Fenotipificacion-del-CYP2C19-en-el-occidente-de-la-Republica-Mexicana

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE 
MÉXICO 
 
 
 
 
PROGRAMA DE MAESTRÍA Y DOCTORADO EN CIENCIAS 
QUÍMICAS 
 
 
 
 
 
FENOTIPIFICACIÓN DEL CYP2C19 EN EL OCCIDENTE DE LA REPÚBLICA 
MEXICANA 
 
 
 
 
TESIS 
PARA OPTAR POR EL GRADO DE 
 
DOCTOR EN CIENCIAS QUÍMICAS 
 
 
 
PRESENTA 
 
MTRO. HÉCTOR MANUEL GONZÁLEZ MARTÍNEZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
TUTOR: Dr. Carlos Hoyo Vadillo AÑO: 2010
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
Mis más sinceros agradecimientos al Comité Tutorial: 
 
Tutor principal: Dr. Carlos Hoyo Vadillo 
 Departamento de Farmacología 
 Cinvestav, IPN 
 
 Dra. María Dolores Ramírez González 
 Departamento de Farmacología, Facultad de Medicina 
 UNAM 
 
 Dr. Rafael Castillo Bocanegra 
 Departamento de Farmacia, Facultad de Química 
 UNAM 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Lugar de realización: 
Laboratorio de Investigación y Desarrollo Farmacéutico 
Departamento de Farmacobiología del C.U.C.E.I. 
Universidad de Guadalajara 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dedico este trabajo a: 
 
Yanet, Héctor y Adrián 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FENOTIPIFICACIÓN DEL CYP2C19 EN EL OCCIDENTE DE LA 
REPÚBLICA MEXICANA 
 
 
 
 
Sustentante: Mtro. Héctor Manuel González Martínez 
 
 
 
 
 
Director: Dr. Carlos Hoyo Vadillo 
 Departamento de Farmacología 
 Cinvestav, IPN 
 
 
 
 
 
Comité tutorial: 
 
 Dra. María Dolores Ramírez González 
 Departamento de Farmacología, Facultad de Medicina 
 UNAM 
 
 
 
 Dr. Rafael Castillo Bocanegra 
 Departamento de Farmacia, Facultad de Química 
 UNAM 
 
VÉÇàxÇ|wÉ 
 ii
Contenido pg 
 
RESUMEN ............................................................................................... 1 
ABSTRAC ............................................................................................... 2 
ANTECEDENTES …………………………………….…………………….. 3 
CICLO CATALITICO DEL P450 ………………………………………………. 3 
SISTEMA MONOXIGENASA ………………….………………………………. 5 
EVOLUCION DEL SISTEMA P450 …………………………………………… 6 
LA SUPER FAMILIA DEL P450 …………………………………………...…. 8 
FARMACOGENÉTICA Y POLIMORFISMO …………………………………. 10 
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA …………………………….. 14 
MEFENITOINA ……………………………….………………………………….. 17 
OMEPRAZOL ……………………………..……………………………………... 23 
CARACTERIZACION DE FENOTIPOS ……………………….………………. 29 
XENOBIOTICOS ………….…………………………………………………….... 32 
OBJETIVO GENERAL …………………………………………………………... 35 
OBJETIVOS PARTICULARES …………………………………………………. 35 
METAS …………………………………………………………………………….. 35 
HIPÓTESIS ……………………………………….………………………………. 35 
PARTE EXPERIMENTAL ………………………………………………..... 36 
Equipo y Materiales …………………………………………………………….. 37 
Preparación de soluciones ……………………………………………………. 39 
Preparación de soluciones estándares ……………………………………... 40 
Preparación de plasma cargado para la evaluación del proceso 
de extracción ………………………………………..……………………………. 40 
Preparación de soluciones utilizadas para la evaluación del proceso 
de extracción ……………………...………………………………………………. 41 
Preparación de la fase móvil utilizada durante el proceso de validación 
y análisis de muestras biológicas …………………………..…………………. 41 
Preparación de la curva de calibración para la Linealidad del 
Sistema……………………………………………………………………………….. 41 
Preparación de la curva de calibración para la Linealidad del 
Método………………………………………………………………....……………… 42 
Preparación de los niveles de concentración para exactitud y 
precisión………………………………………………………………………………. 43 
Preparación de los niveles de concentración en plasma utilizados en el 
recobro ………………………………………………………………………………… 43 
Preparación de los niveles de concentración en solución utilizados en el 
recobro ………………………………………………………………………………… 44 
Preparación de estándares de OMP+OPM-OH+OMP-SO utilizados durante 
el análisis de las muestras provenientes de los voluntarios ……………….. 44 
SELECCIÓN DE LA LONGITUD DE ONDA ……………………………………… 46 
EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA ……………………. 46 
Evaluación de la metodología analítica reportada ……………………………. 46 
Condiciones de acuerdo a Lagerstrom et al.(1984) …………………………… 46 
VÉÇàxÇ|wÉ 
 iii
Condiciones de acuerdo a Kobayashi et al.(1992) ……………………………. 47 
Condiciones de acuerdo a Balian et al.(1995a) ……………..………………… 47 
OPTIMIZACIÓN DE LAS CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS ………....... 48 
Evaluación del sistema Metanol:Agua …………………………………..…...… 48 
Evaluación del modificador de fase con nonilamina ………………………... 49 
Evaluación del sistema Acetonitrilo:Agua con 0.01% de nonilamina …..... 50 
Evaluación del efecto de la concentración del modificador de fase en el 
sistema Acetonitrilo:Agua ……………………………..………………………... 51 
IDENTIFICACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL 
OMP-SO …………..………………………………………………..……………..… 51 
EFECTO DE LA FUERZA IÓNICA EN LA RESPUESTA 
CROMATOGRÁFICA ……………………………………………………………... 52 
EVALUACIÓN DE LA COLUMNA ULTRASPHERE ODS BECKMAN Y 
BONDAPAK WATERS …………………………………………….……….…. 53 
RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL OMP Y SUS METABOLITOS .… 54 
DETERMINACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN …………….………. 54 
OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN ……………………….. 56 
Extracción con Diclorometano-Éter dietílico ……………………………… 57 
BÚSQUEDA DEL ESTÁNDAR INTERNO ……………………………………. 59 
VALIDACIÓN DEL MÉTODO ANALÍTICO …………………………………… 61 
Rango ……………………………………………………………….…………….. 61 
Linealidad ………………………………………………...……….……………… 61 
Linealidad del sistema ………………………………………….………………. 62 
Linealidad del método ………………………………………….………………. 62 
Exactitud y Precisión ………….……………………………….………………. 64 
Exactitud intradías ………………………...…………………….……………… 64 
Precisión intradías ………………………...…………………….……………… 65 
Exactitud y Precisión entredías ……………………………….……………… 65 
Limite de cuantificación ……………………………………….………………. 65 
Recobro ……………………………………………………….…….…………….. 65 
Concentración Mínima Detectable …………………………………………… 66 
ELABORACIÓN DEL PROTOCOLO ……………………….….………………. 67 
RECLUTAMIENTO Y SELECCIÓN DE VOLUNTARIOS …….………………. 67 
ADMINISTRACIÓN DEL OMP …………………………………………………… 67 
DETERMINACIÓN DEL OMP, Y SUS METABOLITOS ………………………. 68 
DETERMINACIÓN DEL FENOTIPO ……………………………………………. 69 
RESULTADOS ........................................................................................... 71 
SELECCIÓN DE LA LONGITUD DE ONDA …………………………………… 71 
EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA …………………. 72 
Condiciones de acuerdo a Lagerstrom et al.(1984) ………………………… 72 
Condiciones de acuerdo a Kobayashi et al.(1992) …………………………. 72 
Condiciones de acuerdo a Balian et al.(1995a) ……………..………………. 72 
OPTIMIZACIÓN DE LAS CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS …………. 72 
Evaluación del sistema Metanol:Agua ……………………………………….. 72 
Evaluación del modificador de fase con nonilamina ……………………… 75 
Evaluación del sistema Acetonitrilo:Agua con 0.01% de nonilamina ….. 76 
VÉÇàxÇ|wÉ 
 iv
Evaluación del efecto de la concentración del modificador de fase en el 
sistema Acetonitrilo:Agua ……………………………..……………………..... 79 
IDENTIFICACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL 
OMP-SO …………..………………………………………………..………………. 80 
EFECTO DELA FUERZA IÓNICA EN LA RESPUESTA 
CROMATOGRÁFICA……………………………………………………………… 80 
EVALUACIÓN DE LA COLUMNA ULTRASPHERE ODS BECKMAN Y 
 BONDAPAK WATERS …………………………………………….…..……….. 81 
RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL OMP Y SUS METABOLITOS …... 82 
DETERMINACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN …………………….... 83 
OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN ………………………..... 83 
Extracción con Diclorometano-Éter dietílico ………………………...…….… 84 
BÚSQUEDA DEL ESTÁNDAR INTERNO ………………………………….....… 84 
VALIDACIÓN DEL MÉTODO ANALÍTICO …………………………......………. 85 
Rango ……………………………………………………………….………............ 85 
Linealidad del sistema ………………………………………….……….........…. 85 
Linealidad del método ………………………………………….………….....….. 88 
Exactitud y Precisión ………….……………………………….…………........... 92 
Exactitud intradías ………………………...…………………….………….......... 92 
Precisión intradías ………………………...…………………….………….......... 93 
Exactitud y Precisión entredías ……………………………….……................. 93 
Limite de cuantificación ……………………………………….…….................. 94 
Recobro ……………………………………………………….…….……............... 95 
Concentración Mínima Detectable ……….…………………………................ 95 
ELABORACIÓN DEL PROTOCOLO ……………………….….……................. 96 
RECLUTAMIENTO Y SELECCIÓN DE VOLUNTARIOS …….……................ 96 
ADMINISTRACIÓN DEL OMP …………………………………………............... 97 
DETERMINACIÓN DEL OMP, OMP-OH Y OMP-SO ………………................ 97 
DETERMINACIÓN DEL FENOTIPO……………………………….…................. 102 
ANÁLISIS DE RESULTADOS ................................................................. 113 
SELECCIÓN DE LA LONGITUD DE ONDA …………….................................. 113 
EVALUACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA............................. 113 
OPTIMIZACIÓN DE LAS CONDICIONES CROMATOGRÁFICAS .................. 113 
Evaluación del sistema Metanol:Agua ……………………………................... 113 
Evaluación del modificador de fase con nonilamina …………..................... 114 
Evaluación del sistema Acetonitrilo:Agua con 0.01% de nonilamina ……. 114 
Evaluación del efecto de la concentración del modificador de fase en el 
sistema Acetonitrilo:Agua ……………………………………............................ 114 
IDENTIFICACIÓN DE LA RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL 
OMP-SO…………..………………………………………………............................ 114 
EFECTO DE LA FUERZA IÓNICA EN LA RESPUESTA 
CROMATOGRÁFICA…………………………………………............................... 115 
EVALUACIÓN DE LA COLUMNA ULTRASPHERE ODS BECKMAN Y 
BONDAPAK WATERS ………………………………………............................. 115 
VÉÇàxÇ|wÉ 
 v
RESPUESTA CROMATOGRÁFICA DEL OMP Y SUS METABOLITOS ......... 115 
DETERMINACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN ………………..…........ 115 
OPTIMIZACIÓN DEL PROCESO DE EXTRACCIÓN ………………….............. 116 
Extracción con Diclorometano-Éter dietílico …………………………............ 116 
BÚSQUEDA DEL ESTÁNDAR INTERNO ………………………..………… ....... 116 
VALIDACIÓN DEL MÉTODO ANALÍTICO …………………………..……......... 117 
Rango ……………………………………………………………….…………......... 117 
Linealidad ………………………………………………...……….………......…… 117 
Linealidad del sistema ………………………………………….………..…........ 117 
Linealidad del método …………………………………………..…….……........ 117 
Exactitud y Precisión ………….……………………………….………...…........ 118 
Exactitud intradías ………………………...………………………………........... 118 
Precisión intradías ………………………...………………………………........... 118 
Exactitud y Precisión entredías ……………………………….…….……......... 118 
Limite de cuantificación ……………………………………….………...…......... 118 
Recobro …………………………………………………………………..…….. ...... 118 
Cantidad Mínima Detectable ………………………………………………... ...... 119 
ELABORACIÓN DEL PROTOCOLO ……………………….….………..….. ...... 119 
RECLUTAMIENTO Y SELECCIÓN DE VOLUNTARIOS …….……….…........ 119 
ADMINISTRACIÓN DEL OMP …………………………………………...…........ 119 
DETERMINACIÓN DEL OMP, OMP-OH Y OMP-SO ………………….…........ 119 
DETERMINACIÓN DEL FENOTIPO …………………………………….…........ 119 
DISCUSIÓN …………………………………………………………….….......... 122 
CONCLUSIONES ........................................................................................ 127 
BIBLIOGRAFÍA ……………………………………………………………........ 128 
APENDICES …………………………………………………………….…......... 134 
 
