios complejos para
desarrollarse. Se emplean como cultivo iniciador de salchichas semisecas, pueden ser
deterioradores de sidra y cerveza realizando una infección que la enturbia y acidifica
con un olor peculiar denominado “enfermedad de la cerveza por sarcinas”. Algunas
cepas son productoras de bacteriocinas (Wood y Holpzafel, 1995, Fernández, 2000;
Jay, 2000).
Lactococcus.
El primer cultivo puro bacteriano obtenido sobre la Tierra y descrito científicamente fue
Lc. lactis, en 1873 por Joseph Lister. Se puede reconocer como la bacteria láctica por
excelencia de la leche. Es la BAL más frecuentemente utilizada como cultivo iniciador
en la obtención de productos lácteos cultivados, en particular quesos y leches diversas
(Leveau y Bouix, 2000).

Son cocos no esporulados, inmóviles, crecen a 10°C pero no a 45°C, se encuentran en
parejas o cadenas cortas, catalasa negativos, anaerobios facultativos,
homofermentativos y con necesidades nutricionales complejas. La longitud de la
cadena depende principalmente de la cepa y en ocasiones por el medio de crecimiento.
El género incluye 4 especies, una de ellas con tres subespecies (Prescott y col., 1999;
Jay, 2000):
 Lc. lactis subesp. lactis
 Lc. lactis subesp. cremoris
 Lc. lactis subesp. hordniae
 Lc. garvieae
 Lc. plantarum
 Lc. raffinolactis
Algunas cepas forman material gelatinoso que les rodea a manera de cápsula.
Recuperables de leche cruda y algunas plantas. No se aislan de la materia fecal. Son
homofermentativos, la especie Lc. piscium existe en peces. El desarrollo en presencia
de oxígeno resulta de la formación de algunas enzimas como la peróxido dismutasa y
oxidasas de NADH que lo metabolizan; el germen funciona entonces como un
microaerófilo. Se comportan como auxótrofos para diversos aminoácidos y son también
dependientes de diversas vitaminas. (Hammes y Vogel, 1995).
Leuconostoc.
Son cocos Gram positivos, catalasa negativos, anaerobios facultativos, pueden ser
alargados o elípticosy dispuestos en parejas o cadenas. Requieren medios complejos
para desarrollar. Algunas especies son ácido-tolerantes. Temperatura óptima de 20 a
30°C, pH final en caldo glucosa: 4.4-5.0, son heterofermentadores obligados.
Recuperable de vegetales, productos cárnicos y lácteos, ensilaje, vinos y productos
fermentados. Están muy relacionados con el género Lactobacillus cuyas formas
cocoides y heterofermentadoras pueden confundirse con Leuconostoc; están

involucrados en el deterioro de alimentos ricos en carbohidratos simples, toleran
concentraciones elevadas de azúcar lo que facilita su multiplicación en el jarabe,
constituyendo un importante problema en las refinerías de azúcar, utilizados en forma
controlada en la fabricación de algunos quesos debido a la generación de aromas
apreciables. Su desarrollo es más lento que el de otras BAL, las cuales suelen
desplazarlo en cultivos mixtos (Prescott y col., 1999; Jay, 2000; Madigan y col., 2004).
Vagococcus.
En base a los datos de la secuencia del ARNr (ácido ribonucleico ribosomal) de 16S,
éste género fue creado para encuadrar a los lactococcos. Son móviles por medio de
flagelos peritricos, Gram positivos, catalasa negativos y crecen a 10 pero no a 45°C. Se
desarrollan en medios con una concentración de NaCl del 4% pero no al 6.5% y a pH
9.6. Se encuentran en heces, carne de pescado, agua y otros alimentos. Al menos una
especie produce H2S (Jay, 2000).
ÁCIDO LÁCTICO.
El ácido láctico es el principal metabolito de las bacterias ácido lácticas. Es uno de los
ácidos orgánicos con mayor distribución en la naturaleza y el más empleado con fines
preservantes. Es incoloro, no volátil, muy soluble en agua y con un pKa = 3.857. (Brul y
Coote, 1999; Caplice y Fitzgerald, 1999; Lücke, 2000).
Se han propuesto diferentes mecanismos para describir la forma por la cual los ácidos
orgánicos ejercen su efecto bactericida. El que mayor consenso ha ganado es aquel
por el cual el ácido orgánico en su estado no disociado atraviesa por difusión la
membrana celular bacteriana, favorecido por su carácter lipofílico. Una vez en el interior
celular, cuyo pH es superior al exterior, el ácido se disocia; con el objetivo de
restablecer el estado de homeostasis, la célula agota su energía activando los
mecanismos para eliminar los grupos ácidos hacia el exterior celular. Junto con este
agotamiento energético, la acidificación del citoplasma bacteriano provocaría la
competencia con coenzimas, inactivación enzimática, supresión de la oxidación del
fumarato en microorganismos catalasa +, entre otras acciones. (Brul y Coote, 1999;
Caplice y Fitzgerald, 1999; Lücke, 2000).

MICROORGANISMOS DETERIORADORES EN PRODUCTOS CÁRNICOS.

La frescura y calidad de la carne están determinadas por una diversidad de factores
que van desde el estado fisiológico de los animales hasta su distribución, pasando por
las condiciones de almacenamiento y transporte de las canales. Destacan el estrés de
los animales al tiempo de la matanza, la diseminación de la contaminación interna y
externa y la temperatura prevalente (Fernández 2008).

El desarrollo de microorganismos en la carne suele acompañarse de una pérdida de su
frescura que se manifiesta en cambios físicos y químicos. Las características
sensoriales y de frescura, también se modifican por efecto de las enzimas propias de
la carne (Fernández 2008).
Microbiota de deterioro en productos cárnicos procesados
Lactobacillus carnosum y Lactobacillus mesenteroides han sido asociados
frecuentemente al deterioro de productos cárnicos tratados a temperaturas moderadas,
empacados al vacío y almacenados en refrigeración. El daño se manifiesta por la
formación de olores desagradables y de líquido turbio en el empaque. Otras bacterias
lácticas presentes pueden ser Lactobacillus sake, Lactobacillus curvatus,
Carnobacterium spp. y Bacillus thermospacta, todos homofermentativos, así como
Lactobacillus viridescens, heterofermentativo. En almacenamientos prolongados estas
bacterias causan deterioro del alimento (Hanna, 1983).
Las bacterias lácticas contribuyen al sabor ácido (Patterson, 1997), la producción de
gas (Hanna, 1983), olores agrios y a queso (Savell, 1981), y a una disminución del pH
superficial (Hanna, 1983). Para este análisis, interesan en especial los productos
cárnicos cocidos y madurados, empacados al vacío, como jamón y salchicha. Son
productos procesados de los que se esperan atributos sensoriales específicos y mayor
estabilidad, respecto a carnes crudas (Forsythe, 2002).
El rebanar estos productos previo al reempaque al vacío favorece la elevación en su
contenido bacteriano inicial, entre 0.5 y hasta 2 log de ufc/g. Cuando su concentración

llega a 108 ufc/g se hacen evidentes cambios sensoriales objetables, consistentes en
olor y sabor agrios, aparición de líquido lechoso y formación de limo o capa viscosa en
la superficie (Korkeala, 1987). Si participan bacterias lácticas heterofermentativas como
Leuconostoc el empaque se hincha. La estabilidad de los productos cárnicos es muy
dependiente de la temperatura de almacenamiento, actividad acuosa (Aw) y pH
(Fernández, 2008).
Tabla 2. Condiciones de almacenamiento de productos cárnicos perecederos: pH,
Aw y temperatura.

