Transformacion-microbiologica-de-tres-lactonas-sesquiterpenicas-1113-dehidroeriolina-7-hidroxi-3-desoxizaluzanina-c-y--santonina-empleando-diferentes-biocatalizadores-hongos

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Facultad de Estudios Superiores Zaragoza 
 
 
Transformación microbiológica de tres lactonas 
sesquiterpénicas 11,13-dehidroeriolina, 7-hidroxi-
3-desoxizaluzanina C y -santonina empleando 
diferentes biocatalizadores (hongos). 
 
TESIS 
 
Que para obtener el título de: 
B I Ó L O G O 
 
P r e s e n t a : 
 Laura Guadalupe Olguín Hernández 
 
Director de tesis: 
M. en C. Arturo Eduardo Cano Flores 
 
 
México, CDMX. Mayo, 2017. 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, 
reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
 
 
Agradecimientos 
 
 
A la DGAPA por su apoyo al proyecto IN 216012. 
 
 
A la Carrera de Biología de la Facultad de Estudios Superiores Zaragoza, UNAM. 
 
 
Al Personal Técnico Académico del Instituto de Química, UNAM. 
 
 
Al Dr. Guillermo Delgado Lamas del Instituto de Química, UNAM. 
 
 
Al Dr. Jorge Folch del Centro de Investigaciones en Biotecnología, UAEM. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
El presente trabajo fue presentado en el 34° Congreso Nacional de 
Educación Química y el 50° Congreso Mexicano de Química, 
Querétaro, México. 2015. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 mi madre Emelania Hernández Arellano, por ser una maravillosa mujer quien me 
ha acompañado en cada momento de mi vida; por haber creado ese vínculo que 
solo las dos comprendemos, por ser el apoyo físico, moral, con el que toda 
persona debería de contar y que la vida siendo generosa me ha obsequiado. Por cada 
consejo, bueno o malo, pero dado con amor de madre. 
 
A mi padre Pánfilo Olguín Ramírez, por haber sido el pilar de la familia, permitiéndome 
llegar a este momento en los mejores términos, por haber sacrificado tanto, para que sus 
hijas no padecieran aquellos estragos de la vida que a algunos como a él, eran inevitables 
que no ocurrieran. 
 
A mis hermanas Nallely Olguín Hernández y Erika Olguín Hernández por ser apoyo y 
consuelo de aquellas veladas de insomnio perturbado por la escuela, por cada alegría y 
sonrisa provocada para superar cualquier suceso desagradable e inevitable de la vida que 
hemos tenido la fortuna de compartir, por cada palabra de aliento y mimos que solo 
ustedes como hermanas pueden ofrecerme. 
 
A mis tíos María Magdalena Hernández y Luis Guillermo Trejo, porque ustedes saben lo 
importantes que son para que este proceso hoy culmine, por el cariño, los consejos, el 
tiempo que me han obsequiado. 
 
A mis primas Viridiana Trejo Hernández y Perla Trejo Hernández, por su compañía y 
entusiasmo en la convivencia de día con día, como familia. 
A 
Dedicatorias. 
 
 
 
 
Un especial agradecimiento al maestro Arturo Cano Flores, por la confianza brindada para 
llevar a cabo este proyecto, por todo el conocimiento transmitido en cada clase, el cual es 
el obsequio más valioso que existe y jamás se olvida; por cada palabra de aliento en las 
situaciones más difíciles y el reconocimiento en nuestros logros, ese apoyo que más que 
de un profesor significaba el de un amigo. Admiración y respeto a esa gran persona que el 
destino posicionó en mi camino. 
 
A Sharon Morales Díaz, esa persona que se convirtió en una gran mejor amiga en todo el 
proceso de la Universidad, sabes perfectamente todo lo que tuvimos que pasar para llegar 
hoy a este punto. Por ser el soporte, la compañera, la amiga, en todo este tiempo, por los 
tiempos difíciles, por tantas alegría, por la competencia generada para ser mejor día a día. 
 
A mis compañeros de laboratorio, ese lugar que no fue para nosotros solo un área de 
trabajo sino un lugar armónico, en donde se establecieron lazos de amistad que espero 
preservemos durante un interminable tiempo. Gracias por los maravillosos momentos, y 
todo lo aprendido: Rigoberto Ramos, Javier Gómez, Fernando Adame, Erandy Villegas, 
Johen Mercado, Esdras Gálvez, Ángel Torralva, Francisco Zavala. 
 
A mis amigos Luis Olguín, Leonardo Manzano, Selene Noriega, por todo el tiempo que 
llevamos juntos, años de compañerismo, amistad, cariño, sorpresas, ustedes saben lo que 
nos une. Gracias por todo lo que somos cuando estamos juntos.
 
i 
 
Índice 
Lista de abreviaturas. ..........................................................................................................................iii 
I. RESUMEN .................................................................................................................................. 1 
II. INTRODUCCIÓN ......................................................................................................................... 2 
III. MARCO TEÓRICO ...................................................................................................................... 4 
3.1 Metabolismo Primario y Secundario. ........................................................................................ 4 
3.2 Metabolitos Secundarios (MS). ................................................................................................. 4 
3.3 Terpenos. ................................................................................................................................... 6 
3.4 Sesquiterpenos .......................................................................................................................... 8 
3.5 Generalidades de Lactonas Sesquiterpénicas (LsS). .................................................................. 8 
3.6 Generalidades de la actividad biológica de las LsS. ................................................................ 10 
3.7 Generalidades de las biotransformaciones. ............................................................................ 11 
3.8 Biocatalizadores y la importancia de los hongos. ................................................................... 13 
3.9 Taxonomía de los hongos. ....................................................................................................... 14 
3.9.1 Generalidades ...................................................................................................................... 14 
3.9.2 Bjerkandera adusta. ......................................................................................................... 16 
3.9.3 Aspergillus niger. .............................................................................................................. 17 
3.9.4 Beauveria bassiana. ......................................................................................................... 18 
3.9.5 Cunninghamella blakesleeana ......................................................................................... 19 
3.9.6 Fusarium moniliforme. ..................................................................................................... 20 
3.10 Biotransformaciones de Lactonas Sesquiterpénicas. ............................................................ 22 
3.11 Características de las lactonas objeto de estudio. ................................................................ 27 
IV. JUSTIFICACIÓN ........................................................................................................................ 28 
V. HIPÓTESIS ................................................................................................................................30 
VI. OBJETIVOS ............................................................................................................................... 31 
6.1 Objetivo General. .................................................................................................................... 31 
6.2 Objetivos Particulares. ............................................................................................................ 31 
VII. MATERIAL Y MÉTODO ............................................................................................................. 32 
7.1 Separación y purificación de lactonas sesquiterpénicas. ....................................................... 32 
7.2 Hongos utilizados. ................................................................................................................... 33 
7.3 Biotransformación cualitativa de 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C 
(2) y -santonina (3). .............................................................................................................. 33 
7.3.1 Resiembra de los diferentes hongos. ............................................................................... 33 
7.3.2 Resiembra de Bjerkandera adusta. .................................................................................. 34 
 
ii 
 
7.3.3 Preparación de los medios de cultivo para la biotransformación de las lactonas 
sesquiterpénicas. ....................................................................................................................... 34 
7.3.4 Inoculación de los medios de cultivo con los diferentes hongos. .................................... 34 
7.3.5 Adición de los sustratos: 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) y 
-santonina (3). ......................................................................................................................... 35 
7.3.6 Determinación del proceso de biotransformación por CCF. ............................................ 35 
7.4 Determinación de la toxicidad de las lactonas sesquiterpénicas 1-3. .................................... 36 
7.4.1 Resiembra de Aspergillus niger y Beauveria bassiana. .................................................... 36 
7.4.2 Determinación de la toxicidad por el método de medio envenenado de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Aspergillus niger. ................................................................................ 36 
7.4.3. Determinación de la toxicidad por el método de medio envenenado de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Beauveria bassiana. ........................................................................... 37 
7.4.4 Determinación de la toxicidad por el método de halo de inhibición de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Aspergillus niger. ................................................................................ 37 
7.4.5 Determinación de la toxicidad por el método de halo de inhibición de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Beauveria bassiana. ........................................................................... 37 
7.5 Biotransformación cuantitativa de 11,13-dehidroeriolina (1) con diferentes hongos. .......... 38 
7.5.1 Obtención de los residuos de biotransformación. ........................................................... 38 
7.5.2 Separación de los residuos de biotransformación. .......................................................... 39 
7.6 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Aspergillus niger. ................................. 39 
7.7 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Bjerkandera adusta. ............................ 40 
7.8 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Beauveria bassiana. ............................ 41 
7.9 Biotransformación de la 11,13-dehidroeriolina (1) con Cunninghamella blakesleeana......... 42 
7.10 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Fusarium moniliforme. ...................... 42 
7.11 Biotransformación de 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) con Bjerkandera adusta. ......... 43 
VIII. RESULTADOS. ........................................................................................................................ 44 
8.1 Transformación cualitativa de las lactonas sesquiterpénicas 1-3 con diferentes hongos. ..... 44 
8.2 Determinación de CMI de las LsS 1-3 frente a Aspergillus niger y Beauveria bassiana. ......... 45 
8.3 Transformación cuantitativa de la 11,13-dehidroeriolina (1) con Aspergillus niger, Beauveria 
bassiana, Bjerkandera adusta. ................................................................................................ 50 
8.4 Biotransformación cuantitativa de 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) frente a Bjerkandera 
adusta. .................................................................................................................................... 60 
8.5 Biotransformación cualitativa de -santonina (3). ................................................................. 60 
IX. CONCLUSIONES ....................................................................................................................... 61 
X. SUGERENCIAS. ......................................................................................................................... 62 
XI. BIBLIOGRAFÍA. ......................................................................................................................... 63 
XII. ESPECTROS. ................................................................................................................................. 64 
file:///C:/Users/laura/Documents/FES/Tesis/tesis%2011.docx%23_Toc480408440
 
iii 
 
 
Lista de abreviaturas. 
 