˝Çw|vx wx y|zâÜtá 
 vi
ÍNDICE DE FIGURAS 
 
Figura 1. Ciclo catalítico del citocromo P450 y las siete fases que lo conforman. 
Figura 2. Evolución a través del tiempo de la función metabólica del sistema 
P450. 
Figura 3.Evolución de las principales razas humanas, basadas en la comparación 
de proteínas y grupos sanguíneos. 
Figura 4.Familias y subfamilias de las principales isoenzimas del sistema 
monoxigenasa del CYP450. 
Figura 5. Principales rutas metabólicas para la Mefenítoina en el hombre. 
Figura 6. Mecanismo de disociación del OMP y formación del complejo con la 
enzima ATPasa H+/K+ de la bomba de protones ácido gástrico. 
Figura 7. Principales metabolitos derivados del OMP. 
Figura 8. Frecuencia de ocurrencia de metabolizadores deficientes del CYP2C19 
entre diferentes grupos étnicos. 
Figura 9. Espectro de absorción obtenido para el OMP en solución reguladora de 
carbonatos pH 9.3 a concentración de 80 g/mL. 
Figura 10. Espectro de absorción obtenido para el OMP-OH en solución 
reguladora de carbonatos pH 9.3 a concentración de 40 g/mL. 
Figura 11. Espectro de absorción obtenido para el OMP-SO en solución 
reguladora de carbonatos pH 9.3 a concentración de 40 g/mL. 
Figura 12. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, a pH 8.5 a la 
condición 50:50. 
Figura 13.Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, a pH 7.5 a la condición 
40:60. 
Figura 14. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 
7.0 (a), pH 8.0 (b) y pH 8.5 a la condición 30:70. 
Figura 15. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 7.5 (a), 
pH 8.5 (b) y pH 8.0 (c) utilizando 0.015% nonilamina en la fase móvil. 
Figura 16. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 8.5 con 
flujo de 1.5 mL/min y proporción 50:50 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Figura 17. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 8.0 con 
flujo de 2.0 mL/min y proporción 40:60 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Figura 18. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 8.0 con 
flujo de 2.0 mL/min y proporción 35:65 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Figura 19. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 7.5 con 
flujo de 1.5 mL/min y proporción 30:70 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Figura 20. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 8.5 con 
flujo de 1.5 mL/min y proporción 30:70 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
˝Çw|vx wx y|zâÜtá 
 vii
Figura 21. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida a pH 8.0 con 
flujo de 2.0 mL/min y proporción 25:75 Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Figura 22. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL, obtenida con 
0.015% de nonilamina en la fase móvil y a pH 8.5 con flujo de 
1.5 mL/min. 
Figura 23. Respuesta cromatográfica del OMP-SO a 40 g/mL, obtenida con 
0.015% de nonilamina en la fase móvil y a pH 8.5 con flujo de 
1.5 mL/min. 
Figura 24. Respuesta cromatográfica del OMP a 80 g/mL y OMP-SO a 
40 g/mL, utilizando solución de fosfatos 0.05 M y pH 8.0 con flujo de 
1.5 mL/min. 
Figura 25. Respuesta cromatográfica de la mezcla de 100l de OMP a 
80 g/mL y 100l de OMP-SO a 40 g/mL, utilizando las columnas 
Ultrasphere-ODS y Bondapak. 
Figura 26. Respuesta cromatográfica de la mezcla de 100l de OMP a 80 g/mL; 
100l de OMP-SO a 40 g/mL y 100l de OMP-OH a 40 g/mL. 
Figura 27 Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográfico 
para el OMP. 
Figura 28. Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográfico 
para el OMP-SO. 
Figura 29. Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográfico 
para el OMP-OH. 
Figura 30. Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográficopara el OMP. 
Figura 31. Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográfico 
para el OMP-SO. 
Figura 32. Resultados de la validación de la linealidad del sistema cromatográfico 
para el OMP-OH. 
Figura 33. Respuesta cromatográfica del OMP; OMP-OH y OMP-SO a la 
concentración de 15 ng/mL y considerada como la cantidad mínima 
detectable. 
Figura 34. Cromatograma típico obtenido en uno de los 127 voluntarios durante la 
evaluación de los niveles de OMP; OMP-OH y OMP-SO. 
Figura 35. Valores del log I.M. para la determinación del fenotipo correspondiente 
a la isoenzima 2C19 obtenido en los 127 voluntarios. 
Figura 36. Distribución de frecuencias y gráfica probits obtenida durante la 
fenotipificación para la isoenzima 2C19. 
Figura 37 Valores del log I.M. para la determinación del fenotipo correspondiente 
a la isoenzima 3A4 obtenido en los 127 voluntarios. 
Figura 38. Distribución de frecuencias y gráfica probits obtenida durante la 
fenotipificación para la isoenzima 3A4. 
Figura 39. Efecto de la concentración de nonilamina y el pH sobre la resolución 
de OMP y sus metabolitos. 
 
˝Çw|vx wx w|tzÜtÅtá 
 viii
ÍNDICE DE DIAGRAMAS 
 
Diagrama 1 Procedimiento de extracción del OMP; OMP-OH y OMP-SO 
utilizando Diclorometano como solvente. 
Diagrama 2 Procedimiento de extracción del OMP; OMP-OH y OMP-SO 
utilizando la mezcla Diclorometano:Eter dietílico como solvente. 
Diagrama 3 Procedimiento de extracción del OMP; OMP-OH y OMP-SO 
utilizando para la validación de la linealidad del método. 
 
 
 
˝Çw|vx wx àtuÄtá 
 ix
ÍNDICE DE TABLAS 
 
Tabla I. Diferencias interétnicas en la incidencia de metabolizadores deficientes 
en el proceso de oxidación de la Mefenítoina. 
Tabla II. Equivalencia entre valores "probit" y porcentaje de población. 
Tabla III. Fármacos que co-segregan por el proceso metabólico mediado por el 
CYP2C19. 
Tabla IV. Condiciones evaluadas con el sistema Metanol:Agua con 1% de 
trietilamina. 
Tabla V Condiciones evaluadas con el sistema Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Tabla VI. Características técnicas de las columnas utilizadas para ajustar la 
respuesta cromatográfica del OMP y sus metabolitos. 
Tabla VII. Proporción de mezclas de Diclorometano:Éter dietílico y valores de pH 
evaluados para mejorar el recobro del OMP-OH. 
Tabla VIII. Condiciones evaluadas con el sistema Acetonitrilo:Agua con 0.01% de 
nonilamina. 
Tabla IX. Resultados del proceso de extracción del OMP; OMP-OH y OMP-SO 
utilizando diclorometano como solvente de extracción. 
Tabla X. Resultados del proceso de extracción del OMP, OMP-OH y OMP-SO 
utilizando diclorometano a las diferentes condiciones de volumen de 
solvente y tiempo de agitación. 
Tabla XI. Resultados obtenidos en el proceso de extracción del OMP; OMP-OH y 
OMP-SO utilizando la mezcla diclorometano:éter dietílico. 
Tabla XII. Tiempos de retención obtenidos en la búsqueda del estándar interno 
para la cuantificación de OMP; OMP-SO y OMP-OH en plasma humano. 
Tabla XIII. Valores promedio de la respuesta para el OMP durante la evaluación 
de la linealidad del sistema obtenido durante los dos días. 
Tabla XIV. Valores promedio de la respuesta para el OMP-SO en la evaluación de 
la linealidad del sistema obtenido durante dos días. 
Tabla XV. Valores promedio de la respuesta para el OMP-OH durante la 
evaluación de la linealidad del sistema obtenido durante los dos días. 
Tabla XVI. Valores promedio de la respuesta para el OMP durante la evaluación 
de la linealidad del método obtenido durante los dos días. 
Tabla XVII. Valores promedio de la respuesta para el OMP-SO durante la 
evaluación de la linealidad del método obtenido durante los dos días. 
Tabla XVIII. Valores promedio de la respuesta para el OMP-OH durante la 
evaluación de la linealidad del método obtenido durante los dos días. 
Tabla XIX. Resultados obtenidos para la exactitud intradias en la determinación 
del OMP por el método analítico desarrollado. 
Tabla XX. Resultados obtenidos para la exactitud intradias en la determinación 
del OMP-OH por el método analítico desarrollado. 
TablaXXI. Resultados obtenidos para la exactitud intradías en la determinación 
del OMP-SO por el método analítico desarrollado. 
˝Çw|vx wx àtuÄtá 
 x
Tabla XXII. Valores de %CV obtenidos para cada nivel de concentración en cada 
compuesto durante la evaluación de la precisión intradías del método 
analítico. 
Tabla XXIII. Resultados obtenidos para la exactitud entredías en la determinación 
del OMP por el método analítico desarrollado. 
Tabla XXIV. Resultados obtenidos para la exactitud entredías en la determinación 
del OMP-OH por el método analítico desarrollado. 
Tabla XXV. Resultados obtenidos para la exactitud entredías en la determinación 
del OMP-SO por el método analítico desarrollado. 
Tabla XXVI. Valores de %CV obtenidos para cada nivel de concentración en cada 
compuesto durante la evaluación de la precisión entredías del método 
analítico. 
Tabla XXVII. Valores del %CV obtenidos de cada compuesto a concentración de 
60 ng/mL. 
Tabla XXVIII. Valores del porcentaje de recobro obtenidos para cada compuesto 
a cada nivel de concentración. 
Tabla XXIX. Esquema realizado para la obtención de los 194 voluntarios que 
participaron en el proceso de fenotipificación del CYP2C19. 
Tabla XXX. Niveles de OMP OMP-OH y OMP-SO obtenido en cada uno de los 
voluntarios. 
Tabla XXXI. Valores del Índice Metabólico (I.M.) para la determinación del 
fenotipo para la isoenzima 2C19 en cada uno de los voluntarios. 
Tabla XXXII. Valores del Índice Metabólico (I.M.) para la determinación del 
fenotipo para la isoenzima 3A4 en cada uno de los voluntarios. 
Tabla XXXIII. Fenotipo correspondiente al CYP 2C19 obtenido a partir del índice 
de hidroxilación para el omeprazol en una subpoblación del occidente de 
México. 
Tabla XXXIV. Fenotipo correspondiente al CYP 3A4 obtenido a partir del índice 
metabólico para el omeprazol a OMP-SO en una subpoblación del 
occidente de México. 
 
