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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES ZARAGOZA 
 
 
 
 
 
“EVALUACIÓN DE PRODUCTOS DE LA FERMENTACIÓN 
ANAEROBIA COMO BIOFERTILIZANTES EN EL CULTIVO 
DE CANOLA EN CONDICIONES DE INVERNADERO” 
 
 
 
T E S I S 
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE 
B I Ó L O G O 
P R E S E N T A 
 
 FLORÍN RAMÍREZ KARLA 
SAINOZ AGUIRRE URIEL 
 
 
Director de Tesis: 
M.C. Ángel Montero Pineda 
 
Director interno de Tesis: 
Biól. Elvia García Santos 
 
 
 
 
Ciudad de México, octubre de 2018 
 
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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
 
 
FACULTAD DE ESTUDIOS SUPERIORES 
“ZARAGOZA” 
 
 
 
CARRERA DE BIOLOGÍA 
 
 
 
 
“EVALUACIÓN DE PRODUCTOS DE LA FERMENTACIÓN 
ANAEROBIA COMO BIOFERTILIZANTES EN EL CULTIVO 
DE CANOLA EN CONDICIONES DE INVERNADERO” 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Realizada en el Instituto Tecnológico del Altiplano de Tlaxcala (ITAT) 
Área: Invernadero/Laboratorio de Agua y Suelo 
 
 
 
Cualquier sistema que permita a los hombres elegir su propio futuro 
terminará eligiendo la seguridad y la mediocridad, y en tal realidad 
las estrellas están fuera de su alcance... 
Isaac Asimov 
 
Sentir gratitud y no expresarlo es como envolver un regalo y no darlo. 
William Arthur Ward 
 
AGRADECIMIENTOS 
 
A mi Universidad Nacional Autónoma de México y a mi FES 
Zaragoza porque es un honor y orgullo ser parte de ella, porque me ha 
dado tanto, porque su lema y sus colores están grabados de por vida 
en mi corazón. 
 
Agradezco a mi director de tesis por su increíble paciencia y apoyo, 
por confiar en mí. Admiro sus conocimientos, su profesionalismo y su 
calidad humana. 
 
Agradecimiento especial a mi estimada asesora interna Biól. Elvia 
García Santos, por su apoyo incondicional en la elaboración de éste 
trabajo. Agradezco de igual forma, la oportunidad que tuve de haber 
sido su alumno, fue un honor para mí, porque su trayectoria 
profesional es altamente reconocida, así como su calidad humana. 
 
 
 
A mis amigos queridos, Alex, Pepe, Luis Fisher, Moy, Miguel 
(padrino), Felina, Aby, Johan, Victor, Elba, Carlos Larch, Xico y 
familia. 
 
A los amigos de la Uni, que recuerdo con mucha alegría: Rober (bober), 
Chapa, Bere, Carlitros, Pilar, Edith, Mario, Alfredo (bailongo), Lelia, 
Karlita, Champy, Kenia. Todos ustedes lograron de alguna manera, 
en sus diferentes áreas o disciplinas (ja!) hacerme muy feliz! 
 
DEDICATORIA 
 
Dedicatoria y agradecimiento especial a mi Padre Eduardo Sainoz, 
por el enorme e invaluable apoyo que me ha brindado en todos los 
temas, por ser ejemplo de persona y de profesional, por el orgullo 
descomunal que siento de que sea mi papá, porque siempre sin 
importar qué, cuento con él, porque me dio lo que necesité para 
desarrollarme y en el camino me compartió su gusto por la lectura 
que hoy veo como un tesoro y buena herencia, por eso y mucho más, 
te dedico éste trabajo, que bien sabes lo que costó. 
 
A mi madre, que desde algún lugar me mira. 
 
A mis hermanas que quiero tanto, Amanda y Mara, por su apoyo, 
consejos y regaños. 
 
 
 
A mi esposa amada Blanca, por ser gran apoyo, por darme ánimos 
siempre, por estar conmigo, por preparar el café cuando me desvelaba, 
porque disfrutamos la vida juntos, porque lloramos y reímos, porque 
jugamos y peleamos, porque te amo. 
 
A mis abuelos y abuelas, tíos y tías, primos y primas, sobrinos y 
sobrinas. 
 
A mi cuñado y amigo Dr. Luis M. Guevara, por brindarme siempre 
sus consejos y apoyo de manera incondicional. 
 
Mención especial a mi tía Rebeca, porque siempre me apoyó como 
pudo durante la carrera, porque insistió tanto en que terminara mis 
estudios universitarios cuando dudé, porque quería celebrar en 
grande mi titulación; hoy no estás para verlo, hoy y siempre te 
extraño demasiado. 
 
El trabajo de tesis que hoy se presenta, es el resultado de un esfuerzo 
conjunto, en el cual participaron directa o indirectamente familiares, 
amigos, profesores, conocidos, aportando y nutriendo este trabajo de 
diferentes maneras, ya sea leyendo, opinando, con aportaciones 
técnicas, o dándome ánimos. Hoy me siento profundamente 
agradecido con todos ustedes pues la conclusión de éste trabajo sería 
imposible sin alguno de ustedes. 
 
 
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i 
 
ÍNDICE GENERAL 
ÍNDICE DE CUADROS ---------------------------------------------------------------------------- III 
ÍNDICE DE FIGURAS ----------------------------------------------------------------------------- III 
RESUMEN ------------------------------------------------------------------------------------------- IV 
1. INTRODUCCIÓN --------------------------------------------------------------------------------- 1 
2. MARCO TEÓRICO -------------------------------------------------------------------------------- 3 
2.1 Agricultura ------------------------------------------------------------------------------------------------------------3 
2.2 Nutrimentos en el suelo ------------------------------------------------------------------------------------------4 
2.2.1 Macroelementos primarios -----------------------------------------------------------------------------------4 
2.2.2 Macroelementos secundarios --------------------------------------------------------------------------------5 
2.2.3 Micronutrientes --------------------------------------------------------------------------------------------------6 
2.3 Fertilización en suelos agrícolas ------------------------------------------------------------------------------8 
2.3.1 Fertilización inorgánica ----------------------------------------------------------------------------------------8 
2.3.2 Fertilización orgánica ------------------------------------------------------------------------------------------9 
2.4 La canola------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 15 
2.4.1 Variedades de canola ---------------------------------------------------------------------------------------- 17 
2.4.2 Descripción botánica de la canola ------------------------------------------------------------------------ 18 
3. JUSTIFICACIÓN DEL ESTUDIO ------------------------------------------------------------- 22 
4. HIPÓTESIS -------------------------------------------------------------------------------------- 23 
5. OBJETIVOS -------------------------------------------------------------------------------------- 24 
5.1 General --------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 24 
5.1.1 Específicos ----------------------------------------------------------------------------------------------------- 24 
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ii 
 
6. MATERIAL Y MÉTODO ----------------------------------------------------------------------- 25 
6.1 Área de estudio ---------------------------------------------------------------------------------------------------- 25 
6.2 Diseño experimental ---------------------------------------------------------------------------------------------
27 
6.2.1 Descripción del experimento ------------------------------------------------------------------------------- 29 
6.3 Variables a evaluar ----------------------------------------------------------------------------------------------- 41 
6.4 Análisis estadístico de los datos ---------------------------------------------------------------------------- 46 
7. RESULTADOS ---------------------------------------------------------------------------------- 47 
7.1 Discusión de resultados ---------------------------------------------------------------------------------------- 48 
8. CONCLUSIONES -------------------------------------------------------------------------------- 56 
8.1 Recomendaciones ------------------------------------------------------------------------------------------------ 57 
REFERENCIAS ------------------------------------------------------------------------------------- 58 
ANEXO A -------------------------------------------------------------------------------------------- 65 
ANEXO B -------------------------------------------------------------------------------------------- 67 
ANEXO C -------------------------------------------------------------------------------------------- 69 
ANEXO D-------------------------------------------------------------------------------------------- 76 
 
 
 
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iii 
 
ÍNDICE DE CUADROS 
 
CUADRO 1. COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL BOCASHI 13 
CUADRO 2. COMPOSICIÓN QUÍMICA DEL BIOL PROVENIENTE DE ESTIÉRCOL (BE) Y DE 
ESTIÉRCOL + ALFALFA (BEA). 14 
CUADRO 3. CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DE LA CANOLA. 20 
CUADRO 4. NÚMERO DE TRATAMIENTO Y TIPO DE FERTILIZACIÓN 27 
CUADRO 5. APLICACIÓN Y DOSIFICACIÓN DE FERTILIZANTES EN EL ENSAYO 28 
CUADRO 6. POSICIÓN DE LOS TRATAMIENTOS Y SUS REPETICIONES POR MEDIO DE 
SORTEO NUMERADAS DEL 1-40. 29 
CUADRO 7. INSUMOS PARA LA ELABORACIÓN DEL BOCASHI 31 
CUADRO 8. INSUMOS PARA LA ELABORACIÓN DE BIOL 33 
CUADRO 9. METODOLOGÍAS EMPLEADAS PARA EL ANÁLISIS DE SUELO 35 
CUADRO 10. METODOLOGÍAS EMPLEADAS PARA EL ANÁLISIS DEL BOCASHI 36 
CUADRO 11. METODOLOGÍAS EMPLEADAS PARA EL ANÁLISIS DE BIOL 37 
CUADRO 12. DETERMINACIÓN DE VARIABLES 41 
CUADRO 13. RESULTADOS DEL ANÁLISIS ESTADÍSTICO 47 
CUADRO 14. PESO DE 1,000 SEMILLAS Y NÚMERO DE SEMILLAS POR KILOGRAMO 53 
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
FIGURA 1. FOTOGRAFÍA SATELITAL DEL INSTITUTO TECNOLÓGICO DEL ALTIPLANO DE 
TLAXCALA (ITAT) 25 
FIGURA 2. TIPO DE CLIMA EN EL ÁREA DE ESTUDIO 26 
FIGURA 3. DETERMINACIÓN DE LA ALTURA DE LA PLANTA 42 
FIGURA 4. DETERMINACIÓN DE PESO HÚMEDO DE LA PLANTA 43 
FIGURA 5. SECADO DE PLANTAS EN ESTUFA PARA DETERMINACIÓN DE BIOMASA 43 
FIGURA 6. ASPECTO DE LAS SILICUAS EN PLANTA DE CANOLA 43 
FIGURA 7. DETERMINACIÓN DE LA LONGITUD RADICAL 44 
FIGURA 8. DETERMINACIÓN DEL PESO DE 1,000 SEMILLAS 45 
FIGURA 9. DETERMINACIÓN DEL PORCENTAJE DE ACEITE 45 
 