AcOEt: Acetato de etilo. 
APD: Agar papa dextrosa. 
ATCC: American Type Culture Collection. 
ATP: Trifosfato de Adenosina. 
CDBB: Colección de Cultivos del Depto. de Biotecnología y Bioingeniería del CINVESTAV. 
CDCl3: Cloroformo deuterado. 
CCP: Cromatografía en Capa Fina Preparativa. 
CCV: Cromatografía en Columna a Vacío. 
CoA: Coenzima A. 
d: Señal Doble. 
dd: Doble de Doble. 
ddd: Doble de Doble de Doble. 
dddd: Doble de Doble de Doble de Doble. 
dq: Doble de Cuarteto 
DMSO: Dimetilsulfóxido. 
DEPT: Experimento de desacoplamiento parcial en C-13. 
EMAR (FAB+): Espectrometría de Masas de Alta Resolución. 
EM (IE): Espectrometría de Masas por Impacto Electrónico. 
FADH2: Dinucleótido de Flavín Adenina. 
HAc: Ácido acético. 
HMBC: Correlación heteronuclear a larga distancia C-H. 
HSQC: Correlación heteronuclear a un enlace C-H. 
IR: Infrarojo. 
J: Joules. 
lb: Libras. 
LsS: Lactonas sesquiterpénicas. 
MHz: Mega Hertz. 
MS: Metabolitos secundarios. 
MeOH: Metanol. 
NADPH: Dinucleótido de Nicotinamida Adenina. 
PDA Pirofosfato dimetilalilo. 
pf: Punto de fusión. 
PII: Pirofosfato de isopentenilo. 
 
iv 
 
ppm: Partes por millón 
Rf: Factor de retención. 
RMN 13C: Resonancia Magnética Nuclear de Carbono. 
RMN 1H: Resonancia Magnética Nuclear de Hidrógeno. 
YEPGA: Medio de cultivo. 
 (Hz): Constante de acoplamiento. 
eV: Electronvoltio. 
C: Desplazamiento químico en RMN 13C. 
H: Desplazamiento químico en RMN 1H. 
 
 
1 
 
 
I. RESUMEN 
 
En el presente trabajo se dan a conocer los resultados obtenidos de la biotransformación 
cualitativa y cuantitativa de la 11,13-dehidroeriolina (1) con Aspergillus niger, Beauveria 
bassiana, Bjerkandera adusta, Cunninghamella blakesleeana y Fusarium moniliforme, de 
donde se obtuvieron como productos a la eriolina (38) y epi-eriolina (39). Además de la 
biotransformación cualitativa de 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) y -santonina (3). 
Así como, la determinación de la toxicidad de la 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-
desoxizaluzanina C (2) y -santonina (3), frente a A. niger y B. bassiana. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2 
 
II. INTRODUCCIÓN 
 
El reino vegetal se caracteriza por laproducción de una gran diversidad de metabolitos 
secundarios alcaloides, limonoides, monoterpenos, sesquiterpenos, triterpenos, 
flavonoides, cumarinas, fenilpropanoides, iridoides, entre otros, los cuales cumplen 
funciones ecológicas en las plantas, como: la de favorecer su adaptación al medio ambiente 
y su interrelación con otros organismos; así como, una marcada actividad de protección 
contra agentes patógenos, luz UV, ozono (O3), entre otros. Sin embargo, una de sus 
aplicaciones más importantes de los metabolitos secundarios, hoy en día, estriba en la gran 
diversidad de actividades biológicas que presentan como prototipo para la producción de 
agentes farmacéuticos. 
 
Dentro de este grupo de sustancias, se encuentran las lactonas sesquiterpénicas (LsS, con 
15 átomos de carbono), metabolitos secundarios que se caracterizan por poseer actividades 
biológicas, como: anti-tumoral, anti-leucémica, anti-malárica, citotóxica, anti-inflamatoria, 
anti-fúngica, entre otras. Ejemplos de lactonas sesquiterpénicas que han sido objeto de un 
amplio estudio, se puede citar: artemisinina, partenólida, santamarina, helenalina, (ver 
figura 1). Sin embargo, su mediana polaridad y alta toxicidad, limitan su evaluación 
biológica en diferentes pruebas in vitro. Por lo tanto se requieren de cambios químicos 
estructurales en las diferentes moléculas, las cuales pueden efectuarse por medio de 
reacciones químicas, mediante el uso de biocatalizadores. 
 
Figura 1. Lactonas sesquiterpénicas con actividad biológica. 
 
Dentro de los biocatalizadores se pueden encontrar enzimas libres, enzimas inmovilizadas, 
complejos enzimáticos, cultivo de tejidos o bien organismos enteros, los cuales tienen como 
finalidad transformar un sustrato mediante una transformación química en condiciones 
 
3 
 
suaves de reacción (temperatura y pH) y se caracteriza por ser altamente regio, estereo y 
quimio selectivas. 
 
El estudio de las transformaciones químicas con hongos es un campo de investigación 
dinámico. En particular la hidroxilación selectiva de sustratos caracterizados por el 
complejo enzimático Citocromo P-450. Las enzimas fúngicas interactúan con diferentes 
sustratos de manera xenobiótica o biosintética, transformando dicho sustrato mediante la 
inserción de oxígeno, en los enlaces C-H y C-C, adición de O2 alquenos. Además de la 
transferencia de grupos acilo o mediante la formación de glicósidos. Así como también, 
mediante la hidrólisis o formación de amidas, epóxidos, ésteres y nitrilos. También se han 
observado reacciones de hidrogenación, hidratación y reacciones de isomerización, 
epimerización, racemización y eliminación de unidades pequeñas. 
 
Por tanto, las transformaciones microbiológicas de varias clases de compuestos orgánicos, 
han sido frecuentemente empleadas para la obtención de nuevos análogos de compuestos 
naturales o sintéticos. El descubrimiento de nuevos productos a partir de 
biotransformaciones es una alternativa importante para superar los niveles crecientes de 
resistencia a fármacos, por patógenos de plantas y humanos. Además, una 
biotransformación es una herramienta químico-biológica, económica y ecológicamente 
viable. 
 
En el presente trabajo se dan a conocer los resultados obtenidos de la biotransformación de 
las lactonas sesquiterpénicas 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C 
(2) y -santonina (3) con diferentes biocatalizadores. 
 
 
 
4 
 
III. MARCO TEÓRICO 
 
3.1 Metabolismo Primario y Secundario. 
 
El metabolismo es el conjunto de reacciones bioquímicas que transcurren en una célula 
reacciones químicas catalizadas por diferentes enzimas. Las diferentes reacciones se 
agrupan en las denominadas rutas metabólicas, de manera que el producto de una reacción 
es el sustrato de la siguiente y así sucesivamente. Podemos distinguir entre rutas catabólicas 
y rutas anabólicas. Las rutas catabólicas son aquellas en las que se da la degradación u 
oxidación de la materia orgánica (respiración celular) para dar lugar a energía en forma de 
ATP y poder reductor en forma de NAD(P)H o FADH2. El ATP obtenido es 
mayoritariamente utilizado para realizar algún trabajo. En las rutas anabólicas se utilizan la 
energía y el poder reductor, obtenido en las rutas catabólicas, para generar compuestos 
orgánicos a partir de la oxidación de compuestos muy simples [1]. Estos procesos 
constituyen en su conjunto el metabolismo primario, el cual puede derivar en rutas alternas 
que conducen a la formación de los denominados metabolitos secundarios (MS) o 
productos naturales (PN). 
 
Los metabolitos secundarios son compuestos que, sin ser esenciales para la supervivencia 
de células individuales, tienen un papel importante en la conservación, propagación y 
adaptación de la planta en su entorno ecológico [2]. 
 
3.2 Metabolitos Secundarios (MS). 
 
Los metabolitos secundarios (MS) son compuestos de bajo peso molecular, participan en 
los procesos de adaptación de las plantas con su ambiente, en la simbiosis con otros 
organismos, en la atracción de insectos polinizadores, dispersores de semillas y frutos. 
Además, son biosintetizados en condiciones de estrés, tales como: a) el consumo por 
herbívoros —artrópodos y vertebrados—, b) el ataque por microorganismos —virus, 
bacterias y hongos—, c) la competencia por el espacio de suelo, la luz y los nutrientes entre 
 
5 
 
las diferentes especies de plantas, y finalmente, a la exposición de la luz solar u otros tipos 
de estrés abiótico [3], como se observa en la figura 2. 
 
Figura 2. Interacciones presentes entre los organismos y diversos metabolitos secundarios.1, 
 
En la actualidad se conocen aproximadamente 20,000 estructuras de MS, los cuales por su 
composición química pueden ser clasificados en tres grupos principales: terpenos, 
compuestos fenólicos —cumarinas, ligninas, flavonoides, antocianinas, flavones y 
flavonoles, isoflavones, ácidos fenólicos— y compuestos nitrogenados —alcaloides, 
glicosidos, aminoácidos no proteicos—[4]. La diversidad estructural dentro de un mismo 
grupo de MS está dada por modificaciones químicas a una estructura básica, originadas por 
reacciones de hidroxilación, metilación, epoxidación, malonilación, esterificación y 
glicosilación. Ésta variabilidad ocasiona perfiles metabólicos diferentes a nivel de 
población, especie y de órganos vegetales, la cual es parte de la estrategia de adaptación de 
las plantas con su ambiente [3]. 
 
1 Dudareva,N.; Negre, F.; Nagegowda, D.; Orlova, I. Plant volátiles: Recent advances and future perspectives. 
Critical Reviews in Plant Sciences, 2006, 25, 417-440. 
 
6 
 
3.3 Terpenos. 
 
Los terpenoides (isoprenoides) son metabolitos secundarios muy diversos, constituidos por 
una unidad básica denominada isopreno (2-metil-1,3-butadieno). Todos los terpenoides son 
sintetizados a partir de precursores comunes: pirofosfato dimetilalilo (PDA) y pirofosfato 
de isopentenilo (PII). El PDA y PII se producen a través de dos vías distintas, vía del 
fosfato metil eritrol (vía PME) y vía ácido mevalónico (AMV) los cuales han sido objeto de 
estudio por parte de la ingeniería metabólica [5], ver figura 3. 
 