 
 
 
 
TuÜxä|tàâÜtá 
 xi
LISTA DE ABREVIATURAS 
 
% Desv. Porcentaje de desviación normalizado 
ATPasa H+/K+ Adenosintrifosfatasa de Hidrogeno-Potasio 
ABC Área bajo la curva del perfil Cp vs T 
Cmáx Concentración plasmática máxima 
Cl Depuración 
Conc. Concentración 
Cp Concentración plasmática 
CV o %CV Coeficiente de variación 
CYP Citocromo P450 
Desv. Est. Desviación estándar 
HPLC Cromatografía de líquidos de alta resolución 
IM Índice metabólico 
Log. Ind. Met. Logaritmo del índice metabólico 
M Solución Molar 
MD Metabolizador deficiente 
ME Metabolizador extenso 
min Minuto 
mL Mililitro 
MUE Metabolizador ultra-extenso 
n Número de sujetos 
NAD Dinucleótido de nicotinamida adenina 
NADPH Dinucleótido de nicotinamida adenina difosfato reducido 
ng Nanogramo 
ODS Octadecil silano 
OMP Omeprazol 
OMP-OH 5-Hidroxiomeprazol 
OMP-SO Sulfona de omeprazol 
PCR Reacción en cadena de la polimerasa 
pH Potencial Hidrógeno 
PHE 5-fenil-5-etilhidantoina (metabolito de Mefenítoina) 
Pg Página 
Probit Unidad de medida de probabilidad estadística basada en la 
desviación de la distribución normal 
r.p.m. Revoluciones por minuto 
RM Relación metabólica 
Rs Resolución, según fórmula 
SNC Sistema nervioso central 
Stdr Int Estándar interno (fenacetina) 
t Tiempo 
tmax Tiempo en que se alcanza la Cmáx 
TGI Tracto gastrointestinal 
tr Tiempo de retención 
 Micra 
U.A. Unidades de Área 
TuÜxä|tàâÜtá 
 xii
µg Microgramo 
µL Microlitro 
vs versus 
 
exáâÅxÇ 
 1
RESUMEN 
 
Datos en la literatura científica han identificado gran diferencia entre 
poblaciones de origen étnico en relación al metabolismo de fármacos, tal es el 
caso del metabolismo mediado por el citocromo P450, también se ha reportado 
variabilidad en su comportamiento, producido por el polimorfismo genético 
determinado según las condiciones de desenvolvimiento de una población, el 
género y estado patológico de los individuosque la conforman; con ellos se han 
establecido los fenotipos de: metabolizadores ultra-extensos, metabolizadores 
extensos y metabolizadores deficientes. 
Así este trabajo de tesis planteó como objetivo, determinar el polimorfismo 
en la enzima CYP2C19 en una subpoblación del occidente del país, utilizando 
omeprazol y aprovechando que también es sustrato del CYP3A4, se identificó su 
fenotipo. 
Se desarrollo y valido un método analíticos por cromatografía de líquidos 
para cuantificar en plasma el omeprazol, 5-hidroxiomeprazol y la sulfona de 
omeprazol producidos por el CYP2C19 y CYP3A4. Para determinar el fenotipo se 
utilizó el índice metabólico entre la concentración del omeprazol y la concentración 
del metabolito en 127 voluntarios todos ellos originarios del occidente del país. 
Los resultados mostraron que el 4% fueron metabolizadores ultra-extensos 
y 6% como metabolizadores deficientes para el fenotipo del CYP2C19; para la 
enzima CYP3A4 el fenotipo encontrado fue de 9% de metabolizadores ultra-
extensos y 11% de metabolizadores deficientes. 
Identificando la existencia genotípica en la población estudiada y debido a 
la biodiversidad en México, es posible que el fenotipo encontrado sea diferente 
para otra parte de la población, importante en el manejo clínico de la terapia 
medicamentosa. 
 
 
TuáàÜtv 
 2
ABSTRAC 
 
Data in the literature have identified large difference between ethnic 
populations in relation drug metabolism, as in the case of metabolism mediated by 
cytochrome P450, also has been reported variability in behavior determined by 
genetic polymorphism caused by conditions of development the population, gender 
and disease status of the individuals up and with them have been established 
phenotypes: ultra-extensive metabolizers, extensive metabolizers and poor 
metabolizer. 
So this thesis raised as a target, determine the CYP2C19 polymorphism in a 
subpopulation of the west of the country, using and taking advantage of 
omeprazole is also a substrate of CYP3A4, was identified phenotype. 
Was developed and validated an analytical method by liquid 
chromatography to measure plasma omeprazole, 5-hidroxiomeprazol and 
omeprazole sulfone produced by CYP2C19 and CYP3A4. To determine the 
phenotype of the metabolic rate was used between the concentration of 
omeprazole and metabolite concentrations in 127 volunteers all of them originating 
the West Country. 
The results showed that 4% were ultra-extensive metabolizers and 6% poor 
metabolizer phenotype for CYP2C19; for CYP3A4 phenotype was found in 9% of 
ultra-extensive metabolizers and 11% of poor metabolizers. 
Identifying the existence genotype in the population studied and because of 
Mexico's biodiversity is found that the phenotype may be different for another part 
of the population, important in the clinical management of drug therapy. 
 
 
TÇàxvxwxÇàxá 
 3
ANTECEDENTES 
 
La primera evidencia experimental relacionada con el citocromo P450 fue 
descubierta en 1955 por Axelrod y cols. quienes identificaron un sistema 
enzimático en el retículo endoplásmico del hígado con capacidad de oxidar 
compuestos xenobióticos y en 1958 Garfinkel y Klingenberg encontraron un 
pigmento acoplado al monóxido de carbono en los microsomas hepáticos que 
exhibían un máximo de absorción a 450 nm; no fue hasta que Omura y Sato 
(1964a y 1964b) demostraron que ese pigmento estaba constituido por una 
hemoproteína de clase b conformada por 400 a 500 aminoácidos conteniendo un 
grupo prostético denominado haem al cual nombraron como citocromo P450 por 
ser una característica bien definida en su espectro de absorción. La 
espectroscopia de resonancia de espín electrónico sugirió que el P450 era una 
hemoproteína férrica de bajo espín (Hashimoto et al., 1962) con un residuo tiol 
como un ligando axial haem (Bayer et al, 1969; Hill et al. 1970a y 1970b). La 
presencia de un enlace Fe-S (Hanson et al., 1976; 1977; Gusalus et al., 1978) fue 
identificado posteriormente como un enlace covalente en un residuo de cisteína 
(Champion et al, 1982) y en 1985 fue identificada en una muestra obtenida de la 
bacteria Pseudomona putida (Poulos et al., 1986, 1985). Subsecuentemente se 
han obtenido estructuras cristalinas para diferentes P450 (Haseman et al., 1994) 
en forma de complejos con su substrato (Poulus et al., 1987), con monóxido de 
carbono (Raag y Poulos, 1989), con inhibidores del citocromo (Poulus et al., 1987; 
Raag et al., 1993) y con sustratos análogos (Raag y Poulus, 1991; 1989). 
 La primera ruta metabólica que involucró al P450 fue la hidroxilación de 
esteroides del sistema adrenocorticoidal (Estabrook et al., 1963; Cooper et al. 
1965); su papel como oxidasa terminal fue confirmado para el sistema microsomal 
en el retículo endoplásmico (Diehl et al., 1969). 
 Originalmente descubiertos en preparaciones de sistemas microsomales de 
mamíferos, los P450s se han descrito para todas las clases bióticas; aunque se 
ha identificado principalmente en hígado, también se ha encontrado en muchos 
otros órganos (Hashimoto, 1962). 
 Los P450 son responsables del metabolismo de numerosos compuestos 
endógenos así como de un enorme rango de compuestos xenobióticos (Netlson et 
al., 1993) incluyendo muchas toxinas y carcinógenos (González y Gelboin, 1994) y 
fármacos (Brodie et al, 1955). 
 
