Produccion-de-xilanasas-y-feruloilesterasas-por-cepas-autoctonas-de-Aspergillus-utilizando-nejayote-como-fuente-de-carbono

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UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO 
 
Maestría y Doctorado en Ciencias Bioquímicas 
 
 
 
Producción de xilanasas y feruloilesterasas por cepas autóctonas de Aspergillus utilizando 
nejayote como fuente de carbono 
 
 
TESIS 
 
QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: 
Maestro en Ciencias Bioquímicas 
 
 
 
PRESENTA: 
I. Q. Karla Montserrat González Reyes 
 
 
TUTOR 
Dr. José Guillermo de Jesús Aguilar Osorio 
Facultad de Química, UNAM 
 
MIEMBROS DEL COMITÉ TUTOR 
 
Dra. Romina María de la Paz Rodríguez Sanoja 
Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM 
 
Dr. Arturo Navarro Ocaña 
Facultad de Química, UNAM 
 
 
 
Ciudad de México. Mayo 2019 
 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
Restricciones de uso 
 
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reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el 
respectivo titular de los Derechos de Autor. 
 
 
 
 
 
RECONOCIMIENTOS 
 
Este trabajo se llevó a cabo en el laboratorio 312 del Departamento de Alimentos y Biotecnología, 
Edificio E de la Facultad de Química, UNAM, bajo la tutoría del Dr. José Guillermo de Jesús Aguilar 
Osorio. 
Durante la realización de este trabajo se contó con el apoyo financiero por parte de CONACyT (Beca 
de Maestría No. 322798) y del “Programa de Apoyo a los Estudios del Posgrado (PAEP). 
JURADO ASIGNADO 
 
PRESIDENTE: Dra. Amelia María de Guadalupe Farrés González Sarabia 
 Facultad de Química, UNAM 
 
VOCAL: Dra. Carmina Montiel Pacheco 
 Facultad de Química, UNAM 
 
VOCAL: Dr. Mauricio Alberto Trujillo Roldán 
 Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM 
 
VOCAL: Dr. Francisco Javier Plasencia de la Parra 
 Facultad de Química, UNAM 
 
VOCAL: Dr. Francisco Ruíz Terán 
 Facultad de Química, UNAM 
 
COMITÉ TUTORAL: 
 
Dra. Romina María de la Paz Rodríguez Sanoja 
Instituto de Investigaciones Biomédicas, UNAM 
 
Dr. Arturo Navarro Ocaña 
Facultad de Química, UNAM 
 
ASESOR 
Dr. José Guillermo de Jesús Aguilar Osorio 
 
SUSTENTANTE 
I.Q. Karla Montserrat González Reyes 
 
 
 
AGRADECIMIENTOS 
Sigo sin creer que me encuentro escribiendo estas palabras, de un trabajo que varias veces pensé que 
no terminaría. No puedo dejar de agraceder a la vida por permitirme lograr un objetivo más y por todas 
las lecciones que me ha obligado a aprender durante todo éste tiempo. 
A la UNAM y la Facultad de Química, por todas las enseñanzas y oportunidades que, al día de hoy, me 
siguen proporcionando, espero algún día poder devolver a esta Casa de Estudios todo lo que me ha 
brindado. 
Gracias al Dr. Guillermo Aguilar por su infinita paciencia, por su tiempo y dedicación a este ingeniero 
químico que no tenía idea de qué era el micelio. Fue un honor trabajar con usted, agradezco todas las 
enseñanzas, sobre todo las no sólo académicas, que ha compartido conmigo. 
Con todo mi amor a Alejandro y Victoria, mi esposo e hija; ustedes son uno de los motivos de todo en 
mi vida, de la finalización de este proyecto, gracias por todo su amor, por creer en mí e impulsarme en 
todo momento. 
Con especial dedicación a mi papá, Víctor, siempre has sido un gran ejemplo de perseverancia y me 
enseñaste lo importante del deber cumplido. Hoy conlcuyo este trabajo gracias a ti. 
A Irma, mi mamá y Abi, mi abuela, gracias por enseñarme el verdadero significado del amor 
incondicional, del apoyo y del cuidado; soy muy afortuada de tenerlas en mi vida. 
A mi hermanos, Sandy y Yayo, han sido mis compañeros de vida y maestros de la infancia. Gracias por 
permitirme maleducar a sus retoños. 
Gracias a todos los compañeros del laboratorio 312 que siempre brindaron su tiempo para el aprendizaje 
y la convivencia: Brenda, María, Michelle, Diana, Mariana, Rafael; sería un placer trabajar con ustedes 
nuevamente. 
Con especial cariño a todos mis amigos, que me han acompañado en todas las aventuras y uno que 
otro desacierto: Mariana, Óscar Cortés, Óscar Sánchez, Ángel, Pedro, Víctor, Vero Quintero, Marisol, 
Norma, Juan, Esteban y a Carlitos por las últimas adecuaciones a éste trabajo. Aunque a veces nos 
frecuentamos poco, son parte importante de mi vida. ¡Gracias por estar! 
A la Dra. Marina Gavilanes, gracias por todo, no tengo parlabras para expresar lo importante que es en 
mi vida. 
Finalmente, a los miebros del Jurado por las aportaciones a éste trabajo, comentarios y sugerencias. 
 
 
A todas las personas que han compartido conmigo su tiempo y su vida… ¡gracias! 
Karla 
 
 
 
 
 
 
“Para tener éxito, la planificación sola no es suficiente. 
Uno debe improvisar también.” 
Isaac Asimov 
 
 
 
 
1 
CONTENIDO 
 
LISTADO DE FIGURAS Y TABLAS ........................................................................................ 3 
CAPÍTULO 1 ....................................................................................................... 4 
RESUMEN ............................................................................................................................. 4 
ABSTRACT ............................................................................................................................ 5 
CAPÍTULO 2 ....................................................................................................... 6 
INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 6 
CAPÍTULO 3 ....................................................................................................... 8 
ANTECEDENTES .................................................................................................................. 8 
 La pared celular de plantas ...................................................................................................... 8 
 El género Aspergillus ............................................................................................................. 11 
 Enzimas degradadoras de la pared celular de plantas ........................................................... 11 
 Regulación genética de las enzimas degradadoras de pared celular en Aspergillus.............. 14 
 Aplicaciones de xilanasas y feruloilesterasas de Aspergillus ................................................. 16 
 Uso del nejayote para la producción de xilanasas y feruloilesterasas .................................... 18 
CAPÍTULO 4 ..................................................................................................... 19 
DEFINICIÓN DEL PROBLEMA ............................................................................................ 19 
CAPÍTULO 5 ..................................................................................................... 20 
HIPÓTESIS .......................................................................................................................... 20 
OBJETIVOS ......................................................................................................................... 20 
 Objetivo general .................................................................................................................... 20 
 Objetivos Particulares ............................................................................................................ 20 
ESTRATEGIA EXPERIMENTAL .......................................................................................... 20 
 Selección de la cepa de Aspergillus ......................................................................................20 
 Diseño del medio de cultivo utilizando nejayote. .................................................................... 21 
 Comparación de la producción enzimática con cepas de colección. ...................................... 21 
 Identificación de las enzimas producidas ............................................................................... 21 
CAPÍTULO 6 ..................................................................................................... 22 
MATERIALES Y MÉTODOS................................................................................................. 22 
 Microorganismos ................................................................................................................... 22 
 Determinación del crecimiento de diferentes cepas de Aspergillus en medio sólido .............. 23 
 Determinación de crecimiento de diferentes cepas de Aspergillus en nejayote. .................... 24 
 Determinación de sólidos sedimentables del nejayote ........................................................... 24 
 Producción de las enzimas en medio líquido ......................................................................... 24 
 
 
2 
 Determinación de azúcares reductores .................................................................................. 24 
 Determinación de actividades enzimáticas en filtrados enzimáticos ...................................... 25 
 Determinación de ácido ferúlico por cromatografía en capa fina ............................................ 25 
 Concentración de filtrado enzimático por ultrafiltración. ......................................................... 25 
 Concentración por precipitación con sulfato de amonio y liofilización. ................................... 26 
 Purificación de las enzimas producidas ................................................................................. 26 
 Pretratamiento de las fracciones enzimáticas provenientes de la cromatografía para 
electroforesis SDS-PAGE. ............................................................................................................ 26 
 Electroforesis desnaturalizante en geles de poliacrilamida: SDS-PAGE ................................ 26 
 Identificación por espectrometría de masas. .......................................................................... 27 
CAPÍTULO 7 ..................................................................................................... 28 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ............................................................................................. 28 
 Selección de la cepa de Aspergillus ...................................................................................... 28 
 Diseño del medio de cultivo utilizando nejayote ..................................................................... 35 
 Comparación de la producción enzimática con cepas de colección ....................................... 51 
 Identificación de las enzimas producidas ............................................................................... 55 
CAPÍTULO 8 ..................................................................................................... 60 
RESUMEN DE RESULTADOS ............................................................................................. 60 
CONCLUSIONES ................................................................................................................. 61 
REFERENCIAS .................................................................................................................... 62 
ANEXO ................................................................................................................................. 69 
 
 
 
 
 
