Filogeografa-y-diversidad-genetica-en-Cucurbita-pepo-L -1753-en-Mexico

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA 
 DE MÉXICO 
 
 FACULTAD DE CIENCIAS 
 
 
Filogeografía y diversidad genética 
en Cucurbita pepo L. 1753 en 
México. 
 
 
 
 
 
T E S I S 
 
 
 PARA OBTENER EL TÍTULO DE: 
 BIÓLOGA 
 
 
 
 P R E S E N T A : 
 
KAREN YAZMÍN RUIZ MONDRAGÓN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DIRECTOR DE TESIS: 
DRA. GABRIELA CASTELLANOS MORALES 
DR. LUIS ENRIQUE EGUIARTE FRUNS 
 
2017 
 
 
Veronica
Texto escrito a máquina
CIUDAD UNIVERSITARIA, CD.MX.
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
	
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Hoja de datos del jurado 
 
1. Datos del alumno 
Ruiz 
Mondragón 
Karen Yazmín 
63059521 
Universidad Nacional Autónoma de México 
Facultad de ciencias 
Biología 
308306645 
	
  
2. Datos del tutor 1 
Dra. 
Castellanos 
Morales 
Gabriela 
	
  
3. Datos del sinodal 1 
Dr. 
Eguiarte 
Fruns 
Luis Enrique 
	
  
4. Datos del sinodal 2 
Dr. 
Lira 
Saade 
Rafael 
	
  
5. Datos del sinodal 3 
M. en C. 
Scheinvar 
Gottdiener 
Enrique 
	
  
6. Datos del sinodal 4 
Dra. 
Aguirre 
Dugua 
Xitali 
 
7. Datos del trabajo escrito 
Filogeografía y diversidad genética en Cucurbita pepo L. 1753 en México 
84 p 
2017 
	
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AGRADECIMIENTOS 
Agradezco infinitamente a mis tutores Gabriela Castellanos Morales y Luis E. 
Eguiarte Fruns, por haberme enseñado tanto, por su apoyo incondicional y por 
ayudarme en cualquier duda existencial. 
Al proyecto CONABIO KE004, Diversidad genética de las especies de Cucurbita 
en México e hibridación entre plantas genéticamente modificadas y especies silvestres 
de Cucurbita, dirigido por el Dr. Rafael Lira Saade, el Dr. Luis E. Eguiarte Fruns y el Dr. 
Salvador Montes Hernández, por el apoyo brindado para realizar el presente trabajo. A 
CONACYT, por la beca de ayudante de investigador, SNI (No. 739748). 
A mis sinodales por tomarse el tiempo de leer mi tesis y por sus correcciones. Al 
laboratorio de Evolución Molecular y Experimental del Departamento de Ecología 
Evolutiva del Instituto de Ecología de la Universidad Nacional Autónoma de México, 
especialmente a la Dra. Valeria Souza y al Dr. Luis E. Eguiarte Fruns por permitirme 
trabajar en su laboratorio, a las excelentes técnicos la Dra. Erika Aguirre Planter y Dra. 
Laura Espinosa Asuar, por su apoyo técnico y siempre estar al pendiente de que no 
faltara nada, así como a la Sra. Silvia Barrientos por su apoyo técnico. A todos los que 
conforman este laboratorio, Jaime Gasca, Enrique Scheinvar, Niza Gámez, Gabriel 
Merino, Richard, Mariette, Manuel, Jonás, Mirna y especialmente a Yocelyn Gutiérrez 
que me apoyó e iluminó en cuestiones de bioinformática, en fin a todos los labs, gracias 
por haberme apoyado y estar dispuestos a enseñarme en cualquier momento y en 
cualquier duda que surgiera. 
Un agradecimiento especial al “Team Cucurbita” porque siempre nos apoyamos, 
nos enseñamos y nos compartimos conocimiento, por su amistad y por los momentos 
agradables en las salidas de campo y en diversas ocasiones, especialmente a 
Guillermo Sánchez, Helena Hernández, Leslie Paredes, Josué Barrera y Paulina 
Hernández, porque realmente fue el mejor equipo de investigación que pude tener! 
A la Facultad de Ciencias, UNAM por haberme formado como Bióloga y como 
persona, por unas increíbles prácticas de campo, a mis amigos “Pulpax” por todos los 
buenos momentos y viajes inolvidables que pasamos y compartimos juntos. 
A mi familia, a mi madre especialmente por darme siempre su apoyo 
incondicional sin pensarlo dos veces, a mi daddy Gaby, a mi compañero de vida y mejor 
	
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amigo Alfonso por ser mi luz, mi virtud, a mis hermanos, a mi padre Paco y a Silvia, 
porque todos ellos son el pilar y lo mas importante en mi vida siempre los amaré y 
gracias por enseñarme a nunca darme por vencida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A mi madre 
“Gracias vida por mi madre, y a mi madre por ser mi maestra” 
	
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RESUMEN 
El género Cucurbita presenta 22 taxa comúnmente llamadas “calabazas” e incluye 
Cucurbita pepo, conocida como calabacita ó zucchini, la cual tiene una gran importancia 
económica, cultural y es un recurso fitogenético. Su centro de origen y domesticación es 
Mesoamérica. Cucurbita pepo tiene tres subespecies reconocidas. La subespecie fraterna, la 
subespecie texana, que comprende a la var. ovifera, y var. ozarkana y, la subespecie 
domesticada pepo, que es la de mayor importancia mundial. El objetivo del presente trabajo es 
conocer la historia evolutiva de C. pepo por medio de un enfoque filogeográfico. Se extrajo ADN 
de las tres subespecies, así como de cinco variedades comerciales, y se agregaron 11 
secuencias arqueológicas de estas subespecies. reportadas en la literatura, con un total de 338 
accesiones. Se amplificaron dos regiones de cloroplasto (psbD-trnT, psbJ-petA), y una región 
de la mitocondria (la copia en la mitocondria de la región trnL-trnF). Se encontraron 11 
haplotipos en el cloroplasto, con un solo haplotipo compartido entre la subsp. pepo y fraterna. 
La mayor variación a nivel cloroplasto se encuentra en el taxón silvestre subsp. fraterna Hd= 
0.512 y π =0.00006, mientras que en el taxón domesticado subsp. pepo presentó menor 
variación Hd= 0.305 y π =0.00065. En contraste, con el marcador trnL-trnF se obtuvo muy poca 
variación con un total de Hd =0.142 y π = 0.00108. Se encontró más variación en el centro-
occidente del México, lo cual podría indicar que esta área es el centro de diversidad de la 
especie. Se estimó un tiempo de divergencia de 1.54 Ma (0.18- 6.43 HPD 95%) entre los dos 
grandes linajes, uno que incluye a la subsp. texana, endémico de EUA y otro linaje mexicano, 
en donde se agrupan las dos subespecies pepo y fraterna, lo cual apoya la existencia de dos 
eventos de domesticación independientes. 
 
ABSTRACT 
Cucurbita pepo belongs to the genus Cucurbita with 22 taxa commonly known as 
"pumpkins". Cucurbita is the species with the highest economic and cultural importance in the 
world. It is part of the Mexican “milpa” and it is a plant genetic resource. Mesoamerica is its 
center of origin and domestication. Cucurbita pepo has three recognized subspecies. The 
subspecies fraterna, texana, which includes var. ovifera and var. ozarkana and finally the 
domesticated pepo, which is cultivated worldwide. The aim of the present study is to increase 
our knowledge on the evolutionary history of C. pepo, through a phylogeographic approach. 
DNA was extracted from the three subspecies and five commercial varieties and archaeological 
sequences obtained from the literature of these subsp. With a total of 338 accessions, two 
chloroplast regions (psbD-trnT, psbJ-petA), and one region of the mitochondria (the copy of the 
trnL-trnF region found in the mitochondria) were amplified. We found 11 total haplotypes, with a 
single haplotype shared between the subsp. pepo and fraterna. The highest variation is found in 
in the wild taxon subspecie. fraterna Hd = 0.512 and π =0.00006, while the domesticated taxon 
subsp. pepo showed lower genetic variation Hd = 0.305 and π =0.00065. In contrast, in the trnL-
F marker we found very low genetic variation with a total of Hd = 0.142 and π = 0.00108. Most 
genetic diversityand genetic pools were found in the central-western area of our country, which 
suggest that the center of diversification of this species may be found in this area. The time of 
divergence between the two lineages that constitute C. pepo, one endemic to the USA (subsp. 
texana) and another endemic to Mexico (subsp. pepo and fraterna), was 1.54 Ma (0.18- 6.43 
95% HDP), which supports the existence of two independent domestication events. 
	