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iv 
 
RESUMEN 
En la presente investigación, se evaluaron tres tipos de fertilización contra un 
testigo, 1) foliar con biofertilizante líquido biol, 2) al sustrato con biofertilizante sólido 
bocashi y 3) fertilización química convencional 100-46-00 (N,P,K), determinando 
comparativamente el efecto de los biofertilizantes y fertilizantes inorgánicos en 
cultivos de canola variedad Hyola 401 en condiciones de invernadero. Se empleó 
un diseño experimental en bloques completos al azar con cuatro (4) tratamientos y 
10 repeticiones. Cada repetición estuvo constituida por 10 plantas (400 plantas/2.24 
m2). La evaluación consideró parámetros morfofisiológicos (altura de la planta, 
biomasa seca, número de silicuas, longitud radical) así como indicadores del 
rendimiento (producción de aceite y rendimiento de la semilla kg ha-1). Los 
resultados de la evaluación a los parámetros morfofisiológicos, mediante el análisis 
de varianza ANOVA (nivel de significación 0.05), indicó que existen diferencias 
estadísticas entre tratamientos, excepto en la variable altura de la planta, dónde el 
valor de significancia (P) resultó mayor a 0.05 para todos los tratamientos. En 
términos generales, el tratamiento de mejor desempeño fue el bocashi, obteniendo 
los mejores resultados en el experimento con un rendimiento promedio de 1,420 kg 
ha-1, aceite de semilla el 41.72% y un peso de 0.40 g/1,000 semillas. En segundo 
lugar, el tratamiento con fertilización química convencional que obtuvo valores de 
rendimiento promedio de 1,227 kg ha–1, aceite de semilla del 35.45% y peso de 0.38 
g/1,000 semillas. El tratamiento biol aplicado vía foliar, obtuvo resultados similares 
al testigo, excepto en la variable peso de 1,000 semillas, dónde mostró diferencia 
significativa. Los resultados obtenidos concluyen que la aplicación del biofertilizante 
bocashi produce efectos positivos como alternativa a la fertilización química 
convencional añadiendo menores costes de producción. 
 
Palabras clave: canola, oleaginosas, abonos orgánicos, fertilización química. 
 
 
 
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1. INTRODUCCIÓN 
 
El costo de los combustibles y de los fertilizantes en México representa un alto 
porcentaje de inversión en el cultivo de granos básicos, los precios de los productos 
agrícolas crecen menos que los precios pagados por los insumos utilizados. Por ello 
es necesario evaluar alternativas que permitan la obtención de recursos a menor 
precio y con tecnologías sencillas (Ávila, 2001). Hoy en día, es una preocupación 
constante, para todos los agricultores, el incrementar la calidad y cantidad de sus 
cosechas; asimismo, mejorar y aumentar su ingreso económico. El uso de 
fertilizantes sintéticos para aumentar la producción y los rendimientos de diferentes 
cultivos, afecta de manera directa a las poblaciones humanas tanto productores 
como consumidores, en términos de salud humana, contaminación del agua, suelo 
y aire (Hernández, 1990). 
En la actualidad el costo de los fertilizantes minerales obliga a la búsqueda y 
evaluación de alternativas para la nutrición vegetal; dentro de los más destacados 
y de mayor acceso para los agricultores, está el reciclado de nutrimentos a partir de 
fuentes como el compostaje, el uso de estiércol de origen animal y otras fuentes 
propias de los sistemas productivos como la pulpa de café y los residuos de 
cosecha, que se constituyen en las materias primas del proceso (Ramírez-Builes y 
Duque, 2010). La utilización de productos de la fermentación (biol, bocashi, caldos 
minerales, etc.), como fertilizantes orgánicos constituyen una opción viable como 
sustitutos de fertilizantes químicos convencionales, puesto que son económicos y 
amigables con el ambiente (Maroto, 2000). Además, ejercen efectos multilaterales 
sobre las propiedades agronómicas de los suelos y en caso de su utilización 
correcta elevan de manera acusada la cosecha de los cultivos agrícolas (Yágodin 
et al., 1982). 
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De la Paz et al., (2002) mencionan que la mineralización de la materia orgánica 
implica procesos metabólicos catalizados por enzimas. La aplicación de materia 
orgánica aumenta la actividad de las fosfatasas al estimular la biomasa microbiana 
y la secreción de las raíces (Purakayastha et al., 2006). La actividad enzimática es 
un indicador de cambios en la calidad del suelo por sus relaciones con la microflora. 
La ureasa y las fosfatasas han recibido más atención por sus implicaciones en los 
ciclos biogeoquímicos y de nutrición, estas enzimas tienen una función fundamental 
en el ciclo del fósforo al liberar el ion ortofosfato de compuestos orgánicos e 
inorgánicos, el cual queda disponible para las plantas (Makoi y Ndakidemi, 2008). 
El uso de abonos orgánicos no sólo constituye un sistema de producción agrícola 
orientado a la producción
de alimentos de alta calidad nutritiva sin el uso de insumos 
de síntesis comercial, sino, como un producto, que aporta materia orgánica, 
nutrimentos y microorganismos, lo cual favorece la fertilidad del suelo y la nutrición 
de las plantas. Los productos obtenidos bajo éste sistema de agricultura tienen un 
sobreprecio por su mejor calidad nutritiva e inexistencia de contaminantes nocivos 
para la salud (Suquilanda, 2003). 
La canola es un cultivo que a nivel mundial tiene un gran valor como planta 
oleaginosa, por su alto contenido de aceite en su semilla (40-44%) y de la cual la 
industria aceitera extrae uno de los aceites vegetales considerados de mayor 
calidad; gracias a su bajo nivel de ácidos grasos saturados, un nivel relativamente 
alto de ácido oleico, y un nivel intermedio de ácidos polinsaturados (Martínez, 2010). 
En Tlaxcala, la experimentación y validación de regiones de climas fríos para cultivar 
canola ha demostrado que es un cultivo viable (Moreno y Muñoz, 1999). Este 
proyecto tiene como objetivo evaluar los efectos de los biofertilizantes (abonos 
orgánicos) en un cultivo de canola y comparar su rendimiento a través de 
fertilización química convencional. 
 
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2. MARCO TEÓRICO 
 
2.1 Agricultura 
 
La agricultura comprende todo un conjunto de acciones, técnicas y conocimientos 
humanos para transformar el ambiente natural, con el fin de hacerlo más apto para 
el crecimiento de cultivos vegetales (Altieri, 2002). Dentro de este concepto se 
encuentran dos tipos de prácticas culturales, la agricultura convencional, que se 
define como un sistema de producción artificial, basado en el alto consumo de 
insumos externos, sin considerar los ciclos naturales. Convirtiéndose en una 
agricultura de producción agropecuaria de alto rendimiento, basada en el uso 
intensivo de capital, debido al uso de maquinarias e insumos externos, como el uso 
de plaguicidas, fertilizantes sintéticos y semillas con alto potencial de rendimiento, 
se le conoce también como agricultura “moderna” (Cáceres, 2002) y la agricultura 
orgánica que el Codex Alimentarius define como un sistema holístico de producción 
que promueve y mejora la salud del agroecosistema, incluyendo la biodiversidad, 
los ciclos biológicos y la actividad biológica del suelo, prefiriendo el uso de prácticas 
de manejo dentro de la finca al uso de insumos externos a la finca, tomando en 
cuenta que condiciones regionales requieren de sistemas adaptados a las 
condiciones locales. Esto se logra utilizando en lo posible métodos culturales, 
biológicos y mecánicos en oposición a materiales sintéticos para satisfacer cualquier 
función específica dentro del sistema (Codex, 1999). 
 
 
 
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2.2 Nutrimentos en el suelo 
 
En suelos con vegetación natural, los nutrimentos se reciclan continuamente, ya 
que la materia orgánica es degradada liberando los nutrimentos al suelo, en un 
estado asimilable para la vegetación. En suelos sometidos a la agricultura 
convencional, sin embargo, no existe reposición de los nutrimentos al suelo, lo que 
conlleva a la pérdida por lavado de los iones de la solución, imperando la necesidad 
de abonar para mejorar el desarrollo de los cultivos (Silva, 2001). Los elementos 
nutritivos se clasifican según la cantidad utilizada por la planta y la frecuencia con 
que en la práctica es necesaria su aportación al cultivo. Según este criterio se 
agrupan en: macroelementos primarios, macroelementos secundarios y 
microelementos. 
 
2.2.1 Macroelementos primarios 
 
Nitrógeno (N) 
Forma parte de numerosas biomoléculas de las plantas, como proteínas, ácidos 
nucleicos, porfirinas y alcaloides. Las plantas pueden obtener el N por absorción del 
suelo en forma de NO3– y NH4+, o bien por reducción del N2 atmosférico 
estableciendo asociaciones simbióticas con diversas bacterias Azcón-Bieto y Talón 
(2000). La principal función del nitrógeno es generar un alto índice de área foliar y 
prolongar el período útil de las hojas a través del tiempo (Beltrán-Morales, 2004). 
Fósforo (P) 
El fósforo es un nutrimento primario, se encuentra disponible para la planta como 
ion fosfato, y se absorbe preferentemente como H2PO4 – teniendo un papel clave en 
la fotosíntesis, en la respiración, y en todo el metabolismo energético (Azcón-Bieto 
y Talón, 2000). De acuerdo a Suquilanda (2003), el fósforo suele ser deficiente en 
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la producción agrícola y los cultivos lo requieren en cantidades relativamente 
grandes, asimismo menciona que el fósforo ayuda a la formación, desarrollo y 
fortalecimiento de las raíces, permite un rápido y vigoroso crecimiento en las 
plantas, es necesario para la división celular y es un constituyente del ADN. 
Potasio (K) 
La absorción del catión potasio es altamente selectiva. El potasio se caracteriza por 
su alta movilidad en las plantas, entre células, tejidos y en su transporte por xilema 
y floema. Es el catión más abundante en el citoplasma y contribuye al potencial 
osmótico de las células. Se encuentra en cloroplastos y vacuolas facilitando los 
procesos de transporte celular (Silva, 2001). 
 