3 
LISTADO DE FIGURAS Y TABLAS 
Figura 1. Arreglo de los polisacáridos en la pared celular de células vegetales ........................................................... 8 
Figura 2. Representación esquemática del xilano................................................................................................ 9 
Figura 3. Representación estructural de la lignina ............................................................................................... 9 
Figura 4. Representación del ácido ferúlico en la estructura de polisacáridos ........................................................... 10 
Figura 5. Enzimas degradadoras del xilano ..................................................................................................... 13 
Figura 6. Esquema de la regulación genética de faeA ........................................................................................ 16 
Figura 7. Registros fotográficos de las cepas con capacidad de crecimiento en etilferulato como única fuente de carbono .. 32 
Figura 8. Actividad xilanolítica en los filtrados enzimáticos de fermentaciones .......................................................... 33 
Figura 9. Actividad de feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de fermentaciones .............................................. 34 
Figura 10. TLC para detectar la presencia de ácido ferúlico en nejayote a diferentes pH ............................................. 36 
Figura 11. Crecimiento de las cepas seleccionadas de Aspergillus en medio con nejayote a diferentes pH..................... 38 
Figura 12. Actividad xilanolítica en los filtrados enzimáticos de Aspergillus con diferente fuente de carbono .................... 40 
Figura 13. Actividad de feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de Aspergillus con diferente fuente de carbono ......... 42 
Figura 14. Actividad xilanolítica en los filtrados enzimáticos de Aspergillus a diferente pH inicial de fermentación ............. 45 
Figura 15. Actividad de feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de Aspergillus a diferente pH inicial de fermentación .. 46 
Figura 16. Fermentaciones con diferente pH inicial inoculadas con la cepa FP160 .................................................... 47 
Figura 17. Actividad de feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de fermentaciones con diferente pHinicial ............... 48 
Figura 18. Actividad xilanolítica en los filtrados enzimáticos de fermentaciones con diferentes fuentes de nitrógeno .......... 50 
Figura 19. Actividad de feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de fermentaciones con diferente fuente de nitrógeno . 51 
Figura 20. Crecimiento de cepas de Aspergillus en medio nejayote y salvado de trigo ............................................... 52 
Figura 21. Actividad enzimática en filtrados enzimáticos de fermentaciones inoculadas con diferentes cepas .................. 53 
Figura 23. TLC. Detección de ácido ferúlico en filtrados enzimáticos de fermentaciones inoculadas con diferentes cepas ... 54 
Figura 24. Rutas metabólicas del ácido ferúlico vía ácido vaníllico en A. niger.......................................................... 55 
Figura 25. Cromatograma del concentrado enzimático producido por Aspergillus niger FP160 ..................................... 56 
Figura 26. SDS-PAGE para identificar por espectrometría de masas. .................................................................... 57 
 
Tabla 1. Cepas del género Aspergillus utilizadas............................................................................................... 22 
Tabla 2. Características macroscópicas de las cepas del género Aspergillus ........................................................... 28 
Tabla 3. Crecimiento de difrentes cepas de Aspergillus en presencia y ausencia de acido ferúlico................................. 30 
Tabla 4. Crecimiento de difrentes cepas de Aspergillus en presencia y ausencia de etilferulato. ................................... 31 
Tabla 5. Determinación de sólidos sedimentables después de centrifucgación en el nejayote. ..................................... 35 
Tabla 6. Características de los medios de fermentación para evaluar la producción dexilanasas y feruloilesterasas. ......... 39 
Tabla 7. Actividad de feruloilesterasas en fermentaciones con diferentes valores de pH inicial, detectada por la técnica de 
Ramírez et al., 2008. ...................................................................................................................... 48 
Tabla 8. Características de los medios de fermentación para evaluar el impacto de la fuente de nitrógeno en la producción de 
xilanasas y feruloilesterasas. ............................................................................................................ 49 
Tabla 9. Actividad de feruloilesterasas en fermentaciones con diferentes fuentes de nitrógeno, detectada por la técnica de 
Ramírez et al., 2008. ...................................................................................................................... 51 
Tabla 10. Organización de fracciones colectadas por cromatografía de intercambio iínico para SDS-PAGE. .................... 57 
Tabla 11. Identificación por espectrometría de masas de las proteinas encontradas en las fracciones seleccionadas de la 
purificación de filtrados libres de celuals de Aspergillus niger FP160 creciendo en medio con nejayote. .............. 58 
 
 
 
4 
Capítulo 1 
RESUMEN 
En busca de una alternativa para la reutilización del agua residual de la nixtamalización llamado 
nejayote; se determinaron las condiciones necesarias para utilizarlo como medio de cultivo en la 
producción de enzimas de interés industrial, específicamente xilanasas y feruloilesterasas, utilizando 
cepas del género Aspergillus, mismo que ha sido ampliamente utilizado para este fin. 
Inicialmente, se seleccionaron las cepas potencialmente productoras de las enzimas de interés, 
examinando diferentes cepas de colección y autóctonas. Posteriormente se exploró la capacidad de 
degradar y asimilar determinados sustratos para su propio crecimiento y se valoró el incremento de la 
producción de xilanasas y feruloilesterasas en presencia de ácido ferúlico. De esta manera tres cepas 
autóctonas fueron seleccionadas. 
Posteriormente, se probó la adición de nejayote al medio de cultivo en diferentes cantidades. De esta 
forma se encontró que el nejayote puede ser utilizado como medio de cultivo a una concentración de 
75% y que el enriquecimiento con salvado de trigo al 1% mejora la producción de las enzimas de interés. 
En este momento, de las tres cepas autóctonas previamente seleccionadas, la cepa FP160 de 
Aspergillus niger fue la mejor productora de xilanasas y feruloilesterasas con esta fuente de carbono. 
En la determinación del efecto del pH inicial de fermentación y de la fuente de nitrógeno, la mejor 
producción de xilanasas y feruloilesterasas se obtuvo a pH inicial de 6.8 y sulfato de amonio como fuente 
de nitrógeno. Al comparar la producción obtenida con la producción de las cepas de colección A. niger 
N402 y A. aculeatus CBS172.66; se encontró que la producción de la cepa seleccionada es mayor a la 
de las cepas colección que han sido utilizadas en trabajos de producción de enzimas. 
Finalmente, las enzimas de interés fueron parcialmente purificadas por cromatografía de intercambio 
iónico e identificadas mediante espectrometría de masas. De esta manera se corroboró que las enzimas 
contenidas en el concentrado enzimático corresponden a una endo-1,4--xilanasa y a una 
feruloilesterasa tipo A, entre otras enzimas identificadas. 
Este proyecto propone una tecnología completa para la reutilización de nejayote que requiere poca 
inversión de insumos en la adecuación de nejayote y se obtiene como producto de valor agregado un 
concentrado enzimático de xilanasas y feruloilesterasas con gran potencial para ser probado en 
procesos industriales. 
 
 
5 
ABSTRACT 
In search of an alternative to reuse the residual water of process nixtamalization called nejayote, 
it was necessary to determine the appropriate conditions to handling it as a culture medium to produce 
different enzymes of industrial interest, specifically xylanases and feruloyl esterases, using different 
strains of the genus Aspergillus, which have been widely used for this purpose. 
Initially, the strains potentially producing the enzymes of interest were selected; examining different 
collection and autochthonous strains. Subsequently, the ability to degrade and assimilate certain 
substrates for their own growth was explored and the increase in the production of xylanases and feruloyl 
esterases in the presence of specific inducers was evaluated. In this way three autochthonous strains 
were selected. 
Subsequently, different strains were culture with the addition of different amount of nejayote to the culture 
medium. Moreover, it was founded that culture medium enriched with nejayote to 75% more 1% of wheat 
bran improved the production of xylanases and feruloyl esterases enzymes. At this time, of the three 
autochthonous strains previously selected, the FP160 strain of Aspergillus niger showed to be the best 
producer from these two enzymes, using these carbon sources. 
Also, it was observed the effect of the initial pH of fermentation and nitrogen source, the best production 
of xylanases and feruloyl esterases was obtained at an initial pH of 6.8 and ammonium sulfate as a 
source of nitrogen. When comparing the A. niger FP160 production with the obtanined by collection 
strains A. niger N402 and A. aculeatus CBS172.66; it was found that the production of the selected strain 
is greater than that of the collection strains that have been used in enzyme production works. 
Finally, the enzymes of interest were partially purified by ion exchange chromatography and identified by 
mass spectrometry. In addition, it was corroborated that the enzymes contained in the enzyme 
concentrate correspond to an endo-1,4--xylanase and to a feruloyl esterase type A, among other 
identified enzymes. 
This project proposes a complete technology to reuse the nejayote that presents low investments of 
inputs and costs, allowing the obtention of an enzymatic concentrate of xylanases and feruloyl esterases 
as a value added product with great potential to be tested in industrial processes. 
 
 
 
6 
Capítulo 2 
INTRODUCCIÓN 
En septiembre de 2013, la revista FORBES reportó una tasa de 150% de capacidad de carga en 
nuestro mundo, es decir, se requiere planeta y medio para subsistir con los recursos que hoy por hoy 
utilizamos (Montes y Berges, 2013). Por lo anterior, el fortalecimiento de las energías renovables y el 
máximo aprovechamiento de los recursos naturales son tendencias que están favoreciendo a los 
ecosistemas en todo el globo terráqueo ya que cuentan con amplia aceptación de la sociedad actual. 
Uno de los principales focos de atención en investigación es el aprovechamiento de los residuos 
agroindustriales a nivel mundial, debido a que son generados constantemente y gran parte de sus 
constituyentes pueden ser materia prima para generar diversos productos de interés, situación que 
prevalece en la actualidad y se prevé que continuará en el futuro. 
Las características de los residuos agroindustriales son muy variadas ya que dependen de la materia 
prima y del proceso que los genera. En México, las tortillas representan el 47% de la ingesta calórica y 
el 1% de la industria alimenticia nacional (Gargallo, 2001). El método ancestral para preparar la masa y 
tortilla se conoce como nixtamalización y consiste en una operación de cocción alcalina, remojo y lavado 
del grano cocido, el cual genera aproximadamente 1.2 x 106 m3/mes de agua residual altamente 
contaminante, conocido como nejayote (Gutiérrez-Uribe et al., 2010). El nejayote contiene una gran 
carga de sólidos y de materia orgánica suspendida y disuelta, lo que ocasiona el taponamiento de las 
alcantarillas y el drenaje; así como un alto contenido de sales de calcio y pH superior de 11 lo cual 
repercute en la corrosión de las tuberías (López-Maldonado,2018). Se han implementado y patentado 
diferentes tecnologías para la recuperación de algunos de sus componentes, sin embargo, la tasa de 
generación es tan alta que ninguna tecnología ha logrado hacer frente a la disminución del impacto 
ambiental que provoca. 
La reutilización de residuos agroindustriales como sustratos para la obtención de productos de valor 
agregado a través de procesos microbianos es otra alternativa que no ha sido explorada con este 
residuo. En este sentido, es viable la producción de enzimas degradadoras de pared celular utilizando 
nejayote como medio de cultivo, ya que contiene altas cantidades de arabinoxilanos y xilanos, además 
de altas concentraciones de ácidos hidroxicinámicos y compuestos feruloilados, por lo que resulta ser 
un medio idóneo para inducir la producción de xilanasas y feruloilesterasas (Niño-Medina et al., 2009; 
Gutiérrez-Uribe et al., 2010). 
 