CICLO CATALITICO DEL P450 
 
El principal papel fisiológico de las enzimas del P450 es el de un sistema 
monoxigenasa; es decir unir al sustrato una molécula de oxígeno. La reacción 
catalítica puede representarse mediante la siguiente ecuación (David y Lewis, 
1996; Mansuy, 1994): 
 
RH + NAD(P)H + 2H+ + O2 +2e
- - ROH + H2O 
 
TÇàxvxwxÇàxá 
 4
RH representa el sustrato que puede ser un gran número de compuestos 
endogenos o exógenos (xenobióticos); en la Figura 1 se esquematiza el ciclo 
catalítico donde se muestran las siete diferentes fases que conforma el ciclo. 
 
 
Figura 1. Ciclo catalítico del citocromo P450 y las siete fases que 
lo conforman. Los estados intermediados mostrados en 
línea punteada no se han observado directamente por lo 
que son hipotéticos. 
 
Las fases del ciclo catalitico del citocromo P450 son: 
 
Fase 1 La unión con el sustrato 
 La unión de un sustrato al proceso oxidativo del P450 provoca en pr imera 
instancia una disminución del potencial redox a un valor aproximado de 100 mV lo 
que favorece la transferencia de un electrón proveniente del NADH o NADHP; 
acompañado de un cambio en el estado del spin del sitio activo del ión Fe3+ en el 
grupo haem. También se ha sugerido que esta unión provoca un cambio 
conformacional en la enzima que dispara una interacción con el componente 
reducido. 
 
Fase 2 La primera reducción 
 La siguiente fase en el ciclo es la reducción del ion Fe3+ a Fe2+ por la 
transferencia de un electrón del NAD(P)H. 
 
 
 
TÇàxvxwxÇàxá 
 5
Fase 3 Unión con el oxígeno 
Una molécula de O2 se une rápidamente al ion Fe
2+ formando el complejo 
Fe3+-O2
-; existe evidencia que sugiere que este complejo se convierte lentamente 
en el complejo Fe3+-O2
2- que es más estable. 
 
Fase 4 Segunda reducción 
 Se requiere de una segunda reducción para la estequiometría de la 
reacción la que se ha demostrado que es el paso más lento, por lo que este paso 
determina la velocidad de la reacción; una comparación entre las energías de 
enlace de O2, O
2- y O2
2- sugiere que el complejo Fe3+-O2
2– es el punto de inicio 
más favorable para que continúe la siguiente etapa de la reacción. 
 
Fase 5 División del O2 
 El O2
2- reacciona con dos protones del medio de los alrededores rompiendo 
el enlace O-O, produciendo agua y liberando el complejo (Fe-O)3+. 
 
Fase 6: Formación del producto 
 El oxígeno ligado al átomo de hierro se transfiere al sustrato, produciendo 
una forma hidroxilada del sustrato. 
 
Fase 7 Liberación del producto 
 El producto se libera del sitio activo de la enzima la cual regresa a su 
estado inicial. 
Las estructuras de los estados de transición de las fases4 y 5 nunca se han 
observado en forma directa y son hipótesis basadas sobre análogos de otras 
hemoproteínas lo que frecuentemente contrapone la evidencia experimental. 
 
SISTEMA MONOXIGENASA 
 
 El sistema monoxigenasa dependiente del citocromo P450 se encuentra 
ampliamente distribuido en el hombre, animales, plantas y bacterias. En animales 
y plantas, las enzimas del sistema se han detectado en casi todos los tejidos 
examinados; en mamíferos éstos incluyen los riñones, hígado, pulmón, membrana 
nasal, cerebro, mucosa intestinal, vejiga, testículo, aorta, adrenales y plaquetas 
sanguíneas entre otras. El hígado es el que contiene la mayor concentración de 
citocromo P450, seguido del epitelio nasal. 
 El común de todas las reacciones oxidativas es la inserción de un átomo de 
oxígeno atmosférico en el sustrato, produciendo frecuentemente intermediarios 
altamente inestables y transformándose más rápidamente a los productos finales. 
El peso molecular de los sustratos del P450 son muy variados, van desde un 
cromato o disulfuro de carbono hasta esteroides e hidrocarburos aromáticos 
policíclicos de 5 anillos. 
 El sistema P450 está formado por varias tipos de enzimas conocidas como 
isoformas o isoenzimas del P450; estas isoenzimas son las responsables de la 
clásica fase I del metabolismo. Las enzimas de la fase II frecuentemente usan el 
oxígeno como sitio para continuar el metabolismo, como la glucuronidación, 
sulfatación o conjugación con glicina. La desintoxicación del organismo 
TÇàxvxwxÇàxá 
 6
usualmente requiere tanto de las enzimas de la fase I como de las enzimas de la 
fase II (Nebert y González, 1987). 
 Se han reportado, muchos ejemplos de monooxigenación de sustratos para 
el citocromo P450 sin embargo no solamente las reacciones de hidroxilación son 
catalizadas por este citocromo, también otras transformaciones químicas como la 
epoxidación; peroxigenación; N-, S- y O- desalquilaciones; N- y S- oxidaciones; 
desulfuración; reducción de grupos nitro y azo así como de N- óxidos; peróxidos y 
epóxidos; desanimación; deshalogenación; isomerización y uniones no hidrolíticas 
carbono-carbono son llevadas a cabo; la regioselectividad y la estereoselectividad 
se observan también en muchas de las transformaciones de sustratos de las 
reacciones antes mencionadas. 
 Claramente se nota que las isoenzimas del P450 son altamente versátiles 
por lo que representan una clase única en los sistemas oxidativos biológicos; por 
lo que muchas de ellas, no exhiben selectividad y son individualmente capaces de 
unir y afectar la oxigenación de literalmente cientos de diferentes compuestos a 
diferentes velocidades. 
 A finales del siglo XIX el concepto de desintoxicación fue bastante 
aceptado; la correlación de ciertos efectos clínicos en el animal intacto con las 
actividades in vitro de enzimas metabolizadoras representaba un gran avance en 
el campo. Subsecuentemente se encontró que ciertas de estas actividades 
enzimáticas podían ser alteradas por el tratamiento de ratas con hidrocarburos 
policíclicos como el benzopireno y con otros fármacos tales como el fenobarbital. 
En los microsomas hepáticos de ratas tratadas con fenobarbital se encontró 
correlación directa entre la elevación progresiva de algunos fármacos y la caída 
con el contenido de P450. Para 1967, trescientas sustancias entre compuestos 
endógenos y compuestos exógenos químicamente relacionados ya habían sido 
descritas que tenían la capacidad para inducir su propio metabolismo (Goeptar et 
al., 1995). 
 
EVOLUCION DEL SISTEMA P450 
 
 El código genético del sistema P450 está ampliamente distribuido en 
muchas especies de microorganismos, plantas y animales; se acepta que este 
sistema comenzó hace 3,500 millones de años con solamente capacidades 
reductivas; hace aproximadamente dos mil millones de años cuando el oxígeno 
comenzó a acumularse en la atmósfera de la tierra provocó un cambio gradual en 
las funciones de las enzimas y por consecuencia en el desarrollo de sus 
capacidades oxidativas. 
 La aparición de los nuevos genes del sistema P450 inició hace alrededor de 
mil millones de años, cuando los animales y plantas aparecieron. Al tiempo que los 
animales comenzaron a alimentarse con plantas y éstas respondieron produciendo 
fitoalexinas; para que subsecuentemente los animales desarrollaran nuevos 
citocromos P450 para desintoxificarse de las fitoalexinas. La rápida aparición de 
nuevos genes para el sistema P450 sucedió hace 400 millones de años. Con este 
panorama se cree que fue creando a través del tiempo a lo que ahora conocemos 
como la súper familia del citocromo P450 (Nebert y González, 1987). En la Figura 
2 se esquematiza el proceso de evolución del sistema P450. 
TÇàxvxwxÇàxá 
 7
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2. Evolución a través del tiempo de la función metabólica 
del sistema P450. 
 
 En lo que respecta al ser humano y desde un punto de vista de evolución 
hay cinco razas, dos de las cuales representan una pequeña población; los 
Bushmen de África que incluye a Nigerianos y Bantues; la otra población es 
referida a los Aborígenes de Australia que incluye a los Papuanes y, a las tres 
grandes razas que incluye a Caucásicos que comprende a Ingleses, Italianos, 
Iraníes, Nor-indios y Sur-amerindios; los Mongoloides que incluye a Malasios, 
Chinos, Japoneses, Coreanos, Polinesios, Micronesios, Esquimales e Indios de 
Alaska; la tercera población es la referida a los Negroides. La evolución de estas 
cinco principales razas se ha realizado investigando estudios de lenguaje y varias 
mediciones biológicas, obteniendo que las separaciones de las razas negroides 
con los caucásicos ocurrió aproximadamente hace 150,000 años y que la 
separación entre los caucasoides y los mongoloides es al menos 
aproximadamente entre 40,000 y 60,000 años pudiendo dividir a la población 
humana sobre las bases de distancias genéticas (Goeptar et al., 1995; Kalow y 
Bertilsson, 1994; Bertilsson, 1995). Ver Figura 3. 
‘ 
TÇàxvxwxÇàxá 
 8
 
 
Figura 3. Evolución de las principales razas humanas, basadas en la 
comparación de proteínas y grupos sanguíneos. 
 