Productos

TEMPERATURA
Muy perecederos < 5.2 < 0.95 < 5°C
Perecederos 5.2 a 5.0 0.95 a 0.91
< 10°C

No perecederos < 5.0 < 0.95 No requieren refrigeración
Fuente: (Fernández, 2008).
En las carnes crudas y cocidas como el jamón puede presentarse agriado,
ordinariamente con proteólisis, putrefacción con desprendimiento de olores
desagradables (mercaptanos, ácido sulfhídrico, aminas) según el grado de evolución,
formación de limo, gasificación y colores anormales. La putrefacción se presenta más
frecuentemente cuando se aplican procesos de curación lentos (inmersión de la
salmuera), e incluso si se fabrica con la pierna completa incluyendo partes óseas. El
proceso se acelera conforme la temperatura de refrigeración se aparta de los 0-3°C
(Fernández, 2008).
Las BAL son los microorganismos con mayor presencia en las salchichas empacadas
al vacío. Pueden ser causa de agriado, formación de capa viscosa que llega a ser
filante, y gasificación. Los microorganismos que tienen importancia en estos productos
son Lactobacillus y Leuconostoc mesenteroides, cuya temperatura mínima de
desarrollo es de 1 y 4°C respectivamente. Las cepas de Lactobacillus muestran
capacidad de desarrollo a temperaturas inferiores a 0°C en caldo MRS. La gasificación
se asocia con Lactobacillus sake y Leuconosctoc gelidum, dichos cambios aparecen
mucho después de alcanzada la fase estacionaria (Kempton, 1970). El agriado se inicia

cuando el recuento de los lactobacilos rebasa los 107 ufc/g (Korkeala, 1989). Las
bacterias causantes de este problema no sobreviven a temperatura de 68°C por lo que
es muy importante su control en el proceso, para asegurar que se alcance dicha
temperatura en el interior de las piezas (Korkeala, 1988). Aunque las salchichas
empacadas al vacío suelen tener una vida de anaquel de 2 a 4 semanas en
refrigeración, ocasionalmente se observa formación de limo filante antes de esa fecha,
el daño es observable cuando las bacterias se encuentran aún en fase exponencial y
antes del descenso del pH (Kempton, 1970). La formación de limo se presenta fuera de
la película de la salchicha; al principio se observan colonias discretas que aumentan de
diámetro hasta hacerse coalescentes, con cubrimiento del producto. El factor más
significativo en la descomposición de las salchichas cocidas es la temperatura de
almacenamiento, aunque las temperaturas más bajas no garantizan el control total de
la actividad bacteriana (Fernández, 2008). Por lo anterior, es necesario un programa
efectivo de sanidad quemantenga bajo control las fuentes de contaminación en la
planta para reducir o eliminar la incidencia de organismos deterioradores en las
salchichas empacadas al vacío. Correctamente procesado el producto tiene una vida
de anaquel de 90 días; pero se reduce notablemente a 3-4 semanas (e incluso menos)
bajo condiciones adversas, acompañándose de formación líquido lechoso (Korkeala,
1990).
La formación de coloraciones verdosas en las salchichas curadas y cocidas (y otras
carnes rojas empacadas al vacío) está vinculada al desarrollo interno o externo de
Lactobacillus, Enterococcus y Leuconostoc. El color resulta de la producción de H2O2, y
es favorecido por un pH ácido y por la presencia de pequeñas cantidades de oxígeno
(Korkeala, 1990). Las bacterias implicadas contaminan al producto después de la
cocción y, en condiciones adecuadas, se multiplican aceleradamente en la superficie
provocando el cambio del color. Cuando los productos empacados al vacío se exponen
al aire se genera H2O2 que oxida al pigmento nitrosohemocromo y da lugar a una
porfirina de color verde. Lactobacillus viridescens tiene una gran capacidad psicrótrofa
y es la bacteria más frecuentemente asociada. Una sanidad escrupulosa y el uso de
temperaturas inferiores a 4°C minimizan el problema. El control de estas bacterias se
dificulta debido a su carácter psicrótrofo, microaerófilo y tolerante a nitritos, sal y

ahumado. También hay que insistir en un adecuado tratamiento térmico y el
seguimiento de operaciones sanitarias que eviten la contaminación pos-cocción
(Fernández, 2008).
Durante el almacenamiento de las salchichas al vacío, no se observan diferencias
significativas en las poblaciones de lactobacilos, bacterias psicrótrofas y anaerobias. En
ambos casos la flora inicial consiste en Pseudomonas y Micrococcus; después de 49
días a 3-7°C Lactobacillus predomina en un 85-96% dentro de la flora psicrótrofa
(Fernández, 2008).
En resumen, las BAL pueden estar en niveles tan bajos como < 10 ufc/g (que es no
detectable) en los productos recién elaborados y las cuentas pueden llegar hasta 108
ufc/g durante el almacenamiento, niveles en los que ya se percibe deterioro. Sin
embargo es muy importante estudiar la evolución de la población de BAL en cada
matriz específica, para determinar y mejorar su vida de anaquel (Chenoll, 2007). De ahí
que se hayan desarrollado diversos métodos para el recuento de este grupo, métodos
que desde luego, es necesario validar para las matrices específicas.
CONSERVACIÓN DE PRODUCTOS CÁRNICOS.
Para mantener el estado natural de los alimentos se recurre actualmente a distintas
técnicas de envasado. De esta forma se logra conservar y proteger el alimento durante
periodos más largos. Las técnicas más utilizadas para productos cárnicos son:
 Vacío: Donde simplemente se elimina el aire.
 Atmósferas Controladas: La composición del gas que rodea al alimento se
mantiene constante a lo largo del tiempo mediante un control continuo.
 Atmósferas Modificadas: La composición de gases se ajusta al principio del
almacenamiento, generalmente en el momento de envasar el alimento y no se
vuelve a modificar (Rodríguez, 2007).