 
7 
Las xilanasas y feruloilesterasas forman parte de un gran número de enzimas que actúan colectiva y 
sinérgicamente para degradar los compuestos de la pared celular de plantas. Estas enzimas son de 
carácter inducible, reguladas por represión catabólica y se han encontrado en diversos organismos. Las 
xilanasas se encargan de hidrolizar las cadenas de xilano presentes en la pared celular mientras que 
las feruloilesterasas se encargan de liberar el ácido ferúlico y diferúlico que están involucrados en el 
entrecruzamiento de las cadenas laterales del xilano y en la unión a la lignina, por lo que enzimas como 
las xilanasas y feruloilesterasas son claves en el aumento de la biodegradabilidad de la pared celular de 
plantas. 
Para lograr la producción de estas enzimas se requiere que el microorganismo productor sea capaz de 
tolerar la presencia de ácidos hidroxicinámicos, que son tóxicos en concentraciones elevadas y que 
están presentes en el nejayote. En este trabajo se probaron cepas autóctonas del género Aspergillus 
aisladas del medio ambiente; estas cepas presentan considerables ventajas para la obtención de 
diversos productos microbianos, debido a que desarrollan capacidades naturales para adaptarse a un 
medio ambiente cambiante y asimilar diversos nutrientes que pueden ser escasos, además de que 
resisten la competencia por estos últimos con otros organismos en su hábitat natural. Todo lo anterior 
hace que estas cepas tengan un enorme potencial por aprovechar en un proceso microbiano, gracias a 
su versatilidad bioquímica y metabólica. 
 
 
 
8 
Capítulo 3 
 
ANTECEDENTES 
 La pared celular de plantas 
Los compuestos orgánicos más abundantes en la naturaleza son los polisacáridos de la pared celular 
de las plantas; éstos se dividen en tres grupos: celulosa, hemicelulosa y pectina (Figura 1). 
La mayor proporción corresponde a la celulosa, que consiste en un polímero lineal de residuos de D-
glucosa unidos en posición -1,4 y se localizan en estructuras ordenadas llamadas fibras cuya principal 
función es asegurar la rigidez de la pared celular. 
La hemicelulosa es el polisacárido más heterogéneo y es el segundo más abundante en la pared celular 
de plantas. El polímero de hemicelulosa más abundante en cereales y en la madera es el xilano, el cual 
consiste en una cadena central formada por residuos de D-xilosa unidos en posición -1,4, sustituidos 
lateralmente por diferentes grupos como acetil, feruloil, o p-coumaroil, además de residuos de L-
arabinosa, D-galactosa o ácido glucorónico (Wilkie y Woo, 1977). 
Las pectinas son otro grupo de heteropolisacáridos, que consiste en una cadena central de residuos de 
ácido galacturónico unidos por un enlace -1,4 en la zona lisa, mientras que en la zona rugosa esta 
cadena está interrumpida por residuos de ramnosa unidos en posición -1,2. Las cadenas laterales son 
largas en esta zona y están formadas principalmente por residuos de L-arabinosa y D-galactosa; 
dependiendo del origen de la pectina, se puede encontrar ácido ferúlico unido a los residuos terminales 
de las cadenas laterales. 
Los polisacáridos de hemicelulosa y pectina, así 
como un polímero compuesto de residuos 
aromáticos llamado lignina, interactúan con las 
fibras de celulosa creando una estructura rígida 
que refuerza la pared celular de las plantas. En 
ocasiones, estos polímeros forman 
entrecruzamientos unidos por enlaces 
covalentes limitando el crecimiento celular y 
disminuyendo la biodegradabilidad de la pared 
celular (Fry, 1986). 
 
Figura 1. Arreglo de los polisacáridos en la pared celular 
de células vegetales (http://5e.plantphys.net). 
 
http://5e.plantphys.net/
 
 
9 
− Características estructurales del xilano 
La estructura del xilano en la pared celular difiere fuertemente de su procedencia, aunque su cadena 
central siempre está formada por residuos de D-xilosa unidos por un enlace -1,4. La representación 
esquemática del xilano se encuentra en la Figura 2, donde se observan las diferentes cadenas que 
pueden estar unidas a la cadena central. Se pueden encontrar residuos acetilo unidos en posición O2 u 
O3 de los residuos de D-xilosa de la cadena central y el grado de acetilación difiere entre los xilanos de 
diferente origen (Wilkie, 1979). 
 
Figura 2. Representación esquemática del xilano (Modificada de de Vries y Visser, 2001). 
− Características de la lignina 
La lignina es un biopolímero aromático complejo; constituye cerca del 15% de la biomasa terrestre y su 
fuente natural es la madera. Es importante para el soporte mecánico de las plantas, el transporte del 
agua y como sistema de defensa. La lignina consta de una red hidrofóbica compleja formada de unidades 
fenilpropanoides, los cuales son el resultado de la polimerización oxidativa de uno o más de tres tipos 
de alcoholes hidroxicinámicos precursores (Figura 3). La composición, cantidad y distribución de la 
lignina depende del tipo de planta, especie y tejido, pero en general representa del 10 al 25% de la pared 
celular de residuos agroindustriales, y de ello depende el uso industrial que se les pueda dar (Jung y Ni, 
1998; Wong et al., 2000; Grabber, 2005; Quintero et al., 2006). 
 
Figura 3. Representación estructural de la lignina (Mohan et al., 2006). 
http://5e.plantphys.net/
 
 
10 
 
− Residuos aromáticos en la pared celular de plantas 
Diferentes ácidos aromáticos se encuentran naturalmente en la pared celular de plantas y éstos se 
dividen en dos clases: los cinamatos y los cinamatos conjugados. El ácido ferúlico es el cinamato con 
mayor prevalencia en la fibra de la remolacha azucarera y en las cáscaras de cereal. Otros cinamatos 
son el ácido p-cumárico, ácido cafeico y ácido sinápico. El grupo de los cinamatos conjugados consiste 
de los ácidos feruloilquinicos y p-coumaroilquinicos, conjugados de tartárico y málico (Clifford, 2000). Se 
cree que los compuestos aromáticos juegan un papel importante en la estructura y función de la pared 
celular de plantas. El ácido ferúlico puede estar unido tanto a la fracción hemicelulolítica (Smith y Hartley, 
1983) como a la fracción péctica (Rombouts y Thibault, 1986b) de la pared celular de plantas y es capaz 
de formar entrecruzamientos entre estos polisacáridos o bien con la lignina (Ishi, 1991; Lam et al., 1994), 
como se representa en la Figura 4. El entrecruzamiento de los polisacáridos resulta en un incremento 
en la rigidez de la pared celular, previniendo la degradación por las enzimas de microorganismos, por 
ejemplo, la degradación enzimática de arabinoxilano se limita a los entrecruzamientos formados por 
ferúlico (Eraso y Hartley, 1990; Grabber et al., 1998). Por otra parte, la liberación de compuestos 
feruloilados resulta tóxico para los microorganismos (Aziz et al., 1998) ayudando en la defensa contra 
fitopatógenos. 
 
 
Figura 4. Representación del ácido ferúlico en la estructura de polisacáridos. A: Grupo feruloil unido a un residuo de 
arabinofuranosa. B: Ácido diferúlico involucrado en el entrecruzamientode polisacáridos. C: ácido ferúlico involucrado en la 
unión con lignina (Wong, 2005). 
 
 
11 
 El género Aspergillus 
Aspergillus es un género de hongos descrito por Antonio Micheli en su publicación Nova plantarum en 
el año 1727 (Ainsworth, 1976). Este género esta formado por una colección de hongos filamentosos que 
incluyen más de 250 especies (Geiser et al., 2008), todas ellas agrupadas por la estructura de sus 
esporas asexuales. Los hongos del género Aspergillus pertenecen a los primeros organismos fúngicos 
en ser cultivados en medios artificiales y ser caracterizados bioquímicamente, ya que son de los más 
comunes en el ambiente (Bennett, 2010). Debido a esto, el número de cepas dentro de las especies es 
bastante extenso, cambios en la actividad de agua del medio tienen efecto sobre la evolución de la 
germinación y la esporulación (Gervais et al., 1988; Gervais et al., 2003) así como pequeños cambios 
en el intercambio de aire o el volumen de medio pueden afectar la morfología del hongo (Okuda et al., 
2000) lo cual dificulta su identificación. Para una adecuada identificación y clasificación se deben 
observar las características morfológicas al incubar cepas en diferentes medios a diferentes 
temperaturas (Klich, 2006). Además, se utilizan las características bioquímicas como la producción de 
metabolitos secundarios (Kozakiewicz, 1989). 
Este género ha sido ampliamente estudiado y juega un papel significativo en el campo de la 
biotecnología (Harvey y McNeil, 1994). Diversas especies como A. niger, A. terreus y A. oryzae han sido 
utilizadas en la producción de metabolitos primarios como ácidos orgánicos, ácidos grasos, vitaminas y 
aminoácidos (Ruijter et al., 2002); A. terreus se ha empleado en la producción de metabolitos 
secundarios como lovastatina (Alberts, 1998) y en procesos fermentativos destacan A. oryzae y A. sojae 
que se emplean para la obtención de sake y pasta de soya de arroz respectivamente (Abe y Gomi, 
2008). Las enzimas excretadas al medio de cultivo por Aspergillus se emplean en numerosos procesos 
industriales, por lo que el valor comercial de estas enzimas es elevado. Algunos ejemplos de éstas son: 
amilasas para la industria panificadora y cervecera, invertasas para industria confitera, pectinasas para 
aclaración de jugos y vino, fitasa utilizada como aditivo para alimentación animal y varias proteasas 
empleadas en fermentaciones de soya, como ablandadoras de carne y producción de cerveza (Bennett, 
2010). En términos generales estas enzimas son de carácter inducible, por lo que existe un nivel basal 
de enzima que degradará su sustrato, generando compuestos de bajo peso molecular que pueden entrar 
a la célula y efectuar la inducción. En este sentido, la composición de los polisacáridos en el medio de 
cultivo tiene un efecto directo en la producción de enzimas degradadoras de pared celular. 
 Enzimas degradadoras de la pared celular de plantas 
Una degradación eficiente de los heteropolisacáridos presentes en la pared celular de plantas requiere 
de acciones cooperativas o sinérgicas entre las enzimas que hidrolizan los enlaces entre los residuos 
de las cadenas centrales o las cadenas sustituyentes presentes en el xilano. Los hongos del género 
 