 
Figura 3. Biosíntesis de terpenos, vía ácido mevalónico (AMV) y vía del fosfato metil eritrol (vía 
PME)2 
 
Los terpenos son un grupo de productos naturales diverso muy frecuente en todo el reino 
vegetal, son generalmente insolubles en agua y biosintetizados a partir de la acetil CoA o de 
intermediarios glicolíticos. En el esquema 1, se describe la biosíntesis del pirofosfato de 
farnesilo (PPF) por medio de la adición electrofílica del pirofosfato de isopentenilo (PPI) al 
 
2 Herwig O. Gutzeit and Jutta Ludwig-M€uller Plant Natural Products: Synthesis, Biological Functions and 
Practical Applications,First Edition, 2014 by Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA. 
 
7 
 
pirofosfato de geranilo (PPG). La biosíntesis del PPF tiene lugar en el citoplasma de la 
planta, ver esquema 1, vía la ruta del ácido mevalónico (AMV).3 
 
 
 
Esquema 1. Ruta de biosíntesis de los terpenos. Acetil Coenzima A sintasa (AACS), 
Hidroximetilglutaril-CoA sintasa (HMGS), Hidroximetilglutaril-CoA reductasa (HMGR), 
Mevalonato Kinasa (MVK), Fosfomevalonato Kinasa (PMK), Mevalonato Difosfato Dicarboxilasa 
(PMD), Isopentenil Difosfato Isomerasa (IDI), difosfato de farnesilo (FPPS) [2]. 
 
 
Estos compuestos están constituidos por dos o más unidades de isopreno, los cuales se unen 
de acuerdo a la regla del isopreno4. La nomenclatura de los terpenos refleja el número de 
unidades de isopreno presentes: monoterpenos (10 C), sesquiterpenos (15 C), diterpenos 
(20 C), triterpenos (30 C) y tetraterpenos (40 C) [6]. 
 
 
 
3 Los plastos (orgánulos celulares en plantas), tienen como función principal, la producción y almacenamiento de 
importantes compuestos químicos usados por la célula, en ellos se lleva a cabo una ruta metabólica alterna conocida 
como la vía del fosfato dimetil eritrol (vía PME), también conocida como vía del no mevalonato. 
4 Regla de Isopreno Regla de Isopreno (Regla de Ruzicka). Dos o más unidades de isopreno se unen de manera regular, 
por medio de la “cabeza” de una unidad con la “cola” de una segunda unidad, como por ejemplo: farnesol, germacrano 
A y α-santonina. 
 
 
 
8 
 
3.4 Sesquiterpenos 
 
Los sesquiterpenos están conformados por 15 átomos de carbono. Su importancia radica en 
que son componentes principales de los aceites esenciales de muchas especies vegetales, 
los cuales tienen una amplia aplicación en la industria farmacéutica, alimenticia y en la 
elaboración de perfumes. En este grupo, se encuentran, las lactonas sesquiterpénicas [7]. 
 
3.5 Generalidades de Lactonas Sesquiterpénicas (LsS). 
 
Las lactonas sesquiterpénicas (LsS) son un grupo de metabolitos secundarios que se 
encuentran presentes en más de 100 familias de angiospermas, como por ejemplo 
Magnoliaceae, Umbelliferae, Lamiaceae, entre otras. Sin embargo, es en la familia 
Asteraceae, de donde se han aislado el mayor número de LsS descritas en la literatura 
química (aproximadamente 8 000) [8,9]. Las lactonas sesquiterpénicas se derivan a partir 
del pirofosfato de farnesilo (PPF) [10], ver figura 4, los cuales se biosintetizan en el citosol 
de la célula. 
 
Figura 4. Origen biosintético de diferentes metabolitos secundarios en plantas. 5 
 
5 Baldwin, I., T. Plant volatiles. Current Biology Vol 20 No 9 
 
9 
 
Las LsS poseen 15 átomos de carbono (prefijo sesqui), las cuales se clasifican con base en 
su esqueleto carbocíclico en 4 grandes familias [11], ver diagrama 1: germacranólidas 
(anillo de 10 átomos), eudesmanólidas (biclico, 6/6), guayanólidas (biciclo, 5/7) y 
pseudoguayanólidas (biciclo, 5/7). 
 
 
Diagrama 1. Biogénesis propuesta para los diferentes esqueletos en las lactonas 
sesquiterpénicas. 
 
 
En la figura 5, se enlistan algunos ejemplos de lactonas sesquiterpénicas y su esqueleto 
base: partenólida (4), santamarina (5), artabsina (6) y partenina (7), donde el cierre del 
anillo lactónico es con el C-6. Sin embargo, existen también LsS cerradas en C-8, como por 
ejemplo 11,13-dehidroeriolina (1); así como, iso-allo-alantolactona (8) y 2,3-dehidro-
11,13-dihidroconfertina (9) [12]. 
 
10 
 
 
 
Figura 5. Ejemplos de lactonas sesquiterpénicas con diferentes esqueletos y 
 cierre del anillo lactónico. 
 
3.6 Generalidades de la actividad biológica de las LsS. 
 
Las LsS se caracterizan por poseer un grupo -metilen--lactona, el cual es muy reactivo 
frente a sustancias nucleofílicas, como mercaptanos, tioles y aminoácidos cisteína y 
metionina, mediante una adición de tipo Michael del grupo tiol y glutatión intracelular 
libre, dando lugar a la formación de aductos 
covalentes (figura 6) [13], los cuales pueden 
interferir en los procesos biológicos claves, lo que 
lleva a la muerte celular controlada conocida 
como apoptosis [14]. Por lo tanto, es el grupo -
metilen--lactona responsable de las diversas 
actividades biológicas de las LsS. Entre las 
actividades biológicas descritas para las lactonas 
sesquiterpénicas se encuentran en la literatura: 
actividad antiinflamatoria [15], antibacteriana [16], 
antifúngica [17], antimalárica [13], citotóxica [12], 
antihelmíntica [18], antitumoral [10], entre otras. 
Figura 6. Formación del aducto entre 
el grupo -metilen--lactona y GSH. 
 
11 
 
Las diferencias en las actividades biológicas entre las LsS individuales pueden ser 
explicadas por diferentes grados de alquilación. Sin embargo, otros factores tales como su 
lipofilia, la geometría molecular y el ambiente químico pueden influir en la actividad de 
dichos compuestos. 
 
Sin embargo, uno de los principales inconvenientes de las LsS para su evaluación biológica 
es su baja solubilidad en agua y su alta toxicidad. Una posible solución a estos problemas 
podría ser a través de una transformación química [14] y/o microbiológica [11]. 
 
3.7 Generalidades de las biotransformaciones. 
 
Una biotransformación se define como una transformación o proceso químico, en las que 
un reactivo o sustrato se convierte en un producto por la acción de un catalizador biológico 
enzima, enzima inmovilizada, tejido celular u organismo completo, entre otros los cuales 
poseen la característica principal de generar grandes cantidades de biomasa y una amplia 
variedad de enzimas en un periodo corto de tiempo. Por ejemplo, los microorganismos 
tienen la capacidad de realizar diversas reacciones químicas, donde destacan: 
hidroxilaciones, acetilaciones, oxidaciones, reducciones, transesterificaciones, hidrólisis, 
entre otras; las cuales son inaccesibles por métodos químicos [19]. Por ejemplo, se puede 
citar la “biohidroxilación” por el Citocromo P-450 en diferentes sustratos, como se 
muestran en el esquema 2. 
 
 
Esquema 2. Ejemplos de “biohidroxilación” catalizadas por el complejo enzimático P-450. 
 
12 
 
La amplia versatilidad funcional de los procesos catalizados por el sistema P-450, es debido 
al elevado número de sustratos que es capaz de metabolizar, ver esquema 3. Los sistemas 
P-450 poseen al menos tres tipos de actividad: 
 
 
Esquema 3. Ejemplos de sustratos del citocromo P-450 BM3. 
 
a) La actividad de monooxigenasas. Se lleva a cabo en presencia de O2 y NADPH; a través 
de esta actividad los compuestos xenobióticos inertes (no polares) sufren diversos tipos de 
reacciones, de acuerdo con la reacción 1. 
 
 
b) La actividad de oxidasa. En ella ocurre la transferencia de electrones del P-450 reducido 
al O2, acompañado de la formación de radicales aniónicos, superóxido y de peróxido de 
hidrógeno, de acuerdo con la reacción 2. 
 
 
13 
 
c) La actividad reductasa: Ocurre en condiciones anaerobias y en ella se da la transferencia 
de electrones a sustratos para producir radicales libres. 
 
Una segunda característica de las biotransformaciones es que proceden con una alta regio-, 
quimio- y estereo-selectividad. Un ejemplo clásico es la hidroxilación del metileno en C-11 
de la progesterona por Rhizopus arrhizus en 1952 [20], como se indica en figura 7. 
 
 
 
Figura 7. Biotransformación de la progesterona por R. arrhizus. 
 
La incorporación de las transformaciones microbiológicas por medio de microorganismos 
y/o enzimas, se ha incrementado en los últimos años en la industria, en los laboratorios de 
síntesis orgánica y como metodología en muchos proceso biotecnológicos, con la finalidad 
de investigar nuevas rutas para la obtención de compuestos útiles en química fina, 
farmacéutica, agroquímico, entre otros. De manera que hoy sonconsideradas como 
procedimientos sustentables y ecológicamente competitivos, contribuyendo al desarrollo de 
la química verde. 
 
3.8 Biocatalizadores y la importancia de los hongos. 
 
Una característica importante de un biocatalizador es su especificidad, la cual determina las 
etapas de transformación, rendimiento y sustentabilidad de un proceso biotecnológico. Así 
como, una disminución de los residuos contaminantes generados a partir de reacciones 
secundarias; como son: racemizaciones, epimerizaciones, transposiciones, entre otras. 
Debido a que se efectúan en condiciones normales de presión y temperatura [21]. 
 
 
14 
 
Entre los principales biocatalizadores utilizados hoy en día, se encuentran los hongos 
filamentosos, los cuales se nutren por la absorción de los principales nutrientes que deben 
de contener una fuente de C, N, P y minerales, la composición del medio de cultivo se 
vincula a la capacidad de sintetizar metabolitos secundarios. Ya que el desarrollo fúngico es 
dependiente de la composición de su medio [22]. 
 