Envasado al Vacío.
El envasado al vacío es el método de empaque más aplicado en México para
productos cárnicos madurados y consiste en la eliminación total del aire dentro del
envase (Rodríguez, 2007).
En alimentos empacados al vacío, las BAL (anaerobias o microaerófilas) predominan
en la carne. De esta manera, no se presenta el daño extensivo característico que es
común observar con bacterias oxígeno-dependientes. En la carne empacada al vacío el
oxígeno residual es consumido por la actividad respiratoria de los tejidos acumulándose
CO2 (Fernández, 2008).
Los productos cárnicos procesados que se comercializan empacados al vacío o en
atmósferas modificadas deben mantener sus cualidades sensoriales a lo largo de una
vida de anaquel de 6 a 8 semanas, en refrigeración. Sin embargo se sabe que las
condiciones favorecen en especial el crecimiento de BAL psicrótrofas, las cuales a su
vez, generan cambios sensoriales, empezando por el olor, cambios de sabor y color,
producción de gas y limo superficial (Chenoll, 2007).
Métodos de Control
El desarrollo de BAL en productos cárnicos se puede controlar con la incorporación de
nisina; estudios demuestran que en mortadela empacada al vacío, se inhibió por 4 a 5
semanas el desarrollo, y con ello el deterioro por lactobacilos (Davies, 1999). En las
salchichas fermentadas no sólo se mejoran el sabor y el color, sino que se reducen el
tiempo de curado y el contenido de nitritos, así como el desarrollo de microorganismos
patógenos (Huang, 1995).
Cadena de frio en la industria de alimentos.
La vida útil de los productos refrigerados está determinada por los efectos acumulativos
de la temperatura durante el manejo de las materias primas, en los procesos
productivos y en todas las etapas de almacenamiento y transporte requeridas para su
comercialización. Los abusos de temperatura se reflejan en serios problemas de
estabilidad microbiológica. Para la mayoría de los alimentos, se recomienda que la

cadena de frio se mantenga dentro de un rango de temperatura entre -1 y 2°C y que no
sea superior a 5°C (Simpson et al., 1989).
Desafortunadamente, los sistemas de producción y los canales de distribución no
siempre cuentan con el equipamiento necesario para cumplir con esta recomendación.
Por ejemplo, en muchos supermercados los estantes refrigerados se encuentran
programados para operar entre 7 y 10 °C, y es todavía más grave cuando estos
equipos se apagan durante la noche. La extensa variedad de productos cárnicos
refrigerados mínimamente procesados que se encuentran hoy en el mercado, hace
urgente la necesidad de reducir los máximos de temperatura de la cadena de frio para
mejorar la seguridad alimentaria (Shimoni et al., 2001; Ray, 2004).
Control de proceso.
El control efectivo del proceso requiere la formulación y aplicación de sistemas
apropiados. La industria es la principal responsable de aplicar y supervisar los sistemas
de control del proceso para garantizar la inocuidad y salubridad de la carne. Dichos
sistemas deberán incorporar las buenas prácticas de higiene y los planes de HACCP
que sean adecuados a las circunstancias (Codex Alimentarius, 2005).
Un sistema documentado de control del proceso deberá describir las actividades
relacionadas con la higiene de la carne aplicadas (incluidos los procedimiento de
muestreo), los objetivos de rendimiento o los criterios de rendimiento (si se establecen),
las actividades de verificación y las medidas correctivas y preventivas (Codex
Alimentarius, 2005).
El operador del establecimiento podrá contratar a organismos competentes o personas
competentes debidamente reconocidas por la autoridad competente para llevar a cabo
las actividades de control del proceso, incluida la inspección post-mortem. Dichas
actividades deberán formar parte de los sistemas de HACCP o de garantía de la
calidad, según las circunstancias (Codex Alimentarius, 2005).

Los sistemas de control del proceso relacionados con la inocuidad de los alimentos
deberán incorporar un enfoque basado en el análisis de riesgos. La aplicación de los
principios de HACCP en la formulación y aplicación de los sistemas de control del
proceso deberá realizarse de conformidad con el Sistema de Análisis de Riesgos y de
los Puntos Críticos de Control (APPCC) y las Directrices para su Aplicación (Codex
Alimentarius, 2005).

OBJETIVOS.
 Validar el uso de las placas 3M™Petrifilm™ AC para la determinación de
Bacterias Ácido Lácticas (BAL) en productos cárnicos procesados producidos en
México: jamón de pavo y cerdo FUD, jamón de cerdo FUDy salchicha de pavo
San Rafael.
 Relacionar los recuentos de BAL por las metodologías utilizadas, con la vida de
anaquel de los productos bajo estudio.

MATERIAL Y EQUIPO.

 Placas 3MTM Petrifilm™AC.
 Cajas Petri desechables estériles, de 10x100 mm.
 Medios de cultivo para el recuento de bacterias ácido lácticas (agar
bacteriológico marca Bioxon, caldo MRS marca 3MTM y caldo MRS con indicador
de pH (rojo de clorofenol) marca Lab Media).
 Agua peptonada bufferada.
 Tubos para diluciones 16 x 150 mm con tapón de rosca.
 Frascos de vidrio de 250 mL con tapón de rosca.
 Pipeta electrónica de 5mL, pipetas automáticas y puntas para pipetas.
 Incubadora de 37°C con termostato que evite variaciones mayores de ± 1,0ºC,
provista con termómetro calibrado.
 Vórtex de velocidad variable.
 Contador de colonias Quebec.
 Microscopio óptico Primo Star Carl Zeiss.
 Autoclave semiautomática Felisa.
 Baño de agua con circulación mecánica, provisto con termómetro calibrado con
divisiones de hasta 1°C y que mantenga la temperatura a 45 ± 1°C.
Balanza digital Omega calibrada de 0.01 a 150 ± 0.01g.
 Jarra de anaerobiosis marca Gas-Pack y sobres para jarra de anaerobiosis sin
catalizador (Gas-Pack).
 Potenciómetro calibrado marca Hanna.

METODOLOGÍA.
Diagrama general:

Muestras.
Las muestras fueron suministradas por el fabricante: Sigma Alimentos y se utilizaron
los siguientes productos: Jamón de cerdo y pavo marca FUD, Jamón de pavo marca
FUD, Salchicha de pavo marca San Rafael. Las muestras en presentación comercial de
250 g, empacadas al vacío, se mantuvieron en refrigeración hasta el momento del
análisis.

Validación de Métodos.
La validación consistió en determinar si existe o no diferencia estadísticamente
significativa entre las metodologías propuestas por 3M™Petrifilm™ y la propuesta en
el manual de la APHA. A continuación se describen las metodologías comparadas, así
como la nomeclatura abreviada que se utilizara para fines prácticos durante este
estudio:
 Metodología APHA: Método tradicional por vertido en placa con agar MRS (MT)
ajustado a pH 5.5 con acido acético glacial.
 Metodología 1: Método 3M™Petrifilm™ anaerobio (PFANA); utiliza caldo MRS
de doble concentración. Las muestras son sembradas en placas 3M™Petrifilm™
AC.
 Metodología 2: Método 3M™Petrifilm™ aerobio (PFAESi); utiliza caldo MRS de
doble concentración. Las muestras son sembradas en placas 3M™Petrifilm™
AC en condiciones de aerobiosis.
 Metodología 3: Método 3M™Petrifilm™ aerobio (PFAE); utiliza caldo MRS de
doble concentración con indicador de pH (rojo de clorofenol LabMedia), en
placas 3M™Petrifilm™ AC.
 Metodología 4: Método 3M™Petrifilm™ aerobio (PFAE); utiliza caldo MRS
cuatro veces la concentración señalada por el fabricante con un indicador de pH
(rojo de clorofenol LabMedia), en placas 3M™Petrifilm™ AC.

Preparación de medios.