LA SUPER FAMILIA DEL P450 
 
 Desde que Garfinkel (1958), Klingenberg (1958) y Omura y Sato (1964a y 
1964b) reconocieron la existencia de un sistema enzimático capaz de metabolizar 
una serie de compuestos, no fue hasta el advenimiento de los progresos en la 
biología molecular que en 1987 cuando solamente treinta y un genes de este 
sistema ya eran conocidos, en solamente dos años se describieron 71 genes y 
para 1990 ya se habían reportado 151 y en 1996 se tenían ya 481 genes (Nelson 
et al., 1996). 
 Además el aislamiento y la secuenciación de numerosas proteínas P450, 
cADN y genes, han facilitado el desarrollo de un sistema de clasificación basado 
en los datos de alineamiento y en la secuencia de sus aminoácidos primarios. En 
este sistema se ha aceptado el italizar por el símbolo “CYP” el término de 
“citocromo P450” (Cyp para animales) los cuales están definidos por una 
superfamilia definida a través del tiempo por la transformación de sus genes que 
codifican; se cree que tenga una edad de 3.5 millones de años (Nelson et al., 
1996). 
 Esta súper familia se encuentra subdividida en familias de genes y a su vez 
éstas en subfamilias. Catorce familias se han identificado en mamíferos con 26 
subfamilias ya mapeadas; también se han encontrado dispersas, a través de un 
Lapp 
Ingleses 
Italianos 
Iranies 
 
Malasios 
Chinos 
Japoneses 
Polinesios 
Micronesios 
Esquimales 
Aborigenes Australianos
Indios de Alaska
Sur-Amerindios
Papuanes 
Nigerianos 
Busmanos 
Bantues 
Nor-Indios 
25 00050 000 75 000 100 000 Tiempo 
presente Años de evolución 
 
TÇàxvxwxÇàxá 
 9
gran número de especies; tres familias en insectos; once en hongos; dos en 
levaduras; dieciocho en bacterias; tres en nematodos; una en moluscos y veintidós 
en plantas (Nelson, et al., 1996). 
 Aquellas proteínas P450 que presentan una cantidad igual omenor al 40% 
o más de su identidad en secuencia de aminoácidos, son incluidas en la misma 
familia, designada por un número arábigo y aquellas con más de 55% de 
identidad, son incluidas en la misma subfamilia, designada por una letra 
mayúscula y a las enzimas individuales se les asigna un número especifico 
(Nelson et al., 1996). 
 El sistema de nomenclatura designa con un número arábigo comenzando 
con el 1 a las familias del gen; por ejemplo las enzimas hepáticas primarias 
metabolizadoras de fármacos se conjuntaron en cuatro familias designadas del 1 
al 4. Los P450 extra hepáticos que están involucrados en la biosíntesis de 
esteroides, pertenecen a las familias 18, 19 y 21; los P450 de las familias del gen 
en mitocondrias de levaduras y bacterias son referidos como 51/52 y 101/102, 
respectivamente. Las subfamilias son indicadas con letras mayúsculas 
secuenciales y los genes individuales dentro de la subfamilia son denotados por 
números arábigos secuenciales después de la letra. Hay comúnmente 8 
subfamilias en la familia P450 del gen 2, designadas con la letra A a la H y la 
siguiente subfamilia descubierta deberá ser llamada (Nelson, et al., 1996). 
 En la Figura 4 se esquematiza las principales familias y subfamilias del 
CYP450 que intervienen en el proceso oxidativo de fármacos en humanos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4 Familias y subfamilias de las principales isoenzimas del 
sistema monoxigenasa del CYP450. 
 
 
TÇàxvxwxÇàxá 
 10
FARMACOGENÉTICA Y POLIMORFISMO 
 
 La Farmacogenética se define como el estudio de las variaciones en las 
respuestas a los fármacos debidas a factores genéticos. Generalmente estudia 
diferencia en el metabolismo de fármacos, pero el transporte y el efecto de los 
fármacos también están incluidos. El la actualidad se asocia a la 
Farmacogenómica cuando se estudian las variantes alélicas directamente en 
general por medio de PCR en tiempo real o por secuenciación. Esto es un 
genotipo que determina un fenotipo y por tanto actualmente se busca asociar la 
presencia de genotipos con fenotipos (Meyer, 1990). 
 Por otra parte un polimorfismo se define cuando se tienen 2 ó más 
características asociadas a dos o más formas alélicas. En general se presentan 
cuando al menos 2% de una variante se encuentra presente un una población 
(Vogel et al., 1986). Y desde hace poco se describen los polimorfismo de una sola 
base como los responsables de las diferencias entre poblaciones en lo que se 
refiere la Farmacogenética entre poblaciones humanas. 
 La actividad de un principio activo, como propiedad intrínseca constante, se 
debe considerar en un sentido absoluto ya que después de su administración y 
una vez en el organismo, este provoca una serie de modificaciones bioquímicas 
que son reflejadas generalmente de una manera fisiológica. Esta situación 
dependerá en gran medida de la concentración que alcanza el fármaco en el 
organismo. Además de las propiedades químicas, físicas y fisicoquímicas propias 
del principio activo, también varios factores afectan esta situación, por un lado la 
base genética, los factores ambientales y las características del sujeto como edad, 
género y enfermedades o fármacos concomitantes. Todos ellos alteran la 
farmacocinética en su absorción, distribución y el metabolismo-excreción. Este 
último aspecto ha tomado una gran relevancia ya que a dado el inicio de otras 
ramas de la Farmacia como la Farmacogenética, la Farmacoantropología, y la 
Farmacoepidemiología. 
 Podemos señalar que los orígenes de la Farmacogenética se remontan a 
los trabajos de Garrod en 1902 fundador de la bioquímica genética, ya que fue el 
primero en sugerir que las variaciones en el metabolismo eran características que 
se heredaban a los descendientes. Motulsky en 1957, enfatizó que ciertas 
reacciones adversas pueden ser causadas por variaciones en la actividad de las 
enzimas que están genéticamente determinadas. Así mismo Vogel en 1959 fue el 
primero en proponer él termino Farmacogenética y en 1962 Kalow escribió la 
primera monografía sobre esta disciplina. Más adelante estas observaciones 
fueron confirmadas por las diferencias en la acetilación de isoniacida (INH). 
El campo de la Farmacogenética causó un gran interés en la década de los 
setentas, cuando Vesell E.S., demostró que el metabolismo de varios fármacos en 
gemelos idénticos es menos divergente que en gemelos no idénticos. En menos 
de 30 años, se han observado respuestas notablemente distintas, en lo que se 
refiere a la eficacia en la administración de fármacos; estas diferencian radican en 
respuestas exageradas en relación con su comportamiento farmacocinético 
(Vesell E.S. 1973). 
Cuando se trate de respuestas inusitadas como la ineficacia terapéutica ó 
intoxicaciones farmacológicas, en este sentido se habla de intolerancia ó 
TÇàxvxwxÇàxá 
 11
idiosincrasia según los cambios, ya sean cuantitativos y/o cualitativos (Lares y 
Trujillo-Jiménez, 2001). 
Tanto la idiosincrasia como la intolerancia tienen un origen genético y 
además están influenciadas por factores ambientales. Los factores genéticos son 
importantes ya que pueden causar cambios en la estructura de las enzimas 
metabolizantes de fármacos, que llevan a cabo la biotransformación de los 
fármacos; estos cambios pueden ser de carácter poligénico o monogénico 
(Phirmohamed et al 1996). 
En el caso de un sólo gen (monogénico) se conocen dos diferentes clases 
de polimorfismos farmacogenéticos: 1) los polimorfismos comunes, y 2) los 
polimorfismos raros (Meyer, 1990; Meyer et al., 1990; Vogel et al., 1986). 
 Inicialmente la definición de polimorfismo genético fue establecida por Ford 
en 1940, más tarde fue modificada por Cavalli-Sforza y Bodmer en 1971, después 
Vogel y Motulsky en 1986 y Meyer en 1991 contribuyeron a distinguir entre los 
fenotipos raros y comunes (Meyer et al., 1990). 
Un polimorfismo es definido como una característica monogénica o 
Mendeliana que se expresa en la población en al menos dos fenotipos, por 
ejemplo, metabolizadores rápidos o lentos, donde ninguno de los dos es raro y 
además ninguno de ellos ocurre con una frecuencia menor del 1-2% (Vogel et al., 
1986). Este fenómeno puede ser identificado por la presencia de una distribución 
bimodal, en que una de las modas corresponde al porcentaje de los 
metabolizadores rápidos y la otra moda corresponde al porcentaje de 
metabolizadores lentos (Steiner et al., 1988). 
Los primeros descubrimientos de polimorfismos se remontan a principios de 
los años 50 en el que se realizaron encuentros con un gran número de enzimas 
que mostraron gran variabilidad interindividual en sus niveles de expresión, como 
fue el caso de pacientes que padecían tuberculosis y que eran tratados con 
isoniazida (Huges et al., 1955 y Biehl JP 1957). Esta variabilidad en sus niveles de 
expresión puede estar determinada por alelos variantes o nulos que resultan de 
mutaciones de genes que codifican para estas enzimas que cuando es más de 1-
2%, podemos calificarlo como un polimorfismo genético. El gen específico mutado 
puede ser identificado a través del análisis de ADN y la mutación puede resultar 
en la formación de enzimas funcionalmente anormales o inactivas (Lares y Trujillo, 
2001). 
 Los hallazgos de los polimorfismos independientes de la Debrisoquina 
(Mahgoub et al.,1977), Esparteína (Eichelbaum et al., 1979) y la Mefenítoina 
(Küpfer et al., 1985) a finales de los años 70 e inicios de los 80, apoyan la idea de 
las diferencias significativas que se pueden presentar entre diferentes poblaciones 
en éste caso en comparación con poblaciones mongoloides. 
Algunos polimorfismos genéticos pueden tener su principal impacto sobre 
funciones orgánicas importantes, o bien, pueden constituir factores de riesgo para 
enfermedades, como es el incremento del riesgo en ciertos tipos de cáncer, otros 
polimorfismos funcionan como mecanismos de defensa contra algunas 
enfermedades infecciosas, como son los casos de paludismo. 
 El inicio dela Farmacogenética en el laboratorio clínico resalta la influencia 
de la genética en la farmacología, Linder et al. en 1999 señalan la importancia de 
la estructura de las proteínas para mantener la concentración del fármaco en el 
TÇàxvxwxÇàxá 
 12
estado de equilibrio, ellos revisan los conceptos fundamentales relacionados con 
la genética y con las enzimas metabolizadoras de los fármacos y dan ejemplos de 
cómo las distintas variaciones genéticas (polimorfismos) alteran la respuesta 
(fenotipo) de ciertas terapias en individuos seleccionados (Linder y Valdes, 1999). 
Estas observaciones señalan la importancia de genotipificar y/o fenotipificar la 
capacidad para la biotransformación de fármacos a los pacientes, que requieren el 
uso de múltiples medicamentos, ya que existen numerosos tratamientos con 
fármacos de uso clínico frecuente, que al ser administrados a individuos 
deficientes en el metabolismo de estos fármacos, presentan serias 
complicaciones, ya sea por deficiencia o por la ausencia de estas enzimas 
metabolizantes de fármacos. 
En virtud de que existen pocos trabajos de Farmacogenética realizados en 
poblaciones mexicanas, resultan muy importante el que se lleven a cabo éste tipo 
de estudios antes de iniciar el tratamiento con medicamentos con la finalidad de 
obtener resultados más eficientes en la terapia de pacientes que cursan con una 
deficiencia enzimática en el metabolismo de fármacos, lo cual implica un riesgo de 
toxicidad para el paciente y la predisposición a desarrollar otro tipo de 
enfermedades. 
En los últimos 30 años más de cien ejemplos de fármacos con carencia de 
efectividad a dosis usuales se han observado lo cual podría deberse al 
polimorfismo en la manera que metabolizan al fármaco o porque el receptor no es 
sensible. 
 Uno de los principales temas en el tratamiento medicamentoso del humano 
es la existencia de una amplia variabilidad en la velocidad del metabolismo de 
oxidación de fármacos, y considerando además que la velocidad de eliminación de 
muchos depende principalmente de la velocidad del metabolismo oxidativo por el 
sistema del citocromo P450 en el hígado, y que éste sistema está caracterizado 
por la presencia de múltiples isoenzimas que poseen su propia selectividad de 
sustrato pero con un marcado traslapamiento, no es de sorprender la elevada 
intervariabilidad existente en las concentraciones alcanzadas por un fármaco, así 
como de sus diferencias en los valores de depuración y tiempos de vida media. 
 Las variaciones que se observan en la velocidad y extensión de la 
oxidación de fármacos se deben a las diferencias en las actividades enzimáticas 
las cuales son determinadas principalmente por la constitución genética, aunque 
también el estado de la enfermedad, la edad, así como de los factores 
ambientales, el modelo alimentario, el fumar, los fármacos administrados 
concomitantemente y la exposición ocupacional a químicos contribuyen a esta 
misma causa (Meyer, 1990). 
 Estas situaciones, a nivel mundial han dado a conocer la existencia en unas 
diferencias interétnicas o interraciales en la respuesta de un fármaco, por lo que 
ha tomado una gran relevancia con la Farmacogenética ya que esta diferencia 
tiene respuesta en bases genéticas bien establecidas (Kalow y Bertilsson, 1994). 
 La variabilidad en el metabolismo y cinética de los fármacos podría 
contribuir a las considerables diferencias en las concentraciones plasmáticas 
cuando los pacientes son tratados con regímenes de dosificación estándar, lo que 
provoca diferencias importantes en el efecto terapéutico, por lo que el 
TÇàxvxwxÇàxá 
 13
establecimiento de la relación entre la concentración plasmática y la respuesta de 
un fármaco toma gran relevancia (Breimer, 1983). 
 En la práctica clínica muchos problemas han resurgido con fármacos que 
tienen un estrecho índice terapéutico y más aún cuando se trata de pacientes con 
capacidades oxidativas que se desvían considerablemente del promedio 
poblacional; como por ejemplo, en avanzadas enfermedades hepáticas; en 
deficientes metabolizadores de fármacos sujetos al polimorfismo de la oxidación. 
Las consecuencias farmacológicas de procesos de biotransformación desiguales 
además traen como resultado una acumulación no prevista del fármaco con 
potenciales efectos toxicológicos. Bajo tales condiciones, la individualización de la 
terapia es necesaria y la evaluación de la capacidad oxidativa evaluada por la 
aplicación de sustratos de prueba podría ayudar a ser una herramienta muy útil en 
éste campo principalmente cuando enfocamos esta situación a las diferencias 
raciales en la respuesta terapéutica de un fármaco, lo que podría reflejarse en 
diferencias en la patología causal de la enfermedad inherente (Kalow y Bertilsson, 
1994). 
 Por lo que está claro que los entidades gubernamentales que regulan los 
nuevos fármacos y, los centros de desarrollo de nuevas formulaciones tendrán 
ahora que enfocar su atención sobre a cual población va dirigido un nuevo 
fármaco y/o formulación y que nuevas pruebas deberían ser realizadas. 
 