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Índice 
1. INTRODUCCIÓN ...................................................................................................................... 8 
2. MARCO TEÓRICO ................................................................................................................... 9 
2.1 MARCADORES MOLECULARES ................................................................................................... 9 
2.1.1 ADN DE CLOROPLASTO: ADNCP ............................................................................................ 9 
2.1.2 ADN MITOCONDRIAL: ADNMT ............................................................................................... 11 
2.2 FILOGEOGRAFÍA ..................................................................................................................... 12 
2.2.1 FILOGEOGRAFÍA ESTADÍSTICA ............................................................................................... 13 
2.2.2 TEORÍA DE LA COALESCENCIA ............................................................................................... 14 
2.3 VARIACIÓN GENÉTICA ............................................................................................................. 15 
2.4 SELECCIÓN NATURAL .............................................................................................................. 16 
2.5 SELECCIÓN ARTIFICIAL EN PLANTAS DOMESTICADAS Y DOMESTICACIÓN ................................... 16 
2.5 SUJETO DE ESTUDIO ............................................................................................................... 19 
2.5.1 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA CUCURBITA PEPO .................................................................... 19 
2.5.2 GÉNERO CUCURBITA ............................................................................................................ 19 
2.5.3 CUCURBITA PEPO ................................................................................................................. 20 
2.5.4 DESCRIPCIÓN MORFOLÓGICA ................................................................................................ 20 
2.5.5 SUBESPECIES Y DISTRIBUCIÓN ............................................................................................. 22 
2.5.6 ECOLOGÍA ............................................................................................................................ 23 
2.5.7 ESTUDIOS MOLECULARES ..................................................................................................... 24 
2.5.8 HIBRIDACIÓN ........................................................................................................................ 25 
2.5.9 INGENIERÍA GENÉTICA .......................................................................................................... 26 
2.5.10 IMPORTANCIA ECONÓMICA .................................................................................................. 27 
2.5.11 CONSERVACIÓN DE LOS RECURSOS GENÉTICOS .................................................................. 27 
2.5.12 DOMESTICACIÓN DE LAS CALABAZAS ................................................................................... 27 
2.6 JUSTIFICACIÓN ................................................................................................................... 30 
3. OBJETIVOS ............................................................................................................................ 31 
3.1 OBJETIVO GENERAL ................................................................................................................ 31 
3.2 OBJETIVOS PARTICULARES ..................................................................................................... 32 
4. HIPÓTESIS ............................................................................................................................. 32 
5. MÉTODOS .............................................................................................................................. 32 
5.1 COLECTAS Y PROCEDENCIA DE LAS MUESTRAS ....................................................................... 32 
5.2 LABORATORIO ........................................................................................................................ 36 
5.3 ANÁLISIS ESTADÍSTICOS .......................................................................................................... 40 
5.3.1 SECUENCIACIÓN Y ALINEACIÓN ............................................................................................. 40 
5.3.2 VARIACIÓN GENÉTICA ........................................................................................................... 40 
5.3.3 ESTRUCTURA GENÉTICA ....................................................................................................... 41 
5.3.4 RELACIONES FILOGENÉTICAS Y TIEMPOS DE DIVERGENCIA ..................................................... 41 
6. RESULTADOS ....................................................................................................................... 44 
6.1 EXTRACCIÓN DE ADN ............................................................................................................. 44 
6.2 RESULTADOS CLOROPLASTO .................................................................................................. 44 
6.2.1 VARIACIÓN GENÉTICA ........................................................................................................... 44 
6.2.2 ESTRUCTURA GENÉTICA ....................................................................................................... 45 
	
   7	
  
6.2.3 RELACIONES FILOGENÉTICAS Y TIEMPOS DE DIVERGENCIA ..................................................... 49 
6.3 RESULTADOS MITOCONDRIA .................................................................................................... 54 
6.3.1 VARIACIÓN GENÉTICA ........................................................................................................... 54 
6.3.2 ESTRUCTURA GENÉTICA ....................................................................................................... 54 
6.3.3 RELACIONES FILOGENÉTICAS ................................................................................................ 55 
7. DISCUSIÓN ............................................................................................................................ 57 
7.1 VARIACIÓN Y ESTRUCTURA GENÉTICA ...................................................................................... 57 
7.2 RELACIONES FILOGENÉTICAS Y TIEMPOS DE DIVERGENCIA ....................................................... 61 
8. CONCLUSIONES ................................................................................................................... 66 
9. PERSPECTIVAS .................................................................................................................... 67 
10. REFERENCIAS. ................................................................................................................... 68 
APÉNDICE .................................................................................................................................. 79 
APÉNDICE I. FUERZAS EVOLUTIVAS ............................................................................................... 79 
1.1 MUTACIÓN ........................................................................................................................... 79 
1.2 DERIVA GÉNICA ....................................................................................................................79 
1.3 FLUJO GÉNICO ..................................................................................................................... 80 
1.4 SELECCIÓN ............................................................................................................................. 81 
1.5 LA TEORÍA NEUTRAL DE LA EVOLUCIÓN MOLECULAR ................................................................. 81 
APÉNDICE II. ESTRUCTURA POBLACIONAL ..................................................................................... 82 
ÍNDICE F DE WRIGHT ..................................................................................................................... 82 
APÉNDICE III. ................................................................................................................................ 83 
PROTOCOLO DE EXTRACCIÓN DE ADN DE CLOROPLASTO MINI-PREP CON CTAB Y CLOROFORMO, 
DOYLE Y DOYLE (1987) MODIFICADO POR VÁZQUEZ-LOBO. ............................................................ 83 
 
 
 
 
 
 
 
 
	
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1. INTRODUCCIÓN 
México es considerado centro de origen y diversificación de numerosas especies 
de plantas domesticadas, algunas muy importantes para la alimentación mundial como 
el maíz, la calabaza y el frijol. En este trabajo se evalúa una de las especies del grupo 
de las calabazas (Cucurbita spp. pepo). Este género es uno de los más importantes 
entre las plantas domesticadas en México por su papel económico y cultural a nivel 
mundial. Cucurbita cuenta con 22 taxa y entre ellos C. pepo subespecie pepo, C. 
maxima subsp. maxima, C. argyrosperma subsp. argyrosperma, C. moschata y C. 
ficifolia fueron domesticados. Cucurbita pepo L. es la especie de mayor importancia 
económica dentro de este género, su distribución es mundial, y es considerada como 
una de las especies más cultivadas (Decker-Walters et al., 1993). C. pepo se divide en 
tres subespecies: dos silvestres (C. pepo subsp. fraterna y C. pepo subsp. texana) y 
una cultivada, que a su vez incluyen varios cultivares: C. pepo subsp. pepo (Lira, 1995). 
Varios estudios moleculares y arqueológicos han sugerido que C. pepo pasó por 
dos eventos de domesticación independientes (Carter y Whitaker, 1946; Wilson et al., 
1992; Decker-Walters et al., 1993; Paris et al., 2003; Sanjur et al., 2002; Gong et al., 
2012;). Se ha propuesto que un evento de domesticación pudo ocurrir en México y el 
otro en EUA (Decker-Walters, 1993; Sanjur et al., 2002; Smith et al., 2006; Smith et al., 
2009). 
El objetivo de este trabajo es estimar y comparar la cantidad de variación 
genética en el ADN del cloroplasto de distintos cultivares de C. pepo subsp. pepo, 
abarcando su área de distribución en México. Además se incluyen muestras del taxa 
silvestre C. pepo subsp. fraterna y de algunas variedades de C. pepo subsp. texana, 
para determinar la diferenciación genética presente entre estas subespecies, así como 
analizar los patrones de variación y estructura genética de cada una, que permitan 
realizar inferencias de su historia evolutiva y demográfica. Los análisis filogeográficos 
permitirán sugerir posibles sitios de domesticación y diversificación que posteriormente 
podrán ponerse a prueba. 
 
 
 
	
   9	
  
2. MARCO TEÓRICO 
2.1 Marcadores moleculares 
 
Las moléculas de cloroplasto y mitocondria son especialmente importantes para 
trazar historias filogeográficas y de estructura poblacional genética, estrechamente 
relacionada al linaje, porque son de herencia uniparental, es decir, se heredan vía 
materna o paterna y no recombinan (Hedrick, 2005). También nos permiten inferir 
cambios demográficos y de dispersión entre especies (Dirienzo y Wilson, 1991; 
Vázquez- Domínguez, 2007). El uso de marcadores moleculares como el ADNcp y 
nucleares en plantas, tanto domesticadas como silvestres, nos permite tener un mayor 
conocimiento del proceso de domesticación (Doebley, 1990; Olsen, 2001). En particular 
el ADNcp se ha utilizado ampliamente en estudios filogenéticos y filogeográficos de 
diferentes especies de plantas (Jaramillo et al., 2008; Barboza et al., 2012; Zheng et al., 
2013). 
	
  
2.1.1 ADN de cloroplasto: ADNcp 
	
  
El cloroplasto es el miembro más prominente de la familia de los plástidos. En 
los organismos fotosintéticos con cloroplastos existe un ADN típicamente bacteriano y 
circular, de 120 a 200 kilo bases (Kb) (Brown et al., 1979). Existe un grado 
relativamente alto de conservación en tamaño, estructura, contenido de genes y 
ordenación lineal de los genes en plantas terrestres (Downie y Palmer, 1992). Con 
pocas excepciones, el genoma del cloroplasto contiene dos repeticiones invertidas 
(aproximadamente 25 kb cada una) en términos de complemento genético. Las 
repeticiones invertidas están separadas entre sí por una región larga de copia única y 
una región corta (LSC y SSC, respectivamente, por sus siglas en ingles). Estudios 
previos han sugerido que las regiones repetidas invertidas acumulan mutaciones 
puntuales más lentas que las regiones de una sola copia (Curtis y Clegg, 1984, Gaut, 
1998). El genoma del cloroplasto se puede dividir en tres categorías funcionales 
incluyendo (1) genes que codifican proteínas, (2) intrones y (3) regiones intergénicas; 
	
   10	
  
Los dos últimos no codifican proteínas y se denominan regiones no codificantes (Shaw, 
2007). 
Los genomas de cloroplasto mejor estudiados son los de las angiospermas, 
son heredados vía materna por lo que sólo representan la historia del linaje materno. Se 
ha determinado que el genoma del cloroplasto se ha mantenido relativamente estable 
durante millones de años, indicando que su evolución es lenta (Soltis et al.,1999; 
Alberts, 2002). 
En términos generales, la tasa de substitución del ADN nuclear (ADNn) en 
plantas es el doble de rápida que en el ADN del cloroplasto (ADNcp), que a su vez es 
más de tres veces mayor que el ADN mitocondrial (ADNmt) (Wolfe et al., 1987). Se ha 
estimado que la tasa de substituciones nucleotídicas sinónimas del ADNcp es de 1.1 x 
10-9 substituciones por sitio por año (Curtis y Clegg, 1984). Así mismo, las tasas de 
evolución indican que los genes del cloroplasto pueden ayudar a establecer relaciones 
entre familias y entre géneros (Chase et al., 1993; Eguiarte, 1995). La falta de 
recombinación facilita los análisis moleculares, ya que es posible reconstruir su 
genealogía, debido a que los alelos sólo pueden ser generados por mutación, un alelo 
no va a surgir de otros alelos por eventos de recombinación, como sucede con los 
genes nucleares (Eguiarte et al., 2003). El uso de secuencias de ADN de cloroplasto no 
codificantes para generar filogenias de plantas comenzó a principios de los noventa con 
las publicaciones de Taberlet et al. (1991), Clegg et al. (1994), Morton y Clegg (1993), y 
Gielly y Taberlet (1994). El campo de la sistemática molecular en plantas ha avanzado 
mucho en los últimos años, con más de 50 genomas de cloroplastos de plantas 
terrestres completamente secuenciados; además, existen diversos estudios 
filogenéticos en plantas, y la línea entre filogenética, genética de poblaciones y 
filogeografía se ha vuelto cada vez más delgada (Shaw, 2007). 
El ADN de cloroplasto (ADNcp), aunque con ciertos problemas como la 
posibilidad de tener herencia biparental en algunos taxones y tasas de evolución de 
moderadas a bajas, (Soltis et al. 1992) ha sido la opción más exitosa para desarrollar 
estudios filogeográficos con plantas (Jaramillo et al., 2008; Barboza et al., 2012; Zheng 
et al., 2013; Ramírez-Barahona y Eguiarte, 2014; Colin y Eguiarte, 2016; Scheinvar et 
al., 2017). En términos generales nos permiten tener un mejor conocimiento de la 
evolución de plantas domesticadas y los taxones silvestres con los que están 
	