 
12 
Aspergillus producen gran variedad de enzimas involucradas en la degradación de pared celular 
importantes para la industria farmaceútica y alimenticia (de Vries y Visser, 2001) 
− Degradación de la cadena central del xilano 
La hidrólisis enzimática del xilano depende de un grupo de enzimas denominadas xilanasas, incluyen a 
las endoxilanasas que son capaces de romper el enlace -1,4 de la cadena central en pequeños 
oligosacáridos y las -xilosidasas que los degradan hasta xilosa (Figura 5). Tanto enzimas, como los 
genes que las codifican, se han caracterizado en diversos organismos. De Vries y Visser (2001) 
mecionan 29 endoxilanasas que han sido identificadas en hongos del género Aspergillus. Aunque se 
detectan variaciones en la masa molecular y pH óptimo, la principal diferencia entre estas enzimas es 
su punto isoeléctrico (pI), que se encuentra en un amplio intervalo desde 3.5 (Ito et al.; 1992) hasta 9 
(Fujimoto et al., 1995). Las endoxilanasas de Aspergillus también muestran diferente actividad de 
degradación de xilano dependiendo de la procedencia del polisacárido. 
Las -xilosidasas también han sido identificadas en hongos del género Aspergillus. Este tipo de enzimas 
muestra alta especificidad por pequeños oligosacáridos de xilosa no sustituidos y como resultado de la 
actividad de hidrólisis de estas enzimas se liberan residuos de xilosa (van Peij et al., 1997). 
− Degradación de las cadenas sustituyentes 
Las enzimas encargadas de degradar las cadenas sustituyentes de los heteropolisacáridos reciben el 
nombre de enzimas accesorias. Algunas de estas enzimas actúan sobre los enlaces de la cadena 
principal y un residuo, mientras que otras rompen enlaces internos o terminales entre los residuos de las 
cadenas laterales (de Vries y Visser, 2001). A continuación, se describen diferentes enzimas accesorias 
involucradas en la degradación del xilano que se han encontrado en Aspergillus niger. 
 Las -D-xilosidasas liberan residuos de xilosa a partir del xiloglucano, son altamente específicas 
en cuanto a que sólo actúan sobre enlaces de residuos de xilosa, pero los niveles de actividad 
difieren con respecto al tipo de enlace glucosídico que pueden hidrolizar (de Vries, 1999). 
 Las -L-arabinofuranosidasas y las arabinoxilano-arabinofuranohidrolasas liberan residuos de 
arabinosa de las cadenas del arabinoxilano (de Vries, 1999). 
 Las -glucuronidasas extraen los residuos de ácido glucurónico y sus 4-O-metil éteres del 
esqueleto del xilano. La enzima actúa principalemnte en oligomeros de xilosa pequeños y por lo 
tanto depende de la acción de endoxilanasas (de Vries, 1999). 
 Las acetilesterasas y metilesterasas liberan los grupos acetilo y metilo, respectivamente, de las 
cadenas centrales de los polímeros, xilano y pectina, de la pared celular de plantas (de Vries, 
1999). 
 
 
13 
 Las feruloilesterasas y p-coumaroilesterasas hidrolizan los residuos feruloilo y p-coumaroilo 
unidos a los extremos O5 de la arabinosa en xilanos, en las pectinas estos residuos se localizan 
en posición O3 de la arabinosa y en posición O6 de la galactosa (Williamson et al., 1998). 
 
 
Figura 5. Enzimas degradadoras del xilano (Modificado de Sun et al., 2012). 
 
− Feruloilesterasas de Aspergillus 
Las feruloilesterasas (FaE) pueden ser encontradas en un gran número de microorganismos (Christov y 
Prior, 1993; de Vries et al., 1997; Donaghy y McKay, 1997; Faulds y Williamson, 1994; Kroon et al., 
1996) cuando crecen en fuentes complejas de carbono como xilano, pectina, salvado de trigo, o 
remolacha de azúcar. Muchas de estas enzimas son activas con oligosacáridos feruliolados obtenidos 
del xilano o de la pectina, pero muestran poca o nula actividad en los complejos poliméricos. Las 
características físicas de éstas enzimas difieren significativamente, con variación en el peso molecular 
entre 11 (Borneman et al., 1991) y 112 kDa (McCrae et al., 1994); el pI varía en un intervalo de 3.3 (de 
Vries et al., 1997) y 7.9 (Faulds y Williamson, 1991). Este grupo de enzimas se ha clasificado en cuatro 
grupos, tipo A, B, C y D; de acuerdo a la actividad que muestran ante sustratos sintéticos y a su similitud 
en la secuencia de aminoácidos con otras enzimas. Las feruloilesterasas tipo A tienen actividad con 
 
 
14 
metilferulato (MFA), metil p-coumarato (MpCA) y metilsinapato (MSA). Estas FaE tienen secuencias de 
aminoácidos en el sitio activo similares a lipasas (de Vries et al., 1997) y son capaces de hidrolizar 
dímeros de ácido ferúlico. Las FaE tipo B son específicas ante MFA, MpCA, metilcafeato (MCA) pero no 
con MSA; estas enzimas no hidrolizan dímeros de ácido ferúlico y su secuencia de aminoácidoses 
similar a la familia acetilxilanoesterasas. Las FaE de tipo C y D tienen actividad en los cuatro sustratos 
hidroxicinámicos; pero las enzimas tipo C no liberan dímeros de ácido ferúlico mientras que las de tipo 
D sí lo hacen. Las FaE tipo C tienen secuencias similares a la clorogenatoesterasas mientras que las 
enzimas tipo D tienen secuencia similar a las xilanoesterasas. Se han descrito varias estructuras 
tridimensionales para éstas enzimas (Wong, 2005). Estudios más detallados se han llevado a cabo en 
Aspergillus niger, organismo en el que se han identificado dos feruloilesterasas, FaEA y FaEB, que están 
clasificadas en tipo A y C respectivamente. La capacidad de hidrolizar sustratos naturales y liberar ácido 
ferúlico ha sido enfocada a FaEA, esta actividad ha sido estudiada en pulpa de remolacha de azúcar, 
salvado de trigo, olote de maíz y cáscara de avena (de Vries et al., 1997; de Vries et al., 2002; Faulds y 
Williamson, 1995; Yu et al., 2004). 
 Regulación genética de las enzimas degradadoras de pared celular en 
Aspergillus 
− Represión catabólica por fuente de carbono 
La proteína CreA es la principal responsable del sistema de represión catabólica en Aspergillus (Dowzer 
y Kelly, 1991; Ruijter y Visser, 1997). Se ha reportado que la expresión de lo genes que codifican para 
las enzimas degradadoras de pared celular en Aspergillus está regulada por CreA, es el caso de las 
arabinasas (Ruijter et al., 1997), varias endoxilanasas (Fernández-Espinar et al., 1994; Pérez-González 
et al., 1998; Pinaga et al., 1994; Ruijter et al., 1997) así como -xilosidasas (Kumar y Ramon, 1996); 
arabinoxilano-arabinofuranohidrolasas (Gielkens et al., 1997) y feruloilesterasas (de Vries y Visser, 
1999). 
 CreA es una proteína con estructura de dedos de zinc que se une a sitios específicos de un amplio 
número de genes (Kulmburg et al., 1993). En presencia de sustratos fácilmente metabolizables, como 
glucosa o fructosa, CreA inhibe o disminuye la expresión de genes blanco. El gen creA se expresa 
fuertemente cuando se agregan fuentes de carbono monoméricas fácilmente asimilables al medio de 
cultivo y, por otra parte, la proteína CreA rápidamente inhibe la expresión de su propio gen (Strauss et 
al., 1999). 
− Expresión de genes dependiente de pH 
Al igual que CreA en represión catabólica, PacC es la principal proteína involucrada en regulación 
genética regulada por pH en Aspergillus. A pH alcalino PacC activa genes que son reprimidos a pH 
 
