Regeneracion-in-vitro-de-Aztekium-valdezii-cactacea-endemica-de-Mexico

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Estudiando Biologia

10/8/2022

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA
DE MÉXICO

FACULTAD DE CIENCIAS

Regeneración in vitro de Aztekium valdezii,
cactácea endémica de México.

T E S I S

QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
B I Ó L O G A
P R E S E N T A :

Jocelyn Alondra Vega Domínguez

DIRECTOR DE TESIS:
M. en C. Octavio González Caballero
2019

Ciudad Universitaria, CDMX.

UNAM – Dirección General de Bibliotecas
Tesis Digitales
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respectivo titular de los Derechos de Autor.

Hoja de Datos del Jurado

1. Datos del Alumno
Vega
Domínguez
Jocelyn Alondra
58971429
Universidad Nacional
Autónoma de
México
Facultad de Ciencias
Biología
309334183

2. Datos del tutor
M. en C.
Octavio
González
Caballero

3. Datos del sinodal 1
Dr.
Sol
Cristians
Niizawa

4. Datos del sinodal 2
Biól.
Gabriel
Olalde
Parra

5. Datos del sinodal 3
Dr.
Víctor Manuel
Chávez
Avila

6. Datos del sinodal 4
M. en C.
Alfredo
López
Caamal

7. Datos del trabajo escrito
Regeneración in vitro de
Aztekium valdezii,
cactácea endémica de
México.
82p
2019

Agradecimientos
A los integrantes del jurado por la revisión de esta tesis, por su tiempo, sus
acertados comentarios y consejos que me permitieron mejorar esta
investigación:
Al Dr. Víctor Manuel Chávez Ávila, por su confianza, enseñanzas, el tiempo
compartido y las pláticas mientras tomaba fotografías en su oficina, sé que
ambos las vamos a extrañar.
Al M. en C. Octavio González Caballero, por tu amistad, porque gracias a
ti conocí el maravilloso mundo del CTV, gracias también por la paciencia y
por todo el tiempo invertido, lo logramos.
Al Biól. Gabriel Olalde Parra, por ser un excelente profesor y hacerme amar
aún más a las cactáceas, gracias por tu disposición y tu buen humor
siempre.
Al M. en C. Alfredo López Caamal, por tu tiempo y dedicación en revisar mi
escrito, también por todos los consejos, gracias.
Al Dr. Sol Cristians Niizawa por sus acertados comentarios y por siempre
estar al pendiente del avance del escrito y los trámites.
A la Universidad Nacional Autónoma de México, mi alma mater, por
permitirme conocer profesores increíbles, a mis mejores amigos y por
formarme como profesionista.
Al laboratorio de Cultivo de Tejidos Vegetales por alojarme durante todo
este tiempo, en especial y con mucho cariño a Barbarita, por siempre estar
dispuesta a ayudar y por tu amistad.
A todos mis amigos del laboratorio: Sarita, Alan, Jair, Lalo, Ñañi, Silvana,
Pao, Lau, Ivonne, Auris, Emma, Vio, Erick, Andy, Dulce (y a los que me faltó
mencionar), ya sea que se encontraban en servicio social o en el taller,

siempre fue un gusto compartir campana, días nacionales, o días de
lavado con ustedes.
A mis mejores amigas Nahui, por siempre estar ahí, y por compartir todo, a
Cin, por hacerme reír siempre y a Liz por aparecer cada dos años, las amo.
A mi abuelita Ana María por sus cuidados, enseñanzas, consejos y su amor,
a mis abuelitos Elvirita† y Lucio†, no saben cuánto los extraño y como me
gustaría que vieran esto.
A toda la familia Domínguez y Vega, por las anécdotas.
A mi mamá Ángeles, por darme la vida y quererme siempre, por
enseñarme a siempre seguir adelante y nunca rendirme, por amarme
como soy, a mi papá Juan por todo el esfuerzo que siempre hizo por
darme lo mejor y por consentirme siempre, los amo demasiado, nunca
podré agradecerles todo lo que han hecho por mí, esto es para ustedes.
A Belén, por siempre procurarme y cuidarme, gracias a ti conocí a dos
cosas maravillosas, Leo y Ari que me enseñaron el verdadero significado de
la paciencia y el amor incondicional, son los mejores.
A Ale, ambos sabemos que fuiste una pieza clave para la culminación de
este trabajo, muchas gracias por siempre alentarme a seguir adelante, por
hacerme creer que podía lograrlo, por tu ayuda, por todo el tiempo que
me acompañaste en el laboratorio, la biblioteca, en mis trámites, por tu
amor incondicional y por estos maravillosos cinco años ♥.

Índice
Introducción.................................................................................................................................... 1
Antecedentes ................................................................................................................................. 4
Biodiversidad .............................................................................................................................. 4
Pérdida de la biodiversidad vegetal ....................................................................................... 6
Generalidades de la Familia Cactaceae ............................................................................... 6
Importancia ecológica de las cactáceas ............................................................................. 9
Importancia económica de las cactáceas en México ....................................................... 9
Situación actual de la Familia Cactaceae en México ....................................................... 11
Descripción del género Aztekium ......................................................................................... 14
Clasificación taxonómica de Aztekium valdezii Velazco, Alvarado et Arias 2013 ........ 15
Descripción de A. valdezii ...................................................................................................... 17
Situación actual de A. valdezii ................................................................................................ 17
Conservación in situ ................................................................................................................ 19
Conservación ex situ ............................................................................................................... 20
Métodos convencionales de propagación en cactáceas................................................ 20
Conservación de germoplasma .............................................................................................. 21
Cultivo de tejidos vegetales ................................................................................................... 22
Principales problemas durante el establecimiento in vitro ................................................ 27
Contaminación ......................................................................................................................... 28
Oxidación .................................................................................................................................. 29
Microinjertos .............................................................................................................................. 30
Cultivo de tejidos en cactáceas ............................................................................................ 31
Cultivo de tejidos en el género Aztekium............................................................................. 33
Objetivo general ......................................................................................................................
35
Objetivos particulares .............................................................................................................. 35
Materiales y Métodos .................................................................................................................. 36
Material vegetal ....................................................................................................................... 36
Desinfección de las semillas................................................................................................... 36
Disección e inducción morfogenética de explantes ......................................................... 37
Resultados y Discusión ................................................................................................................ 41
Medición y peso de las semillas ............................................................................................ 41
Desinfección de las semillas................................................................................................... 42
Germinación in vitro y ex vitro ............................................................................................... 43
Inducción morfogenética de explantes ............................................................................... 49
Tratamiento 1 BAP/ANA 1/0.2 mg/L ....................................................................................... 50
Tratamiento 2 BAP/ANA 0.5/0.025 mg/L ............................................................................... 55
Vías de regeneración .............................................................................................................. 59
Microinjertos .............................................................................................................................. 63
Conclusiones ................................................................................................................................ 68
Bibliografía .................................................................................................................................... 70

Abreviaturas

2,4-D: Ácido 2,4 diclorofenoxiacético
AIA: Ácido indol-3-acético
ANA: Ácido α-naftalenacético
ANP: Área Natural Protegida
BAP: 6-Bencilaminopurina
CAM: Metabolismo ácido de las crasuláceas
CITES: Convención Internacional sobre el Comercio de Especies
Amenazadas de Fauna y Flora
CONABIO: Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la
Biodiversidad
CONANP: Comisión Nacional de Áreas Naturales Protegidas
CTV: Cultivo de Tejidos Vegetales
IBA: Ácido indol-3-butírico
IUCN: Unión Internacional para la Conservación de la Naturaleza
K: Kinetina
mg/L: Miligramos por litro
MS: Medio de cultivo Murashige y Skoog (1962)
NOM-059: Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2010
PPO: Enzima polifenol oxidasa
PVP: Polivinilpirrolidona
RCV: Reguladores de Crecimiento Vegetal
SEMARNAT: Secretaría de Medio Ambiente y Recursos Naturales
UANL: Universidad Autónoma de Nuevo León
UMA: Unidades de Manejo para la conservación de la vida silvestre
v/v: volumen/volumen

Resumen

Aztekium valdezii es una especie de reciente descubrimiento (2013),
endémica de Nuevo León, su población conocida se encuentra restringida
a la Sierra Madre Oriental, en una zona de aproximadamente 2 km2. No se
encuentra en ninguna categoría de riesgo en la NOM-059-SEMARNAT-2010
o en algún apéndice en CITES, por lo cual es necesario generar estrategias
para su conservación, ya que la colecta ilegal podría poner en riesgo las
poblaciones a largo plazo, debido a que solo se encuentran restringidas a
unas cuantas cañadas dentro de la Sierra Madre Oriental. Una alternativa
para contribuir a la conservación de Aztekium valdezii es por medio del
cultivo de tejidos vegetales, ya que nos permite la multiplicación rápida a
partir de poco material vegetal. El objetivo de este estudio fue establecer
las condiciones de cultivo in vitro para dirigir el desarrollo de las células a la
regeneración de plantas de A. valdezii. Se sembraron 45 semillas en medio
MS de las cuales se obtuvo el 70% de germinación. Pasados seis meses se
obtuvieron dos tipos de explantes: tallo y raíz; los cuales fueron sembrados
in vitro con medio MS al 50% con 100 mg/L de ácido cítrico, 100 mg/L de
ácido ascórbico, 0.5 g/L de PVP y adicionado con BAP/ANA (1 / 0.2 y 0.5/
0.025 mg/L) y sin Reguladores de Crecimiento Vegetal. Los explantes de
tallo tuvieron una mayor formación de callo después de 30 días de la
inducción. El tratamiento BAP/ANA 1/0.2 mg/L presentó al cabo de 18
meses 15.8 brotes por explante, siendo el valor obtenido más alto. Después
de 18 meses de iniciados los cultivos, los brotes más desarrollados y
consolidados (ca. 0.5 cm alt.) fueron microinjertados in vitro sobre plántulas
germinadas in vitro de Hylocereus undatus, lo cual estimuló su crecimiento.
Los resultados obtenidos nos permiteron conocer un poco más acerca del
crecimiento y la capacidad de regeneración de A. valdezii para poder
contribuir a su conservación.
1