   11	
  
relacionados (Doebley et al.,1990; Olsen et al., 2001), así como identificar sitios de 
origen y diversificación de estas especies (de Candolleet al.,1882; Brush et al., 1995; 
Mijangosc et al.,2005). 
Las regiones que se utilizaron en el presente trabajo se encuentran 
conservadas, no codifican proteinas, es decir, son secuencias no codificantes y son las 
siguientes: 
PsbD-trnT (GGU) –La región intergénica psbD-trnT se encuentra en la región 
larga de copia única del cloroplasto. La longitud media de psbD-trnT es 1348 parees de 
bases (pb), y oscila entre 1057-1662 pb. Se observan secuencias de poli-A / T en varios 
de los linajes (Shaw, 2007). 
PsbJ-petA- La región intergénica psbJ-petA está localizado en la región larga 
de copia única del cloroplasto (LSC). La longitud media de esta región intergénica es de 
1040 pb, y oscila entre 734 y 1261 pb (Shaw, 2007). 
2.1.2 ADN mitocondrial: ADNmt 
	
  
Se considera que la mayoría del ADNmt de hongos y plantas no codifica, ya que 
su ADNmt contiene intrones y regiones no codificantes (Stansfield, 1992). Los más 
grandes de estos genomas son aproximadamente la mitad del tamaño de los genomas 
bacterianos típicos (Alberts, 2002). El ADNmt tienen un genoma circular y en la mayoría 
de las plantas se hereda vía materna, como es el caso del género Cucurbita (Alverson 
et al., 2010). Sin embargo una investigación realizada por Havey (1997) indica que 
existen evidencias de transmisión paterna de la mitocondria en la familia Cucurbitaceae. 
En las Angiospermas, o plantas con semillas, se observa el mayor genoma 
mitocondrial, con tamaños que van de 222 a 773 kb (Alverson et al., 2010). Sin 
embargo, la gama completa de tamaños supera un orden de magnitud, y la mayor parte 
de esta variación ocurre dentro de una sola familia, las Cucurbitáceas (Alverson et al., 
2010). A pesar de esta variación, la tasa de mutación es extremadamente baja, unas 3-
5 veces menor que en el cloroplasto y 40-100 veces menor que en las mitocondrias 
animales (Wolfe et al., 1987). Por lo tanto, se observa una fuerte correlación negativa 
entre el tamaño de los orgánelos, el tamaño del genoma y la tasa de mutación a través 
de varios grupos de eucariotas (Lynch et al., 2006). Este patrón, junto con la aparente 
falta de correlación entre el número efectivo de genes por locus en organelos (Ng) y sus 
	
   12	
  
tamaños de genoma, llevó a la hipótesis de que la tasa de mutación es el determinante 
primario del tamaño del genoma de organelos (Lynch et al. 2006). De acuerdo con esta 
hipótesis, la tasa de mutación mitocondrial generalmente baja de las plantas facilita la 
acumulación de secuencias no codificantes y, por lo tanto, el crecimiento global de sus 
genomas mitocondriales (Alverson et al., 2010). 
El genoma mitocondrial de Cucurbita tiene una longitud de 982,833 nucleótidos, 
y se considera que es el genoma de orgánelos más grande secuenciado hasta la fecha 
(Alverson et al., 2010). El gran tamaño del genoma mitocondrial en Cucurbita refleja la 
acumulación de secuencias de cloroplasto (0.113 kb), como se observa en la región 
intergénica trnL-trnF, la cual se encuentra duplicada en la mitocondria, así como las 
secuencias repetidas cortas (0.370 kb) (Alverson et al., 2010). La mayor parte de la 
secuencia en el genoma en Cucurbita (alrededor del 90%) es intergénica (Alverson et 
al., 2010). La disparidad de tamaño en esta especie parece reflejar una historia 
dinámica de expansión y posiblemente de contracción (Alverson et al., 2010). Las 
regiones conservadas, genes, intrones y secuencias flanqueantes probablemente 
incluyen la mayor parte de la secuencia funcional en el genoma. Por lo tanto, al igual 
que en otras plantas con semilla, la mayor parte de la secuencia en estos genomas es 
no codificante y probablemente no funcional (Alverson et al., 2010). 
2.2 Filogeografía 
	
  
La filogeografía se define como: “el campo de estudio relacionado con los 
principios y procesos que gobiernan la distribución geográfica de linajes de genes, 
sobre todo aquellos entre y dentro de especies cercanamente relacionadas” (Avise, 
2000). La filogeografía se apoya en el estudio de los procesos micro y macro-evolutivos 
que contribuyen a la divergencia de linajes, y por lo tanto a la especiación y la 
biodiversidad (Avise et al., 1987). Los datos genéticos en que se basa la filogeografía 
permiten inferir la estructura y demografía de una población. Tiene como objetivo 
mejorar la comprensión de los factores causales que contribuyen a la divergencia entre 
poblaciones y de los mecanismos que llevan a la especiación bajo un contexto espacial 
(Avise et al., 1987, 1989; Hickerson et al., 2010; Eckert, 2011). La diferenciación 
espacial entre grupos puede ocurrir por diferentes procesos evolutivos asociados a 
eventos de dispersión o vicarianza. La dispersión ocurre cuando una población es 
	
   13	
  
resultado de movimientos activos o pasivos de individuos de poblaciones ancestrales 
hacia nuevas localidades, mientras que la vicarianza dice que la divergencia entre 
poblaciones ha sido influenciada por factores geológicos o por eventos ambientales 
(Hedrick, 2005). 
La filogeografía proporciona información evolutiva detallada sobre cómo los 
eventos geológicos y geográficos, y sobre todo cambios ambientales (principalmente 
climáticos) en el pasado relativamente reciente interactúan con aspectos de la ecología 
y la historia natural de las especies. Esta interacción puede explicar la forma en que 
una población está estructurada y cómo está relacionada con su ancestro. Cuando se 
integra con otro tipo de información -- por ejemplo, con datos fenotípicos -- la 
información demográfica extraída de los datos genéticos proporciona un contexto para 
una serie de cuestiones evolutivas y ecológicas que no podrían abordarse sin una 
comprensión de la historia filogeográfica de la especie (Knowles, 2003). 
2.2.1 Filogeografía estadística 
	
  
Al principio los estudios filogeográficos inferían la estructura y demografía de una 
población a partir de eventos históricos por medio de la comparación de la topología de 
árboles filogenéticos y la distribución geográfica de las especies (Eckert, 2011). En la 
actualidad esta disciplina ha experimentado un cambio conceptual y metodológico 
fundamental, pues se han desarrollado herramientas estadísticas que permiten poner a 
prueba hipótesis históricas y hacer estimaciones más formales de los parámetros 
demográficos (Knowles, 2003). 
Uno de los avances teóricos y metodológicos que ha permitido el paso de la 
filogeografía clásica a la filogeografía estadística es la teoría de la coalescencia. La 
coalescencia se refiere al proceso en el que los genes del presente se unen con su 
ancestro común en tiempos pasados (Knowles, 2003). Por medio de análisis de 
coalescencia, los árboles genéticos pueden brindar información sobre eventos 
demográficos que ocurrieron en el pasado (Wakeley, 2003). Sin embargo, existe una 
contradicción inherente en el uso de los árboles genéticos como una interpretación 
literal de una especie, ya que puede haber una pérdida aleatoria de genes debido que 
se llega a un equilibrio entre deriva génica y mutación (Knowles y Maddison, 2002; 
Knowles, 2003). 
	
   14	
  
Por lo tanto, la filogeografía estadística considera tanto a la coalescencia como la 
varianza mutacional, así como los parámetros genéticos de una población, para poder 
probar hipótesis evolutivas. Estos incluyen métodos que calculan la probabilidad de los 
datos utilizando enfoques basados en la verosimilitud o bayesianos (Excoffier y Heckel 
de 2006). Estos métodos proporcionan estimaciones detalladas del pasado, como el 
tamaño de la población, el crecimiento, la subdivisión, patrones de flujo genético y el 
momento de divergencia (Carstens y Knowles, 2007). 
Es importante señalar que los resultados obtenidos pueden ser sensibles a 
cuáles y cuántos parámetros están incluidos en el modelo, en función de con qué 
precisión el modelo representa la historia de la especie, por lo que es necesariorealizar 
pruebas estadísticas para corroborar nuestras hipótesis (Beaumont et al, 2002; 
Rosenberg y Nordborg, 2002). Por ejemplo, un valor bajo de FST podría reflejar el flujo 
de genes entre poblaciones o la divergencia de poblaciones recientemente 
subdivididas. Puede haber diferentes explicaciones dependiendo de la especie de 
estudio y la hipótesis que se quiere probar, ya sea determinar posibles corredores 
biológicos y así conocer si ha sido una ruta efectiva de dispersión (McRae et al., 2006; 
Biek et al., 2007); o si la selección era lo suficientemente fuerte para superar el efecto 
de homogeneización del flujo de genes durante la divergencia de las especies (Dolman 
y Moritz, 2006). 
 