 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 14
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 
 
 Para muchos fármacos la respuesta a un tratamiento varÍa ampliamente: 
desde la ausencia de respuesta hasta a severas reacciones adversas entre los 
pacientes tratados con la misma dosis de principio activo. Como ya se mencionó; 
un gran número de factores, incluyendo sociales, psicológicos, genéticos, 
patofisiológicos y ambientales, contribuyen a esta variabilidad. Entre los procesos 
más documentados que producen diferencias interindividuales en la respuesta de 
un fármaco es su farmacocinética (Weslay Clar 1993); estas diferencias 
principalmente han mostrado variabilidad en las concentraciones alcanzadas en la 
sangre y por consecuencia en el sitio de acción; por ejemplo, en los receptores 
donde el fármaco se cree que ejerce su efecto. 
 Con pocas excepciones muchos de los fármacos empleados resultan ser 
compuestos altamente lipofílicos, por lo que ellos estarán sujetos a un amplia 
biotransformación metabólica en el organismo para producir metabolitos más 
polares, los cuales son más fácilmente excretados en la orina o bilis. En general 
las enzimas que contribuyen en las reacciones oxidativas de la fase I catalizadas 
por el citocromo P450 (CYP) tienen un papel muy importante, aunque también es 
menester mencionar a las reacciones de conjugación de la fase II tales como la 
glucuronidación que también ocurren. 
 Las reacciones metabólicas catalizadas por el CYP típicamente presentan 
una marcada variabilidad interindividual y algunas veces intraindividual 
relacionada la mayoría de las veces a las diferencias en las concentraciones 
plasmáticas alcanzadas en el estado estacionario del fármaco en relación a la 
dosis; por ejemplo existe una variabilidad de 30 a 40 veces en las concentraciones 
en estado estacionario alcanzadas por nortriptilina entre pacientes tratados con la 
misma dosis, de la misma forma la gran diferencia interindividual en las 
concentraciones plasmáticas de muchos fármacos están bien documentadas 
(Goldstein et al., 1995). 
 Durante los últimos 10 años el conocimiento del papel de los CYPs 
individuales, en el metabolismo de fármacos así como de su regulación se ha 
expandido enormemente; de especial interés han estado involucrados los factores 
genéticos en el metabolismo y respuesta de un fármaco, campo de investigación 
de la llamada Farmacogenética. La actividad de ciertos CYPs está regulada 
genéticamente y distribuido polimórficamente en la población. 
 Es ahora claro que para muchos fármacos, pero especialmente los 
psicotrópicos los factores genéticos son la principal fuente de variabilidad en su 
disposición ((Bertilsson y Dahl, 1996). Este es el caso de las benzodiacepinas 
algunas como diazepam que son metabolizadas por el CYP2C19. 
 Como se han descrito (Bertilsson y Dahl, 1996), la superfamilia de las 
enzimas del CYP tiene casi 100 diferentes isoenzimas en los mamíferos; 
localizadasen las membranas del retículo endoplasmico principalmente en el 
hígado pero también en otros órganos; como ya se mencionó, estas enzimas usan 
el oxígeno para transformar compuestos lipofílicos a sustancias más hidrofílicas 
que son susceptibles a sufrir reacciones de conjugación; por lo que las sustancias 
endógenas como exógenas pueden ser sustratos de varias isoenzimas del CYP. 
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 15
 En humanos la existencia de 32 enzimas del CYP se han demostrado, 
algunas de éstas son inducibles, por ejemplo CYP1A2 es inducible por el fumar; la 
CYP2E1 es inducible por el alcohol y la CYP3A4 por los fármacos antiepilépticos. 
 Entre las enzimas más estudiadas y por consecuencia mejor conocidas se 
encuentran las actividades del CYP2D6 y CYP2C19 que presentan un 
comportamiento distribuido bimodalmente en las poblaciones, permitiendo así la 
clasificación de individuos como metabolizadores extensos o metabolizadores 
deficientes con respecto a las actividades de estas enzimas (Bertilsson, 1995). 
 El polimorfismo del CYP2D6 fue descubierto de manera independiente en 
los 70 por Mahgoub en Londres (Mahgoub et al., 1977) cuando estudiaba el 
metabolismo de la debrisoquina y por otro lado Eichelbaum en Bonn (Eichelbaum 
et al., 1979) cuando investigaba el metabolismo de la esparteína, encontrando 
después que estas dos reacciones cosegregaban de la misma forma, es decir en 
ambas interviene el mismo CYP, o sea el 2D6. Una estrecha correlación entre la 
relación metabólica (RM) de la excreción urinaria del fármaco inalterado con 
respecto a sus metabolitos en los dos fármacos, se encontró en la población 
caucásica de Alemania; más tarde una estrecha correlación fue encontrada entre 
RM´s de debrisoquina y esparteína entre la población japonesa. En una población 
caucásica británica Evans y cols. establecieron una antimoda (punto de corte 
entre los fenotipos de metabolizadores extensos y metabolizadores deficientes) 
para la RM de debrisoquina de 12.6 valor confirmado en estudios poblacionales de 
caucásicos. Alrededor del 7% de caucásicos se han clasificado como 
metabolizadores deficientes de debrisoquina/esparteína. Subsecuentemente otro 
polimorfismo del metabolismo oxidativo de fármacos fue descubierto en 1977 por 
Küpfer y cols. el cual reportó un metabolismo estereoselectivo de la Mefenítoina 
mediado por el CYP2C19 con unos 3% de caucásicos clasificados como 
metabolizadores deficientes (Bertilsson, 1995). 
 En ambos polimorfismos las actividades enzimáticas están bajo control 
monogénico y el fenotipo de los metabolizadores deficientes es inherente a una 
alteración en el código genético de tipo autosomal (Bertilsson y Dahl, 1996). 
 Por otro lado, estudios poblacionales para determinar la capacidad 
metabolizadora de fármacos no son abundantes; pero si bien es cierto, 
últimamente los investigadores han puesto sus esfuerzos sobre una deficiencia 
selectiva de éste proceso, por su gran importancia clínica a nivel mundial; de 
manera que los estudios de metabolismo en el hombre tienden a ser de control 
monogénico hacia las enzimas metabolizadoras, así que con el control 
monogénico de los datos poblacionales obtenidos de un parámetro medido, 
deberá ser bimodal en una distribución normal. De tal forma que si un fármaco que 
sea afectado por tal deficiencia podría servir como un marcador de la enzima en 
cuestión, de manera que la importancia en la selección apropiada de un parámetro 
es incuestionablemente importante (Inaba et al., 1984). 
 Bajo estas circunstancias las características ideales de un fármaco sonda o 
de prueba para fenotipificar una enzima específica debe incluir: 
1) Seguridad en un amplio rango de poblaciones 
2) De fácil administración, muestreo y análisis químico 
3) Reproducibilidad en la asignación del fenotipo y 
4) Un alto grado de especificidad para la enzima de interés. 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 16
 La Mefenítoina es el fármaco sonda de elección para fenotipificar el 
CYP2C19 y muy recientemente el OMP (Balian et al., 1995). 
 A continuación se describen los principales estudios relacionados para la 
elección del fármaco sonda en éste proyecto: 
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 17
MEFENITOINA 
 