Introducción
La Familia Cactaceae es nativa del continente americano y alberga cerca
de 1800 especies que se distribuyen en cuatro centros de diversidad en
regiones áridas y semiáridas. Los centros más importantes de diversidad de
cactáceas se encuentran en la región centro y norte de México hasta el
suroeste de Estados Unidos conocido como la ecorregión del Desierto de
Chihuahua, y la zona árida y semiárida del suroeste de la región Andina
(Arias y Flores, 2013, Pérez-Molphe-Balch et al., 2015).
México, Argentina, Perú, Bolivia, Chile y Costa Rica tienen la más grande
proporción de especies endémicas. México es considerado el centro más
importante de concentración y diversificación de géneros y especies de
cactáceas a nivel mundial, ya que cuenta con más de 600 especies, de las
cuales aproximadamente 80% son endémicas al país (Ortega-Baes et al.,
2010).
En México el aprovechamiento de las cactáceas es variado, se utilizan
como alimento, forraje e incluso como cercos vivientes. Sin embargo,
debido a sus extrañas formas y grandes flores, las cactáceas son utilizadas
primordialmente como plantas de ornato, siendo ésta una de las
principales razones por la que los aficionados las coleccionan (Jiménez,
2011).
A pesar de ser ampliamente usadas alrededor del mundo, actualmente se
tiene un pobre conocimiento sobre el daño natural que los herbívoros y las
enfermedades pueden tener en las poblaciones naturales de cactáceas;
solo han sido descritos algunos casos, la mayoría sobre cactáceas invasivas
o cultivadas, como Hylocereus y Opuntia. En poblaciones naturales, el
daño por enfermedades y herbívoros no está bien documentado,
existiendo solo unos pocos estudios dedicados al impacto de insectos,
2

mamíferos y patógenos sobre la mortalidad de cactáceas (Martinez-
Ávalos et al., 2007).
En muchas especies de cactáceas, la capacidad de regeneración es
restringida, y una vez dañadas, las plantas mueren (Lema-Ruminska y Kulus,
2012). La actividad humana es otra gran amenaza para las cactáceas. La
agricultura, el uso de herbicidas y otros pesticidas, la asignación de nuevas
áreas a la siembra, la urbanización y el progreso de infraestructura, la
construcción de caminos, presas y minas; así como la introducción de
pastos exóticos para el pastoreo de ganado y la extracción de ejemplares
provenientes de poblaciones naturales representan serias amenazas para
muchas especies de cactáceas (Taylor, 1997).
La extracción masiva de cactáceas para su posterior venta ha afectado
en gran medida a algunas especies. Por ejemplo, la localidad tipo de
Pelecyphora strobiliformis cerca de Miquihuana en Tamaulipas, México, fue
prácticamente eliminada debido al comercio de éstas en Europa
(Sotomayor et al., 2004). Por otro lado, la gran
demanda de costillas de
Saguaro (Carnegiea gigantea) para fabricar muebles en Estados Unidos se
satisface legal e ilegalmente importando plantas de México, ya que en
Estados Unidos ésta es una especie protegida. Asimismo, debido a la
recolección y al pastoreo muchas cactáceas globosas continúan siendo
destruidos in situ (Jiménez-Sierra y Eguiarte, 2010)
Aztekium valdezii es una especie de reciente descubrimiento, endémica
del estado de Nuevo León, México. Debido a su belleza y rareza, esta
especie ha sido objeto de un intenso saqueo de las poblaciones naturales.
Las senadoras Marcela Guerra Castillo, Blanca Alcalá Ruiz, Graciela Ortiz
González y Angélica de la Peña Gómez firmaron una iniciativa que fue
aprobada para proteger el área donde ésta se distribuye y exhorta a
diversas autoridades a proteger a Aztekium valdezii, por lo cual es
3

importante generar estrategias para su conservación y así evitar, en un
futuro cercano, que sus poblaciones se encuentren en grave peligro de
desaparecer.
El Cultivo de Tejidos Vegetales (CTV) es una herramienta que se ha
empleado con éxito en la propagación de especies en peligro de
extinción o de lento crecimiento. El éxito del CTV radica en la gran
cantidad de plantas que se pueden generar a partir de poco material
inicial en un tiempo relativamente menor en comparación con otros
métodos de propagación convencionales de cactáceas, para así
satisfacer la demanda de plantas.
En el presente estudio se logró la regeneración in vitro de A. valdezii y se
abre una nueva posibilidad de ayudar a la conservación de la misma, en
donde se podría cubrir de manera legal la demanda de plantas y así
contribuir a la protección de las poblaciones naturales.

Antecedentes
Biodiversidad
El término biodiversidad se refiere a la variedad de seres vivos sobre la
Tierra y los patrones naturales que la conforman. Comprende también la
gama de ecosistemas, de especies y de sus poblaciones, así como las
diferencias genéticas entre los individuos que las constituyen (Jiménez et
al., 2010).

Cerca de dos terceras partes de la biodiversidad mundial se localizan en
poco más de una docena de países conocidos como países megadiversos
(Sarukhán et al., 2009). México es un país Megadiverso por su elevado
número de especies pero también por su riqueza de endemismos, de
ecosistemas y por la gran variabilidad genética (Fig.1) (Espinosa y
Ocegueda, 2008).

Figura 1. Diversidad de especies de hongos, plantas y animales en el mundo y en México.
(CONABIO, 2006.)
5

México ocupa el primer lugar en el mundo en riqueza de reptiles, el
segundo en mamíferos y el cuarto en anfibios y plantas (Fig. 2).
Aproximadamente el 50% de las especies de plantas que se encuentran en
nuestro territorio son endémicas, esto se traduce en aproximadamente
15,000 especies (CONABIO, 2008). CONABIO (2008) reportó que para
algunas familias de plantas como las cactáceas esta cifra es aún mayor,
con 83% de especies y variedades que se encuentran sólo en nuestro
territorio (Fig. 2).

Figura 2. Las cinco familias de plantas con mayor número de especies nativas de la flora
de México y sus porcentajes de endemismo. (CONABIO, 2008).

Como se puede observar, (Fig. 2) los niveles de endemismo en estas
familias botánicas son muy altos. Debido a que las especies endémicas
generalmente tienen áreas de distribución restringida, éstas son más
vulnerables e incluso corren un mayor peligro de extinción en comparación
con plantas de amplia distribución. Lo anterior ocurre debido a que son
pocos los sitios que presentan las condiciones ambientales idóneas para
que completen su ciclo de vida.
6

Pérdida de la biodiversidad vegetal
La pérdida de biodiversidad, es un problema creciente; el cambio
climático y algunas actividades antropogénicas como la
sobreexplotación, el saqueo de especies y la falta de protocolos para la
conservación contribuyen a que el número de especies en alguna
categoría de riesgo aumente constantemente (Jiménez Sierra, 2011).

Las causas de extinción de plantas mexicanas no se encuentran bien
documentadas en comparación con los vertebrados. Sin embargo, se ha
señalado que la fragmentación, pérdida del hábitat y la colecta ilegal con
fines comerciales, entre otros factores afectan a muchas especies y
familias de plantas (Sosa y Platas, 1998; Flores-Palacios y Valencia-Díaz,
2007).

Aunado a las causas mencionadas, algunas especies vegetales poseen
características intrínsecas de su biología reproductiva y fisiología que las
hace más susceptibles a estas actividades. Algunos ejemplos de estas
características son: la baja viabilidad y producción de semillas y el lento
crecimiento (López y Olguín, 2013). Debido a la belleza de sus flores,
algunas especies de Cactaceae y Orchidaceae, son altamente cotizadas
en el mercado, motivo por el cual sus poblaciones silvestres han estado
sometidas a presiones de colecta (López y Olguín, 2013). Por lo que una de
las familias que se encuentra más amenazada, es la familia Cactaceae.
Generalidades de la Familia Cactaceae
La familia Cactaceae incluye entre 100 y 150 géneros y aproximadamente
1800 especies en el mundo, con alta diversidad y gran número de
endemismos en México (Arias y Flores, 2013). Se estima que en el país hay
7

669 especies, y que más de 70% de los géneros y de las especies son
endémicas (Hernández et al., 2007).

Con excepción de Rhipsalis baccifera, las cactáceas se encuentran
estrictamente en el continente americano (Anderson, 2001). México es el
país con la más alta diversidad de cactáceas del continente (Godínez-
Álvarez y Ortega-Baes, 2007). Las zonas desérticas y semidesérticas del país,
representadas por los desiertos de Sonora y Chihuahua, las selvas bajas
caducifolias y la depresión del Balsas, contienen una gran diversidad de
cactáceas (Jiménez, 2011). Entre las zonas con mayor diversidad en el
centro de México, destacan el Valle de Tehuacán-Cuicatlán y la Barranca
de Metztitlán (Jiménez, 2011).

El estado de Nuevo León ha sido señalado como un estado con una alta
riqueza a nivel de especies y géneros, siendo colocado en segundo o
tercer lugar a nivel nacional (González, 2004; Guzmán et al., 2003). Sin
embargo, es en las inmediaciones de la Sierra Madre Oriental y la Planicie
Costera del Golfo en donde se localizan géneros endémicos como
Geohintonia, Aztekium y Digitostigma (Del Conde et al., 2009; Anderson,
2001; Velazco y Nevarez, 2002).