2.2.2 Macroelementos secundarios 
 
Son elementos indispensables de nutrición, su presencia en los tejidos vegetales es 
siempre superior al 0.1% del peso seco y cumplen importantes funciones en los 
procesos de la actividad vital ya que son elementos constituyentes de las 
biomoléculas estructurales, tales como proteínas, lípidos, hidratos de carbono, 
ácidos nucleicos o actúan como osmolitos. Se consideran macronutrientes 
secundarios el magnesio, el calcio y el azufre (Azcón-Bieto y Talón, 2000). 
Magnesio (Mg) 
En las plantas se absorbe como ion divalente, Mg2+, y se comporta como un 
elemento muy móvil, tanto en la planta como en la célula donde activa enzimas tan 
importantes como la rubisco, la fosfoenol-piruvato carboxilasa y la glutamato 
sintasa. La asignación fotosintética del carbono y el nitrógeno depende, en gran 
medida, de la concentración de Mg2+ en el cloroplasto. También interviene en el 
metabolismo energético de la planta, al formar complejos con el ATP (Azcón-Bieto 
y Talón, 2000). 
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Calcio (Ca) 
El Calcio es un constituyente de las paredes celulares en forma de pectato cálcico, 
necesario para la mitosis (división celular) normal. Contribuye a la estabilidad de 
las membranas y mantenimiento de la estructura de los cromosomas, participa en 
los procesos enzimáticos y hormonales (Hernández, 1990). 
Azufre (S) 
Jiménez (2011), menciona que éste elemento es parte esencial de la proteína del 
cloroplasto, provoca la absorción y la translocación del fósforo, mejora la eficiencia 
del nitrógeno y ayuda a mantener el color verde intenso de las plantas. Azcón-Bieto 
y Talón (2000) afirman que la absorción de azufre de la solución del suelo por las 
plantas se realiza en forma de anión sulfato (SO4 2–) y, en esta forma, se transporta 
por el xilema. También puede ser absorbido por las estomas de las hojas bajo la 
forma de dióxido de azufre (SO2). 
 
2.2.3 Micronutrientes 
 
Taiz y Zeiger (2006), mencionan que los micronutrientes resultan tan esenciales 
como cualquier macroelemento y, en consecuencia, deben cumplir los mismos 
requisitos que éstos. La mayor parte de estos micronutrientes son constituyentes 
enzimáticos y, en consecuencia, sólo son necesarios en cantidades muy pequeñas 
su nombre hace referencia a la baja concentración en la que se encuentran en los 
tejidos, inferior al 0.1% (menos de 3 μmol g–1 de peso seco ó 0.1-100 ppm). 
Cobre (Cu) 
El cobre se absorbe del suelo en forma de Cu+1 o Cu+2, éstos iones son atraídos por 
el sistema
radicular de las plantas, así como complejos solubles de cobre. Las 
funciones del cobre son esencialmente catalíticas en procesos bioquímicos, en la 
formación de lignina, proteína, de la vitamina A y en el metabolismo de 
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carbohidratos, Hernández (1990) expresa que el cobre es un constituyente del 
citocromo oxidasa (enzima asociada a la respiración mitocondrial) y componente de 
muchas enzimas y que es necesario para la formación de clorofila, también es 
considerado como un regulador del transporte electro-fotosintético y disminuye la 
toxicidad del molibdeno. 
Boro (B) 
El boro pertenece al grupo de los micronutrientes esenciales y afecta numerosos 
procesos metabólicos ya que se ha relacionado con los principales procesos de la 
fisiología vegetal: división y crecimiento celular, germinación y regulación hormonal. 
La deficiencia del boro se manifiesta en la inhibición en el crecimiento y desarrollo 
de las raíces, tanto primarias como secundarias. La división celular en los tallos y 
en las hojas jóvenes cesa, y a ello le siguen la necrosis y la muerte de los 
meristemos, lo que se relaciona con su posible papel en la síntesis de uracilo 
precursor del RNA (Azcón-Bieto y Talón, 2000). 
Hierro (Fe) 
Suquilanda (2003), expone que la deficiencia de hierro es un factor limitante en el 
crecimiento de las plantas. El hierro está presente en grandes cantidades en los 
suelos, pero su disponibilidad para las plantas es generalmente muy baja, el hierro 
cataliza diversas reacciones enzimáticas en las plantas que actúan en los procesos 
de respiración, además, actúa como un transportador de oxígeno, así como también 
es necesario para la formación de la clorofila. 
Manganeso (Mn) 
El manganeso se absorbe en forma de ion Mn2+ constituye un conjunto de enzimas 
implicadas en la defensa de la planta contra la presencia de radicales superóxido 
formados en diversas reacciones enzimáticas. El Mn está igualmente implicado 
como activador de muchas enzimas respiratorias del ciclo de Krebs 
(descarboxilasas y deshidrogenasas). El síntoma más significativo de la deficiencia 
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de manganeso es la clorosis intervenal asociada con el desarrollo de pequeñas 
manchas necróticas (Taiz y Zeiger, 2006). 
Molibdeno (Mo) 
Los requerimientos de Molibdeno en los cultivos son muy bajos, su función en las 
plantas deriva principalmente de su participación en las reacciones de tipo redox 
como constituyente de sistemas enzimáticos esenciales para las plantas superiores, 
algas y cianobacterias. El Mo forma parte de una enzima clave en la asimilación del 
nitrato, la nitrato reductasa, responsable de la reducción de los nitratos a nitritos. 
Asimismo, forma parte de la enzima nitrogenasa, fundamental en la fijación biológica 
del nitrógeno (Taiz y Zeiger, 2006). 
Zinc (Zn) 
El zinc es absorbido como catión divalente (Zn2+), la mayoría de las veces 
probablemente en forma de quelato. Su disponibilidad es mayor a un pH bajo 
(ácido). Se ha relacionado con un papel estabilizador del Zn sobre la molécula de 
clorofila. Las alteraciones más típicas son la disminución en el crecimiento de las 
hojas y el acortamiento en la longitud de los entrenudos, especialmente en las 
especies leñosas (Taiz y Zeiger, 2006). 
 
2.3 Fertilización en suelos agrícolas 
 
2.3.1 Fertilización inorgánica 
 
De acuerdo con Ruíz (2009), los fertilizantes inorgánicos se elaboran a partir de 
materias primas importadas y su procesamiento es altamente dependiente de 
energía, ya que se fabrican mediante procesos químicos o mecánicos. Estos 
fertilizantes están destinados a abastecer y suministrar los elementos químicos al 
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suelo para que la planta los absorba, por lo tanto, se considera como un aporte 
artificial o reposición de nutrimentos. 
La fertilización inorgánica ofrece ventajas debido a la elevada concentración de 
nutrimentos y la baja humedad en los fertilizantes químicos, estos dos factores 
generan una reducción de los costos para el transporte, su aplicación y manejo de 
forma general, asimismo, los fertilizantes químicos son de rápida absorción, su 
solubilidad permite que los nutrimentos estén más rápidamente disponibles para las 
raíces de las plantas favoreciendo su desarrollo y crecimiento (Ruíz, 2009). 
Por otra parte, tiene como desventaja que las materias primas para su elaboración, 
están en manos de unas pocas empresas a nivel mundial, lo que crea una 
dependencia un tanto riesgosa para los agricultores y en última instancia para el 
país que basa su desarrollo agrícola en estos insumos. En condiciones de exceso 
de agua en el suelo, gran cantidad de los nutrimentos puede ser desaprovechados, 
ya sea por su erosión o por lixiviación por lo que son fuente de contaminación del 
suelo y agua, además de que, si se utilizan en exceso pueden ser tóxicos para las 
plantas (Ruíz, 2009). 
 