 La Mefenítoina U.S.P. Mesantoina® es la 3-metil-5,5-difenilhidantoína; 
pertenece al grupo de las hidantoínas y fue introducida en 1945 para el 
tratamiento de la epilepsia, su espectro antiepiléptico es similar al de la fenitoína y 
puede exacerbar la crisis de ausencia; la Mefenítoina causa mucho menos ataxia, 
hiperplasia gingival, sufrimiento gástrico e hirsutismo que la fenitoína y menos 
sedación que el fenobarbital, pero la toxicidad seria es común. Estos efectos 
adversos incluyen erupciones morbiliformes en el 10% de los pacientes, fiebre, 
linfadenopatía, leucopenia, pancitopenia, agranulocitosis, hepatotoxicidad, 
periarteritis nodosa y lupus eritematoso. Se conocen muertes atribuidas a la 
anemia aplástica (Weslay et al., 1993; Goodman et al., 1991). 
 En su mayor parte los mecanismos de acción de los compuestos 
antiepilépticos incluyen la estabilización de las membranas neuronales y limitan la 
actividad convulsiva, aumentando la salida o disminuyendo la entrada de iones 
sodio a través de las membranas celulares en la corteza motora, durante la 
generación de impulsos nerviosos (Weslay et al., 1993; Goodman et al., 1991). 
 Serían deseables las acciones limitadas hacia neuronas focales, pero 
ninguno de los fármacos antiepilépticos que se conocen poseen éste grado de 
especificidad. Las variaciones inducidas por fármacos en la permeabilidad a iones 
específicos pueden explicar algunos de sus efectos, así tenemos que el grupo de 
las hidantoínas reducen el flujo de sodio y el pasaje de calcio a través de las 
membranas; por lo que estos efectos tenderán a estabilizar las membranas e 
interferir con la liberación de neurotransmisores, hormonas, etc. mediada por 
calcio. Un estudio retrospectivo sobre la utilización de la Mefenítoina en la 
epilepsia sugiere que es útil en la prevención de las crisis focales y que las 
concentraciones plasmáticas pueden aproximarse de 25 a 40 µg/mL (Weslay et 
al., 1993; Goodman et al., 1991). 
 La dosis diaria típica es de 300 a 600 mg en adultos y de 100 a 400 mg en 
niños. Se vende en tabletas de 100 mg (Weslay et al., 1993; Goodman et al., 
1991). 
 El uso terapéutico de la Mefenítoina, hoy en día se ha sustituido 
completamente por otros fármacos. Este fármaco presenta en ratones un DL50 de 
61 mg/Kg; las concentraciones plasmáticas terapéuticas oscilan de 5 a 16 µg/mL 
y, valores por arriba de 20 µg/mL son considerados tóxicos (Weslay et al., 1993; 
Goodman et al., 1991). 
 La característica, más importante desde el punto de vista a tratar, es que 
éste fármaco presenta en su estructura cuatro diferentes sustituyentes en la 
posición 5 del núcleo de la hidantoína lo que genera un centro asimétrico y por lo 
tanto puede existir en 2 formas enantioméricas, el enantiómero D que representa 
la configuración R y el enantiómero L que representa la configuración S (Küpfer et 
al., 1984). Ver Figura 5. 
 En el hombre las principales rutas de metabolismo para la Mefenítoina son 
la hidroxilación aromática de la posición 4 del anillo fenilo para producir la 4-
hidroximefenítoina que subsecuentemente es conjugada y rápidamente eliminada 
en orina y, secundariamente la N-desmetilación a 5-etil-5- fenilhidantoína (PHE o 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 18
Nirvanol) siendo ésta la principal hidantoína circulante en plasma durante la 
terapia crónica con Mefenítoina. Este proceso se indica en la Figura 5. 
 
 
 
o
o
2 5
S -P E H
 (A c tiv a )
H id ro x ila d o re s
d e fic ie n te s
o
o
3
C H2 5
 S -M e fe n ito in a
 (A c tiv a )
o
3
C H2 5
H O
o
H id ro x ila d o re s
e x te n s o s
S -4 -H id ro x im e fe n ito in a
( In a c tiv a )
 
R -P E H
(A c tiv a )
T o d o s lo s s u je to s
R -M e fe n ito in a
(A c tiv a )
N -H
N
H
N -C H
N
H
C H
N-C H
N
H
o
o
C H
2 5
N -H
N
H
 
o
o
3
C H2 5
N -C H
N
H
 
 
Figura 5. Principales rutas metabólicas para la Mefenítoina en el hombre. 
 
 
 
 
 
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 19
 Como en ninguna de estas transformaciones influye el centro de asimetría, 
los metabolitos tienen la misma configuración enantiomérica de su precursor. En 
un estudio previo realizado por Küpfer et al. (1981), la estereoespecificidad de 
estas rutas de metabolismo fueron investigadas después de una dosis única de 
una mezcla racémica de Mefenítoina; en este estudio se administraron por 
separado los enantiómeros marcados cada uno con 14C o 3H según el caso y 
entonces se reconstituyó una mezcla de pseudoracemato, después de la 
administración oral se observó una marcada diferencia en el perfil metabólico 
urinario entre los dos enantiómeros. 
 La S-Mefenítoina se excretó rápidamente como 4-hidroximefenítoina 
mientras que la R-Mefenítoina contribuyó a la principal proporción del PHE 
formado. Este último metabolito se excretó lentamente en orina. 
 Küpfer et al. (1982) demostraron que el enantiómero R pero no el S es el 
que se acumula durante la terapia crónica y provee la principal contribución a 
hidantoína circulante. En éste mismo estudio se determinó una vida media para la 
Mefenítoina de 5.3  0.5 h con un tiempo de concentración plasmática máxima de 
una hora después de la administración oral de una mezcla racémica de 
Mefenítoina, la excreción urinaria de Mefenítoina fue muy baja ya que presentó un 
recobro menor al 2% de la dosis administrada y comprobó que la 
4-hidroximefenítoina fue el principal metabolito en orina con un recobro del 
43%  3% del total de la dosis racémica administrada, equivalente al 95  4% de 
la S-Mefenítoina; la unión a proteínas plasmáticas para la Mefenítoina libre en la 
mezcla racémica fue de 70.2  2.3% para el enantiómero S y de 63.8  2.7% para 
el enantiómero R sin encontrar diferencias estadísticamente significativas entre 
ellos; esto nos demuestra que el metabolismo estereoselectivo no puede ser 
atribuido a una unión a proteínas estereoespecífica. Cuando la Mefenítoina fue 
administrada a dosis múltiple durante 14 días la excreción urinaria de la 4-
hidroximefenítoina permaneció constante lo que no provoca un peligro de 
acumulación. En contraste la PHE fue en aumento ligero durante éste tiempo, con 
un perfil similar al aumento en plasma. La depuración urinaria para el PHE fue 
baja de 4.4  0.3 mL/min entre los días 11 y 14. La composición enantiomérica de 
la Mefenítoina excretada en orina fue rápidamente para el S enantiómero (Küpfer 
et al., 1982). 
 Esto nos demuestra que el metabolismo de la Mefenítoina es un claro 
ejemplo de estereoespecificidad con una marcada influencia en la 
biodisponibilidad del fármaco activo; éste grupo confirma que la S Mefenítoina se 
metaboliza rápidamente a 4-hidroximefenítoina por una hidroxilación aromática y 
se excreta por el organismo rápidamente vía orina en su forma conjugada con 
ácido glucurónido y que éste comportamiento se mantiene aún en 
administraciones múltiples; en contraste con la incapacidad del hígado en 
hidroxilar la R Mefenítoina en la posición 4 del anillo aromático lo cual provee rutas 
metabólicas alternas como lo es la N-desmetilación oxidativa para formar el PHE 
con una velocidad de eliminación urinaria baja teniendo como consecuencia una 
acumulación. 
 Küpfer et al. (1984) encontraron una incidencia familiar de esta deficiencia 
en el metabolismo de la Mefenítoina a 4-hidroximefenítoina al hallar en 2 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 20
hermanos éste defecto lo que sugiere que esta deficiencia es de origen genético; 
mientras que la segunda ruta de N-desmetilación mostró no ser afectada por esta 
situación por lo que no hay evidencia de su estereoselectividad. 
 En el estudio de Wedlund (1984) encontró una distribución bimodal para la 
hidroxilación de debrisoquina con un 7% en población caucásica residente al 
centro de Tennessee (156 sujetos, 149 hombres y 7 mujeres); datos similares a 
poblaciones británicas, canadienses y germanas del mismo origen étnico; pero 
debido a la diversidad racial de la población en USA no se puede asumir que la 
misma distribución esté presente en todos los americanos caucásicos u otros 
grupos étnicos. Además el comportamiento no estuvo relacionado al defecto de 
hidroxilación de la debrisoquina. En otro reporte por Küpfer et al. (1984) 
administraron el PHE en mezcla racémica de S-PHE y R-PHE con el propósito de 
determinar si eran las mismas enzimas responsables de la hidroxilación de 
Mefenítoina y el PHE en humanos. En este caso se administró a sujetos 
tipificados por el índice de hidroxilación en metabolizadores deficientes y 
metabolizadores extensos, encontrando que el recobro de 4-OH-PHE en 24 h. fue 
mayor para los sujetos metabolizadores extensos que para los sujetos 
metabolizadores deficientes mientras que el recobro de PHE inalterado en orina 
no fue significativamente diferente en los 2 grupos. La velocidad de excreción 
urinaria tanto de S-PHE y 4-OH-PHE presentó un tiempo de vida media de 
aproximadamente 4.5 días mientras que el compuesto R fue eliminado con un 
tiempo de vida media de 10 días; la velocidad de excreción urinaria del S-PHE fue 
similar al R-PHE lo que indica una estereoselectividad en la hidroxilación 
aromática del S-PHE pero no una selectividad en la eliminación renal entre los 
dos enantiómeros. Este estudio provee evidencia convincente de que las enzimas 
metabolizadoras en la hidroxilación aromática de PHE en humanos son las 
mismas involucradas en la hidroxilación aromática de la Mefenítoina. 
 A la fecha se han realizado ya un sin número de estudios poblacionales 
utilizando la relación enantiomérica S/R de fármaco inalterado en orina y el índice 
metabólico entre la S-Mefenítoina/4- hidroximefenítoina en orina después de una 
dosis oral de una mezcla racémica, con el propósito de conocer la incidencia entre 
metabolizadores deficientes y metabolizadores extensos y encontrar posibles 
diferencias interétnicas en la ocurrencia del fenotipo, midiendo estos parámetros 
en la Tabla I se muestran algunos de los más relevantes en donde se pone de 
manifiesto la aplicación de los conceptos mencionados con anterioridad, 
mostrando el porcentaje de incidencia de metabolizadores deficientes en la que 
claramente se observa las diferencias interétnicas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 21
Tabla I. Diferencias interétnicas en la incidencia de metabolizadores 
deficientes en el proceso de oxidación de la Mefenítoina 
Origen étnico 
Número de 
sujetos 
Metabolizadores 
deficientes (%) 
Referencia 
Caucásicos: 
Norteamericanos 156 7.0 Wedlund 1984 
Suizos 221 5.4 Küpfer 1984 
Canadienses 118 4.2 Jurima 1985 
Holandeses 172 2.3 Schellens 1986 
Orientales: 
Chinos 
39 5.1 Jurima 1985 
244 14.6 Goldstein 1995 
Japoneses 
31 23.0 Jurima 1985 
100 18.0 Nakamura 1985 
Coreanos 206 12.6 Shon 1992 
Cuna Amerindios: 
Panamá 90 0.0 Inaba 1988 
Negroides: 
Gente negra de 
U.S.A. 
27 18.5 Bertilsson1995 
Zimbabwes 103 4.0 Bertilsson1995 
 