Las especies pertenecientes a la familia Cactaceae han desarrollado
adaptaciones que les permiten enfrentar las adversas condiciones
climáticas de las zonas áridas. La mayoría de sus características
morfológicas y fisiológicas están relacionadas con el uso eficiente del
agua. Su forma globosa y robusta les permite almacenar agua, al mismo
tiempo que disminuye la superficie de la planta expuesta al sol. La
existencia de una cutícula impermeable que cubre toda la planta evita la
pérdida de agua por transpiración; la entrada y salida del agua está
regulada por los estomas (Becerra, 2000).
8

Al igual que otras plantas como las crasuláceas y los agaves, las
cactáceas realizan la fotosíntesis CAM. Este tipo de fotosíntesis consiste en
un desfasamiento en el tiempo del intercambio gaseoso. Durante la noche,
cuando la temperatura es menor, se abren los estomas para realizar el
intercambio gaseoso, y el dióxido de carbono captado es almacenado en
el tejido de la planta en forma de ácidos orgánicos. En el día cesa la
transpiración y, aprovechando la luz solar, realiza la síntesis de
carbohidratos a partir de estos ácidos orgánicos (Becerra, 2000).

Dado que las cactáceas disminuyen la transpiración durante el día, se
evita la pérdida excesiva del agua. Este proceso las obliga a producir
grandes masas
de tejido de almacenamiento, y la energía que gasta la
planta en producir este tejido repercute directamente en su crecimiento,
ya que la proporción entre el tejido de almacenamiento y el de
crecimiento es mayor en la mayoría de las plantas, motivo por el cual las
cactáceas tienen un lento crecimiento. La falta de hojas y la presencia de
espinas, ayuda a la planta a disminuir el calor provocado por la incidencia
de los rayos solares (Becerra, 2000).

Importancia ecológica de las cactáceas
Los cactus ofrecen alimento, refugio y hábitat a muchos organismos, como
lo son pequeños mamíferos (roedores y murciélagos), aves, reptiles y un
gran número de insectos (Jiménez, 2011). Las cactáceas columnares, con
flores nocturnas, tienen una gran importancia para fauna como los
murciélagos, los cuales actúan como sus polinizadores y dispersores de
semillas. Por lo tanto, la desaparición de uno de estos grupos llevaría
inevitablemente a la extinción del otro (Jiménez, 2011).

Por ejemplo, los murciélagos son conocidos polinizadores de algunas
cactáceas columnares como el “viejito” (Cephalocereus senilis) y de otras
cactáceas que representan recursos económicos significativos para los
humanos (como flores y frutos). Por lo tanto, la desaparición de este grupo
de plantas en sus ambientes naturales llevaría a un proceso de
empobrecimiento biológico de las comunidades desérticas y
semidesérticas de México, y a una pérdida de muchas especies útiles
(Jiménez, 2011) y potencialmente útiles.

Importancia económica de las cactáceas en México
Las características morfológicas que presentan las cactáceas en cuanto a
su forma y color las hacen sumamente atractivas para los colectores y
cultivadores, por lo que tienen gran demanda en el mercado de plantas
ornamentales, tanto a nivel nacional como internacional (Sánchez-
Mejorada, 1982). Asimismo, muchas cactáceas ofrecen algún beneficio al
hombre y han sido utilizadas como forraje para el ganado, combustible,
fuente de alimento y materias primas (Tabla 1).

Tabla 1. Usos que se le han dado a varios géneros de cactáceas en México
(Becerra, 2000).

Género Usos
Lophophora Propiedades alucinantes, empleado en
ceremonias
Opuntia Los tallos y frutos se consumen como
alimento
Stenocereus Los tallos se utilizan como cercos vivos y los
frutos se consumen
Hylocereus Los frutos se consumen y por sus flores se
considera ornamental
Acanthocereus Los tallos y los frutos son comestibles, el tallo
también tiene uso medicinal

Algunas especies son muy apreciadas por los coleccionistas y son
buscadas por su rareza, de tal suerte que han estado sujetas a un tráfico
ilegal, lo que ha llevado a poner en riesgo a varias especies (Jiménez,
2011). En el mercado ilegal, las cactáceas llegan a alcanzar grandes
precios.

Por ejemplo, en 1994 compradores japoneses ofrecían dos mil dólares por
un ejemplar de Geohintonia mexicana o de Aztekium hintonii (Becerra,
2000). En el Tercer Festival Cultural de las Cactáceas, San Ángel 2017, un
injerto de Aztekium valdezii, alcanzaba los $2000 por un ejemplar de
aproximadamente 4 cm de diámetro.

Situación actual de la Familia Cactaceae en México
Cuando los españoles llegaron a México, la rareza y hermosura de estas
plantas los sorprendió de tal manera que inmediatamente comenzaron a
coleccionarlas y enviarlas a Europa, iniciando así un comercio que a lo
largo de los años las ha llevado a ser uno de los grupos de plantas más
amenazados en nuestro país. La posición de México en el ámbito del
comercio internacional de cactáceas es lamentable en relación con la
diversidad de especies. Más de 300 especies de cactáceas del Desierto
Chihuahuense, se comercializan en forma estable fuera del país (Bárcenas,
2006).

México posee el mayor número de especies y endemismos de cactáceas
en el mundo, y se comercializan 91 especies, la diversidad cactológica
comercializada en México representa sólo 28.6% de la comercializada en
Estados Unidos, aun cuando la mayoría de las especies son endémicas al
territorio nacional (Bárcenas, 2006). Por lo que hay que encontrar la
manera de propagar y comercializar legalmente a A. valdezii, para
satisfacer la demanda y no afectar poblaciones naturales, utilizando el CTV
que nos ayuda a obtener plantas en un tiempo más corto que los métodos
convencionales de propagación.

De acuerdo a la Norma Oficial Mexicana NOM-059-SEMARNAT-2010,
actualmente 275 especies de cactáceas se encuentran en alguna de las
cuatro categorías de riesgo, de las cuales 255 son endémicas. Estas cifras
son alarmantes ya que nos indican que más del 40% de las especies
presentes en México están en peligro (Tabla 2).

Tabla 2. Cactáceas ornamentales con alta demanda en el mercado internacional
y su estatus de conservación.
Género Especies Estatus Endémica de
México
Ariocarpus A. agavoides CITES I; E; Pr Endémica
A. retusus CITES I; Pr Endémica
Astrophytum A. asterias CITES I; E; Pr Endémica
A. myriostigma V; Th Endémica
Aztekium A. hintonii R; Sp Endémica
A. ritteri CITES I; R; Th Endémica
Geohintonia G. mexicana Sp Endémica
Lophophora L. diffusa R; Id Endémica
L. williamsii Sp No Endémica
Obregonia O. denegrii CITES I; R; Th Endémica
Strombocactus S. disciformis CITES I; Th Endémica
(Adaptada de Perez-Molphe et al., 2015. Estatus: CITES I: Apéndice I; IUCN: V (Vulnerable),
R (Rara), E (En peligro), I (Indeterminado); NOM_059-SEMARNAT-2010: Id (En peligro), Th
(Amenazada), Sp (Protección especial)).

La lista Roja de Especies Amenazadas de la IUCN, brinda información
taxonómica sobre el estado de conservación y distribución de plantas,
hongos y animales. Este sistema está diseñado para determinar el riesgo
relativo de extinción. El objetivo principal de la Lista Roja de la IUCN es
catalogar y resaltar aquellos organismos que corren un mayor riesgo de
extinción global (es decir, los que figuran como En Peligro Crítico, En Peligro
y Vulnerable), también incluye información sobre organismos que se
clasifican como extintos en la naturaleza y taxones que no pueden
evaluarse debido a información insuficiente o a los que están cerca de
alcanzar los umbrales de amenazados (IUCN, 2017).

La CITES (Convención sobre el Comercio Internacional de Especies
Amenazadas de Fauna y Flora Silvestres) es un acuerdo internacional en el
que se agrupan las especies de plantas y animales que se encuentran en
peligro para regular o en su caso detener su comercio internacional para
contribuir a la conservación de dichas especies. Esta lista consta de 3
apéndices según el grado de amenaza, el Apéndice I que incluye
especies en peligro de extinción y su comercio está prohibido, el Apéndice
II que incluye especies amenazadas, pero que su comercio debe ser
moderado para evitar que las poblaciones de las especies incluidas se
vean afectadas y en el Apéndice III encontramos especies protegidas en
algún país pero que se controla su comercio.

Como se mencionó anteriormente, las cactáceas son una familia de
plantas que se encuentra amenazada por el saqueo y comercio ilegal de
muchas de sus especies, es por eso que toda la familia completa se
encuentra dentro del Apéndice II de CITES. Sin embargo algunas especies
enlistadas en el Apéndice I de CITES son: Ariocarpus spp., Astrophytum
asterias, Aztekium ritteri, Mammillaria pectinifera, Pelecyphora spp., entre
otras.

Dentro de los géneros que tienen una gran importancia comercial por su
rareza encontramos al género Aztekium, que cuenta con especies
endémicas de Nuevo León y que por ser plantas de lento crecimiento y
extrañas formas alcanzan precios elevados.