1. Agar MRS. Pesar 52.3g de caldo MRS y disolver en 1 L de agua destilada,
adicionar agar bacteriológico (1.5%), calentar hasta disolución y esterilizar en
autoclave a 121°C por 15 min; este medio tiene pH de 6.0. Para ajustar el pH a
5.5 es necesario adicionar 500 L de ácido acético glacial estéril por cada litro
de medio. El ajuste se hace en el medio estéril, fundido y mantenido a 45°C,
justo antes de verter las placas.
2. Preparación del caldo MRS de doble concentración (2X), pesar 104.6 g del
polvo y diluir en 1 L de agua destilada, agitar hasta disolución y esterilizar en
autoclave a 121°C por 15 min.
3. Caldo MRS de doble concentración con indicador, se utiliza el medio listo para
usar de LabMedia que contiene MRS 2X y 42 mg de rojo de clorofenol por cada
100 mL de caldo.
4. Preparación del caldo MRS de cuatro veces la concentración indicada por el
fabricante (4X), pesar 209.2 g del polvo y diluir en 1 L de agua destilada, agitar
hasta disolución y esterilizar en autoclave a 121°C por 15 min.
Preparación de las muestras.
Todas las muestras fueron analizadas por duplicado, utilizando diluyentes, pipetas y
utensilios estériles.
1. Pesar 10 g de muestra y suspender en 90 mL de buffer de fosfatos estéril, con
el fin de obtener una dilución 1:10. Esta es la dilución de la muestra, a partir de
de la cual se siembra por los tres métodos.
Preparación del Inóculo:

Para inocular intencionalmente las matrices, se utilizaron inóculos estandarizados:
Una cepa de Leuconostoc mesenteroides (NRRL 512F) proporcionada por el Cepario de
la Facultad de Química de la UNAM y dos cepas aisladas de las muestras comerciales
estudiadas inicialmente. El aislamiento se llevó a cabo mediante placas vertidas, se
sembraron en medio selectivo para lactobacilos (agar MRS), se purificaron y se

identificaron mediante el sistema API-50 CHL. Los resultados obtenidos se
interpretaron mediante la base de datos para el sistema API. Las cepas se identificaron
como:
Lactococcus lactis spp lactis y Lactobacillus brevis.
Con el propósito de inocular las matrices con un nivel medio de ~ 100 ufc de BAL, se
estandarizaron los cultivos utilizados, de la siguiente manera:
1. A partir del cultivo conservado en refrigeración, inocular 100 L de la cepa pura
en 5 mL de caldo MRS; incubar por 24 h a 37°C y en jarra de anaerobiosis
marca Gas Pack con sobre generador correspondiente.
2. Realizar diluciones desde 10-1 hasta 10-9.
3. Sembrar por duplicado las diluciones 10-3, 10-5, 10-7 y 10-9, por los tres métodos.
4. Realizar el conteo de colonias y estimar ufc/mL de cultivo.
5. Calcular la cantidad necesaria de la dilución correspondiente del cultivo para
inocular intencionalmente las muestras con ≈ 100 ufc/mL.

Desarrollo del estudio.
El proyecto consistió en tres etapas:
1. Primera etapa: Análisis de BAL (principales agentes de descomposición de los
productos cárnicos procesados) para determinar la mejor metodología de
evaluación, donde se probaron distintos métodos de prueba para la recuperación
de BAL, buscando en cuál de ellos se obtienen mejores recuentos.
2. Caracterización de muestras y vida útil del producto. Se determinó la carga
inicial de BAL en las muestras recién adquiridas (tiempo 0) y a lo largo de la
vida de anaquel establecida por el fabricante. La carga inicial de BAL fue muy
baja y aumentó poco durante la vida de anaquel, seguramente porque se tuvo
mucho cuidado con la cadena de frío. Por ello fue necesario utilizar muestras
inoculadas intencionalmente para llevar a cabo la validación del método para el
recuento de BAL en estos productos.

3. Tercera etapa. Inoculación intencional de muestras. Para esta etapa se
emplearon 2 cepas nativas, aisladas del producto: Lactococcus lactis spp lactis
y Lactobacillus brevis, así como una cepa suministrada por el Cepario de la
Facultad de Química: Leuconostoc mesenteroides (NRRL 512). Las cepas
aisladas se obtuvieron respectivamente de jamón de pavo y cerdo FUD y de
salchicha de pavo San Rafael.

1. Primera Etapa:
Elección de la mejor metodología:
A lo largo de esta etapa se plantearon 4 diferentes metodologías que se
compararon con la metodología que propone el manual de la APHA para el
recuento de BAL, el objetivo, seleccionar una metodología más fácil, sencilla, de
menor tiempo de incubación, de fácil interpretación y de menores requerimientos de
reactivos (como lo son los sobres generadores de anaerobiosis) sin sacrificar por
ello la confiabilidad de la prueba. Las metodologías propuestas en este estudio se
describen en la tabla 3:
Tabla 3: Características del medio y condiciones de incubación.
Metodología
APHA
MT
Metodología
1
PFANA
Metodología
2
PFAESi
Metodología
3
PFAE
Metodología
4
PFAE4X
Tipo de
medio.

Caldo MRS

Caldo MRS
2X

Caldo MRS
2XCaldo MRS
2X +
indicador de
pH.
Caldo MRS
4X +
indicador de
pH.
Cond
de
incub
Anaerobiosis
por 72+2 h a
37+2°C.
Anaerobiosis
por 48+2 h a
37+2°C.
Aerobiosis
por 48+2 h a
37+2°C.
Aerobiosis de
24 a 48+2 h a
37+2°C.
Aerobiosis
de 24 a
48+2 h a
37+2°C.

2. Segunda Etapa:
Vida útil del producto:
Para identificar los cambios en la población de BAL en el producto a lo largo de la
vida de anaquel, comparando los métodos, se almacenaron en refrigeración a 4 °C:
9 muestras de jamón de pavo, 9 muestras de jamón de cerdo y 9 muestras de
salchichas de pavo, todas las muestras pertenecían al mismo lote.

Tabla 4: Intervalos de tiempo a los cuales se analizaron los productos, a lo largo de
su vida útil.

INTERVALOS
DE
MUESTREO

DÍAS
1 4
2 9
3 16
4 23
5 27
6 33
7 38
8 40
9 44

La vida útil de todos los productos es de 40 días, por lo que se incluyó un analisis
adicional a los 44 días para conocer la carga de BAL una vez que ha terminado la vida
útil del producto.

Los tres métodos de análisis se llevaron a cabo simultáneamente. Las diluciones
de análisis fueron establecidas en función de los resultados del intervalo anterior.
En todos los casos se incluyeron:
 Control positivo inoculando un cultivo de BAL en agua peptonada bufferada, que
se sembró por duplicado en todos los medios de cultivo propuestos, para
descartar efecto de la matriz sobre el inóculo.
 Control negativo en el cual se inoculó medio de cultivo sin muestra de alimento,
como control de esterilidad.

3. Tercera etapa.
Validación de 3MTM PetrifilmTM:
Los resultados de la primera etapa fueron insuficientes para una comparación
estadística, por lo cual en esta etapa se utilizaron muestras inoculadas
intencionalmente con las BAL ya mencionadas.