2.2.2 Teoría de la coalescencia 
	
  
Bajo neutralidad, en una población y a lo largo de las generaciones, surgen 
nuevos alelos por mutación y se pierden otros por deriva génica, de tal forma que todos 
los alelos de un gen en una generación provienen de un único alelo ancestral (Vázquez-
Domínguez, 2007). Es decir, que en algún momento todos los linajes coalescen en un 
mismo y único linaje, que corresponde al ancestro común más reciente (Rosenberg y 
Nordborg, 2002). 
Los análisis basados en la teoría de coalescencia permiten inferir aspectos de la 
historia reciente de las poblaciones (Slatkin y Hudson, 1991), también nos proporciona 
métodos para detectar eventos demográficos en el pasado de las poblaciones, tales 
como el incremento en el tamaño poblacional y tiempos de divergencia (Zink y 
	
   15	
  
Blackwell-Rago, 2000; Hernández-Baños, 2007). De esta manera podemos entender 
mejor las relaciones filogenéticas e históricas entre linajes (Avise, 2000; Templeton, 
2004; Vázquez-Domínguez, 2007). 
Al igual que con filogeografía, los enfoques basados en coalescencia también 
pueden ser implementados para una estimación de la historia de la divergencia entre 
especies o linajes (Vázquez-Domínguez, 2007). Adicionalmente puede ser utilizados 
para estimar parámetros poblacionales como las tasas de mutación o migración 
(Rosenberg y Nordborg, 2002). Esto se debe a que el tiempo de coalescencia depende 
de procesos poblacionales, como variaciones en el flujo génico, selección natural o 
fluctuación del tamaño poblacional (Harding, 1996). Mientras mayor sea el tamaño 
poblacional, el tiempo de coalescencia entre dos secuencias de ADN será más grande. 
En cambio, en poblaciones pequeñas, el tiempo de coalescencia es menor, ya que los 
haplotipos pueden estar más cercanamente relacionados (Rogers, 2002; Hernández-
Baños, 2007).	
  
 
2.3 Variación genética 
	
  
La diversidad genética se refiere a la variedad de alelos, genotipos y fenotipos 
presente en cierta especie (Hedrick, 2005; Hamilton, 2009). Existen varias maneras de 
cuantificar y tipificar la variación genética de las poblaciones naturales a partir de un 
muestreo de sus individuos. Se denomina sitio polimórfico o segregante a aquel que 
presente nucleótidos distintos en alelos muestreados independientemente (Gillespie, 
2004). Conocer esta variación genética permite determinar las relaciones evolutivas 
entre las poblaciones (Templeton, 1998). Varios factores determinan la cantidad y el 
tipo de variación genética en las poblaciones, entre ellos juegan un papel fundamental 
las fuerzas evolutivas (ver Apéndice I). Éstas tienen diferentes efectos sobre la 
variación genética: la mutación aumenta la variación, la deriva génica y la endogamia la 
disminuyen, la selección y el flujo génico pueden aumentarla o disminuirla según el 
contexto (Hedrick, 2005). Dado que la evolución es el cambio acumulativo en la 
composición genética de una población, los procesos mencionados contribuyen a la 
evolución (Hartl y Clark, 1997, Martínez, 2013). 
	
   16	
  
2.4	
  Selección	
  natural	
  
 
La selección natural es un mecanismo evolutivo que genera un cambio en las 
frecuencias relativas de los fenotipos/genotipos, de acuerdo a su adaptación dentro de 
la población (Hedrick, 2005). Durante mucho tiempo se creyó que la selección era la 
principal fuerza que mantenía la variación fenotípica y genotípica (Castillo-Cobián, 
2007; Futuyma, 1986; Li, 1997). Estas ideas terminaron con la propuesta de la teoría 
neutra de la evolución (Kimura, 1968, 1983; ver Apendice I). Existen distintos modelos 
de selección y el comportamiento de las frecuencias alélicas dependerá del tipo de 
selección que esté actuando (Hedrick, 2005). Básicamente, la selección natural a nivel 
molecular puede ser considerada de dos tipos: selección positiva (que incluye a la 
selección balanceadora o diversificadora, y a la adaptativa darwiniana) y selección 
negativa (Castillo-Cobián, 2007; Li,1997). 
2.5 Selección artificial en plantas domesticadas y domesticación 
	
  
Charles Darwin acuñó el término “selección artificial” en su libro El origen de las 
especies (1859) y amplió aún más este concepto en La variación de animales y plantas 
domesticados (1882). Sin embargo, su concepto de selección inconsciente era algo 
diferente de lo que este término significa hoy en día. Como argumentó Rindos (1984), la 
selección inconsciente de Darwin significó en primer lugar la falta de intención del 
domesticador de alterar la raza. Sin embargo, Darwin no explicó cómo funciona esta 
selección, y no consideró el impacto de los cambios ecológicos (Zohary, 2004). A partir 
de los años sesenta aparecieron contribuciones adicionales donde los autores 
reconocían la selección inconsciente como un factor principal en la conformación de 
plantas (y animales) en domesticación (Harlan et al. 1973; Harlan, 1975, 1992; Zohary, 
2004).	
  
El término domesticación proviene del latín domus que significa “hogar” o “lugar 
de habitación”, el cual hace referencia al hecho de traer una población silvestre, o 
población fundadora, cerca del lugar de habitación del hombre como es el campo de 
cultivo (Harlan, 1992). Diamond (2002) plantea que la domesticación de plantas es sin 
duda uno de los procesos evolutivos más importantes que ha acompañado al 
surgimiento y mantenimiento de la civilización humana. 
	
   17	
  
Dos tipos de selección asociados con la domesticación operan (y se 
complementan entre sí) cuando las plantas silvestres se introducen al cultivo: (1) La 
selección consciente o intencional, que sucede cuando los cultivadores 
intencionalmente preservan a los que consideran los caracteres más valorados, y los 
usan para generar la próxima generación y (2) selección inconsciente o automática, la 
cual es provocada involuntariamente por el hecho de que los organismos en cuestión 
fueron trasladados de sus hábitats silvestres originales a nuevos entornos (y con 
frecuencia muy diferentes) creados por el ser humano. Este cambio en la ecología 
conduce automáticamente a cambios drásticos en las presiones de selección. En 
respuesta a la introducción de las plantas a los ambientes antropogénicos, numerosas 
adaptaciones vitales para la supervivencia en el medio silvestre perdieron su relevancia 
adaptativa y se perdieron o cambiaron. Los nuevos rasgos se seleccionaron 
automáticamente para adaptarse a los nuevos ambientes, lo que resultó en la 
acumulación del característico "síndrome de domesticación” (Zohary, 2004).	
  
Al menos cinco preguntas aparecen en la literatura respecto a la domesticación. 
Las tres primeras son acerca de la demografía: (I) ¿Cuándo, dónde, y en cuántos 
lugares geográficos fue una especie domesticada? (II) ¿Cuáles fueron las rutas de 
dispersión de los centros de domesticación originales? (III) Si hay hibridación ¿En qué 
punto se produjo esta hibridación entre especies domesticadas y sus parientes 
silvestres? Las preguntas restantes se refieren a la adaptación: (IV) ¿En qué medida y 
con qué rapidez se fijan los rasgos de domesticación? (V) ¿Qué tan bien se adaptó a 
diversos ambientes antropogénicos? (Gerbault et al., 2014). La mayoría de estas 
preguntas pueden serabordadas a partir de datos de genética de poblaciones. Esto se 
debe a que la variación en todo el genoma refleja la demografía del pasado y la 
variabilidad genética en ciertos genes determinan los rasgos fenotípicos clave de las 
especies domesticadas (Gerbault et al., 2014). 
El proceso de domesticación también se puede considerar como un proceso 
evolutivo unidireccional, en el cual las poblaciones silvestres responden, a través de 
cambios genéticos, a la selección artificial del humano. La selección artificial de la 
población domesticada promoverá que se reduzca la variación genética total presente 
en el progenitor silvestre (Doebley, 1992; Doebley et al., 2006). Durante la 
domesticación se provoca un cuello de botella genético a nivel poblacional, y la 
	
   18	
  
diferenciación de un nuevo linaje a un nivel genealógico. A partir de este momento las 
diferentes poblaciones o linajes comenzarán a acumular mutaciones de forma 
independiente. El aislamiento geográfico y la adaptación a las nuevas condiciones 
ambientales pueden ser otros factores adicionales que conducen a la diferenciación 
poblacional (Sonnante et al., 1994). 
Cuando el taxón domesticado se ha originado por un sólo evento de 
domesticación, todas las poblaciones formarán un clado monofilético. A diferencia de 
cuando un taxón domesticado es producto de múltiples eventos de domesticación 
donde formarán un clado polifilético (Zohary, et al., 1999; Pickersgill, 2007; Gross et al., 
2010). 
Si se produce la domesticación en simpatría con el progenitor silvestre, entonces 
el área donde el evento de la domesticación se llevó a cabo (es decir, el centro de 
origen) puede ser identificado como el área donde se encuentra el pariente silvestre 
más cercano (Smith, 2001). Además, se ha propuesto que aquellas ramas que divergen 
de su progenitor silvestre serían representativas de las primeras etapas de la 
domesticación, mientras que las variedades domesticadas más derivadas serían las de 
diferenciación más reciente (Matsuoka et al., 2002). 
Seguido del proceso de domesticación, se da una serie de cambios morfológicos 
y fisiológicos en las plantas, los cuales se conocen como el síndrome de domesticación. 
Este síndrome modifica principalmente las partes de las plantas consumidas o usadas 
por el ser humano (semilla o fruto) donde usualmente se presenta gigantismo, y 
también existen cambios en el hábito de crecimiento de la planta. Por otro lado la 
domesticación también afecta el modo reproductivo (favoreciendo la autogamia), la 
pérdida de la dormancia de las semilla y la pérdida o alteración del mecanismo natural 
de dispersión de la semilla, entre otros (Harlan, 1992). 
En la actualidad diversas investigaciones se han enfocado en estudiar la 
domesticación y centro de origen de diversas especies domesticadas, como el frijol, 
maíz y arroz, entre otros (Beebe et al., 2000; Chacón et al., 2005; Fuller et al., 2010; 
Kwak, 2009; Mamidi et al., 2011). La evidencia genética es complementaria con la 
evidencia arqueológica, para poder establecer el origen biológico y geográfico de la 
especie de interés (Sánchez, 2009). El estudio del patrón de domesticación de una 
especie tanto en espacio como en tiempo, es importante para evaluar y entender los 
	
   19	
  
recursos genéticos de una especie, su evolución y su potencial de mejoramiento futuro 
frente a nuevos retos climáticos, de plagas y enfermedades y de necesidades de cultivo 
y de los consumidores. 
 