Descripción del género Aztekium
Aztekium es un género compueso por solo tres especies, morfológicamente
homogéneo de plantas globoso-deprimidas
a cortamente cilíndricas. Este
género se caracteriza por una combinación de caracteres morfológicos:
tallos cortos, menores de 10-15 cm de diámetro, verde grisáceos, las
costillas bien definidas, angostas y estriadas longitudinalmente, las aréolas
muy próximas entre sí, con espinas restringidas a las aréolas apicales,
cortas, aplanadas y recurvadas. Las flores emergen en el ápice de tallo, el
pericarpelo y el tubo receptacular desnudos, los tépalos y estambres
escasos, las semillas menores de 0.8 mm de longitud y con estrofiolo
(Boedeker, 1929). Su crecimiento es muy lento, uno de los más lentos
dentro de la familia (Quail, 2002).

Las plantas de este género crecen en el matorral xerófilo típico del norte
de México pero en ambientes particulares definidos por paredes o colinas
con yesos o calizas (Anderson et al., 1994; Rzedowski, 2006). Dentro de este
género encontramos solo a tres especies, A. ritteri, A. hintonii y A. valdezii
(Velazco et al., 2013) (Fig. 3).
Figura 3. Especies que conforman el género Aztekium, las plantas se encuentran
creciendo en su hábitat natural. A) A. ritteri planta con flor en antesis, B) A. hintonii y C) A.
valdezii planta con flor en antesis.

Clasificación taxonómica de Aztekium valdezii Velazco, Alvarado et Arias
2013
Reino: Plantae
División: Magnoliophyta
Clase: Magnoliopsida
Orden: Caryophyllales
Familia: Cactaceae
Subfamilia: Cactoideae
Tribu: Cacteae
Género: Aztekium Boedeker 1929
Especie: Aztekium valdezii Velazco, Alvarado et Arias 2013

Figura 4. Imagen de A. valdezii. Tomada de plantsrocksthings.tumblr.com
16

Distribución y hábitat de A. valdezii
La única población conocida de Aztekium valdezii se encuentra aislada en
las inmediaciones de la Sierra Madre Oriental, en el estado de Nuevo León
y se localiza en una zona de aproximadamente 2 km2 en Rancho
Guadalupe. Habita en cañadas similares a las de A. ritteri, es este mismo
complejo, lo que ayuda a mantener sus poblaciones aisladas de
ejemplares de A. ritteri (Fig. 5).

El tipo de vegetación en el que se encuentra A. valdezii es de tipo matorral
submontano y matorral desértico. Algunas especies que se presentan en
los alrededores del hábitat destacan: Cordia boissieri, Acacia rigidula,
Celtis pallida, Caesalpinia mexicana, Agave lechuguilla, Agave striata,
Echinocereus penthalophus, Ferocactus hamatacanthus por mencionar
algunas. Por otro lado, Selaginella lepidophylla crece en asociación con A.
valdezii (Velazco et al., 2013).

Figura 5. A) Distribución de A. valdezii. B) Se muestran las cañadas en las que habita A.
valdezii.

Descripción de Aztekium valdezii
Plantas simples o ramificadas desde la base. Tallo globoso, hasta 6 cm de
altura y 6 cm de diámetro, de color verde grisáceo; costillas hasta 5, sin
costillas secundarias, aréolas contiguas cubiertas con tricomas blanco-
amarillento en aréolas jóvenes, espinas 3 (-4) por aréola (Fig. 6). Presenta
caracteres morfológicos que permiten ubicarla como una novedad en el
género Aztekium, el número bajo de costillas (5 como máximo) y el
estrofiolo muy desarrollado en la semilla, representan las diferencias más
consistentes de este taxón con los otros miembros de Aztekium (Velazco et
al., 2013).

Figura 6. Aztekium valdezii, medida aproximada de ejemplares en su hábitat, se aprecian
sus características principales, las cinco costillas con los tubérculos comprimidos.
Situación actual de A. valdezii
Al ser una especie de reciente descubrimiento en el año 2013, causó un
gran impacto entre los coleccionistas. Actualmente puede encontrarse en
venta en algunas páginas de internet como eBay® (Fig. 7). Sin embargo,
18

no se menciona si estas plantas son propagadas en algún vivero, UMA o
bien, si son extraídas de las poblaciones naturales.

Figura 7. Oferta de plantas de Aztekium valdezii en internet.

Como se puede apreciar en la Figura 7, el precio de una planta que
apenas rebasa los 2 cm es de aproximadamente $2 899. Existe una
petición por parte del Senado de la República para proteger a esta
cactácea e investigar los posibles casos de tráfico ilegal. En esta petición
se menciona que se subastaban por internet plantas y se brindaba la
ubicación exacta de las poblaciones naturales incluso antes de que se
publicara la descripción de esta especie. El comercio ilegal puede ser
considerado como una de las principales amenazas debido a que en
internet es posible encontrar una gran cantidad de información sobre estas
especies. Inclusive, como se menciona anteriormente, es posible conocer
las localidades exactas en donde crecen estas plantas en nuestro país
(Álvarez et al., 2004).

La especie fue descubierta durante el año 2013, no se encuentra en
ninguna categoría de riesgo de la IUCN y la última actualización de la lista
de la NOM-059 fue en el 2010, por lo que no se encuentra dentro de
19

ninguna categoría. Solo se enlista en el Apéndice II de CITES junto con el
resto de la familia Cactaceae que regula su comercio. Para evitar la
pérdida de esta y otras especies deben plantearse estrategias de
conservación in situ y ex situ.
Conservación in situ
La conservación in situ implica que las especies permanecen en sus
hábitats naturales, expuestos a los procesos de selección natural tanto en
ecosistemas naturales como agroecosistemas. La conservación in situ
puede llevarse a cabo en áreas protegidas o fuera de ellas. La
característica principal de este tipo de conservación, es que la variabilidad
genética del germoplasma evoluciona con el ambiente, seleccionando las
frecuencias alélicas que mejor se adaptan a las condiciones ambientales
en las que crecen (IICA, 2010).
La conservación de especies in situ se ha pretendido lograr con la
declaratoria de Áreas Naturales Protegidas, corredores biológicos o las
Unidades de Manejo para la Conservación de la Vida Silvestre (UMA). En
Nuevo León existen 29 Áreas Naturales Protegidas (ANP) que abarcan una
extensión de casi 2.46% del territorio de acuerdo a la página de Internet
del Gobierno del Estado de Nuevo León (CONANP, 2019). Sin embargo,
esto no es suficiente para controlar la colecta ilegal y proteger a las
poblaciones silvestres de A. valdezii.
De acuerdo a la página de la CONANP (Comisión Nacional de Áreas
Naturales Protegidas), todos los estados de la Republica cuentan con
ANP´s; en total existen 182, que cubren 25.4 millones de hectáreas, sin
embargo, podemos darnos cuenta de que no son suficientes dado el gran
número de especies de plantas y animales que se encuentran en peligro
de extinción en nuestro país (CONANP, 2019).
20

Conservación ex situ
La conservación ex situ implica que el material genético sea protegido en
alguna localidad fuera del área de distribución de la población
progenitora. Esta estrategia se puede realizar utilizando tanto material
reproductivo como semillas y polen conservados en bancos, árboles vivos
plantados en arboreta, jardines botánicos o plantaciones de conservación,
establecidos a partir de semillas o partes vegetativas (FAO, 2017).
En esta forma de conservación, el objetivo es evitar la pérdida de la
diversidad de los recursos genéticos a través de una cuidadosa selección,
tanto de los individuos y las procedencias a reproducir, como de las áreas
de plantación, incluyendo el desarrollo de técnicas apropiadas para su
cultivo. Es especialmente útil para ciertas especies o géneros combinar los
procedimientos y conocimientos profundos del sistema de reproducción y
la biología de las especies, así como la metodología del cultivo en
plantaciones y del almacenamiento de las semillas y polen. Las especies
leñosas empleadas
en plantaciones se incluyen en esta categoría (FAO,
2017).
En el estado de Nuevo León se encuentra el Jardín Botánico “Biol. Glafiro
Alanis Flores” de la UANL y también el del Fideicomiso en Parque Fundidora.
Ambas estrategias (Conservación in situ y ex situ) son complementarias
para poder contribuir a la conservación de especies en peligro.
Métodos convencionales de propagación en cactáceas
Los cactus son comúnmente propagados por semillas o esquejes, pero
estos métodos tienen muchos inconvenientes (Ault y Blackmon, 1987). Las
semillas son a menudo difíciles de obtener debido a la incompatibilidad,
tienen bajas tasas de germinación y las plántulas suelen ser de crecimiento
21

lento (Ault y Blackmon, 1987). Por ejemplo, Astrophytum asterias, tiene un
crecimiento lento en su estado silvestre (0.85 - 3.65 mm por año), una
maduración sexual relativamente tardía (alrededor de 5 años),
autoincompatibilidad, pocos individuos y poblaciones separadas la una
con la otra, por lo cual experimenta limitaciones reproductivas importantes
(Gaona, 2018).

Por otra parte, la propagación por esquejes no siempre es factible y a
menudo sólo permite una baja tasa de multiplicación. Estas dificultades se
ven agravadas por la limitada disponibilidad de individuos de las especies
que están en peligro de extinción (Clayton et al., 1990). También se
presentan limitaciones en la aplicación de la propagación vegetativa, ya
que está casi restringida a cactáceas columnares y las especies globosas
no son susceptibles de ser multiplicados por esta vía puesto que el número
de plantas que se pueden generar está limitada por el número de tallos,
hijuelos o esquejes en la planta adulta (Pérez-Molphe et al., 2015).