 
15 
ácido, por lo que PacC tiene funciones duales (Tilburn et al., 1995). En condiciones alcalinas PacC se 
activa mediante proteólisis en la región C-terminal, lo cual le permite unirse a sitios clave en el promotor 
de los genes blanco. Específicamente la regulación genética por pH de las enzimas que degradan la 
pared celular de plantas, no ha sido estudiada a detalle, sin embargo, se han obtenido indicios de una 
expresión dependiente de pH en los sistemas xilanolítico y pectinolítico (Kojima et al., 1999; Gielkens et 
al., 1999; MacCabe et al., 1998; Pérez-González et al., 1998; Stewart y Parry, 1981). 
− Regulación genética de las xilanasas. 
Se ha reportado que las enzimas que degradan el xilano en Aspergillus se producen cuando el hongo 
se desarrolla en medio con xilosa, xilano, y otros sustratos complejos que los contengan. Estas enzimas 
no pueden encontrarse cuando el hongo se desarrolla en medio con diferentes fuentes de carbono 
monoméricas como glucosa o galactosa, o en fuentes poliméricas como celulosa o pectina. Esto sugiere 
que los genes que codifican para estas enzimas están controlados por un sistema de regulación general. 
Varios genes que codifican para enzimas del sistema xilanolítico se han estudiado con respecto a 
inducción o represión, en todos estos estudios se señala la expresión de estos genes en presencia de 
xilosa, xilobiosa o xilano (de Graaf et al., 1994; Fernández-Espinar et al., 1994; Kumar y Ramón, 1996; 
van Peij et al., 1997; Gielkens et al., 1997; Pérez-González et al., 1998). A su vez, la expresión de estos 
genes se reprime en presencia de glucosa. En Aspergillus niger se ha aislado un gen que codifica para 
un activador transcripcional denominado XlnR (van Peij et al., 1998a, van Peij et al., 1998b); La 
caracterización de esta proteína demostró que es responsable de la expresión de los genes que 
codifican para enzimas degradadoras del xilano, arabinano y celulosa. Los genes que codifican para dos 
endoxilanasas (xlnB y xlnC), una -xilosidasa (xlnD), una arabinoxilano-arabinofuranohidrolasa (axhA), 
una acetilxilanoesterasa (axeA), una -glucoronidasa (aguA), una feruloilesterasa (faeA) y dos 
endoglucanasas (eglA y eglB) están regulados por XlnR. Por otra parte, genes que codifican para -
arabinofuranosidasa (abfB) -glucosidasa (bglA) no son regulados por esta proteína. La expresión de 
genes (hemi) celulolíticos mediados por XlnR resulta en la liberación de arabinosa, celobiosa, ácido 
ferúlico, galactosa, monómeros que pueden estar involucrados en la expresión específica de otros 
genes. 
− Expresión específica de faeA 
El gen codificante de feruloilesterasas tipo A de Aspergillus niger, faeA, ha sido clonado y se ha 
estudiado su inducción (de Vries et al., 1997). Se han detectado altos niveles de actividad de 
feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos de cultivos que contenían arabinoxilanos de salvado de 
trigo; por otra parte, se detectaron bajos niveles de actividad de FaEA cuando Aspergillus niger se cultivó 
con pectina (de Vries y Visser, 1999). La adición de ácido ferúlico al medio de cultivo preparado con 
 
 
16 
olote de maíz incrementa los niveles de expresión de FaEA, resultando una mayor actividad de 
feruloilesterasas en los filtrados enzimáticos (Faulds et al., 1997). 
El gen faeA se expresa en presencia de compuestos aromáticos con los siguientes sustituyentes: grupo 
metoxilo en C-3, grupo hidroxilo en C-4, y la posición C-5 sin sustituyente. El sustituyente en posición C-
1 es menos importante para la inducción de este gen especifico. Este gen es controlado, por lo menos, 
por tres sistemas regulatorios; faeA es coexpresado con otros genes involucrados en la degradación de 
xilano y está regulado por el activador transcripcional XlnR (Figura 6). Adicionalmente, este gen se regula 
por represión catabólica mediada por CreA (de Vries y Visser, 1999), y se induce por la presencia de 
ácido ferúlico en el medio de cultivo (Faulds y Williamson 1999). 
 
Figura 6. Esquema de la regulación genética de faeA (Modificado de de Vries y Visser, 2001). 
 Aplicaciones de xilanasas y feruloilesterasas de Aspergillus 
− Aplicaciones de las xilanasas 
La heterogeneidad y complejidad del xilano han dado lugar a una amplia gama de xilanasas, las cuales 
difieren en sus propiedades fisicoquímicas, estructura, mecanismo de acción y especificidad de sustrato 
(Collins et al., 2005). Debido a que los enlaces entre xilosas no son igualmente accesibles, es necesaria 
la producción de un sistema enzimático con funciones especializadas para mejorar la degradación del 
xilano (Wong et al., 1988). Las potenciales aplicaciones de las xilanasas incluyen la bioconversión de 
materiales lignocelulósicos, así como desechos agroindustriales a productos fermentativos, la 
clarificación de jugos, la mejora de la consictencia de la cerveza y de la digestibilidad de alimento para 
animales (Wong et al., 1998). Una de las aplicaciones biotecnológicas más importantes de estas 
 
 
17 
enzimas es el blanqueamiento de la pulpa de celulosa (Viikari et al., 1994). Las xilanasas también 
pueden emplearse en los procesos para la obtención del rayón, celofán y varios productos químicos 
como ésteres de celulosa (acetatos, nitratos, propionatos y butiratos) y éteres de celulosa 
(carboximetilcelulosa, metilcelulosa y etilcelulosa) todas obtenidas por la disolución de la pulpa y fibras 
purificadas de otros carbohidratos(Subramaniyan y Prema, 2002). Se ha demostrado que el uso de 
enzimas xilanolíticas incrementa el brillo de la pulpa y se reduce la cantidad de químicos utilizados para 
el blanqueo (Madlala et al., 2001). Chipeta et al., 2005 evaluaron prepraciones de xilanasa cruda de 
Aspergillus oryzae NRRL 3485 y Aspergillus phoenicis ATCC 13157 y encontraron que utilizando 10 U/g 
de pulpa se puede reducr un 30% la cantidad de dióxido de cloro utilizado para blanquear la pulpa sin 
comprometer su brillo. Las xilanasas también pueden mejorar la extracción de café, aceites vegetales y 
almidón (Wong y Saddler, 1993). La xilosa resultante de la despolimerización del xilano se puede 
convertir en xilitol, un edulcorante valioso que tiene aplicaciones tanto en industrias faraceúticas como 
alimenticias (Sirisansaneeyakul, 1995; Parajó et al., 1998; Soleimani et al., 2006). 
− Aplicaciones de las feruloilesterasas 
Se ha observado un incremento en el interés por la producción de feruloilesterasas debido a sus amplias 
aplicaciones biotecnológicas, en la industria alimenticia y farmacéutica, en el 2007 se reportó que la 
cantidad de investigaciones impulsadas por el interés en feruloilesterasas aumentó dramáticamente 
desde 1990 (Fazary y Ju, 2007). Este aumento se debe al gran número de aplicaciones potenciales en 
muchos procesos biotecnológicos, en la industria de combustibles (Tabka et al., 2006); alimentos, salud 
y cosméticos (Kroon y Williamson, 1999); textiles y ropa; pasta de papel (Bajpai 1999; Mayer y Staples, 
2002); alimentación y agricultura. También en sus posibles aplicaciones en la obtención de ácido ferúlico 
a partir de residuos agroindustriales como los producidos por la molienda de cereales, la pulpa del café 
y de la remolacha azucarera (Bonnin, et al., 2002; Benoit et al., 2006). El ácido ferúlico tiene un potente 
efecto antioxidante (Chen y Ho, 1997; Kikuzaky et al., 2002) y antiinflamatorio (Murakami et al., 2002) 
que es ampliamente utilizado en la industria cosmética (Shaku et al., 1987; Egawa et al., 1990) y 
famaceútica, además es un precursor de la vainillina y su acceso a través de métodos biotecnológicos 
es crucial en la búsqueda de la vainillina natural (Priefert et al., 2001). Tambien se ha utilizado como 
conservador de alimentos utilizando su capacidad antimicrobiana (García et al., 1998a; García et al., 
1998b). Aparte de ser explotadas como hidrolasas, se ha demostrado que las feruloilesterasas son un 
buen catalizador en la síntesis de ésteres fenólicos de azúcar (Mathew y Abraham, 2004; Topakas et 
al., 2004; Topakas y Christakopoulos, 2004) y también podrían ser utilizadas para activar polímeros de 
azúcar mediante la adición de derivados fenólicos en los biopolímeros naturales. 
 
 
18 
 Uso del nejayote para la producción de xilanasas y feruloilesterasas 
El proceso de elaboración de masa para la producción de tortillas a partir de maíz no ha sido modificado 
desde su implementación artesanal hace aproximadamente unos tres mil años. Este proceso, llamado 
nixtamalización, consiste en colocar los granos de maíz en una solución alcalina de hidróxido de calcio 
a una temperatura cercana al punto de ebullición. Tras la cocción, el maíz se deja inmerso en el caldo 
por un tiempo. La duración del tiempo de cocción y remojo del maíz varía según el tipo de maíz, las 
tradiciones locales y el tipo de alimentos a preparar. Al término de la cocción se obtiene un caldo alcalino, 
conocido como nejayote, que contiene altas cantidades de sólidos solubles e insolubles; Pflugfelder et 
al., (1988) reportan que aproximadamente el 50% de los sólidos contenidos en el nejayote son insolubles 
y están compuestos por polisacáridos no amiláceos como el arabinoxilano en un 64%, por almidón en 
un 20% y proteína en un 1.4%. El otro 50% comprende sólidos solubles como proteínas, azúcares, 
vitaminas y fitoquímicos ricos en fenólicos y carotenoides. Generalmente este caldo de cocción es 
desechado al drenaje por los pequeños molinos productores de nixtamal, mientras que las grandes 
empresas sólo tratan este efluente por métodos aerobios y anaeróbicos con el objetivo de disminuir la 
demanda biológica de oxigeno (DBO) y la demanda química de oxígeno (DQO) para su posterior 
desecho (Gutiérrez-Uribe et al., 2010). 
Basado en que los caldos de la nixtamalización se reutilizan tres veces como máximo, un estudio reveló 
que en México se generan mensualmente alrededor de 1.2 millones de m3 (Salmerón-Alcocer et al., 
2003). Este efluente es una de las aguas residuales más difíciles de tratar porque tienen un pH10, y 
por lo menos el 80% del hidróxido de calcio utilizado al principio de la cocción, con DBO de 2.69 mg O2/L 
(Velasco-Martínez et al., 1997) y DQO de 10,200-20,000 mg/L (Jackson et al., 1988) se clasifica como 
un contaminante severo. La mayoría de los componentes orgánicos del nejayote provienen de los 
polisacáridos del pericarpio y la aleurona de grano de maíz que es donde se encuentran considerables 
cantidades de ácido ferúlico conjugado a la pared celular (Pflugfelder et al, 1988). Debido al proceso de 
hidrólisis alcalina a la que son sometidos durante la nixtamalización, el ácido ferúlico se libera 
ligeramente y los arabinoxilanos feruloilados son degradados parcialmente, ampliando la posibilidad de 
acceder al ácido ferúlico que contienen. En la fracción soluble del nejayote, se pueden encontrar hasta 
1.6 mg/g de ácido ferúlico libre, 1.9 mg/g en oligómeros feruloilados de arabinoxilano y hasta 35.4 mg/g 
de ácido ferúlico en la fracción insoluble del nejayote (Gutiérrez-Uribe et al., 2010), haciendo de este 
desecho, una opción ideal para producir xilanasas y feruloilesterasas por hongos del género Aspergillus. 
 