2.3.2 Fertilización orgánica 
 
La finalidad de la fertilización orgánica es generar los aportes necesarios para que 
el suelo sea capaz de proporcionar a las plantas una nutrición suficiente y 
equilibrada que incremente su rendimiento además de obtener alimentos de calidad, 
con costos reducidos y residuos ambientalmente amigables (Eghball et al. 2004). 
De acuerdo con Ruíz (2009), la fertilización orgánica presenta ventajas al obtener 
productos libres de residuos químicos, actualmente hay elevada demanda mundial 
al consumo de productos orgánicos. Estos fertilizantes propician la regeneración de 
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suelos por acción de los agentes naturales y economizan la producción de 
productos agropecuarios (Ruíz, 2009). 
Por otra parte, tiene como desventaja el abasto de biofertilizante para cultivos de 
gran extensión, a corto plazo se obtiene menor productividad que los cultivos con 
fertilización inorgánica además de problemas para un buen almacenamiento de los 
abonos orgánicos y su transportación (Ruíz, 2009). 
Materia orgánica 
Proviene de la materia animal o vegetal en descomposición y de microorganismos 
vivos (bacterias, hongos u otros elementos unicelulares), constituye una importante 
fuente de energía y nutrimentos en el suelo. La materia orgánica influye sobre 
algunos aspectos fisiológicos de las plantas que al degradarse y transformarse 
libera compuestos nutritivos que generalmente inducen su desarrollo, a medida que 
se degradan los residuos y la materia orgánica, los nutrimentos en exceso 
(nitrógeno, fósforo y azufre) son liberados dentro del suelo en formas asimilables 
para las plantas. Por otra parte, la materia orgánica ayuda a compensar a los suelos 
contra cambios químicos rápidos en los pH causados por la adición de fertilizantes 
sintéticos, al mismo tiempo que, mejora las características físicas y biológicas del 
suelo (Restrepo y Hensel, 2009). 
Abonos orgánicos 
El abono orgánico o biofertilizante es el término utilizado para el producto que se 
obtiene a partir de la mezcla, degradación y mineralización de residuos orgánicos 
de origen animal, vegetal e industriales y cuyo propósito al ser aplicados a los 
suelos, es mejorar las características químicas, físicas y biológicas del mismo, 
incrementando la actividad microbiana y aportando nutrimentos asimilables para las 
plantas (Romero-Lima et al., 2000). 
Existen diversos tipos de abonos orgánicos, cada uno de ellos con sus ventajas y 
desventajas en cuanto a su elaboración y a las propiedades benéficas que aportan 
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a las plantas y al suelo, la mayoría de estos abonos se fabrican de acuerdo a las 
características y disponibilidad de insumos que, de manera
particular, cada sitio 
presenta (Restrepo y Hensel, 2009). De acuerdo con Paneque y Calaña (2004), 
entre los abonos orgánicos más utilizados en la agricultura contemporánea, se 
encuentra el compost o composta, el humus de lombriz, las cenizas, el abono verde, 
el estiércol, la turba, el guano, el bocashi y el biol. 
La composta 
Es el resultado de la descomposición de residuos orgánicos en presencia de 
oxígeno, humedad y altas temperaturas y cuyo producto ayuda a la regeneración 
de la vida microbiana del suelo, mejorando la textura y composición química del 
mismo. 
Humus de lombriz 
El vermicompostaje es un método complementario con el compostaje del cual se 
obtiene el humus de lombriz resultante del transformación digestiva y metabólica de 
las lombrices que mejora las propiedades de la composta. 
Las cenizas 
Las fertilizaciones mediante el uso de cenizas aportan altos niveles de calcio, 
magnesio y potasio, son muy útiles para corregir suelos con pH muy ácidos por su 
ligero efecto alcalino y se obtiene mediante la combustión de leña o madera no 
tratada. 
Abono verde 
consiste en sembrar especies ricas en nitrógeno como las leguminosas y 
posteriormente se cortan y se añaden a la tierra como si fueran abono. El abono 
verde es muy útil para proteger los suelos erosionados y facilitar el proceso de 
recuperación de terrenos que hayan sido sometidos al uso de agrotóxicos. 
 
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El estiércol 
Proviene de las excretas fermentadas de animales, razón por la cual cada estiércol 
pueda presentar diferentes niveles de nutrimentos dependiendo del animal del que 
provenga. Adicionalmente al aporte de nutrimentos, el estiércol favorece la 
proliferación de los microorganismos que actúan directamente en la fertilidad del 
suelo. La turba son restos de vegetales cuya degradación se lleva a cabo con alta 
humedad y poco oxígeno. La turba es una materia esponjosa y fibrosa que estimula 
el crecimiento radical de las plantas y mejora la estructura del suelo. El guano se 
conforma por las excretas de murciélagos y de aves marinas, por lo tanto, es un tipo 
de estiércol, contiene altos niveles de nitrógeno, potasio y de fósforo. 
El fertilizante orgánico sólido conocido como “bocashi” y el fertilizante orgánico 
líquido llamado “biol” serán objeto de evaluación en el presente trabajo de 
investigación y se describen a continuación. 
El bocashi 
Ramírez-Builes y Duque (2010) y Ramos y Terry (2014), describen al bocashi como 
un abono orgánico sólido fermentado, que se obtiene procesando materiales 
residuales de actividades agrícolas y pecuarias convenientemente mezcladas y que 
resulta de la descomposición anaeróbica-aeróbica y al que se puede agregar 
elementos de origen mineral para enriquecerlo (cal, roca fosfórica, etc.) y 
microorganismos para activar el proceso fermentativo. El bocashi mejora las 
características físicas del suelo, como su estructura, lo que facilita una mejor 
distribución de las raíces e incrementa la aireación y la absorción de agua. Su alto 
grado de porosidad beneficia la actividad macro y microbiológica, al mismo tiempo 
que funciona con el efecto tipo “esponja sólida”, el cual consiste en la capacidad de 
retener, filtrar y liberar gradualmente nutrimentos útiles a las plantas, disminuyendo 
la pérdida y el lavado de éstos en el suelo (Ramos y Terry, 2014). 
Según Restrepo y Hensel (2009), la calidad del bocashi está en función del 
adecuado proceso de elaboración, de fermentación y descomposición de los 
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desechos orgánicos de origen vegetal y animal; así como, de los insumos utilizados. 
La composición química del bocashi elaborado por Álvarez-Solís et al., (2016), se 
presenta en el Cuadro 1. 
Cuadro 1. Composición química del bocashi 
ELEMENTO [mg/kg] 
Nitrógeno 9500 
Fósforo 105.8 
Potasio 4844.5 
Calcio 18538 
Magnesio 8431.4 
Sodio 1971.1 
Cobre 224.9 
Hierro 234.8 
Manganeso 3038.2 
Zinc 137.7 
Fuente: (Álvarez-Solís, et al., 2016) 
 
Restrepo y Hensel (2009), expresan que se debe tener cuidado durante la aplicación 
del biofertilizante, verificando que el bocashi no quede en contacto directo con la 
raíz o el tallo de las plantas, porque puede causarle quemaduras, se recomienda un 
espaciado de 10 o 15 centímetros del tallo y bien mezclado con el sustrato. 
El biol 
Es un abono orgánico líquido resultado de la descomposición de los residuos 
animales y vegetales como estiércoles, rastrojos, ceniza, leguminosas troceadas, 
sangre, orín, leche, etc., en condiciones anóxicas. La aplicación puede ser 
directamente al suelo, por vía foliar o ambas. La composición del biol, contiene 
numerosos nutrimentos que son asimilados fácilmente por las plantas haciéndolas 
más vigorosas y resistentes a las plagas (Pino, 2005). 
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Rodríguez-Mendoza et al., (1997) indica que la fertilización foliar, es la nutrición a 
través de las hojas, se emplea de forma agregada al suministro de nutrimentos vía 
suelo. Es la manera más rápida de corregir deficiencia particularmente de 
micronutrientes como: boro, cloro, cobre, hierro, molibdeno, níquel y zinc. La 
fertilización foliar se absorbe mediante la cutícula, los estomas y el tejido epidérmico 
(ectodesmos) (Robles y Jansen 2008). 
El proceso de biofermentación para la elaboración del biofertilizante biol, aporta 
vitaminas, enzimas, aminoácidos, ácidos orgánicos, antibióticos y una gran riqueza 
microbiana que contribuyen a equilibrar dinámicamente el suelo, la aplicación foliar 
a los cultivos proporciona capacidad para la autorrecuperación de la arquitectura 
del suelo (Robles y Jansen 2008). 
Bakach (2000), subraya la vigilancia puntual los parámetros de control del proceso, 
para obtener un biofertilizante con alto contenido nutrimental y de buena calidad. 
El Cuadro 2, presenta la composición química del biol elaborado por Suquilanda, 
(1996), citado por (Alava, 2015). 
Cuadro 2. Composición química del biol proveniente de estiércol (BE) y de 
estiércol + alfalfa (BEA). 
COMPONENTE U BE BEA 
Sólidos totales % 5.6 9.9 
Materia orgánica % 38 41.1 
Fibra % 20 26.2 
Nitrógeno % 1.6 2.7 
Fósforo % 0.2 0.3 
Potasio % 1.5 2.1 
Calcio % 0.2 0.4 
Azufre % 0.2 0.2 
Ácido indol acético ng/g 12 67.1 
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COMPONENTE U BE BEA 
Giberelinas ng/g 9.7 20.5 
Purinas ng/g 9.3 24.4 
Tiamina (B1) ng/g 187.5 302.6 
Riboflavina (B2) ng/g 83.3 210.1 
Piridoxina (B6) ng/g 33.1 110.7 
Ácido nicotínico ng/g 10.8 35.8 
Ácido fólico ng/g 14.2 45.6 
Cisteina ng/g 9.2 27.4 
Triptofano ng/g 56.6 127.1 
Fuente: Suquilanda, (1996), citado por Alava, (2015). 
 
El biol, puede ser utilizado en una gran variedad de plantas, sean de ciclo corto, 
anual, bianual o perenne, con aplicaciones dirigidas al follaje, al suelo, a la semilla 
y/o a la raíz, (Echeverría, 2002), citado por Jiménez (2011). 
 