En este rubro los hongos filamentosos, los mohos, setas, levaduras y hongos 
macroscópicos, han sido aprovechados para la producción de múltiples compuestos de 
importancia industrial y biotecnológica. 
 
Durante siglos el hombre ha utilizado los microorganismos en su beneficio para realizar 
diferentes transformaciones biológicas, sin saber que las transformaciones obtenidas se 
debían a la función de determinadas enzimas6 presentes en los organismos utilizados. Como 
por ejemplo, la levadura Saccharomyces cerevisiae o las bacterias lácticas que se han 
utilizado desde hace siglos en la producción de alimentos — el vino, la cerveza, el queso, el 
vinagre o el pan—. 
 
La investigación sobre las enzimas actualmente tiene una gran relevancia gracias a los 
conocimientos aportados por distintas disciplinas, como son la ingeniería genética, 
ingeniería metabólica, e ingeniería enzimática [23]. 
 
3.9 Taxonomía de los hongos. 
 
3.9.1 Generalidades 
 
Los hongos son organismos heterótrofos, carecen de clorofila y tienen una pared celular 
rígida; pueden ser unicelulares o multicelulares y se reproducen sexual o asexualmente. 
 
 
6 Wilhelm Kühne (1937-1900), acuñó el término enzima que viene del griego que significa “en levadura”, para describir 
los procesos de fermentación. En 1989, Eduard Büchner demostró que el proceso de la fermentación alcohólica se debía 
a la acción de unas enzimas llamadas “zimasas”. La Unión Internacional de Bioquímica ha enlistado más de 2 000 
enzimas, las cuales han sido clasificadas con base a la reacción que catalizan. Actualmente más de 800 enzimas 
purificadas se encuentran comercialmente disponibles. 
 
15 
 
La mayoría de los hongos tienen aspecto filamentoso, a los filamentos individuales se les 
denomina hifas y al conjunto de hifas micelio; por su posición del micelio puede ser 
profundo (micelio vegetativo) el cual cumple las funciones de sostén y absorción. Por otra 
parte, el micelio aéreo (micelio reproductivo) se desarrolla por medio de hifas o cuerpos 
fructíferos formadores de esporas. En cada especie de hongo el micelio vegetativo crecen, 
se ramifica y entreteje en forma más o menos constante, lo que determina la formación de 
colonias con características típicas de la especie. 
 
Por otra parte, algunos otros hongos presentan hifas con función y denominación 
específica, tal es el caso de los rizoides, haustorios, estolones y apresorios, en algunos otros 
hongos las hifas se agrupan y retuercen formando fibras gruesas (funículos y rizomorfos) o 
un micelio compacto y apretado (plecténquima). 
 
Las hifas reproductivas pueden permanecer como estructuras individuales poco 
diferenciadas (esporógenas) o altamente diferenciadas (esporangióforos, conidióforos). Al 
igual que las hifas vegetativas, las reproductivas se pueden agrupar en una estructura 
especializada llamada cuerpo fructífero; en estos, la agrupación hifas puede quedar 
directamente expuesta al medio (coremio) o protegida dentro de un receptáculo o 
contenedor (picnidios, esporodoquios) o formar parte de un cuerpo altamente diferenciado 
(ascocarpos y basidiocarpos). 
 
Algunos hongos presentan dimorfismo, es decir, bajo ciertas condiciones ambientales se 
desarrollan como levaduras, en tanto que cuando se cambia la temperatura o la 
concentración o tipo de algún nutriente, se desarrollan en forma filamentosa. 
 
En las levaduras el talo unicelular desempeña las funciones vegetativas y reproductivas; 
estas se reproducen asexualmente por bipartición o por gemación y en la reproducción 
sexual dos células levaduriformes se unen y como resultado forman ascosporas. En algunas 
levaduras la gema o brote formado queda adherido a la célula madre, los brotes sucesivos 
dan lugar a la formación de un talo de transición (uni-pluricelular) denominado 
pseudomicelio. 
 
16 
 
 
Los hongos se pueden desarrollar en hábitats muy diversos, algunos son acuáticos y 
marinos, la mayoría son terrestres y saprofito; desempeñando una actividad crucial en la 
mineralización del carbono orgánico; otros muchos son parásitos de vegetales, ocasionando 
la mayoría de las enfermedades significativas económicamente de plantas cultivadas, 
algunos son parásitos de animales incluyendo al hombre [24]. 
 
3.9.2 Bjerkandera adusta. 
 
B. adusta (ver figura 8) es un hongo lignolítico, responsable de reciclar el carbón contenido 
en la lignina7. La degradación de la lignina por hongos de pudrición blanca es catalizada 
por oxidasas y peroxidasas secretadas. Entre estas enzimas se encuentran las lacasas, las 
lignano peroxidasa (LiP) y manganeso peroxidasa (MnP) [25]. El interés biotecnológico de 
las especies de Bjerkandera se debe a su capacidad para degradar los xenobióticos 
aromáticos; así como la lignina y los extractos de madera de Eucalyptus sp. Sin embargo, 
poco se sabe sobre las enzimas ligninolíticas producidas por especies de Bjerkandera donde 
la especie más prevalente es B. adusta. Su poder entomopatógeno, lo hace capaz de 
parasitar a insectos de diferentes especies, y actualmente es utilizado como biopesticida 
[26]. 
 
Reino: Fungi 
 División: Basidiomycota 
 Clase: Agaricomycetes 
 Orden: Polyporales 
 Familia: Meruliaceae 
 Género: Bjerkandera 
 Especies: Bjerkandera adusta ( Willd. ) P.Karst. (1880) 
 
7 La lignina es uno de los biopolímeros más abundantes en las plantas, junto con la celulosa y hemicelulosa conforma la 
pared celular de las mismas en una disposición regulada a nivel nano-estructural, dando como resultado redes de 
lignina-carbohidratos. 
 
17 
 
 
(a) (b) 
Figura 8. Bjerkandera adusta. (a) En su hábitat. (b) En el laboratorio (Caja Petri)8. 
 
3.9.3 Aspergillus niger. 
 
El hongo Aspergillus niger (ver figura 9) fue descrito como una especie por Paul Van 
Tieghem en 1867, es un hongo aeróbico ampliamente distribuido, que se desarrolla en una 
amplia variedad de sustratos, produce diversas enzimas extracelulares que tienen una gran 
importancia industrial, incluidas, las amilasas, proteasas, pectinasas, lipasas, kitinasas, entre 
otras. Es uno de los principales hongos productores de micotoxinas. Así como, de diversos 
compuestos de gran interés para las industrias farmacéutica y de alimentos (enzimas, ácidos 
orgánicos). Es capaz de degradar la celulosa y la hemicelulosa. Es capaz de biotransformar 
algunos derivados de los aceites y plásticos. A. niger tiene la capacidad de producir 
diversos acidos: ácido cítrico, ácido oxálico, ácido glucónico, ácido fumárico, y ácido 
gálico. Además de vitaminas —biotina, tiamina y rivoflavina—ampliamente usados en la 
industria. Es considerado como el hongo más utilizado en los procesos de 
biotransformación de diferentes compuestos [27]. 
 
 Reino: Fungi 
 División: Ascomycota 
 Clase: Eurotiomycete 
 Orden: Eurotiales 
 Familia: Aspergillaceae 
 Género: Aspergillus 
 Especies: Aspergillus niger Tieghem, P. Van. 1867. 
 
8 .Pérez Gorjón, S. 2016. Universidad de Salamanca, Salamanca,España. MycoBank. 
http://www.mycobank.org/. 
 
18 
 
 
(a) (b) 
Figura 9. Aspergillus niger (a) Desarrollo macroscópico, (b) Desarrollo microscópico.9 
 
3.9.4 Beauveria bassiana. 
 
El hongo filamentoso B. bassiana (ver figura 10) es un ascomiceto mitospórico, que crece 
de forma natural en el suelo, su poder entomopatógeno origina la enfermedad blanca de la 
muscardina10. Dentro del campo de las biotransformaciones es el segundo hongo 
filamentoso más utilizado después de A. niger y junto con Pseudomonas putida y 
Saccharomyces cerevisiae son considerados los microorganismos más utilizados como 
biocatalizadores [28]. 
 
Diversas investigaciones han demostrado su capacidad para hidroxilar de manera selectiva, 
una amplia gama de compuestos orgánicos —alcanos, alquenos, amidas, alcoholes, 
compuestos aromáticos, entre otros — y un amplio rango de productos naturales [29]. 
Además de realizar reacciones de glucosidación, N-acetilación, oxidaciones de Baeyer-
Villiger e hidrólisis de epóxidos, entre otras. Lo anterior sugiere que B. bassiana, es uno de 
los biocatalizadores más importantes, ya que se emplea en la transformación de más de 300 
tipos de sustratos donde destacan: hormonas, herbicidas, alcaloides y otros productos de 
interés. Actualmente, se utiliza en la industria farmacéutica principalmente en la obtención 
de esteroides [30]. 
 
9 .Pérez Gorjón, S. 2016. Universidad de Salamanca, Salamanca,España. MycoBank. 
http://www.mycobank.org/. 
10 Muscardina: es una enfermedad de gusanos de seda muy fácil de identificar, por el estado que adquiere la 
larva al morir: se petrifica. 
 
19 
 
 
Reino: Fungi 
 División: Ascomycota 
 Clase: Sordariomycetes 
 Orden: Hypocreales 
 Familia: Cordycipitaceae 
 Género: Beauveria 
 Especies: Beauveria bassiana Vuillemin, P. 1912 
 
 
(a) (b) 
Figura 10. Beauveria bassiana (a) Desarrollo macroscópico, (b) Desarrollo 
microscópico.11 
 
3.9.5 Cunninghamella blakesleeana 
 
La importancia de Cunninghamella blakesleeana (ver figura 11) radica en sus propiedades 
específicas que lo hacen más útil en el estudio de la síntesis de fármacos. Se ha 
comprobado que Cunninghamella blakesleeana tiene enzimas que actúan de manera similar 
en la detoxificación de xenobióticos, como ocurre en los mamíferos. Además, ayudan a 
predecir la transformación de un fármaco —meloxicam, naproxeno, amitriptilina, 
omeprazol, clemastina, entre otros—como sucede en el organismo mejor que otros hongos 
[31]. 
 