2.5 Sujeto de Estudio 
2.5.1 Clasificación taxonómica Cucurbita pepo 
	
  
Reino: Plantae 
División: Magnoliophyta 
Clase: Magnoliopsida 
Orden: Violales 
Familia: Cucurbitaceae 
Género: Cucurbita L., 1753 
Especie: Cucurbita pepo L., 1753 
2.5.2 Género Cucurbita 
	
  	
  
La familia Cucurbitaceae incluye alrededor de 90 géneros y 750 especies. 
Tradicionalmente se consideraba que el género Cucurbita contaba 27 especies 
(Whitaker, 1974; Whitaker y Bemis 1975; Hernández, 1978). En la actualidad Cucurbita 
se reconoce como un género americano, el cual incluye 15 especies o agrupaciones 
taxonómicas, que en total comprenden a 20 taxa, de los cuales 15 crecen de manera 
silvestre o se cultivan en México (Lira-Saade, 1995). Las especies de este género 
forman el grupo conocido como calabazas, de las cuales cinco han sido domesticadas: 
C. pepo, C. ficifolia, C. moschata, C. maxima y C. argyrosperma. Con excepción de C. 
maxima, las calabazas se encuentran ampliamente distribuidas en México (Hernández, 
1978; Lira–Saade, 1995) y muestran gran diversidad morfológica en la forma, tamaño y 
coloración del fruto (Nee, 1990; Paris et al., 2012). Tres especies, C. pepo, C. 
moschata, y C. maxima tienen una relevancia considerable en la nutrición humana, 
siendo apreciadas por sus propiedades nutritivas y medicinales (Robinson, 1997). 
Además del uso comestible de sus frutos, flores y hojas, las semillas también son 
importantes como alimento, como una fuente de aceite comestible y proteína para 
consumo humano y animal y en la industria farmacéutica (Blanca et al., 2011). 
El género Cucurbita se ha dividido en dos grupos ecológicos: plantas xerófilas 
anuales, con las raíces más grandes y más resistentes, donde pueden almacenar mejor 
	
   20	
  
los recursos, y plantas anuales mesófilas que carecen de raíces de almacenamiento 
(Whitaker y Bemis, 1975; Nee, 1990). 
En este grupo de plantas, el genoma del cloroplasto (cpDNA), y el genoma de la 
mitocondria (mtDNA) es transmitido vía materna (Alverson et al., 2010). Sin embargo 
una investigación realizada por Havey (1997) indica que existen evidencias de 
transmisión paterna de la mitocondria en la familia Cucurbitaceae. El número básico de 
cromosomas de todas las especies de Cucurbita es 2n = 2x = 40 y los cariotipos 
sugieren que estas especies son de origen alopoliploide (Whitaker y Davis, 1962; 
Weeden, 1984; Lebeda et al., 2007). 
2.5.3 Cucurbita pepo 
	
  
Cucurbita pepo tiene tres subespecies reconocidas: C. pepo L. subsp. pepo, C. pepo 
subsp. fraterna (L.H. Bailey) Andres y C. pepo subsp. texana (Scheele) I.A. Filov 
(Andrés, 1987; Lira-Saade, 1995). 
2.5.4 Descripción morfológica 
	
  
Las plantas silvestres de Cucurbita pepo son herbáceas, multi-ramificadas, 
enredaderas con las hojas dispuestas alternamente (Andrés, 1987; Bailey, 1943). El 
tamaño de las hojas es de 12-15 cm de largo. Las plantas son monoicas, con flores 
femeninas y flores masculinas. La corola es de color naranja-amarillo de 8-12 cm de 
diámetro, y se compone de cinco o seis pétalos parcialmente fusionados. Las semillas 
son de forma ovalada y miden 8-11 mm de largo y 1-2 mm de espesor, a menudo por 
cada fruto existen 200-300 semillas. Los frutos son pequeños, 3.5-8.0 cm de diámetro, 
redondos, con epicarpio verde cuando están frescos, y por lo general con 10 franjas 
oscuras y amplias orientadas longitudinalmente (Bazzaz et al., 1979). 
La especie cultivada Cucurbita pepo subsp. pepo es una planta anual, rastrera y 
de crecimiento indeterminado cuyas principales características morfológicas son: 
Raíz→ Presenta una raíz principal que alcanza un gran desarrollo si se compara 
con las raíces secundarias que la acompañan, el desarrollo de estas últimas en el suelo 
está determinado por el tipo de cultivo. Si el tallo entra en contacto con tierra húmeda, 
puede desarrollar raíces adventicias en los entrenudos de los tallos (Andrés, 2012). 
 
	
   21	
  
	
  
Figura	
  1.	
  Morfología	
  de	
  C.	
  pepo	
  subsp.	
  pepo.	
  A:	
  tallo,	
  B:	
  hojas,	
  C:	
  flor,	
  D:	
  fruto.	
  Fotos	
  tomadas	
  por	
  Karen	
  Y.	
  Ruiz	
  
Mondragón.	
  
 
Tallo → La planta presenta dominancia apical, con un tallo principal con atrofia 
de brotes secundarios en la mayoría de las ocasiones. Tiene forma cilíndrica, es áspero 
al tacto. (Figura 1A). Los entrenudos son en general cortos y desde ellos parten las 
hojas, las flores y los frutos(Andrés, 2012). 
Hojas→ Presenta grandes hojas palmeadas de color verde que parten 
directamente del tallo a través del peciolo de manera helicoidal y alterna. El limbo 
presenta una cara superior suave al tacto y una cara inferior muy áspera, con pelos 
cortos y fuertes. El borde de la hoja es dentado y presenta cinco lóbulos (Figura 1B). El 
peciolo es largo, hueco y consistente, tiene pelos rígidos en la superficie por lo que es 
muy áspero al tacto (Andrés, 2012). 
Flores→ Es una planta monoica. Al presentar flores masculinas y femeninas en 
el mismo individuo. Sus flores son grandes, de color amarillo intenso y con forma 
acampanada. Se disponen alrededor del tallo al que se unen a través de un largo 
	
   22	
  
pedúnculo, ya que nacen en las axilas de las hojas (Figura 1C) (Andrés, 2012). Cada 
flor se abre una vez, al final de la madrugada y se seca al mediodía, en el intervalo de 
ser frecuentado por las abejas (Scott, 1934; Whitaker, 1962). 
Frutos→ Los frutos de C. pepo domesticada son muy diversos en tamaño, forma 
y color (Duchesne, 1786; Naudin, 1856). Los frutos pueden pesar más de 25 kg; tienen 
surcos longitudinales, pueden ser de color verde, naranja o amarillo, que pueden variar 
en intensidad de color muy vivo al pálido y del casi negro a casi blanco. Pueden tener 
patrones de coloración moteadas, así como un patrón bicolor pueden llegar a tener 
hasta cuatro colores en un solo fruto (Figura 1D). El color de la pulpa puede variar 
desde blanco verdoso intenso hasta un color amarillo o naranja. Las semillas se 
extienden 8-25 mm de longitud y de 1.5-2.5 veces más largo que ancho, pero su color 
es invariablemente beige (Paris, 2001; Paris et al., 2012). 
Cucurbita pepo ha sido considerada una de las cucurbitáceas más diversas por 
las diferentes características de su fruto. A los frutos inmaduros se les conoce como 
“calabaza de verano” y tienen un ciclo corto (París, 1996, 2008). Los frutos maduros, 
llamados “calabaza de invierno”, tienen una vida útil de varios meses, su cosecha es en 
otoño hasta principios de invierno (Ferriol y Pico, 2008). También existen las “calabazas 
ornamentales” las cuales a menudo se utilizan como decoración en otoño. 
2.5.5 Subespecies y distribución 
	
  
La subespecie fraterna (L.H. Bailey) se conoce a partir de plantas silvestres que 
fructifican en la temporada seca en los estados de Tamaulipas y Nuevo León en México 
(Figura 2), y nominalmente no tiene un descendiente domesticado. Esta subespecie 
prospera en zonas de baja altitud con clima seco (Lira, 1995). La subespecie texana 
(Scheele) es endémica de EUA y crece en forma silvestre y llega a distribuirse desde el 
centro, este y sureste de Estados Unidos (Texas, Arkansas, Missouri, Alabama e 
Illinois). Crece en sitios perturbados de baja altitud y comúnmente asociados a 
corrientes de agua (Lira, 1995). Dentro de esta subespecie existen dos variedades 
importantes, la variedad ozarkana D. S. Decker-Walters y la variedad ovifera (L.) D. S. 
Decker, la cual se encuentra principalmente en las zonas templadas al sureste y centro 
de EUA, e incluye varios cultivares (Acorn, Scallop, Crookneck y Straightneck) (Paris, 
	
   23	
  
1986; Ferriol, 2003). Se cree que estas tres formas silvestres existentes se había 
diferenciado unas de otras antes de la domesticación (Decker-Walters et al., 1993). 
La subespecie domesticada pepo no ha sido descubierta en forma silvestre, pero 
es la que más se cultiva en todo el mundo comprende varios cultivares como Cocozelle 
y Zucchini. (Ferriol y Pico, 2008; París, 2008). Se cultiva en jardines de casas y 
campos, en condiciones extensivas e intensivas, y son producidos de forma 
convencional y orgánica. 
Teppner (2000) propuso una cuarta subespecie, C. pepo subsp. gumala, la cual 
es cultivada en Guatemala. Se consideraba estar estrechamente relacionada con la 
subespecie pepo. Sin embargo, Gong et al. (2012) reportan que gumala tienen una 
posición central en la filogenia dentro de la subsp. pepo, por lo que no existe como 
taxón independiente. 
	
  
	
  
Figura	
  2.	
  Mapa	
  de	
  distribución	
  potencial	
  de	
  Cucurbita	
  pepo	
  subsp.	
  fraterna	
  (A)	
  y	
  Cucurbita	
  pepo	
  subsp.	
  pepo	
  (B).	
  
Tomado	
  del	
  anexo	
  5	
  del	
  informe	
  CONABIO	
  proyecto	
  KE004.	
  Realizado	
  por	
  Jonás	
  Aguirre.	
  