2.4 La canola 
 
Entre las oleaginosas cultivadas, la canola (Brassica napus) ocupa actualmente el 
tercer lugar en el mundo en cuanto a producción de aceite de alta calidad 
alimenticia. La canola fue derivada de variedades de colza que generalmente 
contienen de 20 a 55 % de ácido erúcico, tóxico para los humanos. El término canola 
(Can-Oil Low Acid) fue registrado en 1979 por The Canola Council of Canada para 
diferenciarla de las variedades de colza, con bajo contenido de ácido erúcico 
(menos de 2 %) en su aceite, así como glucosinolatos (Ortegón et al., 2006). 
La canola fue mejorada genéticamente para reducir el contenido de ácido erúcico 
en el aceite y de glucosinolatos en la pasta, para ser aprovechada en la alimentación 
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humana y animal. El ácido erúcico en una grasa monoinsaturada que se encuentra 
en el aceite de colza representando del 20 al 50% de los ácidos grasos totales. 
Desde el año 1949 se sabe que este ácido graso puede ser perjudicial para la salud. 
Mediante el proceso de selección vegetal se ha conseguido reducir el contenido de 
ácido erúcico en las semillas de algunas variedades de canola a niveles casi de 
cero. El ácido erúcico en contenidos altos (mayor al 2%) causa un desarrollo 
anormal de corazón en las ratas y se considera dañino para los seres humanos. 
Además, experimentos a largo plazo en ratas demostraron que este ácido graso 
provoca fibrosis del miocardio, y modificaciones en las glándulas suprarrenales. Por 
esta razón, se recomienda que los aceites para consumo humano deban tener un 
porcentaje de ácido erúcico ≤5% (de Zambrano & Isabel, 2012). 
Los glucosinolatos, químicamente son glucósidos que contienen 1-D-Thioglucosa, 
al hidrolizarse dan lugar a productos tóxicos antitiroideos e inhibidores del 
crecimiento, por ello en la industria de fabricación de alimento, es considerado como 
un agente antinutritivo. Los glucosinolatos provocan un olor y sabor picante al forraje 
que es la pasta resultante una vez extraído el aceite de canola y es utilizada como 
alimento para animales pecuarios, los glucosinolatos mayores a 30 micromoles por 
gramo que se encuentran en la pasta es perjudicial para pollos y cerdos. La 
presencia en altas concentraciones de estos compuestos en las semillas de colza, 
hace el aceite extraído de ellas no apto para el consumo animal ni humano. En 
1985, la canola fue reconocida como GRAS (Generally Recognized as Safe) por 
Food and Drug Administration (FDA) y como una especie diferente a la colza (de 
Zambrano & Isabel, 2012). 
Actualmente la explotación comercial de canola se cubre principalmente con las 
especies B. napus y B. rapa. En ambas especies se dispone de dos grupos de 
variedades, uno adaptado para el ciclo de invierno y otro para siembras de 
primavera (Ortegón-Morales et al., 2006). 
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De acuerdo a la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la 
Agricultura (FAO), los principales países productores de canola son la Unión 
Europea, Canadá, China e India que representaron el 87.1% de la producción 
mundial, La alta calidad de su aceite ha motivado que las principales regiones 
productoras del mundo estén desarrollando tecnología propia de producción 
(Ortegón, 2018). 
En cuanto al aceite extraído de las semillas de canola contiene de 40-44 % de aceite 
de alta calidad para el consumo humano, con características similares al aceite de 
oliva. El aceite contiene 60% de grasas monoinsaturadas y muy bajo contenido de 
grasas saturadas, lo que está definido por un excelente balance de ácidos grasos, 
por lo que se considera un buen extracto oleoso con excelentes beneficios para 
nuestro organismo (Pantoja y Maldonado, 2012). 
 
2.4.1 Variedades de canola 
 
Durante los últimos años se han realizado estudios de adaptación de variedades 
introducidas de Canadá, Europa, Australia y Estados Unidos, resultando 
sobresalientes las siguientes: Hyola 401, Hyola 61, Monty, Scoop, SP Armada e 
IMC-205, las cuales se han sembrado a nivel comercial. A excepción de IMC-205 
cuyo aceite es alto oleico para exportación, el resto son convencionales y 
procesadas por la industria nacional (Castillo, 2011). 
Variedades mexicanas de canola 
México no cuenta con variedades mexicanas de canola, ya que es un cultivo 
introducido, lo que ha limitado la siembra de está oleaginosa, por éste motivo a partir 
del ciclo 2003-2004 se inició el programa de mejoramiento genético de canola en el 
INIFAP, con el objetivo de desarrollar variedades mexicanas adaptadas a las 
condiciones agroecológicas del país. En el 2007 se identificaron las líneas elite de 
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canola propuestas para su liberación como las primeras variedades mexicanas de 
canola AZTECAN CANOMEX Y MEXICANO, actualmente estas semillas están en 
proceso de registro ante el Servicio Nacional de Inspección y Certificación (Castillo, 
2011). 
Variedad canola HYOLA 401 
La variedad de canola HYOLA 401, es de ciclo precoz resistente al acame y 
contiene 42.7 % de aceite en su semilla, del cual el 64.14% es ácido oleico y el 
17.88% es ácido linoleico. La canola es una especie que, por su origen, necesita 
cierto número de horas-frio, sobre todo durante la etapa de formación de roseta, y 
de esta cantidad de frio dependerá en mayor o menor grado la expresión del 
rendimiento, la floración inicia a los 65 días y la madurez a cosecha ocurre entre los 
120 y 130 días. La altura promedio de la planta es de 120 centímetros y se necesita 
de 2 a 3 kilogramos de semilla/ha dependiendo de la preparación del terreno, se 
sugiere fertilizar a la siembra con la fórmula 100-46-00, para lograr el rendimiento 
promedio más alto posible que es de 3,000 kg/ha. La semilla de esta especie se 
puede conseguir a través del sistema producto oleaginosas (CONASIPRO) o a 
través del mismo INIFAP (Ortegón, 2018). 
 
2.4.2 Descripción botánica de la canola 
 
Brassica napus subsp. oleifera es una planta crucífera, puede superar la altura de 
150 cm, según la variedad y condiciones en las que se desarrolle, es una planta 
anual que alcanza de 0,3 a 1 metro de altura, las hojas tienen de 5 a 40 cm, la 
floración se produce a principios de primavera con flores amarillas, el fruto es una 
silicua de 5 a 7 cm con varias semillas de 1,5 a 2 mm de diámetro (Guerrero, 1992). 
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Hojas 
Las hojas son vegetaciones del tallo, las inferiores son dentadas y rizadas y las 
superiores acorazonadas y abrazadoras que nacen de los nudos de éstos órganos 
de color verde y con simetría bilateral, las hojas intermedias son menos lobuladas 
(Guerrero, 1992). 
Raíz 
Tiene raíz pivotante, con tendencia natural a profundizar, con gran capacidad de 
desarrollar raíces secundarias, con lo que mejora la estructura y el drenaje del suelo. 
La inflorescencia es en forma de racimos, con los colores amarillentos típicos de las 
crucíferas, y los frutos maduros tienen un color entre el rojizo y el negro (Guerrero, 
1992). 
Flores 
Las flores son vegetaciones del tallo que se originan de las yemas florales, cuando 
las plantas llegan a su estado adulto (120 días). Las flores de la canola son 
pequeñas y amarillas y constan de cuatro sépalos, cuatro pétalos dispuestos en 
cruz, seis estambres (cuatro de ellos más alargados que los otros dos) y el pistilo 
(Guerrero, 1992). 
Tallo 
El tallo de la inflorescencia permanece corto y las flores emergen en grupos sobre 
la yema terminal (Guerrero, 1992). 
Fruto (silicua) 
Se clasifica como fruto seco dehiscente, al fruto de la canola se le conoce como 
silicua; es alargada, cilíndrica, comprimida a trechos y con el extremo puntiagudo. 
En la madurez alcanza una longitud de 5 a 10 cm y son de color marrón claro. El 
número de granos por silicuas varía de 10 a 25 según la variedad (Guerrero, 1992). 
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Semilla 
La semilla es el óvulo fecundado, transformado y maduro de las plantas 
fanerógamas; estas se encuentran dentro del fruto, unidas al mismo por el funínculo, 
filamento delgado y pequeño que une el óvulo a la placenta. Las semillas de la 
canola se forman adheridas a una lámina o septo central, en medio de las dos valvas 
que forman el pericarpio del fruto, son esféricas de 2 a 2.5 mm de diámetro una vez 
madura tienen un color castaño rojizo o negro, las cuales contiene alrededor del 
40% de aceite (Loza et al, 2003). 
En el Cuadro 3, se presenta la clasificación
taxonómica de la canola que describe 
el Código internacional de la nomenclatura botánica ICBN (2000). 
Cuadro 3. Clasificación taxonómica de la canola. 
CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA 
Reino Plantae 
División Magnoliophyta 
Clase Magnoliopsida 
Orden Brassicales 
Familia Brasicaceae 
Género Brassica 
Especie Napus 
Nombre binomial Brassica napus L. 
Fuente: Regnum Vegetabile, ICBN (2000). 
Nombre común: canola, colinabo, colza, jábena, jenabe, jenable, jenape, mostaza 
negra, naba, nabieyo, nabilla, nabillo, nabina, nabiza, nabo, nabo agreste, nabo 
blanco de Granada, nabo común, nabo de Castilla, nabo de Fuencarral, nabo 
forrajero (Guerrero, 1992). 
 
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Requerimientos edafoclimáticos de la canola 
La planta de la canola es una herbácea anual, la cual se adapta principalmente a 
los climas de tipo templado, donde la precipitación sea entre los 300 a 500 mm 
durante su desarrollo (Loza et al., 2003). 
Temperatura 
Los cultivares de primavera de canola Brassica napus y Brassica rapa se adaptan 
mejor en las regiones de clima frío o templado; no obstante, al cultivarlos en 
regiones de clima caliente, pueden alcanzar rendimientos favorables. En la mayoría 
de las regiones productoras de canola, ocurren temperaturas mayores a los 27 °C 
durante la etapa de floración y dichas temperaturas impactan negativamente en el 
rendimiento de grano (Díaz y Ortegón, 2006). 
Suelo 
La colza prefiere suelos profundos con texturas arcillo-limosas con buena aireación 
y drenaje. El intervalo de pH deseable es de 5,5-7 aunque puede cultivarse en 
cualquier tipo de suelo, soportando incluso una cierta acidez (Díaz y Ortegón, 2006). 
Necesidades hídricas 
La canola se puede desarrollar a partir de precipitaciones de 300 mm si están bien 
distribuidas. Es un cultivo que resiste la sequía invernal y que sufre con los 
encharcamientos. Para alcanzar rendimientos de 2000 a 3000 kg/ha se necesitan 
unos 300 a 400 mm de agua, durante el ciclo (Díaz y Ortegón, 2006). 
Riego 
Se recomiendan de 2 a 3 riegos con un total de agua aplicada entre 300-400mm 
para un máximo rendimiento del grano. Aproximadamente el 30% del agua debe ser 
aplicada desde la nacencia hasta el inicio de la floración y el 70% restante, desde 
el inicio de la floración hasta la maduración (Díaz y Ortegón, 2006). 
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3. JUSTIFICACIÓN DEL ESTUDIO 
 