Los hongos del género Cunninghamella producen enzimas que pueden realizar reacciones 
de biotransformación, tanto en la fase de funcionalización (Fase 1), como en la fase de 
conjugación (Fase 2). La fase 1, es catalizada principalmente por el sistema enzimático del 
 
11 .Pérez Gorjón, S. 2016. Universidad de Salamanca, Salamanca,España. MycoBank. 
http://www.mycobank.org/. 
 
20 
 
CYP-P450, mientras la fase 2 es la conjugación que facilita el transporte y la eliminación 
de los metabolitos, la cual es catalizada por la enzima glutatión-transferasa [32]. Por 
ejemplo, el hongo C. blakesleeana (DSM 1906) es capaz de biohidroxilar ácidos 
cicloalquil-carboxílicos protegidos con buenos rendimientos [33]. 
 
Reino: Hongos 
 División: Zygomycota 
 Clase: Mucoromycotina 
 Orden: Mucorales 
 Familia: Cunninghamellaceae 
 Género: Cunninghamella 
 Especies: Cunninghamella blakesleeana Lendner. 1927 
 
(a) (b). 
Figura 11. Cunninghamella blakesleeana (a) Desarrollo macroscópico (b) Desarrollo 
microscópico.12 
 
3.9.6 Fusarium moniliforme. 
 
F. moniliforme es un hongo fitopátogeno (ver figura 12), se distribuye en zonas templadas 
húmedas y en áreas subtropicales y tropicales en todo el mundo. Es uno de los hongos más 
prevalentes que están asociados a la dieta humana y animal, ya que F. moniliforme está 
asociado principalmente a cultivos de cereales como arroz, avena, trigo, cebada, soja y 
maíz. Es la especie fúngica más comúnmente reportada que infecta el maíz, el cual puede 
encontrarse en plantas o residuos de cultivos, especialmente puede afectar el rendimiento y 
la calidad de las semillas del maíz debido a la producción de micotoxinas como: ácido 
 
12 .Pérez Gorjón, S. 2016. Universidad de Salamanca, Salamanca,España. MycoBank. 
http://www.mycobank.org/. 
 
21 
 
fusárico, fusarinas13, giberelinas, moniliformina y fumonisinas14 [34, 35]. Adicionalmente, 
este hongo produce otros metabolitos biológicamente activos: fitotoxinas, estrógenos, 
naftoquinonas y pigmentos. 
 
La biosíntesis de estos metabolitos secundarios está determinada por la composición del 
medio de cultivo —fuentes de C, N2 y factores ambientales—. El género Fusarium es una 
fuente interesante de pigmentos naturales, ya que como ya que algunas especies de hongos 
producen colorantes estables, como: bicaverinas15 y carotenoides16, donde los carotenoides 
presentan actividad contra Leishmania brasiliensis [36]. 
 
Reino: Fungi 
 División: Ascomycota 
 Clase: Sordariomycetes 
 Orden: Hypocreales 
 Familia: Nectriaceae 
 Género: Fusarium 
 Especies: Fusarium moniliforme Sheldon, JL 1904. 
 
 
(a) (b) 
Figura 12. Fusarium moniliforme (a) Desarrollo macroscópico (b) Desarrollo microscópica.17 
 
13 Son micotoxinas de leve pigmentación amarillenta, tienen propiedades mutagénicas. 
14 La fumonisina B1 es la toxina más común encontrada en el maíz infectado por F. moniliforme, la cual causa 
una serie de problemas de salud en el ganado y en animales de laboratorio. Se ha asociado con una mayor 
incidencia de cáncer de esófago humano en algunas partes del mundo 
15 Es un pigmento de color rojo que posee actividad antibiótica frente a protozoarios. La producción de este 
pigmento es estimulada por la ausencia de N2, sales del medio, pH ácido y la presencia de sacarosa como 
fuente de C. 
16 Son moléculas lineales hidrocarbonadas de longitud variable con dobles enlaces conjugados y que pueden 
presentar anillos cerrados en los extremos de la cadena. El color de cada carotenoide depende de los dobles 
enlaces presentes en la molécula como de la presencia de anillos. Son pigmentos vitales en plantas y algas 
por su papel como fotoreceptor y transmisor de energía a los centros de reacción fotosintéticos. 
17 .Pérez Gorjón, S. 2016. Universidad de Salamanca, Salamanca,España. MycoBank. 
http://www.mycobank.org/.22 
 
3.10 Biotransformaciones de Lactonas Sesquiterpénicas. 
 
En la literatura química se han descrito la biotransformación de algunas lactonas 
sesquiterpénicas con diferentes tipos de esqueletos, donde las principales reacciones 
observadas son, hidroxilaciones, metilaciones, epoxidaciones, oxidaciones, acetilaciones, 
entre otras. 
 
A continuación se describen algunas biotransformaciones con dichas reacciones, la 
budleina A (10, Viguiera buddlejiformis), fue biotransformada por especies del género 
Aspergillus A. terreus y A. niger, observándose la apertura del anillo de la -lactona para 
dar los compuestos 12 y 13, ver figura 13 [37]. 
 
Figura 13. Productos de biotransformación de budleina A (10), con A. terreus y A. niger. 
 
La custunólida (14), fue biotransformada con Cunninghamella echinulata (NRLL 3655) 
para generar productos con esqueleto de eudesmano (14-16) e hidrogenación de la doble 
ligadura exocíclica de la -lactona (13). Además, de la monohidroxilación en el C-1 (14-15) 
y el producto dihidroxilado en C-1 y C-4 (16), como se muestra en la figura 10 [36]. 
 
 
23 
 
 
Figura 14. Biotransformación de (+)-custunólida (14) con C. echinulata. 
 
La partenólida (4) aislada de Magnolia grandiflora fue biotransformada por Streptomyces 
fulvissumus (NRRL 1453B), obteniendo los productos de hidrogenación de la -lactona e 
hidroxilación en el C-9, ver figura 15 [11,12]. 
 
Figura 15. Productos de biotransformación de partenólida (4) con S. fulvissumus. 
 
Por otro lado, de la incubación de la partenólida (4) con Rhizopus nigricans se obtuvo la 
mezcla de epímeros mediante la hidrogenación de la doble ligadura exocíclica de la γ-
lactona (21, 22); además de la hidroxilación en C-14 de 23 ver figura 16 [39]. 
 
 
24 
 
 
Figura 16. Productos de biotransformación de partenólida (4) con R. nigricans. 
 
La artemisinina, (24, qinghaosu) aislada de Artemisia annua, la cual es un agente 
antimalárico muy fuerte, fue biotransformada con C. echinulata (AS 3.3400) y A. niger (AS 
3.795) para obtener la 10β-hidroxiartemisinina (25) y la 3α-hidroxideoxiartemisinina (26), 
como se ilustra en la figura 17 [40]. 
 
 
Figura 17. Biotransformación de artemisinina (19) con C. echinulata y A. niger. 
 
La α-santonina (3) lactona sesquiterpénica aislada de varias especies del género Artemisia, 
fue biotransformada con Acremonium chrysogenum (PTCC 5271) y Rhizomucor pusillus 
(PTCC 5134). De la incubación de 3 con A. chrysogenum se obtuvieron los productos 27-
30, observándose la hidrogenación en 1(2) y 4(5) para dar 25 y 28; además, de las 
hidroxilaciones en C-8 y C-15 de 3. Por otro lado, de la incubación de 3 con R. pusillus se 
obtuvieron los compuestos 27 y 28, ver figura 18 [41, 42]. 
 
25 
 
 
Figura 18. Productos de biotransformación de -santonina (3) con A. chrysogenum y R. pusillus. 
 
La zaluzanina-D (31) lactona sesquiterpénica aislada de Vernonia arborea, caracterizada 
por poseer un esqueleto de guayanólida, fue biotransformada por Rhizoctonia solani para 
dar los productos (34, 35, 36), mientras Sclerotinia sclerotiorum hidrolizó el grupo acetato 
del C-3 (37). Por otro lado, la biotransformación de la zaluzanina D con Botrytis cinereae o 
Fusarium equiseti dieron como productos (32 y 33), donde se observa que la acción del 
hongo fue hidrolizar el C-3 y la hidrogenación de la doble ligadura de la lactona α,β-
insaturada (32) como se observa en la figura 19 [43]. 
 
 
26 
 
 
Figura 19. Transformación microbiológica de Zaluzanina-D (29) con diferentes hongos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
27 
 
3.11 Características de las lactonas objeto de estudio. 
 
1) 11,13-dehidroeriolina (1). 
 
Lactona sesquiterpénica aislada de las partes aéreas de Schkuhria pinnata, la cual presenta 
como esqueleto base al anillo del germacrano (10 átomos de C) con dos grupos oxiranos en 
los C-1 y C-10, C-4 y C-5, y con el anillo de la γ-lactona cerrado a C-8 con orientación α 
[44]. 
 
2) 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2). 
 
Es una guayanólida cerrada al C-7, con dos dobles ligaduras exocíclicas en las posiciones 
4(15) y 10(14) y un grupo hidroxilo con orientación α en el C-7, aislada de las partes aéreas 
de Podachaenium eminens y la cual presenta una alta actividad molusquicida [45, 46]. 
 
 
3) α-santonina (3). 
Lactona sesquiterpénica con esqueleto de eudesmano e hidrogenada en los C-11 y C-13; 
además en el anillo A una cetona doblemente insaturada. La cual fue adquirida de los 
laboratorios Sigma-Aldrich [41]. 
 