 Está claro entonces que la frecuencia de distribución metabólica para 
convertir la S-Mefenítoina a 4-hidroximefenítoina presenta una clara distribución 
bimodal y que es expresada por dos distintos fenotipos: los metabolizadores 
extensos; aquellos que metabolizan rápidamente a la S-Mefenítoina y los 
metabolizadores deficientes el cual tiene una velocidad de transformación de la S-
Mefenítoina demasiado lenta; además de existir una marcada diferencia 
interétnica con respecto a la incidencia del fenotipo de metabolizadores 
deficientes, por lo que podemos decir que la frecuencia de ocurrencia es mucho 
mayor en poblaciones orientales entre un 17 y 23%; mientras que en poblaciones 
caucásicas es de 3 y 6%. 
 El grupo de De Morais (1994) pone de manifiesto las bases moleculares del 
polimorfismo que presenta la enzima del CYP2C19responsable de la 4´-
hidroxilación de la S-Mefenítoina en el hígado humano en donde señala la 
existencia de un sitio aberrante del cADN CYP2C19 en el exon 5 con alteración de 
una guanina por una adenina conociéndose con el nombre de alelo CYP2C19m1 
en la nomenclatura antigua y hoy definido como CYP2C19*2 común en 
poblaciones orientales y caucásicas encontrándose entre el 75 al 83%; este 
mismo grupo de investigadores en un segundo trabajo De Morais en el mismo año 
pone de manifiesto un segundo defecto del mismo tipo una mutación de una 
guanina por adenosina pero ahora en el exón 4 en la posición 636 creando un 
codon prematuro; este recibió el nombre de alelo CYP2C19m2; o CYP2C19*3 en 
la nueva nomenclatura esta mutación sólo fue encontrada en orientales mientras 
que en caucásicos estuvo ausente. 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 22
T. Izhizaki et al. (1999) de acuerdo al análisis genotípico del CYP2C19 en 
metabolizadores deficientes identifica que éste comportamiento consiste de tres 
genotipos CYP2C19*2/*2, *3/*3 o *2/*3; mientras que para los metabolizadores 
extensos (ME) incluye dos genotipos, homocigotos 2C19*1/*1 y heterocigotos 
2C19*1/*2 y *1/*3 encontrados en sujetos japoneses. 
 Sin embargo Branch et al. (1997), reportaron posibles errores en la 
diferencia interfenotípica con la formación de un nuevo metabolito de Mefenítoina 
ácido lábil, que induce bajo estas condiciones una regresión a la forma S de la 
Mefenítoina, lo que provoca un aumento de S-Mefenítoina, por lo que al 
determinar el tipo de fenotipo se obtendrá un valor irreal de la relación S/R; 
aunque sólo éste cambio se manifiesta en los metabolizadores extensos. 
 Bajo estas características Zhang (1991) determina que el uso de la relación 
urinaria de S/R para ser utilizada como parámetro para fenotipificar el CYP2C19 
tiene sus limitaciones. Esta situación es confirmada por Tybring (1992) en un 
estudio con 488 sujetos; aún en muestras bajo congelamiento. 
 Por otro lado Setiabudy et al. (1992) recomiendan precaución en el uso de 
dosis usual empleada para la Mefenítoina para fenotipificar el CYP2C19, que es 
de 100 mg de la mezcla racémica por vía oral, Setiabudy et al. encuentran que en 
sujetos de origen oriental, clasificados como metabolizadores deficientes, el 
desarrollo de efectos indeseables, como vértigos con desvanecimientos así, como 
insomnio y presión arterial elevadas, por lo que sugiere disminuir las dosis de 
Mefenítoina a 50 mg en éste tipo de población y administrarla por la noche al 
tiempo de irse a dormir. 
 Desde el punto de vista metodológico en las diferentes publicaciones de 
Wedlund (1984; Branch et al., 1987; Zhang et al., 1991 y Küpfer (1981; 1984; 
1984; Wedlund et al., 1984; 1984) han puesto de manifiesto que las mediciones 
simultáneas de metabolito y fármaco inalterado, en el que ambos se encuentran 
presentes deben estar en cantidades considerables, ya que no solamente 
permitirán medir el metabolismo sino también el de permitir correcciones sobre los 
bajos recobros, debido a recolecciones urinarias incompletas. 
Desafortunadamente esto último no es posible para la Mefenítoina ya que menos 
del 2% de la dosis se excreta por la orina en forma inalterada tanto en 
metabolizadores deficientes como extensos por lo que sus concentraciones 
siempre estarán cerca del límite de la sensibilidad de los procedimientos por 
HPLC. 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 23
OMEPRAZOL 
 
 El OMP Losec es el 5-metoxi-2-{[(4-metoxi-3, 5-dimetil-2-piridinil) metil ] 
sulfinil}-1H- benzimidazol; es el primer compuesto de una nueva clase de potentes 
inhibidores de la secreción gástrica, por la inhibición selectiva de la enzima 
ATPasa H+/K+ de la bomba de protones ácido gástrico en las células gástricas 
parietales; proporciona un medio clínico para la supresión de los procesos 
gástricos. Este agente antiulcerante difiere en su mecanismo de los antagonistas 
de los receptores H2 de la histamina tales como la cimetidina y ranitidina así como 
de los agentes anticolinergicos en términos del acortamiento de la proporción de 
úlceras gástricas y duodenales; es extremadamente valioso para el tratamiento del 
síndrome de Zollinger-Ellison (Kaoru et al., 1992). El OMP contiene un grupo 
sulfinilo en puente que une a los dos anillos de benzimidazol sustituido y piridina 
por lo que presenta una estabilidad química y carece de actividad inhibitoria a pH 
neutro. No obstante, en un pH ácido menor a 5 el compuesto está protonado y se 
reorganiza con rapidez en dos especies, un ácido sulfénico y una sulfenamida, 
que reacciona con los grupos sulfidrilo de la enzima ATPasa H+/K+ para producir 
en esta forma, una inhibición completa cuando las dos moléculas reactivas 
derivadas del OMP se unen a cada molécula de enzima a través de uniones 
disulfuro (Goodman et al., 1991). 
 Para que el OMP alcance las células parietales gástricas necesita llegar a 
través del torrente sanguíneo después de su absorción gástrica y en los 
canalículos secretores el OMP está expuesto a un pH menor de 2.0 por lo que 
llega a protonarse y bajo estas condiciones ácidas éste se convierte en su forma 
activa; la sulfenamida que reacciona covalentemente con los grupos -SH de los 
residuos de cisteína sobre la superficie de la enzima ATPasa H+/K+ de la bomba 
de protones ácido gástrico e inhibiendo así su actividad (Shon et al., 1992). El 
mecanismo se muestra en la Figura 6 
 
cÄtÇàxtÅ|xÇàÉ wxÄ ÑÜÉuÄxÅt 
 24
N
C H 3
C H
C H
3
3O
O
S
N H
N
C HO 3
N
C H 3
C H
C H
3
3O
OS
C HO
3
+
H
N HN
N
C H 3
C H
C H
3
3O
S
+
N N
C HO
3
H+
O m e p ra zo l A c id o S u lfé n ico S u lfe n a m id a
+
N
N
C H 3
C H
C H
3
3O
S
C HO
3
N H
S
E n z im a -S H
E n z im a
C o m p le jo in h ib id o r d e e n z im a 
 
Figura 6. Mecanismo de disociación del OMP y formación del complejo 
con la enzima ATPasa H+/K+ de la bomba de protones ácido 
gástrico. 
 
 El OMP se presenta en cápsulas de 20 mg con cubierta entérica pues éste 
activo no es estable a valores bajos de pH. 
 Con respecto a su farmacodinamia, Lind et al. encuentran que el grado de 
supresión en la secreción gástrica está correlacionada con el área bajo la curva 
del perfil de la concentración plasmática vs tiempo (ABC), pero no relaciona 
directamente con el curso a través del tiempo de las concentraciones plasmáticas 
del OMP; por lo que el concluye que el efecto es dosis dependiente y de larga 
duración, a pesar de que el OMP se elimina rápidamente con un tiempo de vida 
media plasmática (t1/2),menor a una hora y efectivo durante 24 a 72 horas después 
de una dosis única. Sin embargo, Andersson et al. en 1990 al determinar el efecto 
de la administración a dosis única y dosis repetidas sobre la biodisponibilidad del 
OMP en 10 sujetos sanos administrando 20 mg de OMP en gránulos con cubierta 
entérica, encapsulados y comparando con una solución amortiguada de 
bicarbonato de sodio conteniendo 20 mg de OMP; y también con la administración 
intravenosa de 0.12 mg de OMP marcado con 14C; encontró grandes variaciones 
en el ABC y en los valores de depuración plasmática (Cl) para todos los casos, 
aunque estas diferencias fueron estadísticamente no significativas, más no así 
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para los valores de t1/2; las ABC fueron mayores y estadísticamente significativas 
para la solución, obteniendo como resultado, valores de biodisponibilidad en un 
rango 0.19 a 0.99; concluyendo finalmente que los parámetros farmacocinéticos 
para el OMP no se ven alterados por la administración única y múltiple; y que las 
ABC para la solución observadas se deben a la poca degradación ácida del OMP 
en el estómago y que sus variaciones son debidas a la baja capacidad 
amortiguadora de la solución (Anderson et al., 1990). 
 Por otro lado el OMP es un compuesto que presenta un grupo sulfóxido en 
su molécula unido a diferentes sustituyentes en el átomo de azufre por lo que 
forma un compuesto quiral debido a su configuración tetraédrica; Erlandsson