La agricultura es uno de los principales motores de la economía mundial, es el 
sustento de una gran cantidad de personas y es vital para el desarrollo rural, la 
disminución de la pobreza y para la producción de alimentos, por lo que un estudio 
de un cultivo con fertilización alternativa proporciona información valiosa. 
La introducción de la canola como un nuevo cultivo en México representa una 
ventaja económica comparativa con el trigo y el maíz, cultivos que tradicionalmente 
se han sembrado en México. Por su capacidad para adaptarse a condiciones 
climáticas extremas, ciclo de cultivo relativamente corto, bajos costos de producción 
y mercado seguro del grano, el cultivo de la canola se presenta como una excelente 
alternativa para la reconversión de cultivos en México (Ortegón-Morales et al., 
2006). 
La importancia de los abonos orgánicos surge de la imperiosa necesidad que se 
tiene de mejorar las características físicas, químicas y biológicas del suelo, lo que 
redunda en el aumento de su fertilidad, así como la reducción en la aplicación de 
fertilizantes y plaguicidas sintetizados artificialmente, cuyo uso frecuente o excesivo 
ocasiona problemas graves de contaminación de suelo y agua (Suquilanda, 2003). 
Por lo tanto, el presente trabajo de investigación arrojará por un lado, información 
importante que se espera contribuya a la conservación de los suelos agrícolas, 
brindando una opción fertilizante amigable con el ambiente y por otro lado, 
información acerca de un cultivo que en la hoy en día se presenta como una opción 
viable debido a que actualmente México importa millones de toneladas de canola, 
lo que indica el tamaño del mercado interno, por lo que podría representar grandes 
beneficios económicos para los agricultores de la región o del país. 
 
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4. HIPÓTESIS 
 
La aplicación de biofertilizantes en el cultivo de canola variedad Hyola 401 bajo 
condiciones de invernadero incrementa el crecimiento de la planta, el rendimiento 
de la semilla y la producción de aceite, comparados con la fertilización convencional. 
 
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5. OBJETIVOS 
 
5.1 General 
 
Evaluar comparativamente el efecto de biofertilizantes y fertilizantes inorgánicos en 
el cultivo de la canola variedad Hyola 401 en condiciones de invernadero. 
 
5.1.1 Específicos 
 
1) Evaluar el crecimiento, la biomasa, el número de silicuas, la longitud radical 
y peso de semilla de la canola Hyola 401 bajo condiciones de invernadero. 
2) Determinar la producción de aceite de la canola Hyola 401 en cada uno de 
los tratamientos. 
3) Calcular el rendimiento de la semilla de canola Hyola 401 (kg ha-1) para cada 
uno de los tratamientos. 
 
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6. MATERIAL Y MÉTODO 
 
6.1 Área de estudio 
 
La investigación se realizó en las instalaciones del Instituto Tecnológico del Altiplano 
de Tlaxcala ubicado en el Km 7.5 de la carretera federal San Martín–Tlaxcala, en la 
comunidad de San Diego Xocoyucan perteneciente al municipio de Ixtacuixtla de 
Mariano Matamoros en el estado de Tlaxcala. El instituto se encuentra ubicado en 
las coordenadas UTM 14Q 564674.70 m E 2135158.50 m con una altitud de 2150 
msnm (Figura 1). 
 
Figura 1. Fotografía satelital del Instituto Tecnológico del 
Altiplano de Tlaxcala (ITAT) 
Fuente: Google Earth, 22/ene/2018 
 
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El clima de San Diego Xocoyucan según Koppen modificado por Enriqueta García 
es: C (w1”) y C (w2”) es templado subhúmedo con lluvias en verano, con dos 
máximos de lluvias separados por dos estaciones secas, una larga en la mitad fría 
del año y una corta en la mitad de la temporada lluviosa (canícula) con un porcentaje 
de lluvia invernal menor de 5 de la anual, con un verano fresco, temperatura del mes 
más caliente menor de 22°C y con poca oscilación entre 5 y 7°C. Frecuencia de 
heladas en un rango de 40-60 días. Temperatura media anual (TMA) de 10-12°C y 
con una precipitación (PMA) de 800-1000 mm (Figura 2). 
 
Figura 2. Tipo de clima en el área de estudio 
Fuente: CONABIO, 2018 
 
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6.2 Diseño experimental 
 
Para la realización del experimento se utilizó un diseño de bloques completos al 
azar (Castañeda, 1981) con 4 tratamientos y 10 repeticiones por tratamiento 
(Cuadro 4), por lo que se emplearon 40 unidades experimentales (macetas) de 5 kg 
de capacidad útil y 25 cm de diámetro, bajo condiciones de invernadero. El material 
biológico utilizado fue semilla de canola variedad Hyola 401, con un mínimo de 
germinación del 90% (ANEXO A). 
Cuadro 4. Número de tratamiento y tipo de fertilización 
TRATAMIEN
TO 
FERTILIZACI
ÓN 
ABREVIATU
RA 
REPETICION
ES 
No. DE 
PLANTAS/TR
ATAMIENTO 
T1 BIOL BI 10 100 
T2 
FERTILIZACI
ÓN QUÍMICA 
F 10 100 
T3 TESTIGO T 10 100 
T4 BOCASHI BO 10 100 
 
Tratamientos 
Tratamiento 1: Cultivo de canola Hyola 401 en suelo empleando biofertilizante 
líquido (biol) en 10 unidades con 10 plantas por unidad. Tratamiento 2: Cultivo de 
canola Hyola 401 en suelo empleando fertilización química: nitrato de amonio 
NH4NO3 y superfosfato triple de calcio
Ca(H2PO4)2 en 10 unidades con 10 plantas 
por unidad. Tratamiento 3: Cultivo de canola Hyola 401 en suelo sin fertilizar 
(Testigo) en 10 unidades con 10 plantas por unidad. Tratamiento 4: Cultivo de 
canola Hyola 401 en suelo empleando biofertilizante sólido (bocashi) en 10 unidades 
con 10 plantas por unidad. 
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Aplicación y dosificación 
En el Cuadro 5, se muestran los diferentes tipos de fertilización y dosificaciones 
aplicados como tratamientos al cultivo de canola Hyola 401, de acuerdo a lo 
recomendado por INIFAP (2010). 
Cuadro 5. Aplicación y dosificación de fertilizantes en el ensayo 
FERTILIZANTE 1ra DOSIS 2da DOSIS 3ra DOSIS 4ta DOSIS 
Nitrato de amonio 
Antes 
siembra 
Semana 1 
X X 
(0.228 gr) (0.228 gr) 
Superfosfato triple 
de calcio 
Antes 
siembra X X X 
(0.247 gr) 
Bocashi 
Antes 
siembra X X X 
(96 gr) 
Biol 
Antes 
siembra 
Semana 2 Semana 4 Semana 6 
biol al 100 % (Dilución 1:2) (Dilución 1:2) (Dilución 1:2) 
Fuente: Elaboración propia. 
Una vez determinados los tratamientos a aplicar y el número de repeticiones por 
tratamiento, mediante un sorteo se dispusieron las macetas en fila y se etiquetaron 
con nombre del tratamiento y el número de repetición. El Cuadro 6, muestra el 
tratamiento aplicado a cada una de las macetas numeradas del 1 al 40 y su 
disposición aleatoria dentro del invernadero del Instituto Tecnológico del Altiplano 
de Tlaxcala. 
 
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Cuadro 6. Posición de los tratamientos y sus repeticiones por medio de sorteo 
numeradas del 1-40. 
BO F F BO F BI BI T T T 
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 
 
BO F F BO T BI F BO BI BI 
11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 
 
T F F BO T BO BI BO BO T 
21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 
 
T BO F BI F T BI BI BI T 
31 32 33 34 35 36 37 38 39 40 
Fuente: Elaboración propia. 
 
6.2.1 Descripción del experimento 
 
La investigación se realizó en tres fases que a continuación se indican. 
Primera fase: 
Se realizó mediante documentación bibliográfica del tema de estudio, visitas al 
instituto (biblioteca, laboratorios y área de invernaderos) y entrevistas con personal 
docente de la institución. Las actividades durante este periodo se enlistan a 
continuación. 
a) Revisión bibliográfica, 
b) Selección y caracterización fisicoquímica del suelo empleado en el 
experimento. 
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c) Elaboración de abono orgánico sólido tipo bocashi. 
d) Elaboración de abono orgánico líquido tipo biol. 
Segunda fase: 
La segunda fase se realizó en el Laboratorio de Suelos y Aguas perteneciente al 
Instituto Tecnológico del Altiplano de Tlaxcala y el área de invernaderos. Las 
actividades durante este periodo se enlistan a continuación. 
a) Caracterización del suelo y biofertilizantes en laboratorio. 
b) Preparación e Instalación del experimento. 
c) Aplicación de tratamientos (fertilización). 
d) Siembra de canola variedad Hyola 401. 
Tercera fase: 
La tercera fase se realizó en el Laboratorio de Suelos y Aguas perteneciente al 
Instituto Tecnológico del Altiplano de Tlaxcala y el área de invernaderos. Las 
actividades durante este periodo se enlistan a continuación. 
a) Obtención de datos de las variables a evaluar. 
Desarrollo de las fases del experimento 
Una vez seleccionada el área y delimitado el lote del cual se extrajo el suelo 
necesario para el experimento, se procedió a muestrear. 
Las muestras de suelo fueron colectadas 20 días antes de iniciar el experimento, 
recolectando 15 muestras simples del lote a una profundidad de 20 cm utilizando el 
método de zigzag, para luego realizar la mezcla en un costal de plástico; del cual, 
se tomó, mediante cuarteo, una muestra compuesta de suelo homogenizada (1.5 
kg), para su caracterización en el laboratorio de Suelo y Agua del Instituto 
Tecnológico del Altiplano de Tlaxcala (ITAT), lo anterior en concordancia con lo 
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descrito en la NOM-021-RECNAT-2000, que establece las especificaciones de 
fertilidad, salinidad y clasificación de suelos, estudios, muestreo y análisis. 
Elaboración de biofertilizante sólido tipo bocashi 
De acuerdo a lo mencionado por Ramos y Terry (2014), se prepararon dos mezclas 
una sólida y una líquida, homogenizando adecuadamente los siguientes insumos 
presentados en el Cuadro 7. 
Cuadro 7. Insumos para la elaboración del Bocashi 
INSUMOS 
CANTIDAD 
[kg] 
Estiércol de bovinos 7 
Estiércol de porcinos 7 
Gallinaza 1.5 
Aserrín de madera 2 
Rastrojo de cereal 2 
Cal agrícola 0.5 
Roca fosfórica 0.5 
Ceniza vegetal 0.5 
Humus 7 
Carbón molido 7 
Piloncillo 0.3 
Levadura para pan 0.2 
Tierra común 15 
Agua [L] 10 
Fuente: Elaboración propia, de acuerdo a lo recomendado por Ramos y Terry (2014). 
 