Procedimiento:
Se utilizaron 30 muestras de jamón de cerdo y pavo FUD; de cada una se prepararon
dos diluciones (10-1) con 10 g de muestra en 90 mL de buffer de fosfatos.
Una de las diluciones se inoculó intencionalmente con la cepa estandarizada de
Leuconostoc mesenteroides NRRL 512F y la otra dilución se inoculó con la mezcla
estandarizada de cepas nativas de los productos, aisladas e identificadas para este
trabajo: Lactococcus lactis spp. lactis y Lactobacillus brevis.
Análisis estadístico
Los resultados se sometieron a una prueba “t” de student para muestras pareadas por
medio del programa estadístico Minitab versión 16.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Caracterización de las muestras, pH de los productos:
Tabla 5. pH de los productos analizados.
PRODUCTO pH
Jamón de cerdo y pavo marca FUD 6.1
Jamón pavo marca FUD 6.0
Salchicha de pavo marca San Rafael 6.2

Elección de metodología:
Metodología 1:
Tabla 6: Comparación de recuentos en muestra de jamón de cerdo y pavo marca FUD
en Metodología 1.

Dilución
Muestreo 1 Muestreo 2
Método
APHA
Método 3MTM
PFANA
Método
APHA
Método 3MTM
PFANA
10-1 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables Incontables Incontables Incontables
10-3 Incontables 34 x103 Incontables 41x104
Incontables 30 x103 Incontables 35x104
10-5 30x106 42x106 38x106 28x106
28x106 38x106 42x106 34x106

Los resultados de la tabla 6 muestran que en las primeras diluciones el número de
colonias es muy alto, por lo que la placa se ve de color rojo uniforme y no permite
contar a las colonias presentes. En la última dilución analizada se observan colonias
definidas y contables. Este análisis se realizó bajo condiciones anaeróbicas generadas
mediante una jarra de anaerobiosis por 96h para Método del APHA y 48 h para PFANA
a 37°C. Las colonias se observan de un color rojo a café-rojizo, y no están asociadas a
burbujas de gas (BAL Homofermentativas).

Metodología 2:
Tabla 7: Comparación de recuentos en muestra de jamón de cerdo y pavo marca FUD
en Metodología 2.

Dilución
Muestreo 1 Muestreo 2
Método
APHA
Método 3MTM
PFAESi
Método
APHA
Método 3MTM
PFAESi
10-1 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables Incontables Incontables Incontables
10-3 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables incontables Incontables Incontables
10-5 17x106 80x104 86x105 18x105
64x105 50x104 66x105 16x105

La tabla 7 muestra los resultados para la metodología 2, los recuentos obtenidos son
para ambas metodologías difieren, aquí se realizó un cambio en las condiciones de
incubación. Las placas 3MTM PetrifilmTM, además de tener adherido medio de cultivo
liofilizado, cuentan con un adhesivo que al momento de hidratarse forma una especie
de sello, generando así condiciones anaeróbicas sin la necesidad de utilizar jarras y
sistemas que permitan generar condiciones de anaerobiosis y además, el número de
muestras que se pueden incubar debido al espacio de la jarra es menor. Con esta
metodología se compararon las condiciones de incubación (96 h en condiciones de
anaerobiosis en método del APHA vs 48 horas en condiciones aeróbicas en método
3MTM PFAESi, ambas a 37+2h) para determinar la igualdad de resultados. Con los
resultados obtenidos se observa que el recuento de BAL por el método del APHA es
mayor que el método 3MTM PFAESi.

Metodología 3:
Tabla 8: Comparación de recuentos en muestra de jamón de cerdo y pavo marca FUD
en Metodología 3.

Dilución
Muestreo 1 Muestreo 2
Método
APHA
Método 3MTM
PFAE
Método
APHA
Método 3MTM
PFAE
10-1 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables Incontables Incontables Incontables
10-3 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables Incontables Incontables Incontables
10-5 20x106 17x106 14x106 13x106
16x106 14x106 16x106 14x106

En la tabla 8, se observan recuentos muy parecidos entre ambas metodologías.
Las placas 3MTM PetrifilmTM tienen un indicador (TTC) que permite visualizar a las
colonias puntiformes color rojo, en esta metodología se adicionó además otro indicador
de pH (rojo de clorofenol) el cual provoca otro cambio de coloración debido a que las
BAL son productoras de ácido, el rango de pH del indicador que adicionamos es de 5.2
a 6.8, una vez adicionado el indicador, el medio se tiñe a color rojo-marrón, el cual
reacciona con las BAL virando a color amarillo, de tal modo que observamos zonas
amarillas alrededor de las colonias.
En las muestras de jamón analizadas se observaron colonias que forman un halo
amarillo debido a la producción de ácido debido al desarrollo de BAL. Esta metodología
presenta muchas ventajas sobre las anteriores, e incluso sobre el método del APHA, la
interpretación de resultados es mucho más sencilla debido a que observamos estas
zonas amarillas que resaltan del resto del medio, el tiempo de incubación se reduce
considerablemente (48 h menos), no se necesita condiciones de anaerobiosis, el

espacio que ocupa en la incubadora es menor, se reducen los tiempos por la
preparación de medios y esterilización, se reducen los costos de energía al realizar
menos procesos de esterilización, tanto para la preparación de medios como para los
desechos, se evita utilizar baños de temperatura para mantener los medios en
condiciones óptimas.
Metodología 4:
Tabla 9: Comparación de recuentos en muestra de jamón de cerdo y pavo marca FUD
en Metodología 4.

Dilución
Muestreo 1 Muestreo 2
Método
APHA
Método 3MTM
PFAE4X
Método
APHA
Método 3MTM
PFAE4X
10-1 Incontables Incontables Incontables Incontables
Incontables Incontables Incontables Incontables
10-3 Incontables Incontables Incontables 28 x104
Incontables incontables Incontables 26 x104
10-5 Incontables 11x106 Incontables 14x106
Incontables 13x106 Incontables 10x106

En la tabla 9, se observan recuentos mayores para el Métododel APHA.
Para este análisis se cambió la concentración del medio MRS haciéndolo 4 veces más
concentrado de la cantidad indicada por el fabricante, esto con el fin de obtener mayor
recuento ya que la cantidad de nutrientes se duplica, esto resultó contraproducente,
ahora el medio muy concentrado no permite distinguir el crecimiento de las colonias, el
color del medio junto con el indicador de pH es rojizo- café muy intenso, lo que impide
observar el desarrollo de las BAL.
A lo largo de cada análisis se realizaron tinciones de Gram para verificar la presencia
de BAL, se observan bacilos Gram positivos.