 
 
 
 
28 
 
IV. JUSTIFICACIÓN 
 
Las lactonas sesquiterpénicas (LsS) (15 átomos de C) son productos naturales provenientes 
de diversos géneros de plantas, las cuales están conferidas a especies vegetales, 
principalmente de la familia Asteraceae, donde pueden llegar a constituir el 5% de peso 
seco en hojas y flores. Las características más importantes de las LsS es su amplia 
diversidad estructural con respecto a su tipo de esqueleto, ―germacrano, eudesmano, 
guayano y pseudoguayano— y al cierre del anillo lactónico (C-6 y C-8) e hidrogenación de 
la doble ligadura exocíclica de la -lactona. Además, de su amplia diversidad biológica 
―anti-inflamatorias, anti-tumoral, citotóxica, anti-microbiano, anti-leucémica, anti-
protozoaria y anti-viral― la cual está relacionada con la presencia del grupo α-metilen--
lactona. El mecanismo de acción propuesto para estos compuestos es la adición nucleofílica 
de los grupo tioles de las proteínas sobre la lactona-α,β-insaturada. 
 
Por otro lado, las LsS son poco solubles en agua, es decir sustancias de polaridad 
intermedia, lo cual limita ampliamente su posibilidad de evaluación biológica y su uso 
como materia prima en la obtención de diversos derivados químicos. Dicha situación puede 
ser mediada por el uso de biotransformaciones, las cuales permiten funcionalizar ciertos 
átomos de carbonos “desactivados” químicamente, mediante diversos tipos de reacciones 
hidroxilación, epoxidación, oxidación, hidrólisis, hidrogenación, acetilación, entre otras, 
catalizadas por sistemas enzimáticos complejos presente en diferentes microorganismos —
bacterias, hongos, levaduras—, dichas modificaciones tienen como consecuencia la 
obtención de derivados químicos con propiedades físicas, químicas y biológicas diferentes 
al sustrato. De las diferentes transformaciones microbiológicas de algunas lactonas 
sesquiterpénicas reseñadas en la literatura, se han aislado productos de biotransformación 
con menor toxicidad y mayor actividad biológica. 
 
Con base en lo anterior, en el presente proyecto se llevó a cabo la biotransformación de 
11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2), lactonas mayoritarias 
presentes en los extractos de polaridad intermedia de Schkuhria pinnata y Podachaenium 
eminens, especies vegetales mexicanas endémicas de México. Cabe señalar que las lactonas 
 
29 
 
1 y 2 no han sido objeto de biotransformación alguna; mientras que -santonina, ya ha sido 
biotransformada previamente, sin embargo, en el presente trabajo se propusieron diferentes 
biocatalizadores, con la finalidad de poder determinar la variabilidad química que se pueda 
generar a partir de la -santonina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
30 
 
V. HIPÓTESIS 
 
Las biotransformaciones son una metodología químico/biológica que permite funcionalizar 
ciertos átomos de carbonos inactivos químicamente, mediante diversos tipos de reacciones 
químicas oxidación, hidrolisis, hidrogenación, entre otras, catalizadas por sistemas 
enzimáticos complejos presente en diferentes microorganismos —bacterias, hongos, 
levaduras—, en una serie amplia de productos naturales, en los cuales se ha modificado su 
actividad biológica y tóxica. 
 
Entonces mediante la biotransformación con diferentes hongos se podrá modificar la 
estructurabase de la 11,13-dehidroeriolina (1, germacranólida, cerrada al C-8), 7-hidroxi-
3-desoxizaluzanina C (2, guayanólida, cerrada a C-6) y -santonina (3, eudesmanólida, 
cerrada a C-6 e hidrogenada en C(11)-C(13), donde la especie del hongo, el tiempo de 
incubación, la composición y pH del medio, podrán determinar la diversidad química y los 
rendimientos de los productos de biotransformación. Así como, variaciones estructurales 
muy diferentes a las que se podrían obtener por medio de las transformaciones químicas 
convencionales. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
VI. OBJETIVOS 
 
6.1 Objetivo General. 
Realizar las transformaciones microbiológicas de tres lactonas sesquiterpénicas 
11,13-dehidroeriolina, 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C y -santonina 
empleando diferentes biocatalizadores (hongos). 
 
6.2 Objetivos Particulares. 
6.2.1 Separar y purificar las LsS 11,13-dehidroeriolina (1) y 7α-hidroxi-3-
desoxizaluzanina C (2), a partir de los extractos crudos con acetona de las 
partes aéreas de Schkhuria pinnata y Podachaenium eminens. 
6.2.2 Purificar la α-santonina (3), a partir del producto comercial.18 
6.2.3 Realizar la factibilidad de biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1), 
7α-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) y α-santonina (3), con diferentes 
hongos. 
6.2.4 Determinar la toxicidad de los compuestos 1-3 frente a A. niger y B. 
bassiana por medio de dos ensayos microbiológicos. 
6.2.5 Realizar la biotransformación cuantitativa de la 11,13-dehidroeriolina (1) 
con base en los resultados de factibilidad de 1 con los diferentes hongos 
ensayados. 
6.2.6 Aislar, purificar, caracterizar e identificar los productos mayoritarios de las 
biotransformaciones de 1 con base en los resultados obtenidos de las 
biotransformaciones cuantitativas. 
 
 
 
 
 
 
18 Laboratorios Sigma-Aldrich, al 99% de pureza [No. Cat. 481-06-1]. 
 
32 
 
VII. MATERIAL Y MÉTODO 
 
7.1 Separación y purificación de lactonas sesquiterpénicas. 
 
La separación y purificación de las materias primas y productos de biotransformación se 
llevaron a cabo mediante técnicas cromatográficas usuales: cromatografía en columna a 
presión reducida (CCV), cromatografía en placa preparativa (CCP) [47]. En los procesos de 
purificación cromatográficas en columna se utilizó como fase estacionaria sílica gel (SiO2), 
marca Merck con tamaño de malla 70/230 y 230/400 ASTM. La cromatografía en capa 
fina preparativa (CCP) en placas preparativas Merck (20 x 20 cm y 2 mm de espesor). 
Los análisis por CCF en cromatofolios de sílica gel de la marca Merck 60F254 (0.20 mm 
de espesor). La fase móvil estuvo constituida por diferentes disolventes (n-hexano, CH2Cl2, 
AcOEt, acetona, MeOH y tolueno en diferentes proporciones). Como reveladores químicos: 
sulfato cérico amoniacal [(NH4)4Ce(SO4)4] al 1% en H2SO4 2N. Mezcla de H2SO4/ácido 
acético [HAc/H2SO4/H2O, 80:4:16]. Solución de vainillina [vainillina (1 g), H3PO4 (35 mL) 
EtOH (25 mL) H2O (25 mL)]. 
 
La concentración de las fracciones obtenidas de las separaciones cromatográficas y de las 
extracciones con disolventes orgánicos se concentraron en un rotavapor marca BUCHI 
Waterbath modelo B-480. 
 
Los puntos de fusión se determinaron en un aparato Fischer-Johns. Los análisis 
espectroscópicos se realizaron en: los espectros de IR en un equipo FT-IR Broker Tensor 
750. La rotación óptica en un polarímetro Perkin-Elmer 341. Los espectros de masa en un 
espectrofotómetro Joel JMS-AX505HA utilizando la técnica de impacto electrónico con un 
potencial de 70 eV y un espectrómetro Joel JMX-SX102A para la técnica de bombardeo 
rápido de átomos (FAB+). Los espectros de RMN-1H y 13C en los espectrofotómetros 
Varian Inova 500 (500/125 MHz), Bruker (400/100 MHz), Varian XR-300 (300/75 MHz) y 
Bruker ARX300 (300/75 MHz), utilizando TMS como referencia interna y como disolvente 
CDCl3 (, ppm). 
 
33 
 
El pH del medio de cultivo y de la fase líquida después del proceso de biotransformación se 
determinó con un potenciómetro marca HANNA, instruments modelo H198107, 
calibrándose con dos soluciones amortiguadoras de pH 7 y 1019. 
 
7.2 Hongos utilizados. 
 
Los hongos a utilizar en las diferentes biotransformaciones y pruebas de toxicidad, fueron: 
A. niger (ATCC 20107)20, C. lunata (CDBB-H-261)8, B. bassiana (CDBB-H-987)21, A. 
niger (ATCC 16604)22, C. blakesleeana (ATCC 8688a)9, F. moliniforme (ATCC 10 209)9, 
R. nigricans9 (ATCC 6227b) y B. adusta23. 
 
7.3 Biotransformación cualitativa de 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-
desoxizaluzanina C (2) y -santonina (3). 
 
7.3.1 Resiembra de los diferentes hongos. 
 
Se prepararon 150 mL de medio APD (5.85 g). El medio fue esterilizado a 120°C, 1.5 lb de 
presión, durante 15 minutos. Se añadieron 15 mL de medio APD estéril en diferentes 
matraces Erlenmeyer de 50 mL, después de 24 h en condiciones estériles, se inocularon los 
diferentes hongos con una asa bacteriológica, por medio de picadura, se incubaron a 
temperatura ambiente hasta esporulación (aproximadamente 4-5 días). Posteriormente, se 
agregaron 10 mL de H2O destilada estéril para obtener una solución densa de esporas de los 
diferentes hongos. 
 
 
 
19 *Buffer HYCEL de referencia pH 7.00.01 a 25°C (solución de fosfatos) y buffer HYCEL de referencia pH 10.00.01 a 
25°C (solución de ácido bórico). 
20 Aspergillus niger (ATCC 20 107) fue proporcionado por la M. en C. Dora Alicia Pérez, responsable del Laboratorio de 
Microbiología Farmacéutica, QFB, FES Zaragoza, UNAM. 
21 Beauveria bassiana (CDBB-H-987) y Curvularia lunata (CDBB-H-261) fue obtenida del ceparío del CINVESTAV. 
22 A. niger, C. blakesleeana, R. nigricans, F. moliniforme, fueron obtenidas del ceparío del Instituto de Biotecnología, 
UNAM. 
23 Bjerkandera adusta fue proporcionada por el Dr. Jorge Folch, Centro de Investigaciones en Biotecnología, UAEM. 
 
34 
 
7.3.2 Resiembra de Bjerkandera adusta. 
 
Se prepararon 150 mL de medio APD en las condiciones antes mencionadas, el medio fue 
colocado en 10 cajas Petri (15 mL de medio para cada una). Después de 24 h (prueba de 
esterilidad) se realizó el sembrado de B. adusta por medio de picadura y se mantuvo en 
incubación durante cuatro días a temperatura ambiente. 
 