Conservación de germoplasma
Nuevo León es el segundo estado con el mayor número de especies de
cactáceas en el país; riqueza que ha sido objeto de un intenso saqueo
(Sánchez et al., 2010). Esta situación, aunada a la perturbación paulatina y
a la destrucción de su hábitat por la apertura de nuevas áreas de
agricultura y ganadería, la construcción de caminos y carreteras, el
avance de la urbanización, el sobrepastoreo y los incendios forestales, ha
significado en un exterminio de poblaciones de algunas especies, en
particular de las más raras en la naturaleza, como los géneros de
cactáceas Geohintonia y Aztekium, lo que las ubica en una situación de
22

amenaza, que justifica las diversas iniciativas orientadas a la conservación
y el conocimiento de este grupo de plantas (Sánchez et al., 2010).
La pérdida de biodiversidad en nuestro país es muy grave, por lo cual
debemos contribuir a crear alternativas que nos permitan conservar
nuestras especies. La reproducción in vitro de cactáceas constituye uno de
los principales mecanismos para contribuir a la conservación de la
diversidad genética, lo que permite la multiplicación rápida de poco
material vegetal, con un bajo impacto sobre las poblaciones silvestres
(Giusti et al., 2002; Sánchez, 1999).
Cultivo de tejidos vegetales
El cultivo de tejidos vegetales es una herramienta de la biotecnología que
se basa en la totipotencialidad celular, esto quiere decir que a partir de
una sola célula, podemos obtener un organismo completo, así, podemos
fragmentar esta planta y a partir de cualquier órgano o tejido inoculado
en un medio de cultivo con todos los nutrientes necesarios, y condiciones
de luz, temperatura, pH y adicionando reguladores de crecimiento vegetal
podemos obtener, una vez superada la etapa experimental, en un corto
tiempo miles de plantas clonadas y libres de patógenos (González et al.,
2012).

Entre las ventajas que presenta el cultivo de tejidos vegetales sobre los
métodos tradicionales de propagación podemos mencionar al incremento
acelerado del número de plantas derivadas por genotipo. Debido a esto,
se requiere muy poco material (explantes) para iniciar los cultivos, el
tiempo de multiplicación es menor y se tiene un mayor control sanitario del
material que se propaga (Abdelnour y Vincent, 1994).

En 1957 Merrill King reportó inducción de callo en algunas especies de
cactáceas. La aplicación del cultivo de tejidos puede superar ciertas
limitaciones asociadas a la propagación convencional de cactáceas.

Por ejemplo, 1 cm de crecimiento en el tallo de Pelecyphora aselliformis,
toma de 2 a 3 años en condiciones de invernadero y más de 4 años en la
naturaleza, mientras que bajo condiciones in vitro, gracias a la alta
humedad, altas concentraciones de carbohidratos y los reguladores de
crecimiento vegetal (RCV), el desarrollo de plántulas puede ser mucho
más rápido (alrededor de 60 días) en comparación con las plantas
cultivadas ex vitro (Clayton et al., 1990; Santos-Diaz et al., 2003; Pérez-
Molphe-Balch et al., 2002); como Mammillaria woodsi que requiere al
menos un año o más para alcanzar el mismo tamaño que las plantas
regeneradas in vitro después de unos pocos meses en cultivo (Vyskot y
Jara, 1984).

Dentro del proceso de propagación por Cultivo de Tejidos Vegetales se
pueden diferenciar 5 etapas (González et al., 2012).
● Etapa 0. Selección de las plantas madres.

En esta etapa se seleccionan y acondicionan las plantas madres que serán
utilizadas para iniciar los cultivos in vitro. Estas plantas deben estar libres de
patógenos y sin ningún daño aparente de plagas superficiales para poder
proseguir con las siguientes etapas.

● Etapa I. Establecimiento aséptico de los cultivos.

Se debe seleccionar el explante con el que se hará el cultivo. Éstos pueden
ser semillas, fragmentos de tallos, hojas o raíces, incluso flores, anteras o
24

yemas preformadas, para proceder a su desinfección con soluciones
detergentes o fungicidas para eliminar los agentes contaminantes. Al
momento de la siembra in vitro se deberán mantener las condiciones de
asepsia al inocular el material bajo condiciones de una campana de flujo
laminar para evitar futura contaminación. Todos los materiales utilizados
para el manejo de las plantas deben estar esterilizados para evitar
contaminación en los cultivos.

Una ventaja importante que ofrecen los métodos de CTV es la posibilidad
de usar prácticamente cualquier órgano o un fragmento del órgano
seleccionado (Lema-Ruminska y Kulus, 2014). El tipo, el tamaño, la edad y
la posición del explante utilizado puede influir en la eficiencia del protocolo
de propagación (Dahanayake y Ranawake, 2011). Es por esto que se
deben elegir de manera correcta las plantas madre, con las que se
iniciaran los cultivos, también se debe verificar la viabilidad de las semillas y
su estado de maduración para poder así obtener resultados favorables en
la regeneración de plantas.

● Etapa II. Multiplicación del tejido.

A partir de los explantes asépticos obtenidos en la Etapa I, se emplean
medios de cultivo con reguladores de crecimiento vegetal (RCV) para
dirigir las respuestas morfogenéticas de las células. Dichas respuestas
pueden ser: (1) organogénesis, (2)embriogénesis somática o (3)activación
de yemas preformadas, las dos primeras pueden ser directas o indirectas si
primero se genera una masa desorganizada de células denominada callo
que debe subcultivarse para poder obtener, posteriormente, brotes o
embriones somáticos.

En la organogénesis podemos obtener órganos como tallos, raíces u hojas.
En cuanto a la embriogénesis somática podemos obtener embriones que
no fueron resultado de la fusión de gametos. De esta forma podemos
obtener miles de plantas en un periodo de tiempo muy corto y todas ellas,
prácticamente, con características uniformes y libres de patógenos.

● Etapa III. Elongación y enraizamiento.

En la Etapa II se obtienen brotes pequeños y sin raíz, estos deben
individualizarse y enraizarse hasta desarrollar plántulas completas. En el
caso de los embriones
somáticos, se deben germinar para poder obtener
plantas. Los brotes obtenidos se transfieren a un medio de cultivo que
promueva el enraizamiento, usualmente con IBA, AIA o con la adición de
carbón activado.

● Etapa IV. Aclimatización.

Es necesario aclimatizar a las plantas de forma gradual al medio externo
por lo que se debe disminuir la humedad relativa e incrementar la
intensidad de luz. En esta etapa, las plantas pasan de una condición
mixotrófica a una autotrófica, pues las plantas al estar en un medio de
cultivo con todos los nutrientes necesarios para desarrollarse, el proceso de
la fotosíntesis se ve disminuido.

Medio de cultivo y reguladores de crecimiento vegetal (RCV)

La selección del medio de cultivo es crucial para la eficiencia en el cultivo
de tejidos. Dado que el medio va a contribuir al crecimiento de todas las
células, y los cambios en el medio a menudo son necesarios para los
26

diferentes tipos de respuesta en el crecimiento de un explante (Smith,
2006).
Los medios de cultivo están compuestos principalmente por:
macronutrientes, micronutrientes, una fuente de carbono, reguladores de
crecimiento vegetal, vitaminas, agente solidificante, aminoácidos y otros
suplementos de nitrógeno (George et al., 2008).
Uno de los medios más usados es el medio Murashige and Skoog (MS) que
tiene como característica su alto contenido en nitrato, potasio y amonio,
en comparación con otros medios de cultivo (Murashigue y Skoog, 1962;
Smith, 2006).
Las fitohormonas y sus inhibidores son sustancias producidas por las plantas
y regulan su respuesta a estímulos ambientales como luz, temperatura y
humedad, ayudando de esta manera a regular y coordinar los procesos
esenciales para el desarrollo normal de las plantas (Wain, 1980; Doerner,
2000; Crozier et al., 2000).
La respuesta de las células, tejidos y órganos cultivados in vitro dependen
de los niveles endógenos y de los RCV exógenos que se añaden al medio
de cultivo (Pérez-Molphe et al., 2015). Las auxinas son requeridas por todas
las células vegetales para la división y formación de raíces, y en altas
concentraciones pueden suprimir la morfogénesis (Smith, 2006). Las
citocininas son empleadas, solas o en combinación con auxinas, para
estimular la división celular y controlar la morfogénesis; adicionarlas al
medio en cultivos de tallo, se sobrepone a la dominancia apical y libera la
dormancia de los meristemos laterales (George et al., 2008).
Los RCV más utilizados para inducir organogénesis directa en cactáceas
son la 6-benciladenina (citocinina) (BAP), ácido naftalenacético (ANA), el
27

ácido indolacético (AIA) y el ácido indolbutírico (IBA). Asimismo, el ácido
2,4-diclorofenoxiacético (2,4-D) es utilizado para promover la formación de
callo y/o embriogénesis somática en diferentes explantes y especies de
cactáceas (Pérez-Molphe et al., 2015).
La proliferación de callo a partir de tejidos de la mayoría de plantas
dicotiledóneas requiere la presencia tanto de auxinas como de citocininas
en el medio de cultivo (George et al., 2008). Las citocininas también se
requieren para fomentar el crecimiento de las yemas axilares y reducir la
dominancia apical en los cultivos de plantas con hojas anchas. Pero los
niveles de citocininas que son demasiado altos, causan muchos brotes
pequeños que por lo general no elongan y pueden presentar un
fenómeno llamado hiperhidratación (George et al., 2008).
Principales problemas durante el establecimiento in vitro
Los explantes requieren de una desinfección superficial antes de ser
cultivados en medio nutritivo. Generalmente se utiliza una solución de
hipoclorito de sodio, algunos explantes, como las semillas, son muy
pequeños y se desinfectan en tubos de centrífuga para sedimentar las
semillas y decantar las soluciones con una pipeta (Smith, 2006). Las semillas
son más resistentes a ser expuestas durante un mayor tiempo a altas
concentraciones de agentes desinfectantes que las partes vegetativas de
las plantas (Infante, 1992; Da Costa et al., 2001).
El establecimiento in vitro de tejidos vegetales, o la inducción de algunas
especies de plantas, está limitado en gran medida por la oxidación de los
explantes y el medio de cultivo. Esto constituye uno de los problemas más
serios y frecuentes desde el inicio y durante el mantenimiento de un tejido
cultivado in vitro (George, 1996; Laukkanen et al., 2000; Murkute y Shanti-
Patil, 2003; Tang y Newton, 2004).
28