Las metodologías que presentaron mejores recuentos fueron la metodología 1 y
metodología 3 (para fines prácticos se decidió llamar a la metodología 1 como PFANA
y a la metodología 3 como PFAE) por lo que en las siguientes etapas se compararan
estas metodologías con la propuesta por el manual de la APHA para la determinación
de BAL (para fines prácticos, esta metodología se decidió llamar MT), a continuación se
describen los métodos de prueba establecidos para los posteriores análisis:
 Metodología APHA: Método tradicional por vertido en placa con agar MRS (MT);
Para el recuento por MT, fue necesario ajustar el pH; el Compendio de
Métodos de Prueba de la APHA (Pouch, 2001) recomienda un pH de 5.5 por lo
que el medio fue acidificado empleando ácido acético glacial estéril. En
pruebas preliminares se observó que el medio acidificado permite mejor
recuperación de BAL, que sin acidificar; por eso se incluyó esta modificación al
MT. A continuación se describe el método de prueba:

1. Inocular 1 mL de la dilución 1:10 de la muestra en una caja Petri.
2. Verter de 15 a 20 mL de agar MRS fundido y mantenido a 45 °C.
3. Homogenizar perfectamente y dejar solidificar por 10 min a temperatura
ambiente.
4. Incubar las cajas Petri invertidas, por 96 + 2h a una temperatura de 37+
1°C en condiciones de anaerobiosis (sobres generadores de
aanerobiosis Gas- Pack).

 Metodología 1: Método 3M™Petrifilm™ anaerobio (PFANA); utiliza caldo MRS
de doble concentración. Las muestras son sembradas en placas 3M™Petrifilm™
AC.
1. Colocar la placa 3M™Petrifilm™ en una superficie plana y nivelada y
levantar la película superior.
2. Sembrar la placa con una mezcla de 0.5 mL de MRS 2X + 0.5 mL de la
dilución de la muestra y deslizar la película superior sobre la muestra.
3. Aplicar el difusor correspondiente y permitir gelificar de 1 a 5 min a
temperatura ambiente.

4. Incubar las placas por 48+2h a 37+1C°, en condiciones de anaerobiosis
(sobres generadores de aanerobiosis Gas- Pack).

 Metodología 3: Método 3M™Petrifilm™ aerobio (PFAE); utiliza caldo MRS de
doble concentración con indicador de pH (rojo de clorofenol LabMedia), en
placas 3M™Petrifilm™ AC.

1. Colocar la placa 3M™Petrifilm™ en una superficie plana y nivelada y
levantar la película superior.
2. Sembrar la placa con una mezcla de 0.5 mL de MRS 2X + indicador de
pH y 0.5 mL de la dilución de la muestra y deslizar la película superior
sobre la muestra.
3. Aplicar el difusor correspondiente y permitir gelificar de 1 a 5 min a
temperatura ambiente.
4. Incubar las placas por 48 h+2h a 37°C +1°, en condiciones aerobias*.

*De acuerdo a la cantidad de ácido producido por los microorganismos presentes, el
tiempo de incubación puede variar de 24 a 48 h; es importante observar las placas a
las 24 horas para evitar que lleguen a un vire en toda la superficie que impida el
conteo.
Vida útil de los productos:
En esta etapa se realizó el recuento de BAL durante la vida útil del producto; se
esperaba también generar datos suficientes para analizarlos estadísticamente y
comparar los métodos. Sin embargo no se lograron recuentos útiles en la mayoría de
los intervalos de tiempo.

Tabla 10. Recuento de BAL en jamón de pavo marca FUD durante su vida útil.
Intervalo
de tiempo
(días).
MT
(ufc/g)
PFANA
(ufc/g)
PFAE
(ufc/g)
96 h 48h 48 h
4 <10 <10 <10
9 <10 <10 <10
16 <10 <10 <10
23 <10 <10 <10
27 <10 40 20
33 2500 MNPC 3100
38 MNPC MNPC MNPC
40 MNPC MNPC MNPC
44 MNPC MNPC MNPC
MNPC= Muy numeroso para contar.
En la tabla 10 se observa el comportamiento de BAL en este producto, los recuentos
entre los días 27 y 33 empiezan a aumentar, por ello, para el muestreo del día 40 se
decidió sembrar diluciones más altas (10-3 y 10-4), sin embargo observamos que las
cuentas alcanzadas en los productos se encuentran en niveles aún más altos. Lo
mismo ocurrió con el análisis del día 44: se realizaron más diluciones (hasta 10-6),
pero las cuentas se encontraban fuera del rango de representatividad del método.
Tabla 11. Recuento de BAL en jamón de cerdo y pavo marca FUD durante su vida útil.
Intervalo
de tiempo
(días)
MT
(ufc/g)
PFANA
(ufc/g)
PFAE
(ufc/g)
96 h 48h 48 h
4 <10 <10 <10
9 <10 <10 <10
16 <10 <10 70
23 <10 320 1500
27 <10 <10 <10
33 4250 5800 4500
38 14000 13000 5500
40 MNPC MNPC MNPC
44 MNPC MNPC MNPC
MNPC= Muy Numeroso Para Contar.
En la tabla 11 se observan recuentos mayores para los métodos PFANA Y PFAE, en
comparación con el MT a partir del día 33, de hecho se tiene un comportamiento muy
similar al del producto anterior, ya que empiezan a aumentar; como consecuencia de

esto, se decidió sembrar diluciones más altas (10-3 y 10-4 para los días 33 y 38, 10-4 y
10-5 para el día 40 y 10-5 y 10-6 para el día 44), sin embargo observamos que las
cuentas alcanzadas los días 40 y 44 en los productos se encuentran en niveles mucho
más altos.
Tabla 12. Recuento de BAL en salchichas de pavo San Rafael durante su vida útil.
Intervalo
de tiempo
(días)
MT
(ufc/g)
PFANA
(ufc/g)
PFAE
(ufc/g)
96 h 48h 48 h
4 <10 <10 <10
9 <10 <10 <10
16 <10 <10 <10
23 <10 80 <10
27 <10 20 <10
33 <10 30 <10
38 <10 <10 <10
40 <10 <10 20
44 120 100 80

En la tabla 12 vemos que no hay reproducibilidad ni datos útiles hasta el día 40. Sólo
en el día 44 se obtienen cuentas dentro del rango de sensibilidad de los métodos; esos
recuentos altos son de esperarse ya que se ha llegado a la fecha de caducidad. Se ha
descrito que las BAL pueden proliferar a niveles entre 106 y 108 (Fernández, 2008 y
Chenoll, 2007); este es uno de los factores que define la vida útil por los cambios
sensoriales que presenta el producto cuando la población de BAL alcanza dicho nivel
(producción de ácidos, aromas, enverdecimiento, viscosidad, entre otros), sin embargo
observamos que las cuentas alcanzadas en los productos se encuentran en niveles
mucho más bajos, lo cual posiblemente se relaciona con:
 La carga inicial de BAL era muy baja, lo cual indica un buen control de calidad.
 La cadena de frío es muy importante para evitar el crecimiento de BAL: a lo largo
de este estudio siempre se mantuvieron condiciones controladas de refrigeración
a 4 °C. Sin embargo en la distribución comercial cotidiana hay riesgos en este
control, por lo que los recuentos pueden variar de acuerdo con las condiciones
reales de almacenamiento.