 
 
19 
Capítulo 4 
 
DEFINICIÓN DEL PROBLEMA 
 
En México la nixtamalización es un proceso artesanal e industrial requerido para la elaboración de 
múltiples alimentos a base de maíz, por lo que en nuestro país se generan diariamente cantidades 
importantes del caldo de cocción residual de nixtamalización llamado nejayote. 
Debido a la composición y propiedades de este desecho, puede ser utilizado como medio de cultivo para 
Aspergillus en la producción de enzimas degradadoras de pared celular, específicamente xilanasas y 
feruloilesterasas, que son de carácter inducible y requieren la presencia de ciertos compuestos para su 
obtención. 
El grupo de Fisiología de Hongos Filamentosos de la Facultad de Química de la Universidad Nacional 
Autónoma de México cuenta con un cepario de diferentes especies de Aspergillus que han sido aisladas 
de diferentes fuentes naturales. En este trabajo se evaluaron algunas cepas autóctonas del género 
Aspergillus tomadas del cepario del grupo de trabajo. La ventaja del uso de estas cepas está en la 
versatilidad metabólica que pueden presentar debido a las condiciones de desarrollo de las que fueron 
aisladas, por lo anterior, la selección de cepas productoras de xilanasas que muestren tolerancia al ácido 
ferúlico y que sean capaces de degradar etilferulato y asimilar ácido ferúlico como única fuente de 
carbono, así como el acondicionamiento del nejayote para ser utilizado como medio de cultivo serán 
determinantes para producir xilanasas y feruloilesterasas. Estas enzimas podrán ser utilizadas para la 
degradación de pared celular y la obtención de ácido ferúlico de ciertos desechos agroindustriales. 
 
 
 
20 
Capítulo 5 
 
HIPÓTESIS 
 
Si la producción de xilanasas y feruloilesterasas depende de la presencia de xilano y ácido ferúlico en 
el medio; y el nejayote contiene arabinoxilanos y ácidos hidroxicinámicos en solución, entonces al utilizar 
este residuo industrial como medio de cultivo se inducirá la síntesis de estas hidrolasas en cepas 
autóctonas de Aspergillus. 
 
OBJETIVOS 
 Objetivo general 
Producir xilanasas y feruloilesterasas utilizando nejayote en el medio de cultivo para hongos del género 
Aspergillus. Objetivos Particulares 
o Seleccionar la cepa de Aspergillus productora de xilanasas y feruloilesterasas utilizando salvado de 
trigo como fuente de carbono. 
o Diseñar un medio de cultivo utilizando nejayote. 
o Comparar la producción de xilanasas y feruloilesterasas de la cepa seleccionada con cepas de 
colección. 
o Identificar las enzimas obtenidas mediante espectrometría de masas. 
 
ESTRATEGIA EXPERIMENTAL 
 Selección de la cepa de Aspergillus 
 Recuperar las cepas del género Aspergillus del cepario del Grupo de Fisiología de Hongos 
Filamentosos de la Facultad de Química. 
 Evaluar el posible efecto tóxico del ácido ferúlico o etilferulato en el desarrollo de las cepas en 
medio sólido. 
 Explorar qué cepas son aptas para crecer en ácido ferúlico o etilferulato como única fuente de 
carbono en medio sólido. 
 Determinar el efecto de inducción en la producción de feruloilesterasas por la presencia de ácido 
ferúlico en medio de cultivo. 
 
 
21 
 
 Diseño del medio de cultivo utilizando nejayote. 
 Explorar la presencia de ácido ferúlico en el nejayote. 
 Determinar el crecimiento de las cepas de Aspergillus en medio sólido con nejayote. 
 Comparar la producción de xilanasas y feruloilesterasas en medio líquido con nejayote y/o 
salvado de trigo. 
 Examinar el efecto del pH inicial del medio de cultivo en la producción de enzimas de interés. 
 Indagar el efecto de la fuente de nitrógeno en la producción de enzimas de interés. 
 
 Comparación de la producción enzimática con cepas de colección. 
 Contrastar el crecimiento en medio sólido con nejayote de dos cepas de colección con la cepa 
seleccionada. 
 Comparar la producción de xilanasas y feruloilesterasas en medio líquido de dos cepas de 
colección con la cepa seleccionada. 
 
 Identificación de las enzimas producidas 
 Obtener un concentrado de xilanasas y feruloilesterasas. 
 Purificar parcialmente el concentrado enzimático mediante cromatografía de intercambio iónico. 
 Identificar las enzimas de interés por medio de espectrometría de masas. 
 
 
 
22 
Capítulo 6 
 
MATERIALES Y MÉTODOS 
 Microorganismos 
Se utilizaron once cepas de Aspergillus: cinco cepas de colección y seis cepas autóctonas de México 
pertenecientes al Grupo de Fisiología de Hongos Filamentosos con la denominación FP (Fungal 
Physiology) que han sido identificadas por su morfología macroscópica y microscópicas en medios 
específicos y algunas cepas por técnicas moleculares. Se enlistan en la Tabla 1. 
Tabla 1. Cepas del género Aspergillus utilizadas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
*Identificadas por técnicas moleculares. 
Las cepas resguardadas por liofilización en cristales de sílica, fueron recuperadas depositando tres 
cristales de sílica en placas de medio mínimo (NaNO3 0.6%, KH2PO4 0.15%, KCl 0.05%, MgSO4 0.05%), 
glucosa al 1% y extracto de levadura al 0.3%; se incubaron a 37°C durante 96 h. Posteiormente se 
inocularon por estriado en agar papa dextrosa (PDA), para seleccionar colonias. Para mantener las 
cepas viables, se inocularon placas y se incubaron a 37°C durante 72 h después se conservaron en 
refrigeración a 4°C, este proceso se repitió cada 6-8 semanas. 
 
Clave Familia Procedencia 
FP120* A. flavus Cepario del grupo FP 
FP160 A. niger Cepario del grupo FP 
FP250 A. niger Cepario del grupo FP 
FP290 A. niger Cepario del grupo FP 
FP500* A. flavipes Cepario del grupo FP 
FP700 A. terreus Cepario del grupo FP 
NRRL502 A. parasiticus Northen Research Regional Laboratories, USA 
NRRL334 A. niger Northen Research Regional Laboratories, USA 
NRRL3112 A. awamori Northen Research Regional Laboratories, USA 
N402 A. niger CBS, The Netherlands 
CBS172.66 A. aculeatus CBS, The Netherlands 
 
 
23 
− Cultivo de los microorganismos 
Las cepas de Aspergillus se propagaron en PDA por el método de siembra masiva, para lo cual se tomó 
una pequeña cantidad de cultivo con asa micológica estéril y se inoculó en el centro de la placa 
presionando ligeramente el asa sobre el agar. Posteriormente con un asa de Drigalsky se extendió en 
todo el medio. Las cajas se incubaron a 37°C durante 72 h. 
− Siembra por picadura central 
Las cepas de Aspergillus se propagaron en PDA por el método de siembra masiva, posteriormente se 
sembró por picadura en el centro de una placa de PDA. Las placas se incubaron a 37°C y se tomó 
registro fotográfico a los 4 y 7 días de incubación. 
− Preparación del inóculo: suspensión de esporas 
Para la obtención de la suspensión de esporas se utilizaron placas de PDA inoculadas con las diferentes 
cepas e incubadas por lo menos 72 h a 37°C; las esporas fueron liberadas mecánicamente mediante un 
raspado superficial con asa de Drigalsky estéril. Posteriormente fueron recuperadas con 10 mL de 
solución salina isotónica (NaCl 0.9%, Tween 80 0.005%) estéril. Dicha suspensión se centrifugó durante 
5 min a 3350 g, el sobrenadante se desechó con el fin de eliminar el micelio presente. Las esporas se 
resuspendieron nuevamente en 10 mL de solución salina isotónica mediante agitación. Este lavado se 
realizó en condiciones asépticas cuantas veces fue necesario hasta obtener un sobrenadante 
transparente. Finalizando este proceso, las esporas se resuspendieron en 5 mL de solución salina 
isotónica estéril y se agitó por 2 min en vortex a máxima velocidad. La determinación de concentración 
de esporas se realizó mediante el método de conteo directo con cámara de Newbauer, para ello se 
realizó una dilución 1:50 de la suspensión original. A partir de la dilución se colocaron 10 L en la cámara, 
se ajustó el microscopio a 40x y se procedió al conteo. Se contaron las esporas contenidas en 16 cuadros 
que conforman uno de los cuatro cuadrantes. La concentración de esporas de la solución de calculó de 
la siguiente manera: 
𝑒𝑠𝑝𝑜𝑟𝑎𝑠
𝑚𝐿
= (#𝑒𝑠𝑝𝑜𝑟𝑎𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑎𝑠)(4 𝑐𝑢𝑎𝑑𝑟𝑎𝑛𝑡𝑒𝑠)(2500 𝑓𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑐á𝑚𝑎𝑟𝑎)(50 𝑑𝑖𝑙𝑢𝑐𝑖ó𝑛) 
 Determinación del crecimiento de diferentes cepas de Aspergillus en 
medio sólido 
− En presencia de ácido ferúlico y etilferulato 
Se utilizaron placas con 30 mL de medio mínimo con glucosa al 1% y ácido ferúlico al 0.1% y placas con 
30 ml de medio mínimo con glucosa al 1% y etilferulato al 0.05%. Se inocularon con 2 L de suspensión 
de esporas de cada cepa utilizada y diluida a 5000 esporas/L y se incubaron a 37°C. Se realizó registro 
 