7.3.3 Preparación de los medios de cultivo para la biotransformación de las lactonas 
sesquiterpénicas. 
 
Medio A (YEPGA): peptona (1 g), extracto de levadura (1 g), extracto de carne (1 g), 
glucosa (5 g) en 1 L de H2O destilada a pH 6.9, se esterilizó a 120°C y 1.5 lb de presión 
durante 15 minutos. En el medio YEPGA se realizaron las biotransformaciones con A. 
niger, C. lunata, B. bassiana, C. blakesleeana, F. moliniforme, R. nigricans. 
 
Medio B (YEPGA con solución de micronutrientes): peptona (1 g), extracto de levadura (1 
g), extracto de carne (1 g), glucosa (5 g) en 1 L de H2O destilada. La solución de elementos 
traza se compone de: ácido cítrico (1.25 g), ZnSO4 (1.25 g), Fe(NH4)2(SO4)2 (0.25 g), 
CuSO4 (0.0625 g), MnSO4 (0.0125 g), H3BO3 (0.0125 g), Na2MoO4 (0.0125 g) se aforó a 
25 mL con H2O destilada, se ajustó pH a 7, se esterilizó a 120°C y 1.5 lb de presión durante 
15 minutos. Dicho medio sirvió para la realización de la biotransformación de B. adusta. 
 
7.3.4 Inoculación de los medios de cultivo con los diferentes hongos. 
 
7.3.4.1 Inoculación del medio A. 
 
Para la biotransformación cualitativa se utilizaron treinta y siete matraces Erlenmeyer de 
250 mL (100 mL de medio YEPGA), los cuales fueron inoculados con 2 mL de solución 
densa de esporas de los diferentes hongos: A. niger (ATCC 20107), B. bassiana (CDBB-H-
987), A. niger (ATCC 16604), C. blakesleeana (ATCC 8688a), R. nigricans (ATCC 
6227b), C. lunata (CDBB-H-261), F. moliniforme (ATCC 10209). Se incubaron durante 
 
35 
 
72h para suadaptación a las condiciones experimentales de biotransformación, empleando 
diferentes blancos blanco del hongo, del medio y de la sustancia con la finalidad de 
poder hacer un seguimiento más preciso del proceso de biotransformación. 
 
7.3.4.2 Inoculación del medio B (YEPGA/solución de elementos traza) con B. adusta. 
 
A cuatro matraces Erlenmeyer de 250 mL (100 mL de medio) se adicionó el micelio de B. 
adusta (0.25 cm2), después de siete días se observó el desarrollo, crecimiento y adaptación 
del hongo. 
 
7.3.5 Adición de los sustratos: 11,13-dehidroeriolina (1), 7-hidroxi-3-
desoxizaluzanina C (2) y -santonina (3). 
 
Después del período de adaptación y crecimiento de los diferentes hongos, se adicionaron 
48 mg (8 mL DMSO) de las diferentes LsS (1-3) en los matraces de biotransformación (4 
matraces) y blanco de la sustancia (2 matraces). 
 
7.3.6 Determinación del proceso de biotransformación por CCF. 
 
Para determinar la factibilidad de biotransformación por medio de CCF, se tomaron 2 mL 
del sistema de biotransformación cada tercer día; además, del blanco del medio, blanco del 
hongo y blanco de la lactona durante el proceso de biotransformación (14 días). A cada 
fracción se le realizó una extracción líq-líq con CH2Cl2, la fase orgánica se secó con 
Na2SO4 anhidro y se aplicó en una cromatoplaca para su análisis por CCF. Además de los 
diferentes controles, para identificar si se generan productos que correspondan a 
metabolitos secundarios del hongo o productos de descomposición del medio y de la 
lactona. 
 
En la figura 20, se muestran las diferentes CCF, para el seguimiento del proceso de 
biotransformación de 1-3 con B. bassiana. 
 
36 
 
 
Figura 20. CCF del proceso de biotransformación cualitativa de las LsS 1-3 con B. bassiana. 
 
7.4 Determinación de la toxicidad de las lactonas sesquiterpénicas 1-3. 
 
7.4.1 Resiembra de Aspergillus niger y Beauveria bassiana. 
 
Se procedió de la misma manera como se describió en el apartado 7.3.1. 
 
7.4.2 Determinación de la toxicidad por el método de medio envenenado de las 
lactonas sesquiterpénicas 1-3 en Aspergillus niger. 
 
Para la evaluación de la toxicidad de los compuestos 1-3 en DMSO por el método de medio 
envenenado, se procedió de la siguiente manera. En 9 cajas Petri con 15 mL de medio 
APD, se agregaron 800 L (por caja) de las diferentes concentraciones (1x10-1 a 1x10-3M) 
de las lactonas 1-3. Además, se utilizaron dos cajas Petri como blanco del DMSO (100%). 
Después de un período de 24 h (prueba de esterilidad), se adicionaron 2 mL de solución 
densa de esporas24 de A. niger [48, 49]. 
 
 
24 Solución densa de esporas. A partir de la resiembra de A. niger (ATCC 20107) en APD y después de cinco días de 
esporulación a temperatura ambiente, se realizó la preparación de una solución densa de esporas; mediante la adición 
de H2O destilada estéril (15 mL). 
 
37 
 
7.4.3. Determinación de la toxicidad por el método de medio envenenado de las 
lactonas sesquiterpénicas 1-3 en Beauveria bassiana. 
 
Para la evaluación de la toxicidad de los compuestos 1-3 por el método de medio 
envenenado frente a B. bassiana, se procedió de la misma manera que en el apartado 7.4.2 
[48, 49]. 
 
7.4.4 Determinación de la toxicidad por el método de halo de inhibición de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Aspergillus niger. 
 
Se prepararon 18 cajas Petri con 15 mL de medio APD, después de 24 h (prueba de 
esterilidad), se adicionó 1 mL de la solución densa de esporas de A. niger, enseguida se 
colocaron cuatro círculos de papel filtro, previamente impregnados con las diferentes 
diluciones (1x10-1 -1x10-3M) de cada una de las LsS en DMSO y un blanco del disolvente 
DMSO (10%), como se muestra en la figura 21 [48, 49]. 
 
Figura 21. Determinación del CMI por medio de halo de inhibición. 
 
7.4.5 Determinación de la toxicidad por el método de halo de inhibición de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 en Beauveria bassiana. 
 
Para efectuar la evaluación de la toxicidad de los compuestos 1-3 en DMSO por el método 
de halo de inhibición con B. bassiana, se procedió de la misma manera que en el apartado 
7.4.4. [46, 47]. 
 
38 
 
7.5 Biotransformación cuantitativa de 11,13-dehidroeriolina (1) con diferentes hongos. 
 
De acuerdo con los resultados obtenidos de la biotransformación cualitativa, se procedió a 
realizar la biotransformación cuantitativa de 11,13-dehidroeriolina (1) con A. niger, B. 
bassiana y B. adusta. En las tres biotransformaciones después de 48 h de incubación, se 
observó por CCF un solo producto de biotransformación ligeramente más polar que 1 [Rf= 
0.51, n-hex/AcOEt (6:4)], ver figura 22a. Por otro lado, en la biotransformación de 1 con C. 
blakesleeana y F. moliniforme, se observó la presencia de dos compuestos en CCF [n-
hex/AcOEt/ MeOH (8.0:1.8:0.2)] después de 48 h de incubación, ver figura 22b. Dichas 
biotransformaciones a nivel cuantitativo se realizaron de acuerdo con las condiciones 
experimentales determinadas. 
 
Figura 22. Productos de biotransformación de la 11,13-dehidroeriolina (1) con diversos hongos A. 
niger, B. adusta, B. bassiana, C. blakesleeana, F. moniliforme. 
 
7.5.1 Obtención de los residuos de biotransformación. 
 
Después de 14 días se interrumpió el proceso de biotransformación, por medio de una 
filtración a vacío, para la separación del medio de cultivo y de la biomasa. A la fase líquida 
se le determinó el pH y posteriormente fue saturada con NaCl. La extracción de los 
productos de bioconversión de la fase líquida, se realizó por medio de extracciones líq-líq 
 
39 
 
con CH2Cl2. (10 x 15 mL). La fase orgánica se secó con Na2SO4 anhidro y se concentró por 
medio del rotavapor. Dicho proceso se realizó para la obtención de los diferentes blancos 
(blanco del hongo y blanco de la sustancia). 
 
A la biomasa se le realizaron extracciones sól/líq con AcOEt de manera exhaustiva, la fase 
orgánica se secó con Na2SO4 anhidro y se concentró por medio del rotavapor. 
 
7.5.2 Separación de los residuos de biotransformación. 
 
Los residuos obtenidos de las diferentes biotransformaciones 
cuantitativas se purificaron de manera diferenciada por métodos 
cromatográficosCCP, Cromatografía flash, CC [50]. La 
preparación de la columna cromatográfica se muestra en la figura 
23, donde se empleó como fase estacionaria sílica gel para 
Cromatografía Flash y como fase móvil, mezclas de n-
hexano/AcOEt de polaridad creciente. En algunos casos la 
purificación se complementó por cristalización por par 
de disolventes [CH2Cl2/i-Pr2O]. 
 
 
 
7.6 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Aspergillus niger. 
 
Para la biotransformación de 1 con A. niger, se disolvieron 195 mg de 1 en 50 mL DMSO, 
la disolución se distribuyó en 25 matraces Erlenmeyer de 250 mL (100 mL de medio 
YEPGA) previamente inoculados (48 h) con una solución densa de esporas de A. niger (2 
mL) a 130 rpm, 28°C. Después de 14 días, el sistema de biotransformación se trató como se 
describe en el apartado 6.5.1. El residuo obtenido de la fase líquida (2.19 g) fue purificado 
por CC-Flash, separándose un sólido blanco cristalino de pf 234-236°C, [CH2Cl2/i-Pr2O]. 
con Rf: 0.44 [CH2Cl2/AcOEt (8:2)] y 0.37 [n-hex/MeO2 (7:3)], el cual fue identificado 
como la eriolina (38, 60%), ver figura 24. 
Figura 23. Columna Cromatográfica 
utilizada para la separación de los 
productos de bioconversión de 11,13-
dehidroeriolina (1). 
 