Validación de 3MTM PetrifilmTM:

Se analizaron un total de 53 pruebas por duplicado de jamón de cerdo y pavo inoculado
intencionalmente: 30 pruebas con Leuconostoc mesenteroides y 23 pruebas con la
mezcla de Lactococcus lactis spp lactis y Lactobacillus brevis, para realizar un análisis
estadístico y validar las metodologías de 3MTM PetrifilmTM.
De los datos obtenidos en los duplicados, se hicieron promedios y se aplicó el factor de
dilución para determinar ufc/g. Estos datos fueron convertidos a logaritmos. Se hizo el
análisis estadístico prueba t-Student pareada con un nivel de significancia de 5% para
comparar las metodología MT vs PFANA y PFAE; los resultados se muestran a
continuación.37

Inoculación Intencional de muestras
Tabla 13. Log de ufc/g de muestra de los promedios obtenidos de BAL en jamón de
cerdo y pavo marca FUD inoculado intencionalmente con L. mesenteroides.

N°
PRUEBA
MT
(log de ufc/g)
PFANA
(log de ufc/g)
PFAE
(log de ufc/g)
1. 0.301 0.477 0.544
2. 0.477 0.602 0.602
3. 0.544 0.602 0.778
4. 0.903 0.602 0.929
5. 0.845 0.954 0.544
6. 0.602 0.699 0.176
7. 0.301 0.602 0.544
8. 1.041 1.000 0.699
9. 0.602 0.954 0.477
10. 0.477 0.301 0.397
11. 0.301 0.301 0.477
12. 0.778 0.477 0.176
13. 1.362 1.690 1.648
14. 0.602 0.477 0.544
15. 1.176 1.146 1.079
16. 1.114 1.204 1.484
17. 1.653 1.633 1.648
18. 0.954 1.0414 1.097
19. 0.699 0.477 0.398
20. 1.279 1.477 1.469
21. 1.204 1.301 1.484
22. 0.903 0.903 0.929
23. 0.845 0.778 1.096
24. 0.954 0.778 0.000
25. 0.845 0.699 1.672
26. 1.763 2.288 2.200
27. 0.602 0.699 0.653
28. 0.477 0.477 0.699
29. 0.699 1.362 1.371
30. 1.613 1.672 1.789

Comparación de MT y PFANA.
De acuerdo con los resultados obtenidos, la prueba t-Student muestra que no existen
diferencias significativas entre ambas metodologías, el valor obtenido de P=0.969
siendo P>0.05. El gráfico de distribución de datos (fig. 1) nos permite visualizar el rango
de datos de los recuentos obtenidos.

Fig 1. Log de ufc/g de muestra de los promedios de los recuentos de BAL en jamón de
cerdo y pavo FUD inoculado intencionalmente con Leuconostoc mesenteroides.

PFANA.MT.
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
lo
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
Comparación de MT vs PFANA

El método tradicional (MT) presenta un promedio ligeramente más bajo y una mayor
dispersión de datos; al no encontrarse diferencias significativas estadísticamente
PFANA resulta ser un método confiable y sensible. La metodología PFANA presenta
ventajas en comparación con el MT; menor tiempo de incubación (48 horas) en
comparación con 96 h referidas en el Compendio de Métodos de Análisis de la APHA
para esta determinación, facilidad en la lectura gracias a la visibilidad de las colonias
lo que ayuda a minimizar errores por parte del analista.

Comparación de MT vs PFAE.
De acuerdo con los resultados obtenidos, la prueba t-Student muestra que no existen
diferencias significativas entre ambas metodologías, el valor obtenido de P=0.397
siendo P>0.05. El gráfico de distribución de datos (fig. 2) nos permite visualizar el rango
de datos de los recuentos obtenidos.

Fig 2. Log de ufc/g de muestra de los promedios de recuentos de BAL en jamón de
cerdo y pavo FUD inoculado intencionalmente con Leuconostoc mesenteroides.

PFAE.MT.
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
L
o
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
MT vs PFAE.

PFAE presenta un promedio ligeramente mayor en sus resultados (log ufc/g = 0.056 ) y
una mayor dispersión de datos, al no presentar diferencias estadísticamente
significativas PFAE resulta ser un método confiable y sensible. En PFAE el tiempo de
incubación es menor lo que permite responder a problemas de calidad más rápido (24-
48 en comparación con 96 h que refiere el Compendio de Métodos de Análisis de la
APHA para el análisis de BAL); no se requieren condiciones de anaerobiosis lo que
permite un ahorro del costo del análisis al no requerir jarras ni sobres generadores de
anaerobiosis. Además que en esta placa es posible distinguir entre BAL
homofermentativas y BAL heterofermentativas (éstas presentan gas), las colonias son

más fáciles de interpretar al momento de leer resultados, lo que también disminuye
errores por parte del analista.

Comparación de PFANA VS PFAE.
De acuerdo con los resultados obtenidos, la prueba t-Student muestra que no existen
diferencias estadísticamente significativas entre las dos metodologías de 3M™
Petrifilm™, el valor obtenido de P=0.158 siendo P>0.05. El gráfico de distribución de
datos (fig. 3) nos permite visualizar el rango de datos de los recuentos obtenidos.

Fig 3. Log de ufc/g de muestra de los promedios de los recuentos de BAL en jamón de
cerdo y pavo FUD inoculado intencionalmente con Leuconostoc mesenteroides.

PFAE.PFANA.
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
L
o
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
PFANA vs PFAE

Observamos que PFAE muestra recuentos ligeramente más altos, en PFANA existe
una mayor dispersión de datos, sin embargo los promedios obtenidos son similares
siendo ambos métodos comparables y sin diferencias estadísticamente significativas.
Como PFAE es más cómodo porque no requiere anaerobiosis y porque las colonias se
detectan mejor, este resultado es muy interesante. La tabla 14 y la figura 4 muestran un
resumen de los resultados de las metodologías analizadas.

Tabla 14. Resultados estadísticos e interpretación de la validación de métodos en
muestras de jamón de pavo y cerdo FUD, inoculadas intencionalmente con
Leuconostoc mesenteroides.

METODOLOGÍAS
COMPARADAS
VALOR
t-STUDENT

INTERPRETACIÓN
% DE
RECUPERACIÓN

MT vs PFANA

0.969
Sin diferencia estadísticamente
significativa.
0.32% mayor en
PFANA

MT vs PFAE

0.397
Sin diferencia estadísticamente
significativa.

6.08% mayor en
PFAE

PFANA vs PFAE

0.158
Sin diferencia estadísticamente
significativa.
6.35% mayor en
PFAE

Figura 4. Log de ufc/g de muestra de las metodologías estudiadas para muestras de
jamón de cerdo y pavo FUD, inoculadas intencionalmente con Leuconostoc
mesenteroides.

PFAE.PFANA.MT.
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
Lo
g
d
e
u
fc
/
g
m
u
e
st
ra
MT vs PFANA vs PFAE

Pruebas con cepas nativas, aisladas de los productos; Lactococcus lactis spp.
lactis y Lactobacillus brevis.
Tabla 15. Log de ufc/g de muestra de los recuentos de BAL en jamón de cerdo y pavo
FUD inoculado intencionalmente con Lactococcus lactis spp. lactis y
Lactobacillus brevis.