2.5.6 Ecología 
	
  
Las semillas germinan más rápidamente y las plantas prosperan a temperaturas 
cálidas, 22-32° C con una altitud superior a los 1000 msnm. Cucurbita pepo es 
relativamente insensible a la duración del día. Temperaturas más bajas pueden inducir 
un aumento de la feminidad en las flores, mientras que temperaturas altas favorecen la 
masculinidad (Wien et al., 2002). 
A B 
	
   24	
  
Todas las especies de Cucurbita son monoicas, auto-incompatibles y su 
polinización es principalmente por abejas (Hurd et al., 1971). Por lo tanto, el cultivo y la 
propagación de C. pepo está íntimamente entrelazada con los polinizadores nativos. 
Las abejas de dos géneros, Peponapis y Xenoglossa, son estrictos especialistas de 
polen de Cucurbita y su distribución es americana (Hurd et al., 1971). Peponapis 
pruinosa, se distribuye en gran parte de Norteamérica de la parte central de México 
hasta Ontario, Canadá (Hurd et al., 1971). López-Uribe et al., (2016) en un estudio 
filogeográfico de la abeja P. pruinosa concluyeron que su distribución actual es el 
resultado de una expansión de Cucurbita en Mesoamérica y en las regiones templadas 
de Norteamérica. La abeja Apis mellifera también es capaz de polinizar a las 
cucurbitáceas en Norteamérica, pero se introdujeron en el Nuevo Mundo por los 
europeos alrededor del año 1600 (Sheppard, 1989; López-Uribe et al., 2016). 
2.5.7 Estudios moleculares 
	
  
Algunos estudios con isoenzimas (Decker-Walters, 1993; Wilson, 1992), 
marcadores del cloroplasto (Katzir et al., 2000) y marcadores de mitocondria (Sanjur et 
al., 2002) indican que existen dos linajes de taxones domesticados en C. pepo 
relacionados con dos eventos de domesticación independientes (Decker, 1988; Wilson 
et al., 1992; Decker-Walters et al., 1993; Sanjur et al., 2002; Ferriol et al., 2003; Paris et 
al., 2003; Gong et al., 2012). En taxones silvestres se considera que Cucurbita pepo 
subsp. texana y C. pepo. subsp. fraterna están estrechamente relacionadas con 
cultivares de la var. ovifera, mientras que para las calabazas cultivadas (subsp. pepo) 
no se ha identificado un ancestro silvestre. 
Según Zheng et al., (2006), con análisis realizados con ADN de cloroplasto, C. 
pepo conforma un grupo monofilético que consiste en los tres taxones de C. pepo. 
subsp. texana y un grupo hermano en el cual se encuentran C. pepo subsp. texana var. 
ovifera y C. pepo subsp. texana var. ozarkana. Estos datos proporcionan un apoyo 
importante para la hipótesis de que ovifera fue domesticado en el este de los Estados 
Unidos (Smith, 2006; Smith y Yarnell, 2009). Sin embargo, los resultados no son 
concluyentes en relación a quién es el ancestro silvestre de C. pepo subsp. pepo.	
  
Se han realizado estudios de mapas genéticos, los cuales son herramientas 
necesarias para el mejoramiento molecular. Son particularmente útiles para el mapeo 
	
   25	
  
de loci de rasgos cuantitativos (QTL) y para el desarrollo de nuevas poblaciones de 
mapeo de alta calidad. Las herramientas genéticas y genómicas disponibles en la 
actualidad para Cucurbita se han incrementado en los últimos 10 años, contando con 
un genoma anotado de C. pepo (Montero-Pau et al. 2016) y cuatro mapas genéticos 
reportados en el género Cucurbita hasta la fecha: dos mapas de cruza interespecíficos 
entre C. pepo y C. moschata (Brown, 2002) y dos más a partir de dos cruces 
intraespecíficos, uno usando una cruza entre la calabaza “oil-seed” × Zucchini (ambos 
pertenecientes a la subespecie C. pepo subsp. pepo) y el otro utilizando un C. peposubsp. pepo x C. pepo subsp. ovifera. Estos mapas se basaron principalmente en 
RAPDs y AFLP (Zraidi, 2007; Blanca et al., 2011). 
Adicionalmente, dos estudios han confirmado que existe variación en el tamaño 
del genoma en calabazas en subespecies de C. pepo y que la variación es alrededor 
del 15% (Rayburn et al., 2004). Se observó que los cultivares Spooktacular y Peek-a-
Boo tienen los mayores tamaños del genoma (1.109 pg y 1.107 pg respectivamente) y 
tienen el tamaño del genoma significativamente mayores que Jack-B-Quik y Small 
Sugar (0.967 pg y 1.064 pg) (Rayburn, 2008). La cantidad de variación observada en 
calabazas es similar a la cantidad de variabilidad visto en la soya y mucho menor que la 
observada en el maíz (Rayburn et al., 2004). 
2.5.8 Hibridación 
	
  
La hibridación natural involucra apareamientos exitosos en la naturaleza entre 
individuos de dos poblaciones o grupos de poblaciones los cuales son distinguibles con 
base en uno o más caracteres heredables (Harrison, 1990; Arnold, 1997). A pesar de su 
alto grado de diferenciación, ninguna de las especies del género Cucurbita está 
completamente aislada en términos reproductivos. Experimentos de hibridación revelan 
que entre las especies cultivadas C. moschata tiene el más alto grado de compatibilidad 
con C. argyrosperma. El siguiente nivel de compatibilidad se presenta entre C. 
argyrosperma y C. pepo y con algunos cultivares de C. maxima (Lira-Saade, 1995). 
Para Cucurbita pepo se tiene bien documentada la hibridación entre las subespecies 
como C. pepo subsp. texana y C. pepo cultivada (Kirkpatrick y Wilson, 1988). Los 
eventos de hibridación pueden producir consecuencias ecológicas y evolutivas 
importantes a corto y largo plazo. En algunos casos, la adecuación de los híbridos no 
	
   26	
  
disminuye o incluso se puede observar un incremento en la adecuación con respecto a 
los taxa parentales (Wilson, 1990; Montes y Eguiarte, 2002). 
La heterosis, la ventaja del heterocigoto, o “vigor hibrido” da como resultado 
una mayor variación fenotípica/gentotípica de un híbrido sobre sus padres con respecto 
a rasgos tales como la tasa de crecimiento, el éxito reproductivo y el rendimiento. Este 
vigor híbrido está determinado por mecanismos no exclusivos, incluyendo la 
complementación de dominancia, la sobredominancia y la epistasis (Lippman et al., 
2007). La heterosis para la producción de fruta se registró por primera vez por Curtis 
(1939) en un cruce entre dos variedades de calabaza de cuello recto (Cucurbita pepo 
subsp. texana x Straightneck Group). Las empresas estadounidenses desarrollaron 
''calabacín híbridos” en la década de 1950, pero en realidad eran cruces de un 
calabacín como progenitor masculino, con un Cocozelle usada como progenitor 
femenino (París, 2000, 2016). En los años 1960 y 1970, se desarrollaron verdaderos 
híbridos, con mejor forma y apariencia que sus predecesores y casi podía igualar su 
productividad. La productividad de los híbridos ha visto un aumento adicional en la 
década de 1980 hasta hoy en día (Paris, 2016). 
2.5.9 Ingeniería genética 
	
  
La transformación genética se ha empleado para diseñar resistentes de C. pepo 
a diferentes tipos de virus, ya que se han documentado grandes pérdidas en los cultivos 
de calabazas por enfermedades virales (Tricoli et al., 2002; Gaba et al., 2004). Algunas 
calabazas transgénicas han sido ampliamente comercializadas en los Estados Unidos 
(Fuchs y Gonsalves, 2007). El nivel de resistencia a virus específicos es bastante alta, 
tanto en pruebas de inoculación artificial como en el campo (Fuchs et al., 1998). 
En México se ha aprobado la siembra experimental de calabaza genéticamente 
modificada (C. pepo) con transgenes (Cruz-Reyes et al., 2015). El escape transgénico 
puede generar híbridos con potencial invasivo debido a su resistencia a los virus, ya el 
flujo genético de Cucurbita cultivada a Cucurbita silvestre es común (Merrick, 1990; 
Wilson, 1990; Cruz-Reyes et al., 2015). El escape inicial de un transgén en una 
población silvestre puede ocurrir vía polen o semillas. Un estudio realizado por Cruz-
Reyes et al., (2015) reporta que un transgén de resistencia a virus en la calabaza 
cultivada, C. pepo, puede ser transferido a su pariente silvestre C. argyrosperma subsp. 
	
   27	
  
sororia, y puede resultar en introgresión de secuencias transgénicas en poblaciones 
naturales en la región de origen y domesticación de Cucurbita (Cruz-Reyes et al., 
2015). 
2.5.10 Importancia económica 
	
  
Dentro del género, C. pepo es la especie de mayor importancia económica, su 
distribución es mundial y uno de los más variables en el reino vegetal. Su valor 
económico se basa principalmente en el uso culinario de los frutos inmaduros como 
verdura. Los frutos inmaduros son muy populares en los países desarrollados y los 
cultivos de calidad obtienen altos precios en los mercados. También se consume al 
fruto maduro como adornos para Halloween y en actividades de Oktoberfest (Ferriol y 
de Pico, 2008). Las semillas se consumen como alimento aperitivo en México (Loy, 
1988). El aceite de las semillas es una industria bien establecida en Europa Central 
(Lelley et al., 2010). Las flores también son consumidas en algunas partes del mundo, 
como es el caso de México y algunos mercados especializados en Italia (Paris, 2016). 
2.5.11 Conservación de los recursos genéticos 
	
  
La colección de diversos recursos genéticos es el primer paso necesario para la 
conservación (Andrés, 2000). La conservación, caracterización y el mantenimiento de 
los recursos vegetales de cultivos es la función de los bancos de genes o bancos de 
germoplasma, las cuales son estaciones de depósitos de semillas. Las grandes 
colecciones de C. pepo y otras especies de Cucurbita se conservan en depósitos en los 
EUA, México, Costa Rica, Rusia, Italia, Brasil, Colombia, Bolivia, República Checa, 
España, Turquía y Portugal (Clark et al., 1991; Lebeda et al., 2007; Ferriol y Pico 2008). 
Muchas de las semillas que en este trabajo se evaluaron, fueron obtenidas del Banco 
de Germoplasma, Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y 
Pecuarias (INIFAP), ubicado en Celaya, México. 
2.5.12 Domesticación de las calabazas 
	
  
En Mesoamérica se domesticaron las principales plantas de cultivo que 
conforman la milpa: el maíz (Zea mays), el frijol común (Phaseolus vulgaris), el chile 
(Capsicum annuum) y la calabaza (Cucurbita spp.). Al menos cinco especies diferentes 
	