Contaminación
El establecimiento de cultivos asépticos puede ser un reto con algunas
plantas. Adicionalmente, el proceso inicial de desinfección del material
vegetal, especialmente si las plantas son raras y el material es limitado,
puede resultar caro y tardado (Smith, 2006).
La contaminación es uno de los problemas más graves en la
micropropagación de especies vegetales. Produce cuantiosas pérdidas de
material, tanto en los trabajos de investigación como en la
micropropagación comercial (Debergh y Zimmerman, 1991). La
contaminación puede provenir de microorganismos que colonizan la
superficie o el interior del explante o puede deberse al mal manejo durante
la manipulación por parte del operador. Asimismo, puede ser ocasionada
por un mal funcionamiento de los equipos como las autoclaves o
campanas de flujo laminar o mala asepsia de las áreas de incubación
(Debergh y Zimmerman, 1991).
El efecto negativo de los microorganismos contaminantes sobre las plantas
in vitro puede ser considerable tomando en cuenta que compiten con
ellas por los elementos nutritivos del medio y les provocan daños directos e
indirectos por la colonización de sus tejidos o la liberación al medio de
cultivo de metabolitos tóxicos (George, 1993). De esta forma, pueden
reducir los coeficientes de multiplicación, inhibir el enraizamiento y
ocasionar la muerte de las plantas (George, 1993).
El éxito de los sistemas de propagación de plantas por biotecnología
depende en gran medida del control y la prevención de la contaminación
(Pérez, 1998). Existen varias estrategias para controlar y manejar la
contaminación durante el CTV, las cuales incluyen la prevención mediante
la selección y el tratamiento de la planta madre, la desinfección superficial
29

del explante y la identificación de los microorganismos contaminantes, el
control de la contaminación a través del uso de sustancias antimicrobianas
y el cultivo de meristemos (Niedz y Bausher, 2002).
Oxidación
La oxidación de tejidos cultivados in vitro, se puede definir como la
oxidación por radicales libres de diferentes componentes celulares, así
como la oxidación de compuestos fenólicos catalizado por la enzima
polifenol oxidasa (PPO) dando como resultado la producción de quinonas.
Estas últimas son altamente reactivas, generando daño e incluso la muerte
celular (Amiot et al., 1996; Bray et al., 2000).
En el caso particular de cultivo de tejidos in vitro, los procesos de oxidación
son causados por el efecto abrasivo del agente desinfectante aplicado al
explante, los cortes que sufre el tejido, la composición del medio de cultivo,
y el volumen del frasco de cultivo, entre otras causas. (George, 1993;
Tabiyeh et al., 2006; Van Staden et al., 2006; Abdelwahd et al., 2008).
Las estrategias para evitar los procesos de oxidación del explante
cultivado in vitro, son diversas. Para algunas especies el problema
disminuye con el uso de medio líquido (Zepeda y Sagawa, 1981), pero
también se puede adicionar carbón activado (Harikrishnan et al., 1997), de
polivinil pirrolidona (Chacón y Gómez, 1996) o la sustitución del regulador
de crecimiento (Jambor-Benczur et al., 1997). Desafortunadamente, un
único método no siempre es suficiente debido a la complejidad del
problema, requiriéndose una solución integral. Por ejemplo, Fernández
(2014) observó que los explantes de Backebergia militaris presentaban
una
severa oxidación. Para contrarrestarlo, desinfectó y sembró nuevos
explantes en medio líquido adicionado con PVP en diferentes
concentraciones.
30

Microinjertos
Los injertos in vivo son una técnica antigua que comúnmente se usa para
la propagación de especies de cactáceas con el fin de contrarrestar el
lento crecimiento de estas plantas (Cullmann et al., 1986). El uso de Injertos
en la propagación comercial ha sido restringido debido a las bajas tasas
de éxito atribuidas a la falta de consistencia en las técnicas usadas,
problemas de contaminación de hongos o bacterias y el estrés por
deshidratación en el área de unión del injerto (Maldonado y Zapien, 1977).
Una alternativa potencial para evitar algunos de estos problemas es el
microinjerto de plántulas in vitro, que se realiza bajo condiciones asépticas
y de alta humedad relativa (Burger, 1985; Hartmann et al., 1997).

Los microinjertos se desarrollaron en la década de 1980 y consisten en
colocar explantes de ápices o tallos sobre la superficie expuesta de un
portainjerto, al cortar su parte apical (Rehman y Gill, 2015). La transferencia
de explantes de ápices a portainjertos, puede llevarse a cabo in vivo o in
vitro. Antes de microinjertar, es necesario preparar el portainjerto. Los
portainjertos empleados, son comúnmente reproducidos a partir de
semilla, pero también es posible utilizar brotes micropropagados (George
et al., 2008).

Usualmente los injertos en condiciones in vitro tienen varias ventajas tanto
para la producción comercial como para la investigación; se ha aplicado
para la mejora de varias especies de árboles, eliminación de virus y estudio
de conexiones fisiológicas entre portainjertos e injertos (Rehmann, 2015). El
origen del portainjerto, la posición del injerto en el portainjerto, el tamaño
del injerto, las condiciones de luz y temperatura, la composición del medio
de cultivo y los tratamientos con reguladores de crecimiento vegetal,
31

tienen un efecto importante en el éxito de los microinjertos (Rehmann,
2015).

En la literatura se pueden encontrar algunos artículos recientes sobre
injertos y microinjertos en plantas como cítricos y rosáceas; en contraste,
son pocos los resultados al buscar información sobre microinjertos en
plantas suculentas. Estrada-Luna y colaboradores (2002) realizaron injertos
en forma horizontal y en forma de cuña con algunas especies de Opuntia,
para determinar el mejor método para microinjertos in vitro el cual fueron
los injertos en forma horizontal. Bach (2009) menciona que una de las
metas en el injerto de cactus es producir un gran número de brotes
robustos en un corto periodo de tiempo. Por lo tanto, el uso de microinjertos
nos permitiría propagar vegetativamente plantas raras, en peligro de
extinción o difíciles en un tiempo menor en comparación con los métodos
convencionales.
Cultivo de tejidos en cactáceas

Las cactáceas como muchas de las plantas suculentas, son de lento
crecimiento. Sin embargo, se ha podido demostrar su potencial
regenerativo cuando son cultivadas in vitro (López y Olguín, 2013). La
aplicación del CTV puede superar ciertas limitaciones asociadas con la
propagación convencional de cactáceas (Clayton et al., 1990). Es por esto
que el cultivo in vitro es una buena herramienta para la conservación y
propagación de cactus que se encuentran amenazados. En la Tabla 3 se
muestran algunos trabajos de CTV en cactáceas y las respuestas
obtenidas.

Tabla 3. Algunos trabajos previos en la familia Cactaceae, mostrando el explante, la concentración
de RCV y los resultados obtenidos.

Especie Explante Tratamiento Respuesta
(tiempo)
Referencia
O. amyclaea Cladodios MS con BA
1mg/L
Brotes (25
días)
Villalobos et
al., 1991
A. retusus No se
menciona
MS con agua de
coco
Callos y
embriones
somáticos
Stuppy y Nagl,
1992).
C. senilis Aréolas MS con ANA 0.3
+ BA 3.0 mg/L y
ANA 0.3 + K
3.0 mg/L
Brotes (21
días)
Choreño, 2002.
Echinocereus
knippelianus, E.
schmollii, Escontria
chiotilla, Mammillaria
carmenae, M.
carmenae fo.
rubrisprina, M.
herrerae, M.
theresae, Melocactus
curvispinus y Polaskia
chichipe.
Aréolas MS, 3% de
sacarosa, con
BA (0.5, 1.0 y 2.0
mg /L ;
2-
isopentiladenina
(2iP) (1.0, 3.0 y
5.0 mg L)
Brotes (45-
60 día)
Retes-Pruneda,
et al., 2017
Astrophytum asterias Tallos y
raíces
MS sin
reguladores,
BAP/ANA 2/0.5
mg/L, KIN/ANA
2/0.5 mg/L
Brotes (1
mes a 3
meses)
Gaona, 2018
Coryphanta
elephantidens
Cultivos de
callo
MS con BAP
1.5mg/L
Brotes (150
días)
Bhau y
Wakhlu, 2015
Ariocarpus
kotschoubeyanus
Tubérculos
de plantas
obtenidas
in vitro
MS con
BAP/ANA
13.3/5.4 µM
Brotes (5
semanas)
Moebius-
Goldammer et
al., 2003

Cultivo de tejidos en el género Aztekium
Se han realizado muy pocas investigaciones de propagación in vitro en A.
hintonii y A. ritteri (Tabla 4). Existe un solo reporte de investigación con A.
valdezii debido a su reciente descubrimiento.

Tabla 4. Algunos reportes sobre la propagación in vitro con especies del género Aztekium donde se
muestra la respuesta obtenida y los RCV empleados.