N°
PRUEBA
MT
(log de ufc/g)
PFANA
(log de ufc /g)
PFAE
(log de ufc /g)
1. 2.697 2.763 2.681
2. 2.756 2.732 2.681
3. 2.763 2.748 2.699
4. 2.781 2.732 2.778
5. 2.701 2.732 2.820
6. 2.800 2.748 2.748
7. 2.704 2.763 2.806
8. 2.768 2.716 2.833
9. 2.769 2.681 2.792
10. 2.754 2.763 2.763
11. 2.739 2.833 2.792
12. 2.798 2.732 2.820
13. 2.782 2.778 2.820
14. 2.789 2.833 2.699
15. 2.801 2.699 2.748
16. 2.810 2.869 2.699
17. 2.816 2.732 2.748
18. 2.841 2.792 2.748
19. 2.810 2.792 2.778
20. 2.805 2.869 2.778
21. 2.798 2.748 2.699
22. 2.820 2.643 2.732
23. 2.762 2.763 2.681

Comparación de MT vs PFANA.
De acuerdo con los resultados obtenidos, la prueba t-Student muestra que no existen
diferencias significativas entre ambas metodologías, el valor obtenido de P=0.217
siendo P>0.05. El gráfico de distribución de datos (fig. 5) nos permite visualizar el rango
de datos de los recuentos obtenidos.

Fig 5. Log de ufc/g de muestra de los recuentos obtenidos de BAL en jamón de cerdo y
pavo marca FUD inoculado intencionalmente con Lactococcus lactis spp. lactis y
Lactobacillus brevis.

PFANAMT
3.5
3.0
2.5
L
o
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
MT vs PFANA

Como puede observarse en el gráfico existe una mayor dispersión de datos y un
promedio ligeramente más bajo de recuentos en el método PFANA, el MT tiene menor
dispersión de datos, pero estadísticamente no existen diferencias significativas lo que
implica que ambos métodos pueden usarse confiablemente.

Comparación de MT vs PFAE.
Los resultados obtenidos en la prueba t- Student muestran que no existen diferencias
estadísticas entre ambas metodologías, el valor obtenido de P=0.116 siendo P>0.05. El
gráfico de distribución de datos (fig. 6) nos permite visualizar el rango de datos de los
recuentos obtenidos.Fig 6. Log de ufc/g de muestra de los recuentos de BAL en jamón de cerdo y pavo FUD
inoculado intencionalmente con Lactococcus lactis spp. lactis y Lactobacillus
brevis.
PFAEMT
3.5
3.0
2.5
L
o
g
d
e
u
fc
/
g
m
u
e
s
tr
a
MT vs PFAE

Se observan datos con una mayor dispersión en PFAE y el MT muestra un promedio
ligeramente más alto, sin embargo, estadísticamente no existen diferencias
significativas por lo que ambos métodos pueden utilizarse confiablemente; esto permite
aprovechar las ventajas del método PFAE.

Comparación de PFANA vs PFAE.
Los resultados obtenidos en la prueba t-Student muestran que no existen diferencias
estadísticas entre los dos métodos de 3M™ Petrifilm™, el valor obtenido de P=0.751
siendo P>0.05. El gráfico de distribución de datos (fig. 7) nos permite visualizar el rango
de datos de los recuentos obtenidos.

Fig 7. Log de ufc/g de muestra de los recuentos de BAL en jamón de cerdo y pavo FUD
inoculado intencionalmente con Lactococcus lactis spp. lactis y Lactobacillus
brevis.
PFAEPFANA
3.5
3.0
2.5
L
o
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
PFANA vs PFAE

Como puede observarse en la figura 7, se presenta una distribución homogénea de
datos en el método PFAE, los promedios obtenidos son muy similares ambos métodos
son comparables y, aunque el método PFAE tiene una mayor dispersión en los datos,
los métodos no presentan diferencias estadísticamente significativas. La tabla 16 y la
figura 8 muestran un resumen de los resultados de las metodologías analizadas.

Tabla 16. Resultados estadísticos e interpretación del recuento de BAL en muestras de
jamón de cerdo y pavo FUD inoculadas intencionalmente con Lactococcus lactis
spp. lactis y Lactobacillus brevis
METODOLOGÍAS
COMPARADAS
VALOR
t-STUDENT

INTERPRETACIÓN
% DE
RECUPERACIÓN

MT vs PFANA

0.217
Sin diferencia estadísticamente
significativa.
0.63% mayor en
MT

MT vs PFAE

0.116
Sin diferencia estadísticamente
significativa.
0.82% mayor en
MT

PFANA vs PFAE

0.751
Sin diferencia estadísticamente
significativa.
0.19% mayor en
PFANA

Figura 8. Log de ufc/g muestra de las metodologías estudiadas para muestras de
jamón de cerdo y pavo FUD inoculadas intencionalmente con Lactococcus lactis
spp. lactis y Lactobacillus brevis.
PFAEPFANAMT
2.90
2.85
2.80
2.75
2.70
2.65
L
o
g
d
e
u
fc
/g
m
u
e
st
ra
MT vs PFANA vs PFAE

CONCLUSIONES.
 Se logró establecer y estandarizar la metodología para el recuento de BAL con
placas 3MTMPetrifilm™AC en matrices cárnicas cocidas y empacadas al vacío
elaboradas en México; jamón de pavo, jamón de cerdo y pavo y salchicha de
pavo.
De manera general se observó el comportamiento del recuento de BAL a lo largo
de la vida útil de los productos analizados: conforme pasa el tiempo el número
de BAL aumenta. Para los recuentos que no superaron 106 ufc como se reporta
en la literatura, se puede concluir que debido a la manera de elaboración y a la
cadena de frio que nunca se interrumpió (la temperatura siempre se mantuvo
~4°C), el producto aún se encuentra en niveles aceptables de BAL.

 No hay diferencias estadísticamente significativas entre los métodos estudiados;
pueden usarse tanto el MT como las dos variantes de 3MTMPetrifilmTM: PFANA y
PFAE, confiablemente.

 Fue posible destacar las ventajas de estas metodologías: la disminución de
tiempo en la experimentación, el ahorro de material y medios de cultivo, el
tiempo y espacio de incubación. El método PFAE no requiere anaerobiosis, lo
que implica ahorro y gran comodidad, además de consistencia en los resultados
obtenidos debido a que las placas 3MTMPetrifilmTM AC cuentan con aprobaciones
internacionales y múltiples estudios que sustentan su efectividad. El tiempo
liberado al utilizar esta metodología permite al personal de laboratorio enfocar su
tiempo en labores más productivas para el laboratorio.

 Las matrices probadas en este estudio: Jamón de cerdo y pavo marca FUD,
Jamón de pavo marca FUD y Salchicha de pavo marca San Rafael no inhiben el
crecimiento y desarrollo de las BAL en las placas 3MTM PetrifilmTM AC por
ninguna de las dos metodologías estudiadas, ni tienen interferencia con el
método.

 PFAE es una metodología más rápida comparada con el MT, los resultados son
más fáciles de interpretar y permite distinguir entre BAL homofermentativas de
las BAL heterofermentativas ya que éstas últimas presentan gas.

 El presente estudio ha permitido validar los métodos de 3MTM (PFANA y PFAE)
frente al Método Tradicional de vertido en placa con agar (MT) para la
determinación de BAL en jamón de cerdo y pavo. Se ha demostrado que los
resultados entre ambas metodologías no presentan diferencias estadísticamente
significativas.

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