   28	
  
de cucurbitáceas fueron domesticadas antes que la conquista europea de América, ya 
que era una fuente importante de alimento y aparentemente existía un gran comercio 
de estas especies (Nee, 1990; Sauer 1950). Algunas de estas especies fueron de las 
primeras plantas tomadas bajo cultivo y domesticación en el Nuevo Mundo (Smith, 
1997). 
El centro-sur de México se ha sugerido como centro de diversificación del género 
Cucurbita. El área de distribución nativa es en zonas medias y principalmente bajas de 
ambas vertientes de México, abarcando las dos principales cordilleras (Sierras Madre 
Occidental y Oriental) y algunos valles interiores importantes, como la Cuenca del 
Balsas y la Depresión Central de Chiapas. En el este únicamente se encuentran 
cucurbitas en Tamaulipas, Veracruz y zonas aledañas del noroeste de Oaxaca, y en el 
oeste ampliamente distribuida desde Sonora hasta Chiapas y hacia el sur en 
Centroamérica (Lira y Montes-Hernández, 1992; Nee, 1993; Lira, 1995; Bisognin, 2002; 
Montes-Hernández y Eguiarte 2002). 
Entre las especies domesticadas de Cucurbita destaca C. pepo por su gran 
importancia económica. Los primeros exploradores europeos encontraron calabazas 
pertenecientes a C. pepo en algunas partes del sureste de Canadá, en zonas del valle 
del Mississippi de los Estados Unidos, y en la mayor parte de México a Guatemala. 
Observaron que los frutos y las flores eran utilizadospor los nativos como alimento 
(Paris, 2016). 
Gran parte de la información arqueológica con respecto a estas especies 
domesticadas proviene de México, una serie de cinco cuevas excavadas en los años 
1950 y 1960: Romero y Valenzuela cerca de Ocampo, Tamaulipas (Smith, 1997); 
Coxcatlán y San Marcos en Tehuacán, Puebla (Byers et al., 1967); y Guilá Naquitz en 
Oaxaca (Flannery, 1986). 
Una de las cuevas de mayor importancia en México para estudios de 
domesticación y en donde se encuentran los restos fósiles más antiguos de C. pepo es 
Guilá Naquitz, situada en un pequeño barranco cerca del río Mitla en el Valle de 
Oaxaca. Fue excavada por Kent Flannery en 1966. La cueva es del periodo Clásico 
Tardío (~8,500 a 10,500 años) (Flannery, 1986). En esta cueva se encontraron más de 
250 fragmentos de cáscara de Cucurbita, una media docena de frutos, tallos o 
pedúnculos, y 17 semillas que fueron identificadas como C. pepo, con base en una 
	
   29	
  
serie de características morfológicas distintivas como el tamaño de la semilla (Whitaker 
y Cutler, 1971, 1986; Smith 1997, 2000; Zeder et al. 2006). Estos hallazgos indican que 
la especie C. pepo pudo haber sido domesticada por los primeros habitantes de Guilá 
Naquitz quienes cosechaban tanto las calabazas silvestres del género Cucurbita como 
la especie domesticada C. pepo (Smith, 1997; Zeder et al., 2006). 
Se han obtenido un total de 40 fechas de radiocarbono en los restos vegetales 
de Guilá Naquitz (Piperno y Flannery, 2001; Smith, 2000), incluyendo cuatro fechas 
directas en C. pepo. Las semillas de la especie domesticada C. pepo (longitud mayor a 
12mm) datan de 8,400 Antes del Presente (A. P.) y una sola semilla recuperada en la 
zona D de la cueva identificada como C. pepo domesticado fue fechada con una edad 
de 9,800 A.P. (Whitaker y Cutler, 1971). 
Los restos de pedúnculos de las especies silvestre de Cucurbita y semillas 
hallados en esta cueva muestran un aumento de tamaño constante (Zeder et al., 2006). 
Los restos, del más antiguo al más joven, muestran un aumento en el grosor de la 
corteza, tamaño de la semilla, y el diámetro del pedúnculo. Varias semillas, que oscilan 
entre 11.4 y 17.0 mm de largo, son considerablemente más largas que los que se 
encuentran en cualquier C. pepo silvestre, lo que sugiere que C. pepo había sido 
domesticado en esta región hace aproximadamente 10,000 años (Smith, 1997). Estos 
cambios en la forma y el color parecen indicar que los seres humanos estaban 
seleccionando deliberadamente ciertas características de la fruta en C. pepo hace 
7,000 a 10,000 años (Whitaker y Cutler, 1971; Harlan, 1973; Bretting,
1990; Lira y 
Montes, 1994; Smith, 1995; Smith, 1997). 
También se han encontrado restos de semillas, pedúnculos y fragmentos de 
corteza pertenecientes a C. pepo no clasificados de hace alrededor de 5,500 años en el 
estado de Tamaulipas, al noreste de México, que se encuentra a menos de 80 km de 
las poblaciones existentes de la variedad silvestre y posible ancestro C. pepo subsp. 
fraterna (Smith,1997). 
Otra cueva en donde se han descubierto restos de semillas y pedúnculos de C. 
pepo es Phillips Spring Site, situado cerca del río Terre Pomme en el centro oeste de 
Missouri, excavado en la década de 1970 (Kay et al., 1980). Se encontraron fragmentos 
de corteza, semillas, tallos y frutos del género Cucurbita, los cuales produjeron tres 
fechas de radiocarbono (4,310 ± 70, 4,222 ± 57, 4,240 ± 80 años) (el símbolo ± índica el 
	
   30	
  
intervalo que se puede tomar como lectura de las fechas de radiocarbono). En este sitio 
se encontraron 125 semillas enteras y fragmentos que fueron identificados como C. 
pepo (Kay et al, 1980; King, 1985; Decker, 1988; Decker-Walters, 1990; Wilson et al., 
1992; Lira y Montes, 1994; Cowan, 1997; Fritz, 1999; Sanjur et al., 2002; Ferriol et. al., 
2003; Paris et al., 2003; Zeder et al., 2006; Gong et al., 2012). 
Existen restos de semillas de Cucurbita silvestre en el estiércol de un mastodonte 
(Mammut americanum) que datan de finales del Pleistoceno (Newsom et al., 1993), en 
donde se encontraron más de 700 semillas. Esto es evidencia de que los mamíferos de 
la megafauna de Norteamérica pudieron ser dispersores de las cucurbitas ya que 
consumían cucurbitas silvestres y aparentemente eran fisiológicamente inmunes a la 
cucurbitacina, un compuesto citotóxico de triterpenoides con sabor muy amargo (Kistler 
et al., 2015). 
Dada la amplia distribución geográfica de esta especie se ha propuesto que C. 
pepo fue domesticada más de una vez por diferentes pueblos indígenas que habitaban 
en zonas geográficas muy dispersas, y con diferentes propósitos (Carter, 1945; 
Whitaker y Carter, 1946). Se han propuesto al menos dos eventos de domesticación 
independientes para esta especie, uno en México y otro en EUA (Smith, 1997; Piperno 
y Stothert, 2000; Sanjur et al., 2002). 
Hoy en día C. pepo se cultiva en todo el mundo y en algunas regiones existen 
variedades particulares, sin embargo no hay evidencia de la existencia de este género 
en el Viejo Mundo antes de 1492 (Whitaker, 1947; Whitaker y Davis, 1962; Robinson y 
Decker-Walters, 1997; Paris et al., 2006). 
	
  
2.6 JUSTIFICACIÓN 
	
  
Con este trabajo se pretende conocer más de la historia evolutiva y los recursos 
genéticos de Cucurbita pepo en México debido a que es una especie relevante para 
nuestro país, ya que es un recurso fitogenético y uno de los cultivos mas importantes a 
nivel mundial, con múltiples usos alimenticios, que se desarrolla en una amplia variedad 
de condiciones ambientales. Además, C. pepo es una especie de origen americano y se 
ha propuesto que México es su centro de origen, diversificación y domesticación. 
 
	
   31	
  
Cabe destacar que existen muy pocos estudios sobre genetica de poblaciones 
que considere casi todas las poblaciones de Cucurbita pepo subsp. pepo de México. 
Por lo tanto es fundamental avanzar en realizar estudios genéticos, etnobotánicas y 
arqueobotánicos, con el fin de promover y mejorar las estrategias de manejo de estos 
recursos genéticos, así como su conservación, tanto de las poblaciones domesticadas 
como de las de sus parientes silvestres. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3. OBJETIVOS 
3.1 Objetivo general 
 
	
   32	
  
Conocer los patrones filogeográficos y niveles de diversidad de C. pepo en su 
área de distribución en México, utilizando marcadores de cloroplasto (ADNcp) y 
mitocondria (ADNmt) por medio de un enfoque evolutivo. 
3.2 Objetivos particulares 
	
  
1. Estimar los niveles de variación genética de C. pepo en México y 
comparar los con las especies hermanas C. moschata y C. argyrosperma. 
2. Comparar los niveles de variación genética de los linajes mexicanos entre 
la subespecie domesticada pepo y la subespecie silvestre fraterna. 
3. Analizar la estructura genética y su distribución de la subsp. pepo a partir 
de marcadores de ADNcp. 
4. Definir las relaciones filogenéticas de C. pepo, así como identificar el 
posible ancestro silvestre de las forma domesticada. 
5. Calcular los tiempos de divergencia entre las subespecies de Cucurbita 
pepo 
	
  
	
  
4. HIPÓTESIS 
I. Las poblaciones de Cucurbita pepo subsp. pepo presentarán menor diversidad 
genética con respecto a su pariente silvestre (C. pepo subsp. fraterna), pues el evento 
de domesticación usualmente genera cuellos de botella que reducen la diversidad 
genética. 
 