Especie Explante Tratamiento Respuesta Referencia
Aztekium
ritterii
Brotes de
plantas
germinadas
in vitro
MS con 0.1 BA sola y 0.1 BA
/0.01ANA
2 KIN /2 2,4-D 1, 2ANA; 1, 2IBA
mg/L
Brotes, Embriones
somáticos, Callo
Rodríguez-Garay
y
Rubluo, 1992
Aztekium
ritterii
Aréolas MS con (2.5mg/L BAP; 1.0mg/L
ANA; 2.0mg/L AS; 2.0g/L PVP).
Y (1.0mg/L BAP; 1.0mg/L ANA).
Callo y brotes
hiperhidratados
Navarro et al.,
2009
Aztekium
ritterii
Semillas
Tallo
MS con 1.0 mg/L GA3
MS con ANA 0.5 mg/L, AS 2.0
mg/L, PVP 2.0 g/L y BAP (1.0,
1.5, 2.0, 2.5, 3.0 mg/L)
Plántulas
Callo y brotes
Felix, 2011.
Aztekium
hintonii
Callo 0.1 y 0.5mg/Ll de 2,4-D y 0.1 y
0.5mg/L
de K
Callo y embriones
somáticos.
Calderón, 2007.
Aztekium
hintonii y A.
ritteri
Semillas Germinación en condiciones in
vivo
Germinación Quail, 2002
Aztekium
hintonii y A.
valdezii
Semillas y
costillas
MS 50% con 1g/L de carbón
activado y MS 25% con 45g/L
sacarosa, 20g/L de D-Sorbitol,
1g/L de carbón activado y sin
RCV
Germinación y
obtención de brotes
Fuentes, 2017

Justificación

Aztekium valdezii es una cactácea de reciente descubrimiento, endémica
de Nuevo León, con importantes funciones ecosistémicas, es considerada
de alto valor ornamental pero no ha sido incluida en la NOM-059, no
obstante que ha sido objeto de un intenso saqueo, presenta lento
crecimiento, poblaciones reducidas, y grandes huecos en su información,
que en conjunto la ponen en riesgo de extinción. A pesar de que tiene
valor comercial, y su colecta y venta son ilegales, poco o nada se cultiva,
por lo que una alternativa es la aplicación de cultivo de tejidos vegetales
que ha probado ser una útil herramienta biotecnológica y que permitiría
como con otras especies su estudio, propagación, conservación y como
alternativa de aprovechamiento sustentable.

Objetivos
Objetivo general

● Establecer las condiciones de cultivo in vitro para dirigir el desarrollo
de las células para la regeneración de brotes de Aztekium valdezii.

Objetivos particulares

● Establecer un protocolo de desinfección para el establecimiento
aséptico de semillas de A. valdezii.
● Comparar la germinación in vitro y ex vitro
● Explorar las respuestas morfogenéticas de explantes, tallos y raíces
de A. valdezii.
● Describir el efecto de auxinas y citocininas en el control del desarrollo
para la regeneración de órganos.

Materiales y métodos
Material vegetal
Se utilizaron 45 semillas de Aztekium valdezii, que fueron colectadas
el 16
de mayo de 2014, en la Sierra Madre Oriental. A partir de éstas se obtuvo el
peso promedio y la longitud de las semillas para su posterior siembra in
vitro y ex vitro tanto en sustrato como en medio de cultivo.
Desinfección de las semillas
Se emplearon dos protocolos de desinfección:
El primer lote fue de diez semillas las cuales se colocaron en una bolsa de
té vacía para facilitar su manipulación. Primero se enjuagaron con agua
destilada, posteriormente se colocaron en una solución de Extran 2% v/v
(30 minutos), para cambiarlas a una solución de etanol 70% v/v (30
segundos), y finalmente a una solución de hipoclorito de sodio 15% v/v (15
minutos) para concluir con tres enjuagues con agua destilada estéril.
En el segundo protocolo se omitió la bolsa de té y se emplearon tres lotes
de diez, quince y diez semillas cada uno y consistió en sumergirlas en
solución jabonosa 20% v/v (20 minutos), solución de etanol 70% v/v (1
minuto), solución de Soluvet® 4% v/v (15 minutos), solución de fungicida
Captán® 1g/L ( 90 minutos), solución de hipoclorito de sodio 20%v/v (20
minutos) finalizando con tres enjuagues de agua destilada estéril. Todas las
soluciones empleadas se prepararon con agua destilada estéril. Todo el
proceso se llevó a cabo dentro de una campana de flujo laminar con
ayuda de una gradilla y tubos Eppendorf® de 0.5 mL esterilizados
previamente. Se colocó una semilla por tubo y el cambio de soluciones y
los enjuagues se realizaron con ayuda de jeringas estériles de 3 mL.
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Germinación in vitro
Se utilizaron semillas del segundo protocolo de desinfección y se inoculó
una semilla por frasco en medio de cultivo MS modificado con 50% de la
concentración de macro y micronutrientes y 100% de la concentración de
compuestos orgánicos (MS 50%), sacarosa 3% pH 5.7, y 8.5 g/L de agar.
Germinación ex vitro
Se utilizaron semillas del segundo protocolo de desinfección, se sembraron
5 semillas de A. valdezii en una maceta de plástico con una mezcla de
sustrato que contenía tepojal y tierra negra con proporción 3:1, las semillas
solo se dejaron caer en el sustrato, no se enterraron y se regaron cada diez
días con ayuda de un aspersor con agua destilada. Fueron mantenidas en
condiciones de invernadero.
Disección e inducción morfogenética de explantes
La siembra de explantes de tallos y raíces se realizó en medio MS 50% con
30 g/L de sacarosa y 3.8 g/L de Gellan Gum, se añadieron 100 mg/L de
ácido cítrico, 100 mg/L de ácido ascórbico, 0.5 g/L de PVP, con una
concentración de BAP/ANA 1/0.2 mg/L para el Tratamiento 1; BAP/ANA
0.5/0.025 mg/L para el Tratamiento 2; y el control sin RCV. Fue sembrado un
explante por frasco de cultivo, con un periodo de inducción de 10
semanas.
En el Tratamiento 1 se emplearon 7 plántulas de 4 a 5 meses de edad, de
las cuales solo 4 presentaban aréolas. Debido a su pequeño tamaño (1-2
mm) se realizó un único corte separando la raíz para obtener así dos tipos
de explante: tallo y raíz (Fig. 8 A y B).
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Figura 8. A y B) Plántulas empleadas en el Tratamiento 1 y el Control. En la Figura A se
observa el comienzo de la formación de aréolas, el tallo de una textura lisa y raíz no
ramificada, en la Figura B la raíz se aprecia más desarrollada y con ramificaciones y el
ápice con aréolas más definidas; C) Plántulas utilizadas en el Tratamiento 2, las aréolas
del ápice presentan lana, se aprecia la formación de costillas y las raíces son más largas.
a:aréolas, ra:raíces, co:costillas.
En cada frasco se sembró un explante (de tallo o de raíz) y se realizaron 7
repeticiones para cada tipo de explante. Después de 5 semanas en el
medio de inducción inicial, se subcultivaron en medio MS 50% al que se le
disminuyó la concentración de RCV BAP/ANA 0.2/.06 mg/L donde
permanecieron 5 semanas más y finalmente se subcultivaron en medio de
cultivo MS 50% con 30 g/L de sacarosa sin RCV con los antioxidantes (ácido
cítrico y ácido ascórbico) y 0.5g/L de adsorbente PVP. En este medio de
cultivo, se realizaron subcultivos cada 3 meses.
Para el Tratamiento 2 se utilizaron plantas más grandes de
aproximadamente 8 meses de edad, con un tallo de unos 3 mm y raíz de 5
mm, todas presentaban aréolas bien definidas (Fig. 8C). Al igual que en el
Tratamiento 1, se realizó un solo corte separando el tallo y la raíz; se sembró
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un explante por frasco (de tallo o raíz) y se realizaron 5 repeticiones para
cada tipo de explante. Se mantuvieron por 5 semanas en medio de
cultivo MS 50% con 30 g/L de sacarosa y una concentración BAP/ANA de
0.5 / 0.025 mg/L.
Posteriormente se subcultivaron en medio de cultivo MS 50% con 30 g/L de
sacarosa y una concentración BAP/ANA 0.25/0.05 mg/L y después de 5
semanas se subcultivaron en medio de cultivo MS 50% con 30 g/L de
sacarosa sin RCV, en este medio de cultivo, se realizaron subcultivos cada
3 meses.
Para el Control se mantuvieron en medio MS 50% con 30 g/L de sacarosa y
antioxidantes, con un subcultivo constante, aproximadamente cada 3
semanas, durante un año.
Transcurrido un año, al no consolidarse los brotes obtenidos en el
Tratamiento 1, se decidió realizar microinjertos con los brotes obtenidos en
la inducción de A. valdezii. Como portainjerto se utilizaron plantas de
Hylocererus undatus de 4 cm de altura aproximadamente germinadas in
vitro en medio MS 100%. Estos se realizaron en la campana de flujo laminar
bajo condiciones de asepsia. Con la ayuda de pinzas y bisturí se procedió
a separar brotes del callo de A. valdezii que medían aproximadamente de
3-5 mm y presentaban aréolas. Éstos se mantuvieron en cajas Petri estériles
mientras a plantas de H. undatus de 3-4cm, se les cortó el ápice para
obtener portainjertos de 2-3cm de altura. Posteriormente ambos se
tomaron con las pinzas y se unieron por la parte recién cortada, como se
muestra en la Figura 9.

Se sembró un microinjerto por frasco, con un total de 10 repeticiones, no se
añadieron RCV y los subcultivos fueron cada 6 semanas en medio MS 100%.
Se observaron cada semana, durante 6 meses.
Para todos los cultivos in vitro, todos los medios de cultivo fueron
esterilizados en autoclave a 120°C y 1.5 kg/cm2 de presión durante 17
minutos. Todos los cultivos se mantuvieron en una cámara de incubación
con una temperatura de 25± 2 °C y fotoperiodo de 16 h de luz y 8 h de
oscuridad.