 
24 
fotográfico a diferentes tiempos de incubación. Como control se utilizaron placas con 30 mL de medio 
mínimo y glucosa al 1%. 
− Uso de ácido ferúlico y etilferulato como única fuente de carbono. 
Se utilizaron placas con 30 mL de medio mínimo con ácido ferúlico al 0.1% y placas con 30 mL de medio 
mínimo con etilferulato al 0.05%. Se inocularon con 2 L de suspensión de esporas de cada cepa 
utilizada diluida a 5000 esporas/L y se incubaron a 37°C. Se realizó registro fotográfico a diferentes 
tiempos de incubación. Como control se utilizaron placas con 30 mL de medio mínimo y glucosa al 1%. 
 Determinación de crecimiento de diferentes cepas de Aspergillus en 
nejayote. 
Se utilizaron placas con 30 mL de medio, preparadas con nejayote al 25, 50, 75 y 100%; cuyo pH fue de 
4, 5, 6, 7 y 8, ajustado con H2SO4 al 5%. Posteriormente las placas se inoculaon como se describió 
previamente. Se realizó registro fotográfico a diferentes tiempos de incubación. 
 Determinación de sólidos sedimentables del nejayote 
Para determinar los sólidos sedimentables del nejayote se ajustó el pH con H2SO4 al 5% a los valores 
de 12.7, 8, 7, 6, 5 y 4. Se tomaron 50 g de nejayote homogenizado y se centrifugaron a 3350g durante 
15 min. El botón obtenido se colocó en papel aluminio y se almacenó a 60°C hasta obtener un peso 
constante. Las pruebas se hicieron por triplicado. 
 Producción de las enzimas en medio líquido 
Las fermentaciones en medio líquido se realizaron en matraces Erlenmeyer de 500 mL con 100 mL de 
mediode cultivo elaborado con 100 mL de medio mínimo y fuente de carbono al 1%; el medio se inoculó 
con el volumen necesario de suspensión de esporas para tener una concentración final de 1 x 106 
esporas/mL de Aspergillus. Los matraces se incubaron a 36°C a 300 rpm. Se tomó alícuota del medio 
de cultivo a 0, 24, 48, y 72 h y se utilizaron filtros de nylon con poro de 0.22 m para obtener filtrados 
enzimáticos libres de células. Las pruebas se realizaron al menos por duplicado. 
 Determinación de azúcares reductores 
Los azúcares reductores se determinaron usando el método de Miller, 1959. En tubos de ensayo de 
16x150 mm se adicionaron 0.1 mL del filtrado libre de células, se diluyeron con 0.9 mL de agua destilada 
y se agregó 1 mL de solución DNS (NaOH 1.4%, ácido 3,5-dinitrosalicílico 0.75%, tartrato de sodio y 
potasio 10%, fenol 0.54%, metabisulfito de sodio 0.59%). El tubo con la mezcla se colocó en baño María 
a ebullición durante 5 min. Posteriormente el tubo se enfrió adicionando 5 mL de agua destilada a 
temperatura ambiente, se determinó la absorbancia a una longitud de onda de 575 nm. La concentración 
de los azucares se calculó utilizando una curva estándar de xilosa. 
 
 
25 
 Determinación de actividades enzimáticas en filtrados enzimáticos 
− Actividad de xilanasas 
La actividad xilanolítica se determinó por la cuantificación de grupos reductores liberados por la actividad 
enzimática. En tubos de 16x150 mm se adicionaron 0.5 mL de una solución de xilano de abedul 1% en 
agua destilada y 0.4 mL de solución amortiguadora de acetatos 100 Mm pH 5, la reacción enzimática se 
inició agregando 0.1 mL del filtrado enzimático libre de células y se incubaron durante 20 min a 50°C. 
La reacción se detuvo adicionando 1 mL de solución DNS y se determinaron los azúcares reductores 
producidos por la degradación del xilano. En el blanco, el filtrado libre de células se agregó después de 
adicionar la solución DNS. La actividad se expresó en unidades definidas como la cantidad de enzima 
necesaria para hidrolizar 1 mol de xilosa en las condiciones de ensayo. Las pruebas se realizaron al 
menos por duplicado. 
− Actividad de feruloilesterasas por medio de la degradación de 
etilferulato en gel 
La actividad de feruloilesterasas se determinó por la medición de halos de degradación producidos por 
la actividad enzimática en un gel de 1 mm de grosor preparado con una solución amortiguadora de 
acetatos 100 mM pH 5, 1.5% agar bacteriológico y etilferulato 0.1%. Se formaron pozos de 7.4 mm de 
diámetro en los que se colocaron 15 L de filtrado enzimático libre de células; se incubó de 6 a 12 h a 
37°C en cámara húmeda para observar la difusión y degradación de etilferulato. Finalmente se midieron 
los halos de degradación formados. La actividad se expresó en unidades definidas como la cantidad de 
enzima que hidroliza 1 mm de etilferulato en las condiciones de ensayo. Las pruebas se realizaron al 
menos por duplicado. 
 Determinación de ácido ferúlico por cromatografía en capa fina 
La determinación de ácido ferúlico en el medio se realizó por la metodología de cromatografía en capa 
fina (Sharma et al., 1998). Se utilizó una placa de sílica gel 60F254 soportada en aluminio, de 7 cm de 
ancho y 10 cm de alto. Las muestras se colocaron en la parte inferior a 1 cm del borde de la placa y se 
pusieron en contacto con 10 mL del eluyente hexano: acetato de etilo: ácido fórmico (40:60:1) en una 
cámara cromatográfica de 7.4 cm de diámetro. Después de 30 minutos, la placa se observó bajo luz 
ultravioleta y posteriormente se reveló con una solución de sulfato cérico o DPPH. 
 Concentración de filtrado enzimático por ultrafiltración. 
El filtrado enzimático obtenido se concentró 10 veces utilizando una celda de ultrafiltración Amicon 
empleando una membrana de 10 kDa y una presión de 40 psi con gas inerte (N2). Antes de descartar el 
residuo se determinó la actividad de xilanasas y feruloilesterasas para asegurar que las enzimas de 
interés se hayan retenido en la cámara. 
 
 
26 
 Concentración por precipitación con sulfato de amonio y liofilización. 
La muestra a concentrar fue saturada con sulfato de amonio hasta una concentración del 80% para 
precipitar las proteínas. Se agitó la muestra durante 20 min y se dejó sedimentar durante 24 h a 4°C. La 
suspensión se centrifugó a 3350 g durante 20 min y se desechó el sobrenadante, el botón obtenido se 
resuspendió en la décima parte de su volumen original. Este concentrado se dializó contra agua de la 
tubería municipal durante 30 min. Posteriormente se dializó 2 veces contra agua destilada durante 30 
min. Se tomó el total del volumen previamente dializado y se congeló a -70 °C, se liofilizó a 5x10-3 mbar 
y -50 °C por 48 h. El sólido obtenido se resuspendió en una décima parte del volumen inicial con una 
solución amortiguadora TRIS 1.2% pH 7.5. 
 Purificación de las enzimas producidas 
La purificación de enzimas se realizó utilizando cromatografía de intercambio iónico con columna 
UNOsphereTM Q pH6.0 en quipo Biologic LP Chromatography System. Se equilibró la columna con 
solución amortiguadora de fosfatos 100 mM pH 6 a un flujo de 1 mL/min, se alimentó 1 mL de la muestra 
concentrada 100X y se tomó registro durante 30 min. Posteriormente se alimentó NaCl 1M en gradiente 
de 0 a 50% durante 45 min para eluir la proteína y finalmente se alimentó con NaCl 1M a 100% durante 
45 min para eluir las proteínas remanentes. Se recolectaron un total de 45 fracciones de 3 mL cada una, 
además se determinó la cantidad de proteína, la actividad de xilanasas y feruloilesterasas presente en 
cada una para la obtención de un cromatograma. A todas las soluciones utilizadas en este procedimiento 
se les extrajo el aire. 
 Pretratamiento de las fracciones enzimáticas provenientes de la 
cromatografía para electroforesis SDS-PAGE. 
Las fracciones seleccionadas fueron dializadas contra agua destilada durante 1 h. Posteriormente se 
dializaron contra solución amortiguadora TRIS 1.2% pH 7.5, dos ciclos de 1 h cada uno. Las fracciones 
se liofilizaron como se describió anteriormente y los sólidos obtenidos se resuspendieron en 50 l de 
solución amortiguadora TRIZMA-BASE 0.025 M, glicina 0.192 M, SDS 1% pH 8.3. 
 Electroforesis desnaturalizante en geles de poliacrilamida: SDS-PAGE 
Se prepararon geles de poliacrilamida 12% de 8x8 cm con SDS para usarlos en condiciones 
desnaturalizantes. Se tomaron 5 L de muestra a la cual se adicionó un volumen equivalente de solución 
amortiguadora TRIS 250 mM, SDS 8%, glicerol 40%, 2--mercaptoetanol 20%, azul de bromofenol 
0.01%, pH 6.8. La electroforesis se desarrolló a intensidad de corriente constante (15 mAmp/gel) con 
duración aproximada de 1.5 h a través de una unidad de geles verticales de 1.0 mm de grosor Mini-
PROTEAN Tetra Cell (BIO-RAD Laboratories, Inc.); posteriormente los geles se tiñeron en una solución 
 