II. Dado que Cucurbita pepo subsp. pepo es una especie domesticada con 
elevada diversidad fenotípica, se encontrará mayor variación genética dentro de las 
poblaciones de C. pepo subsp. pepo que en su pariente silvestre C. pepo subsp. 
fraterna. 
5. MÉTODOS 
5.1 Colectas y procedencia de las muestras 
	
  
	
   33	
  
Se analizaron muestras de individuos de diferentes colectas de C. pepo subsp. 
pepo cultivadas de México, así como individuos silvestres de C. pepo subsp. fraterna, 
C. pepo subsp. texanavar. ozarkana y var. ovifera e individuos de variedades 
comerciales pertenecientes a EUA cultivadas de C. pepo (Black Beauty Zucchini, 
Cocozelle, Straigthneck, Delicata Honey Boat) 
Las muestras se obtuvieron a partir de la distribución documentada de la especie 
(CONABIO, 2016). Se incluyeron algunos individuos provenientes del Banco de 
Germoplasma (BG), del INIFAP de Celaya, Guanajuato, y otros individuos fueron 
colectados en mercados y milpas en distintos sitios del país (Tabla 1 y Figura 3). Se 
obtuvo un total de 25 poblaciones, de las cuales 12 poblaciones fueron accesiones del 
Banco de Germoplasma, Celaya, y 8 poblaciones fueron colectadas en la Republica 
Mexicana. En total se analizaron 349 individuos. 
Las muestras comerciales (Black Beauty Zucchini, Cocozelle, Straigthneck, 
Delicata Honey Boat) se obtuvieron de una tienda de supermercado en California, EUA. 
Las muestras de la subespecie texana, var. ozarkana y var. ovifera se obtuvieron del 
Herbario Nacional (MEXU) del Instituto de Biología, UNAM. 
Se descargaron los genomas de las secuencias actuales y arqueológicas de la 
especie C. pepo reportados por Kistler et al., (2015) (Tablas 2 y 3). Posteriormente se 
utilizó el programa blastn del paquete BLAST para realizar una búsqueda de los 
genomas de cloroplasto reportados por Kistler et al., (2015). Sólo se obtuvieron los 
resultados con un e-value < 1e-10 y con más del 90% de correlación, entre la secuencia 
consenso y el genoma. Se utilizó el programa extractseq del paquete EMBOSS (Rice et 
al., 2000) para extraer las regiones de interés dentro de cada genoma, se ubicaron las 
coordenadas en donde se encontraba el marcador de cloroplasto psbD-trnT y petA-
psbJ. 
	
   34	
  
	
  
Figura	
  3.	
  Mapa	
  de	
  muestras	
  de	
  C.	
  pepo.	
  En	
  la	
  figura	
  se	
  detalla	
  el	
  origen	
  y	
  color	
  de	
  cada	
  muestra:	
  Colectada,	
  Banco	
  de	
  
Germoplasma	
  Celaya,	
  Herbario,	
  muestras	
  comerciales,	
  muestras	
  arqueológicas	
  pertenecientes	
  a	
  la	
  var.	
  ovifera,	
  
subsp.	
  pepo	
  y	
  fraterna.	
  
	
  
 
	
   	
  
Colectada
BG−Celaya
Herbario
Comerciales
Arq_Ovi
Arq_pepo
Arq_fra
	
   35	
  
Tabla	
  1.	
  Poblaciones	
  analizadas	
  y	
  procedencia	
  de	
  cada	
  una.	
  BG=	
  Banco	
  de	
  germoplasma	
  y	
  número	
  de	
  accesión.	
  
 Subespecie Estado Localidad Sitio Procedencia Número de 
Individuos 
subsp. pepo Chiapas San Cristóbal de las 
Casas 
 Colecta Nov. 2014 20 
subsp. pepo Chihuahua Temosachic San Isidro BG CU0898 10 
subsp. pepo Chihuahua Guadalupe Y Calvo Baborigame BG CU0879, 0880 10 
subsp. pepo Coahuila Cuatro Ciénegas Ejido Pozas 
Rojas 
Colecta Nov. 2014 20 
subsp. pepo Durango Durango Durango BG CU0654 20 
subsp. pepo Edo. de México Jiquipilco Sta. Cruz 
Tepezpan 
BG CU1114 20 
subsp. pepo Guanajuato Dolores Hidalgo Dolores Hidalgo BG CU0757 8 
subsp. pepo Guanajuato San José Iturbide La Escondida BG CU0568 8 
subsp. pepo Guanajuato Celaya San Vicente BG CU0766 20 
subsp. pepo Hidalgo Mezquital Mezquital Colecta Nov. 2014 25 
subsp. pepo Jalisco Ojuelos De Jalisco Jalisco De 
Moreno 
BG CU0759 33 
subsp. pepo Michoacán Ciudad Hidalgo La Venta BG CU0972 20 
subsp. pepo Oaxaca Yanhuitlan Sto. Domingo BG CU1052 20 
subsp. pepo Puebla San Juan Raya San Juan Raya BG CU0281 20 
subsp. pepo San Luis 
Potosí 
Villa de Arista Villa de Arista Colecta Feb. 2016 10 
subsp. pepo Tlaxcala Vicente Guerrero Españita Colecta Nov. 2014 15 
subsp. pepo Tlaxcala Ixtenco Ixtenco Colecta Nov.2014 8 
subsp. pepo Zacatecas Zacatecas Villanueva Colecta Nov. 2015 20 
Var. Spaguetti Sonora Bahía Kino Campo Colecta Nov. 2015 10 
Var. Zucchini California San Diego Comerciales 2 
Var. Delicata California San Diego Comerciales 2 
Var. 
Straightneck 
California San Diego Comerciales 2 
Var. Cocozelle California San Diego Comerciales 2 
subsp. fraterna Tamaulipas BG CU0629,0633 22 
subsp. texana Herbario I.B. 
UNAM 
2 
 TOTAL 349 
 
	
   36	
  
 
Tabla	
  2.	
  Accesiones	
  de	
  muestras	
  arqueológicas	
  obtenidas	
  a	
  partir	
  de	
  los	
  genomas	
  de	
  cloroplasto	
  reportados	
  por	
  
Kistler	
  et	
  al.,	
  (2015).	
  
ID Taxón Sitio de Colecta Tejido Edad aproximada 
101 C. pepo ssp. ovifera Putnam Shelter, AR, EUA Corteza NA 
102 C. pepo ssp. ovifera Salts Bluff, AR, EUA Corteza 3000 A.P. 
103 C. pepo ssp. ovifera 23BYM4, MO, EUA Corteza 2500 A.P. 
104 C. pepo ssp. ovifera Craddock Shelter, AR, EUA Corteza 2500 A.P. 
105 C. pepo ssp. ovifera Cob Cave, AR, EUA Corteza 2000 A.P. 
121 C. pepo ssp. pepo Romero’s Cave, Tamaulipas, 
México 
Corteza 5000 A.P. 
123 C. pepo spp. fraterna Romero’s Cave, Tamaulipas, 
México 
Corteza 5000 A.P. 
140 C. pepo ssp. pepo Guila Naquitz, Oaxaca, Mexico Corteza 9000 A.P. 
142 C. pepo ssp. pepo El Riego Cave, Puebla, México Pedúnculo N.A. 
144 C. pepo ssp. pepo Bandelier Cave, NM, EUA Corteza 2000 A.P. 
148 C. pepo ssp. pepo Bat Cave, NM, EUA Corteza 2000 A.P. 
 
Tabla	
  3.	
  Accesiones	
  de	
  muestras	
  actuales	
  de	
  C.	
  pepo	
  obtenidas	
  a	
  partir	
  de	
  los	
  genomas	
  de	
  cloroplasto	
  reportados	
  por	
  
Kistler	
  et	
  al.,	
  (2015).	
  
ID gebank Taxón Status Localidad 
KT898820 C. pepo ssp. ovifera var. texana 
 
Silvestre Texas, EUA 
KT898818 C. pepo ssp. ovifera var. ozarkana 
 
Silvestre Oklahoma, EUA 
 
KT898816 C. pepo ssp. fraterna 
 
Silvestre Tamaulipas, México 
KT898819 C. pepo ssp. pepo 
 
Cultivar 
KT898817 C. pepo ssp. ovifera var. ovifera Cultivar 
 
5.2 Laboratorio 
	
  
Se germinaron semillas en el invernadero del Instituto de Ecología entre 15 y 20 
individuos por población de C. pepo subsp. pepo, eligiendo cinco semillas por cada fruto 
en caso de que se contara con más de un fruto por localidad. Sin embargo, en el caso 
de las muestras del BG en ocasiones no se tiene información del número de frutos de 
los cuales proceden las semillas. En este caso se sembraron de 15 a 20 semillas por 
sobre. A las tres semanas de la germinación se colectó una muestra del tejido foliar de 
	
   37	
  
aproximadamente 2 cm2 que fue utilizado para realizar extracción de ADN, el resto de la 
hoja fue almacenada a −80 ºC como respaldo. Se extrajo ADN total por medio del 
protocolo de CTAB (Doyle y Doyle, 1987; Vázquez-Lobo, 1996; Apéndice III). La pureza 
y calidad del ADN fue analizado mediante la proporción de absorbancia en el NanoDrop 
Lite (Thermo Scientific). La concentración de ADN obtenido a partir del tejido foliar de 
los individuos de Cucurbita pepo fue alta, con valores oscilando entre 50 ng/ul y 200 
ng/ul. Los valores de pureza de ADN fueron muy variables, en algunas poblaciones 
oscilando de 1.5 a 2.0. 
 
	
  
Figura	
  3.	
  Germinación	
  de	
  plantas	
  de	
  C.	
  pepo	
  en	
  el	
  invernadero	
  del	
  Instituto	
  de	
  Ecología,	
  UNAM.	
  Foto	
  tomada	
  por	
  
Karen	
  Y.	
  Ruiz	
  Mondragón.	
  
	
  
El genoma del cloroplasto es muy conservado, por lo que se probaron distintas 
regiones reportadas para encontrar variación intraespecífica (Shaw et al., 2007). Se 
estandarizaron las condiciones y temperaturas de alineamiento adecuadas para el PCR 
de dos regiones de ADN de cloroplasto: psbD-trnT y psbJ-petA (Shaw et al., 2007; 
Tabla 4) que se encuentran en la sección larga de copia única del cloroplasto. 
El fragmento intergénico trnL-trnF (Taberlet et al., 1991) en principio se 
encuentra en la región larga de copia única del cloroplasto, sin embargo al momento de 
realizar un análisis con el programa BLAST se encontró en C. pepo esta región del ADN 
de cloroplasto amplificaba para mitocondria. El análisis arrojó un “query cover” de 99% 
	
   38	
  
y 93-94% de identidad con el genoma de la mitocondria de C. pepo subsp. pepo 
reportado por Alverson et al., (2010). Esta región se encuentra duplicada e invertida en 
el genoma de