 
 
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Procedimiento de elaboración del bocashi 
La elaboración del fertilizante orgánico tipo bocashi se realizó 2 meses antes de 
iniciar con el establecimiento del cultivo lo que permitió la madurez del mismo para 
su aplicación Se mezclaron los insumos de acuerdo a las cantidades descritas en 
el Cuadro 7, para la mezcla sólida se utilizó estiércoles de bovino y porcino, aserrín, 
rastrojo, gallinaza, cal agrícola, roca fosfórica, ceniza vegetal, humus, carbón molido 
y tierra común. Paralelamente se preparó una mezcla líquida con 0.30 kg de 
piloncillo, 0.20 kg de levadura para pan en 10 litros de agua limpia, se agregó la 
preparación líquida sobre el preparado sólido, mezclando firmemente para lograr la 
homogenización de los insumos. Se ajustó el porcentaje de humedad (40%) 
mediante la incorporación de agua a la mezcla, verificando el porcentaje con un 
higrómetro de uso agrícola. Posteriormente se vertió el preparado final sobre una 
cubierta plástica, dejando una capa de no más de 50 cm de espesor, lo que permitió 
elevar la temperatura de la masa y acelerar el proceso de fermentación, finalmente, 
se cubrió el preparado con un plástico y se colocó a la sombra. Se empleó una pala 
para voltear el material extendido, dos veces al día, una vez en la mañana y otra 
vez en la tarde, por los primeros 7 días, posteriormente, el volteo se realizó 3 veces 
por semana. Se monitoreó durante todo el proceso la temperatura, ésta no excedió 
los 50 ºC. Al cabo de 38 días el abono orgánico tipo bocashi se encontró maduro y 
listo para ser utilizado. 
Elaboración de biofertilizante líquido tipo biol 
De acuerdo al Instituto Nacional de Investigación Agraria (INIA, 2008) y lo expresado 
por Pino (2005), los insumos descritos en el Cuadro 8, deberán ser reunidos y 
mezclados siguiendo las recomendaciones, para la obtención de un producto de 
calidad. 
 
 
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Cuadro 8. Insumos para la elaboración de biol 
INSUMOS 
CANTIDAD 
[kg] 
Estiércol de bovinos 4.1 
Estiércol de porcinos 4.1 
Gallinaza 0.81 
Alfalfa troceada 0.2 
Rastrojo de avena 0.2 
Cal agrícola 0.42 
Roca fosfórica 0.42 
Ceniza vegetal 0.42 
Ajo 0.05 
Piloncillo 0.1 
Levadura para pan 0.1 
Sangre [L] 0.5 
Agua [L] 15 
Orín de animales pecuarios [L] 0.5 
Leche de vaca [L] 1 
Fuente: Elaboración propia de acuerdo a las recomendaciones de la INIA, (2008) 
 
Procedimiento de elaboración del biol 
La elaboración del fertilizante líquido tipo biol inició 3 meses antes de iniciar el 
experimento lo que permitió la madurez del mismo para su aplicación al cultivo. En 
un recipiente de 50 litros de capacidad se vertieron los insumos en las cantidades 
descritas en el Cuadro 8, los insumos utilizados fueron: estiércol fresco de bovino y 
porcino, gallinaza, alfalfa
finamente troceada, rastrojo de cereal finamente troceado, 
cal agrícola pulverizada, roca fosfórica pulverizada, ceniza vegetal pulverizada, ajo 
finamente picado, piloncillo pulverizado, levadura para pan en pequeños trozos, 
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sangre, orín y leche de vaca. Se adicionó 13.5 litros de agua limpia, y se mezcló 
vigorosamente por un lapso de 15 minutos, hasta asegurar la homogenización de 
los materiales. Con un tubo de ½” caliente, se perforó un garrafón de 20 litros de 
capacidad en la parte superior a un lado del cuello y se conectó un niple terminal de 
½” y flare de ½” con espiga campana flare de ½” hembra, conectando a una 
manguera plástica transparente de 2.5 m de longitud, sellando la perforación y la 
manguera con silicón frío, en la parte inferior se instaló una llave de inserción doble 
para garrafón, con la finalidad de permitir el drenado del contenedor. Se colocó un 
globo grande de plástico en el extremo final de la manguera a manera de reservorio 
para los gases formados durante la fermentación (biogás). Posteriormente, se vertió 
el preparado en el garrafón y se mezcló el contenido dentro del recipiente. Se colocó 
el garrafón con el preparado a la intemperie por espacio de 7 días con la finalidad 
de acelerar la actividad microbiana y la descomposición de los insumos, por acción 
del incremento de temperatura. Al cumplirse los 7 días a la intemperie, se trasladó 
el garrafón a un lugar sombreado para continuar el proceso, agitándolo con 
suavidad una vez por semana. Al cabo de 90 días el abono líquido orgánico biol se 
encontró con las características de un producto maduro y listo para ser utilizado. 
Caracterización del suelo y biofertilizantes en laboratorio 
Las caracterizaciones se realizaron en el laboratorio de Suelos y Agua de la 
institución (ANEXO B). 
Caracterización del suelo empleado en el experimento 
El Cuadro 9, presenta los parámetros de suelo que se determinaron empleando las 
metodologías descritas en la NOM-021-REC-NAT-2000, para pH, conductividad 
eléctrica (C.E.), textura, materia orgánica (M.O.), densidad aparente (Da), nitrógeno 
total, fósforo, y potasio (soluble). 
 
 
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Cuadro 9. Metodologías empleadas para el análisis de suelo 
PARÁMETRO NORMATIVA APLICADA 
Determinación de pH. 
Método Potenciométrico 
AS-02; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de la conductividad 
eléctrica. Método del Conductímetro 
AS-18; NOM-021-REC-NAT-2001 
Determinación de textura. 
Método Bouyoucos 
AS-09; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de materia orgánica. 
Método Walkley and Black 
(combustión húmeda) 
AS-07; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de la densidad 
aparente. Método de campo 
AS-03; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación del nitrógeno total 
microKjeldahl. 
Por arrastre de vapor destilación 
AS-25; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación del fosforo. 
Método de Bray por colorimetría 
AS-11; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de potasio. 
Método espectrofotométrico 
AS-19; NOM-021-REC-NAT-2000 
Fuente: Diario Oficial de la Federación Fecha de publicación: 31 de diciembre de 2002 
Caracterización fisicoquímica del bocashi 
El Cuadro 10, muestra los métodos aplicados descritos en la NOM-021-REC-NAT-
2000, para la determinación de los parámetros fisicoquímicos pH, Conductividad 
eléctrica, Materia orgánica, Nitrógeno total, Fósforo, Potasio. 
 