 
27 
de azul de Coomasie R-250 0.125%, metanol 50%, ácido acético 10%, durante 1 h con agitación suave 
para teñir la proteína; después los geles se destiñeron con solución de ácido acético 10%. 
 Identificación por espectrometría de masas. 
La identificación de proteínas por espectrometría de masas se realizó en el laboratorio universitario de 
proteómica IBT/UNAM, servicios de identificación, caracterización estructural y cuantificación de 
proteínas a través de la Espectrometría de Masas de alta resolución. 
Las muestras fueron previamente reducidas con ditiotreitol, alquiladas con iodoacetamida (obtenida con 
Sigma-Aldrich) digeridas “in gel” con tripsina (Promega Sequencing Grade Modified Trypsin). Los 
péptidos resultantes fueron aplicados en un sistema LC-MS bomba de nanoflujo EASY-nLC II (Thermo-
Ficher Co. San Jose, CA) acoplado a un espectrómetro de masas LTQ-Orbitrap Velos (Thermo-Ficher 
Co., San Jose, CA) con sistema de ionización tipo nano-electrospray (ESI). La calibración del 
espectrómetro se realizócon una solución Calmix (N-butilamina, cafeína, Met-Arg-Phe-Ala (MRFA)) y 
Ultramark 1621. En el sistema de cromatografía de líquidos se utilizó un sistema gradiente de 10-80% 
de agua/acetonitrilo con 0.1% de ácido fórmico, en 120 minutos utilizando una columna capilar (ID 0.75 
µm y 10cm largo RP-C18). El flujo del sistema LC fue de 300 nL/min. Para la fragmentación de los 
péptidos se utilizaron los métodos de CID (Collision-Induced Dissociation) y HCD (High energy Collision 
Dissociation) donde solamente los iones con carga 2+, 3+ y 4+ fueron seleccionados para los eventos de 
fragmentación. Fueron desconsiderados los iones con cargas 1+, superiores a 5+ y de cargas indefinidas. 
Todos los espectros fueron adquiridos en modo de detección positivo. La ejecución y captura de los 
datos de fragmentación fueron realizados de forma dependiente del escaneo total de iones según las 
cargas pre-determinadas con un ancho de aislamiento de 3.0 (m/z), energía de colisión normalizada de 
35 unidades arbitrarias, activación Q de 0.250, tiempo de activación de 10 milisegundos y tiempo máximo 
de inyección de 10 milisegundos por micro-escaneo. Durante la captura automática de los datos se utilizó 
la exclusión dinámica de iones: (i) lista de exclusión de 400 iones, (ii) tiempo de pre-exclusión de 30 
segundos y (iii) tiempo de exclusión de 300 segundos. Los datos espectrométricos fueron sometidos a 
la búsqueda restringida contra PDB de UniProt de Aspergillus en el Proteome Discoverer1.4. 
 
 
 
 
28 
Capítulo 7 
 
RESULTADOS Y DISCUSIÓN 
 Selección de la cepa de Aspergillus 
− Recuperación de cepas del género Aspergillus 
Fue importante verificar las características morfológicas macroscópicas de las cepas evaluadas, con la 
finalidad de verificar el registro del resguardo y asegurar la activación metabólica del hongo. 
Tabla 2. Características macroscópicas de las cepas del género Aspergillus recuperadas del cepario del Grupo de Fisiología 
de Hongos Filamentosos de la Facultad de Química UNAM y cepas de colección. Medio PDA, incubación de 6 días a 37°C. 
Cepa Observaciones 
Registro 
fotográfico 
FP120 
A. flavus 
Desarrollo miceliar denso y aéreo en la parte central, 
crecimiento radial color verde oliváceo en la parte 
central y verde amarillento en la periferia, circunferencia 
blanca y filamentosa, textura aterciopelada. 
 
FP160 
A. niger 
Crecimiento ligeramente laxo con hifas aéreas largas, 
abundante esporulación de color negro pardo en la parte 
circundante al micelio central, se observó también un 
halo blanco en la periferia de la colonia. Textura 
algodonosa. 
 
FP250 
A. niger 
Desarrollo compacto con hifas cortas, esporulación color 
negro pardo con ligeras tonalidades cafés en círculos 
concéntricos, halo blanco en la periferia de la colonia. 
 
FP290 
A. niger 
Desarrollo compacto con hifas cortas, esporulación color 
negro pardo con ligeras tonalidades amarillas, halo 
amarillo en la periferia de la colonia. 
 
 
 
29 
Cepa Observaciones 
Registro 
fotográfico 
FP500 
A. flavipes 
Desarrollo compacto con hifas demasiado cortas, escasa 
esporulación color blanco, máximo crecimiento de la 
colonia. 
 
FP700 
A. terreus 
Desarrollo compacto con hifas cortas, colonia color café 
crema en la mayor superficie de la colonia, en blanco, la 
periferia y la parte central, abundante esporulación con 
textura algodonosa. 
 
NRRL502 
A. parasiticus 
Desarrollo miceliar denso y aéreo en la periferia de la 
parte central, crecimiento radial color verde en la parte 
central, circunferencia blanca y filamentosa, textura 
aterciopelada. 
 
NRRL334 
A. niger 
Desarrollo compacto con hifas cortas, la colonia no 
muestra periferia uniforme, esporulación color negro 
pardo, halo blanco en la periferia de la colonia. 
 
 
NRRL3112 
A. awamori 
Desarrollo miceliar compacto, en círculos concéntricos 
con tonalidades en color blanco y café, abundante 
esporulación con hifas cortas, el micelio en la parte 
central desarrolló hifas aéreas largas. 
 
N402 
A. niger 
Desarrollo compacto con hifas cortas, esporulación color 
café con ligeras tonalidades amarillas, halo blanco en la 
periferia de la colonia. 
 
CBS 172.66 
A. aculeatus 
Desarrollo compacto con hifas cortas, crecimiento 
irregular, esporulación escasa en el centro de la colonia 
con tonalidades color gris, el resto del micelio es de color 
blanco crema. 
 
 
 
30 
 
Las cepas de Aspergillus fueron recuperadas exitosamente. Se observaron diferencias morfológicas 
entre las colonias de cepas de diferentes especies, así como entre las colonias de cepas de la misma 
especie, esto elevó la posibilidad de encontrar cepas capaces de producir xilansas y feruloilesterasas 
utilizando nejayote. 
− Efecto tóxico por ácido ferúlico y etilferulato en el medio de cultivo. 
Para la evaluación del posible efecto tóxico del ácido ferúlico se determinó la disminución en el diámetro 
de colonia en las cepas evaluadas en presencia de ácido ferúlico. Los resultados se muestran en la 
Tabla 3. Chipley y Urah, (1980) reportan una disminución del 27% en el crecimiento del micelio para A. 
flavus 3145, sin embargo, al comparar el diámetro de colonia en el medio control con el medio adicionado 
con ácido ferúlico, no se observa un efecto tóxico generalizado. La disminución del diámetro va desde 
el 2% para la cepa de A. niger 402 hasta el 79% de la cepa de A. awamori 3112. 
Tabla 3. Crecimiento de difrentes cepas de Aspergillus en presencia y ausencia de acido ferúlico. 
Cepa de Aspergillus 
Control1 
glu + AF2 
(% disminución) 
AF3 
𝑫𝒈𝒍𝒖 [cm] 𝑫𝒈𝒍𝒖+𝑨𝑭[cm] 𝑫𝑨𝑭[cm] 
A. niger N402 2.07 2.04 (2%) 0.55 
A. flavipes FP500 1.45 1.36 (6%) 1.46 
A. niger FP290 2.53 2.22 (12%) 2.08 
A. terreus FP700 2.65 2.32 (12%) 2.00 
A. niger FP250 3.19 2.75 (14%) 1.19 
A. flavus FP120 3.03 2.43 (20%) 2.54 
A. niger NRRL334 2.89 2.27 (21%) 2.00 
A. niger FP160 3.00 2.12 (29%) 2.17 
A. parasiticus NRRL502 2.91 1.82 (37%) 1.07 
A. awamori NRRL3112 3.26 0.67 (79%) 0.85 
1 medio con glucosa 1% (glu) 3 dias de incubación, 2 glucosa 1% y ácido ferúlico 0.1% (glu+AF) 3 dias de incubación, 3 Acido 
ferúlico 0.1% (AF) como única fuente de carbono: 5 días de incubación. D = diametro de las colonias (cm). Temperatura de 
incubación 37ºC. 
 
 
31 
Por otra parte, se determinó que todas las cepas tienen la capacidad de utilizar el ácido ferúlico como 
única fuente de carbono en el medio de cultivo. El diámetro de las colonias fue menor en todas las cepas 
evaluadas excepto para las cepas A. niger N402 y A. flavipes FP500. El crecimiento fue difuso y se 
detectó esporulación en todas las colonias. El registro fotográfico se encuentra en la sección ANEXO 
(Tabla A1). 
También se determinó la capacidad de las cepas de degradar etilferulato, los resultados de éstas 
pruebas se reportan en la Tabla 4. De todas las cepas evaluadas, sólo cuatro logran degradar el 
compuesto y utilizarlo como fuente de carbno. Cabe señalar que tres de estas cepas tuvieron un aumento 
en el diámetro de colonia en presencia de etilferulato, aunque la coloración de las esporas fue menor. 
Al comparar los diámetros de colonia entre el control y la adición de etilferulato en las demás cepas, se 
observa una disminución en el crecimiento. 
El registro fotográfico se encuentra en la sección ANEXO (Tabla A2). 
Tabla 4. Crecimiento de difrentes cepas de Aspergillus en presencia y ausencia de etilferulato. 
Especie y cepa de 
Aspergillus 
Control1 glu + EF2 EF3 
𝑫𝒈𝒍𝒖 [cm] 𝑫𝒈𝒍𝒖+𝑨𝑭[cm] 𝑫𝑨𝑭[cm] 
A. terreus FP700 2.24 3.38 1.65 
A. niger FP160 2.20 1.37 0.63 
A. flavipes FP500 1.04 1.48 0.54 
A. parasiticus NRRL502 2.24 2.46 0.37 
A. flavus FP120 1.89 0.81 nd 
A. niger FP250 3.88 0.86 nd 
A. niger FP290 2.76 1.29 nd 
A. niger NRRL334 3.25 0.65 nd 
A. awamori NRRL3112 1.96 0.76 nd 
A. niger N402 2.38 1.98 nd 
1 medio con glucosa 1% (glu) 3 dias