40 
 
 
Figura 24. CCF de la biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con A. niger25. 
 
Propiedades espectroscópicas de la eriolina (38). 
 
IR max (CHCl3): 2928, 2856, 1747, 1673, 1604, 1463, 1258, 1210, 1177 cm-1. 
RMN 1H. (espectro 1): H 2.81 (1H, dt, J=14,1 Hz, H-1), H 2.29 (1H, m, H-2a),H 2.25 (1H, 
m, H-2b), H3, H 2.20 (1H, m, H-3a) H 2.15 (1H, m, H-3b), H 2.73 (1H, dd, J= 9, 1 Hz,H-
5), H 2.17 (1H, m, H-6a) H 2.21 (1H, m, H-6b), H 1.93 (1H, dddd, J= 12, 11, 9, 2 Hz, H-7), 
H 4.18 (1H, ddd, J= 11, 9, 2 Hz, H-8), H 2.84 (1H, dd, J= 11, 2 Hz, H-9a), H 1.46 (1H, m, 
H-9b), H 2.38 (1H, dq, J= 12, 7 Hz, H-11), H 1.31 (1H, d, J= 7 Hz, H-13), H 1.40 (1H, s, 
H-14), H 1.28 (1H, d, J= 1 Hz, H-15). 
RMN 13C.(espectro 2) C (ppm): 65.7 (C-1), 24.0 (C-2), 35.6 (C-3), 61.6 (C-4), 63.9 (C-5), 
29.2 (C-6), 50.9 (C-7), 82.1(C-8), 44.9 (C-9), 57.7 (C-10), 42.7 (C-11), 176.4 (C-12), 13.3 
(C-13), 18.2 (C-14), 16.2 (C-15). 
 
7.7 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Bjerkandera adusta. 
 
Para la biotransformación de 1 con B. adusta, se prepararon 2.5 L de medio YEPGA 
enriquecido con una solución de micronutrientes para la activación del basidiomiceto. El 
medio de cultivo se colocó en 22 matraces Erlenmeyer de 250 mL (100 mL de medio), 
 
25 En diferentes matraces se observó diferente cantidad de biomasa: 
 a Poca biomasa 
 b Biomasa normal 
 
41 
 
posteriormente se inoculó con B. adusta (aprox. 1cm2 APD) transcurridos 7 días de 
incubación a 28 °C se agregaron 2 mL de una solución de 1 (192 mg/ 50 mL DMSO). El 
proceso de biotransformación se concluyó, mediante la separación de la fase líquida de la 
biomasa por medio de una filtración a vacío. La purificación del residuo por CC-Flash, 
permitió obtener a la eriolina (38, 120 mg 60%), ver figura 25. 
 
 
Figura 25. CCF de la biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con B. adusta. 
 
7.8 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Beauveria bassiana. 
 
Una solución de 1 (180 mg/40 mL DMSO) se distribuyó en 20 matraces Erlenmeyer (250 
mL) con 100 mL de medio YEPGA, previamente inoculados con una solución densa de 
esporas de B. bassiana (2 mL) y 76 h de incubación (130 rpm, 28°C). Después de 16 días 
se dio por terminado el proceso de biotransformación, mediante la separación de la fase 
líquida de la biomasa por medio de una filtración a vacío. El residuo fue purificado por CC-
Flash empleando mezclas de n-hex/AcOEt de polaridad creciente, obteniéndose un sólido 
blanco (70 mg, 40%) de pf 234-236°C [CH2Cl2/i-Pr2O], que fue identificado como la 
eriolina (38), Rf: 0.44 [CH2Cl2/AcOEt (8:2)] y 0.37 [n-hex/MeO2 (7:3)], sustancia 
mayoritaria presente en las partes aéreas de Eriophyllum confertiflorum [51]. 
 
 
 
 
42 
 
7.9 Biotransformación de la 11,13-dehidroeriolina (1) con Cunninghamella 
blakesleeana. 
 
Se preparó una solución de 1 (213.3 mg) disuelta en 20 mL de acetona, la solución 
resultante se distribuyó (1 mL) en 20 matraces Erlenmeyer de 250 mL los cuales contenían 
125 mL de medio YEPGA previamente inoculados con 2 mL de una solución de esporas de 
C. blakesleeana con 72 h de incubación. Después de 14 días a 28 °C), se dio por terminado 
el proceso de biotransformación. La mezcla de productos obtenida se purificó por medio de 
CC-Flash, como se describe en el apartado 7.5.2. De dicha biotransformación se obtuvo la 
mezcla de epímeros, constituida por la eriolina (38, 106.2 mg, 49.7%) y epi-eriolina (39, 
58.2 mg, 27%), los cuales fueron identificados con base en sus constantes espectroscópicas 
(RMN 1H y RMN 13C), ver figura 26. 
 
 
Figura 26. CCF de la biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con C. blakesleeana. 
 
7.10 Biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con Fusarium moniliforme. 
 
Una solución de 1 (200mg/10 mL acetona) se distribuyó en 20 matraces Erlenmeyer de 250 
mL (125 mL de medio YEPGA), previamente inoculados con 2 mL de solución densa de 
esporas de F. moniliforme (72 h). Después de 14 días de incubación, se concluyó el proceso 
de biotransformación con la separación de la fase líquida de la biomasa mediante una 
filtración a vacío. El residuo obtenido de color café (262.2 mg) de dicha biotransformación 
fue purificado por CC-Flash, como se describe en el apartado 7.5.2. Obteniéndose la 
mezcla de epímeros de 38 (122.2 mg, 61.1%) y 39 (72 mg, 36%), como lo observado en la 
biotransformación de 1 con C. blakesleeana, ver figura 27. 
 
43 
 
 
Figura 27. CCF de la biotransformación de 11,13-dehidroeriolina (1) con F. moniliforme. 
 
7.11 Biotransformación de 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) con Bjerkandera 
adusta. 
 
Para la biotransformación de 2, se pesaron 220 mg de lactona de 2 y se disolvieron en 50 
mL DMSO a temperatura ambiente, la disolución se distribuyó en 20 matraces Erlenmeyer 
de 250 mL (100 mL de medio YEPGA, enriquecido con una solución de micronutrientes), 
previamente inoculados con un sacabocado (1mm2 aprox.) de B. adusta y 168 h de 
incubación a 28°C. Se finalizó la biotransformación, mediante la separación de la fase 
líquida de la biomasa por medio de una filtración a vacío, después de 15 días de incubación 
de la sustancia, ver figura 28. 
 
 
Figura 28. CCF de la biotransformación cuantitativa de 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) con B. 
adusta. 
 
 
44 
 
VIII. RESULTADOS. 
 
8.1 Transformación cualitativa de las lactonas sesquiterpénicas 1-3 con diferentes 
hongos. 
 
En la tabla 1 se presentan los resultados de la factibilidad de transformación de las lactonas 
sesquiterpénicas 1-3 con diferentes hongos —A. niger, R. nigricans, F. moniliforme, C. 
lunata, C. blakesleeana, B. bassiana, B. adusta—. 
 
Tabla 1. Factibilidad de transformación de las lactonas sesquiterpénicas 1-3 con diferentes 
hongos. 
 
 LsS 
 11,13-dehidroeriolina 
(1) 
7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C 
(2) 
-santonina 
(3) 
Hongos 
Aspergillus niger1 
(ATCC 20 107) 
++++3 ND4 ND4 
Aspergillus niger1 
(ATCC 16 604) 
++++3 ++++3 ----5 
Rhizopus nigricans1 
 (ATCC 62 27b) 
++++3 ++++3 ----5 
Fusarium moniliforme1 ++++3 ++++3 ----5 
Curvularia lunata1 
(CDBB-H-261) 
ND4 ++++ ND4 
Cunninghamella blakesleeana1 
 (ATCC 8688a) 
++++3 ++++3 ----5 
Beauveria bassiana1 
 (CDBB-H-987) 
++++3 ++++3 ND4 
Bjerkandera adusta2 ++++3 ++++3 ++++3 
1 Medio YEPGA. 
2 Medio YEPGA más solución de micronutrientes. 
3 Biotransformación viable (se observa al menos un compuesto diferente a la materia prima). 
4 Biotransformación no viable. (no se observan productos de biotransformación). 
5 Biotransformación no realizada. 
 
Las lactonas 1 y 2 fueron transformadas por todos los hongos ensayados. Por otro lado, con 
la -santonina (3) no se observa de manera cualitativa, la generación de productos de 
biotransformación con ninguna de las cepas ensayadas y en las condiciones experimentales 
determinadas en el presente estudio [41, 42, 50]. 
 
 
45 
 
8.2 Determinación de CMI de las LsS 1-3 frente a Aspergillus niger y Beauveria 
bassiana. 
 
De la determinación de la toxicidad de las lactonas 1-3 con A. niger, se determinó que la 
11,13-dehidroeriolina (1) y α-santonina (3) por los métodos de medio envenenado (tabla 2) 
y halo de inhibición (tabla 4), no inhiben el crecimiento de A. niger a las concentraciones 
ensayadas (10-1-10-3 M), lo que sugiere que ambas lactonas no presentan actividad 
antifúngica frente a dicho hongo [16, 53]. 
 
En la evaluación de la toxicidad de la 11,13-dehidroeriolina (1) y α-santonina (3) frente a B. 
bassiana por los métodos de medio envenenado (tabla 3) y halo de inhibición (tabla 4), se 
determinó que no muestran inhibición en el crecimiento de dicho hongo a las 
concentraciones de 10-1 a 10-3M [16, 53]. 
 
Por otro lado, la 7-hidroxi-3-desoxizaluzanina C (2) inhibió el crecimiento de A. niger a 
concentración de 10-1 M, como se muestra en las tablas 2 (método envenenado) y 4 (halo de 
inhibición), mientras que a B. bassiana, a concentraciones de 10-1 M y 10-2 M, como se 
muestra en la tabla 3 y 4. 
 
En la literatura especializada no existe mucha información acerca de la relación estructura-
actividad antifúngica para las lactonas sesquiterpénicas. Sin embargo, se ha sugerido 
correlacionar la polaridad de las LsS con dicha actividad. Por