 
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Cuadro 10. Metodologías empleadas para el análisis del bocashi 
PARÁMETRO NORMATIVA APLICADA 
Determinación de pH. 
Método Potenciométrico 
AS-02; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de la Conductividad 
eléctrica. Método del Conductímetro 
AS-18; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de Materia orgánica. 
Método Walkley and Black. 
AS-07; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación del Nitrógeno Total 
microKjeldahl. Por arrastre de vapor 
destilación 
AS-25; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación del Fósforo. Método de 
Bray por colorimetría. 
AS-11; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de Potasio. Método 
Espectofotométrico. 
AS-19; NOM-021-REC-NAT-2000 
Fuente: Diario Oficial de la Federación (DOF), Fecha de publicación: 31 de diciembre de 2002 
Caracterización fisicoquímica del biol 
El Cuadro 11, muestra los métodos aplicados descritos en la NOM-021-REC-NAT-
2000, la NMX-AA-026-SCFI-2001 y la NMX-AA-051-SCFI-2001 para la 
determinación de los parámetros fisicoquímicos pH, Conductividad eléctrica, 
Nitrógeno total, Fósforo y Potasio. 
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Cuadro 11. Metodologías empleadas para el análisis de biol 
PARÁMETRO NORMATIVA APLICADA 
Determinación de pH. 
Método potenciométrico 
AS-02; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación de la Conductividad 
Eléctrica. Método del conductímetro 
AS-18; NOM-021-REC-NAT-2000 
Determinación del Nitrógeno Total 
microKjeldahl. por arrastre de vapor 
destilación 
NMX-AA-026-SCFI-2001 
Determinación del fósforo. 
Método cloruro estagnoso 
NMX-AA-029-SCFI-2001 
Determinación de Potasio. 
El método por espectrofotometría de 
absorción atómica 
NMX-AA-051-SCFI-2001 
Fuente: Diario Oficial de la Federación (DOF), Fecha de publicación: 31 de diciembre de 2002 
Los resultados obtenidos de las caracterizaciones en el laboratorio de Agua y Suelo 
de la institución, se presentan en el ANEXO B. 
Preparación e instalación del experimento 
Se acondicionaron 40 cubetas plásticas de 16.5 L de capacidad como macetas para 
la siembra de semillas de canola, por ello, con un taladro con broca de ¼ de pulgada 
se realizaron 10 perforaciones distribuidas en el fondo de cada una de las 40 
cubetas, en seguida, se agregó al fondo de las cubetas, una cama de 700 gr de 
tezontle de ¾”. Las actividades descritas, facilitaron el drenaje del exceso de agua 
en las macetas. 
Una vez concluida la preparación física de la maceta, con la ayuda de una balanza 
granataria, se agregó a cada maceta 5 kg de suelo, previamente seleccionado, 
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cernido, homogenizado y caracterizado en laboratorio de la institución, de ésta 
manera, las macetas quedaron listas para la siembra. Posteriormente las 40 cubetas 
plásticas fueron colocadas dentro de un invernadero perteneciente al Instituto 
Tecnológico del Altiplano de Tlaxcala donde se aplicará cada uno de los 
tratamientos. 
De acuerdo a las recomendaciones del INIFAP (2010), para el caso de los cultivares 
de canola en México, principalmente se emplean los siguientes fertilizantes 
inorgánicos, mismos que serán evaluados en el presente trabajo de investigación y 
que se describen a continuación. 
Nitrato de amonio 
El nitrato de amonio (NH4NO3), se utiliza principalmente como fertilizante por su alto 
contenido en nitrógeno. Este fertilizante es aprovechado directamente por las 
plantas mientras que el amonio es oxidado por los microorganismos presentes en 
el suelo a nitrito o nitrato y sirve de abono de larga duración (Ávila, 2001). 
Superfosfato triple de calcio 
El Súper Fosfato Triple de Calcio o también conocido como 0-46 es uno de los 
fertilizantes fosforados más utilizado en el mercado, contiene 46% de fósforo en 
forma de pentóxido de fósforo (P2O5) y 24.5 % de Calcio en forma de CaO. La 
acidulación de roca fosfórica con ácido fosfórico genera el Súper Fosfato Triple de 
Calcio Ca(NH2PO4)2. Éste fertilizante estimula la producción de flores y frutos de 
plantas, provoca el fortalecimiento de tallos y hojas. El alto contenido de fósforo 
promueve el crecimiento y desarrollo de raíces. En suelos con pH neutros el fósforo 
presenta una disponibilidad inmediata (Ávila, 2001). 
Aplicación de tratamientos (fertilización) 
La fertilización
química que se aplicó en el cultivo de canola para éste estudio, se 
llevó a cabo de acuerdo a lo recomendado por los especialistas del Instituto 
Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y Pecuarias, INIFAP, misma que 
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fue avalada por especialistas agrónomos pertenecientes al Instituto Tecnológico del 
Altiplano de Tlaxcala y consistió en suministrar nitrato de amonio y superfosfato 
triple de calcio, se empleó la fórmula 100-46-00 (N, P, K), aplicada según lo 
recomendado por INIFAP (2010). Para la aplicación de los abonos orgánicos, se 
consideraron las recomendaciones de agricultores locales y las recomendaciones 
del personal técnico del ITAT en adición a lo revisado en la bibliografía. 
Procedimiento del fertilizado 
Para las 10 macetas designadas al tratamiento con fertilizante químico 
convencional, se agregaron 2 compuestos a cada una de las macetas; superfosfato 
de calcio triple y nitrato de amonio (1 día antes de la siembra). Se aplicó una dosis 
única de 0.247 gr de superfosfato triple de calcio, más una primera dosis de 0.228 
gr de nitrato de amonio a cada maceta, al cabo de 8 días se aplicó la segunda y 
última dosis de 0.228 gr de nitrato de amonio, para una fertilización total de 0.456 
gr de éste último por maceta. 
Para el tratamiento bocashi se agregó una dosis única de 96 gr de bocashi (1 día 
antes de la siembra) a cada una de las 10 macetas designadas para el tratamiento 
y se aplicó el primer riego. 
Para el tratamiento biol se aplicaron 4 dosis durante las 10 semanas del 
experimento a cada una de las 10 macetas, la primera dosis se aplicó antes de la 
siembra directamente al suelo en una concentración de 100% de biol, 
posteriormente se realizaron 3 aplicaciones vía foliar por espacio de 15 días entre 
aplicación, en dilución de 1:2 de biol + agua, es decir, biol al 50%. 
Para las 10 macetas designadas como Testigo, no se aplicó ningún tipo de 
fertilización. 
 
 
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Siembra de canola variedad Hyola 401 
La Instalación del cultivo de canola en condiciones de invernadero consistió en 
emplear semillas de canola Hyola-401, por ser la variedad utilizada en cultivares del 
norte del país y cuyo rendimiento es conocido. La siembra se realizó de acuerdo a 
Loza et al., (2003), por lo que se sembraron 12 semillas repartidas en cada maceta 
a 2 cm de profundidad y se suministró el riego a cada maceta con agua potable de 
la red pública, utilizando un aspersor con boquilla de rocío. Una vez dada la 
emergencia de las plántulas se igualaron en todas las macetas a 10 plántulas por 
maceta, lo que equivale a 400 plantas/2.24 m2. 
Para asegurar el correcto desarrollo del cultivo se aplicaron las siguientes labores 
culturales: 
Aporcado 
En la semana 2, cuando las plantas de canola alcanzaron los 20-25 cm de altura, 
se aporcó, adicionando 750 gr del mismo suelo seleccionado para el experimento a 
cada una de las macetas de los 4 tratamientos (40 macetas), con la finalidad de 
sustentar los tallos y evitar el acame del cultivo. 
Riego 
Durante las primeras tres semanas del cultivo (antes de la floración), se regó cada 
dos días a cada maceta con 0.5 L de agua potable de la red pública. Al inicio de la 
floración cuando el cultivo de canola tuvo mayor exigencia de humedad el volumen 
de los riegos se incrementó hasta 1.5 L de agua hasta el final de su ciclo (semana 
10). 
Temperatura 
El registro de temperatura se realizó con un termómetro ambiental y un termómetro 
al sustrato, con la finalidad de registrar cualquier variación en la temperatura dentro 
del invernadero que pudiera afectar al cultivo. 
 
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6.3 Variables a evaluar 
 
Durante el ciclo del cultivo se determinaron y registraron los parámetros de 
evaluación al cultivo. La determinación de las variables y la metodología empleada 
para la obtención de datos se muestran en el Cuadro 12. 
Cuadro 12. Determinación de variables 
VARIABLES MÉTODO 
Crecimiento (altura) 
Medición de altura utilizando regla 
graduada en cm 
Biomasa Peso húmedo/peso seco 
Número de silicuas Conteo en planta 
Longitud radical 
Medición de la longitud utilizando regla 
graduada en cm 
Peso de 1,000 semillas 
Determinación de peso por lote de 
1,000 semillas 
Producción de aceite Método de extracción etérea Soxhlet 
Rendimiento de la semilla Método de peso de 1,000 semillas 
 
Crecimiento (altura de la planta) 
La primera lectura en la altura de las plantas se realizó a los 25 días después de la 
emergencia, utilizando un flexómetro graduado en cm. Se midieron 10 plantas de 
cada maceta, desde la parte basal, hasta la parte apical de la planta como se 
muestra en la Figura 3. Las subsecuentes lecturas se realizaron una vez por 
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semana, para un periodo de 10 semanas en total que fue ciclo del cultivo. Los datos 
obtenidos se registraron en cm en una bitácora de trabajo. 
 
Figura 3. Determinación de la altura de la 
planta 
 
Determinación de biomasa 
Durante el ciclo del cultivo, se realizaron 3 sesiones de extracción de 2 plantas por 
maceta. la primera extracción se realizó en la semana 1, la segunda en la semana 
5 y la tercera en la semana 8. El total de las extracciones por sesión proporcionó 80 
plantas por los 4 tratamientos. Las plantas extraídas fueron pesadas en una balanza 
analítica para conocer su peso húmedo (Figura 4), posteriormente fueron puestas a 
secar en estufa durante un lapso de 3 días a 60°C (Figura 5), a fin de conocer su 
peso en seco y determinar por diferencia de pesos, la biomasa de la planta. 
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Número de silicuas 
Durante el ciclo vegetativo de la canola y posterior a la floración, se realizaron 3 
conteos silicuas para cada tratamiento y sus 10 repeticiones. El conteo fue directo 
y para ello se empleó un contador mecánico de golpe, registrando el número total 
de silicuas de cada planta por cada una de las 40 macetas. El primer conteo se 
realizó en la semana 5, que correspondió al mes de octubre, el segundo conteo en 
la semana 8 durante el mes de noviembre y el tercer conteo en la semana 10 (mes 
de diciembre). La Figura 6, muestra la morfología de las silicuas de canola a punto 
de maduración. 
 
Figura 6. Aspecto de las silicuas en 
planta de canola 
 
 
Figura 4. Determinación de peso húmedo de 
la planta 
Figura 5. Secado de plantas en estufa para 
determinación de biomasa 
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Longitud radical 
La determinación se realizó en dos plantas extraídas de cada maceta (40 macetas 
totales) y corresponden a las plantas extraídas para la determinación de biomasa. 
Las raíces de las 80 plantas se extendieron en una mesa y con un flexómetro 
graduado (Figura 7) se registró la longitud radical. La medición se efectuó desde el 
cuello de la raíz (unión con el tallo) hasta el ápice de la raíz, los datos registrados 
se expresan en centímetros. 
 
Figura 7. Determinación de la longitud 
radical 
 
Peso de semilla 
Las semillas cosechadas por tratamiento fueron colocadas en una bolsa de plástico 
y de ellas se extrajo una muestra aleatoria de 200 gr por cada uno de los 
tratamientos. Se contabilizaron 1,000 semillas de cada tratamiento (Figura 8), para 
ser pesadas en una balanza analítica, registrando el dato como peso de 1,000 
semillas. Este conteo y pesaje se hizo por triplicado. 
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Figura 8. Determinación del peso de 1,000 
semillas 
 
Producción de aceite 
El contenido de aceite se determinó