Figura 9. Esquema tomado de Estrada-Luna 2002
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Resultados y discusión
Medición y peso de las semillas
Las medidas promedio de las semillas de A. valdezii (Fig. 10) fueron de 0.6
mm de ancho (desviación estándar 0.013, error estándar 0.004), 0.882 mm
de largo (desviación estándar 0.028 error estándar 0.008). En cuanto al
peso de las semillas, 45 semillas pesaron 2.79 mg, lo que indicó que el peso
promedio de una semilla fue de 0.0558 mg. Esto coincide con lo reportado
para otras especies del género Aztekium de acuerdo a la comparación
que realizó Velazco y colaboradores en 2013 (Tabla 5). Esto se realizó con
la intención de obtener más datos sobre el material inicial y para identificar
anomalías en las semillas, como diferencias en el tamaño o forma.

Figura 10. Semillas de A. valdezii, en donde se observa que la testa tiene una superficie
rugosa y un estrofiolo desarrollado. est: estrofiolo
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Tabla 5. Comparación morfológica de las semillas entre las especies de Aztekium
(Modificado de Velazco et al., 2013).
Aztekium hintonii Aztekium ritteri Aztekium valdezii
Longitud (mm) (0.59-) 0.70 (-0.82) (0.41-) 0.67 (-0.81) (0.37-) 0.57 (-0.69)
Grosor (mm) (0.57-) 0.62 (-0.67) (0.47-) 0.60 (-0.74) (0.42-) 0.52 (-0.69)
Forma Ovoide Ovoide Ovoide
Relieve Convexo en
domos bajos
Convexo en
domos altos
Convexo en
domos altos
Estrofiolo Reducido Reducido Desarrollado
Desinfección de las semillas
El primer protocolo de desinfección empleado
no resultó efectivo, ya que
en los primeros 4 días se obtuvo un 50% de contaminación por hongos. Este
resultado contrasta con el reportado por Félix (2011), en el que se logró la
desinfección de las semillas de Aztekium ritteri utilizando Extran® al 2% v/v.
Las semillas que fueron desinfectadas en el primer lote, al contaminarse por
hongos se sometieron a un nuevo tratamiento de desinfección sin éxito,
pues estas semillas se perdieron, ya que se volvieron a contaminar. Dado
que el primer protocolo de desinfección no resultó efectivo, se consideró
conveniente realizar la aplicación de un agente fungicida.

El segundo protocolo de desinfección resultó más efectivo al no presentar
contaminación hasta el momento de la inducción de los brotes (4 meses),
debido a que se incluyó otro desinfectante SoluVet®.

El desinfectante SoluVet® fue empleado por Vargas (2017) en la
desinfección de semillas de Agave guiengola y por Gaona (2018) en
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semillas de Astrophytum asterias obteniendo un 100% de asepsia.

La adición de SoluVet® y Captan al segundo protocolo de desinfección
contribuyeron para lograr el 100% de asepsia en la siembra de las semillas,
así como también el retirar la bolsa de té para la manipulación de estas,
pues al estar en los tubos Eppendorf, las semillas, que tienen una superficie
rugosa, estuvieron en contacto directo con las soluciones desinfectantes
todo el tiempo. Es importante señalar que las semillas provenían de
poblaciones naturales por lo que pudieron estar en contacto con un mayor
número de agentes contaminantes, a diferencia de semillas obtenidas de
plantas cultivadas en condiciones de invernadero.

Germinación in vitro y ex vitro
De las 5 semillas que se sembraron (ex vitro) en sustrato, solo una germinó
después de 3 meses, en cuanto a las 30 semillas que se sembraron en
medio de cultivo, germinaron 23, el 76%, las primeras semillas germinaron
transcurridos 6 días y las últimas germinaron a los 88 días como se puede
apreciar en la Gráfica 1.

Gráfica 1. Comparación de la germinación en sustrato y en medio de cultivo.
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Álvarez y colaboradores (2004) reportaron una baja tasa de germinación
en Strombocactus disciformis, con un rango de 25-82% en semillas de
diferentes poblaciones, completándose en un periodo de 12 días. Estos
autores aplicaron un tratamiento de desinfección pre-germinativo, el cual
pudo afectar la viabilidad de las semillas, desde la sobre-exposición
(tiempo y concentración) de blanqueador comercial y otros
desinfectantes que son conocidos por el daño que causa en tejidos como
embriones y que afectan la germinación (Camacho et al., 2018). En la
presente investigación, para evitar la contaminación de los cultivos, se
añadió fungicida Captan 1g/L durante 90 minutos y se aumentó el tiempo
de exposición al hipoclorito de sodio, lo que pudo afectar la tasa de
germinación de las semillas.

La germinación in vitro de semillas puede estar limitada debido a que
algunas especies de cactus presentan latencia (Lema-Ruminska y Kulus,
2014). La germinación in vitro fue asincrónica, esto quiere decir que las
primeras semillas germinaron en la semana posterior a su siembra y hubo
semillas que germinaron pasados 3 meses, esto pudo deberse a la
dormancia de las semillas. Esta dormancia puede estar implicada en la
formación de bancos de semillas. A pesar de que no existen estudios que
avalen esta información, es posible que muchas especies muestren un tipo
de dormancia que podría formar al menos un banco de semillas de corto
plazo (Rojas-Aréchiga y Vázquez-Yanes, 2000).

Silvius (1995) menciona que las semillas de Stenocereus griseus de una zona
semi-árida de Venezuela permanecieron en el suelo por 4 meses antes de
germinar. Bowers (2000) menciona que las semillas de Ferocactus wislizeni
germinaron en un 87.5% después de estar enterradas por 17 meses,
sugiriendo la existencia de un banco de semillas en el sitio de estudio. Flores
45

y colaboradores en 2008 realizaron un estudio en donde se encontró que
semillas de 5 años de Turbinicarpus lophophoroides tuvieron 66% de
germinación y en T. pseudopectinatus obtuvieron 48% de germinación en
semillas de 1 año. Lo que implica que las semillas de estas especies
presentan dormancia al momento de ser dispersadas.

En 2002, Quail reportó diferencias en el crecimiento y el cultivo de las
especies de Aztekium en condiciones in vivo. En primer lugar encontró que
el porcentaje de germinación de A. hintonii fue del 80%. En contraste, A.
ritteri mostró solamente 10% de germinación. Además menciona que
ambas especies tienen un crecimiento muy lento, pero que A. hintonii es
ligeramente más rápida que A. ritteri.

En 2017, Fuentes reportó en un primer intento, 33% de germinación in vitro
en A. hintonii y 66.6% en A. valdezii. Posteriormente, en otro ensayo reportó
diferentes porcentajes de germinación en A. valdezii (11.8%) y en A. hintonii
(68%). La baja tasa de germinación en el segundo ensayo se atribuyó a la
pérdida de viabilidad de las semillas.

En la presente investigación se registró 76% de germinación, el cual fue
mayor al reportado por Fuentes (2017) y similar al reportado en
Lophophora williamsi (67.5-77.5%) así como en Ariocarpus kotschoubeyanus
y Cereus hildmannianus (Moebius-Goldammer et al., 2003; Langer y
Mergener, 2013).

Lo anterior nos indica que las semillas de A. valdezii pierden viabilidad con
el tiempo. Los ensayos de germinación en este trabajo se realizaron con un
mes de diferencia, mientras que Fuentes (2017) realizó los ensayos con 6
meses de diferencia. Para conocer el tiempo de viabilidad de las semillas
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se podría realizar un estudio de germinación utilizando semillas con
diferentes edades para así poder conocer la edad en la que tienen un
mayor porcentaje de germinación y así poder aprovechar su capacidad
de germinacion. El crecimiento de la planta ex vitro fue muy lento, después
de 4 meses de haber germinado, apenas rebasaba 1 mm de diámetro
(Fig, 11).

En este trabajo encontramos que el crecimiento y desarrollo de las plantas
de A. valdezii germinadas in vitro fue mayor y más eficiente que en
condiciones ex vitro (Fig. 11). En condiciones ex vitro, después de 4 meses
de la germinación no había aún presencia de aréolas, mientras que en las
plantas cultivadas in vitro (Fig. 12), después de dos meses de haber
germinado éstas presentaban aréolas bien definidas y una raíz ramificada.
Asimismo, éstas presentaban el doble de longitud comparada con la
planta ex vitro. Mammillaria woodsii crecida de semillas, requiere al menos
un año o más para alcanzar el mismo tamaño que las plantas regeneradas
in vitro después de unos pocos meses en cultivo (Vyskot y Jara, 1984).

Félix (2011) reportó que plantas de A. ritteri después de 37 días de su
germinación medían 1 mm y pasados aproximadamente 121 días medían
entre 2 y 3 mm, mismas medidas que fueron alcanzadas en 21 y 60 días
respectivamente en ejemplares de A. valdezii en este estudio. Estos
resultados indican que el género Aztekium presenta un lento crecimiento,
aún en condiciones in vitro.
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Figura 11. A) Planta de A. valdezii después de 15 días de germinada. B) Pasados 3 meses
no se aprecia el crecimiento de aréolas C y D) Después de 4 meses de germinada la
planta apenas rebasa 1 mm de diámetro. En todas las imágenes se aprecia los restos de
la testa y la superficie de la plántula es lisa. rt: restos de la testa.
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Figura 12. A) Plántula de Aztekium valdezii recién germinada se observan los restos de la
testa y la raíz no ramificada B) Después de 3 semanas presentaba una aréola. C y D) la
planta presentaba una raíz ramificada y aréolas bien definidas dos meses después de la
germinación. a: aréolas, rt: restos de la testa,

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